ES2825036T3 - Amperometría de decaimiento transitorio - Google Patents

Abstract

Un método para determinar la concentración de un analito en una muestra, que comprende: recibir la muestra en la tira de sensor; formar una especie medible a partir de la reacción de un analito en la muestra con una enzima específica del analito; aplicar una señal eléctrica de entrada a la muestra después de un periodo de incubación de 0,01 segundos a 12 segundos de manera que la especie medible tenga una distribución de la concentración variable al final del periodo de incubación, incluyendo la señal eléctrica de entrada una excitación y una relajación; en respuesta a la aplicación de la señal eléctrica de entrada, medir una señal de corriente de salida que tiene un decaimiento transitorio con una constante de decaimiento mayor que o menor que -0,5; y determinar la concentración de analito de la muestra a partir de al menos la constante de decaimiento de la señal de corriente de salida medida.

Description

DESCRIPCIÓN

Amperometría de decaimiento transitorio

Referencia a solicitudes relacionadas

Se refiere a la solicitud provisional de EE.UU. N° 60/854.060 titulada "Amperometría de decaimiento transitorio" presentada el 24 de octubre de 2006, la solicitud provisional de EE.UU. N° 60/869.557 titulada "Amperometría de decaimiento transitorio" presentada el 11 de diciembre de 2006, y la solicitud provisional de EE.UU. N° 60/869.625 titulada "Amperometría de decaimiento transitorio" presentada el 12 de diciembre de 2006.

Antecedentes

Los biosensores proporcionan un análisis de un fluido biológico, tal como sangre completa, orina o saliva. Típicamente, un biosensor analiza una muestra de fluido biológico para determinar la concentración de uno o más analitos, tales como alcohol, glucosa, ácido úrico, lactato, colesterol o bilirrubina, en el fluido biológico. El análisis es útil en el diagnóstico y tratamiento de anomalías fisiológicas. Por ejemplo, un individuo diabético puede usar un biosensor para determinar el nivel de glucosa en la sangre completa para hacer ajustes en la dieta y/o medicación.

Los biosensores se pueden implementar usando dispositivos de medición de sobremesa, portátiles y similares. Los dispositivos de medición portátiles pueden ser de mano. Los biosensores se pueden diseñar para analizar uno o más analitos y pueden usar diferentes volúmenes de fluidos biológicos. Algunos biosensores pueden analizar una sola gota de sangre completa, por ejemplo, tal como de 0,25 a 15 microlitros (gl) de volumen. Los ejemplos de dispositivos de medición portátiles incluyen los medidores Ascensia Breeze® y Elite® de Bayer Corporation; los biosensores Precision® disponibles de Abbott en Abbott Park, Illinois; biosensores Accucheck® disponibles de Roche en Indianápolis, Indiana; y biosensores OneTouch Ultra® disponibles de Lifescan en Milpitas, California. Ejemplos de dispositivos de medición de sobremesa incluyen el analizador BAS 100B disponible de BAS Instruments en West Lafayette, Indiana; la estación de trabajo electroquímica disponible de CH Instruments en Austin, Texas; otra estación de trabajo electroquímica disponible de Cypress Systems en Lawrence, Kansas; y el instrumento electroquímico EG&G disponible de Princeton Research Instruments en Princeton, Nueva Jersey.

Los biosensores normalmente miden una señal eléctrica para determinar la concentración de analito en una muestra de fluido biológico. El analito típicamente experimenta una oxidación/reducción o reacción redox cuando se aplica una señal de entrada a la muestra. Se puede añadir una enzima o especie similar a la muestra para potenciar la reacción redox. La señal de entrada suele ser una señal eléctrica, tal como una corriente o potencial. La reacción redox genera una señal de salida en respuesta a la señal de entrada. La señal de salida suele ser una señal eléctrica, tal como una corriente o potencial, que se puede medir y correlacionar con la concentración del analito en el fluido biológico.

Muchos biosensores incluyen un dispositivo de medición y una tira de sensor. La tira de sensor se puede adaptar para usar fuera, dentro o parcialmente dentro de un organismo vivo. Cuando se usa fuera de un organismo vivo, se introduce una muestra del fluido biológico en un depósito de muestra en la tira de sensor. La tira de sensor se puede poner en el dispositivo de medición antes, después o durante la introducción de la muestra para el análisis. Cuando está dentro o parcialmente dentro de un organismo vivo, la tira de sensor se puede sumergir continuamente en la muestra o la muestra se puede introducir intermitentemente en la tira. La tira de sensor puede incluir un depósito que aísla parcialmente un volumen de la muestra o que esté abierto a la muestra. De manera similar, la muestra puede fluir continuamente a través de la tira o ser interrumpida para el análisis.

El dispositivo de medición normalmente tiene contactos eléctricos que se conectan con los conductores eléctricos de la tira de sensor. Los conductores eléctricos se conectan típicamente a los electrodos de trabajo, auxiliar y/u otros que se extienden dentro del depósito de muestra. El dispositivo de medición aplica la señal de entrada a través de los contactos eléctricos a los conductores eléctricos de la tira de sensor. Los conductores eléctricos transportan la señal de entrada a través de los electrodos a la muestra presente en el depósito de muestra. La reacción de redox del analito genera una señal de salida en respuesta a la señal de entrada. El dispositivo de medición determina la concentración de analito en respuesta a la señal de salida.

La tira de sensor puede incluir reactivos que reaccionan con el analito en la muestra de fluido biológico. Los reactivos pueden incluir un agente ionizante para facilitar la reacción redox del analito, así como mediadores u otras sustancias que ayudan a transferir electrones entre el analito y el conductor. El agente ionizante puede ser una oxidorreductasa, tal como una enzima específica del analito, que cataliza la oxidación de la glucosa en una muestra de sangre completa. Los reactivos pueden incluir un enlazante que mantiene unidos entre sí la enzima y el mediador.

Muchos biosensores usan métodos amperométricos donde se aplica una señal eléctrica de potencial constante (voltaje) a los conductores eléctricos de la tira de sensor mientras que la señal de salida medida es una corriente. Por lo tanto, en un sistema amperométrico la corriente se puede medir cuando se aplica un potencial constante a través de los electrodos de trabajo y auxiliar de la tira de sensor. Después, la corriente medida se puede usar para determinar la presencia y/o cuantificar el analito en la muestra. La amperometría mide la velocidad a la que la especie medible y, por lo tanto, el analito, se está oxidando o reduciendo en el electrodo de trabajo. Además de los analitos, los sustratos biológicos y los mediadores, por ejemplo, pueden servir como especies medibles.

A medida que aumenta el tiempo durante el cual se aplica la señal de entrada a la tira de sensor, disminuye la velocidad a la que se oxida o reduce la especie medible en el electrodo de trabajo. Por lo tanto, después de un periodo inicial de salida de corriente alta, la corriente registrada de la tira de sensor disminuye a medida que se sigue aplicando la señal de entrada. Esta disminución de la corriente con el tiempo se puede denominar decaimiento electroquímico, y la velocidad de este decaimiento se puede correlacionar con la concentración de especies medibles y, por tanto, el analito, en la muestra. Un decaimiento electroquímico puede ser un decaimiento transitorio o de Cottrell.

El decaimiento electroquímico se puede correlacionar con la concentración de analito en la muestra expresando el decaimiento con una ecuación que describe una recta que relaciona la corriente con el tiempo mediante la función logarítmica natural (In), por ejemplo. Por tanto, la corriente de salida se puede expresar en función del tiempo con un coeficiente exponencial, donde los coeficientes exponenciales negativos indican un proceso de decaimiento. Después de la disminución inicial de la salida de corriente, la velocidad de disminución puede permanecer relativamente constante o continuar fluctuando.

La patente de EE.UU. N° 5.942.102 ("la patente 102") describe la relación entre la corriente de salida medida y el tiempo durante un análisis convencional. Se introduce una señal eléctrica en una tira de sensor aproximadamente 60 segundos después introducir la muestra de sangre completa en la tira. Inicialmente, se observa una corriente que disminuye rápidamente, que es seguida por una salida de corriente relativamente constante o de "estado estacionario" que se genera por la retroalimentación del mediador desde el electrodo auxiliar al de trabajo. La retroalimentación del mediador proporcionada por la corta distancia entre los electrodos da como resultado que la corriente se vuelva sustancialmente independiente del tiempo después de la disminución inicial. En este análisis convencional, la concentración de analito de la muestra se puede determinar a partir de la concentración y el coeficiente de difusión del mediador determinado por: (1) medición de la corriente en función del tiempo; y después (2) estimación de la corriente del estado estacionario.

Aunque el método de análisis descrito en la patente 102 se basa en la parte de estado estacionario del decaimiento de la corriente, la patente de EE.UU. N°. 6.153.069 ("la patente 069") y 6.413.411 ("la patente 411") describen métodos donde la concentración de un mediador, y por lo tanto el analito subyacente, se determina a partir del coeficiente de difusión del mediador. Estos sistemas están configurados para proporcionar una tasa de decaimiento de corriente que se describe por la ecuación de Cottrell.

Las mediciones de corriente demuestran el decaimiento de Cottrell cuando la corriente medida es inversamente proporcional a la raíz cuadrada del tiempo. Las mediciones de corriente con decaimiento de Cottrell se pueden describir por la ecuación de Cottrell dada a continuación como ecuación (1):

donde i es la corriente medida; Cb es la concentración global de las especies electroquímicamente activas en mol/cm3; A es el área del electrodo en cm2; F es la constante de Faraday de 96.500 C/equivalente; n es el número de electrones transferidos en equivalentes/mol; D es el coeficiente de difusión en cm2/s; y t es el tiempo de la reacción electroquímica en segundos. Por lo tanto, la ecuación de Cottrell describe la corriente como una función exponencial del tiempo, que tiene una constante de decaimiento o un coeficiente exponencial de -0,5. Más detalles de la ecuación de Cottrell y las condiciones de contorno requeridas para el comportamiento de Cottrell se pueden encontrar en el capítulo 5, págs.

