ES2237429T3 - Polipeptidos quimericos modificados con propiedades farmacocineticas mejoradas. - Google Patents
Polipeptidos quimericos modificados con propiedades farmacocineticas mejoradas.Info
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Abstract
Una molécula de ácido nucleico aislada, que comprende: a) una secuencia de nucleótidos que codifica un componente del receptor del factor de crecimiento del endotelio vascular (FCEV) que consiste, esencialmente, en un dominio 2 inmunoglobulinoide (Ig) de un primer receptor de FCEV y de un dominio 3 Ig de un segundo receptor de FCEV; y b) una secuencia de nucleótidos que codifica un componente de multimerización, en la que el primer receptor de FCEV es Flt1 y el segundo receptor de FCEV es Flk1 o Flt4 y el componente del receptor de FCEV es el único componente del receptor de FCEV del polipéptido de fusión.
Description
Polipéptidos quiméricos modificados con
propiedades farmacocinéticas mejoradas.
La solicitud reivindica la prioridad de la
solicitud provisional de los EE.UU. nº 60/138,133, cumplimentada el
8 de junio de 1999.
El campo de esta invención es polipéptidos
modificados con farmacocinética mejorada. Específicamente, el campo
de esta invención se refiere a los polipéptidos receptores Flt1 que
se han modificado de tal manera que se ha mejorado su perfil
farmacocinético. El campo de esta invención también se refiere a los
métodos para fabricar y usar los polipéptidos modificados que
incluyen, pero no se limitan a, el uso de los polipéptidos
modificados para disminuir o inhibir la pérdida de plasma y/o la
permeabilidad vascular en un mamífero.
La capacidad de los ligandos polipeptídicos para
unirse a las células y con eso desencadenar una respuesta fenotípica
como la proliferación celular, supervivencia, secreción de productos
celulares o diferenciación a menudo se realiza a través de unos
receptores transmembranarios en las células. El dominio extracelular
de tales receptores (a saber, la parte del receptor que se expone
sobre la superficie de la célula) es generalmente la parte más
distintiva de la molécula al aportar las características de unión al
ligando de la proteína. La unión de un ligando al dominio
extracelular normalmente da lugar a una transducción de señal que
transmite la señal biológica a las dianas intracelulares. A menudo,
esta transducción de señal actúa a través del dominio catalítico
intracelular. El ordenamiento particular de los motivos de secuencia
de este dominio catalítico intracelular determina su acceso a las
cinasas, que serán sustratos potenciales (Mohammadi, et al.,
1990, Mol. Cell. Biol. 11: 5068-5078; Fantl,
et al., 1992, Cell 69: 413-413).
Ejemplos de receptores que transducen señales a través de los
dominios intracelulares incluyen los receptores tirosina cinasa
(RTK), tales como la familia de receptores Trk que generalmente se
limitan a las células del sistema nervioso, la familia de los
receptores de las citocinas que incluyen el complejo receptor
tripartito del CNTF (Stahl & Yancopoulos, 1994, J.
Neurobio. 25: 1454-1466) que, generalmente,
también se limita a las células del sistema nervioso, los receptores
acoplados a proteínas G, tales como el receptor
\beta2-adrenérgico que se encuentra, por ejemplo,
en las células del músculo cardíaco, y el receptor Fc\varepsilonRI
de gran afinidad por la IgE multimérica que se localiza, en su mayor
parte, en los mastocitos y los basófilos (Sutton & Gould, 1993,
Nature 366: 421-428).
421-428).
421-428).
Todos los receptores identificados hasta ahora
parece que dimerizan, multimerizan o sufren algún otro cambio
conformacional tras la unión del ligando (Schlessinger, J., 1988,
Trends Biochem. Sci. 13: 443-447;
Ullrich &
Schlessinger, 1990, Cell 61: 203-212; Schlessinger & Ullrich, 1992, Neuron 9: 383-391) y las interacciones moleculares entre los dominios intracelulares que dimerizan conducen a activar la función catalítica. En algunos casos, como el del factor de crecimiento derivado de las plaquetas (PDGF), el ligando es un dímero que se une a dos moléculas receptoras (Hart, et al., 1988, Science, 240: 1529-1531; Heldin, 1989, J. Biol. Chem. 264: 8905-8912) mientras que, por ejemplo, en el caso del factor de crecimiento epidérmico (EGF), el ligando es un monómero (Weber, et al., 1984, Biol. Chem. 259: 14631-14636). En el caso del receptor Fc\varepsilonRI, el ligando, IgE, existe unido al Fc\varepsilonRI en forma monomérica y sólo se activa cuando el antígeno se une al complejo IgE/Fc\varepsilonRI e interconecta moléculas adyacentes de IgE (Sutton & Gould, 1993, Nature 366: 421-428).
Schlessinger, 1990, Cell 61: 203-212; Schlessinger & Ullrich, 1992, Neuron 9: 383-391) y las interacciones moleculares entre los dominios intracelulares que dimerizan conducen a activar la función catalítica. En algunos casos, como el del factor de crecimiento derivado de las plaquetas (PDGF), el ligando es un dímero que se une a dos moléculas receptoras (Hart, et al., 1988, Science, 240: 1529-1531; Heldin, 1989, J. Biol. Chem. 264: 8905-8912) mientras que, por ejemplo, en el caso del factor de crecimiento epidérmico (EGF), el ligando es un monómero (Weber, et al., 1984, Biol. Chem. 259: 14631-14636). En el caso del receptor Fc\varepsilonRI, el ligando, IgE, existe unido al Fc\varepsilonRI en forma monomérica y sólo se activa cuando el antígeno se une al complejo IgE/Fc\varepsilonRI e interconecta moléculas adyacentes de IgE (Sutton & Gould, 1993, Nature 366: 421-428).
A menudo, esta distribución de tejidos de un
receptor concreto dentro de los organismos superiores ayuda a
profundizar en la función biológica del receptor. Los RTK de algunos
factores de crecimiento y diferenciación, como el factor de
crecimiento de los fibroblastos (FGF), se expresan ampliamente y,
por lo tanto, parecen jugar un papel general en el crecimiento y el
mantenimiento de los tejidos. Miembros de receptores Trk de la
familia de los RTK (Glass & Yancopoulos, 1993, Trends in Cell
Biol. 3: 262-268) se limitan más generalmente a
las células del sistema nervioso, y la familia de factores de
crecimiento de los nervios consisten en el factor de crecimiento del
nervio (NGF), el factor neurotrófico derivado del cerebro (BDNF),
neurotrofina-3 (NT-3) y
neurotrofina-4/5 (NT-4/5), que se
unen a los receptores Trk de la familia RTK, promueven la
diferenciación de diversos grupos de neuronas en el cerebro y la
periferia (Lindsay, R. M, 1993, in Neurotrophic Factors, S.
E. Loughlin & J. H. Fallon, eds., pp. 257-284,
San Diego, CA, Academic Press). Fc\varepsilonRI se localiza en un
número muy limitado de tipos celulares como los mastocitos y los
basófilos. Los mastocitos derivan de la estirpe de hemocitoblastos
hematopoyéticos pluripotentes de la medula ósea, pero completan su
maduración en el tejido tras abandonar el torrente circulatorio (See
Janeway & Travers, 1996, in Immunobiology, 2d. Edition,
M. Robertson & E. Lawrence, eds., pp. 1:3-1:4,
Current Biology Ltd., London, UK, Publisher) y están
implicados en la respuesta alérgica.
Muchos estudios han demostrado que el dominio
extracelular de un receptor proporciona la característica de unión
al ligando específico. Además, el entorno celular en el que se
expresa un receptor puede influir en la respuesta biológica que se
muestra en la unión de un ligando al receptor. Por ejemplo, cuando
una célula neuronal que expresa un receptor Trk se expone a una
neurotrofina que se une al receptor, da lugar a la supervivencia
neuronal y a la diferenciación. Cuando el mismo receptor se expresa
en un fibroblasto, la exposición a la neurofina da lugar a la
proliferación del fibroblasto (Glass, et al., 1991,
Cell 66: 405-413).
Se ha identificado una clase de mitógenos
diméricos derivados de células con selectividad por las células
endoteliales vasculares al que se ha denominado factor de
crecimiento del endotelio vascular (FCEV). El FCEV se ha purificado
de un medio de crecimiento acondicionado de células del glioma de
rata [Conn et al., (1990), Proc. Natl. Acad. Sci. U.
S. A., 87. pp 2628-2632], medio de crecimiento
acondicionado de células estrelladas del folículo hipofisiario
bovino [Ferrara y Henzel, (1989), Biochem. Biophys. Res.
Comm., 161, pp. 851-858; Gozpadorowicz et
al., (1989), Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 86, pp.
7311-7315] y medio de crecimiento acondicionado de
células humanas U937
[Connolly, D. T. et al. (1989), Science, 246, pp. 1309-1312]. El FCEV es un dímero con una masa molecular aparente de aproximadamente 46 kDa, en el que cada subunidad tiene una masa molecular aparente de aproximadamente 23 kDa. El FCEV tiene algunas similitudes estructurales con el factor de crecimiento derivado de las plaquetas (PDGF), que es un mitógeno de las células del tejido conjuntivo, pero no es mitogénico para las células del endotelio vascular de los vasos de gran tamaño.
[Connolly, D. T. et al. (1989), Science, 246, pp. 1309-1312]. El FCEV es un dímero con una masa molecular aparente de aproximadamente 46 kDa, en el que cada subunidad tiene una masa molecular aparente de aproximadamente 23 kDa. El FCEV tiene algunas similitudes estructurales con el factor de crecimiento derivado de las plaquetas (PDGF), que es un mitógeno de las células del tejido conjuntivo, pero no es mitogénico para las células del endotelio vascular de los vasos de gran tamaño.
Se demostró que el receptor tirosina cinasa unido
a la membrana, conocido como Flt, era un receptor del FCEV [DeVries,
C. et al., (1992), Science, 255, pp. 989 991]. El
receptor Flt se une específicamente al FCEV, lo que induce la
mitogenia. Se sabe que otra forma del receptor del FCEV, designado
como KDR, se une al FCEV e induce la mitogenia. También se conoce la
secuencia parcial del ADNc y casi toda la secuencia de la proteína
del KDR [Terman, B. I. et al., (1991) Oncogene 6, pp.
1677-1683; Terman, B. I. et al., (1992)
Biochem. Biophys. Res. Comm. 187, pp.
1579-1586].
1579-1586].
La angiogénesis persistente puede causar o
exacerbar algunas enfermedades tales como la soriasis, la artritis
reumatoide, los hemangiomas, los angiofibromas, la retinopatía
diabética y el glaucoma neovascular. Un inhibidor de la actividad
del FCEV sería útil para tratar tales enfermedades y de otras
alteraciones de la permeabilidad vascular y de la angiogénesis
anatomopatológica inducida por el FCEV, como la vascularización del
tumor. La presente invención se refiere a un inhibidor del FCEV que
se basa en el receptor Flt1 del FCEV.
La pérdida de plasma, un componente clave de la
inflamación, se produce en un subconjunto diferente de microvasos.
En particular, en la mayoría de los órganos, la pérdida de plasma se
produce específicamente en las vénulas. Al contrario que las
arteriolas y los capilares, las vénulas se hacen rezumantes en
respuesta a numerosos mediadores inflamatorios, que incluyen la
histamina, la bradicinina y la serotonina. Una característica de la
inflamación es la pérdida de plasma, que es el resultado de
aberturas intercelulares que se forman en el endotelio de las
vénulas. La mayoría de los modelos experimentales de la inflamación
indican que estas aberturas intercelulares se producen entre las
células endoteliales de las vénulas poscapilares y de recogida
(Baluk, P., et al., Am. J. Pathol. 1998 152:
1463-76). Se ha demostrado que se pueden usar
algunas lectinas para poner de manifiesto las características de los
puntos por donde se pierde el plasma, de las aberturas endoteliales
y de los procedimientos dactiloides en los bordes de las células
endoteliales de las vénulas inflamadas (Thurston, G., et al.,
Am. J. Physiol, 1996,271: H2547-62). En
particular, se han usado lectinas vegetales para visualizar los
cambios morfológicos en los bordes de las células endoteliales en
las vénulas inflamadas de, por ejemplo, la tráquea de la rata. Las
lectinas, tales como la concanavalina A y la ricina, que se unen
focalmente a las vénulas inflamadas, ponen de manifiesto las
regiones de la pared subendotelial del vaso que se exponen a causa
de las aberturas que corresponden a los sitios de pérdida de plasma
(Thurston, G., et al., Am J Physiol, 1996,271:
H2547-62).
Las propiedades de los microvasos son dinámicas.
Las enfermedades inflamatorias crónicas, por ejemplo, se asocian con
la reorganización microvascular, que incluye la angiogénesis y el
agrandamiento de los microvasos. También se pueden reorganizar los
microvasos al adquirir propiedades fenotípicas anormales. En un
modelo murino de inflamación crónica de las vías respiratorias, los
capilares de las vías respiratorias adquieren las propiedades de las
vénulas, que incluyen un ensanchamiento del diámetro del vaso, un
aumento de la inmunorreactividad para el factor von
Willebrand y un aumento de la inmunorreactividad para la P-selectina. Además, estos vasos reorganizados rezuman en respuesta a los mediadores inflamatorios, mientras que no lo hacen de los vasos en la misma posición en las vías respiratorias de los ratones normales.
Willebrand y un aumento de la inmunorreactividad para la P-selectina. Además, estos vasos reorganizados rezuman en respuesta a los mediadores inflamatorios, mientras que no lo hacen de los vasos en la misma posición en las vías respiratorias de los ratones normales.
Se ha demostrado que ciertas sustancias reducen o
inhiben la permeabilidad vascular y/o la pérdida de plasma. Por
ejemplo, las mistixinas son unos polipéptidos sintéticos que se ha
descrito que inhiben la pérdida de plasma sin bloquear la formación
de aberturas en el endotelio (Baluk, P., et al., J.
Pharmacol. Exp. Ther., 1998,284: 693-9).
También, el formoterol, agonista del receptor
\beta2-adrenérgico, reduce la pérdida
microvascular mediante la inhibición de la formación de aberturas en
el endotelio (Baluk, P. y McDonald, D. M., Am. J. Physiol.,
1994,266:
L461-8).
L461-8).
Las angiopoyetinas y los miembros de la familia
del factor de crecimiento del endotelio vascular (FCEV) son los
únicos factores de crecimiento que se cree que son muy específicos
de las células del endotelio vascular. Los estudios de la
inactivación de un gen concreto en los ratones han demostrado que el
FCEV es necesario en las etapas tempranas del desarrollo vascular y
que el Ang-1 se necesita en las etapas tardías de la
reorganización vascular.
En la patente de los EEUU n.º 6011003, publicada
el 4 de enero de 2000 a nombre de Metris Therapeutics Limited, se
describe una forma soluble alterada del polipéptido FLT que se puede
unir al FCEV y, por lo tanto, ejercer un efecto inhibidor sobre él;
el polipéptido comprende cinco o menos dominios completos de
inmunoglobulina.
En la patente de los EEUU n.º 5712380, publicada
el 27 de enero de 1998 a nombre de Merck & Co., se describen los
inhibidores del factor de crecimiento de las células del endotelio
vascular (FCEV) que producen, naturalmente o por manipulación
biotecnológica, unas formas solubles con o sin una región
transmembranaria C-terminal del receptor del
FCEV.
También a nombre de Merck & Co. está la
publicación de PCT n.º WO 98/13071, publicada el 2 de abril de 1998,
en la cual se describe una metodología de terapia génica para
inhibir la metástasis y de crecimiento del tumor primario mediante
transferencia génica con una secuencia de nucleótidos que codifica
una proteína receptora soluble que se une al FCEV.
En la publicación de PCT n.º WO 97/44453,
publicada el 27 de noviembre de 1997, a nombre de Genentech, Inc.,
se describen nuevas proteínas quiméricas del receptor del FCEV que
comprenden secuencias de aminoácidos que derivan de los receptores
Flt1 y KDR del factor de crecimiento del endotelio vascular (FCEV),
que incluyen el receptor FLK1, el homólogo murino del KDR humano, en
la que dichas proteínas quiméricas del receptor del FCEV se unen al
FCEV y antagonizan la actividad proliferativa de las células del
endotelio y la actividad angiogénica del mismo (véase también
Davis-Smyth et al, EMBO J. 1996, vol
15, pp. 4919-4927).
En la publicación de PCT n.º WO 97/13787,
publicada el 17 de abril de 1997 a nombre de Toa Gosei Co., LTD., se
describe un inhibidor del FCEV de baja masa molecular utilizable en
el tratamiento de enfermedades acompañadas de neovascularización,
tales como los tumores sólidos. Un polipéptido que contiene el
primer dominio inmunoglobulinoide y el segundo dominio
inmunoglobulinoide en la región extracelular de un receptor FLT del
FCEV, pero que no contiene el sexto dominio inmunoglobulinoide y el
séptimo dominio inmunoglobulinoide del mismo, muestra una actividad
inhibidora del FCEV.
En Sharifi, J. et al. (1998, The
Quarterly Jour. of Nucl. Med. 42: 242-249) se
describe que ya que los anticuerpos monoclonales (AcM) son proteínas
básicas cargadas positivamente y las células de los mamíferos están
cargadas negativamente, las interacciones electrostáticas entre las
dos pueden generar una gran cantidad de uniones inespecíficas que
dan lugar a proporciones bajas entre órganos tumorados y normales.
Para superar este efecto, los investigadores intentaron mejorar la
eliminación de los AcM utilizando diferentes métodos, tales como los
fármacos secundarios, así como modificaciones químicas y de carga
del propio AcM.
En Jensen-Pippo, et al.
(1996, Pharmaceutical Research 13: 102-107)
se describe que la pegilación de una proteína terapéutica, el factor
recombinante estimulador de colonias de granulocitos humanos
(PEG-G-CSF) da lugar a un aumento de
la estabilidad y de la retención de la bioactividad in vivo
cuando se administra por la vía intraduodenal.
En Tsutsumi, et al. (1997, Thromb
Haemost. 77: 168-73) se describen experimentos
en los que la actividad trombopoyética in vivo de la
interleucina 6 modificada con polietilenglicol
(MPEG-IL-6), en la que el 54% de los
14 grupos amino de las lisinas de la IL-6 se
acoplaron al PEG, se comparó con la de la IL-6
nativa.
En Yang, et al. (1995, Cancer 76:
687-94) se describe que la conjugación del
polietilenglicol con la interleucina 2 (IL-2) humana
recombinante da lugar a un compuesto, la IL-2
modificada con polietilenglicol
(PEG-IL-2), que conserva la
actividad de la IL-2 in vitro e in
vivo, pero que muestra una semi-vida en
circulación notablemente prolongada.
En R. Duncan y F. Spreafico [Clin.
Pharmacokinet. 27: 290-306,296 (1994)] se
recopilan los esfuerzos para mejorar la semi-vida en
el plasma de la asparraginasa al conjugarla con
polietilenglicol.
En la publicación internacional de PCT n.º WO
99/03996, publicada el 28 de enero de 1999, a nombre de
Regeneron Pharmaceuticals, Inc. y de The Regents of The University of California, se describen polipéptidos de la nogina humana modificada que tienen deleciones de las regiones de aminoácidos básicos. Se describe que los polipéptidos de la nogina humana modificada conservan la actividad biológica al mismo tiempo que se reduce su afinidad por la heparina y se mejora la farmacocinética en sueros animales, cuando se comparan con la nogina humana sin modificar.
Regeneron Pharmaceuticals, Inc. y de The Regents of The University of California, se describen polipéptidos de la nogina humana modificada que tienen deleciones de las regiones de aminoácidos básicos. Se describe que los polipéptidos de la nogina humana modificada conservan la actividad biológica al mismo tiempo que se reduce su afinidad por la heparina y se mejora la farmacocinética en sueros animales, cuando se comparan con la nogina humana sin modificar.
