DE19940750A1 - Träger für Analytbestimmungsverfahren und Verfahren zur Herstellung des Trägers - Google Patents
Träger für Analytbestimmungsverfahren und Verfahren zur Herstellung des TrägersInfo
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Abstract
Es wird ein Träger für Analytbestimmungsverfahren angegeben, umfassend eine Vielzahl von Kanälen, insbesondere Kapillarkanälen, wobei in den Kanälen eine Vielzahl von unterschiedlichen Rezeptoren, insbesondere durch Belichtung, immobilisiert ist. Ferner wird ein Verfahren zur Herstellung eines solchen Trägers beschrieben.
Description
Für die Grundlagenforschung in den Biowissenschaften und für die
medizinische Diagnostik sowie einige andere Disziplinen ist die präzise
Detektion biologisch relevanter Moleküle in definiertem Untersuchungs
material von herausragender Bedeutung. Dabei liegt die genetische
Information in Form einer enormen Vielfalt von unterschiedlichen Nu
kleinsäuresequenzen vor, der DNA. Die Realisation dieser Information führt
über die Herstellung von Abschriften der DNA in RNA meist zur Synthese
von Proteinen, die ihrerseits häufig an biochemischen Reaktionen beteiligt
sind. Sekundär werden dadurch zahlreiche organische, teils
niedermolekulare, Verbindungen auf- und abgebaut.
Die Detektion von bestimmten Nukleinsäuren und die Bestimmung der
Abfolge der vier Basen in der Kette der Nukleotide (Sequenzierung) liefert
wertvolle Daten für Forschung und angewandte Medizin. In der Medizin
konnte in stark zunehmendem Masse durch die in vitro-Diagnostik (IVD) ein
Instrumentarium zur Bestimmung wichtiger Patientenparameter entwickelt
und dem behandelnden Arzt zur Verfügung gestellt werden. Für viele
Erkrankungen wäre eine Diagnose zu einem ausreichend frühen Zeitpunkt
ohne dieses Instrumentarium nicht möglich. Hier hat sich die genetische
Analyse als wichtiges neues Verfahren etabliert (z. B. Infektionskrankheiten
wie HIV und HBV, genetische Prädisposition für bestimmte Krebsarten oder
andere Erkrankungen, Forensik). In enger Verzahnung von
Grundlagenforschung und klinischer Forschung konnten die molekularen
Ursachen und (pathologischen) Zusammenhänge einiger Krankheitsbilder bis
auf die Ebene der genetischen Information aufgeklärt werden. Diese
Entwicklung steht allerdings noch am Anfang, und gerade für die
Umsetzung in Therapiestrategien bedarf es stark intensivierter
Anstrengungen. Insgesamt haben die Genomwissenschaften und die damit
verbundene Nukleinsäureanalytik sowohl zum Verständnis der molekularen
Grundlagen des Lebens als auch zur Aufklärung sehr komplexer
Krankheitsbilder und pathologischer Vorgänge enorme Beiträge geleistet.
Darüber hinaus liefert die genetische bzw. gentechnische Analyse bereits
heute ein breites diagnostisches Methodenspektrum.
Die weitere Entwicklung in der medizinischen Versorgung wird durch die
Explosion der Kosten belastet, die mit entsprechend aufwendigen Verfahren
verbunden sind. Hier muß nicht nur auf die Realisation der Möglichkeiten an
diagnostischem und therapeutischem Nutzen gedrängt, sondern auch eine
Integration in ein tragfähiges, finanzierbares Gesundheitssystem
vorangetrieben werden.
Eine Anwendung entsprechender Technologien in der Forschung kann
ebenfalls nur dann in breitem Umfang und auch im akademischen Bereich
erfolgen, wenn die damit verbundenen Kosten reduziert werden.
Die Entwicklung der Genomwissenschaften und die Entschlüsselung des
Erbgutes stehen noch am Anfang der Entwicklung, ebenso die Realisation
des diagnostischen Potentials einer genetischen bzw. gentechnischen
Analyse. Die bisher etablierten Verfahren sind meist arbeitsaufwendig und
relativ ineffizient, was sich in Kosten und Kapazität z. B. an Informa
tionsgewinn niederschlägt. Wichtigste Neuerung ist die Entwicklung von
sog. Oligonukleotid-Arrays, bei denen eine sehr große Anzahl von relativ
kurzen Oligonukleotiden definierter Sequenz auf einer festen Matrix (meist
Silizium) angekoppelt sind und dadurch für eine parallele Hybridisierung
komplementärer Sequenzen im Untersuchungsgut zur Verfügung stehen. Die
aufwendige Herstellung und der hohe Preis lassen die Vermarktung als
Massenprodukt zum gegenwärtigen Zeitpunkt aber nicht zu.
- - In vitro Diagnostik und klinische Diagnostik
Durch deutlich preiswertere Systeme soll die Anwendung in der Routine möglich werden, z. B. für- - Infektionskrankheiten (HIV, HBV etc.) und deren Subtypen,
- - Onkologie (Tumorfrüherkennung, Tumorklassifizierung, z. B. Typ und Status),
- - genetische Prädisposition
- - Biologische Grundlagenforschung, insbesondere Genomik Erfassung von sehr vielen Meßpunkten im untersuchten System, z. B. alle exprimierten Gene; daraus wird sich ein enormer Erkennt nisgewinn in der biologischen Grundlagenforschung (Entwicklungs biologie, Stammzellkultur, Tissue-engineering, Transplantations medizin, Regeneration) ableiten, der auch zu wichtigen Durchbrüchen in der Biomedizin und zu entsprechenden Anwendungen führen wird.
- - Forensik
Wie für die Verwendung von DNA GenChips der Firma Affymetrix gezeigt wurde (Science 280: 1077-1082) kann durch entsprechende biochemische Rahmenbedingungen in der Hybridisierung zwischen Punktmutationen in der Basenabfolge unterschieden werden. Mit dem hier beschriebenen System ist damit ein breit angelegtes Screening möglich. - - Lebensmittelanalytik Durch diese Erfindung sollte das rasche, kosteneffektive Analysieren von Lebensmitteln z. B. auf das Vorhandensein bestimmter Gene hin möglich werden.
- - Screening von medizinischen Produkten
Die Herstellung z. B. von Blutpräparaten ist immer noch mit einem hohen Aufwand für die Sicherheitsvorkehrungen zur Reinheit verbunden. Ein Zeit- und kosteneffektives Screening solcher Proben wird mit dieser Erfindung möglich werden, um z. B. eine Kontamination mit infektiösem Material zu verhindern (HIV, HBV etc).
Bei BioChips handelt es sich um miniaturisierte hybride Funktionselemente
mit biologischen und technischen Komponenten, z. B. an der Oberfläche
immobilisierte Biomaterialien, die als spezifische Interaktionspartner dienen
können (z. B. DNA-Oligonukleotide) und eine Silizium Matrix. Meist sind diese
Funktionselemente in Reihen und Spalten angeordnet, man spricht dann von
BioChip arrays. Da tausende von biochemischen Funktionselementen auf
dem BioChip angeordnet sein können, müssen diese mit mikrotechnischen
Methoden hergestellt werden.
Vor allem in den USA wird die Entwicklung von miniaturisierten BioChips
mit enormen Mitteln vorangetrieben. Die wichtigsten in diesem Umfeld
tätigen Firmen sind im folgenden aufgelistet:
Affymetrix, Beckman Instruments, Blue Chip Biosystems, Caliper Techno
logies, Cura-Gen, Genometrix, Gene Trace Systems, Hyseq, Incyte
Pharmaceuticals, Molecular Tool, Nanogen, Pharmacia, Synteni, Third Wave
Technologies, Vysis.
Bisher bekannte BioChips lassen sich nach folgenden Kriterien klassifizieren:
- - Nachweisprinzip:
- - Chromatographische Verfahren
- - Interaktion von Analyten mit fester Phase, meist immobilisierter Interaktionspartner (z. B. Hybridisierung von Nukleinsäuren an DNA-Oligonukleotide).
- - Detektionsverfahren (optisch, elektrisch).
- - Markerbasiert (z. B. Absorption, Fluoreszenz oder Lumineszenz) oder markerfreie Nachweisverfahren (Lichterzeugung zum Reaktions nachweis).
- - Zuordnung des Analyten zu seinem Träger [Festphase]
(ARRAY mit mehr als einem immobilisierten Interaktionspartner pro Träger oder SINGLE mit nur einem immobilisierten Interaktionspartner pro Träger). - - Herstellungsverfahren (z. B. Oligonukleotide direkt auf dem BioChip lichtaktiviertsynthetisieren, fertig synthetisierte Oligonukleotide spotten, Beads oder Tubes beschichten).
- - Trägerarten (Glas-Chips, Kunststoff-Chips, Mikrotiterplatten, Tubes oder Beads).
- - Präsentation zur Detektion (seriell, parallel).
- - Optische Detektion (seriell im Scanner oder parrallel mit einer CCD-Kamera).
Unter den aufgeführten Firmen verwendet lediglich Affymetrix das Prinzip
der Photolithographie für eine "high density" Erzeugung von DNA-Arrays auf
einer planaren Oberfläche, wodurch sie die Parallelisierung der Detektion
von Oligo-Sequenzen mit Abstand weitesten voran getrieben haben.