136-45, de "Electrochemical Methods: Fundamentals and Applications" de Bard y Faulkner (1980).

Un sistema diseñado para operar con un decaimiento de corriente de Cottrell requiere una constante de decaimiento de -0,5. Un sistema electroquímico que demuestra una constante de decaimiento de -0,5 implica que están presentes los requisitos de una corriente de Cottrell, es decir, que el analito se ha convertido completamente en una especie medible y que una distribución de la concentración sustancialmente constante de esta especie medible ocupa el depósito de muestra antes de la medición de corriente. Estos requisitos se describen con más detalle en las patentes 069 y 411.

La columna 4, líneas 39-40 de la patente 411 describe que se usan periodos de incubación iniciales de 15 a 90 segundos, preferiblemente de 20 a 45 segundos, para la prueba de glucosa. Después del periodo de incubación inicial y la aplicación de una única señal de entrada de excitación, se pueden registrar las mediciones de corriente que demuestran el decaimiento de Cottrell de 2 a 30 segundos o preferiblemente de 10 a 20 segundos después de la aplicación de la señal de entrada a la tira de sensor. El requisito de un periodo de incubación inicial más largo también se describe en la fig. 7 de la patente 411, donde se dejaba que la muestra reaccionara en la tira de sensor (incubar) durante 160 segundos antes de la aplicación de la señal de entrada.

Los periodos de incubación más largos necesarios para convertir completamente el analito en la especie medible proporcionan: (1) tiempo para la hidratación de la capa de reactivos que contiene los reactivos; y (2) tiempo para que los reactivos conviertan el analito. Por ejemplo, la columna 4, líneas 36-44 de la patente 411 describe un periodo de incubación de duración suficiente para permitir que la reacción enzimática se complete. Después de este periodo de incubación, donde el analito de glucosa se convierte completamente en una especie medible, el instrumento impone un potencial conocido a través de los electrodos para medir la corriente de difusión limitada resultante (es decir, Cottrell) en momentos específicos durante el decaimiento de la corriente Cottrell resultante. Por tanto, la conversión del analito en la especie medible se completa antes de que se observe el decaimiento de Cottrell. La hidratación completa de la capa de reactivos también se reconoce en la patente 411 como un requisito para el decaimiento de Cottrell. La patente 411 describe que la humectación incompleta del reactivo da como resultado que el sistema no siga el decaimiento de la curva de Cottrell, lo que da como resultado que se obtenga un valor de concentración de analito inexacto.

Además de un periodo de incubación prolongado, el decaimiento de Cottrell también requiere una distribución de la concentración sustancialmente constante de una especie medible en la muestra a medida que aumenta la distancia desde la superficie del electrodo. Se puede lograr una distribución de la concentración sustancialmente constante con: (1) volúmenes de muestra relativamente grandes; y/o (2) una distancia relativamente grande entre electrodos planos enfrentados o electrodos sustancialmente planos y la superficie inferior de la tapa de la tira de sensor. Por ejemplo, la columna 8, línea 40 de la patente 069 describe un electrodo de trabajo que ocupa un depósito de muestra que proporciona un volumen de muestra de 50 pl donde la distancia vertical entre el electrodo de trabajo y la tapa es de 500-2000 pm. En otro ejemplo, a diferencia de los electrodos estrechamente espaciados de la patente 102, la distancia entre los electrodos de trabajo y auxiliar descrita en la columna 7, líneas 62-66 de la patente 411, debe ser al menos 100 micrómetros, y preferiblemente mayor de 100 micrómetros.

Los métodos de análisis convencionales típicamente prolongan el tiempo requerido para analizar las muestras al requerir periodos de incubación, distancias de electrodos y volúmenes de depósito de muestras suficientes para permitir que el sistema tenga el decaimiento de Cottrell. Por consiguiente, existe una necesidad continua de biosensores mejorados; en especial los que determinan más rápidamente la concentración de analito de una muestra y no se basan en la estimación de un valor de corriente en el estado estacionario. También se hace referencia a los documentos US2003/159944A1, WO96/14026A1 y US2005/109637A1. El método de la presente invención supera al menos una de las desventajas asociadas con los biosensores convencionales.

Resumen

La presente invención resuelve el problema proporcionando un método según la reivindicación 1. Las realizaciones preferidas se describen en las reivindicaciones dependientes. La señal de salida no es inversamente proporcional a la raíz cuadrada del tiempo y, por lo tanto, tiene una constante de decaimiento mayor o menor que la constante de decaimiento de un decaimiento de Cottrell. Según la invención, la señal de corriente de salida tiene un decaimiento transitorio con una constante de decaimiento mayor o menor que -0,5.

En un aspecto de la descripción, un método para determinar una concentración de analito en una muestra incluye aplicar una señal de entrada a la muestra después de un periodo de incubación, generar una señal de salida que tiene un decaimiento transitorio en respuesta a una reacción redox de una especie medible; y determinar la concentración de analito a partir de la señal de salida. El analito puede ser glucosa y la muestra se puede introducir en una tira de sensor. El método puede incluir transferir al menos un electrón desde o hacia el analito en la muestra para formar la especie medible, que puede incluir al menos un mediador.

Se describe que la señal de entrada puede incluir al menos dos excitaciones separadas por una relajación, donde las al menos dos excitaciones tienen duraciones de 0,1 a 5 segundos y la duración de la relajación es de al menos 0,1 segundos o al menos 0,5 segundos. Cada duración de excitación y/o relajación puede ser igual o diferente. La duración de una o más de las relajaciones puede ser de 0,1 a 3 segundos. La señal de entrada puede incluir al menos tres excitaciones y al menos dos relajaciones. La señal de entrada puede incluir al menos 2 ciclos de trabajo aplicados en el espacio de 5 segundos.

Se describe que el periodo de incubación puede ser de 0,1 a 8 segundos, de 0,1 a 6 segundos o de 0,5 a 4,75 segundos, por ejemplo. El periodo de incubación y la aplicación de la señal de entrada pueden completarse en como máximo 12, como máximo 6 o como máximo 4 segundos. El decaimiento transitorio puede tener una constante de decaimiento de -0,52 a -1, o de -0,001 a -0,48. El decaimiento transitorio puede tener una constante de decaimiento como máximo de -0,45 o como máximo de -0,35. La señal de salida a partir de la cual se determina la concentración de analito puede incluir un valor de corriente registrado en el espacio de 2 segundos de aplicar la señal de entrada a la muestra. La concentración de analito de la muestra se puede determinar en el espacio como máximo de 6, 3 o 1,5 segundos de la aplicación de la señal de entrada.

Se describe que la muestra puede residir en un depósito definido por una base de tira de sensor y la superficie inferior de una tapa, estando la base de 20 a 200 micrómetros de la superficie inferior de la tapa. El volumen de muestra dentro del depósito puede ser de 0,25 a 10 microlitros para de 0,25 a 1,5 microlitros. El depósito puede incluir al menos una capa de reactivos que tiene un espesor inicial medio de como máximo 20 micrómetros, menos de 14 micrómetros o como máximo 5 micrómetros. El depósito puede incluir al menos una capa de reactivos que tiene un espesor inicial promedio como máximo de 2 micrómetros cuando la señal de entrada incluye al menos dos excitaciones, teniendo al menos una de las excitaciones una duración como máximo de 0,5 segundos. El depósito puede incluir al menos una capa de reactivos que comprende una capa de barrera de difusión distinta.

Se describe que la altura del depósito desde la base de la tira de sensor hasta la parte inferior de la tapa puede ser como máximo de 250 micrómetros, el volumen de la muestra dentro del depósito puede ser como máximo de 5 microlitros, el depósito puede incluir al menos una capa de reactivos que tiene un espesor inicial promedio como máximo de 20 micrómetros y el periodo de incubación puede ser como máximo de 12 segundos. La altura del depósito desde la base de la tira de sensor hasta la parte inferior de la tapa puede ser como máximo de 150 micrómetros, el volumen de la muestra dentro del depósito puede ser como máximo de 3,5 microlitros, el depósito puede incluir al menos una capa de reactivos con un espesor inicial promedio de menos de 14 micrómetros, y el periodo de incubación puede ser como máximo de 6 segundos. La altura del depósito desde la base de la tira del sensor hasta la parte inferior de la tapa puede ser como máximo de 100 micrómetros, el volumen de la muestra dentro del depósito puede ser como máximo de 3 microlitros, el depósito puede incluir al menos una capa de reactivos que tiene un espesor inicial promedio como máximo de 2 micrómetros, y el periodo de incubación puede ser como máximo de 2 segundos.

En otro aspecto de la descripción, un método para determinar una concentración de analito en una muestra incluye aplicar una señal de entrada a la muestra después de un periodo de incubación como máximo de 12 segundos, generando una señal de salida que tiene un decaimiento transitorio en respuesta a una reacción redox de una especie medible; y determinar la concentración de analito a partir de la señal de salida.

En otro aspecto de la descripción, un biosensor para determinar una concentración de analito en una muestra incluye un dispositivo de medición que tiene un procesador conectado a una zona de contacto del sensor; una tira de sensor que tiene una zona de contacto de la muestra en una base, la zona de contacto del sensor en comunicación eléctrica con la zona de contacto de la muestra, donde la zona de contacto de la muestra es adyacente a un depósito formado por la base; donde el procesador indica a un cargador que aplique una señal de entrada al depósito después de un periodo de incubación de como máximo 12 segundos; y donde el procesador determina la concentración de analito en la muestra a partir de una señal de salida que tiene un decaimiento transitorio en respuesta a una reacción redox del analito en la muestra.

Se describe que el depósito puede incluir al menos un electrodo de trabajo en comunicación eléctrica con el cargador, una capa de reactivos en el electrodo de trabajo que tiene una combinación de DBL/capa de reactivos con un espesor inicial promedio de aproximadamente 1 micrómetro a aproximadamente 20 micrómetros. La combinación de DBL/capa de reactivos puede tener un espesor inicial promedio como máximo de 1 micrómetro.