La presente invención se refiere a una molécula
de ácido nucleico aislada, que comprende
a) una secuencia de nucleótidos que codifica un
componente del receptor del factor de crecimiento del endotelio
vascular (FCEV) que consta, esencialmente, del dominio 2
inmunoglobulinoide (Ig) de un primer receptor del FCEV y del dominio
3 Ig de un segundo receptor del FCEV; y
b) una secuencia de nucleótidos que codifica un
componente de multimerización;
en la que el primer receptor del FCEV es Flt1 y
el segundo receptor del FCEV es Flk1 o Flt4 y el componente del
receptor del FCEV es el único componente del receptor de FCEV del
polipéptido de fusión.
En una realización preferida, la secuencia
nucleotídica que codifica el dominio 2 Ig del dominio extracelular
del primer receptor del FCEV está hacia 5' de la secuencia
nucleotídica que codifica el dominio 3 Ig del dominio extracelular
del segundo receptor del FCEV.
En otra realización preferida, la secuencia
nucleotídica que codifica el dominio 2 Ig del dominio extracelular
del primer receptor del FCEV está hacia 3' de la secuencia
nucleoítidica que codifica el dominio 3 Ig del dominio extracelular
del segundo receptor del FCEV.
En una realización preferida de la invención, el
componente de multimerización comprende un dominio de la
inmunoglobulina.
En otra realización, el dominio inmunoglobulínico
se selecciona del grupo que consiste en el dominio Fc de la IgG y la
cadena pesada de la IgG.
Realizaciones preferidas incluyen una molécula de
ácido nucleico aislada que comprende una secuencia nucleotídica que
codifica un polipéptido de fusión del receptor Flt1 modificado, en
la que la región codificante de la molécula de ácido nucleico
consiste en una secuencia de nucleótidos que se selecciona del grupo
que consiste en
a) la secuencia de nucleótidos presentada en la
figura 21A-21C;
b) la secuencia de nucleótidos presentada en la
figura 22A-22C;
c) la secuencia de nucleótidos presentada en la
figura 24-24C; y
d) una secuencia de nucleótidos que, como
resultado de la degeneración del código genético, difiere de la
secuencia de nucleótidos de a) b) o c) y que codifica una molécula
de polipéptido de fusión que tiene la actividad biológica del
polipéptido de fusión del receptor Flt1 modificado.
En una realización adicional de la invención, con
las moléculas de ácido nucleico aisladas descritas anteriormente se
codifica un polipéptido de fusión.
Otra realización es un vector que comprende las
moléculas de ácido nucleico descritas más arriba, que incluye un
vector de expresión que comprende las moléculas de ácido nucleico
descritas en el que la molécula de ácido nucleico está
operativamente unida a una secuencia de control de la expresión.
Otras realizaciones incluidas son un sistema de
vector y hospedador para producir un polipéptido de fusión que
comprende el vector de expresión, en una célula hospedadora
adecuada; el sistema de vector y hospedador en el que la célula
hospedadora adecuada es una célula bacteriana, una célula de
levaduras, una célula de insectos o una célula de mamíferos; el
sistema de vector y hospedador en el que la célula hospedadora
adecuada es E. coli: el sistema de vector y hospedador, en el
que la célula hospedadora adecuada es una célula COS; el sistema de
vector y hospedador en el que la célula hospedadora adecuada es una
célula CHO.
Otra realización de la invención es un método
para producir un polipéptido de fusión que comprende unas células en
proliferación del sistema de vector y hospedador en las condiciones
que permiten producir el polipéptido de fusión y recuperar el
polipéptido de fusión así producido.
Realizaciones adicionales incluyen un antagonista
dimérico del factor de crecimiento del endotelio vascular
(FCEV), que comprende dos polipéptidos de fusión; cada polipéptido de fusión comprende:
(FCEV), que comprende dos polipéptidos de fusión; cada polipéptido de fusión comprende:
a) un componente del receptor del FCEV que
consiste esencialmente en un dominio inmunoglobulinoide (Ig) de un
receptor Flt1 del FCEV y de un dominio 3 Ig de un receptor
Flk-1 o Flt-4 del FCEV; y
b) un componente de multimerización, en el que el
componente del receptor del FCEV es el único componente del receptor
del FCEV de cada proteína de fusión.
Tal antagonista se puede modificar por
acetilación o pegilación.
La proteína de fusión de la invención se puede
usar para reducir o inhibir la pérdida de plasma en un mamífero,
administrando al mamífero el polipéptido de fusión descrito arriba,
que incluye realizaciones en las que el mamífero es un humano, se
acetila el polipéptido de fusión o se pegila el polipéptido de
fusión. También se puede usar el polipéptido de fusión para bloquear
el crecimiento de los vasos sanguíneos en un humano.
Adicionales usos de la invención incluyen la
atenuación del crecimiento del tumor o la prevención de la formación
de un tumor en un humano; la atenuación o la prevención de edema en
un humano, sobre todo en el caso en el que el edema es un edema en
el cerebro; la atenuación o la prevención de formación de ascitis en
un humano, sobre todo en el caso en el que la ascitis es una ascitis
asociada al cáncer de ovarios.
Además, la invención proporciona un polipéptido
de fusión que comprende
a) un componente del receptor del FCEV que
consiste esencialmente en un dominio 2 inmunoglobulinoide (Ig) de un
receptor Flt-1 del FCEV y de un dominio 3 Ig de un
receptor Flt-1 o Flk-4 del FCEV.
b) un componente de multimerización, en el que el
componente del receptor del FCEV es el único componente del receptor
del FCEV del polipéptido de fusión.
Las realizaciones preferidas incluyen un
polipéptido de fusión en el que la secuencia de aminoácidos del
dominio 2 Ig del dominio extracelular del primer receptor del FCEV
está hacia el extremo amino de la secuencia de aminoácidos del
dominio 3 Ig del dominio extracelular del segundo receptor del FCEV
y un polipéptido de fusión en el que la secuencia de aminoácidos del
dominio 2 Ig del dominio extracelular del primer receptor del FCEV
está hacia el extremo carboxilo de la secuencia de aminoácidos del
dominio 3 Ig del dominio extracelular del segundo receptor del
FCEV.
Aún en otra realización, el componente de
multimerización del polipéptido de fusión comprende un dominio de
inmunoglobulina que incluye una realización en la que el dominio de
la inmunoglobulina se selecciona del grupo que consiste en el
dominio Fc de la IgG y la cadena pesada de la IgG.
Las realizaciones preferidas incluyen un
polipéptido de fusión que comprende una secuencia de aminoácidos de
un receptor de Flt1 modificado, en el que la secuencia de
aminoácidos se selecciona del grupo que consiste en
a) la secuencia de aminoácidos presentada en la
figura 21A-21C;
b) la secuencia de aminoácidos presentada en la
figura 22A-22C; y
c) la secuencia de aminoácidos presentada en la
figura 24A-24C;
Otra realización preferida es el uso de un
polipéptido de fusión de un agonista dimérico de la invención para
fabricar un medicamento que se usa para atenuar el crecimiento del
tumor o prevenir la formación de un tumor, para atenuar o prevenir
el edema, para atenuar o prevenir la formación de ascitis, para
reducir o inhibir la pérdida de plasma, o para bloquear el
crecimiento de vasos sanguíneos en un humano.
Figura 1. Análisis en gel de IEF de las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
acetiladas. La proteína
Flt1(1-3)-Fc sin modificar no
puede entrar en el gel debido a su pI > 9,3, mientras que la
Flt1(1-3)-Fc acetilada puede
entrar en el gel y equilibrarse a pI 5,2.
Figura 2. Unión de las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
Flt1(1-3)-Fc acetiladas a las
placas recubiertas de Matrigel®. Las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar se
unen extensivamente a los componentes de la matriz extracelular en
Matrigel®, mientras que la
Flt1(1-3)-Fc acetilada no se
une.
Figura 3. Unión de la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
la Flt1(1-3)-Fc acetilada y
la Flt1(1-3)-Fc pegilada en
un ensayo basado en Biacore. Las
Flt1(1-3)-Fc acetiladas
(columnas 13 a 16), pegiladas (columnas 17 a 20) y tratadas con
heparina (columnas 21 a 24) son capaces de competir completamente
con la Flt1(1-3)-Fc unida al
chip de Biacore por la unión al FCEV cuando se comparan con la
proteína de control (columnas 1 a 4) y una proteína irrelevante
(columnas 5 a 8). La
Flt1(1-3)-Fc sin modificar
(columnas 5 a 6) parece competir sólo parcialmente con la
Flt1(1-3)-Fc unida al chip de
Biacore por la unión al FCEV.
Sin embargo, el lavado de las muestras de unión
con NaCl a 0,5 M (columnas 7 a 8) da lugar a un perfil de unión
similar a las formas modificadas de
Flt1(1-3)-Fc, lo que indica
que la proteína sin modificar muestra una unión no específica al
chip que se puede eliminar por un lavado con la sal.
Figura 4. Unión de la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
acetilada y pegilada al FCEV en un ensayo basado en ELISA. Tanto la
proteína Flt1(1-3)-Fc
pegilada como la acetilada se unen al FCEV con unas afinidades que
se acercan a las de la
Flt1(1-3)-Fc sin
modificar.
Figura 5. Perfiles farmacocinéticos de la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
de la Flt1(1-3)-Fc acetilada
y de la Flt1(1-3)-Fc
pegilada. A los ratones Balb/c (23-28 g) se les
inyectaron por vía subcutánea 4 mg/kg de la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
acetilada o pegilada. Los ratones se sangraron por la cola a 1, 2,
4, 6, 24 horas, 2 días y 3 días de la inyección de la proteína y se
analizaron los sueros en un análisis estándar basado en ELISA para
detectar la proteína
Flt1(1-3)-Fc. El T_{max} de
todas las proteínas
Flt1(1-3)-Fc estuvo entre los
puntos de 6 horas y 24 horas. La C_{max} de las diferentes
proteínas fue la siguiente: sin modificar: 0,06 \mug/ml a 0.15
\mug/ml; acetilada: 1,5 \mug/ml a 4,0 \mug/ml; y pegilada:
aproximadamente 5 \mug/ml.
Figura 6A-6B. Análisis en gel de
IEF de la proteína
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
acetilada progresivamente. La proteína
Flt1(1-3)-Fc sin modificar es
incapaz de entrar en el gel debido a su pI > 9,3, mientras que la
mayoría de las muestras de
Flt1(1-3)-Fc acetiladas
progresivamente (muestras con un exceso de 30 a 100 veces) podían
migrar en el gel y equilibrarse a un pI que se encuentra entre 4,55
y 8,43, según el grado de la acetilación.
Figura 7. Unión de las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente a las placas recubiertas de Matrigel®. Como con la
proteína irrelevante de control, rTie2-Fc, la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente (muestras con un exceso de 20 y 30 veces) no muestra
ninguna unión a la placa recubierta de Matrigel®, mientras que la
proteína Flt1(1-3)-Fc sin
acetilar muestra una unión significativa. La muestra con un exceso
de 10 veces muestra una unión reducida, pero el grado de la
acetilación no es suficiente para bloquear completamente la unión a
los componentes de la matriz extracelular.
Figura 8. Unión de la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
la Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente en un análisis basado en Biacore. En una proporción
subestequiométrica (0,5 \mug/ml bien de
Flt1(1-3) sin modificar o de la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente frente al FCEV a 0,2 \mug/ml), no hay suficiente
Flt1(1-3)-Fc (tanto sin
modificar como acetilada progresivamente) en la disolución para unir
completamente el FCEV. En 1,0 \mug/ml, que se aproxima a una
proporción estequiométrica de 1:1, tanto la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar
como la acetilada progresivamente pueden competir mejor por unirse
al FCEV, pero todavía no hay suficiente proteína
Flt1(1-3)-Fc (tanto sin
modificar como acetilada progresivamente) para saturar completamente
el FCEV disponible. Sin embargo, en 5,0 \mug/ml, que es varias
veces mayor que una proporción estequiométrica de 1:1, tanto la
proteína Flt1(1-3)-Fc como la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente pueden saturar el FCEV, independientemente del grado
de acetilación.
Figura 9. Perfiles farmacocinéticos de la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
de la Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente. A los ratones Balb/c (23-28 g) se
les inyectó por vía subcutánea 4 mg/kg de
Flt1(1-3)-Fc sin modificar o
muestras con un exceso de 10, 20, 40, 60 y 100 veces de la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente (3 ratones para las muestras sin modificar y con un
exceso de 10, 20 y 40 veces, y 2 ratones para las muestras con un
exceso de 60 y 100 veces). Los ratones se sangraron por la cola tras
1, 2, 4, 6, 24 horas, 2 días y 3 días de la inyección. Se analizaron
los sueros con un análisis basado en ELISA para detectar la
Flt1(1-3)-Fc. El T_{max} de
todas las proteínas
Flt1(1-3)-Fc probadas estuvo
en el punto de 6 horas pero la C_{max} fue como sigue:
Flt1(1-3)-Fc sin modificar:
0,06 \mug/ml; muestra con un exceso de 10 veces: 0,7 \mug/ml,
muestra con un exceso de 20 veces: 2 \mug/ml, muestra con un
exceso de 40 veces: 4 \mug/ml, muestra con un exceso de 60 veces:
2 \mug/ml, muestra con un exceso de 100 veces: 1 \mug/ml.
Figura 10A-10D. Ácido nucleico y
secuencia de aminoácidos deducidos de
Flt1(1-3)-Fc.
Figura 11. Diagrama esquemático de la estructura
de Flt1.
Figura 12A y 12B. Análisis de hidrofilidad de las
secuencias de aminoácidos del dominio 2 Ig y del dominio 3 Ig de
Flt1.
Figura 13A-13D. Ácido nucleico y
secuencia de aminoácidos deducida de
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1.
Figura 14A-14C. Ácido nucleico y
secuencia de aminoácidos deducida de
Flt1(2-3_{\Delta
B})-Fc:Mut2.
Figura 15A-15C. Ácido nucleico y
secuencia de aminoácidos deducida de
Flt1(2-3)-Fc:Mut3.
Figura 16A-16D. Ácido nucleico y
secuencia de aminoácidos deducida de
Flt1(1-3_{R->N})-Fc:Mut4.
Figura 17. Unión de las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
Flt1(1-3)-Fc mutante de
deleción de la región básica y
Flt1(1-3)_{R->N} mutante en un
ensayo basado en Biacore. A la proporción subestequiométrica (0,25
\mug/ml de Flt1(1-3)-Fc de
muestras sin modificar, acetiladas o genéticamente modificadas
frente a 1,0 \mug/ml de FCEV), no hay suficiente proteína
Flt1(1-3)-Fc para bloquear la
unión del FCEV a la
Flt1(1-3)-Fc inmovilizada en
el chip de Biacore. A 0,5 \mug/ml de proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
acetiladas o genéticamente modificadas, la proporción
estequiométrica se aproxima a 1:1 y hay un aumento de la capacidad
de bloquear la unión del FCEV al chip de Biacore. A 1,0 \mug/ml de
proteínas Flt1(1-3)-Fc sin
modificar, acetiladas o genéticamente modificadas, que es
aproximadamente una proporción estequiométrica de 10:1, las
proteínas Flt1(1-3)-Fc pueden
bloquear la unión del FCEV al chip de Biacore, pero no son
equivalentes. Las Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc sin modificar, acetiladas y :Mut1 son
esencialmente iguales en su capacidad de bloquear la unión del FCEV,
mientras que la
Flt1(1-3_{R->N})-Fc:Mut4
es algo menos eficaz a la hora de bloquear la unión.
Figura 18. Unión de las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
las mutantes Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1,
Flt1(2-3_{\Delta
B})-Fc:Mut2 y Flt1(2-3) a
las placas recubiertas de Matrigel®. La proteína
Flt1(1-3)-Fc sin modificar se
une ávidamente a estos pocillos, la proteína
Flt1(2-3)-Fc:Mut3 se une de
manera algo más débil, la proteína
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 se une de manera aún más débil y la
proteína Flt1(2-3_{\Delta
B})-Fc:Mut2 muestra el mejor perfil, uniéndose más
débilmente que cualquiera de las otras proteínas mutantes. La
proteína
Flt1(1-3_{R->N})-Fc:Mut4
mutante de glucosilación muestra sólo un beneficio marginal en el
análisis de Matrigel®.
Figura 19. Unión de las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
las mutantes Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1,
Flt1(2-3_{\Delta
B})-Fc:Mut2 y
Flt1(2-3)-Fc mediante un
ensayo basado en ELISA. A las concentraciones probadas, la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
las mutantes Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1, la
Flt1(2-3_{\Delta
B})-Fc:Mut2 y
Flt1(2-3)-Fc se unen de
manera similar al FCEV.
Figura 20. Perfiles farmacocinéticos de las
proteínas mutantes
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1,
Flt1(2-3_{\Delta
B})-Fc:Mut2 y
Flt1(2-3)-Fc. La C_{max}
de estos reactivos fue como sigue: Flt1
(1-3)-Fc sin modificar: 0,15
\mug/ml; Flt1(1-3)-Fc
acetilada a un exceso molar de 40 veces: 1,4 \mug/ml; y
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 0,7 \mug/ml.
Figura 21A-21C. Secuencia de
nucleótidos y de aminoácidos deducida del receptor Flt1 modificado
denominado Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a).
Figura 22A-22C. Secuencia de
nucleótidos y de aminoácidos deducida del receptor Flt1 modificado
denominado Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a).
Figura 23. Análisis de matriz extracelular (MEC).
Los resultados de este análisis demuestran que las proteínas
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) se adhieren mucho menos a la
MEC en comparación con la proteína
Flt1(1-3)-Fc.
Figura 24A-24C. Secuencia de
nucleótidos y de aminoácidos deducida del receptor Flt1 modificado
denominado RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a).
Figura 25A-25C. Análisis de
fosforilación. A un exceso molar de 1,5 de bien
Flt1(1-3)-Fc, bien
Flt1(1-3)-Fc (A40) o bien
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) transitoria hay un bloqueo
completo de la estimulación del receptor mediante estos tres
receptores Flt1 modificados en comparación con la prueba de
provocación de los medios de control. En cambio, la
Flt1D2RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) transitoria no muestra un
bloqueo significativo a este exceso molar, en comparación con la
prueba de provocación de control positivo del FCEV. Se observan
resultados similares en la figura 25B, en la que los receptores Flt
modificados se encuentran en un exceso molar de 3 veces en relación
al ligando FCEV165. En la figura 25C, en la que los receptores Flt1
modificados se encuentran en un exceso molar de 6 veces en relación
al ligando FCEV165, se puede observar ahora que la
Flt1D2RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) transitoria está bloqueando
parcialmente la estimulación inducida por el FCEV165 de los
receptores de la superficie celular.
Figura 26A-26B. Análisis de
fosforilación. La detección por inmunotransferencia del RFCEV2
fosforilado en una tirosina (Flk1) mediante la estimulación del
ligando FCEV165 muestra que los receptores de la superficie celular
no se fosforilan mediante las muestras de provocación que tienen el
FCEV165 preincubado con un exceso molar de 1 y 2 veces (figura 26A)
o un exceso molar de 3 y 4 veces (figura 26B) de bien
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) transitoria,
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) estable o
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) transitoria. A todas
las concentraciones probadas del receptor Flt1 modificado, hay una
unión completa de ligando FCEV165 durante la preincubación, lo que
da lugar a una estimulación indetectable de los receptores de la
superficie celular mediante el FCEV165 no unido, en comparación con
la prueba de provocación de los medios de control.