GenChip von Affymetrix Inc., Santa Clara, Kalifornien:
GenChip von Affymetrix Inc., Santa Clara, Kalifornien:
- - Neuartige in situ Synthese von DNA-Oligonukleotiden auf planaren Chips in hoher Dichte (Juli 98: bis 64.000 unterschiedliche Oligos auf 1 cm2).
- - Herstellungsverfahren basiert auf der in der Halbleiter-Industrie verwendeten und optimierten Photolithographie, wobei eine lichtaktivierbare Bindung von Oliogos an die Chipoberfläche, sowie an bereits vorhandene Oligos, verwendet wird.
- - Herstellungsdauer beträgt aufgrund einer Vielzahl von Verfahrensschritten mehrere Stunden.
- - Serielle optische Detektion des planaren Chips in einem Fluorescensscanner.
- - Hybridisierungsdauer der Probe auf einem Chip ca. 1.5 Stunden. Erste Produkte (Sequenzierchip für Tumormarker p53 Exons 2-11, Brustkrebsgen BRCA1 Exon 11, HIV Gene Chip).
- - Kosten zur Zeit im Bereich mehrere hundert Dollar für einen GenChip, dazu wird noch die Detektionseinheit benötigt.
Gegenstand der Erfindung ist ein Träger nach Anspruch 1 (nachstehend
auch als BioChip oder FCC-Chip bezeichnet) für Analytbestimmungs
verfahren, umfassend eine Vielzahl von Kanälen, insbesondere Kapillar
kanälen, wobei in den Kanälen eine Vielzahl von unterschiedlichen Rezep
toren immobilisiert ist. Die Kanäle sind vorzugsweise Mikrokanäle mit einem
Querschnitt im Bereich von 10 bis 1000 µm.
Bevorzugte Ausgestaltungen des Trägers sind Gegenstand der Ansprüche
2 bis 4. Vorzugsweise enthält der Träger definierte Flächenbereiche mit
jeweils gleichen Rezeptorspezies. Die Kanäle sind vorzugsweise auf
mindestens einer Trägeroberfläche angeordnet. Die Rezeptoren sind
insbesondere aus Nukleinsäuren und Nukleinsäureanaloga ausgewählt. Der
Träger ist vorzugsweise zumindest im Bereich der Kanäle optisch
transparent.
Gegenstand der Erfindung ist ferner ein Verfahren nach Anspruch 6 zur
Herstellung eines Trägers der vorstehend genannten Art, umfassend die
Schritte:
- a) Bereitstellen eines Trägerkörpers umfassend mindestens einen Kanal,
- b) Leiten von Flüssigkeit mit Bausteinen für die Synthese polymerer Rezeptoren durch den Kanal oder die Kanäle des Trägerkörpers,
- c) orts- oder/und zeitspezifisches Immobilisieren der Rezeptorbausteine an jeweils vorbestimmten Positionen in dem Kanal oder in den Kanälen und
- d) Wiederholen der Schritte (b) und (c) bis die gewünschten Rezeptoren an den jeweils vorbestimmten Positionen synthetisiert worden sind.
Bevorzugte Ausgestaltungen des Verfahrens sind Gegenstand der Ansprüche
6 bis 18. Das Immobilisieren erfolgt gemäß einer besonders bevorzugten
Ausführungsform durch Belichtung. Vorzugsweise erfolgt der Aufbau des
Rezeptors am Trägerkörper durch mehrere aufeinanderfolgende Immobili
sierungsschritte von Rezeptorbausteinen. Der Träger nach der Erfindung
findet vorzugsweise in einem Verfahren zur Bestimmung von Analyten in
einer biologischen Probe Verwendung.
Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ein neuer Träger (im folgenden
"BioChip") als Basis für die Verwendung der photolithographischen
Synthese einzelner Basen (G, A, C und T) oder ganzer Oligonukleotide
(Basen-Sequenzen) zur Bildung einer hochparallelen, -planaren und -dichten
Anordnung (Array) dieser Oligonukleotide in einer festen Trägermatrix
(Chip).
Der neue BioChip, der "Fraktal Capillary Chip - FCC", besteht vorzugsweise
aus einer Struktur aus Mikrokanälen, z. B. Kapillaren in einem durchsichtigen,
flachen Körper. Die flüssigen Einsatzstoffe werden bei der DNA-Chip
synthese, durch die Kapillaren im Chip geführt und binden, lokal
lichtaktiviert, an den Kapillarwänden. Damit werden die technischen
Vorraussetzungen für eine schnelle, effiziente und damit kostengünstige
Herstellung von BioChips geschaffen, was den breiten Einsatz dieser
BioChips ermöglichen wird. Dichte und Parallelität liegen in der gleichen
Größenordnung wie bei Konkurrenzprodukten (z. B. GenChip von
Affymetrix), mit mehreren hunderttausend definierten Oligonukleotiden auf
einem Träger. Der Vorteil der neuen Chips liegt in den günstigeren
physiko-chemischen Eigenschaften der Strömungs- und
Benetzungsvorgänge in den Kapillaren im Vergleich mit einer einheitlichen
Oberfläche.
Die Chip-Produktion besteht aus der Erzeugung des Trägerkörpers aus einem
geeigneten, lichtdurchlässigen Material sowie dem biochemischen
Beschichtungsvorgang (coating) der Wände der einzelnen Kapillaren so daß
anschließend die Oligonukleotide in den Kapillaren synthetisiert werden
können (labeln). Hierbei werden in den einzelnen Kapillaren im Chip, mittels
Photoaktivierung durch eine geeignete Lichtquelle einzelne Basen oder ganze
Basen-Sequenzen (Oligos) ortsspezifisch angelagert. Dadurch entstehen in
jeder Kapillare eine Vielzahl an Meßpunkten (spezifische Bindungs- bzw.
Hybridisierungsstellen), wobei jeder Meßpunkt aufgrund seiner individuellen
Basen-Sequenz-Kombination für die Hybridisierung und anschließende
Detektion eines spezifischen DNA-Fragmentes dient. Die Meßpunkte sind in
einer Dimension des planaren Chips durch die Wände der Kapillaren von
einander getrennt und entlang der einzelnen Kapillaren wird zwischen zwei
benachbarten Meßpunkten bei der photoaktivierten Bindung ein
entsprechender Freiraum gelassen. Es entsteht ein hoch paralleler, hoch
integrierter Meßpunkt-Array (DNA-Chip-Array). Aufgrund der Möglichkeit
des Multiplexens von Oligo-Sequenzen und parallelen Kapillaren (Details
siehe Kapitel 5) ist eine Reduktion der Herstellzeiten auf 1/4 bei der
Verwendung einfacher Basen, 1/8 bei Dinukleotiden und auf 1/16 bei
Trinukleotiden durch entsprechendes Multiplexing der Oligos (Einsatzstoffe)
und der zu benetzenden Kapillaren möglich. Damit wird auch eine flexible
Anpassung an Kundenwünsche, der "massgeschneiderte" BioChip, möglich.
Für die Analyse wird das Untersuchungsmaterial (z. B. DNA, RNA in Lösung)
durch die Kapillaren geführt und erhält Gelegenheit zur Hybridisierung an
komplementäre Stränge, sofern diese vorhanden sind. Zur Detektion und
Auswertung der jeweiligen DNA-Hybridisierung werden hochauflösende,
parallele CCD-Chips verwendet. Das Lichtsignal wird durch ein geeignetes
Nachweisverfahren (Stand der Technik) erzeugt. Es sind aber auch neue
Detektionsverfahren anwendbar. Bei der Detektion kann auf optisch
abbildende Linsensysteme verzichtet werden, wenn die Größe der Kapillaren
so gewählt wird, daß jeder Meßpunkt eine ausreichende Anzahl
Pixelelemente des Farb-CCD-Chips überdeckt. Durch diese direkte Nutzung
(keine Optik) hoch paralleler CCD-Matrix Chips mit einer großen Anzahl
(derzeit 8 Mio. Farbpixel pro 1 cm2; Stand der Forschung: 30 Mio. Farbpixel
pro 1 cm2) an Pixeln (optischen Sensoren) ist es möglich eine Vielzahl von
Lichtsignalen parallel zu detektieren (siehe BioScanner der Firma
Genometrix). Damit wird versucht, auch bei der Detektionseinheit statt
teurer optischer Anordnungen auf ein in großer Stückzahl und zu niedrigen
Preis gefertigtes High-Tech Produkt zurückzugreifen.
Die Erfindung deckt somit folgende Anforderungen in der klinischen
DNA-Diagnostik ab:
- - Eine Vielzahl an simultan bestimmbaren DNA-Sequenzen (erreicht durch hoch integrierte, miniaturisierte FC-Chips und eine hochauflösende optische Detektion).
- - Kostengünstige Tests (Multiplexing in der Produktion [s.o.], billige "Disposable"-Chips zum Beispiel aus Spritzguß, einer schnellen Synthese bei der Produktion und eine schnelle Hybridisierung bei der Analyse aufgrund kleinerer Volumina und günstiger Benetzungsvorgänge, der Reduktion der Einsatzstoffe durch die Strömungsgeometrie des Chips etc.).
- - Schnelle Auswertung (erreicht durch die parallele optische Auswertung in planarer Anordnung [DNA-Chip Array]).
- - Kostengünstiges Analysesystem (erreicht durch den Verzicht auf teure, mikrosystemtechnische und optische Komponenten).