En otro aspecto de la descripción, un método para determinar una concentración de analito en una muestra incluye aplicar una señal de entrada a la muestra después de un periodo de incubación de como máximo 12 segundos; generar una distribución de la concentración variable de una especie medible en un depósito de muestra; generar una señal de salida en respuesta a una reacción redox de una especie medible; y determinar la concentración de analito a partir de la señal de salida.

En otro aspecto de la descripción, un método para determinar una concentración de analito en una muestra incluye introducir la muestra en una tira de sensor; aplicar una señal de entrada a la muestra después de un periodo de incubación como máximo de 8 segundos; generar una señal de salida que tiene un decaimiento transitorio en respuesta a una reacción redox de una especie medible; y determinar la concentración de analito a partir del decaimiento transitorio de la señal de salida. El decaimiento transitorio puede ser un decaimiento de corriente decreciente obtenido en el espacio de 0,5 a 5 segundos o en aproximadamente 0,5 a aproximadamente 3 segundos después de aplicar la señal de entrada a la muestra.

Breve descripción de los dibujos

La invención se puede entender mejor con referencia a los siguientes dibujos y descripción. Los componentes de las figuras no están necesariamente a escala, sino que se hace hincapié en ilustrar los principios de la invención.

La fig. 1A es una representación en perspectiva de una tira de sensor ensamblada.

La fig. 1B es un diagrama de vista superior de una tira de sensor, sin la tapa.

La fig. 2A es un diagrama de vista de extremo de la tira de sensor de la fig. 1B.

La fig. 2B representa una representación esquemática de un sistema biosensor que determina una concentración de analito en una muestra.

La fig. 3 representa un diagrama de flujo de un método electroquímico para determinar la presencia y/o concentración de un analito en una muestra.

La fig. 4A representa un depósito de muestra delimitado por una superficie de electrodo inferior y una tapa superior.

La fig. 4B representa los perfiles de concentración formados por el sistema sensor cuando pasan los tiempos de incubación t1 a t5 antes de la aplicación de una señal de entrada.

La fig. 4C representa la relación entre las concentraciones de la especie medible en el depósito y las tasas de decaimiento de corriente.

La fig. 5 representa las tasas de decaimiento obtenidas de los electrodos de trabajo después de diferentes periodos de incubación para muestras de sangre completa que contienen 50, 100, 200 o 400 mg/dl de glucosa.

Las figs. 6A-6C representan gráficamente los perfiles de corriente obtenidos de tres tiras de sensores, cada una de las cuales tiene un espesor inicial promedio diferente de la capa de reacción en múltiples periodos de incubación iniciales.

Las figs. 7A-7B representan gráficamente los logaritmos naturales de la corriente frente al tiempo para muestras de sangre completa que incluyen 100 o 300 mg/dl de glucosa al 40% de hematocrito obtenido después de un periodo de incubación inicial de 6 segundos.

Las figs. 8A-8C son los perfiles de decaimiento de corriente de un periodo de incubación de 0,25 segundos seguido de una señal de entrada regulada que tiene tiempos de excitación de 0,5 segundos y tiempos de relajación de 0,25 segundos.

La fig. 8D es una gráfica de calibración obtenida al representar las corrientes de punto final (p1, p2, p3) de las tres primeras excitaciones obtenidas de las tiras de sensor de capa de reactivos fina como se muestra en las figs. 8A-8C.

La fig. 8E es una gráfica de calibración obtenida al representar las corrientes de punto final (p4, p5, p6) de las excitaciones 4, 5 y 6 obtenidas de las tiras de sensores que tienen capas de reactivos de espesor intermedio como se muestra en las figs. 8A-8C.

Descripción detallada

Un sistema biosensor usa un proceso electroquímico que carece de una constante de decaimiento de Cottrell para determinar la concentración de un analito de una muestra biológica. El sistema biosensor genera una señal de salida de la muestra biológica que tiene un decaimiento transitorio, donde la señal de salida no está inversamente relacionada con la raíz cuadrada del tiempo. La salida de decaimiento transitorio del sistema biosensor tiene una constante de decaimiento mayor o menor que -0,5 y el sistema no se basa en una estimación de un valor de corriente de estado estacionario para determinar la concentración de analito. Preferiblemente, los decaimientos transitorios a partir de los cuales se determinan las concentraciones de analito disminuyen continuamente.

El decaimiento de Cottrell depende de la difusión y puede no existir a menos que el analito se haya convertido completamente en una especie medible y una distribución de la concentración sustancialmente constante de esta especie medible ocupe el depósito de muestra antes de la medición de corriente. Se requieren tiempos de incubación relativamente largos y volúmenes grandes de muestra para obtener el decaimiento de Cottrell. Sin estas condiciones, la corriente de salida no estará inversamente relacionada con la raíz cuadrada del tiempo y, por lo tanto, los biosensores no presentarán la constante de decaimiento de -0.5 requerida para el decaimiento de Cottrell. Los biosensores diseñados para operar con decaimiento de Cottrell proporcionarán análisis inexactos si la corriente de salida no está inversamente relacionada con la raíz cuadrada del tiempo o si está presente una constante de decaimiento distinta de -0,5 en la señal de salida.

El presente sistema de biosensor opera usando decaimientos transitorios, donde se observan constantes de decaimiento menores o mayores que -0,5. Las constantes de decaimiento transitorio y, por lo tanto, no Cottrell pueden ser resultado de un periodo de incubación relativamente corto. Las constantes de decaimiento transitorio también pueden ser resultado de volúmenes de depósito de muestra relativamente pequeños, distancias relativamente pequeñas entre las superficies de los electrodos y la tapa de la tira del sensor, y/o excitaciones relativamente cortas en relación con el espesor inicial promedio de la capa de reactivos.

Para generar una corriente de salida con un decaimiento transitorio o constantes de decaimiento transitorio mayor o menor que -0,5, el sistema biosensor puede usar periodos de incubación de 12 segundos o menos, volúmenes de depósito de 5 gl o menos, alturas de depósito de 200 gm o menos, y/o un espesor inicial promedio para la capa de reactivos de 20 gm o menos. Los periodos de incubación preferibles para usar con volúmenes de depósito de 3,5 gl o menos, alturas de depósito de 150 gm o menos, y/o un espesor inicial promedio para la capa de reactivos de 10 gm o menos son como máximo 8 segundos, como máximo 6 segundos, o como máximo 4 segundos. En la actualidad, los periodos de incubación especialmente preferidos para usar con volúmenes de muestra de tiras de muestra de 3,0 gl o menos, alturas de espacio entre la tapa de la tira de muestra de 100 gm o menos, y/o un espesor inicial promedio para la capa de reactivos de 2 gm o menos están en como máximo 2 segundos o como máximo 1 segundo. Se pueden usar otros periodos de incubación, volúmenes de depósito, alturas de depósito y espesores de capa de reactivos.

Las figs. 1A y 1B representan una tira de sensor 100, que se puede usar con el sistema biosensor. La fig. 1A es una vista en perspectiva de una tira de sensor 100 ensamblada que incluye una base de sensor 110, al menos parcialmente cubierta por una tapa 120 que incluye una ventilación 130, un área de cobertura de muestra 140 y una abertura en el extremo de entrada 150. Un depósito de muestra parcialmente cerrado 160 (el espacio capilar o espacio a la tapa) está formado entre la base 110 y la tapa 120. También se pueden usar otros diseños de tira de sensor, como los descritos en patentes de EE.UU. N° 5.120.420 y 5.798.031. Aunque se muestra una configuración particular en las figs. 1A-1B, la tira de sensor 100 puede tener otras configuraciones, que incluyen aquellas con componentes adicionales.

La altura del depósito 160 entre la base del sensor 110 y la tapa 120 puede ser de 20 a 250 micrómetros (pm), más preferiblemente de 50 a 150 pm. El volumen del depósito 160 puede ser de 0,25 a 10 pl, preferiblemente de 0,8 a 4 pl y más preferiblemente de 0,5 a 1,5 pl. Se pueden usar otras alturas y volúmenes.

Se puede transferir una muestra líquida para el análisis al depósito 160 introduciendo el líquido en la abertura 150. El líquido llena el depósito 160 a la vez que se expulsa el aire previamente contenido a través de la ventilación 130. El depósito 160 puede contener una composición (no se muestra) que ayuda a retener la muestra líquida en el depósito. Los ejemplos de dichas composiciones incluyen: polímeros hinchables en agua, tales como carboximetilcelulosa y polietilenglicol; y matrices poliméricas porosas, tales como dextrano y poliacrilamida.

La fig. 1B representa una vista superior de la tira de sensor 100, con la tapa 120 retirada. Los conductores 170 y 180 pueden ir bajo una capa dieléctrica 190 desde la abertura 150 hasta un electrodo de trabajo 175 y un electrodo auxiliar 185, respectivamente. La tira de sensor 100 puede incluir más de un electrodo de trabajo. Los electrodos de trabajo y auxiliares 175, 185 pueden estar sustancialmente en el mismo plano. Los electrodos pueden estar en otra orientación. La capa dieléctrica 190 puede cubrir parcialmente los electrodos 175, 185 y puede estar hecha de cualquier material dieléctrico adecuado, tal como un polímero aislante. Aunque se muestra una configuración de electrodos particular, los electrodos pueden tener otras configuraciones, que incluyen aquellas con componentes adicionales.

El electrodo auxiliar 185 puede soportar la actividad electroquímica en el electrodo de trabajo 175 de la tira de sensor 100. El potencial para soportar la actividad electroquímica en el electrodo de trabajo 175 se puede proporcionar al sistema sensor formando el electrodo auxiliar 185 de un material inerte, tal como carbono, e incluyendo una especie redox soluble, tal como ferricianuro, dentro del depósito 160. El potencial en el electrodo auxiliar 185 puede ser un potencial de referencia logrado formando el electrodo auxiliar 185 a partir de un par redox, tal como Ag/AgCI, para proporcionar un electrodo de referencia-auxiliar combinado. Un par redox incluye dos especies conjugadas de una sustancia química que tienen diferentes números de oxidación. La reducción de la especie que tienen el número de oxidación mayor produce la especie que tiene el índice de oxidación menor. Alternativamente, la oxidación de la especie que tiene el número de oxidación menor produce la especie que tiene el número de oxidación mayor. La tira ^{de sensor} 100 ^{puede estar provista de un tercer conductor y electrodo para proporcionar un potencial de referencia al} sistema sensor.

