DE3316297C2 - - Google Patents

Description

Die Anmeldung betrifft die in den Ansprüchen 1 bis 6 angegebene Polypeptid mit Human-Gewebe-Plasminogen-Aktivater Eigenschaft, gemäß Anspruch 7 dessen DNA-Isolat, gemäß Anspruch 8 einen replizierbaren Expressionsvektor gemäß Anspruch 9 das Plasmid p Δ RIPA°, gemäß Anspruch 10 das Plasmid pt-PAtop 12, gemäß Anspruch 11 das Plasmid p ETPFR gemäß den Ansprüchen 12 bis 14 einen entsprechenden Mikroorganismus oder Zellkultur und gemäß Anspruch 16 die Verwendung der Polypeptide.

Die Erfindung beruht zum Teil auf der Ermittlung der DNA- Sequenz und abgeleiteten Aminosäuresequenz von Human-Plasminogen- Aktivator. Diese Ermittlung ermöglichte die Bildung von Human-Plasminogen-Aktivator unter Anwendung der rekombinanten DNA-Technik, die wiederum die Bildung von Material in ausreichender Qualität und Menge möglich machte, um Tierversuche und klinische Untersuchungen als Voraussetzung für eine Markteinführung durchzuführen, wobei keine Beschränkungen vorlagen, mit denen bisherige Isolationsverfahren unter Produktion und Extraktion vorhandener Zellkulturen notwendigerweise behaftet sind.

Druckschriftliche Veröffentlichungen und andere Materialien, die den technischen Hintergrund der Erfindung erläutern und in speziellen Fällen auch zusätzliche Einzelheiten bezüglich der praktischen Durchführung der Erfindung liefern, sind in der nachstehenden Beschreibung mit Nummern gekennzeichnet. Diese Nummern beziehen sich auf die Bibliographie am Schluß der Beschreibung.

A. Humangewebe-Plasminogen-Aktivator

Das fibrinolytische System befindet sich in einem dynamischen Gleichgewicht mit dem Koagulationssystem, wodurch ein intaktes, offenes Gefäßbett aufrechterhalten wird. Das Koagulationssystem lagert Fibrin als eine Matrix ab, die zur Wiederherstellung eines hämostatischen Zustands dient. Das fibrinolytische System entfernt das Fibrinnetzwerk, nachdem der hämostatische Zustand erreicht ist. Der fibrinolytische Prozeß wird durch das proteolytische Enzym Plasmin, das aus dem Plasmaprotein-Vorläuferprodukt Plasminogen gebildet wird, hervorgerufen. Plasminogen wird durch Aktivierung mittels eines Aktivators in Plasmin umgewandelt.

Gegenwärtig sind im Handel zwei Aktivatoren erhältlich, nämlich Streptokinase und Urokinase. Beide sind zur Behandlung von akuten Gefäßerkrankungen, wie Myokardinfarkt, Schlaganfall, Lungenembolie, tiefe Venenthrombose, peripherer Arterienverschluß und andere venöse Thrombosen, indiziert. Insgesamt stellen diese Krankheiten schwerwiegende Gesundheitsrisiken dar.

Die diesen Krankheiten zugrunde liegende ätiologische Basis besteht in einem partiellen oder - in schweren Fällen - totalen Verschluß eines Blutgefäßes durch ein Gerinnsel, d. h. Thrombus oder Thromboembolus. Bei der herkömmlichen Antikoagulationstherapie, zum Beispiel mit Heparin und Cumarin, wird nichts getan, um die Auflösung von Thrombi oder Thromboemboli direkt zu fördern. Die vorstehend erwähnten thrombolytischen Mittel Streptokinase und Urokinase werden in der Praxis eingesetzt, unterliegen aber beide starke Beschränkungen. Keines der beiden Mittel besitzt eine hohe Affinität für Fibrin, so daß sie zirkulierendes und fibringebundenes Plasminogen relativ wahllos aktivieren. Das im zirkulierenden Blut gebildete Plasmin wird relativ rasch neutralisiert und ist für die Thrombolyse verloren. Restliches Plasmin baut verschiedene Gerinnungsfaktorproteine ab, zum Beispiel Fibrinogen, Faktor V und Faktor VIII, was ein hämorrhagisches Potential verursacht. Ferner ist Streptokinase stark antigen, und Patienten mit hohen Antikörpern reagieren ungenügend auf die Behandlung und können nicht unter Dauerbehandlung bleiben. Die Urokinasetherapie ist teuer, was auf die Isolierung aus menschlichem Urin oder Gewebekulturen zurückzuführen ist, so daß sie sich in der klinischen Praxis nicht allgemein durchgesetzt hat. Urokinase ist Gegenstand zahlreicher Untersuchungen gewesen; vgl. zum Beispiel Literaturstellen 1-6.

Sogenannte Plasminogen-Aktivatoren wurden aus verschiedenen Humangeweben, zum Beispiel Uterusgewebe, Blut, Serum (vgl. allgemein Literaturstellen 7-11) und Zellkulturen isoliert (94). Zusammensetzungen davon wurden ebenfalls beschrieben (vgl. Literaturstellen 12, 13 und 14-18). Die aus diesen Quellen abgeleiteten Plasminogen-Aktivatoren wurden in zwei Hauptgruppen eingeteilt: Plasminogen-Aktivatoren vom Urokinasetyp (u-PA) und Plasminogen-Aktivatoren vom Gewebetyp (t-PA), basierend auf Unterschieden in den immunologischen Eigenschaften. (Die Abkürzungen t-PA und u-PA wurden beim XXVIII Meeting of the International Committee on Thrombosis and Hemostasis, Bergamo, Italien, 27. Juli 1982, vorgeschlagen).

Kürzlich wurde eine Humanmelanomlinie identifiziert, die t-PA sekretiert. Die Charakterisierung dieses Melanom-Plasminogen- Aktivators ergab, daß er sich sowohl immulogisch als auch im Hinblick auf die Aminosäurezusammensetzung von aus normalen Humangewebe isoliertem Plasminogen-Aktivator nicht unterscheiden läßt (Literaturstellen 19, 88).

Das Produkt wurde in relativ reiner Form isoliert und charakterisiert. Es wurde festgestellt, daß es sich um ein hochaktives, fibrinolytisches Mittel handelt (20).

Einige Untersuchungen (vgl. zum Beispiel Literaturstellen 95-98), die aus Melanomzellinien gereinigte t-PA verwendeten, ergaben für dieses Produkt im Vergleich zu Plasminogen-Aktivatoren vom Urokinasetyp eine höhere Affinität für Fibrin.

Eingehendere Untersuchungen von human-t-PA als potentielles, thrombolytisches Mittel wurden jedoch durch dessen äußerst niedrige Konzentration in Blut, Gewebeextrakten, Gefäßperfusionsprodukten und Zellkulturen behindert.

Man nahm an, daß die Anwendung der rekombinanten DNA-Technik einen sehr wirksamen Weg zur Bereitstellung der erforderlichen, großen Mengen an qualitativ hochwertigen Plasminogen- Aktivator vom Humangewebetyp (vorher als Human-Plasminogen- Aktivator bezeichnet), der im wesentlichen frei von anderem Humanprotein ist, darstellt. Diese Materialien sollten vermutlich biologisch aktiv sein, was ihre klinische Verwendung bei der Behandlung verschiedener kardiovaskulärer Zustände oder Krankheiten ermöglichen würde.

Zufriedenstellende Mengen an Human-t-PA werden von Zellkulturen gebildet, wobei jedoch weitere Verfeinerungen unter Anwendung einer sekundären, kodierenden Sequenz dazu dienen, die Produktionsmengen noch weiter zu erhöhen. Die sekundäre, kodierende Sequenz umfaßt Dihydrofolat-reduktase (DHFR), die durch einen extern gesteuerten Parameter, wie Methotrexat, beeinflußt wird, wodurch die Steuerung der Expression durch Steuerung der Methotrexat (MTX)-Konzentration ermöglicht wird.

B. Rekombinante DNA-Technik

Die rekombinante DNA-Technik hat in letzter Zeit eine erhebliche Verfeinerung erfahren. Die Molekularbiologen sind in der Lage, verschiedene DNA-Sequenzen relativ leicht zu rekombinieren und neue DNA-Einheiten zu schaffen, die zur Bildung von erheblichen Mengen an exogenen Proteinprodukten in transformierten Mikroben und Zellkulturen fähig sind. Es stehen allgemeine Mittel und Verfahren zur in vitro-Ligation von verschiedenen DNA-Fragmenten mit stumpfen oder kohäsiven Enden zur Verfügung, die zur Bildung von leistungsfähigen Expressionsvehikeln führen, mit denen spezielle Organismen transformiert werden können, so daß deren Syntheseleistung auf das gewünschte, exogene Produkt gerichtet wird. Bei einzelnen Produkten ist dieses Verfahren jedoch recht umständlich. Die Kenntnisse sind noch nicht so weit fortgeschritten, daß regelmäßig Vorhersagen über die Erfolgsaussichten gemacht werden können. Versucht man Erfolge ohne entsprechende, experimentelle Basis vorherzusagen, so läuft man Gefahr zu scheitern.

Die DNA-Rekombination der wesentlichen Elemente, d. h. ein Startpunkt der Replikation, eine oder mehrere phänotypische Selektionscharakteristiken, ein Expressionspromotor, heterologes Geninsert und restlicher Vektor, findet im allgemeinen außerhalb der Wirtszelle statt. Das erhaltene, rekombinante, replizierbare Expressionsvehikel oder Plasmid wird in die Zellen durch Transformation eingeführt und große Mengen des rekombinanten Vehikels werden durch Wachstum des Transformanten erhalten. Wird das Gen in Bezug auf die Teile, die die Transkription und Translation der einkodierten DNA- Botschaft steuern, in geeigneter Weise mit Inserts versehen, so eignet sich das erhaltene Expressionsvehikel zur tatsächlichen Bildung der Polypeptidsequenz, für die das eingesetzte Gen kodiert; ein Vorgang der als Expression bezeichnet wird. Das gebildete Produkt kann gegebenenfalls durch Lysis der Wirtszelle in mikrobiellen Systemen und Gewinnung des Produkts durch entsprechende Reinigung von anderen Proteinen erhalten werden.

In der Praxis kann die Verwendung der rekombinanten DNA- Technik zur Expression von vollkommen heterologen Polypeptiden - sogenannte direkte Expression - oder zur Expression eines heterologen Polypeptids führen, das mit einem Teil der Aminosäuresequenz eines homologen Polypeptids verschmolzen ist. In den letztgenannten Fällen wird das gewünschte, bioaktive Produkt gelegentlich innerhalb des verschmolzenen, homolog/heterologen Polypeptids biologisch inaktiv, bis es in einer extrazellulären Umgebung gespalten wird; vgl. (21) und (22).

In ähnlicher Weise ist die Technik von Zell- oder Gewebekulturen für genetische und zellphysiologische Untersuchungen gut eingeführt. Mittel und Methoden zur Erhaltung von permanenten Zellinien, die durch sukzessive Serienübertragungen von isolierten, normalen Zellen hergestellt werden, stehen zur Verfügung. Für Forschungszwecke werden derartige Zellinien auf einem festen Träger in einem flüssigen Medium gehalten oder in Suspension mit einem Gehalt an erhaltenden Nährstoffen gezüchtet. Eine Vergrößerung des Herstellungsmaßstabs zur Herstellung von großen Präparatemengen scheint nur eine Frage der mechanischen Möglichkeiten zu sein. Zur Vertiefung wird in diesem Zusammenhang auf die Literaturstellen (23) und (24) verwiesen.

Ebenso stellt die Proteinbiochemie ein wertvolles, ja notwendiges Hilfsmittel in der Biotechnologie dar. Zellen, die das gewünschte Protein bilden, bilden darüber hinaus noch Hunderte von anderen Proteinen, endogenen Produkten des Zellstoffwechsels. Diese verunreinigenden Proteine sowie andere Verbindungen können, wenn sie nicht vom gewünschten Protein abgetrennt werden, bei Verabreichung an Tiere oder Menschen im Verlauf einer therapeutischen Behandlung mit dem gewünschten Protein toxisch wirken. Hier kommen die Methoden der Proteinbiochemie zum Tragen, die die Bereitstellung von Trennungsverfahren ermöglichen, die für das spezielle, in Betracht kommende System geeignet sind und zur Bildung eines für den beabsichtigten Verwendungszweck sicheren, homogenen Produkts führen. Die Proteinbiochemie ermöglicht auch eine Identifizierung und Charakterisierung dieses Produkts und stellt sicher, daß die gebildete Zellen das Produkt ohne Veränderungen oder Mutationen gebildet haben. Dieser Zweig der Wissenschaft befaßt sich auch mit der Ausarbeitung von Bioassays, Stabilitätsuntersuchungen und anderen Verfahren, die durchgeführt werden müssen, bevor erfolgreiche, klinische Untersuchungen oder eine Markteinführung möglich sind.