- - Sicherstellung der Qualität sowohl bei der Produktion, als auch bei der Analyse (erreicht durch definierte Strömungsvorgänge im Chip).
Die Verwendung der Photoaktivierung von chemischen Reaktionen im
Bereich der DNA-Chip-Synthese wird erst in Kombination mit der
Technologieplattform des "Fraktal Capillary Chip - FCC" zum Durchbruch
kommen, da hierdurch die Produktionskosten für einen einzelnen BioChip,
bei gleichzeitiger Qualitätsverbesserung, um den Faktor 10-100 reduziert
werden können. Dadurch wird zum ersten mal eine kostengünstige, massiv
parallele, hoch integrierte und gleichzeitig einfach miniaturisier- und
automatisierbare DNA-Chip-Technologie zur Verfügung gestellt.
Der prinzipielle Lösungsweg in diesem System basiert auf der
biochemischen Synthese von Oligos an die Oberflächen einer Vielzahl von
Kanalwänden. Diese Kanäle sind in einem Träger angeordnet. Die Synthese
erfolgt mit den Rezeptorbausteinen, z. B. entsprechenden Basen oder
mehrbasigen Oligonukleotiden (Basen-Sequenzen) vorzugsweise über eine
lichtaktivierte ortsspezifische Bindung. Die Benetzung dieser spezifisch mit
Rezeptor bestückten Kanäle mit den zu untersuchenden DNA-Analyten und
der anschließenden Detektion der Bindungsreaktion über geeignete
signalgebende Gruppen, z. B. optisch nachweisbare Gruppen, schließt das
Verfahren ab.
Die Chip-Produktion besteht aus der Erzeugung des Trägerkörpers aus
einem geeigneten, lichtdurchlässigen Material sowie dem biochemischen
"Labeln" (Synthese) der Wände der einzelnen Kapillaren. Die spezifische
Synthese kann entweder direkt bei der Chip-Produktion oder erst beim
Anwender erfolgen.
Für die Trägerkörper können unterschiedliche Materialien (z. B. Glas oder
Kunststoff) verwendet werden. Wichtig ist, daß die Wände der Kapillaren
sowohl für die Anregungswellen bei der lichtaktivierten Synthese sowie die
Lichtwellen (ggf. Anregung und Reaktionssignal) bei der anschließenden
Detektion (Analyse) gut durchlässig sind. Je nachdem welches Material
eingesetzt wird, müssen die Wände der Kapillaren beschichtet werden,
damit die erste Ebene an Basen - lichtaktiviert - an der Oberfläche binden
kann.
Die Geometrie der Chips entspricht beispielsweise einer "Scheckkarte",
wobei die Größe der von den Kapillaren bedeckten Fläche von dem zur
Detektion verwendeten CCD-Chip bestimmt wird (derzeit typische
Abmessungen 25 × 37 mm). Für die Kapillaren im planaren Chip sind
unterschiedliche Herstellverfahren einsetzbar. Hierbei ist der Einfluß der
Querschnittsgeometrie der Kapillaren zu berücksichtigen, welcher großen
Einfluß auf die entstehenden strömungstechnischen Kapillarkräfte und die
Möglichkeit der Reinigung der Kapillaren hat. Als Herstellverfahren kann man
zum Beispiel Laser, Fräsen, Ätztechniken oder Spritzguß verwenden.
Bei der Anordnung der Kapillaren in der Ebene sind die folgenden Aspekte
zu berücksichtigen: Verwendet man eine Vielzahl an parallelen Kapillaren,
so kann man die Zeiten bei der Synthese minimieren, allerdings ist die
Benetzung bzw. Befüllung der einzelnen Kapillare entsprechend komplex.
Hat man im anderen Extrem nur eine einzige lange Kapillare, so ist die
Synthese entsprechend langsam, da das Multiplexing von Kapillaren zu
Basen oder ganzen Oligos nicht verwendet werden kann und alle Vorgänge
nur seriell nacheinander ablaufen können. Der Vorteil nur einer Kapillare liegt
in der Analyse, wo die Probe an jedem Meßpunkt in allen Kapillaren
vorbeiströmt.
Wie bereits für mehrere Anordnungen gezeigt (z. B. Molekular Medicin
Today, 9/97, S. 384-389; Trends in Biotechnology, 11/97, S. 465-468)
kann die Hybridisierung von Nukleinsäuresträngen an eine meist kurze
komplementäre Sequenz, ein sog. Oligonukleotid oder Oligo, für die
Sequenz-Analyse verwendet werden. Dazu werden hochdichte
Anordnungen synthetischer Oligos auf einer festen Matrix erzeugt und
erlauben multiple parallele Hybridisierungsexperimente. Führendes Verfahren
(August 98) ist eine photolithographische und damit lokale Aktivierung von
Synthese-Vorstufen. In Anlehnung an die aus der Mikroelektronik entlehnte
Technik werden die parallelen Anordnungen als Chips bezeichnet.
Durch eine massive Erhöhung der Zahl an "Meßpunkten", d. h. definierten
Oligos an definiertem Ort, wird eine enorme analytische Kapazität
geschaffen.
Die zu untersuchende Probe enthält normalerweise DNA oder RNA. Diese
muß eventuell isoliert und in einem Amplifizierungsschritt (z. B. PCR)
vermehrt werden und erhält dabei eine Markierung, z. B. ein
Fluoreszenzlabel.
Durch ausreichend viele Meßpunkte ist auch eine Sequenzierung eines DNA
Moleküls möglich (Sequencing-by-Hybridization SBH, siehe BioTec 3/98, S.
52-58), andere Anwendungen zeigen die Bestimmung von
Punkmutations-Polymorphismen (d. h. Unterschiede zwischen Individuen in
einzelnen Basen in einem definierten DNA Abschnitt) und erlauben u. a. eine
Identifizierung von solchen Polymorphismen bei hunderten von Probanden
parallel (Science 280, 5/98, S. 1077-1082).
Erstmals wird auch die Untersuchung von ganzen Genomen und des
Gen-Expressions-Status ganzer Zellen möglich (z. B. Proc. Nat. Acad. Sci. USA
95, 3/98, S. 3752-3757).
Die hier beschriebene Erfindung läßt demnach die Anwendung einer Vielzahl
von etablierten Verfahren zur Untersuchung von Nukleinsäuren und
genetischem Material zu. Damit ist gleichzeitig ein starker Anstieg solcher
Anwendungen und damit ein enormer wissenschaftlicher Fortschritt
verbunden, da erwartet wird, daß der "Fraktal Capillary Chip - FCC" eine
solche Technologie flexibler als die vorhandenen Verfahren und zu deutlich
niedrigeren Kosten bereitstellt.
Beim Aufbau von Rezeptoren auf dem Träger werden in den einzelnen
Kapillaren im Chip, mittels Photoaktivierung durch eine geeignete Lichtquelle
(GenChip von Affymetrix: 365 nm mit 14 mW pro cm2 bei 2 cm Lauflänge
in einer Quarzküvette) einzelne Rezeptorbausteine, z. B. Basen (G, A, C, T)
oder Oligonukleotid-Sequenzen (etwa 2 bis 4 Basen lang) ortsspezifisch
angelagert. Alle Kapillaren werden wie bei der GenChip-Produktion von
Affymetrix sequentiell mit G, A, C und T gefüllt und entlang der Kapillaren
ortsspezifisch mit hochauflösendem Licht bestimmter Wellenlänge und
Intensität bestrahlt. Zwischen den Beschichtungszyklen werden die
Kapillaren entsprechend gespült, um nicht gebundene Rezeptorbausteine zu
beseitigen.
Hierdurch entstehen in jeder Kapillare eine Vielzahl an Meßpunkten
(spezifische Bindungs- bzw. Hybridisierungsstellen), wobei jeder Meßpunkt
aufgrund seiner individuellen Basen-Sequenz für die Hybridisierung und
anschließende Detektion eines spezifischen DNA-Fragments dient. Die
Meßpunkte sind in der einen Dimension des Trägers durch die Wände der
Kapillaren von einander getrennt und in der zweiten Dimension, entlang der
einzelnen Kapillaren, wird zwischen zwei benachbarten Meßpunkten bei der
Photoaktivierung ein entsprechender Freiraum gelassen.
Die Photolithographie kann auch weiterhin für die lichtaktivierte Bindung der
Basen verwendet werden. Es können aber auch andere Verfahren eingesetzt
werden.
Besonders bevorzugt wird ein Belichtungsverfahren unter Verwendung einer
LCD-Lichtquellenmatrix (Flüssigkristallanzeige-Matrix), deren Matrixpunkte
bzw. Lichtquellenelemente gezielt steuerbar sind, insbesondere hinsichtlich
der Farbe und der Intensität des Lichtes. Mit einer solchen LCD-Matrix
können also jeweils benötigte zweidimensionale Belichtungsmuster auf
einfache Weise insbesondere rechnergestützt erzeugt werden. Die
bevorzugte Photoaktivierung der Oligos bei der Herstellung des FCC-Chips
erfolgt direkt durch den LCD-Chip. Die hierfür benötigte Wellenlänge von
365 nm (oberer UV-Bereich nahe dem sichtbaren Licht) läßt sich, sofern
noch nicht verfügbar, leicht z. B. durch einen Wechsel der
Hintergrundlichtquelle im LCD-Chip erreichen.