Los electrodos de trabajo y auxiliar 175, 185 pueden estar separados por más de 200 pm o 250 pm. Los electrodos de trabajo y auxiliar 175, 185 pueden estar separados por menos de 200 pm. Los electrodos de trabajo y auxiliar 175, 185 pueden estar separados por otras distancias.

La fig. 2A representa una vista del extremo de la tira de sensor 100 representada en la fig. 1B, que muestra la estructura de capas del electrodo de trabajo 175 y el electrodo auxiliar 185 que residen dentro del depósito 160. Los conductores 170 y 180 pueden estar sobre la base 110. Otros materiales pueden residir entre los conductores 170, 180 y la base 110, por lo que los conductores pueden estar o no en contacto físico con la base. Una parte de los conductores puede penetrar una parte de la base. Las capas conductoras de superficie 270 y 280 se pueden depositar opcionalmente sobre los conductores 170 y 180, respectivamente. Otros materiales pueden residir entre las capas conductoras de superficie 270, 280 y los conductores 170, 180, por lo que los conductores de superficie pueden estar o no en contacto físico con los conductores. Una parte de los conductores de superficie puede penetrar una parte de los conductores. Las capas conductoras de superficie 270, 280 pueden estar hechas del mismo o de diferentes materiales.

El material o materiales que forman los conductores 170, 180 y las capas conductoras de superficie 270, 280 pueden ^{incluir cualquier conductor eléctrico. Los conductores 170,} 180 ^{incluyen preferiblemente una capa delgada de una} pasta de metal o metal, tal como oro, plata, platino, paladio, cobre o tungsteno. Las capas conductoras de superficie 270, 280 preferiblemente incluyen carbono, oro, platino, paladio o combinaciones de los mismos. Los conductores eléctricos preferidos son no ionizantes, de modo que el material no sufre una oxidación neta o una reducción neta durante el análisis de la muestra. Por tanto, si una capa conductora de superficie no está sobre un conductor, el conductor está hecho preferiblemente de un material no ionizante, tal como carbono, oro, platino, paladio o combinaciones de los mismos.

El material conductor de superficie se puede depositar sobre los conductores 170, 180 por cualquier medio convencional compatible con el funcionamiento de la tira de sensor, que incluye la deposición de hoja, deposición de vapor químico, deposición de suspensión y similares. En el caso de deposición de suspensión, el material conductor se puede aplicar como una tinta a los conductores 170, 180, como se describe en la patente de EE.UU. N° 5.798.031.

Las capas de reactivos 275 y 285 se pueden depositar sobre los conductores 170 y 180, respectivamente. Las capas se forman a partir de al menos una composición de reactivos que puede incluir un aglutinante. El aglutinante es preferiblemente un material polimérico que es al menos parcialmente soluble en agua. El aglutinante puede formar un gel o material similar a un gel cuando se hidrata. El aglutinante puede formar un gel o un material similar a un gel en combinación con los reactivos cuando se hidrata. El gel o material similar a gel puede inhibir y/o filtrar los glóbulos rojos para que no alcancen el conductor de superficie 270 y/o el conductor 170.

Los materiales poliméricos parcialmente solubles en agua adecuados para usar como el aglutinante pueden incluir poli(óxido de etileno) (PEO), carboximetilcelulosa (CMC), poli(alcohol vinílico) (PVA), hidroxietilencelulosa (HEC), hidroxipropilcelulosa (HPC), metilcelulosa, etilcelulosa, etilhidroxietilcelulosa, carboximetiletilcelulosa, polivinilpirrolidona (PVP), poliaminoácidos, tales como polilisina, poli(sulfonato de estireno), gelatina, ácido acrílico, ácido metacrílico, almidón, sales de anhídrido maleico de los mismos, derivados de los mismos y combinaciones de los mismos. Entre los materiales aglutinantes anteriores, se prefieren PEO, PVA, CMC y HEC, siendo CMC más preferido en la actualidad.

Además del aglutinante, las capas de reactivos 275 y 285 pueden incluir reactivos iguales o diferentes. Cuando incluyen los mismos reactivos, las capas de reactivos 275 y 285 pueden ser la misma capa. En un aspecto, los reactivos presentes en la primera capa 275 se pueden seleccionar para usar con el electrodo de trabajo 175, mientras que los reactivos presentes en la segunda capa 285 se pueden seleccionar para usar con el electrodo auxiliar 185.

Por ejemplo, los reactivos en la capa 285 pueden facilitar el flujo de electrones entre la muestra y el conductor 180.

De manera similar, los reactivos en la capa 275 pueden facilitar la reacción del analito.

La capa de reactivos 275 puede incluir un sistema enzimático específico para el analito que puede mejorar la especificidad del sistema sensor para el analito, especialmente en muestras biológicas complejas. El sistema enzimático puede incluir una o más enzimas, cofactores y/u otros restos que participan en la reacción redox del analito. Por ejemplo, se puede usar un alcohol oxidasa para proporcionar una tira de sensor que sea sensible a la presencia de alcohol en una muestra. Dicho sistema puede resultar útil para medir concentraciones de alcohol en sangre. En otro ejemplo, se puede usar glucosa deshidrogenasa o glucosa oxidasa para proporcionar una tira de sensor que sea sensible a la presencia de glucosa en una muestra. Este sistema puede ser útil para medir las concentraciones de glucosa en sangre, por ejemplo, en pacientes que se sabe o se sospecha que tienen diabetes.

Las enzimas para usar en el sistema enzimático incluyen alcohol deshidrogenasa, lactato deshidrogenasa, phidroxibutirato deshidrogenasa, glucosa-6-fosfato deshidrogenasa, glucosa deshidrogenasa, formaldehído deshidrogenasa, malato deshidrogenasa y 3-hidroxiesteroide deshidrogenasa. Los sistemas enzimáticos preferibles pueden ser independientes del oxígeno, por lo que no son sustancialmente oxidados por el oxígeno.

Una de dichas familias de enzimas independientes del oxígeno para usar en una tira de sensor de glucosa es la glucosa deshidrogenasa (GDH). Usando diferentes coenzimas o cofactores, la GDH puede ser mediada de una manera diferente por diferentes mediadores. Dependiendo de la asociación con la g Dh , un cofactor, tal como el dinucleótido de flavina y adenina (FAD), puede ser retenido firmemente por la enzima hospedante, tal como en el caso de FAD-GDH; o un cofactor, tal como la pirroloquinolina quinona (PQQ), puede estar unido covalentemente a la enzima hospedante, tal como con PQQ-GDH. El cofactor en cada uno de estos sistemas enzimáticos puede ser retenido por la enzima hospedante, o la coenzima y la apoenzima se pueden reconstituir antes de añadir el sistema enzimático a la composición de reactivos. La coenzima también se puede añadir independientemente a la enzima hospedante en la composición de reactivos para ayudar en la función catalítica de la enzima hospedante, tal como en el caso del dinucleótido de nicotinamida y adenina NAD/NADH+ o fosfato de dinucleótido de nicotinamida y adenina NADP/NADPH+.

La capa de reactivos 275 también puede incluir un mediador para comunicar más eficazmente los resultados de la reacción redox del analito al conductor de superficie 270 y/o al conductor 170. Los mediadores se pueden separar en dos grupos basándose en su actividad electroquímica. Los mediadores de transferencia de un electrón son capaces de tomar un electrón adicional durante las reacciones electroquímicas. Los ejemplos de mediadores de transferencia de un electrón incluyen compuestos tales como 1,1'-dimetil-ferroceno, ferrocianuro y ferricianuro, y hexaamina-rutenio (III). Los mediadores de transferencia de dos electrones son capaces de tomar dos electrones adicionales.

Los mediadores de dos electrones incluyen las quinonas e hidroquinonas orgánicas, tales como la fenatrolina quinona; derivados de fenotiazina y fenoxazina; 3-(fenilamino)-3H-fenoxazinas; fenotiazinas; y 7-hidroxi-9,9-dimetil-9H-acridin-2-ona y sus derivados. Los ejemplos de mediadores de dos electrones adicionales incluyen las moléculas orgánicas electroactivas descritas en la patente de EE.UU. N° 5.393.615; 5.498.542; y 5.520.786. Otras moléculas orgánicas electroactivas incluyen moléculas orgánicas que carecen de un metal que son capaces de sufrir una reacción redox. Las moléculas orgánicas electroactivas se pueden comportar como especies redox y/o como mediadores. Los ejemplos de moléculas orgánicas electroactivas incluyen la coenzima pirroloquinolina quinona (PQQ), benzoquinonas y naftoquinonas, N-óxidos, compuestos nitrosos, hidroxilaminas, oxinas, flavinas, fenazinas, fenotiazinas, indofenoles e indaminas.

Los mediadores de transferencia de dos electrones preferidos incluyen 3-fenilimino-3H-fenotiazinas (PIPT) y 3-fenilimino-3H-fenoxazinas (PIPO). Los mediadores de dos electrones más preferidos incluyen el ácido carboxílico o sal, tal como sales de amonio, de derivados de fenotiazina. En la actualidad, los mediadores de dos electrones especialmente preferidos incluyen el ácido (E)-2-(3H-fenotiazin-3-ilidenamino)benceno-1,4-disulfónico, ácido (E)-5-(3H-fenotiazina-3-ilidenamino)isoftálico, (E)-3-(3H-fenotiazina-3-ilidenamino)-5-carboxibenzoato de amonio, y combinaciones de los mismos. Los mediadores de dos electrones preferidos pueden tener un potencial redox que sea al menos 100 mV menor, más preferiblemente al menos 150 mV menor, que el ferricianuro.