Die Erfindung beruht auf dem Befund, daß die rekombinante DNA-Technik geeignet ist zur Herstellung von Humangewebe-Plasminogen- Aktivator (t-PA), vorzugsweise in direkter Form und in Mengen, die ausreichen, Tierversuche und klinische Untersuchungen, die eine Voraussetzung für eine Marktzulassung sind, zu initiieren und durchzuführen. Der gebildete Human- t-PA eignet sich für alle Formen der prophylaktischen oder therapeutischen Behandlung des Menschen bei verschiedenen kardiovaskulären Zuständen oder Krankheiten. Demzufolge stellt die Verwendung von t-PA und von geeigneten pharmazeutischen Zusammensetzungen davon bei der Behandlung vaskulärer Störungen beim Menschen einen wichtigen Gesichtspunkt der Erfindung dar.

Gegenstand der Erfindung ist ferner im wesentlichen reiner Humangewebe-Plasminogen-Aktivator. Das durch genetische Manipulation von Mikroorganismen oder Zellkulturen gebildete Produkt eröffnet die Möglichkeit, Humangewebe-Plasminogen- Aktivator effizienter als bisher herzustellen, wodurch die bisher schwer durchgeführbare, wirtschaftliche Verwertung ermöglicht wird. Ferner kann der erfindungsgemäße Humangewebe- Plasminogen-Aktivator je nach Art der Wirtszelle im Vergleich zu nativem Material in größerem oder geringerem Umfang assozierte Glycosylierung enthalten. Auf jeden Fall ist das t-PA frei von Verunreinigungen, von denen es normalerweise in nicht-rekombinanter, zellulärer Umgebung begleitet ist.

Gegenstand der Erfindung sind ferner replizierbare DNA-Expressionsvehikel, die Gensequenzen beherbergen, welche Humangewebe- Plasminogen-Aktivator in expressionsfähiger Form kodieren. Ein weiterer Gegenstand der Erfindung sind Mikroorganismenstämme oder Zellkulturen, die mit den vorstehenden Expressionsvehikeln transformiert sind, sowie Mikroben- oder Zellkulturen von derart transformierten Stämmen oder Kulturen, die zur Bildung von Humangewebe-Plasminogen-Aktivator in der Lage sind.

Fig. 1 zeigt das Ergebnis einer 10%-Natriumdodecylsulfat-Polyacrylamid-Gelelektrophorese (10% SDS, PAGE) von mit t-PA IgG fällbaren, mit ³⁵S-Methionin markierten Proteinen, sekretiert aus Melanomzellen mit und ohne Proteaseinhibitor.

Fig. 2 zeigt die Elektrophorese der immunopräzipitierten Translationsprodukte von aus Melanomzellen abgeleiteten mRNA-Fraktionen.

Fig. 3 zeigt das Hybridisierungsmuster von 96 bakteriellen, mit cDNA transformierten Kolonien unter Verwendung des Pools von ³²p-markiertem 14-mer als Tracer, hergestellt auf der Basis einer 5-Aminosäuresequenz von Human-t-PA.

Fig. 4 zeigt eine Restriktionsendonucleasekarte von Human- t-PA cDNA in voller Länge.

Fig. 5a, 5b und 5c zeigen die Nucleotidsequenz und abgeleitete Aminosäuresequenz von human t-PA cDNA in voller Länge.

Fig. 6 zeigt ein Schema des Aufbaus des Expressionsplasmids p Δ RIPA°.

Fig. 7 zeigt die Ergebnisse eines Fibrin-Plattentests zur Bestimmung der fibrinolytischen Aktivität der mit p Δ RIPA° transformierten E. cole-Zellen.

Fig. 8 ist ein HPLC-Diagramm von Peptiden eines Trypsinverdauungsprodukts von human t-PA.

Fig. 9 zeigt den Aufbau eines für die direkte Expression von reifem Human-t-PA in E. coli kodierenden Plasmids.

Fig. 10 zeigt die Ergebnisse eines Fibrin-Plattentests zur Bestimmung der fibrinolytischen Aktivität von Human-t-PA, das durch mit pt-PAtrp12 transformiertes E. coli gebildet ist.

Fig. 11 zeigt den Aufbau von DHFR (Mutante oder Wildtyp)/ t-PA, das zur Transformation in Säugetiergewebekulturzellen geeignete Plasmide kodiert.

Fig. 12 ist ein schematisches Diagramm des Humangewebe-Plasminogen- Aktivators, der gemäß der hier in E. 1 erläuterten Methode hergestellt worden ist.

A. Definitionen

Die Ausdrücke "Humangewebe-Plasminogen-Aktivator" oder "Human- t-PA" oder "t-PA" betreffen den durch Mikroorganismen- oder Zellkultursysteme gebildeten, exogenen (Gewebetyp) Plasminogen-Aktivator in bioaktiven Formen, der einen Proteaseteil umfaßt und den für Humangewebe nativen Gewebe- Plasminogen-Aktivatoren entspricht. Das erfindungsgemäß gebildete Humangewebe-Plasminogen-Aktivatorprotein wurde mittels eines bestimmten DNA-Gens und der abgeleiteten Aminosäuresequenz definiert. Es ist klar, daß natürliche alle Variationen vorkommen und von Individuum zu Individuum auftreten. Diese Variationen können sich durch eine oder mehrere unterschiedliche Aminosäuren in der Gesamtsequenz oder durch Deletionen, Substitutionen, Insertionen, Inversionen oder Additionen von einer oder mehreren Aminosäuren dieser Sequenz bemerkbar machen. Ferner hängt die Stellung und das Ausmaß der Glycosylierung von der Natur der Wirtszellenumgebung ab.

Bei der Anwendung rekombinanter DNA-Technik besteht die Möglichkeit zur Herstellung verschiedener Humangewebe-Plasminogen- Aktivatorderivate, die in verschiedener Weise durch einfache oder mehrfache Substitution, Deletion, Addition oder Ersatz von Aminosäuren modifiziert sind, beispielsweise durch gezielte Mutagenese der zugrunde liegenden DNA. Umfaßt wird auch die Herstellung von Derivaten, bei denen der wesentliche "kringle"-Bereich und der Serinprotease-Bereich, die im allgemeinen für den hier speziell beschriebenen Humangewebe- Plasminogen-Aktivator charakterisiert sind, erhalten sind, die aber ansonsten auf die vorstehend beschriebene Weise modifiziert sind. Sämtliche derartigen alle Variationen und Modifikationen, die zu Derivaten von Humangewebe-Plasminogen- Aktivator führen, fallen unter den Gegenstand der Erfindung, desgleichen auch andere verwandte, exogene (Gewebetyp) Human-Plasminogen-Aktivatoren, die physikalisch und chemisch ähnlich sind, sofern die wesentliche charakteristische Aktivität von Humangewebe-Plasminogen-Aktivator in ihrer Art unbeeinträchtigt bleibt.

Es wird Humangewebe-Plasminogen-Aktivator hergestellt, (1) der Methionin als erste Aminosäure (vorhanden auf Grund der ATG-Startsignalcodoninsertion zu Beginn des Strukturgens) oder (2) der, wenn das Methionin intra- oder extrazellulär gespalten ist, seine normalerweise erste Aminosäure aufweist oder (3) der zusammen entweder mit seinem Signalpolypeptid oder einem sich vom herkömmlichen Signalpolypeptid unterscheidenden, konjugierten Protein vorliegt, wobei das Signalpolypeptid oder das Konjugat spezifisch in einer intra- oder extrazellulären Umgebung abspaltbar sind (vgl. Literaturstelle 21), oder (4) der durch direkte Expression in reifer Form erhältlich ist, ohne daß die Notwendigkeit zur Abspaltung eines nicht dazugehörigen, überflüssigen Polypeptids besteht. Das letztgenannte Produkt ist besonders wichtig, wenn ein bestimmter Wert nicht oder nicht in ausreichendem Umfang zur Entfernung eines Signalpeptids in der Lage ist, sofern das Expressionsvehikel so aufgebaut ist, daß es den Gewebe-Plasminogen-Aktivator zusammen mit dessen Signalpeptid exprimiert. Auf jeden Fall wird der auf diese Weise gebildete Human-t-PA in seinen verschiedenen Formen gewonnen und soweit gereinigt, daß er sich zur Behandlung verschiedener vaskulärer Zustände oder Krankheiten eignet.

Ferner besitzt t-PA Formen, die sowohl das Einzelketten- (1-Kette)-Protein als auch das 2-Ketten-Protein umfassen. Das letzt genannte Produkt leitet sich proteolytisch von der 1-Ketten-Verbindung ab. Es wird angenommen, daß das 2- Ketten-Protein mit dem gebildeten Fibrin assoziiert ist und daß die proteolytische Umwandlung von 1- in das 2-Ketten- Material am Ort der Umwandlung vom Plasminogen zu Plasmin erfolgt. Erfindungsgemäß kommt die Verabreichung des 1- Ketten-Protein zur vorstehend beschriebenen in vivo-Umwandlung oder die Verabreichung des 2-Ketten-Proteins, das sich ebenfalls als aktiv erwiesen hat, in Frage. Das 2-Ketten- Protein kann durch in vitro-proteolytische Umwandlung hergestellt werden, nachdem das 1-Ketten-Material gebildet ist. Ein sogenannter "kringle"-Bereich findet sich oberhalb des Serinproteasebereichs. Es wird angenommen, daß dieser eine wichtige Funktion bei der Bindung des Gewebe-Plasminogen- Aktivators an eine Fibrinmatrix spielt. Darauf beruht die beobachtete, spezifische Aktivität des erfindungsgemäßen Gewebe-Plasminogen-Aktivators gegen fühlbare vorhandene Thromben. Der erfindungsgemäße Gewebe-Plasminogen-Aktivator wird mit einem Gehalt an dem enzymatisch aktiven Bereich gebildet, der dem nativen Material entspricht. Der Ausdruck Humangewebe-Plasminogen-Aktivator definiert Produkte, die diesen Bereich allein oder zusammen mit zusätzlichen Aminosäuresequenzen bis zur vollen Länge des Moleküls umfassen.

Zusammenfassend läßt sich für die vorliegende Erfindung Human-t-PA folgendermaßen funktionell definieren: Es ist in der Lage, die Umwandlung von Plasminogen zu Plasmin zu katalysieren, geht eine Bindung mit Fibrin ein und wird auf Grund der vorstehend dargelegten immunologischen Eigenschaften als t-PA klassifiziert.

Der Ausdruck "in im wesentlichen reiner Form" beschreibt den Zustand von erfindungsgemäß gebildetem Human-t-PA, das frei von Protein oder anderen normalerweise mit human t-PA assoziierten Materialien ist, die bei Bildung durch nichtrekombinante Zellen, d. h. in der "nativen" Umgebung, entstehen.

Der Ausdruck "DHFR-Protein" bezieht sich auf ein Protein, das die mit Dihydrofolat-reductase (DHFR) assoziierte Aktivität entfaltet und das daher von Zellen gebildet werden muß, die in einem Medium mit einem Mangel an Hypoxanthin, Glycin und Thymidin (-HGT-Medium) nicht lebensfähig sind. Im allgemeinen können Zellen mit einem Mangel an DHFR-Protein auf diesem Medium nicht wachsen, während Zellen mit einem Gehalt an DHFR-Protein dazu in der Lage sind.

Der Ausdruck "gegenüber MTX empfindliche Zellen" betrifft Zellen, die nicht in der Lage sind, auf Medien, die den DHFR- Inhibitor Methotrexat (MTX) enthalten, zu wachsen. Bei diesen "gegenüber MTX empfindlichen Zellen" handelt es sich um solche Zellen, die ohne eine genetische Veränderung oder eine anderweitige Ergänzung nicht in der Lage sind, unter Bedingungen, die für den Zelltyp in bezug auf Umgebung und Medium an sich geeignet sind, zu wachsen, wenn die MTX-Konzentration 0,2 µg/ml oder mehr beträgt. Einige Zellen, zum Beispiel Bakterien, besitzen keine MTX-Empfindlichkeit, was darauf zurückzuführen ist, daß sie MTX nicht in ihre Zellbegrenzungen gelangen lassen, selbst wenn sie DHFR enthalten, das ansonsten gegenüber diesem Arzneistoff empfindlich wäre. Im allgemeinen sind Zellen, die als DHFR-Protein Wildtyp-DHFR enthalten, gegenüber Methotrexat empfindlich, wenn sie in bezug auf MTX durchlässig oder zu dessen Aufnahme in der Lage sind.