Wie beschrieben soll die Bindung eines DNA-Analyten direkt oder indirekt
zu einem Lichtsignal führen. Dies kann beispielsweise durch ein
Anregungslicht (Fluoreszenz) oder durch Photonenemission (Lumineszenz)
erfolgen. Zur Signaldetektion wird ein CCD-Chip verwendet, der direkt unter
dem FC-Chip plaziert wird. Die Anregungslichtquelle wird über dem FC-Chip
plaziert und es wird entsprechend im Durchlichtverfahren gemessen.
Jedes Lichtsignal wird auf dem CCD-Chip erfaßt, und zwar sowohl nach
Wellenlänge (Farbe) als auch nach Intensität differenziert. Das
aufgenommene Spektrum kann qualitativ oder quantitativ ausgewertet
werden. Zudem läßt die Unterscheidung von Wellenlängen und Intensitäten
auch eine Unterscheidung von Signalquellen zu.
Die Anregungslichtarten für das Nachweisverfahren müssen je nach
Anforderungen monochromatisch (z. B. Laserlicht für Fluoreszenzanregung)
oder heterogen (z. B. Weißlicht für Absorptionsmessung) gewählt werden.
Im wesentlichen werden durch die neuen FC-Chips (Trägersystem für die
DNA-Analyt-Detektion) die nachfolgend aufgeführten Nachteile der
GenChip-Technologie von der Firma Affymetrix überwunden:
Das Prinzip der flächigen Benetzung der gesamten Chipoberfläche mit Fluid erlaubt keinerlei Multiplexing in der Produktion. So erhöht sich die Zahl der Herstellungszyklen für 20 Basen lange Oligos bei einer Verwendung von Dinukleotiden (42 = 16 Möglichkeiten) von 4 × 20 = 80 Hybridisierungs schritten auf 16 × 10 = 160, was eine Verdoppelung bedeutet. Das Gleiche gilt natürlich auch für die zwischengelagerten Waschzyklen.
Das Prinzip der flächigen Benetzung der gesamten Chipoberfläche mit Fluid erlaubt keinerlei Multiplexing in der Produktion. So erhöht sich die Zahl der Herstellungszyklen für 20 Basen lange Oligos bei einer Verwendung von Dinukleotiden (42 = 16 Möglichkeiten) von 4 × 20 = 80 Hybridisierungs schritten auf 16 × 10 = 160, was eine Verdoppelung bedeutet. Das Gleiche gilt natürlich auch für die zwischengelagerten Waschzyklen.
Die Synthese der photoaktivierbaren Basen an die planare Chipoberfläche,
ebenso wie die benötigten Waschschritte bei der Chipherstellung sind, außer
durch platz- und handhabungsintensive Tauchvorgänge (Chip wird in
Flüssigkeit getaucht) oder flüssigkeitsintensive Spülvorgänge entlang der
Oberfläche, nicht realisierbar, was von der Geräteentwicklung her gesehen
ein sehr großes Miniaturisierungs- und Automatisierungshemmnis darstellt.
Bei der anschließenden DNA-Sequenz-Detektion ist eine gleichmäßige
Verteilung der Probe auf der Chipoberfläche aufwendig (keine einfachen und
damit zuverlässigen Mischverfahren möglich) und es Bedarf einer
entsprechend großen Menge an Proben-Fluid. Die Suche nach einem
seltenen Ereignis in der Probe ist nicht möglich, da ein ausreichender
Kontakt aller Probenbestandteile mit allen spezifischen Meßpunkten nicht
gewährleistet werden kann.
Der wesentliche Fortschritt der neuen DNA-BioChips liegt in der Möglichkeit
der drastischen Reduktion der Herstellzeiten bei der individuellen Synthese
der Chips (Labeln) durch ein entsprechendes Multiplexen zwischen Basen
bzw. Oligos als Einsatzstoff und den Kapillaren.
Für die ortsspezifische Erzeugung einer Vielzahl an unterschiedlichen
Basen-Sequenzen einer bestimmten Länge (z. B. 20 Basen) auf einer
planaren Oberfläche mittels örtlich hochauflösender Photoaktivierung
benötigt man in jeder Ebene (Rechenbeispiel: 20 Basen in jeder Basen-
Sequenz) des DNA-Chip-Arrays 4 (bedingt durch die vier verschiedenen
Basen) Synthesezyklen. Für 20 Basen-Ebenen sind es folglich 4 × 20 = 80
Zyklen. Hinzu kommt mindestens noch je ein Waschzyklus, was in Summe
min. 80 Waschzyklen und damit 160 Gesamtzyklen bedeutet. Verwendet
man auf der gleichen Oberfläche Dinukleotide (2 Basen) so entstehen 2
Ebenen auf einmal, allerdings sind für diese zwei Ebenen 42 = 16
Synthesezyklen sowie die entsprechenden Waschschritte notwendig. Für 20
Ebenen werden folglich 10 × 16 = 160 Synthesezyklen und damit 320
Gesamtzyklen anstelle von 160 Zyklen benötigt, was eine Verdoppelung der
Produktionszeiten bedeutet. Bei der Verwendung von Trinukleotiden (3
Basen) verstärkt sich dieser Effekte auf mehr als die fünffache Anzahl an
Zyklen. Somit ist bei einer einfachen planaren Oberfläche die Verwendung
von einzelnen Basen als die schnellste Möglichkeit zur photoaktivierten
DNA-Chip Erzeugung gegeben. Es besteht keine Möglichkeit die Anzahl an
Synthesezyklen zu reduzieren.
Bei der Synthese des Trägers besteht im Unterschied hierzu die Möglichkeit,
die Einsatzstoffe, sprich die Basen oder die unterschiedlichen Varianten der
Di-(42 = 16 Kombinationen) oder Trinukleotide (43 = 64 Kombinationen)
auf verschiedene Kapillaren zu verteilen. D. h., zumindest in den unteren -
"chipnahen"-Ebenen wird je Kapillare nur immer eine Base bzw. eine der
möglichen Basen-Sequenzen eingebracht. Je nach Festlegung der insgesamt
zu erzeugenden Basen-Sequenzen in den Kapillaren des FC-Chip kann es
sein, das in den oberen Ebenen dieses Prinzip teilweise aufgehoben werden
muß, sprich für eine Basen-, Di- oder Trinukleotid-Ebene muß mehr als eine
Base oder Oligo durch eine der Kapillaren fließen. Dadurch erhöht sich auch
hier die Anzahl der Synthesezyklen ggf. wieder etwas. Insgesamt bleibt
jedoch eine sehr große Reduktion der Herstellzeiten auf theoretisch 1/4 der
Zyklen bei einfachen Basen, 1/8 der Zyklen bei Dinukleotiden und auf 1/16
der Zyklen bei Verwendung von Trinukleotiden als Einsatzstoffe bei der
Chip-Synthese (und so weiter bei längeren Oligos). Die Anzahl der für einen
spezifischen Chip benötigten Zyklen ist für jeden Chip individuell und kann
nur als statistischer Mittelwert angegeben werden, wenn die Anzahl an
Meßpunkten auf bzw. in dem Chip, die Anzahl an parallelen Kapillaren und
die Länge der auf dem Chip zu synthetisierenden Oligos vorgegeben ist. Die
Optimierung der Synthesezeiten eines FC-Chips soll mittels eines zu
entwickelnden Softwaretools (z. B. CAMS Computer Aided Multiplexing
Synthesis) erfolgen, welches in die Steuerung des zu entwickelnden
Analysesystems bzw. in den angekoppelten Rechner integriert wird.
Die Verwendung von Kapillaren reduziert die benötigte Fluidmenge und
erhöht gleichzeitig die Qualität sowohl bei der Chip-Synthese, als auch bei
der anschließenden Detektion einer Probe, im Vergleich zur Verwendung
einer einfachen Fläche sehr stark. So ist das gleichmäßige Benetzen von
Kapillaren strömungstechnisch sehr einfach, verbraucht wenig Fluid und ist
daher sehr leicht miniaturisier- und automatisierbar. Dies gilt insbesondere
auch für die benötigten Waschvorgänge der Kapillaren mit einer
ausreichenden Qualität.
Durch die Wände der Kapillaren, welche im Prinzip den Zwischenraum
zwischen zwei Meßpunkten im FC-Chip-Array bedecken, wird das benötigte
Fluid bereits um 50% reduziert. Dies gilt sowohl für das Beschichten
(coating) des Chips in der Produktion, das Synthetisieren (Labeln) der Oligos
als auch für den "Probenauftrag" für die DNA-Fragment-Analyse. Eine
weitere Reduktion der Fluidmengen erfolgt durch die gute Benetzung der
Kapillarwände durch ein durchströmendes Fluid und vor allem durch die
effektiven Waschvorgänge, welche zum Beispiel durch "reinigende"
Luftblasen in den Kapillaren stark verbessert werden können. Eine gute,
statistisch ausreichende, Verteilung der Probe auf einer Fläche ist dagegen
nur mit einer sehr großen Probenmenge realisierbar.
Ein weiterer Vorteil der Kapillartechnik liegt in den kürzeren Zykluszeiten,
welche durch die kleineren Fluidvolumina und die damit verbundenen
schnelleren chemischen Reaktionen und Abläufen entstehen. Dies hat
sowohl kürzere Synthese- als auch Hybridisierungszeiten zur Folge.