Figura 27. Análisis de la proliferación celular
de MG/R2. Se graduaron de 40 nM a 20 pM los siguientes receptores
del Flt modificado
Flt1(1-3)-Fc,
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a), más un receptor irrelevante
denominado Tie2-Fc como control negativo, y se
incubaron con las células durante 1 hora a 37ºC. El FCEV165
recombinante humano en los medios definidos se añadió luego a todos
los pocillos a una concentración de 1,56 nM. El receptor de control
negativo Tie2-Fc no bloquea la proliferación celular
inducida por el FCEV165 a cualquier concentración, mientras que la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) bloquea el FCEV165 a 1,56 nM
con una semidosis máxima de 0,8 nM.
Flt1(1-3)-Fc y
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) bloquean con menos eficacia
el FCEV165 en este análisis con una semidosis máxima de 2 nM. El
FCEV165 sólo proporciona una lectura de 1,2 unidades de absorbencia
y la absorbencia de fondo es de 0,38.
Figura 28. Análisis con Biacore de la
estequiometría de la unión. Se calculó la estequiometría de la unión
como una proporción molar entre el FCEV165 unido y las
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) inmovilizadas,
usando el factor de conversión con el que 1000 RU equivalen a 1
ng/ml. Los resultados indicaron que la estequiometría de la unión
era de una molécula dimérica del FCEV165 por una molécula de
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o de
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a).
Figura 29 y Figura 30. Estoquiometría por
cromatografía de exclusión por tamaños. La
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)
o la RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) a una concentración de 1 nM [que se estimó que sería 1000 veces mayor que la KD de la interacción de Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) con FCEV165] se mezcló con diversas concentraciones del FCEV165. Tras la incubación, se midieron las concentraciones de la Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) libre en disolución. Los datos muestran que la adición del FCEV165 a 1 nM en la disolución de Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) bloquea completamente la unión de la Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) a la superficie del FCEV165. Este resultado sugirió que la estequiometría de unión era de una molécula del FCEV165 por una molécula del Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a).
o la RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) a una concentración de 1 nM [que se estimó que sería 1000 veces mayor que la KD de la interacción de Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) con FCEV165] se mezcló con diversas concentraciones del FCEV165. Tras la incubación, se midieron las concentraciones de la Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) libre en disolución. Los datos muestran que la adición del FCEV165 a 1 nM en la disolución de Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) bloquea completamente la unión de la Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) a la superficie del FCEV165. Este resultado sugirió que la estequiometría de unión era de una molécula del FCEV165 por una molécula del Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a).
Figura 31. Cromatografía de exclusión por tamaños
(CET) en condiciones nativas. El pico n.º 1 representa el complejo
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)/FCEV165 y el pico n.º 2
representa el FCEV165 sin unir. Las fracciones eludidas entre 1,1 y
1,2 ml se reunieron y se les añadió hidrocloruro de guanidinio
(GuHCI) a una concentración final de 4,5 M para disociar el
complejo.
Figura 32. Cromatografía de exclusión por tamaños
(CET) en condiciones disociativas. Para separar los componentes del
complejo receptor-ligando y para determinar su
proporción molar, se cargaron 50 \mul del complejo disociado en un
Superose 12 PC 3.2/30 equilibrada en GuHCI 6 M y se eluyó. El pico
n.º 1 representa la Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)
y el pico n.º 2 representa el FCEV165.
y el pico n.º 2 representa el FCEV165.
Figura 33, figura 34 y figura 35. Cromatografía
de exclusión por tamaños (CET) con dispersión de luz en línea. La
columna de cromatografía de exclusión por tamaños con un detector de
dispersión de luz (DL) en línea MiniDawn (Wyatt Technology, Santa
Bárbara, California) y los detectores del índice de refracción (IR)
(Shimadzu, Kioto, Japón) se usaron para determinar la masa molecular
(MM) del complejo receptor-ligando. Tal como se
muestra en la figura 33, el perfil de la elución muestra dos picos.
El pico n.º 1 representa el complejo
receptor-ligando y el pico n.º 2 representa el
FCEV165 no unido. Se calculó la MM de las señales de DL e IR. Se
utilizó el mismo procedimiento para determinar la MM de los
componentes individuales del complejo
receptor-ligando. Los resultados de estas
determinaciones son como siguen: la MM del complejo
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)/FCEV165 en la posición del pico
es 157300 (figura 33), la MM del FCEV165 en la posición del pico es
de 44390 (figura 34) y la MM de R1R2 en el pico es de 113300 (figura
35).
Figura 36. Cartografía de péptidos y análisis de
la glucosilación. Las estructuras de los disulfuros y los sitios de
la glucosilación en Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) se
determinaron mediante el método de cartografía de péptidos. Hay un
total de cien cisteínas en Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a);
seis de ellas pertenecen a la región de Fc. Cys27 está unida por un
disulfuro a la Cys76. Cys121 está unida por un disulfuro a la
Cys182. Las primeras dos cisteínas en la región Fc (Cys211 y Cys214)
forman un enlace disulfuro intermolecular con las mismas dos
cisteínas en otra cadena Fc. Sin embargo, no se puede determinar si
el enlace disulfuro se produce entre las mismas cisteínas (Cys211 a
Cys211, por ejemplo) o entre Cys211 y Cys214. Cys216 está unida por
un disulfuro a la Cys306. Cys352 está unida por un disulfuro a la
Cys410.
Hay cinco posibles sitios de
N-glucosilación en
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y se ha encontrado que
presentan diversos grados de glucosilación. La glucosilación
completa se observa en Asn33, Asn193 y Asn282. Se observa una
glucosilación parcial en Asn65 y en Asn120. Los sitios de la
glucosilación se destacan con subrayado en la figura.
Figura 37. Farmacocinética de
Flt1(1-3)-Fc (A40),
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a). A los ratones
Balb/c se les inyectó, por vía subcutánea, 4 mg/kg de
Flt1(1-3)-Fc (A40),
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) expresada transitoriamente en
CHO, Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) expresada establemente en
CHO y RFEV1R2Fc\DeltaC1(a) expresada transitoriamente en
CHO. Los ratones se sangraron por la cola a 1, 2, 4, 6, 24 horas, 2
días, 3 días y 6 días de la inyección. Se ensayaron los sueros en un
ELISA diseñado para detectar
Flt1(1-3)-Fc (A40),
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a). El T_{max} de la
Flt1(1-3)-Fc (A40) fue de 6
horas mientras que el T_{max} de la
Flt1D2.Flk1D3.Fc
\DeltaC1(a) transitoria y estable y de la RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) transitoria fue de 24 horas. La C_{max} de la Flt1(1-3)-Fc (A40) fue de 8 \mug/ml, para las dos transitorias [la Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y la RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a)] la C_{max} fue de 18 \mug/ml y la C_{max} de la RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) estable fue de 30 \mug/ml.
\DeltaC1(a) transitoria y estable y de la RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) transitoria fue de 24 horas. La C_{max} de la Flt1(1-3)-Fc (A40) fue de 8 \mug/ml, para las dos transitorias [la Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y la RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a)] la C_{max} fue de 18 \mug/ml y la C_{max} de la RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) estable fue de 30 \mug/ml.
Figura 38. Farmacocinética de
Flt1(1-3)-Fc (A40),
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y de
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a). A los ratones Balb/c se les
inyectó, por vía subcutánea, 4 mg/kg de
Flt1(1-3)-Fc (A40),
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) expresada transitoriamente en
CHO y Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) expresada
transitoriamente en CHO. Los ratones sangraron por la cola a los 1,
2, 5, 6, 7, 8, 12, 15 y 20 días de la inyección. Se analizaron los
sueros en un ELISA diseñado para detectar
Flt1(1-3)-Fc,
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a). La
Flt1(1-3)-Fc (A40) ya no se
podía detectar en el suero después 5 días, mientras que la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y la
Flt1D2.VEGFR3D3.Fc
\DeltaC1(a) se detectaron durante 15 días o más.
\DeltaC1(a) se detectaron durante 15 días o más.
Figura 39. La capacidad de la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) para inhibir el crecimiento del
tumor del fibrosarcoma HT-1080 in vivo. El
tratamiento de los ratones SCID en días alternos o 2 veces a la
semana con 25 mg/kg de Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) reduce
significativamente el crecimiento de los tumores subcutáneos del
fibrosarcoma HT-1080.
Figura 40. La capacidad de la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) para inhibir el crecimiento del
tumor del glioma C6 in vivo. El tratamiento de los ratones
SCID en días alternos o 2 veces a la semana con unas dosis de
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) de simplemente 2,5 mg/kg reduce
significativamente el crecimiento de los tumores subcutáneos del
glioma C6.
Figura 41. Hiperpermeabilidad uterina inducida
por el FCEV. La inyección de PMSG (5 IU) por vía subcutánea para
inducir la ovulación en las ratas hembras prepuberales da lugar a un
aumento rápido de estradiol tras 2 días, que a su vez causa una
inducción del FCEV en el útero. Esta inducción da lugar a la
hiperpermeabilidad del útero y a un aumento en la humedad del útero.
La inyección subcutánea de la
Flt1(1-3)-Fc (A40), la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y la
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) a 25 mg/kg una hora después
de la inyección de PMSG da lugar a una inhibición de casi el 50% del
aumento en peso húmedo del útero.
Figura 42A-42B. Evaluación de la
angiogénesis del cuerpo lúteo con el uso de progesterona como
sistema de lectura. Se inyectó PMSG por vía subcutánea (5 IU) para
inducir la ovulación en ratas hembras prepuberales, lo que dio lugar
a un cuerpo lúteo completamente funcional y que contenía una red
densa de vasos sanguíneos que segrega progesterona en el torrente
circulatorio para preparar el útero para la implantación. La
inducción de la angiogénesis en el cuerpo lúteo requiere el FCEV.
Los niveles en reposo de la progesterona son aproximadamente del 5
ng/ml y se pueden inducir hasta 25-40 ng/ml tras
PMSG. La inyección subcutánea de la
Flt1(1-3)-Fc (A40) o de la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)
a 25 mg/kg o a 5 mg/kg 1 hora después de la inyección de PMSG dio lugar a la inhibición completa de la inducción de la progesterona en el día 4.
a 25 mg/kg o a 5 mg/kg 1 hora después de la inyección de PMSG dio lugar a la inhibición completa de la inducción de la progesterona en el día 4.
Ha sido un problema de gran importancia en la
técnica producir un antagonista del FCEV basado en su receptor que
tenga un perfil farmacocinético que sea adecuado para considerar al
antagonista como un candidato terapéutico. Los solicitantes
describen en la presente invención, por primera vez, una molécula
polipeptídica quimérica, capaz de antagonizar la actividad del FCEV,
que muestra una mejora de las propiedades farmacocinéticas en
comparación con otros conocidos antagonistas del FCEV basados en su
receptor. Las moléculas del polipéptido quimérico descritas en la
presente invención proporcionan, así, por primera vez moléculas
adecuadas para usarlas en tratamientos en los que se desea un
resultado antagonista del FCEV.
La presente invención proporciona nuevas
moléculas polipeptídicas quiméricas formadas por la fusión de un
dominio extracelular modificado de unión al ligando del receptor
Flt1 con la región Fc de la IgG.
El dominio extracelular de unión al ligando se
define como la porción de un receptor que, en su conformación nativa
en la membrana celular, se orienta extracelularmente, donde puede
contactar con su ligando cognado. El dominio extracelular de unión
al ligando no incluye los aminoácidos hidrófobos asociados al
dominio transmembranario del receptor o a cualquiera de los
aminoácidos asociados al dominio intracelular del receptor. Por lo
general, el dominio intracelular o citoplásmico de un receptor se
compone normalmente de aminoácidos cargados positivamente o polares
(a saber, lisina, arginina, histidina, ácido glutámico, ácido
aspártico). Los 15 a 30 aminoácidos precedentes, aminoácidos
predominantemente hidrófobos o aminoácidos apolares (a saber,
leucina, valina, isoleucina y fenilalanina) comprenden el dominio
transmembranario. El dominio extracelular comprende los aminoácidos
que preceden el tramo transmembranario hidrófobo de aminoácidos.
Normalmente, el dominio transmembranario está flanqueado de unos
aminoácidos cargados positivamente o aminoácidos polares tales como
la lisina o la arginina. von Heijne ha publicado unas normas
detalladas que citan corrientemente los expertos en la técnica
cuando determinan qué aminoácidos de un receptor determinado
pertenecen a los dominios extracelular, transmembranario o
intracelular (véase von Heijne, 1995, BioEssays 17:
25-30). Alternativamente, las páginas en Internet,
tales como http://uirec3.unil.ch/software/TMPRED_form.html están
disponibles para proporcionar a los químicos de proteínas
información sobre cómo hacer predicciones acerca de los dominios de
las proteínas.
La presente invención proporciona la construcción
de unas moléculas de ácido nucleico que codifican moléculas
polipeptídicas quiméricas que se introducen en un vector que puede
expresar las moléculas del polipéptido quimérico cuando se
introducen en una célula hospedadora apropiada. Las células
hospedadoras apropiadas incluyen, pero no se limitan a, células
bacterianas, células de levadura, células de insectos y células de
mamíferos. Cualquiera de los métodos conocidos por el experto en la
técnica para introducir los fragmentos de ADN en un vector se pueden
utilizar para construir los vectores de expresión que codifican las
moléculas del polipéptido quimérico bajo el control de señales de
control transcripcional/traduccional. Estos métodos pueden incluir
técnicas in vitro de ADN recombinante y sintético y
recombinaciones in vivo (recombinación genética) (véase
Sambrook, et al., Molecular Cloning, A Laboratory
Manual, Cold Spring Harbor Laboratory; Current Protocols in
Molecular Biology, Eds. Ausubel, et al., Greene Publ.
Assoc., Wiley-lnterscience, NY).
La expresión de las moléculas de ácido nucleico
que codifican las moléculas del polipéptido quimérico se pueden
regular por una segunda secuencia de ácido nucleico, por lo que la
molécula del polipéptido quimérico se expresa en un huésped
transformado con la molécula del ADN recombinante. Por ejemplo, la
expresión de las moléculas de polipéptido quimérico descritas en la
presente invención se puede controlar mediante cualquier elemento
promotor/potenciador conocido en la técnica. Los promotores que se
pueden usar para controlar la expresión de las moléculas de
polipéptido quimérico incluyen, pero no se limitan a, la repetición
terminal larga como se describe en Squinto et al., (1991,
Cell 65: 1-20); la región del promotor
temprano de SV40 (Bernoist y Chambon, 1981, Nature 290:
304-310), el promotor CMV, la repetición terminal 5'
del M-MuLV, el promotor contenido en la repetición
terminal 3' larga del virus del sarcoma de Rous (Yamamoto, et
al., 1980, Cell 22: 787-797), el promotor
de la timidina cinasa del herpes (Wagner et al., 1981,
Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 78:
144-1445), las secuencias reguladoras del gen de la
metalotionina (Brinster et al., 1982, Nature 296:
39-42); los vectores de expresión en procariotas
tales como el promotor de la \beta-lactamasa
(Villa-Kamaroff, et al., 1978, Proc. Natl.
Acad. Sci. U. S. A. 75: 3727-3731), o el
promotor tac (DeBoer, et al., 1983, Proc. Natl.
Acad. Sci. U. S. A. 80: 21-25, véase, también,
"Useful proteins from recombinant bacteria" in
Scientific American, 1980,242: 74-94);
elementos de los promotores de levaduras o de otros hongos, tales
como el promotor de Gal4, el promotor de la alcohol deshidrogenasa
(ADH), el promotor de la fosfoglicerol cinasa (PGK), el promotor de
la fosfatasa alcalina y las siguientes regiones de control
transcripcional de animales, que muestran una especificidad de
tejido y que se han utilizado en los animales transgénicos: la
región de control del gen de la elastasa I que es activa en las
células acinares pancreáticas (Swift et al., 1984,
Cell 38: 639-646; Ornitz et al., 1986,
Cold Spring Harbor Symp. Quant. Biol. 50:
399-409; MacDonald, 1987, Hepatology 7:
425-515); la región de control del gen de la
insulina que es activa en las células beta pancreáticas (Hanahan,
1985, Nature 315: 115-122), la región de
control del gen de la inmunoglobulina que es activa en las células
linfoides (Grosschedl et al., 1984, Cell 38:
647-658; Adames et al., 1985, Nature
318: 533-538; Alexander et al., 1987, Mol.
Cell. Biol. 7: 1436-1444), la región de control
del virus del tumor mamario de ratones que es activa en las células
de los testículos, de la mama, linfoides y en los mastocitos (Leder
et al., 1986, Cell 45:485-495), la
región de control del gen de la albúmina que es activa en el hígado
(Pinkert et al., 1987, Genes and Devel. 1:
268-276), la región del control del gen de la
alfa-fetoproteína que es activa en el hígado
(Krumlauf et al., 1985, Mol. Cell. Biol. 5:
1639-1648; Hammer et al., 1987,
Science 235: 53-58); la región de control del
gen de la á1-antitripsina que es activa en el hígado
(Kelsey et al, 1987, Genes and Devel. 1:
161-171), la región de control del gen de la
\beta-globina que es activa en las células
mieloides (Mogram et al., 1985, Nature 315:
338-340; Kollias et al., 1986, Cell
46: 89-94); la región de control del gen de la
proteína básica de la mielina que es activa en los oligodendrocitos
del cerebro (Readhead et al., 1987, Cell 48:
703-712); la región de control del gen de la cadena
ligera 2 de la miosina que es activa en el músculo estriado (Shani,
1985, Nature 314: 283-286), y la región de
control del gen de la gonadoliberina que es activa en el hipotálamo
(Mason et al., 1986, Science 234:
1372-1378).
Así, según la invención, los vectores de
expresión capaces de replicarse en un hospedador bacteriano o
eucariótico que comprende una molécula polipeptídica que codifica un
ácido nucleico tal y como se describe en la presente invención se
usan para transfectar el hospedador y, por lo tanto, para dirigir la
expresión de tales ácidos nucleicos para producir las moléculas
polipeptídicas quiméricas, que luego se pueden recuperar en una
forma biológicamente activa. Tal como se usa en la presente
invención, una forma biológicamente activa incluye una forma capaz
de unirse al FCEV.
Los vectores de expresión que contienen las
moléculas quiméricas de ácido nucleico descritas en la presente
invención se pueden identificar mediante tres enfoques generales: a)
hibridación ADN-ADN, b) presencia o ausencia de las
funciones de los genes "marcadores" y c) expresión de las
secuencias insertadas. En el primer enfoque, la presencia de un gen
extraño insertado en un vector de expresión se puede detectar
mediante la hibridación ADN-ADN que utiliza sondas
que comprenden secuencias que son homólogas a las secuencias de la
molécula polipeptídica quimérica insertada. En el segundo enfoque,
el sistema vector recombinante/hospedador se puede identificar y
seleccionar en base a la presencia o la ausencia de determinadas
funciones de los genes "marcadores" (p. ej; actividad de la
timidina cinasa, resistencia a los antibióticos, fenotipo
transformante, formación de cuerpos de oclusión en baculovirus,
etc.) causadas por la introducción de genes foráneos en el vector.
Por ejemplo, si la secuencia del ADN de la molécula polipeptídica
quimérica se introduce dentro de la secuencia del gen del marcador
del vector, se pueden identificar los recombinantes que contienen el
inserto por la ausencia de la función del gen marcador. En el tercer
enfoque, los vectores de expresión recombinantes se pueden
identificar mediante el análisis del producto del gen foráneo
expresado por el recombinante. Tales ensayos se pueden basar, por
ejemplo, en las propiedades físicas o funcionales de las moléculas
polipeptídicas quiméricas.
Las células de la presente invención pueden
expresar transitoriamente o, preferiblemente, constitutiva y
permanentemente las moléculas del polipéptido quimérico.