Las capas de reactivos 275, 285 se pueden depositar por cualquier medio conveniente, tal como impresión, deposición de líquido o deposición por chorro de tinta. En un aspecto, las capas se depositan por impresión. Siendo iguales otros factores, el ángulo del cabezal de impresión puede afectar inversamente al espesor inicial de la capa de reactivos. Por ejemplo, cuando el cabezal se mueve en un ángulo de aproximadamente 82° con respecto a la base 110, la capa puede tener un espesor inicial de aproximadamente 10 gm. De manera similar, cuando se usa un ángulo del cabezal de aproximadamente 62° respecto a la base 110, se puede producir una capa más gruesa de 30 gm. Por lo tanto, ángulos más bajos del cabezal pueden proporcionar capas de reactivos más gruesas. Además del ángulo del cabezal, otros factores, tales como la viscosidad de la composición de reactivos, así como la combinación de tamaño de malla y emulsión, pueden afectar al espesor resultante de las capas de reactivos 275, 285.

Cuando se prefieren capas de reactivos más delgadas, se pueden usar métodos de deposición distintos de la impresión, tales como micropipeteo, chorro de tinta o impresión de sondas por contacto. Estos métodos de deposición en general dan las capas de reactivos secos con un espesor micrométrico o submicrométrico, tal como 1-2 gm. Por ejemplo, los métodos de impresión de sondas por contacto pueden proporcionar un espesor inicial promedio de aproximadamente 1 gm para la capa de reactivos. El espesor de la capa de reactivos resultante de la impresión de sondas por contacto, por ejemplo, se puede controlar por la cantidad de polímero incluida en la composición de reactivos, proporcionando un contenido de polímero mayor capas de reactivos más gruesas. Las capas de reactivos más delgadas pueden requerir duraciones de excitación más cortas que las capas de reactivos más gruesas para mantener el rendimiento de medición deseado y/o medir sustancialmente el analito dentro de la capa de barrera de difusión (DBL).

El electrodo de trabajo 175 puede incluir una DBL que es parte integral con una capa de reactivos 275 o que es una capa distinta 290, como se muestra en la fig. 2A. Por tanto, la DBL se puede formar como una combinación de reactivo/DBL sobre el conductor, como una capa distinta sobre el conductor o como una capa distinta sobre la capa de reactivos. Cuando el electrodo de trabajo 175 incluye la DBL 290 distinta, la capa de reactivos 275 puede residir o no en la DBL 290. En cambio, la capa de reactivos 275 puede residir en cualquier parte de la tira de sensor 100 que permita que el reactivo se solubilice en la muestra. Por ejemplo, la capa de reactivos 175 puede residir sobre la base 110 o en la tapa 120.

La DBL proporciona un espacio poroso que tiene un volumen interno donde puede residir una especie medible y también puede filtrar los glóbulos rojos de la superficie conductora. Los poros de la DBL se pueden seleccionar de modo que la especie medible se pueda difundir en la DBL, mientras que los constituyentes de la muestra físicamente más grandes, como los glóbulos rojos, están sustancialmente excluidos. Aunque las tiras de sensores convencionales han usado varios materiales para filtrar los glóbulos rojos de la superficie del electrodo de trabajo, una DBL proporciona un espacio poroso interno para contener y aislar una parte de la especie medible de la muestra.

Cuando la capa de reactivos 275 incluye un aglutinante soluble en agua, cualquier porción del aglutinante que no se solubilice en la muestra antes de la aplicación de una excitación puede funcionar como una DBL integral. El espesor inicial medio de una combinación de DBL/capa de reactivos es preferiblemente menor de 20 o 10 gm y más preferiblemente menor de 5 gm. El espesor inicial promedio deseado de una combinación de DBL/capa de reactivos se puede seleccionar para una longitud de excitación específica basada en cuándo se vuelve relativamente constante la tasa de difusión de la especie medible desde la DBL a una superficie conductora, tal como la superficie del conductor 170 o la superficie del conductor de superficie 270 de la fig. 2A. La combinación de DBL/capa de reactivos puede tener un espesor inicial medio de 2 gm, 1 gm o menos cuando se combina con una duración de excitación de 0,25 segundos o menos.

La DBL 290 distinta puede incluir cualquier material que proporcione el espacio de poros deseado, mientras sea parcial o lentamente soluble en la muestra. La DBL 290 distinta puede incluir un material aglutinante reactivo que carece de reactivos. La DBL 290 distinta puede tener un espesor inicial medio de 1 a 15 gm, y más preferiblemente de 2 a 5 gm.

La fig. 2B ilustra una representación esquemática de un sistema biosensor 200 que determina una concentración de analito en una muestra, tal como un fluido biológico. El sistema biosensor 200 incluye un dispositivo de medición 202 que realiza un método de análisis y una tira de sensor 204. La tira de sensor 204 es una tira de sensor electroquímica como se muestra en las figs. 1A, 1B y 2A, por ejemplo. El dispositivo de medición 202 se puede implementar como un dispositivo de sobremesa, un dispositivo portátil o de mano, o similar. El dispositivo 202 de medición y la tira de sensor 204 implementan un análisis electroquímico. El sistema biosensor 200 puede determinar concentraciones de analito, incluidas las de alcohol, glucosa, ácido úrico, lactato, colesterol, bilirrubina y similares en muestras biológicas. Aunque se muestra una configuración particular, el sistema biosensor 200 puede tener otras configuraciones, que incluyen aquellas con componentes adicionales.

La tira de sensor 204 tiene una base 206 que forma un depósito de muestra 208 y un canal 210 con una abertura 212.

Haciendo referencia a la fig. 1A, el canal 210 puede ser parte integral con el depósito 208. El depósito 208 y el canal 210 pueden estar cubiertos por una tapa con una ventilación. El depósito 208 define un volumen parcialmente cerrado (el espacio a la tapa). El depósito 208 puede contener una composición que ayude a retener una muestra líquida, tal como polímeros hinchables en agua o matrices poliméricas porosas. Los reactivos se pueden depositar en el depósito 208 y/o el canal 210. La composición de reactivos puede incluir una o más enzimas, aglutinantes, mediadores y similares. Los reactivos pueden incluir un indicador químico para un sistema óptico. La tira de sensor 204 puede tener otras configuraciones.

La tira de sensor 204 también puede tener una zona de contacto de la muestra 214. En un sistema electroquímico, la zona de contacto de la muestra 214 tiene conductores conectados a al menos dos electrodos, tales como un electrodo de trabajo y un electrodo auxiliar. Los electrodos pueden estar dispuestos sobre una superficie de la base 206 que forma el depósito 208. La zona de contacto de la muestra 214 puede tener otros electrodos y/o conductores.

El dispositivo de medición 202 incluye un circuito eléctrico 216 conectado a una zona de contacto del sensor 218 y una pantalla 220. El circuito eléctrico 216 puede incluir un procesador 222 conectado a un generador de señales 224, un sensor de temperatura opcional 226 y un medio de almacenamiento 228. El circuito eléctrico 216 puede tener otras configuraciones, incluidas aquellas con componentes adicionales.

El generador de señales 224 proporciona una señal eléctrica de entrada a la zona de contacto del sensor 218 en respuesta al procesador 222. La señal eléctrica de entrada puede ser transmitida por la zona de contacto del sensor 218 a la zona de contacto de la muestra 214 para aplicar la señal eléctrica de entrada al depósito 208 y así, a la muestra.

La señal eléctrica de entrada puede ser un potencial o una corriente y puede ser constante, variable o una combinación de las mismas, como cuando se aplica una señal de AC con un desfase de la señal de DC. La señal eléctrica de entrada se puede aplicar como un solo pulso o en múltiples pulsos, secuencias o ciclos. El generador de señales 224 también puede registrar una señal de salida desde la zona de contacto del sensor 218 como un generador-registrador.

El medio de almacenamiento 228 puede ser una memoria magnética, óptica o semiconductora, otro dispositivo de almacenamiento legible por ordenador o similar. El medio de almacenamiento 228 puede ser un dispositivo de memoria fijo o un dispositivo de memoria extraíble tal como una tarjeta de memoria.

El procesador 222 puede implementar el análisis del analito y el tratamiento de datos usando código de software legible por ordenador y datos almacenados en el medio de almacenamiento 228. El procesador 222 puede iniciar el análisis del analito en respuesta a la presencia de la tira de sensor 204 en la zona de contacto del sensor 218, a la aplicación de una muestra a la tira de sensor 204, en respuesta a la entrada del usuario, o similar. El procesador 222 puede dirigir el generador de señales 224 para que proporcione la señal eléctrica de entrada a la zona de contacto del sensor 218. El procesador 222 puede recibir la temperatura de la muestra del sensor de temperatura 226, si está así equipado.

El procesador 222 recibe la señal de salida de la zona de contacto del sensor 218. La señal de salida se genera en respuesta a la reacción redox del analito en la muestra. El procesador 222 puede determinar la concentración del analito en la muestra a partir de una o más señales de salida usando una ecuación de correlación. Los resultados del análisis del analito se envían a la pantalla 220 y se pueden almacenar en el medio de almacenamiento 228.

Las ecuaciones de correlación que relacionan las concentraciones de analito y las señales de salida se pueden representar de forma gráfica, matemática, una combinación de las mismas, o similares. Las ecuaciones de correlación se pueden representar mediante una tabla de asignación de números de programa (PNA), otra tabla de consulta o similar, que se almacena en el medio de almacenamiento 228. Las instrucciones relativas a la implementación del análisis pueden ser proporcionadas por el código de software legible por ordenador almacenado en el medio de almacenamiento 228. El código puede ser un código objeto o cualquier otro código que describa o controle la funcionalidad descrita en el presente documento. Los datos del análisis de analitos se pueden someter a uno o más tratamientos de datos, que incluyen la determinación de tasas de decaimiento, constantes de K, pendientes, intersecciones y/o temperatura de la muestra en el procesador 222.