Zusätzlich wird hierdurch eine deutliche Fehlerreduktion sowohl bei der
Produktion wie bei der Detektion erzielt, was die Zahl der auswertbaren
Messungen pro Material- und Zeiteinsatz weiter erhöht und die Grundlage
für eine Qualitätssicherung bildet, welche auf genau definierbare und
reproduzierbare Strömungsvorgänge aufbaut.
Die einfache Miniaturisierung und Automatisierung der Abläufe in den neuen
FC-Chips bilden die Basis für eine einfache Miniaturisierung und
Automatisierung des gesamten neuen Analysesystems, welches auf den
FC-Chips aufbaut.
Durch eine geeignete Auslegung der Querschnittsgeometrie der einzelnen
Kapillaren läßt sich die nutzbare Reaktionsoberfläche vergrößern. Die Größe
dieser Fläche ist für die Anlagerung der Oligos bei der Produktion ebenso
von Bedeutung wie für die Anlagerung der vorbeiströmenden
DNA-Fragmente aus der Probe und der daraus resultierenden Intensität der
Lichtsignale bei erfolgter Hybridisierung.
So hat eine rechteckige Kapillare, gleiche Höhe wie Breite vorausgesetzt, bei
einer Nutzung der Wände und der Decke die vierfache Reaktionsoberfläche
bei einer identischen Grundfläche, sprich dem gleichen Platzbedarf in den
zwei Dimensionen eines planaren Chips. Selbst wenn man die Kapillaren,
aus strömungstechnischen Anforderungen heraus, innen rund auslegt (zum
Beispiel bessere Reinigungsmöglichkeiten durch Luftblasen in der Kapillare),
bleibt noch eine etwa dreifache Reaktionsoberfläche im Vergleich mit einer
planaren Oberfläche. Durch die Nutzung dieser dreidimensionalen
Strömungsgeometrie kann der Einsatzstoff bedarf (Produktion und Analyse)
weiter reduziert werden.
Ein anderer Effekt läßt sich ebenfalls durch die Querschnittsgeometrie der
Kapillaren beeinflussen: Die Lichtbrechung am Übergang vom Innenraum der
Kapillaren in das umgebende Material des Chips. So hat jede Krümmung
entweder einen fokusierenden oder streuenden Einfluß auf die
Ausbreitungsrichtung des Lichtes. So kann man beim FC-Chip durch eine
entsprechende Wahl der Ober- und Unterseite der Strömungskanalgeometrie
die Lichtwege optimieren.
Das Messen der Lichtsignale aller Meßstellen des FC-Chips "auf einmal"
nutzt das ständig wachsende Potential der hochauflösenden CCD-Kamera
Chips. Diese erlauben die Detektion aller Lichtsignale zum Reaktions- bzw.
Hybridisierungsnachweis in einem einzigen Meßvorgang. Hierfür stellen
aktuelle Farb-CCD-Chips auf einer Fläche von 25 × 37 mm etwa 2000 ×
3000 Farbpixel mit einer Pixelgröße von etwa 10 × 10 µm zur Verfügung.
Der Stand der Forschung ist bereits bei entsprechenden CCD-Chips mit ca.
4000 × 6000 Farbpixeln. Die Signaldetektion erfolgt in Bruchteilen einer
Sekunde für alle Pixel synchron. Damit ergibt sich auch für die beschriebene
Applikation der CCD-Chip Technologie ein großes Wachstumspotential und
die parallele Detektion von 106 individuellen Meßpunkte im FC-Chip ist
technisch machbar. Dadurch werden die zeitaufwendigen Scann-Vorgänge
herkömmlicher Systeme vermieden und die reine Meßzeit reduziert sich auf
ein Minimum, welche im Verhältnis zu anderen Verfahrensschritten völlig
bedeutungslos wird.
Das Bearbeiten der anfallenden Datenmengen ist, durch die Entwicklung der
Leistungsfähigkeit bei gleichzeitigem Preisverfall von modernen
Rechnersystemen, problemlos möglich.
Die direkte Detektion der Lichtsignale, ohne Optik, durch einen CCD-Chip
hat den Vorteil einer wesentlich niedrigeren Energiemenge, welche das Licht
für eine fehlerfreie Detektion benötigt. Eine solche Anordnung soll - in einem
anderen Zusammenhang untersucht - lediglich 10% der
Anregungslichtmenge einer vergleichbaren Anordnung mit einer Optik
verbrauchen. Anders ausgedrückt, die Optik schluckt 90% der Lichtenergie.
Durch die geringere Lichtintensität werden unerwünschte Streulichteffekte
im - die Kapillaren umgebenden - Chip, ebenso wie eine eventuelle
notwendige Kühlung der verwendeten Lichtquelle, stark reduziert.
Außerdem bedeutet der Wegfall einer Optik eine große Platzersparnis sowie
eine Verringerung der Herstellkosten für die Detektionseinheit.
Aufwendige Bewegungseinrichtungen für den Träger (Chip) oder die
Detektionseinheit, wie sie in Scannern notwendig sind, entfallen ebenfalls
völlig. Die vorgegebenen Abmessungen der CCD-Chips (mehrere cm2)
ermöglichen die Verwendung einer sehr großen Zahl an parallelen Kapillaren
(mehrere 100) mit einer moderaten Kanalgröße (im 10 µm Bereich).
Die FC-Chips als neue DNA-Analyse-Chips können als einfache Disposables
(Einweg-Chips) ausgeführt werden. Prinzipiell sind sowohl Glas- als auch
Kunststoff-Chips (kostengünstige Spritzguß-Chips) sowie andere
Ausführungen möglich.
Die bekannten "GenChips" von Affymetrix sind ebenfalls als Disposable für
ein bis maximal fünf Messungen ausgelegt. Hier spricht jedoch der,
aufgrund der aufwendigen Herstellung der Chips, sehr hohe Preis gegen das
Wegwerfen des Chips nach nur einer Messung.
Die schnelle und kostengünstige Produktion wird eine Vielfalt von
individuellen Anwendungen ermöglichen, bei denen z. B. unter
Berücksichtigung von Sequenz- und Gendatenbanken im Internet gezielt
Oligonukleotid-Arrays synthetisiert werden.
Durch die Verwendung einer einzigen, vielfach gewundenen oder
spiralförmigen Kapillare könnte eine Hybridisierung im (langsamen)
Durchfluß etabliert werden, die auch die Detektion von seltenen Ereignissen
(z. B. selten exprimierte Gene) ermöglicht. Damit würde ein
chromatographisches Prinzip in die DNA Array Technologie eingeführt
werden.
Durch die Verwendung von Di-, Tri- oder längeren Oligonukleotiden als
Synthesebausteine erscheint eine weitere Reduktion der Herstellungszeiten
realistisch. Vor allem für einfachere Arrays könnten Syntheseeinheiten direkt
beim Kunden zur Anwendung kommen und damit die Zusammensetzung des
Arrays endgültig individualisieren.
Die große Flexibilität der Technologie ist auch im Hinblick auf die Erkenntnis
von Bedeutung, daß sich die Gene einzelner Individuen sehr stark
unterscheiden, so daß man keinen generellen Genkatalog für alle Spezies
anlegen kann. Der FC-Chip eröffnet hier die Möglichkeit, zum Beispiel in
einem ersten Meßzyklus die Basisdaten, wie sie im Internet - frei zugänglich
oder nur spezifisch für den Systemkunden - bereitgestellt sind mit den
individuellen Unterschieden eines Patienten abzugleichen und aus den
Ergebnissen einen entsprechenden zweiten DNA-Array zu bilden, welcher
die eigentlichen Tests auf das Individuum angepaßt durchführt.
Die erfindungsgemäße Lösung kann auch für die Synthese von
Peptidsequenzen in den Kapillaren verwendet werden. Damit würden für
eine Vielzahl von Anwendungen hoch komplexe und zugleich
kostengünstige Peptidarrays bereitgestellt werden.
Bei der Gestaltung ebenso wie bei der Fertigung der FC-Chips gibt es eine
Vielzahl von Ausführungsvarianten. Bei der Anordnung der Kapillaren im
FC-Chip über der Fläche der Detektionseinheit ist die Verwendung nur einer
Kapillare ebenso denkbar wie die Anordnung einer Vielzahl an parallelen
Kapillaren. So wären auf einer Fläche von 25 × 37 mm fertigungstechnisch
problemlos 500 Kapillaren (Stand der Technik: 500 parallele Kapillaren mit
einem Durchmesser von 900 nm) mit einer Länge von 37 mm und jeweils
etwa 750 Meßpunkten anzuordnen. Die gleiche Anzahl an Meßpunkten (500
× 750 = 375.000) ließe sich auch in einer einzigen schlangenförmigen
Kapillare mit etwa 20 m Länge unterbringen.
Der Vorteil nur einer Kapillare liegt in der Präsentation der Probe an allen
Meßpunkten des Arrays und ist daher für die Suche nach seltenen
Bestandteilen besonders geeignet. Ein Vielzahl an parallelen Kapillaren hat
den Vorteil, daß sich die Produktionszeiten bei der Chip-Synthese durch das
Multiplexen von Einsatzstoffen und Kapillaren sowie alle
Strömungsvorgänge minimieren lassen. Deshalb ist diese Kapillaranordnung
für die Chip-Synthese sowie alle Analysen mit einer ausreichenden Anzahl
an Kopien jedes Analyten in der Probe zu bevorzugen.