Las moléculas polipeptídicas quiméricas se pueden
purificar mediante cualquier técnica que permita la formación
subsiguiente de una molécula polipeptídica quimérica estable y
biológicamente activa. Por ejemplo, y no por limitación, los
factores se pueden recuperar de células como proteínas solubles o
como cuerpos de inclusión, de los que se pueden extraer
cuantitativamente con hidrocloruro de guanidinio a 8 M y diálisis
(véase, por ejemplo, Builder, et al., patente de los EEUU n.º
5663304). Para purificar más estos factores se pueden usar la
cromatografía de intercambio iónico convencional, la cromatografía
de interacciones hidrófobas, la cromatografía en fase inversa o la
filtración en gel.
En una realización de la invención, la secuencia
nucleotídica que codifica el primer componente se encuentra hacia 5'
de la secuencia nucleotídica que codifica el segundo componente. En
otra realización de la invención, la secuencia nucleotídica que
codifica el primer componente se encuentra hacia 3' de la secuencia
nucleotídica que codifica el segundo componente. Se pueden preparar
realizaciones adicionales de la invención en las que se reorganiza
el orden del primer, segundo y tercer componentes del polipéptido de
fusión. Por ejemplo, si la secuencia nucleotídica que codifica el
primer componente se designa como 1, la secuencia nucleotídica que
codifica el segundo componente se designa como 2 y la secuencia
nucleotídica del tercer componente se designa como 3, entonces, el
orden de los componentes en el ácido nucleico aislado de la
invención, leído de 5' a 3', puede ser cualquiera de las seis
combinaciones siguientes: 1,2,3; 1,3,2; 2,1,3; 2,3,1; 3,1,2; ó
3,2,1.
La presente invención también tiene utilidades
diagnósticas y terapéuticas. Los métodos para detectar las
aberraciones en la función o en la expresión de las moléculas
polipeptídicas quiméricas descritas en la presente invención se
pueden usar en el diagnóstico de enfermedades. La manipulación de
las moléculas polipeptídicas quiméricas o los agonistas o los
antagonistas que se unen a las moléculas polipeptídicas quiméricas
se pueden usar para tratar enfermedades. En realizaciones
adicionales, se utiliza la molécula polipeptídica quimérica como un
fármaco para bloquear la unión de un ligando de unión a su
diana.
Como ejemplo, pero no de manera limitante, la
invención puede ser útil para tratar las dolencias clínicas que se
caracterizan por permeabilidad vascular, edema o inflamación tales
como el edema cerebral asociado con una lesión, un accidente
cerebrovascular o un tumor; el edema asociado con enfermedades
inflamatorias tales como la soriasis o la artritis, que incluye la
artritis reumatoide; el asma; el edema generalizado asociado con
escozor; la ascitis y el derrame pleural asociados con los tumores,
la inflamación o los traumatismos; la inflamación crónica de las
vías respiratorias; el síndrome de pérdida por los capilares; la
septicemia; la nefropatía asociada con el aumento de pérdidas de
proteína; y cualquier enfermedad ocular tales como la degeneración
macular relacionada con la edad y la retinopatía diabética.
Un análisis de la secuencia de aminoácidos de
Flt1(1-3)-Fc reveló la
presencia de un número inusualmente elevado (46) del resto
aminoacídico básico lisina. Un análisis por IEF de la
Flt1(1-3)-Fc mostró que esta
proteína tiene un pI mayor de 9,3, lo que confirma la predicción de
que la proteína es muy básica. Se planteó la hipótesis de que la
naturaleza básica de la proteína
Flt1(1-3)-Fc estaba haciendo
que se uniera a los componentes de la matriz extracelular y que esta
interacción podría ser la causa de la extremadamente corta
semi-vida detectable en el suero en circulación
presentada por Flt1(1-3)-Fc
cuando se inyectaba en ratones. Para probar esta hipótesis, se
acetiló la proteína
Flt1(1-3)-Fc en los restos de
lisina para reducir la carga básica. Luego se probó la
Flt1(1-3)-Fc acetilada en los
análisis descritos más abajo.
Los ejemplos siguientes se ofrecen de manera
ilustrativa y no de manera limitante.
Con el uso de las técnicas estándares de biología
molecular [véase, p. ej; Molecular Cloning, A Laboratory
Manual (Sambrook, et al., Cold Spring Harbor Laboratory),
Current Protocols in Molecular Biology (Eds. Ausubel,
et al., Greene Publ. Assoc., Wiley-Interscience, NY)], se introdujo el gen que codifica la Flt1(1-3)-Fc en el vector de expresión pEE14.1 (Lonza Biologics, plc) en un sitio de clonación múltiple hacia 3' del promotor CMV. Las células CHO K1 se transfectaron con la construcción de ADN pEE14.1/Flt1(1-3)-Fc usando la lipofectamina (Gaithersburg, MD). Se cultivaron las células CHO K1 en DMEM sin glutamina (JRH, Kansas City, MO) que contenía sulfoximina de metionina (MSX).a 25 \muM de Sigma Inc, St. Louis, MO, y se obtuvieron unas expresiones elevadas de la proteína recombinante mediante la detección sistemática de los sobrenadantes de las células CHO K1 de aproximadamente 100 aislados de colonias picadas manualmente, usando un inmunoanálisis estándar con el que se captura y se detecta la Fc humana. El clon seleccionado picado manualmente se amplificó en presencia de MSX a 100 \muM a lo que siguió una segunda serie de detecciones sistemáticas de los clones amplificados. El clon que más produjo tuvo una productividad específica de proteína recombinante Flt1(1-3)-Fc de 55 pg/(célula\cdotdía).
et al., Greene Publ. Assoc., Wiley-Interscience, NY)], se introdujo el gen que codifica la Flt1(1-3)-Fc en el vector de expresión pEE14.1 (Lonza Biologics, plc) en un sitio de clonación múltiple hacia 3' del promotor CMV. Las células CHO K1 se transfectaron con la construcción de ADN pEE14.1/Flt1(1-3)-Fc usando la lipofectamina (Gaithersburg, MD). Se cultivaron las células CHO K1 en DMEM sin glutamina (JRH, Kansas City, MO) que contenía sulfoximina de metionina (MSX).a 25 \muM de Sigma Inc, St. Louis, MO, y se obtuvieron unas expresiones elevadas de la proteína recombinante mediante la detección sistemática de los sobrenadantes de las células CHO K1 de aproximadamente 100 aislados de colonias picadas manualmente, usando un inmunoanálisis estándar con el que se captura y se detecta la Fc humana. El clon seleccionado picado manualmente se amplificó en presencia de MSX a 100 \muM a lo que siguió una segunda serie de detecciones sistemáticas de los clones amplificados. El clon que más produjo tuvo una productividad específica de proteína recombinante Flt1(1-3)-Fc de 55 pg/(célula\cdotdía).
El clon seleccionado se amplió en matraces T de
225 cm^{2} (Corning, Acton, MA) y, luego, en frascos cilíndricos
de 8,5 l (Corning, Acton, MA) usando los medios de cultivo celular
descritos más arriba. Se extrajeron las células de los frascos
cilíndricos mediante la tripsinización estándar y se introdujeron en
3,5 l del medio en suspensión. El medio de suspensión comprende un
medio de ISCHO sin glutamina (Irvine Scientific, Santa Ana, CA) que
contiene un 5% de suero bovino fetal (FBS de Hyclone Labs, Logan,
UT), MSX a 100 \muM y un suplemento de GS (JRH Scientific, Kansas
City, MO) en un biorreactor Celligen (New Brunswick Scientific, New
Brunswick, NJ) de 5 l a una densidad de 0,3 x 10^{6} células/ml.
Una vez que las células alcanzaron una densidad de 3,6 x 10^{6}
células/ml y se adaptaron a la suspensión, se transfirieron a un
biorreactor de 60 l (ABEC, Allentonwn, PA) a una densidad de 0,5 x
10^{6} células/ml en 20 l de medio ISCHO con suero bovino fetal al
5%. Tras dos días, se añadieron al biorreactor 20 l adicionales de
ISCHO con suero bovino fetal al 5%. Se dejaron crecer las células
durante dos días más, con lo que se alcanzó una densidad final de
3,1 x 10^{6} células/ml y la concentración final de
Flt1(1-3)-Fc cuando se
recogió fue de 95 mg/l. En la recogida, se retiraron las células
mediante la filtración con flujo tangencial usando unos filtros
Prostak de 0,45 \mum (Millipore, Inc., Bedford, MA).
La proteína
Flt1(1-3)-Fc se purificó
inicialmente mediante cromatografía de afinidad. Se utilizó una
columna de proteína A para unir, con una especificidad elevada, la
porción Fc de la molécula. Luego, esta proteína purificada por
afinidad se concentró y se pasó por una columna de CET. Luego, se
eluyó la proteína en el tampón de formulación. A continuación, se
describen estos procedimientos en detalle.
Todas las sustancias químicas se obtuvieron de J.
T. Baker, Phillipsburg, NJ con la excepción del PBS, que se obtuvo
como un concentrado 10X de Life Technologies, Gaithersburg, MD. Las
resinas de grado de preparación Superdex 200 y de flujo rápido con
la proteína A se obtuvieron de Pharmacia, Piscataway, NJ. El equipo
y las membranas para la concentración de la proteína se obtuvieron
de Millipore, Bedford, MA.
Aproximadamente 40 l del medio acondicionado de
CHO filtrado de 0,45 \mum que contenía la proteína
Flt1(1-3)-Fc se aplicaron a
una columna de flujo rápido con proteína A de 290 ml (diámetro de 10
cm) que se había equilibrado con PBS. Se lavó la columna con PBS que
contenía NaCl a 350 mM y CHAPS al 0,02%, y la proteína obtenida se
eluyó con ácido cítrico a 20 mM que contenía Na_{2}HPO_{4} a 10
mM. El único pico de la elución se recogió y su pH llevó a la
neutralidad con NaOH a 1 M. Las fracciones eludidas se concentraron
hasta aproximadamente 9 mg/ml utilizando membranas de celulosa
regeneradas 10K mediante la filtración con flujo tangencial y
mediante la concentración de células en agitación. Para retirar los
agregados y otros contaminantes, la proteína concentrada se aplicó
en una columna empaquetada con una resina de grado de preparación
Superdex 200 (10 cm x 55 cm) y se hizo funcionar en PBS que contenía
glicerol al 5%. Se reunieron las fracciones del pico principal, se
filtraron en esterilidad, se distribuyeron en alícuotas y se
almacenaron a -80ºC.
Se acetilaron 2 mg de la proteína
Flt1(1-3)-Fc tal como se
describe en el manual de instrucciones proporcionado con el kit de
modificación con sulfo-NHS-acetato
(Pierce Chemical Co., Rockford, IL, Cat. n.º 26777).
Se analizaron la
Flt1(1-3)-Fc y la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
mediante un análisis por IEF estándar. Tal como se muestra en la
figura 1, la proteína
Flt1(1-3)-Fc no puede migrar
en el gel y, por lo tanto, debe tener un pI mayor que 9,3, el mayor
pI en el estándar. No obstante, la
Flt1(1-3)-Fc acetilada puede
migrar en el gel y equilibrarse a un pI de aproximadamente 5,2. Este
resultado demuestra que la acetilación reduce la carga positiva neta
de la proteína y, por lo tanto, su pI considerablemente.
Para probar la unión a los componentes de la
matriz extracelular, se probaron la
Flt1(1-3)-Fc y la
Flt1(1-3)-Fc acetilada en un
análisis diseñado para imitar la interacción con los componentes de
la matriz extracelular. En este análisis, las placas de cultivo de
tejido de 96 pocillos están recubiertas con Matrigel® (placa de 96
pocillos con una capa delgada de matriz de Biocoat MATRIGEL®, n.º de
catálogo 40607, Becton Dickinson Labware, Bedford, MA). Se incuban
las placas con las distintas concentraciones de
Flt1(1-3)-Fc, la
Flt1(1-3)-Fc acetilada o la
proteína rTie2-Fc (un control irrelevante) que se
añaden a los pocillos. Las placas se incuban de 1 a 2 horas a
temperatura ambiente o a 37ºC y luego se lleva a cabo la detección
de las proteínas unidas añadiendo a los pocillos un anticuerpo
secundario anti-Fc humana conjugado a la fosfatasa
alcalina. Finalmente, el sustrato de la fosfatasa alcalina se añade
a los pocillos y se mide la densidad óptica. La figura 2 muestra los
resultados de este ensayo. Al igual que la proteína de control
irrelevante rTie2-Fc, la
Flt1(1-3)-Fc acetilada no
muestra ninguna unión a la placa recubierta de Matrigel®, mientras
que la proteína Flt1(1-3)-Fc
sin acetilar muestra una unión significativa. Este resultado indica
que la acetilación de los restos de aminoácidos básicos es un modo
eficaz de interferir con las interacciones entre cargas que existen
entre las proteínas cargadas positivamente y los componentes de la
matriz extracelular cargados negativamente que se exponen in
vivo.
Aunque se ha demostrado que la pegilación
(polietilenglicol: PEG) de las proteínas aumenta su potencia in
vivo al aumentar la estabilidad y la biodisponibilidad al mismo
tiempo que se minimiza su inmunogenia (véanse las referencias
citadas más arriba), es opuesto a la intuición de que las moléculas
pegiladoras que son demasiado grandes para ser filtradas por los
glomérulos renales mejorarían sus propiedades farmacocinéticas. Sin
estar unidos en teoría, los solicitantes postularon que la
pegilación de las moléculas de
Flt1(1-3)-Fc podrían mejorar
las propiedades farmacocinéticas, posiblemente no alterando la carga
positiva o reduciendo el pI de la
Flt1(1-3)-Fc, sino más bien
protegiendo físicamente las cargas positivas de la interacción con
la matriz extracelular. Los solicitantes decidieron intentar mejorar
las propiedades farmacocinéticas de las moléculas de
Flt1(1-3)-Fc agregando
cadenas de PEG de 20K tal como se describe más abajo.
La
Flt1(1-3)-Fc purificada
obtenida de las células CHO (véase más arriba) se usó en los
siguientes experimentos de pegilación. Los PEG funcionalizados se
obtuvieron de Shearwater Polymers, Huntsville, AL; la bicina de
Sigma, St Louis, MO; la columna de Superose 6 de Pharmacia,
Piscataway, NJ; PBS como un concentrado 10X de Life Technologies,
Gaithersburg, MD; el glicerol de J. T. Baker, Phillipsburg, NJ; y
los geles prefundidos en Bis-Tris de Novex, CA.
Las cadenas de PEG 20K funcionalizadas con restos
terminales específicos de aminos se utilizaron en estudios de
reacciones a pequeña escala que se pusieron a punto para evaluar las
diferentes condiciones de reacción en las que varió la
estequiometría del PEG:proteína. Sobre la base de estas reacciones y
de los análisis de las muestras en un SDS-PAGE
estándar, se hizo reaccionar
Flt1(1-3)-Fc en una
concentración de 1,5 mg/ml a un pH de 8,1 con moléculas de
SPA-PEG 20K (succinimidil-propionato
de PEG) en una proporción molar PEG:monómero de
Flt1(1-3)-Fc de 1:6. Se
permitió continuar la reacción a 8ºC durante la noche. Para la
purificación inicial, los productos de la reacción se aplicaron en
una columna Superose 6 de 10 mm x 30 cm equilibrada con PBS que
contiene glicerol al 5%. La columna pareció separar las moléculas de
Flt1(1-3)-Fc pegilada en base
al grado la pegilación. Se agruparon las fracciones que
correspondían a lo que parecía ser primeramente una
Flt1(1-3)-Fc dimérica
monopegilada y dipegilada, a juzgar por el patrón de bandas en los
geles reductores y no reductores de la SDS-PAGE. Se
determinó la concentración de la proteína midiendo la absorbencia a
280 nm. La proteína
Flt1(1-3)-Fc pegilada se
filtró en esterilidad, se distribuyó en alícuotas y se almacenó a
-40ºC.
Se probaron las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
acetilada y pegilada en un ensayo basado en Biacore para evaluar su
capacidad para unirse al ligando de Flt1, el FCEV. En este análisis,
la proteína Flt1(1-3)-Fc sin
modificar se inmovilizó en la superficie de un chip Biacore (véase
el manual de instrucciones de Biacore, Pharmacia, Inc., Piscataway,
NJ, para los procedimientos estándares) y una muestra que contenía
0,2 \mug/ml del FCEV y bien la
Flt1-(1-3)-Fc sin modificar, la Flt1
(1-3)-Fc acetilada o la Flt1
(1-3)-Fc pegilada (cada una a 25
\mug/ml) se pasó sobre el chip recubierto con la
Flt1(1-3)-Fc. Para minimizar
los efectos de la unión inespecífica, las muestras unidas se lavaron
con una solución de NaCl 0,5 M. En una muestra, se mezcló la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar
con heparina. La heparina es una molécula cargada negativamente y la
proteína Flt1(1-3)-Fc es una
molécula cargada positivamente, por lo que cuando se ponen juntas
las dos moléculas, deben interaccionar por medio de sus respectivas
cargas. Esto neutraliza esencialmente la carga inherente de la
Flt1(1-3)-Fc, lo que hace que
la molécula se comporte como si se hubiera modificado química o
genéticamente de manera que se redujera su carga y su tendencia a
unirse a través de las interacciones de las cargas. Tal como se
muestra en la figura 3, las
Flt1(1-3)-Fc acetiladas
(columnas 13 a 16), pegiladas (columnas 17 a 20) y tratadas con
heparina (columnas 21 a 24) son capaces cada una de competir
completamente con la
Flt1(1-3)-Fc unida al chip
Biacore por unirse al FCEV, cuando se comparan con la proteína de
control (columnas 1 a 4) y una proteína irrelevante (columnas 5 a
8). La Flt1(1-3)-Fc sin
modificar (columnas 5 a 6) parece competir sólo parcialmente con la
Flt1(1-3)-Fc unida al chip
Biacore por unirse al FCEV. Sin embargo, lavar las muestras de unión
con NaCl a 0,5 M (columnas 7 a 8) dio lugar a un perfil de unión
similar al de las formas modificadas de
Flt1(1-3)-Fc, lo que indica
que la proteína sin modificar mostraba una unión inespecífica al
chip que se podía eliminar por un lavado con sales.
Se probaron las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
acetilada y pegilada en un análisis estándar basado en ELISA para
evaluar su capacidad para unirse al FCEV, el ligando del receptor
Flt1. Tal como se muestra en la figura 4, tanto la proteína
Flt1(1-3)-Fc pegilada como la
acetilada son capaces de unirse al FCEV, lo que demuestra que
modificar la proteína bien mediante pegilación o bien por
acetilación no destruye su capacidad para unirse a su ligando.
Se diseñaron experimentos in vivo para
evaluar los perfiles farmacocinéticos de la proteína
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
la proteína Flt1(1-3)-Fc
acetilada y la proteína
Flt1(1-3)-Fc pegilada. A los
ratones Balb/c (23-28 g; 3 ratones/grupo) se les
inyectaron por vía subcutánea 4 mg/kg de
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
acetilada o pegilada. Los ratones se sangraron por la cola a 1, 2,
4, 6, 24 horas, 2 días y 3 días de la inyección de la proteína. Se
analizaron los sueros con un análisis estándar basado en ELISA
diseñado para detectar la proteína
Flt1(1-3)-Fc. Brevemente, el
análisis implica recubrir una placa del ELISA con FCEV, unir los
sueros que contienen la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
acetilada o pegilada y delatarlas con un anticuerpo
anti-Fc unido a la fosfatasa alcalina. Tal como se
muestra en la figura 5, el T_{max} de todas las proteínas
Flt1(1-3)-Fc estuvo entre los
puntos de 6 horas y 24 horas. La C_{max} de las diferentes
proteínas fue la siguiente: sin modificar: 0,06 \mug/ml a 0,15
\mug/ml; acetilada: 1,5 \mug/ml a 4,0 \mug/ml; y pegilada:
aproximadamente 5 \mug/ml.
Para determinar qué cantidad mínima de
acetilación se necesita para eliminar la unión a los componentes de
la matriz extracelular, se diseñó un experimento que acetiló la
proteína Flt1(1-3)-Fc de un
modo escalonado con el uso de cantidades en aumento del exceso molar
del reactivo de acetilación en la mezcla de reacción de acetilación.