Der Ausdruck "Wildtyp-DHFR" bezieht sich auf Dihydrofolatreductase, wie sie üblicherweise in dem speziellen in Frage kommenden Organismus gefunden wird. Wildtyp-DHFR ist im allgemeinen in vitro empfindlich gegenüber niedrigen Konzentrationen an Methotrexat.

Der Ausdruck "DHFR-Protein mit geringer Bindungsaffinität für MTX" ist funktionell definiert. Es handelt sich um ein DHFR-Protein, das bei Bildung innerhalb von Zellen das Wachstum von MTX-empfindlichen Zellen in einem Medium mit einem Gehalt an 0,2 µg/ml oder mehr MTX ermöglicht. Es ist ersichtlich, daß eine derartige funktionelle Definition von der Leichtigkeit, mit der der Organismus das "DHFR-Protein mit niedriger Bindungsaktivität für MTX" bildet sowie vom Protein selbst abhängt. Jedoch sollte im Rahmen der vorliegenden Erfindung ein derartiger Ausgleich zwischen diesen beiden Mechanismen keine Schwierigkeiten bereiten. Erfindungsgemäß wird eine Überlebensfähigkeit bei diesen MTX-Konzentrationen gewährleistet. Es ist belanglos, ob die Fähigkeit hierzu zusätzlich zur vorhandenen Natur des gebildeten DHFR durch erhöhte Expression beeinflußt sind. Ein geeignetes DHFR- Protein, das dieser Definition entspricht, ist in der US- Anmeldung 459 151 vom 19. Januar 1983 beschrieben.

Der Ausdruck "Expressionvektor" umfaßt Vektoren, die zur Expression von hier in Betracht kommenden DNA-Sequenzen in der Lage sind, wobei diese Sequenzen funktionell mit anderen Sequenzen verknüpft sind, die zur Durchführung von deren Expression in der Lage sind. Es wird stillschweigend angenommen, wenn auch nicht immer ausdrücklich erwähnt, daß diese Expressionvektoren in den Wirtsorganismen entweder als Episomen oder als integrierender Bestandteil der chromosomalen DNA replizierbar sein müssen. Ein Mangel an Replikationsfähigkeit würde sie ganz eindeutig unbrauchbar machen. Zusammengefaßt ist der Ausdruck "Expressionvektor" funktionell definiert. Jede DNA-Sequenz, die zur Expression eines bestimmten, hier in Frage kommenden DNA-Codes in der Lage ist, fällt unter diesen Ausdruck, sofern er auf die bestimmte Sequenz angewandt wird. Im allgemeinen liegen für rekombinante DNA-Techniken geeignete Expressionsvektoren häufig in Form von "Plasmiden" vor, wobei dieser Ausdruck sich auf kreisförmige, doppelsträngige DNA-Schleifen bezieht, die in ihrer Vektorform nicht an das Chromosom gebunden sind. In der vorliegenden Beschreibung werden die Ausdrück "Plasmid" und "Vektor" wechselweise verwendet, da das Plasmid die am häufigsten verwendete Vektorform ist. Jedoch umfaßt die Erfindung auch solche andere Formen von Expressionsvektoren, die äquivalente Funktionen erfüllen.

Der Ausdruck "rekombinante Wirtszellen" betrifft Zellen, die mit Vektoren, die durch rekombinante DNA-Techniken aufgebaut sind, transformiert sind. Entsprechend der hier gegebenen Definition wird t-PA in den auf Grund dieser Transformation erreichten Mengen gebildet und nicht in den geringen Mengen, die durch den untransformierten Wirt entstehen, die häufig unter der Nachweisgrenze liegen. Durch derartige Zellen gebildeter t-PA kann auch als "rekombinanter t-PA" bezeichnet werden.

B. Wirtszellkulturen und Vektoren

Die hier beschriebenen Vektoren und Methoden eignen sich zur Anwendung in Wirtszellen innerhalb eines breiten Bereichs von prokaryontischen und eukaryontischen Organismen.

Selbstverständlich werden im allgemeinen Prokaryonten zum Klonen von DNA-Sequenzen beim Aufbau der erfindungsgemäß geeigneten Vektoren bevorzugt. Beispielsweise ist E. coli K12 Stamm 294 (ATCC 31 446) besonders geeignet. Es können auch andere Mikroorganismenstämme verwendet werden, darunter die E. coli-Stämme E. coli B und E. coli X1776 (ATCC 31 537). Diese Beispiele dienen jedoch nur zur Erläuterung und stellen keine Beschränkung dar.

Prokaryonten können ebenfalls zur Expression verwendet werden. Die vorerwähnten Stämme sowie E. coli W3110 (F^-, i^-, prototroph, ATCC 27 325), Bazillen, wie Bacillus subtilis und andere Enterobacteriaceae, wie Salmonella typhimurium oder Serratia marcescens und verschiedene Pseudomonas-Spezies können verwendet werden.

Im allgemeinen werden Replikon und Kontrollsequenzen enthaltende Plasmidvektoren, die von mit der Wirtszelle verträglichen Spezies abgeleitet sind, in Verbindung mit diesen Wirten verwendet. Der Vektor trägt üblicherweise eine Replikationsstelle sowie markierende Sequenzen, die in der Lage sind, eine phänotypische Selektion in transformierten Zellen zu gewährleisten. Beispielsweise wird E. coli typischerweise unter Verwendung von pBR 322, einem von einer E. coli-Spezies abgeleiteten Plasmid (Bolivar et al., Gene 2, [1977], Seite 95) transformiert. pBR 322 enthält Gene für Ampicillin- und Tetracyclinresistenz und erlaubt somit eine leichte Identifizierung von transformierten Zellen. Das pBR 322-Plasmid oder andere mikrobielle Plasmide muß auch Promotoren enthalten, die vom mikrobiellen Organismus zur Expression seiner eigenen Proteine verwendet werden können, oder es muß so modifiziert sein, daß es diese Promotoren enthält. Diese Promotoren, die sehr häufig beim rekombinanten DNA-Aufbau verwendet werden, umfassen β-Lactamase (Penicillinase) und Lactose-Promotorsysteme (Chang et al., Nature, Bd. 275 [1975], S. 617; Itakura et al., Science, Bd. 198 [1977], S. 1056; Goeddel et al., Nature, Bd. 281 [1979], S. 544) sowie ein Tryptophan (trp)- Promotorsystem (Goeddel et al., Nucleic Acids Res., Bd. 8 [1980], S. 4057; EP-A 36 776). Neben diesen besonders gebräuchlichen Promotoren wurden auch andere mikrobielle Promotoren aufgefunden und eingesetzt. Einzelheiten bezüglich der Nukleotidsequenzen dieser Promotoren wurden veröffentlicht, was es dem Fachmann erlaubt, sie funktionell mit Plasmidvektoren zu verknüpfen (Siebenlist et al., Cell, Bd. 20 [1980], S. 269).

Neben Prokaryonten können auch eukaryontische Mikroben, wie Hefekulturen, verwendet werden. Unter den eukaryontischen Mikroorganismen wird am häufigsten Saccaromyces cerevisiae oder übliche Bäckerhefe verwendet, wenngleich auch zahlreiche andere Stämme verfügbar sind. Für die Expression in Saccharomyces wird im allgemeinen das Plasmid YRp 7 (Stinchcomb et al., Nature, Bd. 282 [1979], S. 39; Kingsman et al., Gene, Bd. 7 [1979], S. 141; Tschember el al., Gene, Bd. 10 [1980], S. 157) verwendet. Dieses Plasmid enthält bereits ds trp1-Gen, das einen Selektionsmarker für einen Mutantenstamm von Hefe, dem die Fähigkeit zum Wachstum in Tryptophan fehlt, zum Beispiel ATCC 44 076 oder PEP4-1 (Jones, Genetics, Bd. 85 [1977], S. 12) bereitstellt. Die Anwesenheit der trp1-Läsion als Charakteristikum für das Hefewirtszellengenom stellt dann eine wirksame Umgebung zum Nachweis der Transformation durch Wachstum in Abwesenheit von Tryptophan dar.

Beispiele für geeignete Promotorsequenzen in Hefevektoren sind die Promotoren für 3-Phosphoglycerat-kinase (Hitzeman et al., J. Biol. Chem., Bd. 255 [1980], S. 12 073) oder andere glycolytische Enzyme (Hess et al., J. Adv. Enzyme Reg., Bd. 7 [1968], S. 149; Holland et al., Biochemistry, Bd. 17 [1978], S. 4900), wie Enolase, Glycerinaldehyd-3-phosphat- dehydrogenase, Hexokinase, Pyruvat-decarboxylase, Phosphofructokinase, Glukose-6-phosphat-isomerase, 3-Phosphoglycerat- mutase, Pyruvat-kinase, Triosephosphat-isomerase, Phosphoglucose-isomerase und Glucokinase. Beim Aufbau von geeigneten Expressionsplasmiden werden die mit diesen Genen assozierte Terminationssequenzen ebenso in den Expressionsvektor 3′ der gewünschten, zu exprimierenden Sequenz ligiert, um für die Polyadenylierung von mRNA und Termination zu sorgen. Weitere Promotoren, die den zusätzlichen Vorteil der durch die Wachstumbedingungen kontrollierten Transkription aufweisen, sind die Promotorbereiche für Alkohol-dehydrogenase 2, Isocytochrom C, saure Phosphatase, mit dem Stickstoffwechsel assozierte, abbauende Enzyme und die vorerwähnten Glycerinaldehyd-3-phosphat-dehydrogenase sowie Enzyme, die für die Verwertung von Maltose und Lactose verantwortlich sind (Holland a.a.O.). Beliebige Plasmidvektoren mit einem Gehalt an hefeverträglichen Promotor-Replikationsstartstellen- und Terminationssequenzen sind geeignet.

Neben Mikroorganismen können auch Kulturen von Zellen, die sich von mehrzelligen Organismen ableiten, als Wirte verwendet werden. Im Prinzip sind beliebige, derartige Zellkulturen geeignet, unabhängig davon, ob sie von Wirbeltieren oder wirbellosen Tieren stammen. Das größte Interesse besteht jedoch für Wirbeltierzellen. Die Vermehrung von Wirbeltierzellen in Kulturen (Gewebekulturen) ist in den letzten Jahren zu einem routinemäßigen Verfahren geworden (Tissue Culture, Academic Press, Herausgeber Kruse und Patterson, 1973). Beispiele für derartige, geeignete Wirtszellinien sind VERO- und HeLa-Zellen, Zellinien aus den Ovarien des Chinesischen Hamsters (CHO) und W138-, BHK-, COS-7- und MDCK-Zellinien. Expressionsvektoren für derartige Zellen umfassen im allgemeinen (soweit erforderlich) eine Replikationsstartstelle, einen vor dem zu exprimierenden Gen befindlichen Promotor zusammen mit eventuell erforderlichen Ribosomenbindungsstellen, RNA-Spleisstellen, eine Polyadenylierungsstelle und transkriptionale Terminatorsequenzen.

Bei Säugetierzellen werden die Kontrollfunktionen an den Expressionsvektoren häufig durch virales Material bereitgestellt. Beispielsweise leiten sich üblicherweise Promotoren von Polyoma, Adenovirus 2 und sehr häufig von Simian Virus 40 (SV 40) ab. Die frühen und späten Promotoren des SV 40- Virus sind besonders geeignet, da sie beide leicht aus dem Virus als ein Fragment erhalten werden, das auch die SV 40- virale Replikationsstartstelle enthält (Fiers et al., Nature, Bd. 273 [1978], S. 113). Kleinere oder größere SV 40- Fragmente können ebenfalls verwendet werden, vorausgesetzt es ist die etwa 250 bp umfassende Sequenz von der Hind III- Stelle bis zur Bgl I-Stelle, die sich in der viralen Replikationsstartstelle befindet, vorhanden. Ferner ist es auch möglich und häufig erwünscht, Promotor- oder Kontrollsequenzen zu verwenden, die normalerweise mit der erwünschten Gensequenz assoziiert sind, vorausgesetzt diese Kontrollsequenzen sind mit den Wirtszellsystemen verträglich.

Eine Replikationsstartstelle kann entweder durch Aufbau des Vektors einer exogenen Startstelle, abgeleitet beispielsweise von SV 40 oder einer anderen viralen Quelle (zum Beispiel Polyoma, Adeno, VSV, BPV und dergleichen), oder durch den chromosomalen Replikationsmechanismus der Wirtszelle bereitgestellt werden. Ist der Vektor in das Wirtszellenchromosom integriert, ist dieses Chromosom häufig ausreichend.