Um beide Vorteile in einem Chip zu nutzen ist es möglich die Einsatzstoffe
bei der Chip-Synthese mittels paralleler Nadeln am Zugang zu den
Kapillaren einzubringen, obwohl die Kapillare von der Probeneingabe an nur
aus einem einzigen, langen Mikrokanal besteht. Dieser Effekt kann auch
durch die Integration von Ventilen in den Chip erfolgen. So hat die Firma
Biacore fluidisch angesteuerte Ventile in einem zweiteiligen Spritzguss-Chip
durch eine Membran realisiert, welche von unten in die Kanäle auf der
Oberseite des Chips drückt und so die Kanäle verschließt.
Als Anordnung für die Kapillaren über der Detektorfläche ist eine Vielzahl an
Strukturen und Mikrokanalverläufen möglich. Für eine hohe Parallelität der
fluidischen Vorgänge sind beispielsweise parallele oder snakeförmige
Strukturen naheliegend. Die Aufteilung der Kapillaren sollte hierbei nach
dem Dualprinzip erfolgen, wo aus jeder Kapillare zwei neue entstehen und
alle Kapillaren gleich lang sind. So erreicht man nach 10 Teilungen bereits
210 = 2048 Kapillaren. Spiralförmige Anordnungen haben den Vorteil, das
sie weniger turbulente Strömungsvorgänge aufweisen und besser zu
reinigen sind. Ihr großer Nachteil liegt in der Zu- bzw. Abführung, welche
in der dritten Dimension nach oben oder unten erfolgen muß, was
fertigungstechnisch und optisch sehr ungünstig ist.
Als Material für die Chips ist beispielsweise Glas oder Kunststoff möglich.
Der Aufbau kann in zwei Schichten erfolgen, welch zum Beispiel durch
Kleben aneinander gefügt werden. Die Struktur der Kanäle kann hierbei
entweder nur in die eine, oder aber in beide Seiten bzw. Hälften eingebracht
werden. Hierfür sind als Fertigungsverfahren u. a. Laser oder
Präzisionsfräsen verwendbar. Besonders kostengünstig ist Spritzguß,
welcher in einer ausreichenden Qualität gefertigt werden kann zum Beispiel
über photolithographisch geätzte Silizium-Spritzgußwerkzeuge bzw.
Formen.
Für die Synthese der individuellen Fänger-Oligos auf die Meßpunkte im
DNA-Chip-Array gibt es prinzipiell zwei Möglichkeiten. Der Kunde ersteht
fertige Chips vom Hersteller mit einer vorgegebenen Auswahl an
immobilisierten Basen-Sequenzen, oder er synthetisiert sich in einer
Syntheseeinheit seine selbstgewählten Sequenzen auf ungelabelte Chips.
Informationen über entsprechende Sequenzen können zum Beispiel aus
Datenbanken im Internet entnommen werden, die hier frei oder auch
spezielle durch den Chip-Hersteller bereitgestellt werden.
Die Syntheseeinheit besteht aus einer geeigneten Lichtquelle, welche die
Meßpunkte im DNA-Chip-Array bei der Synthese der Basen oder
Basen-Sequenzen an die Chipoberfläche bzw. die Kapillarwände
ortsspezifisch hochgenau und exakt auflösend bestrahlt. Für die notwendige
Lichtquelle am Übergang vom ultravioletten zum sichtbaren Licht wird von
der Firma Affymetrix für die Produktion ihrer Gen Chips Licht mit ca. 360 nm
bei 14 mW pro cm2 und einer Lichtlauflänge von 2 cm in einer Standard-
Quartzküvette angegeben. Verwendet wird hierzu eine Photolithographie-
Einrichtung, wie sie in der Halbleiter-Chip-Produktion für das lichtaktivierte
Ätzen von Si-Wafern zum Einsatz kommen [Schnittstelle zum LCCD Patent,
sofern es nicht integriert wird].
Wie bereits unter 4.3 erwähnt, kann die Belichtung auch mittels eines LCD-
Chips (LCD-Lichtquellenmatrix) erfolgen.
Beim Vertrieb fertiger Chips erfolgt die Synthese beim Hersteller. Dieser
benötigt hierfür eine entsprechend leistungsfähige Syntheseeinheit, welche
möglichst lange Oligos (3 oder mehr Basen lang) als Einsatzstoffe
verwendet, die über parallele Nadeln in die Kapillaren eingebracht
(eingespritzt) werden, und so die Synthesezeiten pro Chip minimieren
(Multiplexing). Hierbei ist es möglich, in den Chips spezielle Zugänge für die
Nadeln vorzusehen, mit dem Ziel möglichst viele parallele und damit kurze
Kapillaren zu erhalten, unabhängig davon, welche Kapillarstruktur für den
Analysevorgang vorgesehen ist.
Für Anwendungen, wo es nicht auf eine schnelle Synthese der Chips, aber
auf eine Individuelle Gestaltung der Arrays ankommt, wäre eine
Bereitstellung der Einsatzstoffe (G, A, C, T und Buffer etc.) direkt im Chip
in entsprechenden Reservoirs möglich. Die überflüssigen Einsatzstoffe
müssen in einer entsprechenden Kammer im Chip aufgefangen werden. Das
Volumen einer solchen Kammer ist durch eine Ausdehnung in der dritten
Dimension nach oben oder unten problemlos auf ein Vielfaches des
gesamten Kapillarvolumens auslegbar. Eine Anwendungen dieser Chip-
Variante wäre gerade für Forschungslabors, aber auch kleine Arztpraxen
denkbar.
Das Prinzip der Kapillarkraft kann hierbei in einer möglichen
Ausführungsvariante direkt für den Fluidtransport im Chip verwendet
werden. Jegliche Mechanik würde entfallen und die Befüllung der Kapillaren
mit den Einsatzstoffen sowie der Probe könnte über die einfache Verstellung
eines Ventils im Chip erfolgen. Die "Abfallkammer" könnte durch die
Einbettung eines geeigneten Vlies-Stoffes eine unterstützende Saugwirkung
entwickeln. Um eine Minimierung der benötigten Fluidmengen zu erreichen,
sollte bei diesen Einwegströmungs-Ausführungen (keine Zirkulation und
damit Wiederverwendung der Einsatzstoffe) auf immer gleich lange
Kapillaren geachtet werden. Dies ist ebenfalls von Bedeutung für das
Funktionieren der Kapillarkraft als Pumpe.
Ein weitere Variante ist eine vertikale Ausrichtung der planaren Chips, so
daß auch Gravitationskräfte für den Fluidtransport im Chip genutzt werden
können. Wenn diese Kräfte nicht ausreichen, um alle notwendige
Fluidtransporte in den Chips zu realisieren, so sind andere geeignete
Pumpmechanismen vorzusehen. Eine Möglichkeit hierzu ist eine
elektrophoretische Bewegung der Fluide durch - in den Chip integrierte -
Elektroden, oder durch eine Volumenreduktion in Kammern des Chips durch
einen entsprechenden Krafteintrag von außen in den Chip (klassische
Pumpe).
Die Bereitstellung der Einsatzstoffe für die Chip-Synthese in
Vorratsbehältern bietet prinzipiell den Vorteil des Multiplexens von fertigen
Basen-Sequenzen und parallelen Kapillaren, weshalb diese
Ausführungsvariante für HTS, UHTS und Chip-Hersteller empfehlenswert
ist. Das Multiplexen kann durch die Nadeln an der Schnittstelle zum Chip
erfolgen, in dem die Nadeln - je Nadel wird eine spezifische Basen-Sequenz
bereitgestellt - für jeden Synthese-Zyklus eine andere Kapillare benetzen.
Eine technisch aufwendigere, aber ggf. zuverlässigere Methode ist ein
Multiplexen im Gerät, wobei die Nadeln je Chip immer mit einer Kapillare
verbunden bleiben. Hier ist die Verschleppung zu beachten, welche durch
die Verwendung unterschiedlicher Basen-Sequenzen in den Nadeln
entstehen kann.
Ein weiterer Punkt, welcher berücksichtigt werden muß, ist das Auffangen
und Beseitigen des überschüssigen Materials am Ausgang der einzelnen
Kapillaren. Hier ist sowohl eine Zirkulation (Wiederverwendung des
austretenden Materials) als auch eine Beseitigung der austretenden
Einsatzstoffe denkbar.
Die Analyse von Nukleinsäure-Sequenzen erfolgt wie bei anderen
Oligonukleotid-Arrays durch Hybridisieren von Nukleinsäuren im
Probenmaterial an komplementäre Stränge unter den immobilisierten
Oligonukleotiden.
Als eine weitere mögliche Anwendung des Trägers können auch
Peptidsequenzen in den Kapillaren angekoppelt werden, ebenfalls nach
photolithographischen Syntheseprinzipien. Solche Peptide sind zu
vielfältigen und teilweise hochspezifischen Bindungsreaktionen mit Peptiden,
Proteinen und anderen Substanzen in der Lage, so daß sich das Spektrum
potentieller Analyten erheblich ausweiten läßt.
Die Synthese auf dem Träger selbst stellt erstmals massiv parallele und
gleichzeitig kostengünstige Peptid-Arrays für eine Vielzahl von
Anwendungen zur Verfügung.