En sistemas electroquímicos, la zona de contacto del sensor 218 está en comunicación eléctrica u óptica con la zona de contacto de la muestra 214. La comunicación eléctrica incluye la transferencia de señales de entrada y/o salida entre contactos en la zona de contacto del sensor 218 y conductores en la zona de contacto de la muestra 214. La comunicación eléctrica se puede implementar de forma inalámbrica o mediante contacto físico, por ejemplo. La zona de contacto del sensor 218 transmite la señal eléctrica de entrada desde el generador de señal 224 a través de los contactos a los conectores en la zona de contacto de la muestra 214. La zona de contacto del sensor 218 también transmite la señal de salida desde la muestra a través de los contactos al procesador 222 y/o al generador de señales 224.

La comunicación óptica incluye la transferencia de luz entre un portal óptico en la zona de contacto de la muestra 202 y un detector en la zona de contacto del sensor 208. La comunicación óptica también incluye la transferencia de luz entre un portal óptico en la zona de contacto de la muestra 202 y una fuente de luz en la zona de contacto del sensor 208.

La pantalla 220 puede ser analógica o digital. La pantalla 220 puede ser una pantalla LCD, LED o pantalla fluorescente de vacío adaptada para mostrar una lectura numérica.

En uso, una muestra líquida para analizar se transfiere al depósito 208 introduciendo el líquido en la abertura 212. La muestra líquida fluye a través del canal 210 y dentro del depósito 208, a la vez que se expulsa el aire previamente contenido. La muestra líquida reacciona químicamente con los reactivos depositados en el canal 210 y/o el depósito 208. El procesador 222 dirige el generador de señales 224 para proporcionar una señal de entrada a la zona de contacto del sensor 218. En un sistema óptico, la zona de contacto del sensor 218 gestiona el detector y la fuente de luz en respuesta a la señal de entrada. En un sistema electroquímico, la zona de contacto del sensor 218 proporciona la señal de entrada a la muestra a través de la zona de contacto de la muestra 214. El procesador 222 recibe la señal de salida generada en respuesta a la reacción redox del analito en la muestra. El procesador 222 determina la concentración de analito de la muestra usando una o más ecuaciones de correlación. La concentración de analito determinada se puede mostrar y/o almacenar para futura referencia.

La fig. 3 representa un diagrama de flujo de un análisis electroquímico 300 para determinar la presencia y opcionalmente la concentración de un analito 322 en una muestra 312. En 310, la muestra 312 se introduce en una tira de sensor 314, tal como la tira de sensor representada en las figs. 1A-1B y 2A. Las capas de reactivos, tales como 275 y/o 285 representadas en la fig. 2A, comienzan a solubilizarse en la muestra 312, permitiendo así la reacción.

En 315, un periodo de incubación inicial 317 permite que los reactivos reaccionen con la muestra 312 antes de aplicar una señal de entrada. Preferiblemente, el periodo de incubación 317 puede ser de 0,1 a 10 segundos, más preferiblemente de 0,1 a 8 segundos o de 0,5 a 4 segundos. En la actualidad, se prefiere más de 0,1 a 1 segundo para el periodo de incubación 317. Pueden usarse otros periodos de incubación.

Durante el periodo de incubación 317, una porción del analito 322 presente en la muestra 312 se oxida o se reduce química o bioquímicamente a 320 por medio de una reacción redox para formar una especie medible 332. La especie medible 332 puede ser el analito oxidado o reducido 322 o un mediador. Tras la oxidación o reducción, los electrones se pueden transferir hacia o desde el analito 322 y hacia o desde la especie medible 332 en 330. Por ejemplo, un mediador se puede reducir para formar la especie medible 332 mediante la oxidación del analito 322. Preferiblemente, la especie medible 332 formada durante el periodo de incubación 317 no se excita electroquímicamente durante el periodo de incubación 317.

En 340, la especie medible 332 se excita electroquímicamente (oxida o reduce). De esta manera, los electrones son transferidos selectivamente entre el analito 322 y el electrodo de trabajo de la tira de sensor 314. La excitación 340 puede tener una duración de 0,1 a 5 segundos o de 0,1 a 1 segundo. La excitación 340 se puede repetir.

En 350, la corriente producida durante la excitación 340 se puede registrar en función del tiempo. Si se aplican múltiples excitaciones 340 a la tira de sensor 314, una o más de las corrientes resultantes de las excitaciones 340 se pueden registrar en 350. Las corrientes se pueden registrar mediante un dispositivo de medición.

En 360, la muestra experimenta la relajación. Preferiblemente, no se registra la corriente durante la relajación 360. La relajación 360 puede seguir a cada una de las excitaciones 340 cuando se aplican múltiples excitaciones. Durante la relajación 360, la corriente presente durante la excitación 340 se reduce sustancialmente en al menos la mitad, preferiblemente en un orden de magnitud y más preferiblemente a cero. Preferiblemente, se proporciona un estado de corriente cero mediante un circuito abierto u otro método conocido por los expertos en la técnica para proporcionar un flujo de corriente sustancialmente cero. El dispositivo de medición puede abrir el circuito a través de la tira de sensor 314 para proporcionar el circuito abierto. Si se proporciona un estado de corriente cero, la relajación 360 se puede considerar un periodo de incubación intermitente.

La relajación 360 puede tener una duración de al menos 0,1 o al menos 0,5 segundos. La relajación 360 puede ser de 0,1 a 3 segundos, de 0,2 a 2 segundos o de 0,5 a 1 segundo de duración. Se pueden usar otras duraciones de relajación.

En 370, uno o más de los valores de corriente y tiempo registrados desde 350 se pueden analizar para determinar la presencia y/o concentración del analito 322 en la muestra 312. Preferiblemente, la concentración de analito se determina a partir de una medición de corriente tomada en el espacio de 2 segundos o 1 segundo del comienzo de la excitación aplicada inicialmente. Más preferiblemente, se combinan múltiples excitaciones cortas con una medición de corriente tomada en el espacio de 2 segundos, 1 segundo o menos desde el comienzo de la señal de entrada aplicada inicialmente para determinar la concentración de analito de la muestra. Los valores de corriente y tiempo registrados se pueden correlacionar con la concentración del analito 322 en la muestra 312 usando una o más ecuaciones de correlación.

La excitación 340 y la relajación 360 constituyen un solo ciclo de trabajo. Preferiblemente, la señal de entrada aplicada a la tira de sensor 314 incluye al menos 2, 4 o 6 ciclos de trabajo aplicados dentro de un periodo de tiempo de 3, 5, 7 o 9 segundos seleccionado independientemente. Así, desde la aplicación inicial de la señal de entrada, el tiempo total requerido para las partes de excitación 340 y relajación 360 del análisis electroquímico 300 puede ser como máximo 3, como máximo 5, como máximo 7 o como máximo 9 segundos. Los ciclos de trabajo se pueden aplicar durante un periodo de tiempo de 1 a 3 segundos. Se pueden aplicar de 2 a 6 ciclos de trabajo en 8 segundos o menos. Se pueden aplicar de 2 a 4 ciclos de trabajo en el espacio de 3 a 6 segundos. Se pueden usar otros periodos de tiempo.

Para la vigilancia continua, como se puede usar con sensores implantados o parcialmente implantados, los ciclos de trabajo se pueden repetir continuamente. La energía requerida para operar el sistema se puede reducir y la vida útil del sistema se puede extender en relación con métodos que carecen de relajación. Además, la aplicación de múltiples ciclos de trabajo puede estar separada por periodos de tiempo más largos, tal como 5 minutos o más.

Los sistemas de sensores amperométricos aplican un potencial (voltaje) a los electrodos para excitar la especie medible mientras se vigila la corriente (amperaje). Los sistemas de sensores amperométricos convencionales pueden mantener el potencial de excitación mientras miden continuamente la corriente durante 5 a 10 segundos, por ejemplo. En contraste con los métodos convencionales, las señales de entrada usadas en el análisis electroquímico 300 pueden sustituir las excitaciones continuas de larga duración por múltiples excitaciones y relajaciones de duración relativamente corta. Se puede encontrar una descripción más detallada de las secuencias múltiples de excitación y relajación o de pulsos "reguladas" aplicadas como señales de entrada en el documento WO 2007/013915, presentado el 19 de julio de 2006, titulado "Gated Amperometry".

Cuando se usan los tiempos de incubación iniciales cortos y/o las señales de entrada reguladas de la presente invención, pueden producirse decaimientos de corriente transitorios o no Cottrell. No depender de una constante de decaimiento de Cottrell de -0,5 para determinar la concentración del analito 322 en la muestra 312 permite completar el análisis electroquímico 300 usando decaimientos transitorios en el espacio de 8 segundos o menos, 4 segundos o menos, o más preferiblemente, en el espacio de 3 segundos o menos. El análisis electroquímico 300 se puede completar en 2 segundos o menos. El análisis electroquímico 300 se puede completar en aproximadamente 0,5 a aproximadamente 3 segundos. El análisis electroquímico 300 usando los decaimientos transitorios se puede completar usando otros periodos de tiempo.

La fig. 4A representa un depósito de muestra 400 limitado por una superficie de electrodo inferior 402 y una tapa superior 403. También se representa un límite superior virtual 405 de la capa de reactivos. Por lo tanto, el área entre la superficie del electrodo 402 y el límite superior virtual 405 representa la muestra contenida por la capa de reactivos. De manera similar, el área entre el límite superior virtual 405 y la tapa superior 403 representa la muestra por encima de la capa de reactivos. El eje x representa la distancia desde la superficie del electrodo, mientras que el eje y representa la concentración de la muestra de la especie medible generada de la reacción redox del analito. La figura omite el efecto del reparto del analito entre una DBL y la muestra líquida dentro de la porción restante del depósito 400.

El perfil de concentración 410 representa lo que se observaría inmediatamente después de introducir la muestra en una tira, mientras que el perfil de concentración 420 representa lo que se observaría después de un periodo de incubación relativamente largo. El perfil de concentración 410 representa una condición transitoria, mientras que el perfil de concentración 420 representa una condición de Cottrell. Pueden existir múltiples estados transitorios entre el perfil de concentración transitoria 410 y el perfil de concentración de Cottrell 420.