Bei der Auswahl einer bevorzugten Wirtszelle für die Transfektion durch die erfindungsgemäßen Vektoren, die sowohl t-PA als auch DHFR-Protein kodierende DNA-Sequenzen umfassen, ist es angebracht, den Wirt entsprechend dem Typ des verwendeten DHFR-Proteins auszuwählen. Wird Wildtyp-DHFR- Protein verwendet, wählt man vorzugsweise eine Wirtszelle mit einem Mangel an DHFR, was die Verwendung der DHFR kodierenden Sequenz als Marker für die erfolgreiche Transfektion im selektiven Medium mit Mangel an Hypoxanthin, Glycin und Thymidin ermöglicht. Eine geeignete Wirtszelle in diesem Fall ist die Zellinie aus den Ovarien des Chinesischen Hamsters (CHO) mit einem Mangel an DHFR-Aktivität. Diese Zellinie läßt sich gemäß Urlaub und Chasin, Proc. Natl. Acad. Sci. (USA), Bd. 77 [1980], S. 4216) herstellen und vermehren.

Wird andererseits DHFR-Protein mit niedriger Bindungsaffinität für MTX als Kontrollsequenz verwendet, ist es nicht erforderlich, Zellen mit DHFR-Mangel zu verwenden. Da die mutante DHFR gegen Methotrexat resistent ist, können Medien mit einem Gehalt an MTX als Selektrionsmittel verwendet werden, vorausgesetzt die Wirtszellen sind selbst gegen Methotrexin empfindlich. Die meisten eukaryontischen Zellen, die zur Absorption von MTX fähig sind, scheinen gegenüber Methotrexat empfindlich zu sein. Eine geeignete derartige Zellinie ist eine CHO-Linie CHO-K1 ATCC CCL 61.

Zufriedenstellende Mengen an Human-t-PA werden von Zellkulturen gebildet, wobei jedoch weitere Verfeinerungen unter Anwendung einer sekundären, kodierenden Sequenz dazu dienen, die Produktionsmengen noch weiter zu erhöhen. Die sekundäre, kodierende Sequenz kodiert für Dihydrofolat-reduktase (DHFR), die durch einen extern gesteuerten Parameter, wie Methotrexat, beeinflußt wird, wodurch die Steuerung der Expression durch Steuerung der Methotrexat (MTX)-Konzentration ermöglicht wird.

Die nachstehenden Beispiele beschreiben die Verwendung von E. coli mit dem lac-trp- Promotorsystem und CHO-Zellen als Wirtszellen und von Expressionsvektoren, die die SV 40-Replikationsstartstelle als Promotor enthalten. Der Fachmann kann jedoch auf Grund seines Fachwissens analoge Techniken anwenden, um Expressionsvektoren zur Expression der gewünschten Proteinsequenzen in anderen prokaryontischen oder eukaryontischen Wirtszellkulturen aufzubauen.

C. Angewandte Verfahren

Werden Zellen ohne erhebliche Zellmembranbarrieren als Wirtszellen verwendet, wird die Transfektion gemäß dem Calciumphosphat- Fällungsverfahren nach Graham und Van der Eb, Virology, Bd. 52 (1973), S. 456 durchgeführt. Doch können auch andere Verfahren zur Einführung von DNA in Zellen zum Beispiel durch nukleare Injektion oder durch Protoplastenfusion angewandt werden.

Werden prokaryontische Zellen oder Zellen, die wesentliche Zellwandkonstruktionen enthalten, verwendet, so besteht die bevorzugte Transfektionsmethode in der Calciumbehandlung unter Verwendung von Calciumchlorid gemäß F. N. Cohen et al., Proc. Natl. Acad. Sci. (USA), Bd. 69 (1972), S. 2110.

Beim Aufbau von geeigneten Vektoren mit einem Gehalt an diesen Kodierungs- und Kontrollsequenzen werden übliche Ligationstechniken angewandt. Isolierte Plasmide oder DNA-Fragmente werden zur Bildung der gewünschten Form der erforderlichen Plasmide gespalten, geschnitten und religiert.

Die Spaltung wird durch Behandlung mit Restriktionsenzym (oder Enzymen) in einem geeigneten Puffer durchgeführt. Im allgemeinen werden etwa 1 µg Plasmid oder DNA-Fragmente mit etwa 1 unit Enzym in etwa 20 µl Pufferlösung verwendet. (Entsprechende Puffer und Substratmengen für bestimmte Restriktionsenzyme werden vom Hersteller angegeben). Inkubationszeiten von etwa 1 Stunde bei 37°C sind geeignet. Nach der Inkubation wird das Protein durch Extraktion mit Phenol und Chloroform entfernt. Die Nucleinsäure wird aus der wäßrigen Fraktion durch Fällung mit Äthanol gewonnen.

Sind stumpfe Enden erforderlich, wird das Präparat 15 Minuten bei 15°C mit 10 units Polymerase I (Klenow) behandelt, mit Phenol/Chloroform extrahiert und mit Äthanol gefällt.

Die Auftrennung der gespaltenen Fragmente nach der Größe wird unter Verwendung von 6 prozentigem Polyacrylamidgel gemäß D. Goeddel et al., Nucleic Acids Res., Bd. 8 (1980), S. 4057 durchgeführt.

Zur Ligation werden etwa äquimolare Mengen der gewünschten Komponenten, die am Ende in geeigneter Weise geschnitten sind, um eine korrekte Übereinstimmung zu gewährleisten, mit etwa 10 units T4 DNA-Ligase pro 0,5 µg DNA behandelt. (Wenn gespaltene Vektoren als Bestandteile verwendet werden, kann zur Verhinderung der Religation des gespaltenen Vektors eine Vorbehandlung mit bakterieller, alkalischer Phosphatase durchgeführt werden.)

Für eine Analyse zur Bestätigung der korrekten Sequenzen in den aufgebauten Plasmiden werden die Ligationsgemische zur Transformation von E. coli K12-Stamm 294 (ATCC 31 446) verwendet. Erfolgreiche Transformanten werden gegebenenfalls auf Grund von Ampicillinresistenz ausgewählt. Von den Transformanten werden Plasmide hergestellt, durch Restriktion analysiert und/oder nach dem Verfahren von Messing et al., Nucleic Acids Res., Bd. 9 (1981), S. 309 oder nach dem Verfahren von Maxam et al., Methods in Enzymology, Bd. 65 (1980), S. 499 sequenziert.

Die Amplifikation von DHFR-Protein kodierenden Sequenzen wird durchgeführt, indem man Wirtszellkulturen in Gegenwart von Methotrexat, einem kompetitiven Inhibitor der DHFR- Aktivität in Konzentrationen von etwa 20-500 000 nanomolar züchtet. Der wirksame Konzentrationsbereich hängt natürlich stark von der Art des DHFR-Gens, dem Protein und den Eigenschaften des Wirts ab. Im allgemeinen lassen sich klar definierte obere und untere Grenzen nicht feststellen. Es können auch geeignete Konzentrationen von anderen Folsäureanalogen oder anderen Verbindungen, die DHFR hemmen, verwendet werden. MTX selbst ist jedoch besonders zweckmäßig, leicht zugänglich und wirksam.

D. Allgemeine Beschreibung von bevorzugten Ausführungsformen

Humangewebe-Plasminogen-Aktivator wurde auf folgende Weise erhalten:

• 1. Humanmelanomzellen, die aktiv Gewebe-Plasminogen-Aktivator bildeten, wurden bis zur Konfluenz gezüchtet.
• 2. Zellpellets aus diesen Zellkulturen wurden in Gegenwart von Ribonuclease-Inhibitoren gezüchtet, um die gesamte, zytoplasmatische RNA zu isolieren.
• 3. Eine oligo-dT-Säule isolierte die gesamte messenger-RNA (mRNA) in polyadenylierter Form. Diese mRNA wurde der Größenfraktionierung unter Anwendung der Säure-Harnstoff- Agarosegel-Elektrophorese unterzogen.
• 4. Die Gelfraktion mit einem Gehalt an Gewebe-Plasminogen- Aktivator-spezifischer RNA wurde auf folgende Weise identifiziert: Die RNA der einzelnen Gelfraktionen wurde in einem Kaninchen-Reticulocytenlysat- in vitro-System, ergänzt mit Hundepankreas-Mikrosomen, translatiert. Die erhaltenen Translationsprodukte wurden dann mit Humangewebe- Plasminogen-Aktivator-spezifischem IgG-Antikörper immunopräzipitiert.
• 5. Die geeignete RNA (21 bis 24 S) wurde in die entsprechende einzelsträngige, komplementäre DNA (cDNA) übergeführt, aus der doppelsträngige cDNA gebildet wurde. Nach poly- dC-Schwänzen wurde es in einen Vektor eingesetzt, beispielsweise in ein Plasmid, das einen oder mehrere phänotypische Marker trug.
• 6. Die auf diese Weise hergestellten Vektoren wurden zur Transformation von Bakterienzellen unter Bildung einer geklonten cDNA-Bibliothek verwendet. Ein Pool von radioaktiv markierten, synthetischen Desoxyoligonucleotiden, die komplementär zu den Kodons für bekannte Aminosäuresequenzen in t-PA waren, zum Beispiel der Pool von 8 14-meren (komplementär zu den Sequenzen, die für die bekannte (vgl. unten) Aminosäuresequenz: Tryptophan-Glutaminsäure-Tyrosin-Cystein-Asparaginsäure (W-E-Y-C-D) kodieren) wurde hergestellt und zur Markierung der Koloniebibliothek verwendet.
• 7. Aus den positiven cDNA-Klonen wurde Plasmid-DNA isoliert und sequenziert.
• 8. Die sequenzierte DNA wurde dann in vitro zur Insertion in ein geeignetes Expressionsvehikel, das zur Transformation einer geeigneten Wirtszelle verwendet wurde, geschnitten. Die Wirtszelle wurde in einer Kultur gezüchtet, wodurch der gewünschte Humangewebe-Plasminogen-Aktivator gebildet wurde.
• 9. Der auf diese Weise gebildete Humangewebe-Plasminogen- Aktivator weist in seinem enzymatischen Serinproteaseteil etwa 251 Aminosäuren auf. Ferner besitzt er oberhalb davon eine einen "kringle" enthaltende Sequenz, von der zur Zeit angenommen wird, daß sie für die Fibrinbindung verantwortlich ist. Das reife Protein zuzüglich dessen Signalpräsequenz weist insgesamt 562 Aminosäuren auf.

Das vorstehende Verfahren selbst gewährleistet die erfolgreiche Bindung von reinem t-PA. Erfindungsgemäße Verfahren unter Anwendung einer zusätzlichen kodierenden, gegenüber Methotrexat empfindlichen Sequenz erlauben die Bildung von antigenaktivem t-PA-Protein in Wirtszellkulturen in Mengen von mehr als 0,1 pg pro Zelle pro Tag. Bei entsprechender Anwendung von amplifizierenden Bedingungen können Mengen von mehr als 20 pg erhalten werden. Mit anderen Worten, es lassen sich Genexpressionsgrade erreichen, die zur Bildung von mehr als 9×10^-6 Plough-Einheiten oder bei entsprechender Amplifikation von mehr als 18×10^-4 Plough-Einheiten an t-PA-Aktivität führen.

Gemäß dieser Ausführungsform der Erfindung bedient man sich des Arzneistoffs Methotrexat, der zwar normalerweise für zur Aufnahme dieses Wirkstoffs fähige Zellen tödlich ist, der in Gegenwart von kontrollierten Konzentrationen an MTX durch Amplifikation des Gens, das für die DHFR-kodierende Sequenz kodiert, Zellwachstum ermöglicht (R. T. Schimke et al., Science, Bd. 202 [1978], S. 1051; J. L. Biedler et al., Cancer Res., Bd. 32 [1972], S. 153; S. E. Chang et al., Cell, Bd. 7 [1976], S. 391).

Diesbezüglich ist der Befund von Bedeutung, daß die Amplifikation des Gens für DHFR die Amplifikation von assoziierten Sequenzen, die für andere Proteine kodieren, verursachen kann, Dies erscheint der Fall zu sein, wenn es sich beim assoziierten Protein um Hepatitis B-Oberflächenantigen (HBsAg) (J. Christman et al., Proc. Natl. Acad. Sci., Bd. 79 [1982], S. 1815), E. coli-Protein XGPRT (G. Ringold et al., J. Molec. and Appl. Gen., Bd. 1 [1981], S. 165) und eine endogene Sequenz aus einer DHFR/SV 40-Plasmidkombination (R. F. Kaufman et al., J. Molec. Biol., Bd. 159 [1982], S. 601) handelt.

Andere Mechanismen, durch die eine Methotrexat-Resistenz verliehen werden kann, umfassen die Verminderung der Bindungsaffinität für das DHFR-Protein, so daß es gegenüber Methotrexat weniger empfindlich wird (W. F. Flintoff et al., Somat. Cell Genet., Bd. 2 [1976], S. 245), aber in diesem Fall Amplifikation ebenfalls stattfindet.