El margen del exceso molar fue el siguiente: 0, 10, 20, 30, 40, 50,
60, 70, 80, 90, y 100 moles del reactivo de acetilación por 1 mol
del monómero de Flt1(1-3)-Fc.
Las reacciones se llevaron a cabo tal como se detalla en el manual
de instrucciones proporcionado con el kit de modificación
sulfo-NHS-acetato (Pierce Chemical
Co., Rockford, IL, Cat. n.º 26777).
La
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
la Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente se analizaron mediante un análisis estándar por IEF.
Tal como se muestra en la figura 6A-6B, la proteína
Flt1(1-3)-Fc sin modificar no
pudo migrar en el gel debido a su pI extremadamente elevado (mayor
de 9,3). No obstante, la mayoría de las muestras de
Flt1(1-3)-Fc acetiladas
progresivamente (muestras con un exceso moral de 30 a 100 veces)
pudieron migrar en el gel y equilibrarse a pI en un intervalo entre
4,55 y 8,43, según el grado de acetilación de la proteína. Este
resultado demuestra que la acetilación puede cambiar la carga
positiva de la proteína de una forma dependiente de la dosis y que
la reducción del pl se puede controlar mediante el control del grado
de acetilación.
Para probar la unión a los componentes de la
matriz extracelular, la
Flt1(1-3)-Fc y la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente se probaron en el análisis descrito más arriba para
imitar la interacción con los componentes de la matriz extracelular.
Se añadieron diferentes concentraciones tanto de la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
como de la Flt1(1-3)-Fc
acetilada progresivamente (muestras a un exceso molar de 10, 20 y 30
veces) o bien de la proteína rTie2-Fc (un control
irrelevante) a los pocillos. Las placas se incubaron durante 1 ó 2
horas a temperatura ambiente o a 37ºC y luego se llevó a cabo la
detección de las proteínas unidas añadiendo a los pocillos un
anticuerpo secundario anti-Fc humano conjugado con
la fosfatasa alcalina. Posteriormente, se añadió el sustrato de la
fosfatasa alcalina a los pocillos y se midió la densidad óptica. La
figura 7 muestra los resultados de este análisis. Al igual que la
proteína de control irrelevante rTie2-Fc, la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente (muestras a un exceso molar de 20 y 30 veces) no
mostró unión significativa alguna a la placa recubierta de
Matrigel®, mientras que la proteína
Flt1(1-3)-Fc sin acetilar
mostró una unión significativa. La unión es saturable, lo que indica
que la proteína Flt1(1-3)-Fc
puede unirse a los sitios específicos, y no a una interacción más
general mediada por la carga que podría no ser saturable. La muestra
a un exceso molar de 10 veces mostró una unión reducida, pero el
grado de la acetilación no fue suficiente para bloquear
completamente la unión a los componentes de la matriz extracelular.
Las muestras a un exceso molar de 20 veces o más no mostraron
ninguna unión detectable, a pesar del hecho de que, mediante el
análisis por IEF (figuras 6A y 6B) las muestras con el menor exceso
molar todavía tenían una carga positiva neta elevada. Este resultado
demuestra que no es necesario acetilar completamente todos los
aminoácidos básicos disponibles para eliminar la unión a los
componentes de la matriz extracelular.
Las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
acetilada progresivamente se probaron en un análisis basado en
Biacore para evaluar su capacidad para unirse al ligando de Flt1, el
FCEV. En este análisis, la proteína
Flt1(1-3)-Fc sin modificar
(0,5, 1,0 ó 5,0 \mug/ml) se inmovilizó en la superficie de un chip
Biacore (véase el manual de instrucciones de Biacore, Pharmacia,
Inc., Piscataway, NJ, para los procedimientos estándares) y se le
pasó una disolución que contenía FCEV a 0,2 \mug/ml y bien la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar (a
0,5, 1,0 ó 5,0 \mug/ml) o 10 muestras diferentes de la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente (a 0.5,1.0 ó 5,0 \mug/ml cada una) sobre el chip
recubierto con la
Flt1(1-3)-Fc. Tal como se
muestra en la figura 8, en una proporción subestequiométrica (0,5
\mug/ml de bien de la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar o
de la Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente frente a FCEV a 0,2 \mug/ml), no hay suficiente
Flt1(1-3)-Fc (tanto sin
modificar como acetilada progresivamente) en la disolución para unir
todo el FCEV. A 1,0 \mug/ml, que se aproxima a la proporción
estequiométrica de 1:1, ambas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
acetilada progresivamente son capaces de competir por la unión del
FCEV, pero todavía no hay suficiente proteína
Flt1(1-3)-Fc (tanto sin
modificar como acetilada progresivamente) como para saturar
completamente el FCEV disponible. Sin embargo, a 5,0 \mug/ml, que
es varias veces mayor que una proporción estequiométrica de 1:1,
tanto la proteína
Flt1(1-3)-Fc como la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente son capaces de unir el FCEV, independientemente del
grado de acetilación. Esto demuestra, claramente que la acetilación
no altera la capacidad de la
Flt1(1-3)-Fc para unirse al
FCEV.
Se diseñaron experimentos in vivo para
evaluar los perfiles farmacocinéticos de la
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
de la proteína Flt1(1-3)-Fc
acetilada progresivamente. A los ratones Balb/c
(23-28 g) se les inyectó por vía subcutánea 4 mg/kg
de la Flt1(1-3)-Fc sin
modificar o muestras de la
Flt1(1-3)-Fc acetilada
progresivamente en un exceso de 10, 20, 40, 60 y 100 veces (3
ratones para las muestras sin modificar y a un exceso molar de 10,
20 y 40 veces, y 2 ratones para las muestras a un exceso molar de 60
y 100 veces). Los ratones se sangraron por la cola a 1, 2, 4, 6, 24
horas, 2 días y 3 días de la inyección. Se analizaron los sueros en
un análisis basado en ELISA diseñado para detectar la
Flt1(1-3)-Fc (descrito más
arriba). La figura 9 detalla los resultados de este estudio. El
T_{max} de todas las proteínas
Flt1(1-3)-Fc probadas estuvo
en el punto de 6 horas pero la C_{max} fue como sigue:
Flt1(1-3)-Fc sin modificar:
0,06 \mug/ml; muestra a un exceso molar de 10 veces: 0,7
\mug/ml, muestra a un exceso molar de 20 veces: 2 \mug/ml,
muestra a un exceso molar de 40 veces: 4 \mug/ml, muestra a un
exceso molar de 60 veces: 2 \mug/ml, muestra a un exceso molar de
100 veces: 1 \mug/ml. Este resultado demuestra que la acetilación
o la pegilación de la
Flt1(1-3)-Fc mejora
significativamente su perfil farmacocinético.
Sobre la base de la observación de que la
Flt1(1-3)-Fc, que tiene un pI
por debajo de 6, tiene una mejor farmacocinética que la
Flt(1-3)-Fc sin modificar muy
positiva (pI > 9,3), se cuestionó si la diferencia en la
farmacocinética se podía atribuir a la carga neta de la proteína, lo
que hacía que se adhiriera a los componentes de la matriz
extracelular cargados negativamente, o si, quizás, había unas
ubicaciones específicas en la superficie de la proteína
Flt1(1-3)-Fc que constituían
unos sitios específicos de unión para los componentes de la matriz
extracelular. Por ejemplo, se sabe que muchas proteínas tienen unos
sitios de unión para la heparina que, a menudo, consisten en un
agrupamiento de restos básicos. Algunas veces, estos residuos se
encuentran en un agrupamiento en la secuencia primaria de la
proteína; alguna de la literatura ha identificado las "secuencias
de consenso" de tales sitios de unión para la heparina (véase,
por ejemplo, Hileman, et al., 1998, Bioessays 20 (2):
156-67). En otros casos, la estructura cristalizada
conocida de una proteína revela un agrupamiento de restos cargados
positivamente en la superficie de una proteína, pero los restos
provienen de diferentes regiones de la secuencia primaria y sólo se
unen cuando la proteína se pliega en su estructura terciaria. Así,
es difícil deducir si un resto de aminoácido determinado forma parte
de un agrupamiento de restos básicos en la superficie de la
proteína. No obstante, si hay un agrupamiento de restos de
aminoácidos cargados positivamente en la secuencia primaria, no es
ilógico suponer que los restos están cercanos espacialmente uno a
otro y, por lo tanto, podrían formar parte de un sitio de unión para
los componentes de la matriz extracelular. Se ha estudiado
extensamente el receptor Flt1 y se han descrito varios dominios
(véase, por ejemplo, Tanaka et al., 1997, Jpn. J.
Cancer Res 88: 867-876). En cuanto al ácido nucleico
y a la secuencia de aminoácidos presentados en las figuras 10A a 10D
de esta solicitud, se puede identificar la secuencia señal para la
secreción, que se ubica al principio de la secuencia y que se
extiende hasta la glicina codificada por los nucleótidos 76 a 78. La
proteína madura comienza con
Ser-Lys-Leu-Lys, que
empieza en el nucleótido 79 de la secuencia del ácido nucleico. El
dominio 1 Ig de Flt1 se extiende desde el nucleótido 79 hasta el
393, que termina con los aminoácidos
Ser-Asp-Thr. El dominio 2 Ig de Flt1
se extiende desde el nucleótido 394 hasta el 687 (que codifica de
Gly-Arg-Pro hasta
Asn-Thr-Ile) y el dominio 3 Ig de la
Flt1 se extiende desde el nucleótido 688 hasta el 996 (que codifica
Ile-Asp-Val hasta
Asp-Lys-Ala). Hay una secuencia de
aminoácidos comunicante,
Gly-Pro-Gly, codificada por los
nucleótidos 997 a 1005, seguida de la secuencia de nucleótidos que
codifica el Fc humano (nucleótidos 1006 a 1701 o los aminoácidos
Glu-Pro-Lys a
Pro-Gly-Lys-fin).
Pro-Gly-Lys-fin).
Un análisis más detallado de la secuencia de
aminoácidos de Flt1 revela que hay un agrupamiento, a saber, los
residuos de aminoácidos 272 a 281 (KNKRASVRR) de la figura 10 A a
10D, en el que 6 de los 10 residuos de aminoácidos son básicos. Esta
secuencia se ubica en el dominio 3 Ig del receptor Flt1 (véase la
figura 11), que en sí misma no es esencial para la unión del ligando
FCEV, pero que confiere una unión al ligando de mayor afinidad. Un
alineamiento de la secuencia del dominio 3 Ig con la del dominio 2
Ig revela que en esta región se alinean muy mal los dos dominios Ig
y que hay aproximadamente 10 aminoácidos de más en el dominio 3 Ig.
Un análisis de los perfiles de hidrofilidad (software informático
MacVector) de estos dos dominios indica claramente la presencia de
una región hidrófila en la proteína (figura
12A-12B). Estas observaciones sacan a flote la
posibilidad de que la conformación tridimensional real del dominio 3
Ig del Flt1 permitió algún tipo de protuberancia que no está en el
dominio 2 Ig del Flt1. Para probar esta hipótesis, se eliminaron los
10 aminoácidos de más y se probó si la deleción en la proteína
resultante afectaría la farmacocinética de manera favorable sin
comprometer gravemente la afinidad del receptor por el FCEV. Esta
construcción de ADN, que se elaboró utilizando las técnicas de
biología molecular estándares (véase, p.ej; Molecular Cloning, A
Laboratory Manual (Sambrook, et al., Cold Spring Harbor
Laboratory), Current Protocols in Molecular Biology (Eds.
Ausubel, et al., Greene Publ. Assoc.,
Wiley-Interscience, NY)] en el vector de expresión
de mamíferos pMT21 (Genetics Institute, Inc.,Cambridge, MA), se
denomina Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1. La construcción
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 se derivó de la
Flt1(1-3)-Fc mediante la
deleción de los nucleótidos 814 a 843 (presentado en la figura
10A-10D),que elimina la secuencia muy básica de 10
aminoácidos
Lys-Asn-Lys-Arg-Ala-Ser-Val-Arg-Arg-Arg
del dominio 3 Ig del Flt1.
del dominio 3 Ig del Flt1.
La secuencia de la construcción de ADN final se
verificó secuenciándola con un secuenciador de ADN ABI 373A y el kit
de secuenciación Taq Dideoxy Terminator Cycle (Applied Biosystems,
Inc., Foster City, CA). La secuencia de
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 se presenta en la figura
13A-13D.
Una segunda construcción mutante de deleción,
designado como Flt1(2-3_{\Delta
B})-Fc:Mut2 se derivó de la construcción
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 por la deleción del dominio 1 Ig del
Flt1 codificado por los nucleótidos 79 a 393 (véase la figura
10A-10 D); por conveniencia, los nucleótidos 73 a 78
(TCA GGT) se cambiaron por TCC GGA. Esto introdujo un sitio de
restricción (BspE1) sin alterar la secuencia de aminoácidos
asociada: Ser-Gly. A esta construcción de ADN, que
se elaboró mediante las técnicas estándares de biología molecular
(véase, p.ej; Molecular Cloning, A Laboratory Manual
(Sambrook, et al., Cold Spring Harbor Laboratory), Current
Protocols in Molecular Biology (Eds. Ausubel, et al.,
Greene Publ. Assoc., Wiley-Interscience, NY) en el
vector de expresión en mamíferos pMT21 (Genetics Institute, Inc.,
Cambridge, MA), también se le verificó su secuencia usando un
secuenciador de ADN ABI 373A y un kit de secuenciación Taq Dideoxy
Terminator Cicle (Applied Biosystems, Inc., Foster City, CA). La
secuencia de Flt1
(2-3_{\Delta B})-Fc:Mut2 se presenta en la figura 14A-14C.
(2-3_{\Delta B})-Fc:Mut2 se presenta en la figura 14A-14C.
Una tercera construcción mutante de deleción,
designada como
Flt1(2-3)-Fc:Mut3, se
construyó del mismo modo que la construcción
Flt1(2-3_{\Delta
B})-Fc:Mut2, excepto en que el dominio 3 Ig del
Flt1 se dejó intacto (no se eliminaron los aminoácidos de la región
básica). La construcción se elaboró mediante las técnicas de
biología molecular estándares y la secuencia de la construcción
final se verificó tal como se describió más arriba. La secuencia de
Flt1(2-3)-Fc:Mut3 se presenta
en la figura 15A-15C.
Se fabricó una construcción final en el que se
introdujo un sitio de N-glucosilación en medio de la
región básica del dominio 3 Ig del Flt1. Esta construcción se
designó como
Flt1(1-3_{R->N})-Fc:Mut4
y se fabricó cambiando los nucleótidos 824 y 825 de GA a AC con lo
que, consecuentemente, se cambió el resto de Arg (AGA) codificado en
un resto de Asn (AAC) (véase la figura 10A-10D). Por
lo tanto, la secuencia de aminoácidos resultante se cambia de
Arg-Ala-Ser a
Asn-Ala-Ser, que corresponde a la
señal canónica (Asn-Xxx-Ser/Thr)
para la adición de un sitio de N-glucosilación en el
residuo Asn. La secuencia de
Flt1(1-3_{R->N})-Fc:Mut4
se presenta en la figura 16A-16D.
Para determinar si era más o menos probable
mejorar las propiedades farmacocinéticas de las tres proteínas
modificadas, las placas de 96 pocillos recubiertas con Matrigel
(como se describió más arriba) se incubaron con diferentes
concentraciones de las proteínas mutantes y se detectaron con
anticuerpos anti-Fc -humano conjugados con fosfatasa
alcalina. Tal como se muestra en la figura 18, este experimento
demostró que mientras la proteína
Flt1(1-3)-Fc sin modificar se
podía unir ávidamente a estos pocillos, la proteína
Flt1(2-3)-Fc:Mut3 se unía de
manera algo más débil, la proteína
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 se unía de manera aún más débil y la
proteína Flt1(2-3_{\Delta
B})-Fc:Mut2 mostró el mejor perfil al unirse de
manera más débil que cualquiera de las otras proteínas mutantes. La
proteína mutante de glucosilación
Flt1(1-3_{R->N})-Fc:Mut4
mostró sólo un beneficio marginal en el análisis con Matrigel. Estos
resultados confirman la hipótesis de que una secuencia lineal de
aminoácidos positivos se puede eliminar de la secuencia primaria
para dar lugar a una disminución en la interacción a través de las
cargas con los componentes de la matriz extracelular.
Las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar y
acetiladas y las proteínas genéticamente modificadas
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 y
Flt1(1-3_{R->N})-Fc:Mut4
se probaron en un análisis basado en Biacore para evaluar su
capacidad de unirse al ligando de Flt1: el FCEV. En este análisis,
la proteína Flt1(1-3)-Fc sin
modificar (0,25, 0,5, ó 1,0 \mug/ml) se inmovilizó en la
superficie de un chip de Biacore (véase el manual de instrucciones
de Biacore, Pharmacia, Inc., Piscataway, NJ, para los procedimientos
estándares) y una solución que contiene FCEV a 0,1 \mug/ml y bien
Flt1(1-3)-Fc sin modificar
purificada o en un sobrenadante de células COS (a aproximadamente
0,25, 0,5 ó 1,0 \mug/ml), bien
Flt1(1-3)-Fc acetilada
purificada (a 0,25, 0,5 ó 1,0 \mug/ml), bien sobrenadante de
células COS que contiene Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 (a aproximadamente 0,25, 0,5 ó 1,0
\mug/ml), o bien sobrenadante de células COS que contiene
Flt1(1-3_{R->N})-Fc:Mut4
(a aproximadamente 0,25, 0,5 ó 1,0 \mug/ml), se pasaron sobre el
chip recubierto con la
Flt1(1-3)-Fc. Tal como se
muestra en la figura 17, a la proporción subestequiométrica
[Flt1(1-3)-Fc de muestras sin
modificar, acetiladas o genéticamente modificadas a 0,25 \mug/ml
frente a FCEV a 1.0 \mug/ml] no hay suficiente proteína
Flt1(1-3)-Fc para bloquear la
unión del FCEV a la
Flt1(1-3)-Fc inmovilizada en
el chip de Biacore. A 0,5 \mug/ml de las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
acetilada o genéticamente modificada, la proporción estequiométrica
se aproxima a 1:1 y hay un aumento de la capacidad para bloquear la
unión del FCEV al chip de Biacore. A 1,0 \mug/ml de las proteínas
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
acetilada o genéticamente modificada, que es aproximadamente una
proporción estequiométrica de 10:1, las proteínas
Flt1(1-3)-Fc son capaces de
bloquear la unión del FCEV al chip de Biacore, pero no son
equivalentes. La proteína Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc sin modificar, acetilada y :Mut1 son
esencialmente iguales en su capacidad para bloquear la unión del
FCEV, mientras que la
Flt1(1-3_{R->N})-Fc:Mut4
es algo menos eficaz a la hora de bloquear la unión. Estos
resultados confirman la hipótesis de que es posible reducir la unión
no específica de una molécula cargada positivamente mediante la
eliminación genética de una secuencia lineal de aminoácidos cargados
predominantemente con carga negativa.
Para determinar si las tres proteínas mutantes se
podían unir al ligando del Flt1, el FCEV, se llevaron a cabo
experimentos de unión en los que las placas de 96 pocillos
recubiertas con el FCEV se incubaron con diferentes concentraciones
de la proteína mutante respectiva y, tras el lavado, se detectó la
cantidad de unión mediante la incubación con un anticuerpo
anti-Fc humano conjugado a la fosfatasa alcalina y
se cuantificó colorimétricalmente mediante la adición de un sustrato
adecuado para la fosfatasa alcalina. Tal como se muestra en la
figura 19, este experimento demostró que todas las proteínas
mutantes se podían unir al FCEV de manera semejante, a las
concentraciones probadas.