La fig. 4B representa la formación de diferentes perfiles de concentración cuando pasan los tiempos de incubación t1 a t5 antes de que se aplique la señal de entrada a los electrodos. El perfil de concentración en t5, que representa un periodo de incubación de 15 a 30 segundos, representa una distribución de la concentración sustancialmente constante de la especie medible en toda la muestra, lo que proporcionaría un decaimiento de Cottrell con una constante de decaimiento de -0,5. Por lo tanto, el área bajo la línea t5 y la concentración de la especie medible relacionada no cambia sustancialmente hasta una distancia relativamente grande lejos de la superficie del electrodo 402.

A diferencia de la línea t5, la línea t4 tiene un periodo de incubación de 1 a 12 segundos y una distribución de la concentración variable de la especie medible en la muestra. La línea t4 tiene constantes de decaimiento transitorio más lentas de -0,30 (1 segundo) a -0,48 (12 segundos). Por lo tanto, el área bajo la línea t4 y la concentración de la especie medible subyacente sufre un cambio sustancial desde la superficie del electrodo 402 a la tapa superior 403 del depósito 400 - siendo así variable.

A medida que el periodo de incubación se reduce más de 0,4 a 1 segundo en t3 o de 0,1 a 0,3 segundos en t2, las constantes de decaimiento transitorio pueden variar de -0,25 a -0,3 para t3 y de -0,15 a -0,25 para t2, respectivamente. El decaimiento t1, que representa un periodo de incubación de 0,01 a 0,1 segundos, puede tener una constante de decaimiento transitorio de -0,15 o menos. A medida que el periodo de incubación se reduce de t4 a t1, el área bajo las líneas y la concentración de la especie medible relacionada entre la superficie del electrodo 402 y la tapa superior 403 del depósito 400 se vuelven cada vez más variable.

Al tener una concentración más baja de la especie medible en la superficie del electrodo 402 que en la parte restante del depósito 400, tal como se representa mediante los perfiles de distribución de la concentración variable t1 a t4 de la fig. 4B, la tasa de decaimiento de la corriente puede ser más lenta que la constante de decaimiento de -0,5 requerida para el decaimiento de Cottrell. Este decaimiento más lento se puede atribuir a la concentración grande de especie medible más lejos de la superficie del electrodo 402 que alcanzan la superficie del electrodo más rápidamente que si la especie medible se distribuyera uniformemente por todo el depósito de muestra 400. De manera similar, se pueden obtener tasas de decaimiento más rápidas cuando está presente una concentración mayor de la especie medible en la superficie del electrodo 402 que en la parte restante del depósito de muestra 400.

La fig. 4C representa la relación entre las concentraciones de la especie medible en el depósito 400 y las constantes de decaimiento de corriente. Los perfiles de concentración de especie medible 430 y 440 tienen tasas de decaimiento más lentas y más rápidas, respectivamente, que 420, que corresponde a la constante de decaimiento de Cottrell de -0,5. Para el perfil de concentración 430 que tiene una constante de decaimiento menor que la constante de decaimiento de Cottrell de -0,5, tal como -0,3, la tasa de decaimiento de la corriente será más lenta que la observada para un sistema Cottrell. Del mismo modo, para el perfil de concentración de 440 que tiene una constante de decaimiento mayor que la constante de decaimiento de Cottrell de -0,5, tal como -0,7, la tasa de decaimiento de la corriente será más rápida que la observada para un sistema Cottrell. Por tanto, en comparación con la constante de decaimiento de Cottrell de -0,5 representada por 420, las constantes de decaimiento transitorio 430, 440 reflejan distribuciones de la concentración variables de la especie medible en el depósito 400.

Cuando se usan periodos de incubación largos para generar el decaimiento de Cottrell, la cantidad de especie medible producida durante la excitación de la medición es pequeña en comparación con la cantidad de especie medible producida durante el periodo de incubación anterior. Por lo tanto, a diferencia del perfil de concentración 420 que representa la conversión redox completa del analito en una especie medible antes de la aplicación de la señal de entrada, los perfiles de concentración 430, 440 representan una conversión incompleta. Además, cualquier cambio en la velocidad de difusión de las especies medibles al electrodo de convección u otras vías también es pequeño en relación con la cantidad de especie medible generada durante el periodo de incubación. Por lo tanto, los periodos de incubación prolongados anulan sustancialmente los efectos que alterarían la constante de decaimiento de Cottrell de -0,5.

Por el contrario, cuando se usan periodos de incubación cortos, tal como 12 segundos, 10 segundos y más cortos, la cantidad de especie medible producida durante la excitación de medición y cualquier cambio en las velocidades de difusión de procesos distintos de la difusión puede proporcionar una tasa de decaimiento real que es más lenta que el valor de Cottrell de -0,5. Este proceso de decaimiento se puede describir mediante la siguiente ecuación de corriente normalizada, Ecuación (2):

f(t) = t-a+b+c (2),

donde a es la parte de la constante de decaimiento de la especie medible formada durante el periodo de incubación, b es la parte de la constante de decaimiento de la especie medible formada durante la excitación de medición, y c es la parte de la constante de decaimiento que surge de las variaciones en la distribución de concentración de la especie medible en el depósito de muestra. Valores negativos de b y c dan como resultado un aumento de la concentración medida de la especie medible, mientras que valores positivos de b y c dan como resultado una disminución de la concentración medida de la especie medible. Por lo tanto, si a o b son distintos de cero, dará como resultado una desviación del valor de decaimiento de a . Puesto que el decaimiento de Cottrell se proporciona mediante un valor de -0,5 para a , una contribución significativa de b o c proporciona una constante de decaimiento transitorio. En la ecuación (2), el término a controla la constante de decaimiento obtenida del perfil de concentración 420, mientras que el término b contribuiría significativamente a la constante de decaimiento obtenida de los perfiles de concentración 430 y 440, donde la señal de entrada se aplica antes de que se complete la conversión redox del analito.

La ecuación (2) establece que la constante de decaimiento de un sistema puede variar con el tiempo en respuesta a cuál de estos factores subyacentes afecta al decaimiento de corriente en el momento de la medición. Por ejemplo, los periodos de incubación más largos aumentan a mientras se reduce b porque cuanto más analito se convierte en la especie medible durante el periodo de incubación, menos analito queda en la muestra para la conversión en la especie medible durante la excitación.

La conversión redox del analito en especie medible se produce en las capas de reactivos hidratadas. Debido a que las capas de reactivos más gruesas requieren más tiempo para la hidratación, capas de reactivos más gruesas proporcionarán un aumento en el término b en relación con el término a si se aplica la señal de entrada antes de que se hidrate la capa de reactivos. El decaimiento de Cottrell no se observa antes de que se hidrate la capa de reactivos debido a la contribución a la constante de decaimiento de la especie medible formada durante la excitación de la medición, el término b de la ecuación (2). Esto se reconocía en la columna 4, líneas 58-59 de la patente 069, que describe que la humectación incompleta del reactivo da como resultado que el sistema no siga el decaimiento de la curva de Cottrell, lo que da como resultado un valor de concentración de analito inexacto. Por tanto, se pueden obtener constantes de decaimiento transitorio a partir de capas de reactivos parcialmente hidratadas que resultan de periodos de incubación iniciales relativamente cortos.

Los depósitos de las tiras de sensores que incluyen una distribución de la concentración sustancialmente constante de la especie medible pueden reducir cualquier efecto en la constante de decaimiento atribuible a c. El término c también puede afectar a la constante de decaimiento si la duración de la excitación es demasiado larga para el volumen de muestra, dando como resultado una rápida disminución en la concentración de especie medible a medida que aumenta la distancia desde la superficie del electrodo. El uso de una excitación corta o múltiples excitaciones cortas combinadas con una o múltiples relajaciones puede ayudar a reducir el efecto del término c en la constante de decaimiento.

Por ejemplo, la patente 069 describe un sistema que proporciona una constante de decaimiento de Cottrell de -0,5 cuando se combina un periodo de incubación inicial de 160 segundos con un depósito de muestra de 50 pl. Para este sistema, si el periodo de incubación se acortara lo suficiente, el término b de la ecuación (2) aumentaría, proporcionando así un decaimiento no Cottrell. De manera similar, si el volumen del depósito se redujera lo suficiente, el decaimiento no Cottrell daría como resultado un aumento en el término c de la ecuación (2).

La fig. 5 representa las constantes de decaimiento obtenidas de tiras de sensores que tienen volúmenes de depósito de aproximadamente 3,5 gl y distancias del electrodo a la tapa de aproximadamente 250 gm después de periodos de incubación variables para muestras de sangre entera que contienen 50, 100, 200 o 400 mg/dl de glucosa. La tasa de decaimiento aumentaba al aumentar el tiempo de incubación; sin embargo, no se obtuvo una constante de decaimiento de Cottrell de -0,5 dentro del periodo de incubación de seis segundos. Por lo tanto, el sistema proporcionaba decaimientos transitorios en estas circunstancias.

La tabla I, a continuación, proporciona las constantes de decaimiento para los periodos de incubación de 1 -6 segundos de la fig. 5 y proporciona constantes extrapoladas para periodos de incubación de 10 y 15 segundos. También se proporciona una constante de decaimiento extrapolada durante un periodo de incubación prolongado de 20 segundos.

Señal de entrada Periodo de incubación 50 mg/dl 100 mg/dl 200 mg/dl 400 mg/dl

4-1-1 1 -0,2479 -0,23823 -0,2119 -0,17947

4-2-1 2 -0,337 -0,30593 -0,282 -0,2631

4-4-1 4 -0,37417 -0,34993 -0,3442 -0,32837

4-5-1 5 -0,3877 -0,3734 -0,3549 -0,35283

4-6-1 6 -0,3979 -0,38273 -0,373 -0,36483

Extrapolada 10 -0,44596 -0,42622 -0,42066 -0,42275

Extrapolada 15 -0,4786 -0,45853 -0,45679 -0,46475

Extrapolada 20 -0,50176 -0,48146 -0,48242 -0,49456

Tabla I

En cada caso, la señal de entrada incluía una excitación inicial de cuatro segundos, seguida de un periodo de incubación intermitente de tipo circuito abierto de duración variable, y una excitación de medición de un segundo durante el cual se registraba la corriente. El sistema sensor no logró la condición de decaimiento de Cottrell durante ninguno de los periodos de incubación de uno a seis segundos. No se prevé que el sistema sensor alcance una condición de decaimiento de Cottrell en el espacio de doce segundos, incluso con concentraciones bajas de glucosa de 50 mg/dl. Las constantes de decaimiento transitorio preferibles son de -0,001 a -0,48 y de -0,52 a -1. Las constantes de decaimiento transitorio más preferibles son como máximo -0,45, como máximo 0,35 y como máximo -0,3. Se pueden usar otras constantes de decaimiento transitorio.