Es scheint, daß die Gene für Wildtyp-DHFR und für DHFR, die gegenüber MTX resistenz ist, auf Grund ihrer eigenen verminderten Bindungskapazität durch die Gegenwart von MTX amplifiziert werden. Somit wird gemäß dieser Ausführungsform der Erfindung die Einwirkung der DHFR-Sequenzamplifikation auf assoziierte, proteinkodierende Sequenzen angewendet, um einen Kontrollmechanismus bereitzustellen, der verstärkte Expressionsgrade von t-PA-Sequenzen in Gegenwart von MTX oder aufgrund einer vorherigen Behandlung von transformierten Zellen mit MTX erlaubt.

E. Beispiel

Die nachstehenden Beispiele erläutern die Erfindung, stellen aber keine Beschränkung dar. In den Beispielen wurden eine E. coli-Wirtskultur und eine CHO-Zellinie, die sich für den Typ der einzuführenden DHFR-proteinkodierenden Sequenz eignet als Wirtszellkultur verwendet. Jedoch eignen sich auch andere eukaryontische und prokaryontische Zellen für das erfindungsgemäße Verfahren.

E. 1 Epression von human t-PA-Gen in E. coli E. 1. A Beschreibung der Figuren

Fig. 1 ist ein Autoradiogramm eines 10prozentigen SDS- Acrylamidgels, das das oder die immunopräzipitierte(n) [^-35S]-Methionin-markierte(n) Protein(e), darstellt, die aus Humanmelanomzellen in vivo während 3 Stunden sekretiert wurden, und zwar in Gegenwart (Reihe b) oder Abwesenheit (Reihe a) des Proteaseinhibitors Aprotinin. Nach der Immunopräzipitation mit Gewebe-Plasminogen-Aktivator-spezifischem IgI wurden drei Banden beobachtet (Reihe a), die Molekulargewichte von etwa 65 000, 63 000 bzw. 35 000 aufwiesen. In Gegenwart des Proteaseinhibitors wurde jedoch die Spezies mit einem Molekulargewicht von 35 000 nicht festgestellt. Durch die Immunopräzipitation wurden keine Produkte ausgefällt, wenn Präimmunserum verwendet wurde (Reihe c). Die Wanderungen und die Molekulargewichte von ¹⁴C-markierten Proteinstandards sind links von Reihe a wiedergegeben.

Fig. 2 zeigt die Elektrophorese der immunopräzipitierten Translationsprodukte von aus einem Säure-Harnstoff-Agarosegel isolierten RNA-Fraktionen. Eine Hauptsache wurde in den Fraktionen 7 und 8 nach Translation in Gegenwart von Hundepankreas- Mikrosomen unter anschließender Immunopräzipitation mit Gewebe-Plasminogen-Aktivator-spezifischem IgG beobachtet. Diese Bande weist ein Molekulargewicht von etwa 63 000 Dalton auf. Die Größe der in den Fraktionen 7 und 8 wandernden mRNA beträgt etwa 21 bis 24 S. Die Positionen der ribosomalen RNA-Marker, die nach Elektrophorese am RNA-Harnstoff- Gel bestimmt und durch Färben mit Ethidiumbromid sichtbar gemacht wurden, sind über den entsprechenden Gelreihen angegeben.

Fig. 3 zeigt das Hybridisierungsmuster von 96 Kolonien mit dem

96 individuelle Transformanten wurden auf einer Mikrotiterplatte gezüchtet, replikaplattiert und auf einer Nitrocellulosemembran gezüchtet. Die Kolonien wurden sodann lysiert, die bakterielle DNA fixiert und die Filter mit ³²p-14-mer (W- E-Y-C-D)-Markern hybridisiert. Die Filter wurden zur Entfernung von nicht-hybridisiertem Marker gewaschen und auf Röntgenfilm aufgelegt. Das Autoradiogramm stellt die Muster von 48 einzelnen Filtern (4600 unabhängige Kolonien) dar. Ein Beispiel für einen positiven Gewebe-Plasminogen-Aktivator- cDNA-Klon auf Filter Nummer 25 ist als E10 (Pfeil) gekennzeichnet.

Fig. 4 ist eine Restriktionsendonuclease-Karte der vollen Länge von Humangewebe-Plasminogen-Aktivator-cDNA. Die Anzahl und die Größe der durch die Spaltung mit Restriktionsendonuclease gebildeten Fragmente wurde durch Elektrophorese an 6prozentigen Acrylamidgelen bestimmt. Die Positionen der Stellen wurden durch Nucleinsäuresequenz (in Fig. 5 wiedergegeben) bestätigt. Der kodierende Bereich des größten offenen Leserasters ist durch ein Kästchen gekennzeichnet. Der schraffierte Bereich stellt die mutmaßliche Signalpeptidsequenz dar, während der punktierte Bereich die mutmaßliche Sequenz von reifem Gewebe-Plasminogen-Aktivator (527 Aminosäuren) wiedergibt. Das 5′-Ende von mRNA befindet sich auf der linken Seite und das 3′-Ende auf der rechten Seite.

Die Fig. 5A, 5B und 5C erläutern die Nucleotidsequenz und die abgeleitete Aminosäuresequenz von Humangewebe-Plasminogen- Aktivator-cDNA in voller Länge. Die der reifen Sequenz vorhergehenden 35 Aminosäuren (-35 bis -1) sind als ununterbrochene Sequenz dargestellt. Es wird angenommen, daß diese Sequenz mit 35 Aminosäuren aus einer hydrophylen "pro"- Sequenz mit etwa 12 bis 15 Aminosäuren, die dem Serin (+1) des reifen Proteins vorausgeht, und einem dieser "pro"-Sequenz vorausgehenden "herkömmlichen" hydrophoben Signal (sich erstreckend von 5′ bis -35) besteht. Dieser Typ von prä-pro-Struktur an sekretierten Proteinen wurde bereits früher beschrieben, zum Beispiel für Präproalbumin. Gemäß dieser Theorie beginnen sämtliche sekretierten Gewebe-Plasminogen- Aktivator-Moleküle mit dem Serin (+1) als Aminoende. Eine zweite Theorie besteht darin, daß die hydrophile Sequenz an der Funktion von Gewebe-Plasminogen-Aktivator auf analoge Weise beteiligt sein kann, wie sie ein bei Plasminogen, bei dem ein Peptid mit 10 000 Dalton vom aminoterminalen Bereich des nativen Plasminogen (Glu-Plasminogen, benannt nach dem aminoterminalen Ende) gespalten werden kann, beobachtet wurde, wodurch ein kleineres Molekül mit einem neuen Aminoende, bezeichnet als Lys-Plasminogen, erhalten wird. Lys-Plasminogen wird leichter zu Plasmin aktiviert und hat auch eine größere Affinität für Fibrin als Glu- Plasminogen. Es wurde gezeigt, daß Plasmin die Umwandlung von Glu- in Lys-Plasminogen katalysiert. Diese Art von Kontrollmechanismus bewirkt einen "positiven feedback"- Mechanismus. Die ersten Mengen an gebildeten Plasmin bewirken neben dem Abbau von Fibrin auch eine Bildung von Plasminogenmolekülen, die leichter aktiviert werden, und gehen auch eine festere Bindung mit ihrem Substrat als natives Plasminogen ein. Es ergibt sich ein rascher Abbau von Fibrin. Das hydrophile Peptid des Gewebeplasminogen-Aktivators könnte an einem ähnlichen Mechanismus beteiligt sein, so daß dessen Spaltung eine modifizierte Bindung des Enzyms an Fibrin ergibt. In jedem Fall wird die 35-Aminosäuresequenz als Präsequenz für das reife Protein angesehen.

Fig. 6 ist ein schematisches Diagramm des Aufbaus eines Gewebeplasminogen-Aktivators-Expressionsplasmids p Δ IPA°. Das Ausgangsplasmid pPA25E10 wurde zunächst mit PstI verdaut, um ein 376 bp-Fragment zu isolieren, das sodann gemäß den Angaben dieser Figur verdaut wurde.

Fig. 7 zeigt das Ergebnis eines Fibrinplattentests zur Bestimmung der fibrinolytischen Aktivität des über p Δ IPA° in transformierten Zellen erhaltenen Expressionsprodukts.

Fig. 8 ist ein HPLC-Diagramm von Peptiden aus einem Trypsin- Verdauungsprodukt von Gewebe-Plasminogen-Aktivator (Absorption bei 210 nm). Der Pfeil identifiziert des Peak, der dem Peptid entspricht, das zur Bezeichnung des bei der Koloniebibliothek verwendeten Nucleotid-Markers verwendet wurde. Das diesem Peak entsprechende Peptid wies folgende vollständige Sequenz auf: L-T-W-E-Y-C-D-V-P-S-C-S-T-C-G-L. Die anderen Hauptpeaks wurden in ähnlicher Weise sequenziert und führten zu einer Bestätigung der korrekten Aminosäuresequenz von Humangewebe-Plasminogen-Aktivator. Zur Bezeichnung der Aminosäuren in den Peptiden wurden folgende, einbuchstabige Symbole verwendet:

Fig. 9 zeigt den Aufbau eines für die direkte Expression von reifem Humangewebe-Plasminogen-Aktivator in E. coli kodierenden Plasmids. 50 µg Plasmid pPA17 wurden mit Sau3AI, HincII und HhaI verdaut und der Elektrophorese an 6prozentigem Polyacrylamidel unterworfen. Etwa 0,5 µg des 55 bp Sau3AI-HhaI-Fragments wurden gewonnen. In ähnlicher Weise wurden etwa 3 µg des 263 bp HhaI-NarI-Fragments aus 80 µg des Klons pPA25E10 gereinigt, indem zunächst ein 300 bp PstI-NarI-Fragment isoliert und dieses Fragment mit HhaI verdaut wurde. Sämtliche Verdauungsvorgänge wurden 1 Stunde bei 37°C durchgeführt. Die Reaktionsprodukte wurden aufgetrennt und der Elektroelution an 6prozentigem Polyacrylamidgel unterworfen. Die beiden angegebenen Desoxyoligonucloeotide 5′ dAATTCATGTCTTATCAAGT (I) und 5′ GATCACTTGATAAGACATG (II) wurden nach der Festphasen-phosphotriester-Methode (51) synthetisiert. 100 pMol des Oligonucleotids II wurden in einem 30 µl fassenden Reaktionsgemisch mit einem Gehalt an 60 mmillimolar Tris (ph-Wert 8), 10 millimolar MgCl₂, 15 millimolar β-Mercaptoäthanol und 50 µCi [^-32p] ATP (5000 CimMol^-1) phosphoryliert. 12 units T4-Polynucleotidkinase wurden zugesetzt. Die Umsetzung wurde 15 Minuten bei 37°C durchgeführt. 1 µl 10 millimolar ATP und 12 units T4- Kinase wurden sodann zugesetzt und die Umsetzung wurde weitere 30 Minuten fortgesetzt. Nach Phenol/CHCl₃-Extraktion wurden das phosphorylierte Oligomer II und das 5′-Hydroxyloligomer I mit 0,5 µg des eluierten 55 bp Sau3AI-HhaI-Fragments und 2 µg des 263 bp HhaI-NarI-Fragments vereinigt und mit Äthanol gefällt. Diese Fragmente wurden 4 Stunden bei Raumtemperatur in 60 µl 20 millimolar Tris-HCl (pH-Wert 7,5), 10 millimolar MgCl₂, 10 millimolar Dithiothreit, 0,5 millimolar ATP und 1000 units T4-DNA-Ligase verknüpft. Das Gemisch wurde 1 Stunde mit 48 units NarI, 20 units EcoRI und 40 units BglII (zur Beseitigung der Polymerisation durch Ligation von kohäsiven Sau3AI-Enden) verdaut und der Elektrophorese an 6prozentigem Gel unterworfen. Das 338 bp- Produkt (etwa 0,1 µg) wurde durch Elektroelution gewonnen. Der Rest der t-PA-kodierenden Sequenzen (Aminosäuren 111 bis 528) wurden an einem 1645 bp-Fragment durch Verdauen des Plasmids pPA25E10 mit NarI und BglII isliert. Das Plasmid pLeIFAtrp103 ist ein Derivat des Plasmids pLeIFA25 (52), bei dem die EcoRI-Stelle distal zum LeIF A-Gen entfernt worden ist (53). 3 µg pLeIFAtrp103 wurden mit 20 units EcoRI und 20 units BglII 90 Minuten bei 37°C verdaut, der Elektrophorese an 6prozentigem Polyacrylamidgel unterworfen. Das große Vektorfragment (4200 bp) wurde durch Elektroelution gewonnen. Für den endgültigen Aufbau wurden 80 ng EcoRI- BglII pLeIFAtrp103 mit 100 ng des 1645 bp-NarI-BglII-Fragments und 20 ng des 338 bp-EcoRI-NarI-Fragments 10 Stunden bei Raumtemperatur verknüpft. Dieses Verknüpfungsgemisch wurde zur Transformation von E. cole K-12 Stamm 294 verwendet. Plasmid-DNA wurde aus 38 dieser Transformanten hergestellt mit EcoRI verdaut. 10 dieser Plasmide enthielten die gewünschten 600 bp- und 472 bp-EcoRI-Fragmente. Die DNA-Sequenzanalyse bestätigte, daß eines dieser Plasmide (pt-PAtrp12) die gewünschte Nucleotidsequenz an den Verbindungen zwischen trp-Promotor, synthetische DNA und cDNA aufwies.