- - Nukleinsäuren (DNA, RNA, in Spezialfällen auch PNA)
- - Proteine, Polypeptide und Peptide in allen Erscheinungsformen
z. B. Hormone, Wachstumsfaktoren, Enzyme, Tumorantigene, Serumfaktoren, Antikörper - - Carbohydrate in verschiedener Kombination
z. B. verschieden Zucker in Lebensmitteln oder Agrarpflanzen, funktionelle Zucker, Polymere - - Andere organische Moleküle
z. B. drugs of abuse', Pharmaka, Metabolite, Aminosäuren, Transmitter, Pestizide, Insektizide, Lacke, verschieden Toxine
- - Hybridisierung von komplementären Nukleinsäuren
z. B. längere Moleküle wie cDNA, synthetische Oligonukleotide, PNA, RNA - - Peptide und deren Bindung an Analyten
z. B. synthetische Peptide, natürliche Peptide
Zwei Prinzipien zur Signalerzeugung sollen vorrangig etabliert werden: die
direkte Detektion eines vorher oder in der Reaktion markierten Analyten
(bevorzugte Methode in der Nukleninsäureanalytik mittels Hybridisierung)
und die indirekte Detektion durch Kompetition des Analyten bzw. der
Zielsequenz mit einem markierten Standard. Die erste Variante ist für einige
Anwendungen gut etabliert, für Diagnostik z. B. von Serumkomponenten
aber eher schlecht geeignet, die mit Peptid-Arrays eventuell auch im FCC
möglich sein wird. Die zweite Variante ist für diese Anwendungen daher
vorzuziehen, außerdem erlaubt sie prinzipiell eine einfachere
Probenvorbereitung durch den Anwender.
Varianten zur direkten Detektion:
- - Markierung der Analyten mit Fuoreszenzfarbstoff.
- - Markierung der Analyten mit Reporterenzym, anschließend Reaktion (z. B. Chemo- oder Biolumineszenz).
- - Markierung nur des gebundenen Analyten, z. B. bei Nukleinsäuren durch interkalierende (Fluoreszenz-)Farbstoffe, Doppelstrang bindende Proteine oder Doppelstrang bindende Antikörper.
- - Sekundäre Detektion durch Detektion des gebundenen Analyten mit einer zweiten Komponente, z. B. bei PNA-DNA Hybriden durch DNA spezifischen Antikörper.
Varianten zu markierten Standards:
- - Enzymgekoppelt (z. B. Chemo- und Biolumineszenz mit alkalischer Phos phatase, Peroxidase etc.).
- - (Fluoreszenz-)Farbstoff angekoppelt.
- - Herstellung von Proteinstandards als Fusionsprotein mit Reporterenzym (siehe oben) oder autofluoreszierendem Protein (z. B. GFP), z. B. für rekombinante Antikörper, Protein-Hormone, Wachstumsfaktoren etc.
Für die Bereitstellung des Probenmaterials gibt es ebenfalls wieder
unterschiedliche Ausführungsvarianten. Für die eigentliche Detektion ist die
Art der Bereitstellung nicht relevant, da an der Schnittstelle immer in
Flüssigkeit gelöste DNA-Fragmente in ausreichender Menge für die
angestrebte Untersuchung bereitzustellen sind.
Die Probenvorbereitung kann entweder manuell im Labor, in einem
getrennten Analysesystem oder in einer in das gleiche System integrierten
Vorbereitungseinheit erfolgen. Die detektionsbereite Probe wird dann mittels
manuellem oder automatischem Pippettieren oder vergleichbaren Verfahren
in den Chip eingebracht.
Gerade, wenn das Multiplexen bei der Chip-Synthese zur Reduktion der
Produktionszeiten verwendet wird, können gleiche oder sogar kürzere Zeiten
für das Labeln erreicht werden, als für die DNA-Amplifizierung der Probe
mittels PCR notwendig ist. Dadurch wird eine Integration der PCR in das
Synthese-System oder sogar in den Chip für viele Anwendungen sinnvoll.
Neben der zeitintensiven PCR ist auch der vorgelagerte Zellaufschluß zum
Beispiel über gut automatisierbare Verfahren wie Ultraschall oder
Hochspannung ebenso wie die DNA-Isolierung integrierbar.
Die Auslesung der Lichtsignale für die Nachweisreaktionen im Träger- bzw.
Kapillar-Chip-Array (FCC) soll in einer Detektionseinheit erfolgen, wobei die
Anregungslichtquelle (Fluoreszenz, Lumineszenz oder Absorption als
optischer Nachweis) dem CCD-Chip zur Lichtsignalmessung direkt
gegenüber angeordnet wird. Der Kapillar-Chip-Array befindet sich genau in
der Mitte zwischen Lichtquelle und Detektions-Chip (Sandwichbauweise).
Als Anregungslichtquelle kann ein LCD-Chip (Flüssigkristallanzeige-Matrix)
herangezogen werden. Die räumliche Anordnung dieser Einheit kann je nach
Bedarf erfolgen (z. B. Nutzung der Gravitation für Strömungsvorgänge im
Chip). Durch diese möglichst kompakte Bauweise werden die Lichtlaufwege
und damit auch die benötigte Lichtintensität minimiert. Auf die Verwendung
einer aufwendigen, platzintensiven, lichtschluckenden und teuren Optik soll
sowohl auf der Anregungs-, als auch auf der Detektionsseite verzichtet
werden.
Die Temperierung (derzeit typischerweise bei 60°C - die Firma Genometrix
beschreibt auch schon eine Hybridisierung bei 25°C mit Niedrigsalz-
Bedingungen) bei der Hybridisierung kann entweder durch entsprechende
Temperaturelemente in der Detektionseinheit oder durch die
Anregungslichtquelle bzw. das Anregungslicht an sich erfolgen.
Temperaturelemente in den Chips wären auch möglich, würden aber dem
Ansatz von Disposable-Chips entgegenstehen.
Als Lichtquellen kommen je nach den Markern der Ziel-DNA-Analyten
(Nachweisverfahren via Absorption oder Fluoreszenz etc.) folgende
Lichtquellen in Frage:
- - Hochparalleles Licht aus einer Lampe (Weißes Licht).
- - Hochparalleles Licht aus einer Blitzröhre.
- - Hochparalleles monochromatisches Licht.
- - Monochromatischer Laserlichtstrich
- - Monochromatischer Laserstrahl
- - programmierbare Belichtungsmatrix, z. B. Reflexionsmatrix, selbstemittierende Belichtungsmatrix oder Lichtventilmatrix, z. B. LCD-Matrix.
Wie oben ausgeführt, jedoch mit einem entsprechenden optischen Gitter
zwischen Anregungslichtquelle und FC-Chip Array.
Wie oben ausgeführt, jedoch mit einer entsprechenden Optik zwischen
Anregungslichtquelle und FC-Chip Array.
Die Detektionseinheit besteht nur aus einem CCD-Chip. Diese haben aktuell
auf einer Fläche von ca. 25 × 37 mm etwa 2000 × 3000 Farbpixel, was 6
Mio. Farbpixeln oder 18 Mio. Einzelpixeln (RGB-Prinzip durch miniaturisierte
Farbfilter vor den Pixeln) entspricht (Firma Cannon). Ordnet man auf einer
solchen Fläche von 25 × 37 mm etwa 500 parallele Kapillaren mit ca. 20
µm Durchmesser an (jede zweite Doppel-Pixelreihe), so erhält man in jeder
Kapillare 750 Meßpunkte (Felder), wenn man nur jeden zweiten
Doppel-Farbpixel unter der Kapillare nutzt. Damit hätte man 375.000
Meßpunkte auf einem einzigen Chip, wobei jeder Meßpunkt 4 Farb- bzw. 12
schwarzweiß Pixel überdeckt und eine Fläche von 20 × 20 µm hat. Die
Lichtsignale müssen möglichst dicht am optischen CCD-Chip erzeugt
werden, damit eine fehlerhafte Zuordnung von Lichtsignalen und
Meßpunkten mit ihrer spezifischen Basen-Sequenz sowie eine Überlagerung
benachbarter Lichtsignale ausgeschlossen werden kann.
Die entstehende Vielzahl an Meßwerten (4 × 500 × 750 = 1.5 Mio.
Farbsignale bzw. 4.5 Mio. Intensitätswerte zwischen 0 und 255
Digitalwerten), welche zur Verfügung stehen (aktueller Stand der CCD-Chip
Technik), bilden die Basis welche eine umfangreiche Statistik bei der
Analyse der detektierten Lichtsignale erlaubt. Das Bearbeiten der
anfallenden Datenmengen ist, durch die Entwicklung der Leistungsfähigkeit
bei gleichzeitigem Preisverfall von modernen Rechnersystemen, problemlos
möglich.
Die Detektion der Nachweisreaktion kann sowohl qualitative als auch
quantitative Aussagen machen:
- Welche Fängermoleküle (Position im Array) haben Anlagerungspartner
gefunden (Auswertung der z. B. fluoreszenzmarkierten Labels).
- Wieviele Fängermoleküle einer Klasse haben einen
Hybridisierungspartner gefunden.
Wie oben ausgeführt, jedoch mit einem entsprechenden optischen Gitter
zwischen dem FC-Chip Array und dem CCD-Kamera Chip.
Wie oben ausgeführt, jedoch mit einer entsprechenden Optik zwischen dem
FC-Chip Array und dem CCD-Kamera Chip.
Wenn die Detektion mit einer CCD-Kamera bzw. einem CCD-Chip keine
ausreichenden Signale ergibt, kann die Detektion im Analysesystem auch
mittels anderer, empfindlicherer Sensoren erfolgen.