Las figs. 6A-6C representan gráficamente los perfiles de corriente obtenidos de tres tiras de sensores, cada una de las cuales tiene un espesor inicial promedio diferente de la capa de reacción en periodos de incubación iniciales de 0,125, 0,5, 1, 2, 4 y 6 segundos. El depósito de muestra de cada tira era de aproximadamente 1 gl. La gráfica de la fig. 6A se obtuvo a partir de múltiples tiras de sensores que tienen capas de reacción con un espesor inicial promedio de aproximadamente 15 gm a aproximadamente 20 gm (“gruesas”). Las gráficas de las fig. 6B y 6C se obtuvieron a partir de múltiples tiras de sensores que tenían capas de reacción con espesores iniciales promedio de 10 gm a 15 gm (“intermedias”) y de 1 gm a 2 gm (“finas”), respectivamente. Pueden usarse otros espesores.

Las figuras establecen la relación entre el tiempo de incubación, espesor de la capa de reactivos y tasa asociada de hidratación de la capa. Las capas de reactivos más gruesas requerían más tiempo para que la capa de reactivos se hidratara, y cuanto mayor era el tiempo necesario para que la capa de reactivos se hidratara, mayor era el tiempo antes de que el decaimiento de la corriente alcanzara un punto de disminución continua. Se prefieren los valores actuales obtenidos de la disminución de decaimientos transitorios para correlacionar con la concentración de analito de la muestra.

Para las tiras en capas gruesas de la fig. 6A, se obtuvieron decaimientos de corriente continuamente decrecientes después de un periodo de incubación de aproximadamente 4 segundos o más. Sin embargo, para periodos de incubación de aproximadamente 2 segundos y menos, no se obtuvo un decaimiento de corriente continuamente decreciente para tiras en capas gruesas hasta que se aplicaron aproximadamente 2 o más segundos de señal de entrada.

Para la capa de reactivos de espesor intermedio de las tiras de sensores de la fig. 6B, se obtuvieron decaimientos de corriente continuamente decrecientes después de un periodo de incubación de aproximadamente 2 segundos o más. Para periodos de incubación de aproximadamente 1 segundo y menos, aproximadamente 2 o más segundos de señal de entrada proporcionaron un decaimiento de corriente continuamente decreciente.

Para la capa de reactivos fina de las tiras de sensores de la fig. 6C, se obtuvieron decaimientos de corriente continuamente decrecientes después de un periodo de incubación de aproximadamente 1 segundo o más. Para periodos de incubación de aproximadamente 0,5 segundos y menos, aproximadamente 1 o más segundos de señal de entrada proporcionaron un decaimiento de la corriente continuamente decreciente. Por tanto, las capas de reactivos más finas se pueden combinar con periodos de incubación más cortos para proporcionar un tiempo de análisis total más corto, mientras que las capas de reactivos más gruesas pueden requerir periodos de incubación y/o señales de entrada de mayor duración.

Las figs. 7A-7B representan gráficamente los logaritmos naturales de la corriente frente al tiempo para muestras de sangre completa que incluyen 100 o 300 mg/dl de glucosa al 40% de hematocrito obtenidas después de un periodo de incubación inicial de 6 segundos. Los volúmenes del depósito de muestra y los espesores promedio iniciales de la capa de reactivos eran como en las figs. 6A-6C, anteriores. Las gráficas se generaron a partir de los valores de corriente obtenidos durante los primeros 5 segundos de una excitación de 10 segundos, en el que el término a de la ecuación (2) domina la constante de decaimiento. Cada una de las constantes de decaimiento observadas (pendientes de las gráficas de ln(corriente, nA) frente a In(tiempo, s)) difieren de la constante de decaimiento de Cottrell -0,5, teniendo constantes de decaimiento transitorio que van de aproximadamente -0,35 a aproximadamente -0,45. Por lo tanto, incluso en el periodo de incubación inicial más largo de 6 segundos, no se observa el decaimiento de Cottrell.

Las figs. 8A-8C son perfiles de decaimiento de corriente de un periodo de incubación inicial de 0,25 segundos seguido de una señal de entrada regulada que incluye excitaciones de 0,5 segundos y relajaciones de 0,25 segundos, para proporcionar una duración del ciclo de trabajo de 0,75 segundos. Se usaron tiras de sensor de capa de reactivos intermedia y fina que tenían volúmenes de depósito de muestra de aproximadamente 1 pl para analizar muestras de sangre completa que incluían 50, 100 o 400 mg/dl de glucosa con hematocrito de 40%. Se obtuvieron decaimientos de corriente continuamente decrecientes que se pueden correlacionar con la concentración de analito de 50 mg/dl en la muestra en el espacio de 0,75 segundos para la capa fina de reactivo, por lo tanto, durante la primera excitación. Para la capa de reactivos intermedia más gruesa, se obtuvieron decaimientos de corriente continuamente decrecientes en el espacio de 3 segundos, por lo tanto durante la tercera excitación.

La fig. 8D es una gráfica de calibración obtenida al representar las corrientes de punto final (p1, p2, p3) de las tres primeras excitaciones obtenidas de las tiras de sensor de capa de reactivos fina como se muestra en las figs. 8A-8C. La figura establece que los valores de corriente tomados después de periodos de incubación muy cortos de 0,25 segundos de acuerdo con la presente invención se pueden correlacionar con precisión (R2 = 0,999) con la concentración de glucosa plasmática real de las muestras de sangre completa.

La fig. 8E es una gráfica de calibración obtenida representando las corrientes de punto final (p4, p5, p6) de las excitaciones 4, 5 y 6 obtenidas de las tiras de sensores que tienen capas de reactivos de espesor intermedio como se muestra en las figs. 8A-8C. La figura establece que los valores de corriente tomados después de un periodo de incubación inicial muy corto de 0,25 segundos y múltiples ciclos de trabajo que incluyen excitaciones de 0,5 segundos y relajaciones de 0,25 segundos de acuerdo con la presente invención se pueden correlacionar con precisión (R2 = 0,99) con la concentración de glucosa plasmática real de muestras de sangre completa.

Para proporcionar una comprensión clara y coherente de la memoria descriptiva y las reivindicaciones de esta solicitud, se proporcionan las siguientes definiciones.

"Muestra" es una composición que puede contener una cantidad desconocida del analito. Una muestra puede ser acuosa, tal como sangre completa, orina, saliva o un derivado, tal como un extracto, una dilución, un filtrado o un precipitado reconstituido.

"Periodo de incubación" es el periodo de tiempo que la muestra reacciona con los reactivos antes de que se aplique una excitación, tal como antes de que se aplique la primera excitación y/o el tiempo entre excitaciones si la señal de entrada incluye múltiples excitaciones.

"Especie medible" es cualquier especie electroquímicamente activa que se puede oxidar o reducir bajo un potencial adecuado en la superficie de un electrodo.

Una "oxidorreductasa" facilita la oxidación o reducción de un analito o sustrato biológico. Véase, por ejemplo, el Oxford Dictionary of Biochemistry and Molecular Biology, Revised Edition, A.D. Smith, Ed., New York: Oxford University Press (1997) págs. 161,476, 477 y 560.

Aunque se han descrito varias realizaciones de la invención, será evidente para los expertos en la técnica que son posibles otras realizaciones e implementaciones dentro del alcance de las reivindicaciones.

Claims (11)

REIVINDICACIONES

1. Un método para determinar la concentración de un analito en una muestra, que comprende:

recibir la muestra en la tira de sensor;

formar una especie medible a partir de la reacción de un analito en la muestra con una enzima específica del analito; aplicar una señal eléctrica de entrada a la muestra después de un periodo de incubación de 0,01 segundos a 12 segundos de manera que la especie medible tenga una distribución de la concentración variable al final del periodo de incubación, incluyendo la señal eléctrica de entrada una excitación y una relajación;

en respuesta a la aplicación de la señal eléctrica de entrada, medir una señal de corriente de salida que tiene un decaimiento transitorio con una constante de decaimiento mayor que o menor que -0,5; y

determinar la concentración de analito de la muestra a partir de al menos la constante de decaimiento de la señal de corriente de salida medida.

2. El método de la reivindicación 1, en donde la distribución de la concentración variable representa una conversión redox incompleta del analito a la especie medible.

3. El método de la reivindicación 1, en donde la distribución de la concentración transitoria experimenta un cambio sustancial desde la superficie de un electrodo hasta una tapa superior de un depósito que se llena con la muestra.

4. El método de la reivindicación 3, en donde la altura del depósito es de 100 a 250 pm.

5. El método de la reivindicación 1, en donde la constante de decaimiento es de 0,52 a 1 o como máximo -0,35.

6. El método de la reivindicación 1, en donde la concentración de analito se determina antes de que el analito experimente la conversión completa en la especie medible.

7. El método de la reivindicación 1, en donde la señal eléctrica de entrada incluye una pluralidad de excitaciones y una pluralidad de relajaciones.

8. El método de la reivindicación 7, en donde al menos una de las excitaciones tiene una duración de 0,1 a 5 segundos o de 0,1 a 1 segundo.

9. El método de la reivindicación 7, en donde al menos una de las relajaciones tiene una duración de 0,1 a 3 segundos.

10. El método de la reivindicación 1, en donde la señal eléctrica de entrada es un voltaje.

11. El método de la reivindicación 1, en donde el periodo de incubación no excede de 8 segundos, o no excede de 4 segundos, o no excede de 1 segundo, o no excede de 0,1 segundos.