Fig. 10 zeigt das Ergebnis eines Fibrinplattentests zur Bestimmung der fibrinolytischen Aktivität des erfindungsgemäßen Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Expressionsprodukts. Eine über Nacht gezüchtete Kultur von E. coli W3110/pt-PAtrp12 in Luria-Brühe mit einem Gehalt an 5 µg ml^-1 Tetracyclin wurde 1 : 100 in M9-Medium mit einem Gehalt an 0,2 Prozent Glucose, 0,5 Prozent Casaminsäuren und 0,5 µg ml^-1 Tetracyclin verdünnt. Die Zellen wurden bei 37°C bis zu einem A₅₅₀-Wert von 0,2 gezüchtet. Indolacrylsäure wurde in einer Endkonzentration von 20 µg/ml zugesetzt. Die Proben wurden bei einem A₅₅₀-Wert von 0,5 bis 0,6 (∼2×10⁸ Zellen ml^-1) durch Zentrifugation gewonnen und sofort eingefroren. Die Zellpellets wurden in 6 m Guanidin-hydrochlorid in einer Konzentration von 5×10⁸ Zellen/ml suspendiert, 10 Sekunden mit Ultraschall behandelt, 30 Minuten bei 24°C inkubiert und sodann 4 Stunden gegen 25 millimolar Tris-HCl vom pH- Wert 8,0 mit einem Gehalt an 250 millimolar NaCl, 0,25 millimolar EDTA und 0,01 Prozent Tween 80 dialysiert. Nach der Dialyse wurden die Proben 2 Minuten bei 13 000 g zentrifugiert und 10 µl der Überstände wurden jeweils auf ihre Aktivität an Gewebe-Plasminogen-Aktivator analysiert. Gemäß dem Verfahren von Granelli-Piperno und Reich (87) wurde die Platte 3,5 Stunden bei 37°C inkubiert, und die Lysiszonen wurden gemessen. Ein quantitativer Befund wurde durch Vergleich mit Verdünnungen einer Lösung von gereinigtem Melanomgewebe- Plasminogen-Aktivator erhalten.

E. 1. B Quelle für Gewebe-Plasminogen-Aktivator-m-RNA

Es wurden Humanmelanomzellen (Bowes) verwendet. Die Melanomzellen wurden bis zur Bildung von konfluenten Monolayers in 100 ml Earles-Minimal-Essentiell-Medien, die mit Natriumhydrogencarbonat (0,12 Prozent Endkonzentration), 2 millimolar Glutamin und 10 Prozent wärmeinaktiviertes, fötales Kälberserum ergänzt waren, gezüchtet. Zur Bestätigung, daß die Melanomzellen in bezug auf die Bildung von Humangewebe- Plasminogen-Aktivator aktiv waren, wurden die Humanmelanomzellen bis zur Konfluenz in einer 24 Vertiefungen aufweisenden Mikrotiterplatte entweder in Gegenwart oder Abwesenheit von 0,33 mikromolar Protease-Inhibitor Aprotinin gezüchtet. Die Zellen wurden einmal mit gepufferter Kochsalzlösung gewaschen und mit 0,3 ml serumfreies, methioninfreies Medium versetzt. 75 µCi [^-35S]-Methionin wurden zugesetzt. Die Zellen wurden 3 Stunden bei 37°C markiert. Nach der dreistündigen Markierungsdauer wurden die Medien von den Zellen abgetrennt und zur Immunopräzipitation entweder mit Gewebe- Plasminogen-Aktivator-spezifischem IgG oder Präimunserum behandelt (54). Die immunopräzipitierten Produkte wurden der Elektrophorese an einem 10prozentigen SDS-Acrylamidgel unterworfen. Das Scheibengel wurde fixiert, getrocknet und der Fluorigraphie unterworfen.

E. 1. C Isolierung und Größenfraktionierung von Messenger- mRNA

Die gesamte RNA aus Melanomzellkulturen wurde im wesentlichen nach dem Verfahren von Ward et al. (55) extrahiert. Die Zellen wurden durch Zentrifugation pelletisiert und sodann in 10 millimolar NaCl, 10 millimolar Tris-HCl von pH-Wert 7,5, 1,5 millimolar MgCl₂ resuspendiert. Die Zellen wurden durch Zugabe von NP-40 (Endkonzentration 1 Prozent) lysiert. Die Kerne wurden durch Zentrifugation pelletisiert. Der die gesamte RNA enthaltende Überstand wurde durch mehrfache Phenol- und Chloroform-Extraktionen weiter gereinigt. Die wäßrige Phase wurde auf eine NaCl-Konzentration von 0,2 M gebracht. Anschließend wurde die gesamte RNA durch Zugabe von 2 Volumina Äthanol ausgefällt. Zur Reinigung von mRNA aus den Gesamt-RNA-Präparaten wurde die oligo-dT-Cellulose- chromatographie angewandt (51). Typische Ausbeuten aus 10 g gezüchteten Melanomzellen betrugen 5 bis 10 mg Gesamt-RNA und 50 bis 200 µg Poly(A)⁺-mRNA.

Die Fraktionierung von PolyA⁺-nRNA (200 µg) (56) wurde durch Elektrophorese an Harnstoff-Agarosegelen durchgeführt. Das Scheibenagarosegel (57, 58) bestand aus 1,75 Prozent Agarose, 0,025 M Natriumcitrat, pH-Wert 3,8 und 6 M Harnstoff. Die Elektrophorese wurde 7 Stunden bei 25 mA und 4°C durchgeführt. Das Gel wurde sodann mit einer Rasierklinge fraktioniert. Die einzelnen Scheiben wurden bei 70°C geschmolzen und zweimal mit Phenol und einmal mit Chloroform extrahiert. Die Fraktionen wurden sodann mit Äthanol gefällt und anschließend durch in vitro-Translation in einem Kaninchen- Reticulocytenylsat-System, Bethesda Research Lab. (59, 60), ergänzt mit Hundepankreas-Mikrosomen folgendermaßen getestet: Translationen wurden unter Verwendung von 25 µCi an [^-35S]-Methionin und 500 ng der einzelnen Gelscheiben- RNA in einem Endvolumen von 30 µl mit einem Gehalt an 25 millimolar HEPES, 48,3 millimolar KCl, 10 millimolar Kreatinphosphat, 19 Aminosäuren jeweils 50 millimolar, 1,1 millimolar Magnesiumchlorid, 16,6 millimolar EDTA, 0,16 millimolar Dithiothreit, 8,3 millimolar Hämin, 16,6 µg/ml Kreatin-kinase, 0,33 millimolar Calciumchlorid, 0,66 millimolar EGTA, 23,3 millimolar Natriumchlorid durchgeführt.

Die Inkubationen wurden 90 Minuten bei 30°C durchgeführt. Hundepankreas-Mikrosomenmembranen, die aus rohen Mikrosomen unter Verwendung von EDTA zur Entfernung der Ribosomen hergestellt waren (61), wurden gemäß (62) mit Nuclease behandelt. Sie lagen im Translationsgemisch in einer Endkonzentration von 7A₂₆₀ units/ml vor. Die Translationsprodukte oder immunopräzipitierten Translationsprodukte wurden durch Elektrophorese an 10prozentigen Polyacrylamidgelen gemäß den nachstehenden Angaben in Natriumdodecylsulfat analysiert (63). Die ungefärbten Plattengele wurden fixiert, getrocknet und der Fluorigraphie unterworfen (64).

Die erhaltenen Translationsprodukte aus den einzelnen Gelfraktionen wurden mit Kaninchen-anti-Humangewebe-Plasminogen- Aktivator-spezifischem IgG immunopräzipitiert. Eine immunopräzipitierte Polypeptidhauptbande wurde bei der Translation der RNA-Fraktionsnummern 7 und 8 (Wanderung von 21 bis 24 S) mit einem Molekulargewicht von etwa 63 000 Dalton beobachtet. Diese Bande wurde nicht beobachtet, wenn Präimmun-IgG zur Immunopräzipitation verwendet wurde, was darauf schließen ließ, daß diese Polypeptide für Gewebe- Plasminogen-Aktivator spezifisch waren.

E. 1. D Herstellung einer Koloniebibiliothek mit einem Gehalt an Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Sequenzen

5 µg gelfraktionierte mRNA (Gelscheibe 7 mRNA) wurden zur Herstellung von doppelsträngiger cDNA nach üblichen Verfahren (52, 65, 66) verwendet. Die cDNA wurde an 6prozentigem Polyacrylamidgel der Größenfraktionierung unterworfen. cDNA mit mehr als 350 bp Länge (125 ng) wurde der Elektroelution unterzogen. 30 ng cDNA wurden mit desoxy(C)-Resten unter Verwendung von terminaler Desoxynucleotidyl-transferase (67) erweitert und mit 300 ng Plasmid-pBR322 (68), das in ähnlicher Weise mit desoxy(G)-Resten an der Pst-I-Stelle geschnitten war (67), verschweißt. Das verschweißte Gemisch wurde sodann in E. coli K12 Stamm 294 (ATCC 31 446) transformiert. Es wurden etwa 4600 Transformanten erhalten.

E. 1. E Herstellung eines DNA-Markers

Gereinigter Humangewebe-Plasminogen-Aktivator wurde gemäß dem Verfahren der Literaturstellen 19 und 20 erhalten.

Das Molekül wurde zur Feststellung der Bereiche, die sich am besten zur Herstellung von synthetischen Markern eigneten, auf folgende Weise zerlegt:
Um die Proteine gegenüber einer Verdauung durch Trypsin empfindlich zu machen, wurden sie reduziert und carboxymethyliert. Eine 2-µg-Probe an Gewebe-Plasminogen-Aktivator wurde zunächst über Nacht bei Raumtemperatur gegen 0,01 Prozent Tween 80 dialysiert. Das lyophilisierte Protein wurde sodann in 12 ml 0,56 M Tris-HCl-Puffer (pH-Wert 8,6) mit einem Gehalt an 8 M Harnstoff und 5 millimolar EDTA gelöst. Die Disulfidbindungen wurden durch Zugabe von 0,1 ml β-Mercaptoäthanol reduziert. Diese Reaktion wurde 2 Stunden bei 45°C unter Stickstoff durchgeführt. Die reduzierten Disulfide wurden sodann durch Zugabe von 1,0 ml 1,4 M Jodessigsäure in 1 M NaOH zum Carboxymethylderivat alkyliert. Nach 20 Minuten bei Raumtemperatur wurde die Umsetzung durch 18- stündige Dialyse bei Raumtemperatur gegen 0,01 Prozent Tween 80 gestoppt. Sodann wurde lyophilisiert.

Das erhaltene, lyophilisierte, carboxymethylierte Protein wurde in 3 ml 0,1 M Natriumphosphatpuffer (pH-Wert 7,5) gelöst. Trypsin (TPCK) wurde in einem Verhältnis von 1 : 50 zugesetzt. Die Verdauung wurde bei 37°C durchgeführt. Nach 3, 6 bzw. 12 Stunden wurden jeweils Aliquotanteile (0,1 ml) entnommen. Eine zweite Trypsinzugabe erfolgte nach 12 Stunden. Nach 24 Stunden wurde die Umsetzung durch Einfrieren gestoppt. Sie wurde bis zur Injektion in die HPLC-Vorrichtung in gefrorenem Zustand gehalten. Der Verdauungsablauf wurde durch SDS-Gele der Aliquotanteile ermittelt. Sämtliche Gele waren leer mit Ausnahme einer schwachen Bande am 3-Stunden- Aliquotanteil. Dies zeigt, daß das 24-Stunden-Verdauungsprodukt vollständig war und keine großen Peptide enthielt.

Eine Probe (etwa 0,5 ml) wurde in eine hochauflösende Altex C-8-Ultrasphere®-5-µ-Säule mit zwei Durchläufen injiziert. Ein Acetonitrilgradient (1 bis 5 Prozent in 5 Minuten, 5 bis 35 Prozent in 100 Minuten, 35 bis 50 Prozent in 30 Minuten) wurde angewandt. In einer der beiden präparativen Durchläufe wurde das eluierte Produkt bei zwei Wellenlängen (210 und 280 nm) überprüft. Das Verhältnis der Absorptionen bei den beiden Wellenlängen wurde als Maß für den Tryptophangehalt der Peptide herangezogen.