Interessant im Zusammenhang mit der vorliegenden Erfindung ist die
Verwendung einer Inspektionseinheit, wie sie in der am Anmeldetag der
vorliegenden Anmeldung von den Anmeldern eingereichten deutschen
Patentanmeldung mit dem Titel "Lichtemissions-Detektionseinrichtung"
beschrieben ist. Diese Inspektionseinheit umfaßt eine elektronisch
steuerbare Lichtquellenmatrix (LCD-Matrix) und eine der Lichtquellenmatrix
zugewandt-gegenüberliegende Lichtsensormatrix, nämlich CCD-
Bildaufnehmer.
In diesem Zusammenhang ist es denkbar, daß der Anwender sich seine
FCC-Chips selbst erzeugt und direkt verwendet. Er lädt sich einfach die
benötigten Daten (DNA-Sequenzen) von einer CD-ROM oder aus dem
Internet und erzeugt in seiner LC-CCD-Einheit (Aufbau analog einem
externen Disketten- oder CD-ROM-Laufwerk) seinen individuellen DNA-Chip,
benetzt ihn anschließend mit der Probe und liest die Signale aus.
Mißt man z. B. jeden zweiten Pixel in dieser Anordnung für die
Photoaktivierung, so kann man die Pixel dazwischen, welche in Projektion
innerhalb einer Kapillare liegen, für eine permanente Prozeßkontrolle
verwenden. So kann man z. B. das Einströmen einer Luftblase zwischen zwei
Fluiden in einer Kapillare individuell und dynamisch verfolgen. Auch ein
Färben der Trägerfluide für G, A, C und T wäre denkbar, so daß die
Anwesenheit der richtigen Oligos überprüfbar würde und eine
Farbveränderung könnte eine Verschleppung signalisieren. Bei der
anschließenden Detektion könnte wiederum eine ortsspezifische und wenn
notwendig sogar farbspezifische Lichtanregung erfolgen. Hierdurch ergeben
sich ganz neue Möglichkeiten für Nachweisverfahren, wie sie derzeit noch
nicht vorhanden sind.
Durch die Inspektionseinheit (LC-CCD-Einheit) können die
Strömungsvorgänge in den Kapillaren in einem Glas- oder Kunststoffchip
sowohl während der Produktion - sprich der Oligo-Synthese - als auch
während der Analyse überwacht werden. Hierzu können z. B.
Reinigungsluftblasen zwischen zwei Fluiden in den Kapillaren oder eine
Färbung der einzelnen Fluide verwendet werden.
Für die lichtinduzierte Abspaltung von Schutzgruppen während der Synthese
von DNA-Oligos auf dem Chip kann eine LCD-Hintergrundlichtquelle dienen,
die die notwendige Wellenlänge von 365 nm erzeugt. Die benötigten
Leistungen sind gering.
Die Detektion der Nachweisreaktion im FCC-Chip kann ebenfalls in der
Inspektionseinheit erfolgen. Wenn der Nachweis über Fluoreszenzmarker
realisiert wird, müßte hierzu ggf. die Hintergrundbeleuchtung gewechselt
werden (automatisch möglich). Gegebenenfalls kommen hier auch neue
Detektionsverfahren zum Einsatz, welche erst durch die extrem flexible,
individuelle Anstrahlung und Detektion des einzelnen Meßpunktes möglich
werden.
Für eine Standard-Hybridisierung von DNA-, RNA- und PNA-Strängen
miteinander benötigt man vorzugsweise eine Temperatur von ca. 55-65°C.
Im einfachsten Fall kann diese Temperatur durch die abgestrahlte Energie
der LCD-Einheit erzeugt werden (Abwärme und Wellenlänge). Damit ließe
sich eine weitere Kompaktierung der Anordnung erreichen.
Fig. 1 zeigt in einer stark schematisierten Draufsicht einen FCC-Chip
(Träger) nach der Erfindung.
Fig. 2 zeigt Beispiele für Kapillaranordnungen in einem FCC-Chip
nach der Erfindung.
Fig. 3 zeigt eine schematische Darstellung eines FCC-Chips in einer
Inspektionseinheit aus LCD-Matrix und CCD-Matrix.
Fig. 1 zeigt den transparenten Träger (FCC-Chip) in einer Draufsicht in stark
schematisierter Weise.
Man erkennt die parallel zueinander verlaufenden Kapillaren 1,
beispielsweise 500 Kapillaren mit einer Länge von 37 nm. Mit T, G, A, C
sind in Fig. 1 Reservoirs für die einzelnen Einsatzstoffe (Basen) bezeichnet.
Mit 3 ist der Lufteinlaß bezeichnet. 5 kennzeichnet ein Ventil. 7
kennzeichnet die Probeneingabe und mit 9 ist ein Zugang für Reinigungs-/Wasch
flüssigkeit bezeichnet.
In Fig. 2 sind schematisch weitere Beispiele für Kapillaranordnungen
dargestellt.
Fig. 3 zeigt den FCC-Chip nach Fig. 1 in einer Inspektionseinheit aus LCD-
Matrix und CCD-Matrix, wie sie weiter oben bereits angesprochen wurde.
Claims (19)
1. Träger für Analytbestimmungsverfahren umfassend eine Vielzahl von
Kanälen, insbesondere Kapillarkanälen, wobei in den Kanälen eine
Vielzahl von unterschiedlichen Rezeptoren immobilisiert ist.
2. Träger nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß er definierte
Flächenbereiche mit jeweils gleichen Rezeptorspezies enthält.
3. Träger nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß die
Kanäle auf mindestens einer Trägeroberfläche angeordnet sind.
4. Träger nach einem der Ansprüche 1-3, dadurch gekennzeichnet,
daß die Rezeptoren aus Nukleinsäuren und Nukleinsäureanaloga
ausgewählt sind.
5. Träger nach einem der Ansprüche 1 bis 4,
dadurch gekennzeichnet,
daß er zumindest im Bereich der Kanäle optisch transparent ist.
6. Verfahren zur Herstellung eines Trägers nach einem der Ansprüche
1 bis 5, umfassend die Schritte
- a) Bereitstellen eines Trägerkörpers umfassend mindestens einen Kanal,
- b) Leiten von Flüssigkeit mit Bausteinen für die Synthese polymerer Rezeptoren durch den Kanal oder die Kanäle des Trägerkörpers,
- c) orts- oder/und zeitspezifisches Immobilisieren der Rezeptorbausteine an jeweils vorbestimmten Positionen in dem Kanal oder in den Kanälen und
- d) Wiederholen der Schritte (b) und (c) bis die gewünschten Rezeptoren an den jeweils vorbestimmten Positionen synthetisiert worden sind.
7. Verfahren nach Anspruch 6,
dadurch gekennzeichnet,
daß man einen Träger herstellt, der definierte Flächenbereiche mit
jeweils gleichen Rezeptorspezies enthält.
8. Verfahren nach den Ansprüchen 6 oder 7,
dadurch gekennzeichnet,
daß die Kanäle auf mindestens einer Trägeroberfläche angeordnet
sind.
9. Verfahren nach einem der Ansprüche 6 bis 8,
dadurch gekennzeichnet,
daß der Träger eine Vielzahl von Kanälen enthält, die vorzugsweise
parallel zueinander angeordnet sind.
10. Verfahren nach einem der Ansprüche 6 bis 9,
dadurch gekennzeichnet,
daß die Rezeptoren aus Nukleinsäuren und Nukleinsäureanaloga
ausgewählt werden.
11. Verfahren nach Anspruch 10,
dadurch gekennzeichnet,
daß die Rezeptorbausteine aus Nukleotiden, Oligonukleotiden,
Nukleotidanaloga und Oligonukleotidanaloga ausgewählt werden.
12. Verfahren nach einem der Ansprüche 6 bis 8,
dadurch gekennzeichnet,
daß die Rezeptoren aus Polypeptiden ausgewählt werden.
13. Verfahren nach Anspruch 12,
dadurch gekennzeichnet,
daß die Rezeptorbausteine aus Aminosäuren und Peptiden
ausgewählt werden.
14. Verfahren nach einem der Ansprüche 6 bis 12,
dadurch gekennzeichnet,
daß das orts- oder/und zeitspezifische Immobilisieren der
Rezeptorbausteine durch Belichten erfolgt.
15. Verfahren nach Anspruch 14,
dadurch gekennzeichnet,
das Belichten über eine programmierbare Lichtquellenmatrix erfolgt.
16. Verfahren nach einem der Ansprüche 6 bis 14,
dadurch gekennzeichnet,
daß das orts- oder/und zeitspezifische Immobilisieren der
Rezeptorbausteine durch Benetzung mit einem aktivierenden Fluid
unter steuerbarer Auswahl der aktivierten Positionen erfolgt.
17. Verfahren nach einem der Ansprüche 6 bis 16,
dadurch gekennzeichnet,
daß das Muster der polymeren Rezeptoren durch eine
Computerprogammierung festgelegt wird.
18. Verfahren nach einem der Ansprüche 6 bis 17,
dadurch gekennzeichnet,
daß man den Träger zur Bestimmung von Analyten in einer Probe
verwendet.
19. Verwendung des Trägers nach einem der Ansprüche 1-5 in einem
Verfahren zur Bestimmung von Analyten in einer biologischen Probe.
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