Se diseñaron experimentos in vivo para
evaluar los perfiles farmacocinéticos de la proteína
Flt1(1-3)-Fc sin modificar,
de Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 y de la proteína
Flt1(1-3)-Fc acetilada a un
exceso molar de 40 veces. A los ratones Balb/c
(25-30 g) se les inyectó por vía subcutánea 4 mg/kg
de la proteína Flt1(1-3)-Fc
sin modificar, de la proteína
Flt1(1-3)-Fc acetilada a un
exceso molar de 40 veces y de la proteína
Flt1(1-3_{\Delta
B})-Fc:Mut1 (4 ratones cada una). Estos ratones se
sangraron por la cola a 1, 2, 4, 6, 24 horas, 2 días, 3 días y 5
días de la inyección. Los sueros se analizaron en un ELISA diseñado
para detectar la proteína
Flt1(1-3)-Fc, que implica
recubrir una placa de ELISA con el FCEV, unir la
Flt1(1-3)-Fc y delatar con un
anticuerpo anti-Fc unido a la fosfatasa alcalina.
Tal como se muestra en la figura 20, la C_{max} de estos reactivos
fue la siguiente:
Flt1(1-3)-Fc sin modificar:
0,15 \mug/ml ; Flt1(1-3)-Fc
acetilada a un exceso molar de 40 veces: 1,5 \mug/ml; y
Flt1(1-3_{\Delta B})-Fc:
0,7 \mug/ml.
El fundamento teórico para construir las
versiones modificadas del receptor Flt1 (también conocido
como
RFCEV1) se basó en la observación de que la secuencia de la proteína del Flt1 era muy básica y, por lo tanto, tenía probabilidades de adherirse a la matriz extracelular (MEC). La naturaleza muy básica del Flt1 explica, probablemente, por qué la Flt1(1-3)-Fc sin modificar (descrita más arriba) tiene una peor farmacocinética que la hace difícil de usar como un fármaco terapéutico. Tal como se describió más arriba, la forma químicamente modificada de la Flt1(1-3)-Fc acetilada a un exceso molar de 40 veces, de aquí en adelante denominada A40, mostró un perfil farmacocinético (FC) muy mejorado frente a la Flt1(1-3)-Fc sin acetilar. Por lo tanto, se hicieron esfuerzos para construir unas moléculas de ADN que se pudieran usar para expresar por tecnología recombinante, unas formas modificadas de la molécula del receptor Flt1, que poseyeran el perfil FC mejorado mostrado por la A40 y que conservaran todavía la capacidad de unirse con firmeza al FCEV.
RFCEV1) se basó en la observación de que la secuencia de la proteína del Flt1 era muy básica y, por lo tanto, tenía probabilidades de adherirse a la matriz extracelular (MEC). La naturaleza muy básica del Flt1 explica, probablemente, por qué la Flt1(1-3)-Fc sin modificar (descrita más arriba) tiene una peor farmacocinética que la hace difícil de usar como un fármaco terapéutico. Tal como se describió más arriba, la forma químicamente modificada de la Flt1(1-3)-Fc acetilada a un exceso molar de 40 veces, de aquí en adelante denominada A40, mostró un perfil farmacocinético (FC) muy mejorado frente a la Flt1(1-3)-Fc sin acetilar. Por lo tanto, se hicieron esfuerzos para construir unas moléculas de ADN que se pudieran usar para expresar por tecnología recombinante, unas formas modificadas de la molécula del receptor Flt1, que poseyeran el perfil FC mejorado mostrado por la A40 y que conservaran todavía la capacidad de unirse con firmeza al FCEV.
En la literatura, se sabe que el primer dominio
Ig del Flt1 (que tiene una carga neta de +5 con pH neutro) no es
esencial para la unión estrecha al FCEV, por lo que se eliminó este
dominio. El tercer dominio Ig (que tiene una carga neta de +11) no
es esencial para la unión, pero confiere una mayor afinidad por el
FCEV que el segundo dominio Ig, por lo que en lugar de eliminarlo
completamente, se reemplazó con los dominios equivalentes de los
receptores de la familia de Flt1 Flk1 (también conocido como RFCEV2)
y Flt4 (también conocido como RFCEV3). Estas moléculas quiméricas
{denominadas R1R2 [Flt1.D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y
RFCEVR2-Fc\DeltaC1(a)] y R1R3
[Flt1D2.RFCEV3D3-Fc\DeltaC1(a) y
RFCEV1R3-Fc\DeltaC1(a)], respectivamente,
en las que R1 y Flt1D2 se refieren al dominio 2 Ig del Flt1
(RFCEV1); R2 y Flk1D3 se refieren al dominio 3 Ig del Flk1 (RFCEV2);
y R3 y RFCEV3D3 se refieren al dominio 3 Ig del Flt4 (RFCEV3)} se
adhirieron mucho menos a la MEC, tal como se midió con un análisis
de unión a la MEC in vitro tal como se describe más abajo, y
tuvieron una FC muy mejorada tal como se describe más abajo. Además,
estas moléculas pudieron unirse al FCEV con firmeza, tal como se
describe más abajo, y bloquear la fosforilación del receptor Flk1
nativo expresado en las células endoteliales, tal como se describe
más abajo.
Los plásmidos de expresión
pMT21.Flt1(1-3).Fc (6519 pb) y
pMT21.Flk-1(1-3).Fc (5230 pb)
son plásmidos que codifican la resistencia a la ampicilina y
versiones etiquetadas con Fc de los dominios 1 a 3 Ig del Flt1
humano y del Flk1 humano, respectivamente. Estos plásmidos se usaron
para construir un fragmento de ADN que consiste en una fusión del
dominio 2 Ig del Flt1 con el dominio 3 Ig del Flk1 mediante
amplificación por PCR de los respectivos dominios Ig seguida de
rondas adicionales de PCR para lograr la fusión de los dos dominios
en un único fragmento. Para el dominio 2 Ig del Flt1, los cebadores
para la amplificación desde 5' y desde 3' fueron los siguientes:
El cebador de la amplificación desde 5' codifica
un sitio de restricción de la enzima BspEI hacia 5' del
dominio 2 Ig del Flt1, definido por la secuencia de aminoácidos
GRPFVEM (que corresponde a los aminoácidos 27 a 33 de la figura
21A-21C). El cebador 3' codifica la inversa
complementaria del extremo 3' del dominio 2 Ig del Flt1 fusionado
directamente al comienzo 5' del dominio 3 Ig de Flk1, con el punto
de fusión definido como TIID del Flt1 (que corresponde a los
aminoácidos 123 a 126 de la figura 21A-21C) y que
continúa en el VVLS (que corresponde a los aminoácidos 127 a 130 de
la figura 21A-21C) del Flk1.
Para el dominio 3 Ig del Flk1, los cebadores de
la amplificación desde 5' y desde 3' fueron los siguientes:
El cebador de la amplificación desde 5' codifica
el extremo del dominio 2 Ig del Flt1 fusionado directamente con el
comienzo del dominio 3 Ig del Flk1, tal como se describió más
arriba. El cebador de la amplificación desde 3' codifica el extremo
del dominio 3 Ig del Flk1, definido por los aminoácidos VRVHEK (que
corresponde a los aminoácidos 223 a 228 de la figura
21A-21C), seguido por una secuencia comunicante que
incluye una secuencia de reconocimiento para la enzima de
restricción Srf1, y codifica los aminoácidos GPG. La
secuencia comunicante corresponde a los aminoácidos 229 a 231 de la
figura 21A-21C.
Tras una ronda de amplificación por PCR para
producir los dominios individuales, se reunieron los productos en un
tubo y se sometieron a una ronda adicional de PCR con los cebadores
bsp/flt1D2 y Flk1D3/apa/srf.as (descritos más arriba) para generar
el producto de fusión. Posteriormente, este producto de PCR se
digirió con las enzimas de restricción BspEI y SmaI y
el fragmento resultante de 614 pb se subclonó en los sitios de
restricción BspEI a SrfI del vector
pMT21/\DeltaB2.Fc para crear el plásmido pMT21/Flt1D2.Flk1D3.Fc.
La secuencia de nucleótidos de la fusión génica
Flt1D2-Flk1D3 insertada se verificó mediante un
análisis de secuencias estándar. Luego, se digirió este plásmido con
las enzimas de restricción EcoRI y SrfI y se
transfirió el fragmento resultante de 702 pb a los sitios de
restricción EcoRI a SrfI del plásmido
pFlt1(1-3)B2-Fc\DeltaC1(a)
para producir el plásmido pFlt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a). El
ADN completo y las secuencias de aminoácidos deducidas de la
molécula quimérica Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) se presentan
en la figura 21A-21C.
El plásmido de expresión
pMT21.Flt1(1-3).Fc (6519 pb) codifica la
resistencia a la ampicilina y una versión de los dominios 1 a 3 Ig
del receptor humano Flt1 etiquetados con Fc. Se usó este plásmido
para producir por PCR un fragmento de ADN que contuviera el dominio
2 Ig del Flt1. Se usó el ARN de la estirpe celular HEL921.7 para
producir el dominio 3 Ig de Flk1 mediante la metodología estándar de
la RT-PCR. Se usó una ronda adicional de
amplificación por PCR para lograr la fusión de los dos dominios Ig
en un único fragmento fusionado. En el dominio 2 Ig del Flt1, los
cebadores de la amplificación desde 5' y desde 3' fueron los
siguientes:
El cebador de la amplificación desde 5' codifica
un sitio de restricción para BspEI hacia 5' del dominio 2 Ig
del Flt1, definido por la secuencia de aminoácidos GRPFVEM (que
corresponde a los aminoácidos 27 a 33 de la figura
22A-22C). El cebador de la amplificación desde 3'
codifica la complementaria inversa del extremo del dominio 2 Ig del
Flt1 fusionado directamente al comienzo del domino 3 Ig del RFCEV3,
con el punto de fusión definido como TIID del Flt1 (que corresponde
a los aminoácidos 123 a 126 de la figura 22A-22C) y
que continúa en el IQLL del RFCEV3 (que corresponde a los
aminoácidos 127 a 130 de la figura 22A-22C).
Para el dominio 3 del RFCEV3, los cebadores de la
amplificación desde 5' y desde 3' usados en la
RT-PCR fueron los siguientes:
Los cebadores de la amplificación desde 5' y
desde 3' se hibridan con la secuencia del RFCEV3. El producto de
amplificación de 296 pb de esta reacción de RT-PCR
se aisló mediante las técnicas estándares y se sometió a una segunda
ronda de PCR para añadir las secuencias adecuadas que permiten
fusionar el Flt1D2 con los dominios del Flk1D3 y fusionar el Flk1D3
y el dominio de Fc a través de un puente de GPG (véase más
adelante). Se usaron los cebadores de amplificación siguientes:
El cebador de amplificación desde 5' codifica el
extremo de 3' del dominio 2 Ig del Flt1 fusionado directamente al
comienzo (extremo 5') del dominio 3 Ig del RFCEV3, tal como se
describió más arriba. El cebador de la amplificación desde 3'
codifica el extremo de 3' del dominio 3 Ig del RFCEV3, definido por
los aminoácidos VIVHEN (que corresponden a los aminoácidos 221 a 226
de la figura 22A-21C), seguido de una secuencia
comunicante que incluye una secuencia de reconocimiento de la enzima
de restricción de SrfI y que codifica los aminoácidos GPG. La
secuencia comunicante corresponde a los aminoácidos 227 a 229 de la
figura 22A-22C.
Tras una ronda (para el dominio 2 Ig del Flt1) o
dos rondas (para el dominio 3 Ig del Flt4) de PCR para producir los
dominios Ig individuales, los productos de la PCR se reunieron en un
tubo y se sometieron a una ronda adicional de amplificación por PCR
con los cebadores de amplificación bsp/fltlD2 y RFCEV3D3/srf.as, tal
como se describió más arriba, para producir el producto de fusión.
Posteriormente, este producto de PCR se digirió con las enzimas de
restricción BspEI y SmaI y el fragmento resultante de
625 pb se subclonó en los sitios de restricción de BspEI a
SrfI del vector pMT21/Flt1\DeltaB2.Fc (descrito más arriba)
para crear el plásmido pMT21/Flt1D2.RFCEV3D3.Fc. La secuencia del
inserto de la fusión génica Flt1D2-RFCEV3D se
verificó mediante un análisis de secuencias estándar. Luego, este
plásmido se digirió con las enzimas de restricción EcoRI y
SrfI y el fragmento resultante de 693 pb se subclonó en los
sitios de restricción de EcoRI a SrfI del plásmido
pFlt1(1-3)\DeltaB2-Fc\DeltaC1(a)
para producir el plásmido designado como
pFlt1D2.RFCEVD3.Fc\DeltaC1(a). La secuencia de aminoácidos
completa deducida del ADN de la molécula quimérica
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) se presenta en la figura
22A-22C.
Las placas recubiertas de MEC (n.º de catálogo
35-4607 de Becton Dickinson) se rehidrataron con DME
templado complementado con glutamina a 2 mM, 100 U de penicilina,
100 U de estreptomicina y BCS al 10% durante, al menos, 1 hora antes
de añadir las muestras. Luego, se incubaron las placas durante 1
hora a temperatura ambiente con diferentes concentraciones de
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y de
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) que parten de 10 nM seguidas
de diluciones posteriores a la mitad en PBS más BCS al 10%. Luego,
se lavaron las placas 3 veces con una PBS más
Triton-X al 0,1% y se incubaron con anticuerpos
anti-Fc humano conjugados a la fosfatasa alcalina
(Promega, 1:4000 en PBS más BCS al 10%) durante 1 hora a temperatura
ambiente. Luego, se lavaron las placas 4 veces con una PBS y
Triton-X al 0,1% y se añadió una solución con pNPP y
tampón de fosfatasa alcalina (Sigma) para revelar el color. Las
placas se leyeron a \lambda = 405 a 570 nm. Los resultados de este
experimento se muestran en la figura 23 y demuestran que las
proteínas Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) se adhieren mucho menos a la
MEC en comparación con la proteína
Flt1(1-3)-Fc.
Un cultivo a gran escala (2 l) de células de
DH10B de E. coli que llevaban el plásmido
pFlt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) descrito arriba en el ejemplo
17a) se hizo crecer durante la noche en caldo "estupendo" (TB)
más ampicilina a 100 \mug/ml. Al día siguiente, se extrajo el ADN
plasmídico mediante el kit Endofree Megaprep de QIAgen siguiendo el
protocolo del fabricante. La concentración del ADN plasmídico
purificado se determinó mediante las técnicas estándares con el uso
del espectrofotómetro UV y del fluorímetro. El ADN plasmídico se
verificó mediante la digestión estándar de alícuotas con las enzimas
de restricción EcoRI más NotI y AseI. Todos los
fragmentos digeridos con las enzimas de restricción se
correspondieron a los tamaños predichos cuando se analizaron en un
gel de agarosa al 1%.
Se sembraron 40 placas de Petri de 15 cm con
células CHO-K1/E1A con una densidad de 4 x 10^{6}
células por placa. El medio de plaqueo fue F-12 de
Ham de Gibco complementado con suero bovino fetal (SBF) Hyclone al
10%, 100 U de penicilina/100 U de estreptomicina y glutamina a 2 mM.
Al día siguiente, cada placa de células se transfectó con 6 \mug
de ADN del plásmido pFlt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) con
Optimem de Gibco y Lipofectamine de Gibco en un volumen de 12 ml,
siguiendo el protocolo del fabricante. A las cuatro horas de añadir
la mezcla de transfección a las células, se añadieron 12 ml de
Optimem complementado con SBF al 10% a cada placa. Las placas se
incubaron a 37ºC en un incubador de CO_{2} al 5% durante la noche.
Al día siguiente, se retiró el medio de cada placa y se añadieron 25
ml del medio de expresión (CHO-S-SFM
II de Gibco complementado con glutamina a 2 mM y butirato de sodio a
1 mM). Las placas se incubaron a 37ºC durante 3 días. Tras 3 días de
incubación, se aspiró el medio de cada placa y se centrifugó a 400
rpm en un rotor de ángulo flotante para sedimentar las células. Se
decantó el sobrenadante en frascos de 1 l estériles y se llevó a
cabo la purificación de la proteína expresada tal y como se describe
más adelante.
Se construyó el plásmido de expresión
pRFCEV1R2.Fc\DeltaC1(a) mediante la inserción del ADN que
codifica los aminoácidos SDT (que corresponde a los aminoácidos 27 a
29 de la figura 24A-24C) entre los aminoácidos 26 y
27 de
Flt1D2-Flk1D3-Fc\DeltaC1(a)
de la figura 21A-21C (GG) y la eliminación del ADN
que codifica los aminoácidos CPG que corresponden a los aminoácidos
229 a 231 de la figura. La secuencia de aminoácidos SDT es natural
para el receptor Flt1 y se añadió para reducir la probabilidad de un
procesamiento heterogéneo del extremo amino. Se retiró la CPG
(secuencia de unión) para que los dominios Ig del Flt1 y del Flk1 se
fusionaran directamente uno a otro. El ADN completo y las secuencias
de aminoácidos deducidas de la molécula quimérica
Flt1D2.pRFCEV1R2.Fc\DeltaC1(a) se presentan en la figura
24A-24C.
El procedimiento para producir la proteína
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) mediante el plásmido de
expresión pFlt1D
2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) descrito más arriba en el ejemplo 1 implica un cultivo en suspensión de células de ovarios recombinantes del hámster chino (CHO K1/E1A) que expresan constitutivamente el producto proteico. Las células se hacen crecer en biorreactores y el producto proteico se aísla y se purifica mediante cromatografías de exclusión por tamaños y de afinidad. El procedimiento se proporciona con mayor detalle más adelante.
2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) descrito más arriba en el ejemplo 1 implica un cultivo en suspensión de células de ovarios recombinantes del hámster chino (CHO K1/E1A) que expresan constitutivamente el producto proteico. Las células se hacen crecer en biorreactores y el producto proteico se aísla y se purifica mediante cromatografías de exclusión por tamaños y de afinidad. El procedimiento se proporciona con mayor detalle más adelante.
Dos matraces T-225 cm^{2} en
confluencia que contenían la estirpe celular que expresa la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) se expandieron haciendo pases
de células en ocho frascos T-225 cm^{2} en el
medio GMEM más suero al 10% (GIBCO) y se incubaron a 37ºC y en
CO_{2} al 5%. Cuando los frascos se acercaron a la confluencia
(aproximadamente a los 3 ó 4 días), las células se despegaron con
tripsina. Se añadió medio nuevo para proteger las células de una
exposición posterior a la tripsina. Se centrifugaron las células y
se resuspendieron en el medio nuevo, luego se transfirieron a ocho
frascos cilíndricos de 850 cm^{2} y se incubaron a 37ºC y CO_{2}
al 5% hasta la confluencia.
Las células cultivadas en frascos cilíndricos se
digirieron con tripsina para despegarlas de la superficie y se
lavaron con el medio de cultivo de la suspensión. Las células se
transfirieron en asepsia a un biorreactor de 5 l (New Brunswick
Celligen Plus), donde las células se hicieron crecer en un cultivo
en suspensión de 3,5 l. El medio de cultivo de suspensión fue una
modificación del IS-CHO (Irvine Scientific) bajo en
glucosa y sin glutamina, al que se añadió suero bovino fetal al 5%
(Hyclone), un complemento de GS (Life Technologies) y sulfoximina de
metionina (Sigma) a 25 \muM. El pH se mantuvo a 7,2 añadiendo
dióxido de carbono por la toma de gas o añadiendo una disolución
líquida de carbonato de sodio al biorreactor. La cantidad de oxígeno
disuelto se mantuvo al 30% de saturación añadiendo oxígeno o
nitrógeno por la toma de gas y la temperatura se controló a 37ºC.