Die Peptidpeaks, bei denen ein Tryptophangehalt am wahrscheinlichsten war, oder solche Peaks, die aus anderen Gründen als geeignet erschieden wurden, zuerst sequenziert. Dies ermöglichte die Bestimmung der Sequenz um die meisten der Tryptophanreste. Nach Sequenzieren von etwa 25 der bestgeeigneten Peptidpeaks wurden sämtliche zusammenpassenden Sequenzdaten zu einem vorläufigen Modell der Primärstruktur von Gewebe-Plasminogen-Aktivator vereinigt. Aus diese Daten und dem Modell konnten mehrere mögliche Tracer festgestellt werden.

E. 1. F Identifikation von Bakterienklonen mit einem Gehalt an Gewebe-Plasminogen-Aktivator-cDNA-Sequenzen

Die Kolonien wurden einzeln in Vertiefungen von Mikrotiterplatten mit einem Gehalt an LB (93) +5 µg/ml Tetracyclin gebracht und nach Zugabe von DMSO auf eine Konzentration von 7 Prozent bei -20°C gelagert. Zwei Kopien der Koloniebibliothek wurden auf Nitrocellulosfiltern gezüchtet. Die DNA einer jeden Kolonie wurde gemäß dem Grunstein-Hogness-Verfahren (69) am Filter fixiert.

Der ³²p-markierte

wurde gemäß den vorstehenden Ausführungen aus dem synthetischen Oligomeren (W-E-Y-C-D) 14-mer-Pool hergestellt. Filter mit einem Gehalt an 4600 Transformanten wurden 2 Stunden bei Raumtemperatur in 50 millimolar Natriumphosphat vom pH-Wert 6,8 5×SSC (80), 150 µg/ml mit Ultraschall behandeltes Lachssperma- DNA, 5×Denhardt-Lösung (85), 10 Prozent Formamid prähybridisiert und anschließend mit 50×10⁶ cpm des markierten Tracers in der gleichen Lösung hybridisiert. Nach Inkubation über Nacht bei Raumtemperatur 30 Minuten in 6× SSC, 0,1 Prozent SDS, einmal in 2×SSC gewaschen und sodann 16 Stunden auf Röntgenfilm unter Verwendung von Verstärkungsfiltern gelegt.

Plasmid-DNA wurde aus sämtlichen Kolonien nach einem Schnellverfahren (71) isoliert, wobei sich eine positive Hybridisierungsreaktion ergab. Die cDNA-Inserts aus diesen Klonen wurden sodann nach Subklonierung von Fragmenten in den M13-Vektor mp 7 (73) und nach dem chemischen Verfahren gemäß Maxam Gilber (74) sequenziert. Fig. 3 zeigt, daß Filter Nummer 25 das Hybridisierungsmuster eines positiven Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Klons aufweist. Das cDNA-Insert im Klon 25E10 erwies sich als DNA-kodierend für Gewebe- Plasminogen-Aktivator, was durch einen Vergleich von dessen Aminosäuresequenzen der Peptidsequenz (vgl. oben) von gereinigtem Gewebe-Plasminogen-Aktivator und durch dessen in E. coli gemäß den vorstehenden, näheren Angaben gebildetes Expressionsprodukt gezeigt wurde. Das DNA-Insert von Klon 25E10 (Plasmid pA25E10) war 2304 Basenpaare lang, wobei der längste, offene Ableseraster ein Protein von 508 Aminsoäuren (Molkulargewicht 56 756) kodierte und einen 772 bp-3′-nicht-translatierten Bereich enthielt. Diesem cDNA-Klon fehlten die N-terminalen, kodierenden Sequenzen.

E. 1. G Direkte Expression von Humangewebe-Plasminogen-Aktivator- Klon in E. coli

Bezugnehmend auf Fig. 6 wurden 50 µg pPA25E10 (vgl. oben) mit PstI verdaut. Das 376-bp-Fragment wurde durch Elektrophorese an 6prozentigem Polyacrylamidgel isoliert. Etwa 3 µg dieses Fragments wurden durch Elektroelution aus dem Gel isoliert, mit 30 units Dde I 1 Stunde bei 37°C verdaut, mit Phenol und Chloroform extrahiert und mit Äthanol gefällt. Die erhaltenen Dde I-kohäsiven Enden wurden durch Zusatz von 5 units DNA-Polymerase I (Klenow-Fragment) und jeweils 0,1 millimolar dATP, dCTP, dGTP, dTTP zum Reaktionsgemisch und 8stündige Inkubation bei 4°C zu stumpfen Enden erweitert. Nach Extraktion mit Phenol und Chloroform wurde die DNA 2 Stunden mit 15 units Nar I verdaut. Das Reaktionsgemisch wurde der Elektrophorese an 6prozentigem Polyacrylamidgel unterworfen. Etwa 0,5 µg des gewünschten 125-bp- stumpfendigen Nar I-Fragments wurden gewonnen. Dieses Fragment kodiert für die Aminosäuren Nummer 69 bis 110 von reifem Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Protein voller Länge.

Zur Isolation des 1645-bp-Nar I - Bgl II-Fragments wurden 30 µg pPa25E10 mit 30 units Nar I und 35 units Bgl II 2 Stunden bei 37°C verdaut. Das Reaktionsgemisch wurde der Elektrophorese an 6prozentigem Polyacrylamidgel unterworfen. Etwa 6 µg des gewünschten 1645 bp-Nar I - Bg II-Fragments wurden gewonnen.

Das Plasmid p Δ RlSRC ist ein Derivat des Plasmids pSRCex16 (79), bei dem die Eco RI-Stellen proximal zum trp- Promotor und distal zum SRC-Gen durch Reparatur mit DNA- Polymerase I (28) entfernt waren. Das selbst-komplementäre Oligodesoxynucleotid AATTATGAATTCAT (hergestellt nach dem Phosphortriester-Verfahren (75) wurde in die verbleibende Eco RI-Stelle unmittelbar neben der Xba I-Stelle eingesetzt. 20 µg p Δ RISRC wurden vollständig mit Eco RI verdaut, mit Phenol und Chloroform extrahiert und mit Äthanol gefällt. Das Plasmid wurde sodann mit 100 units Nuclease SI 30 Minuten bei 16°C in 25 millimolar Natriumacetat (pH- Wert 4,6) mit einem Gehalt an 1 millimolar ZnCl₂ und 0,3 M NaCl verdaut, um ein stumpfes Ende mit der Sequenz AT zu schaffen. Nach Extraktion mit Phenol und Chloroform und nach Äthanolfällung wurde die DNA mit Bam HI verdaut, der Elektrophorese an 6prozentigem Polyacrylamidgel unterworfen, und das große Vektorfragment (4300 bp) wurde durch Elektroelution gewonnen.

Das Expressionsplasmid wurde durch 7stündige Ligation bei Raumtemperatur von 0,2 µg Vektor, 0,06 µg des 125-bp-stumpfendigen Nar I-Fragments und 0,6 µg des 1645-bp-Nar I- Bgl II-Fragments mit 10 units T₄-DNA-Ligase aufgebaut. Dieses wurde zur Transformation von E. coli Stamm 294 (ATCC 31 446) zur Verleihung von Ampicillinresistenz verwendet. Plasmid-DNA wurde aus 26 der Kolonien hergestellt und mit Xba I und Eco RI verdaut. 12 dieser Plasmide enthielten die gewünschten 415-bp-Xba I-Eco RI- und 472-bp-Eco RI-Fragmente. Die Analyse der DNA-Sequenz ergab, daß einige dieser Plasmide ein ATG-Initiationscodon aufwiesen, das korrekt am Start der Aminosäure Nummer 63 (Serin) plaziert war. Eines dieser Plasmide, p-RIPA°, wurde untersucht. Es ergab den gewünschten Gewebe-Plasminogen-Aktivator (Fig. 7).

E. 1. H Gewebe-Plasminogen-Aktivator-cDNA von voller Länge a) Herstellung einer Koloniebibliothek mit einem Gehalt an N-terminalen Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Sequenzen

0,4 µg des synthetischen Oligonucleotids 5′-TTCTGAGCACAGGGCG-3′ wurden zum "Primen" von 7,5 µg Gelfraktion Nummer 8 mRNA (vgl. oben) verwendet, um nach üblichen Verfahren (65, 66) doppelsträngige cDNA herzustellen. Die cDNA wurde der Größenfraktionierung an 6prozentigem Polyacrylamidgel unterworfen. Eine Fraktion von mehr als 300 bp (36 ng) wurde der Elektroelution unterworfen. 5 ng cDNA wurden mit desoxy(C)- Resten unter Verwendung von terminaler Desoxycytidyltransferase (67) erweitert und mit 50 ng des Plasmids pBR322 (68), das in ähnlicher Weise mit desoxy(G)-Resten an der Pst I-Stelle geschnitten war (67), verschweißt. Das verschweißte Gemisch wurde sodann in E. coli K12 Stamm 294 transformiert. Es wurden etwa 1500 Transformanten erhalten.

b) Southern-Hybrisierung von Humangenom-DNA

Da die cDNA-Primer-Reaktion unter Verwendung eines synthetischen Fragments, das 13 bp vom N-Ende des Klons pPA25E10 hybridisierte, durchgeführt worden war, stand in diesem 29-bp-Bereich (der die 16-mer Sequenz umfaßt) kein geeignetes Restriktionsfragment zum Screening der cDNA-Klone zur Verfügung. Daher war es erforderlich, ein Humangewebe-Plasminogen-Aktivator-Genom-Klon zu isolieren, um alle Primer-erweiterten cDNA-Klone mit einem Gehalt an N-terminalen Gewebe-Plasminogen-Aktivator- kodierenden Sequenzen zu identifizieren.

Bei der ersten Stufe dieses Verfahrens wurde festgestellt, daß in Humangenom-DNA nur ein einziges, homologes Gewebe- Plasminogen-Aktivator-Gen vorhanden ist. Um dies festzustellen, wurde eine Southern-Hybridisierung durchgeführt. Bei diesem Verfahren (77) wurden 5 µg hochmolekulare Humanlymphocyten-DNA (hergestellt gemäß 80) vollständig mit verschiedenen Restriktionsendonucleasen verdaut, der Elektrophorese an 1,0prozentigen Agarosegelen unterworfen (81) und auf ein Nitrocellulosefilter geblottet (77). Ein ³²p-markierter DNA-Tracer wurde aus dem 5′-Ende des cDNA-Iserts des cDNA-Klons pPA25E10 (ein 230-bp-Hpa II-RSA I-Fragment) hergestellt (76) und mit dem Nitrocellulosefilter hybridisiert (82). 35×10⁶ cpm des Tracers wurden 40 Stunden hybridisiert und sodann gemäß (82) gewaschen. Zwei Endonuclease- Verdauungsmuster zeigen nur ein einziges, hybridisierendes DNA-Fragment: Bgl II (5,7 Kbp) und Pvu II (4,2 Kbp) Zwei hybridisierende DNA-Fragmente wurde mit Hinc II (5,1 Kpb und 4,3 Kbp) beobachtet. Zusammen lassen diese Daten den Schluß zu, daß im Humangenom nur ein einziges Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Gen vorhanden ist und daß dieses Gen mindestens eine Zwischensequenz (intervening sequence) enthält.

c) Screening der Human-λ-Phagenbibliothek auf Plasminogen- Aktivator-Gene

Die zur Identifizierung der λ-Phagenrekombinanten, die die Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Gene tragen, angewandte Strategie bestand im Nachweis der Nucleotidhomologie mit einem aus dem Gewebe- Plasminogen-Aktivator-cDNA von pPA25E10 hergestellten, radioaktiven Tracers. 1 Million rekombinante λ-Phagen wurden in einer Dichte von 10 000 pfu/15 cm Platte auf DP 50 Sup F ausgestrichen. Nitrocellulosefilter-Replikaplattierungen wurden von jeder Platte gemäß dem Verfahren von Benton und Davis (78) hergestellt. Eine ³²p-markierte DNA-Probe wurde nach üblichen Verfahren (83) aus einem 230-bp-Hpa II - Rsa I-Fragment, das sich in einer Entfernung von 34 bp vom 5′-Ende des Plasmids pPA25E10 befand, hergestellt. Jeder Nitrocellulosefilter wurde bei 42°C zwei Stunden in 50 millimolar Natriumphosphat (pH-Wert 6,5), 5×SSC (77), 0,05 mg/ml mit Ultraschall behandelter Lachssperma-DNA, 5× Denhardt- Lösung (84), 50 Prozent Formamid prähybridisiert und sodann mit 50°×10⁶ cpm der markierten Probe in der gleichen Lösung mit einem Gehalt an 10 Prozent Natriumdextransulfat hybridisiert (85). Nach Inkubation über Nacht bei 42°C wurden die Filter viermal bei 50°C 30 Minuten in 0,2×SSC, 0,1 Prozent SDS, einmal bei Raumtemperatur in 2×SSC gewaschen und sodann über Nacht auf Röntgenfilme unter Verwendung von Verstärkungsfiltern aufgelegt. Insgesamt wurden 19 mit dem Tracer hybridisierte Klone erhalten. Phagen-DNA wurde gemäß den vorstehenden Angaben (86) aus 6 Rekombinanten hergestellt. Der λ-Klon C wurde zur Herstellung eines Pvu II-Fragments zum Kolonienscreening verwendet. 30 µg DNA wurden 1 Stunde bei 37°C mit Pvu II verdaut und der Elektrophorese an 1,0prozentigem Agarosegel unterworfen. Ein 4,2-Kbp-Fragment, in dem vorher der Gehalt an Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Sequenzen nachgewiesen worden war, wurde der Elektroelution unterworfen und gereinigt. Ein ³²p-markierter Tracer wurde nach üblichen Verfahren (83) für Kolonienhybridisierungen gemäß den vorstehenden Angaben hergestellt.