Cuando se alcanzó una densidad de 4 x 10^{6} células/ml, las
células se transfirieron a un biorreactor de 40 l que contenía el
mismo medio y los mismos valores de referencia para controlar el
biorreactor. Se redujo el valor de referencia de la temperatura a
34ºC para retardar el crecimiento celular y aumentar la tasa
relativa de la expresión de la proteína.
Las mismas metodologías descritas más arriba para
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) se usaron para producir
Flt1D2.RFC
EV3D3.Fc\DeltaC1(a).
EV3D3.Fc\DeltaC1(a).
La proteína producida se recogió en asepsia del
biorreactor al mismo tiempo que se retuvieron las células usando los
módulos de filtración de flujo tangencial Prostak de Millipore y una
bomba mecánica poco cizalladora (Fristam). Se añadió el medio puro
al biorreactor para reemplazar lo retirado durante la filtración de
recogida. Luego, se cargaron aproximadamente 40 l del filtrado
recogido en una columna de 400 ml que contenía la resina Sepharose
con proteína A (Amersham Pharmacia). Tras la carga, se lavó la
resina con un tampón que contenía fosfato sódico a 10 mM, cloruro
sódico a 500 mM y pH de 7,2 para retirar cualquier proteína
contaminante sin unir. Se eluyó la proteína
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) con un tampón de citrato a pH
3,0. La proteína eluida se neutralizó añadiendo Tris puro y se
congeló a -20ºC.
Se descongelaron varios lotes congelados de la
proteína Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) de la etapa de
proteína A anterior, se agruparon y se concentraron mediante una
membrana de filtración de flujo tangencial con valor discriminatorio
nominal para masa molecular (NMWCO) de 30 kDa de Millipore. Se
transfirió la proteína a un concentrador de células en agitación
(Millipore) y, además, se concentró a 30 mg/ml mediante una membrana
NMWCO de 30 kDa. Se cargó la proteína concentrada en una columna de
exclusión por tamaños empaquetada con la resina Superdex 200
(Amersham Pharmacia) que se equilibró con una solución salina
tamponada con fosfato más glicerol al 5%. Se usó el mismo tampón
para hacer funcionar la columna. Las fracciones correspondientes al
dímero de Flt1D2.Flk1D3.Fc
\DeltaC1(a) se agruparon, se filtraron en esterilidad a través de un filtro de 0,22 micras, se distribuyeron en alícuotas y se
congelaron.
\DeltaC1(a) se agruparon, se filtraron en esterilidad a través de un filtro de 0,22 micras, se distribuyeron en alícuotas y se
congelaron.
Las mismas metodologías que se describen más
arriba para la Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) se usaron para
recoger y purificar Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a).
Las células endoteliales de la vena umbilical
humana (las CEVUH) primarias, pases 4 a 6, se mantuvieron en ayuno
durante 2 horas en un medio DME con abundante glucosa y sin suero.
Las muestras que contenían 40 ng/ml (1 nM) del FCEV165 humano, que
es un ligando para los receptores del FCEV Flt1, Flk1 y Flt4
(RFCEV3) se prepararon y se preincubaron durante 1 hora a
temperatura ambiente con diferentes cantidades de los receptores
Flt1 modificados
Flt1(1-3)-Fc,
Flt1(1-3)-Fc (A40),
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y
Flt1D2RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) en un medio DME con abundante
glucosa y sin suero que contenía BSA al 0,1%. Las células se
sometieron a una prueba de provocación durante 5 minutos con las
muestras preparadas arriba con y sin el FCEV165 y a continuación se
lisaron todas las células usando un tampón de lisis completa. Los
lisados celulares se inmunoprecipitaron con un anticuerpo dirigido
contra el extremo carboxilo del receptor RFCEV2. Los lisados
inmunoprecipitados se cargaron en un gel SDS-PAGE
Novex del 4 al 12% y, luego, se transfirieron a una membrana de PVDF
mediante las metodologías de transferencia estándares. La detección
del RFCEV2 fosforilado se llevó a cabo mediante inmunotransferencia
con el AcM anti-fosfotirosina denominado 4G10 (UBI)
y se reveló usando los reactivos ECL (Amersham). Las figuras
25A-25C y 26A-26B muestran los
resultados de este experimento. La figura 25A-25C
revela que la detección mediante un análisis de inmunotransferencia
del RFCEV2 (Flk1) fosforilado en la tirosina mediante la
estimulación con el ligando FCEV165 muestra que los receptores de la
superficie celular se fosforilan a diferentes niveles, según qué
receptor Flt1 modificado se use durante las preincubaciones con el
FCEV. Tal como se observa en la figura 25A, a un exceso molar de 1,5
de la Flt1(1-3)-Fc, de la
Flt1(1-3)-Fc (A40) o de la
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) transitoria se produce un
bloqueo total de la estimulación del receptor por parte de estos
tres receptores Flt1 modificados en comparación con la prueba de
provocación del medio de control. En cambio, la
Flt1D2RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) transitoria no muestra un
bloqueo significativo a este exceso molar en comparación con la
prueba de provocación del control positivo con FCEV. Se observan
resultados similares en la figura 25B, en la que los receptores Flt
modificados se encuentran en un exceso molar de 3 veces en relación
al ligando FCEV165. En la figura 25C, en la que los receptores Flt1
modificados se encuentran en un exceso molar de 6 veces en relación
al ligando FCEV165, se puede observar ahora que la
Flt1D2RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) transitoria está bloqueando
parcialmente la estimulación inducida por el FCEV165 de los
receptores de la superficie
celular.
celular.
En la figura 26A-26B, la
detección por inmunotransferencia del RFCEV2 (Flk1) fosforilado en
una tirosina mediante la estimulación con el ligando FCEV165 muestra
que los receptores de la superficie celular no se fosforilan
mediante las muestras de prueba de provocación que tienen el FCEV165
preincubado con un exceso molar de 1 y 2 veces (figura 26A) o un
exceso molar de 3 y 4 veces (figura 26B) de la
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) transitoria, la
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) estable o la
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) transitoria. En
todas las concentraciones probadas del receptor Flt1 modificado hay
una unión completa del ligando FCEV165 durante la preincubación, lo
que da lugar a una estimulación indetectable de los receptores de la
superficie celular mediante el FCEV165 sin unir, en comparación con
la prueba de provocación de los medios de control.
Las células Mg87 son la población de células de
prueba que se transfectaron establemente con un plásmido de
expresión que contiene un inserto de ADN que codifica el dominio
extracelular del RFCEV2 (Flk1) fusionado al dominio cinasa
intracelular de TrkB, lo que produjo una molécula híbrida. La razón
por la que se usó el dominio cinasa intracelular del TrkB y no el
dominio cinasa intracelular del RFCEV2 (Flk1) natural es que el
dominio cinasa intracelular del RFCEV2 (Flk1) no causa una respuesta
proliferativa fuerte cuando se estimula mediante el FCEV165 en estas
células. Se sabe que las células MG87 que contienen un receptor TrkB
completo proporcionan una respuesta proliferativa fuerte cuando se
estimulan con BDNF, por lo que el dominio cinasa intracelular del
TrkB se modificó genéticamente para reemplazar el dominio cinasa
intracelular del RFCEV2 (Flk1) para aprovecharse de esta capacidad
de respuesta proliferativa.
Se sembraron 5 x 10^{3} células por pocillo en
una placa de 96 pocillos y se las dejó establecerse durante 2 horas
a 37ºC. Se titularon de 40 nM a 20 pM los siguientes receptores Flt
modificados Flt1(1-3)-Fc,
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a), más un receptor irrelevante
denominado Tie2-Fc a modo de control negativo, y se
incubaron con las células durante 1 hora a 37ºC. Luego, el FCEV165
recombinante humano en los medios definidos se añadió a todos los
pocillos a una concentración de 1,56 nM. Se incubaron las placas
durante 72 horas a 37ºC y, luego, se les añadió MTS (reactivo de
Owen, Promega) y se incubaron las placas durante 4 horas más.
Finalmente, se leyeron las placas en un espectrofotómetro a 450/570
nm. Los resultados de este experimento se muestran en la figura 27.
El receptor de control Tie2-Fc no bloquea la
proliferación celular inducida por el FCEV165 a ninguna
concentración, mientras que la Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)
bloquea el FCEV165 a 1,56 nM con una semidosis máxima de 0,8 nM. La
Flt1(1-3)-Fc y la
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) son menos eficaces a la hora
de bloquear el FCEV165 en este análisis con una semidosis máxima de
\sim2 nM. El FCEV165 solo da una lectura de 1,2 unidades de
absorbencia y el fondo es de 0,38 unidades de aborbencia.
Se determinó la estequiometría de la interacción
del Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y del
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) con el FCEV165
midiendo el nivel de la unión de saturación del FCEV a las
superficies del Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o del
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) o midiendo la
concentración del FCEV165 necesaria para prevenir completamente la
unión del Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o del
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) a la superficie del
chip de BIAcore de FCEV.
Se capturaron los receptores Flt modificados, el
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y el
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) con un anticuerpo
específico anti-Fc que se inmovilizó, primero, en un
chip de Biacore (BIACORE) mediante una reacción química de
acoplamiento de aminas. Se usó una superficie con anticuerpo en
blanco como un control negativo. Se inyectó el FCEV165 a una
concentración de 1 nM, 10 nM y 50 nM sobre las superficies del
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)
y del RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) a 10 \mul/min durante una hora. Se registró una señal de unión en directo y se logró una unión a saturación al final de cada inyección. Se calculó la estequiometría de la unión como una proporción molar del FCEV165 unido al Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o al RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) inmovilizados, usando el factor de conversión con el que 1000 RU equivalen a 1 ng/ml. Los resultados indicaron que la estequiometría de unión era de una molécula dimérica del FCEV165 por una molécula de Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o de RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a)
(figura 28).
y del RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) a 10 \mul/min durante una hora. Se registró una señal de unión en directo y se logró una unión a saturación al final de cada inyección. Se calculó la estequiometría de la unión como una proporción molar del FCEV165 unido al Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o al RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) inmovilizados, usando el factor de conversión con el que 1000 RU equivalen a 1 ng/ml. Los resultados indicaron que la estequiometría de unión era de una molécula dimérica del FCEV165 por una molécula de Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o de RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a)
(figura 28).
En una disolución, el
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o el
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) a una concentración
de 1 nM (que se estimó que sería 1000 veces mayor que la KD de la
interacción del Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o del
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) con el FCEV165) se
mezclaron con diferentes concentraciones del FCEV165. Tras una hora
de incubación, las concentraciones del
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) libre en disolución se midieron
como una señal de unión a la superficie del FCEV165 con aminas
unidas. Se usó una curva de calibración para convertir la señal de
unión de BIAcore del Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) a su
concentración molar. Los datos mostraron que la adición del FCEV165
a 1 nM en la disolución del Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)
bloqueó completamente la unión del
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) a la superficie del FCEV165.
Este resultado sugirió que la estequiometría de unión era de una
molécula del FCEV165 por una molécula del
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) (figura 29 y figura 30). Cuando
se representó la concentración del
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) en función de la concentración
de FCEB165 añadida, la pendiente de la región lineal fue de -1,06
para el Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y de -1,07 para el
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a). La magnitud de la
pendiente, muy cercana a menos uno, fue indicativa de que una
molécula del FCEV165 se unía a una molécula del
Flt1D2Flk1D3.Fc
\DeltaC1(a) o del RFCEVR1R2-Fc\DeltaC1(a).
\DeltaC1(a) o del RFCEVR1R2-Fc\DeltaC1(a).
Se mezcló el Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)
con un exceso de 3 veces del FCEV165 y se purificó el complejo
receptor-ligando con una columna de cromatografía de
exclusión por tamaños de Superose 6 de Pharmacia. Luego, el complejo
receptor-ligando se incubó en un tampón que contenía
hidrocloruro de guanidinio a 6 M para disociarlo en las proteínas
que lo componen.
El Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) se separó
del FCEV165 con una columna de cromatografía de exclusión por
tamaños de Superose 6 que se hizo funcionar en cloruro de guanidinio
a 6 M. Para determinar la estequiometría del complejo se realizaron
varias inyecciones del Flt1D2FIk1D3.Fc\DeltaC1(a) y del
FCEV165 y se representaron la altura del pico o la intensidad
integrada del pico en función de la concentración de la proteína
inyectada. La calibración se realizó en una situación idéntica a la
usada para separar los componentes del complejo
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)/FCEV. La cuantificación de la
composición del complejo Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)/FCEV se
basó en las curvas de calibración. Los resultados de este
experimento se presentan el la figura 28, que muestra que la
proporción de FCEV165 a Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) en un
complejo es de 1:1.
El FCEV165 (concentración = 3,61 mg/ml) se mezcló
con el Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) expresado,
transitoriamente en las células CHO (concentración = 0,9 mg/ml) en
una proporción molar de 3:1
(FCEV165:Flt1D2.Flk1D3.Fc
\DeltaC1(a)) y se incubó durante la noche a 4ºC.
\DeltaC1(a)) y se incubó durante la noche a 4ºC.
Para separar el complejo del exceso del FCEV165
sin unir, se cargaron 50 \mul del complejo en una Superose 12 PC
3.2/30 de Pharmacia, que se equilibró en un tampón PBS. La muestra
se eluyó con el mismo tampón a una velocidad de flujo de 40
\mul/min a temperatura ambiente. Los resultados de esta CET se
muestran en la figura 31. El pico n.º 1 representa el complejo y el
pico n.º 2 representa el FCEV165 sin unir. Las fracciones eluidas
entre 1,1 y 1,2 ml se reunieron y se les añadió hidrocloruro de
guanidinio (GuHCl) a una concentración final de 4,5 M para disociar
el complejo.
Para separar los componentes del complejo
receptor-ligando y para determinar su proporción
molar, se cargaron, tal como se describió más arriba, 50 \mul del
complejo disociado en una Superose 12 PC 3.2/30 equilibrada con
GuHCl a 6 M de y se eluyeron con la misma disolución a una velocidad
de flujo de 40 \mul/min a temperatura ambiente. Los resultados de
esta CET se muestran en la figura 32. El pico n.º 1 representa la
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y el pico n.º 2 representa el
FCEV165.
La estequiometría del complejo
receptor-ligando se determinó a partir del área del
pico o de la altura del pico de los componentes. Las concentraciones
del FCEV165 y de la Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)
correspondientes a la altura de pico o al área de pico,
respectivamente, se obtuvieron de las curvas estándares del FCEV165
y del Flt1D2Flk1D3.Fc
\DeltaC1(a). Para obtener una curva estándar, se inyectaron cuatro concentraciones diferentes (0,04 mg/ml a 0,3 mg/ml) de cualquier componente en una columna de Superose 12 PC 3.2/30 de Pharmacia en cloruro de guanidinio a 6 M y se eluyeron con la misma disolución a una velocidad de flujo de 40 \mul/min a temperatura ambiente. La curva estándar se obtuvo representando el área del pico o la altura del pico frente a la concentración de proteína. La proporción molar de FCEV165:Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) determinada a partir del área de pico de los componentes fue de 1,16. La proporción molar de FCEV165:Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) determinada a partir de la altura de pico de los componentes fue de 1,10.
\DeltaC1(a). Para obtener una curva estándar, se inyectaron cuatro concentraciones diferentes (0,04 mg/ml a 0,3 mg/ml) de cualquier componente en una columna de Superose 12 PC 3.2/30 de Pharmacia en cloruro de guanidinio a 6 M y se eluyeron con la misma disolución a una velocidad de flujo de 40 \mul/min a temperatura ambiente. La curva estándar se obtuvo representando el área del pico o la altura del pico frente a la concentración de proteína. La proporción molar de FCEV165:Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) determinada a partir del área de pico de los componentes fue de 1,16. La proporción molar de FCEV165:Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) determinada a partir de la altura de pico de los componentes fue de 1,10.
Se mezcló el FCEV165 con la proteína
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) expresada, transitoriamente, en
las células CHO en la proporción molar de 3:1
(FCEV165:Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)) y se incubó durante la
noche a 4ºC.
La columna de cromatografía de exclusión por
tamaños con un detector de dispersión de luz (DL) en línea MiniDawn
(Wyatt Technology, Santa Bárbara, California) y los detectores del
índice de refracción (IR) (Shimadzu, Kioto, Japón) se usaron para
determinar la masa molecular (MM) del complejo
receptor-ligando. Se inyectaron las muestras en una
columna Superose 12 HR 10/30 (Pharmacia) equilibrada en tampón PBS y
se eluyó con el mismo tampón a la velocidad de flujo de 0,5 ml/min a
temperatura ambiente. Tal como se muestra en la figura 33, el perfil
de la elución muestra dos picos. El pico n.º 1 representa el
complejo receptor-ligando y el pico n.º 2 representa
el FCEV165 sin unir. Se calculó la MM a partir de las señales de DL
e IR. Se utilizó el mismo procedimiento para determinar la MM de los
componentes individuales del complejo
receptor-ligando. Los resultados de estas
determinaciones son los siguientes: la MM del complejo
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)/FCEV165 en la posición de pico
es 157300 (figura 33), la MM del FCEV165 en la posición de pico es
de 4390 (figura 34) y la MM de R1R2 en el pico es de 113300 (figura
35).
Estos datos indicaron que la estequiometría del
complejo Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)/FCEV es 1:1 pues
corresponde a la suma de las masas moleculares de la
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y del FCEV165. Cabe destacar que
este método demostró concluyentemente que el complejo
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)/FCEV165 realmente se componía de
sólo una molécula de ligando FCEV165 y de sólo una molécula de la
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a).
Las estructuras de los disulfuros y los sitios de
glucosilación en Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) se
determinaron mediante el método de cartografía de péptidos. En este
método, primero se digirió la proteína con tripsina. Los fragmentos
trípticos se analizaron y se identificaron mediante HPLC acoplada a
espectrometría de masas, además de la técnica de secuenciación del
extremo amino. Se usó la reducción de la digestión tríptica para
ayudar a identificar los fragmentos que contenían puentes disulfuro.
Se trató la digestión tríptica con PNGasa F (Glyko, Novato, CA) para
ayudar a identificar los fragmentos con unos sitios de
N-glucosilación. Los resultados se resumen en la
figura 36 acompañante.
Hay un total de diez cisteínas en la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a); seis de ellas pertenecen a la
región Fc. Se ha confirmado que la Cys27 está unida mediante un
puente disulfuro a la Cys76. Se ha confirmado que la Cys121 está
unida mediante un puente disulfuro a la Cys182. Las primeras dos
cisteínas de la región Fc (Cys211 y Cys214) forman un enlace
disulfuro intermolecular con las mismas dos cisteínas de otra cadena
Fc. Sin embargo, dado que estas dos cisteínas no se pueden separar
enzimáticamente una de la otra, no se puede determinar si se produce
un puente disulfuro entre las mismas cisteínas (por ejemplo, de
Cys211 a Cys211) o entre la Cys211 y la Cys214. Se ha confirmado que
la Cys216 está unida mediante un puente disulfuro a la Cys306. Se ha
confirmado que la Cys352 está unida mediante un puente disulfuro a
la Cys410.
Hay cinco posibles sitios de
N-glucosilación en la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a). Se ha encontrado que los cinco
se glucosilan en diferentes grados. Se observó una glucosilación
completa en la Asn33 (secuencia de aminoácidos NIT), en la Asn193
(secuencia de aminoácidos NST) y en la Asn282 (secuencia de
aminoácidos NST). Además, se observó una glucosilación parcial en la
Asn65 y en la Asn120. Los sitios de la glucosilación se destacan con
subrayado en la figura 36.
A los ratones Balb/c (de 25 a 30 g) se les
inyectó por vía subcutánea 4 mg/kg de la
Flt1(1-3)-Fc (A40), de la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) expresada transitoriamente en
las células CHO, de la Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a)
expresada de forma estable en las células CHO y de la
RFEV1R2-Fc\DeltaC1(a) expresada
transitoriamente en las células CHO. Los ratones se sangraron por la
cola tras 1, 2, 4, 6, 24 horas, 2 días, 3 días y 6 días de la
inyección. Se analizaron los sueros en un ELISA diseñado para
detectar la Flt1(1-3)-Fc
(A40), la Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o la
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a). El ELISA implica
recubrir una placa de ELISA con el FCEV165, unir la
Flt1(1-3)-Fc (A40), la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o la
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) y delatar con un
anticuerpo anti-Fc unido a la peroxidasa de rábano
picante. Los resultados de estos experimentos se muestran en la
figura 37. El T_{max} de la
Flt1(1-3)-Fc (A40) fue de 6
horas mientras que el T_{max} transitoria fue de 24 horas para la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) transitoria y estable, y la
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) transitoria. La
C_{max} de la Flt1(1-3)-Fc
(A40) fue de 8 \mug/ml. La C_{max} de las dos proteínas
transitorias (la Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y la
RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a)) fue de 18 \mug/ml
y la C_{max} de la RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a)
estable fue de 30 \mug/ml.
A los ratones Balb/c (de 25 a 30 g) se les
inyectó por vía subcutánea 4 mg/kg de la
Flt1(1-3)-Fc (A40), de la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) expresada transitoriamente en
las células CHO y de la Flt1D2.RFCEV1R2.Fc\DeltaC1(a)
expresada transitoriamente en las células CHO. Los ratones se
sangraron por la cola tras 1, 2, 5, 6, 7, 8, 12, 15 y 20 días de la
inyección. Se analizaron los sueros en un ELISA diseñado para
detectar la Flt1(1-3)-Fc, la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y la
FltD2.RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a). El ELISA
implica recubrir una placa de ELISA con el FCEV165, unir la
Flt1(1-3)-Fc, la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o la
Flt1D2.RFCEV1R2-Fc\DeltaC1(a) y delatar con
un anticuerpo anti-Fc unido a la peroxidasa de
rábano picante. La
Flt1(1-3)-Fc (A40) no se pudo
detectar más en el suero después de 5 días, mientras que la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y la
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) se detectaron durante 15 días
o más. Los resultados de este experimento se muestran en la figura
38.
Para evaluar la capacidad de la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) para inhibir el crecimiento del
tumor in vivo, se usó un modelo en el que se implantan
subcutáneamente suspensiones de células tumorales en el lado derecho
de ratones macho con inmunodeficiencia combinada grave (SCID). Dos
estirpes celulares, la estirpe celular del fibrosarcoma humano
HT-1080 (n.º de acceso CCL-121 de la
ATCC) y la estirpe celular de glioma de rata C6 (n.º de acceso
CCL-107 de la ATCC), cada una de las cuales muestra
una morfología y unas características de crecimiento claramente
diferentes, se usaron en este análisis. La primera dosis de la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) (25 mg/kg o tal como se indicó
en las figuras 39 y 40) se administró el día de la implantación del
tumor. Posteriormente, los animales recibieron inyecciones por vía
subcutánea de Flt1(1-3)-Fc
(A40), Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) o excipiente bien en
días alternos (EDA) o dos veces a la semana (2X/smn) durante un
periodo de 2 semanas. A las 2 semanas, los animales se sometieron a
una perfusión fijativa, se extrajeron los tumores y las muestras se
enmascararon. Se determinó el volumen del tumor midiendo la longitud
y la anchura de los tumores subcutáneos visibles. Ambas,
Flt1(1-3)-Fc (A40) y
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a), redujeron significativamente
el crecimiento de los tumores originados con las células
HT-1080 y C6. Los resultados de estos experimentos
se muestran en la figura 39 y en la figura 40.
Se ha caracterizado bien el patrón estereotípico
de la reorganización vascular que se produce en el útero y en los
ovarios durante el transcurso del ciclo reproductivo, lo que hace
que el estudio de los mecanismos que regulan la angiogénesis, la
reorganización vascular y la regresión vascular se realice
particularmente bien en los tejidos de estos órganos. De hecho, los
estudios de hibridación in situ en los tejidos gonadales
proporcionaron la primera prueba clara de que el FCEV actúa como un
mediador de la angiogénesis fisiológica en los roedores maduros, así
como también en los humanos y en los primates no humanos (Phillips
et al, 1990; Ravindranath et al, 1992; Shweiki et al,
1993; Kamat et al, 1995). Dado que la angiogenia cíclica y la
reorganización vascular son características prominentes de ovarios y
útero normales, no es sorprendente que se haya encontrado que el
crecimiento anormal de los vasos sanguíneos y/o la disfunción
vascular caracterizan muchos procesos patológicos que afectan a
estos órganos. Además, se piensa que estas anomalías vasculares
patogénicas están causadas o perpetuadas por la expresión
desregulada de uno o más factores angiogénicos o
anti-angiogénicos, entre los que el FCEV es el más
sobresaliente.
Por ejemplo, la angiogénesis anormal es
característica de la poliquitosis ovárica, de la endometriosis y del
carcinoma endometrial y, en cada caso, el FCEV se sobreexpresa en el
tejido afectado (Kamat et al, 1995; Shifren et al,
1996; Guidi et al, 1996; Donnez et al, 1998). También
se cree que la sobreexpresión del FCEV desempeña una función
patógena en el establecimiento de la hiperpermeabilidad vascular
diseminada en el síndrome de hiperestimulación ovárica (McClure
et al, 1994; Levin et al, 1998) y en la preeclampsia
(Baker et al, 1995; Sharkey et al, 1996). Además, el
FCEV se ha señalado como el factor de permeabilidad responsable de
la producción de ascitis asociada con el carcinoma de ovarios y
otros tumores (Senger et al, 1983; Boocock et al,
1995). Los fármacos que neutralizan eficazmente las acciones
biológicas del FCEV se pueden anticipar razonablemente por tener un
beneficio terapéutico en las enfermedades mencionadas más arriba y
en las relacionadas.
La angiogénesis y la reorganización vascular
también son distintivas de la implantación de blastocitos y del
desarrollo de la placenta (Findlay, 1986). El FCEV se expresa mucho
en la caduca maternal y en los trofoblastos embrionarios, donde se
piensa que primero estimulan la expansión y la hiperpermeabilidad de
la vasculatura uterina durante el periodo de preimplantación y,
subsecuentemente, median la formación tanto de los componentes
maternos como de los embrionarios de la vasculatura de la placenta
(Shweiki et al, 1993; Cullinan-Bove y Koos,
1993; Chakraborty et al, 1995; Das et al, 1997). El
FCEV también se requiere para la angiogénesis luteínica y la
secreción de progesterona asociada necesaria para preparar el útero
para la implantación (Ferrara et al, 1998). Así, los fármacos que
inhiben las acciones biológicas del FCEV pueden resultar útiles como
fármacos anticonceptivos (previniendo la implantación) o como
fármaco abortivo en las etapas tempranas de la gestación. La última
aplicación podría encontrar un uso particular a modo de intervención
no quirúrgica para terminar los embarazos ectópicos.
Mientras que la expresión de los receptores del
FCEV se confina, mayormente, en el endotelio vascular de los tejidos
gonadales normales, los trofoblastos también expresan el Flt1 en la
placenta tanto de humanos como de animales (Clark et al,
1996; He et al, 1999), donde se ha propuesto que desempeña
una función en la invasión de los trofoblastos. Interesantemente, la
estirpe celular de coriocarcinoma BeWo expresa tanto Flt1 como KDR
(Flk1) (Charnock-Jones et al, 1994), y se ha
demostrado que el FCEV promueve la síntesis del ADN y la
fosforilación de la tirosina de la MAP cinasa en estas células.
Además, los carcinomas de ovario primarios y metastásicos no sólo
expresan unos niveles elevados del FCEV, sino que -además del
endotelio vascular- las propias células tumorales expresan KDR y/o
Flt1 (Boocock et al, 1995). Estos resultados sugieren que el
FCEV no sólo puede estar implicado, críticamente, en la generación y
en el mantenimiento de la vasculatura del tumor, sino que, al menos
en algunos tumores de origen gonadal, el FCEV puede subordinar una
función autocrina, que sustenta directamente la supervivencia y la
proliferación de las células tumorales. Así, los fármacos que
bloquean las acciones del FCEV pueden tener aplicaciones
particularmente beneficiosas en el tratamiento de los tumores de
origen gonadal.
Se inyectaron 5 IU de gonadotropina de suero de
yegua gestante (PMSG) por vía subcutánea para inducir la ovulación
en ratas hembras prepuberales. Esto da lugar a un aumento rápido de
estradiol a los 2 días, que a su vez causa una inducción del FCEV en
el útero. Se ha descrito que esta inducción da lugar a la
hiperpermeabilidad del útero y a un aumento del peso húmedo del
útero 6 horas después y, por lo tanto, potencialmente se podría
bloquear mediante los receptores Flt modificados
Flt1(1-3)-Fc (A40),
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y
Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a).
En este modelo in vivo, el peso normal del útero de las ratas es aproximadamente de 50 mg y se puede inducir hasta 300 ó 350 mg con PMSG. La desecación del órgano revela que no es más que peso del agua. La inyección por vía subcutánea de la Flt1(1-3)-Fc (A40), la Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y la Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) a 25 mg/kg a una hora tras la inyección de PMSG da lugar a una inhibición aproximada del 50% del aumento del peso húmedo del útero. Aumentar la dosis del receptor Flt modificado no reduce más el aumento del peso húmedo, lo que sugiere que existe un componente independiente del FCEV en este modelo. Los resultados de este experimento se muestran en la figura 41.
En este modelo in vivo, el peso normal del útero de las ratas es aproximadamente de 50 mg y se puede inducir hasta 300 ó 350 mg con PMSG. La desecación del órgano revela que no es más que peso del agua. La inyección por vía subcutánea de la Flt1(1-3)-Fc (A40), la Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) y la Flt1D2.RFCEV3D3.Fc\DeltaC1(a) a 25 mg/kg a una hora tras la inyección de PMSG da lugar a una inhibición aproximada del 50% del aumento del peso húmedo del útero. Aumentar la dosis del receptor Flt modificado no reduce más el aumento del peso húmedo, lo que sugiere que existe un componente independiente del FCEV en este modelo. Los resultados de este experimento se muestran en la figura 41.
Se inyectaron 5 IU de gonadotropina de suero de
yegua gestante (PMSG) por vía subcutánea para inducir la ovulación
en ratas hembras prepuberales. Esto da lugar a un cuerpo lúteo
completamente funcional que contiene una red densa de vasos
sanguíneos tras 4 días, lo que permite la secreción de la
progesterona al torrente circulatorio para preparar el útero para la
implantación. Se requiere el FCEV para inducir la angiogénesis en el
cuerpo lúteo; por lo tanto, bloquear el FCEV daría lugar a una
ausencia de nuevos vasos sanguíneos y, por lo tanto, a una ausencia
de progesterona secretada al torrente circulatorio. En este modelo
in vivo, los niveles estacionarios de progesterona están en
torno a 5 ng/ml y se pueden inducir hasta una concentración de 25 a
40 ng/ml tras la PMSG. La inyección subcutánea de la
Flt1(1-3)-Fc (A40) o de la
Flt1D2.Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) a 25 mg/kg o a 5 mg/kg una hora
después de la inyección de la PMSG da lugar a la inhibición total de
la inducción de la progesterona en el día 4. Los resultados de este
experimento se muestran en la figura 42A-42B.
La
Flt1(1-3)-Fc se pegiló con
PEG de 10 kDa o con PEG de 20 kDa y se probó su perfil
farmacocinético en los ratones balb/c. Se encontró que las dos
formas pegiladas de la
Flt1(1-3)-Fc tenían un mejor
perfil FC que la Flt1(1-3)-Fc
(A40), apareciendo el T_{max} a las 24 horas para las moléculas
pegiladas a diferencia de las 6 horas para la
Flt1(1-3)-Fc (A40).
Se incubó FCEV165 a 10 pM durante la noche a
temperatura ambiente con las variantes del receptor Flt1 modificado
en un margen de 160 pM a 0,1 pM. Las variantes del receptor Flt1
modificado que se usaron en este experimento fueron
Flt1(1-3)-Fc,
Flt1(1-3)-Fc (A40),
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a) expresada transitoriamente,
Flt1D2RFCEV3D3-Fc\DeltaC1(a) expresada
transitoriamente,
Flt1-(1-3_{NAS})-Fc, la
Flt1(1-3_{R->C})-Fc y
Tie2-Fc. La
Flt1(1-3_{NAS})-Fc es una
versión modificada de la
Flt1(1-3)-Fc, en la que la
secuencia de aminoácidos muy básica KNKRASVRRR se reemplaza por
NASVNGSR, lo que da lugar a la incorporación de dos nuevos sitios de
glucosilación y a una reducción neta de cinco cargas positivas,
ambas con el objetivo de reducir los efectos desfavorables de esta
secuencia en la FC. La
Flt1(1-3_{R->C})-Fc es
una modificación en la que un único resto de arginina (R) dentro de
la misma secuencia de aminoácidos básica se cambia por una cisteína
(C) (KNKRASVRRR- > KNKCASVRRR), para permitir la
pegilación en este resto, que entonces podría evitar que la región
básica ejerciera sus efectos desfavorables en la FC. Tras la
incubación, la disolución se transfirió a una placa que contenía un
anticuerpo de captura del FCEV165 (R&D). Luego, se determinó la
cantidad de FCEV165 libre usando un anticuerpo para revelar el
FCEV165 libre. Esto demostró que la variante del receptor Flt1
modificado con la mayor afinidad por FCEV165 (determinada como la
menor cantidad de FCEV165 libre) era
Flt1D2Flk1D3.Fc\DeltaC1(a), seguida de
Flt1(1-3)-Fc y
Flt1(1-3)-Fc (A40) y luego de
Flt1(1-3_{R->C})-Fc,
Flt1(1-3_{NAS})-Fc y la
Flt1D2RFCEV3D3-Fc\DeltaC1(a). La Tie2Fc no
presentó afinidad por FCEV165.
Claims (21)
1. Una molécula de ácido nucleico aislada, que
comprende:
a) una secuencia de nucleótidos que codifica un
componente del receptor del factor de crecimiento del endotelio
vascular (FCEV) que consiste, esencialmente, en un dominio 2
inmunoglobulinoide (Ig) de un primer receptor de FCEV y de un
dominio 3 Ig de un segundo receptor de FCEV; y
b) una secuencia de nucleótidos que codifica un
componente de multimerización, en la que el primer receptor de FCEV
es Flt1 y el segundo receptor de FCEV es Flk1 o Flt4 y el componente
del receptor de FCEV es el único componente del receptor de FCEV del
polipéptido de fusión.
2. Una molécula aislada de ácido nucleico de
acuerdo con la reivindicación 1, en la que la secuencia de
nucleótidos que codifica el dominio 2 Ig del dominio extracelular
del primer receptor de FCEV está hacia 5' de la secuencia de
nucleótidos que codifica el dominio 3 Ig del dominio extracelular
del segundo receptor de FCEV.
3. Una molécula aislada de ácido nucleico de
acuerdo con la reivindicación 1, en la que la secuencia de
nucleótidos que codifica el dominio 2 Ig del dominio extracelular
del primer receptor de FCEV está hacia 3' de la secuencia de
nucleótidos que codifica el dominio 3 Ig del dominio extracelular
del segundo receptor de FCEV.
4. Una molécula aislada de ácido nucleico según
una cualquiera de las reivindicaciones anteriores, en la que el
componente de multimerización comprende un dominio de
inmunoglobulina.
5. Una molécula aislada de ácido nucleico de
acuerdo con la reivindicación 4, en la que el dominio de
inmunoglobulina se selecciona del grupo que consiste en el dominio
Fc de la IgG y la cadena pesada de la IgG.
6. Una molécula aislada de ácido nucleico de
acuerdo con la reivindicación 1, que comprende una secuencia de
nucleótidos que se selecciona del grupo que consiste en:
a) la secuencia de nucleótidos presentada en la
figura 21A-21C;
b) la secuencia de nucleótidos presentada en la
figura 22A-22C;
c) la secuencia de nucleótidos presentada en la
figura 24A-24C; y
d) una secuencia de nucleótidos que, como
resultado de la degeneración del código genético, difiere de la
secuencia de nucleótidos de (a), (b) o (c).
7. Una molécula aislada de ácido nucleico de
acuerdo con la reivindicación 1, en la que los componentes del
polipéptido de fusión se ordenan como 1,2,3; 1,3,2; 2,1,3; 2,3,1;
3,1,2 ó 3,2,1, en la que 1 es el componente del primer receptor de
FCEV, 2 es el componente del segundo receptor de FCEV y 3 es el
componente de multimerización.
8. Un polipéptido de fusión codificado por una
molécula aislada de ácido nucleico según una cualquiera de las
reivindicaciones anteriores.
9. Un vector que comprende una molécula de ácido
nucleico según una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 7.
10. Un vector de expresión que comprende una
molécula de ácido nucleico según una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 7, en el que la molécula de ácido nucleico está
operativamente unida a una secuencia de control de expresión.
11. Un sistema de vector y hospedador para
producir un polipéptido de fusión que comprende el vector de
expresión de la reivindicación 10, en una célula hospedadora
adecuada.
12. El sistema de vector y hospedador de la
reivindicación 11, en el que la célula hospedadora adecuada es una
célula bacteriana, una célula de levaduras, una célula de insectos o
una célula de mamíferos.
13. El sistema de vector y hospedador de la
reivindicación 12, en la que la célula hospedadora adecuada es E.
coli o una célula CHO.
14. Un método para producir un polipéptido de
fusión que comprende hacer crecer las células del sistema de vector
y hospedador de una cualquiera de las reivindicaciones 11 a 13, en
las condiciones que permiten producir el polipéptido de fusión y
recuperar el polipéptido de fusión así producido.
15. Un antagonista dimérico del factor de
crecimiento del endotelio vascular (FCEV), que comprende dos
polipéptidos de fusión, y cada polipéptido de fusión comprende:
a) un componente del receptor de FCEV que
consiste esencialmente en un dominio 2 inmunoglobulinoide (Ig) de un
receptor Flt1 de FCEV y de un dominio 3 Ig de un receptor
Flk-1 o Flt-4 de FCEV; y
b) un componente de multimerización,
en el que el componente del receptor de FCEV es
el único componente del receptor de FCEV de cada proteína de
fusión.
16. Un antagonista dimérico de acuerdo con la
reivindicación 15, que se modifica por acetilación o pegilación.
17. Un polipéptido de fusión, que comprende:
a) un componente del receptor de FCEV que
consiste esencialmente en un dominio 2 inmunoglobulinoide (Ig) de un
receptor Flt1 de FCEV y de un dominio 3 Ig de un receptor
Flk-1 o Flt-4 de FCEV; y
b) un componente de multimerización,
en el que el componente del receptor de FCEV es
el único componente del receptor de FCEV del polipéptido de
fusión.
18. Un polipéptido de fusión de acuerdo con la
reivindicación 17, en el que el componente de multimerización
comprende un dominio de inmunoglobulina.
19. Un polipéptido de fusión de acuerdo con la
reivindicación 18, en el que el dominio de inmunoglobulina se
selecciona del grupo que consiste en el dominio Fc de la IgG y la
cadena pesada de la IgG.
20. Un polipéptido de fusión de acuerdo con la
reivindicación 19, que comprende la secuencia de aminoácidos
presentada en la figura 21A-21C, en la figura
22A-22C o en la figura 24A-24C.
21. Uso de un polipéptido de fusión de una
cualquiera de las reivindicaciones 17 a 20 o un antagonista dimérico
según una cualquiera de las reivindicaciones 15 ó 16 en la
fabricación de un medicamento que se usa para atenuar o prevenir el
crecimiento tumoral, para atenuar o prevenir el edema, para atenuar
o prevenir la formación de ascitis, para reducir o inhibir la
pérdida de plasma, o para bloquear el crecimiento de vasos
sanguíneos en un humano.
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