d) Screening der Koloniebibliothek für 5′-Gewebe-Plasminogen- Aktivator-Sequenzen

Die Kolonien wurden von Platten übertragen und auf Nitrocellulosefiltern gezüchtet. Die DNA der einzelnen Kolonien wurden am Filter gemäß dem Verfahren von Grunstein- Hogness (69) fixiert. Ein 32p-markierter Tracer wurde durch Kalbsthymus-Primen (83) eines 4,2 kbp-Pvu II-Fragments aus einem isolierten Gewebe-Plasminogen-Aktivator- λ-Genomklon hergestellt. Filter mit einem Gehalt an 1500 Transformanten wurden mit 112×10⁶ cpm des ³²p- Genom-Pvu II-Fragments hybridisiert.

Die Hybridisierung wurde 16 Stunden unter den Bedingungen gemäß Fritsch et al. (82) durchgeführt. Die Filter wurden gründlich gewaschen und sodann 16 bis 48 Stunden auf Röntgenfilme unter Verwendung von Verstärkungsfiltern aufgelegt. 18 Kolonien hybridisierten klar mit der Genomprobe. Plasmid-DNA wurde aus jeder dieser Kolonien isoliert, an Nitrocellulosefilter gebunden und mit den für die ursprüngliche Primer-Reaktion verwendeten 32p-markierten, synthetischen Oligonucleotid (16-mer) hybridisiert. Von den 18 Klonen hybridisierten 7 mit dem der Kinasebehandlung unterworfenen 16-mer. Bei der Sequenzanalyse nach Subklonierung der Fragmente in den m13-Vektor mp⁷ (73) ergab sich für einen Klon (pPA17), daß er den korrekten 5′-N-terminalen Bereich von Gewebe-Plasminogen-Aktivator, eine Signalleitsequenz (signal leader sequence) und einen 84-bp-5′-nicht-translatierten Bereich enthielt. Aus den beiden Klonen pPA25E10 und pPA17 wurde die vollständige Nucleotidsequenz gemäß Fig. 5 und das Restriktionsmuster (Fig. 4) von Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Klon von voller Länge bestimmt.

Beim nativen Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Molekül besteht die Möglichkeit zur Stabilisierung durch 17 Disulfidbrücken, basierend auf der Homologie mit anderen Serinproteasen. Es gibt vier potentielle N-Glykosylierungsstellen, drei in den "kringle"-Bereichen bei Asn₁₁₇, Asn₁₈₄, Asn₂₁₈ und eine potentielle Stelle im gleichen Kettenbereich bei Asn₄₄₈. Variationen in der Struktur der Oligosaccharid-Liganden können für die unterschiedlichen molekularen Formen (mit Molgewichten von 65 000 bzw. 63 000) verantwortlich sein.

E. 1. I Direkte Expression von Gewebe-Plasminogen-Aktivator- cDNA-Klon voller Länge in E. coli

Eine Rekonstruktion der gesamten kodierenden Sequenz war unter Verwendung der gemeinsamen Hha I-Restriktionsendonuclease- Stelle, die beide partiellen Klone pPA17 und pPA25E10 gemeinsam besitzten, möglich. Ein 55-bp-Sau3AI- Hha-I-Restriktionsfragment, das den Aminosäuren 5-23 entsprach, wurde aus dem Plasmid pPA17 isoliert. Die Sau3AI- Restriktionsstelle befand sich am Kodon 4 der angenommenen reifen, kodierenden Sequenz und wurde zur Entfernung des das Signalpeptid kodierenden Bereichs verwendet. Ein 263-bp- HhaI - NarI-Fragment (kodierend für die Aminosäuren 24-110) wurde ebenfalls aus dem Plasmid pPA25E10 isoliert. Zwei synthetische Desoxyoligonucleotide wurden hergestellt, die die Kodons für die Aminosäuren 1-4 wiederherstellen, ein ATG- translationales Initiationskodon einverleihen und ein Eco RI-kohäsives Ende schaffen. Diese drei Fragmente wurden sodann unter Bildung eines für die Aminosäuren 1-110 kodierenden 338-bp-Fragmente miteinander verknüpft. Dieses Fragment und ein 1645-bp-Nar I - Bgl II-Fragment aus pPA25E10 wurden sodann zwischen den Eco RI- und Bgl II-Stellen des Plasmids pLeIFAtrp 103 (53) unter Bildung des Expressionsplasmids pt-PAtrp12 verknüpft. Das geklonte t-PA-Gen wurde unter der Kontrolle eines 300-bp-Fragments von E. coli-trp-Operon, das den trp-Promotor, Operator und die Shine-Dalgarno-Sequenz des trp-Leitpeptids enthält, aber das Leitpeptid ATG-Initiationskodon nicht enthält, transkribiert (52).

E. coli K12 Stamm W3110 (ATCC 27 325) mit einem Gehalt am Plasmid pt-PAtrp12 wurde gezüchtet. Extrakte wurden zur Bestimmung der fibrinolytischen Aktivität hergestellt. Eine Methode zur Messung der Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Aktivität war der Fibrinplattentest (87). Dabei wird die Menge an gebildetem Plasmin gemessen, indem man das Ausmaß der Plasminverdauung von Fibrin in einer Agaroseplatte mit einem Gehalt an Plasminogen und Fibrin bestimmt. Plasmin ruft eine klare Lysiszone in der Fibrinplatte hervor. Aus der Fläche dieser Zone kann die Menge an in der Probe vorhandenem Gewebe- Plasminogen-Aktivator ermittelt werden. Werden Extrakte von pt-PAtrp12-Klonen auf die Gewebe-Plasminogen-Aktivator- Aktivität unter Anwendung des Fibrinplattentests getestet, so ergibt sich eine klare Lösung. Diese fibrinolytische Aktivität wird durch anti t-PA-IgG, aber nicht durch Präimmun-IgG oder anti-Urokinase-IgG gehemmt. Keine Aktivität ergibt sich bei einem Extrakt, der aus Zellen hergestellt ist, die zur Kontrolle das Leukocyteninterferonplasmid pLeIFAtrp103 enthalten. Unter Anwendung einer Eichkurve von gereinigtem t-PA läßt sich berechnen, daß etwa 20 units an extrahierter Aktivität pro 10⁹ Zellen erhalten wurden (für gereinigtes t-PA: 90 000 Plough-units = 1 mg) (Fig. 10).

E. 1. J Sequenzanalyse

Die Sequenzanalyse beruhte auf dem Edman-Abbau (83b). Die Probe wurde in das Probengefäß des Sequenziergerät mit drehendem Probengefäß gegeben. Polybrene® (Poly-N,N,N¹,N¹-tetramethyl-N-trimethylenhexamethylen- diammonium-diacetat) wurde als Träger im Gefäß verwendet (63 C). Das Sequenziergerät war mit einer Kühlfalle und mit einigen Programmveränderungen zur Verringerung von Hintergrundpeaks modifiziert. Als Reagentien wurden die Beckman- Reagentien für Sequenzierzwecke 0,1 M Quadrol-Puffer, Phenylisothiocyanat und Heptafluorbuttersäure verwendet.

Die gesammelten Edman-Zyklen wurden manuell zu 2-Anilino- 5-thiazolinonderivaten umgesetzt. Das 1 Chlorbutan wurde unter Stickstoff getrocknet. Sodann wurde 1,0 n HCl in Wasser zum 2-Anilino-5-thiazolinon gegeben und 10 Minuten auf 70°C erwärmt, um eine Umwandlung in das 3-Phenyl-2-thiohydantoin (PTH-Derivat) durchzuführen. Der PTH-Aminosäurerest wurde sodann in 50prozentigem Acetonitril in Wasser gelöst und in eine Hochdruck-Flüssigchromatographievorrichtung mit Phasenumkehr injiziert. Die einzelnen PTH-Aminosäuren wurden durch Vergleich der Retentionszeiten eines Standardgemisches von PTH-Aminosäuren, die in die Konversionsflasche eingeführt und wie ein Zyklus des Sequenziergeräts behandelt wurden, identifiziert.

E. 1. K Tests zum Nachweis der Expression von Gewebe-Plasminogen- Aktivator 1. Direkter Test der Plasminbildung a) Theorie

Ein empfindlicher Test für Gewebe-Plasminogen-Aktivator läßt sich durchführen, indem man die durch den Gewebe-Plasminogen- Aktivator katalysierte Umwandlung von Plasminogen zu Plasmin ermittelt. Plasmin ist ein Enzym, für das chromogene Substrattests zur Verfügung stehen. Diese Tests beruhen auf der proteolytischen Spaltung eines Tripeptids von einer chromophoren Gruppe. Die Spaltungsgeschwindigkeit ist direkt proportional zur Spezifität und zur Konzentration der zu untersuchenden Protease. Die Grundlage für diesen Test ist die Bestimmung der Menge an Plasmin, die nach Inkubation der den Gewebe-Plasminogen-Aktivator enthaltenden Lösung mit einer Plasminogenlösung entsteht. Je größer die Aktivatormenge ist, desto größer ist die Menge an gebildetem Plasmin. Plasmin wird auf Grund der Spaltung des chromogenen Substrats S2251 gemessen.

b) Verfahren

Ein Aliquotenanteil der Probe wird mit 0,10 ml 0,7 mg/ml Plasminogen (in 0,05 M Tris-HCl, pH-Wert 7,4 mit einem Gehalt an 0,012 M NaCl) vermischt. Das Volumen wird auf 0,15 ml eingestellt. Das Gemisch wird 10 Minuten bei 37°C inkubiert und mit 0,35 ml S2251 (1,0 millimolare Lösung im vorgenannten Puffer) versetzt. Die Umsetzung wird 30 Minuten bei 37°C fortgesetzt. Zur Beendigung der Reaktion werden 25 µl Eisessig zugesetzt. Die Proben werden zentrifugiert. Die Absorbtion bei 405 nm wird gemessen. Die quantitative Bestimmung der Aktivität erfolgt mittels eines Vergleichs mit einer Urokinase-Eichlösung. Die Testbedingungen zum Nachweis des Gewebe-Plasminogen-Aktivators der vollen Länge werden durch Zugabe von 0,2 mg Fibrinogen zur Lösung modifziert. Fibrinogen bewirkt eine Stimulierung der Aktivität des Gewebe- Plasminogen-Aktivators, wodurch sich eine etwas erhöhte Aktivität ergibt. Die Aktivität wird in Plough-units festgehalten, wobei 90 000 Plough-units der Aktivität von 1 mg gereinigtem Gewebe-Plasimogen-Aktivator entsprechen.

2. Indirekter Test der Plasminbildung a) Theorie

Es wurde ein empfindlicher Test auf die Aktivität an Gewebe- Plasminogen-Aktivator entwickelt (87). Der Test beruht auf der Bestimmung der Plasminbildung durch Messung des Grads der Verdauung von Fibrin durch Plasmin in einer Agarplatte mit einem Gehalt an Fibrin und Plasminogen. Plasmin bildet eine klare Lysiszone in der Fibrinplatte. Die Fläche dieser Lysiszone korreliert mit der Menge an Gewebe-Plasminogen-Aktivator in der Probe.

b) Verfahren

Gemäß dem Verfahren von Granelli-Piperno und Reich (87) werden die Platten 3,5 Stunden bei 37°C inkubiert. Die Lysiszonen werden gemessen. Eine quantitative Bestimmung ergibt sich durch Vergleich mit einer Urokinase-Eichlösung.

E. 1. L Nachweis der Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Aktivität 1. Bakterielles Wachstum und Probenvorbereitung

Eine Kolonie von E. coli mit einem Gehalt an dem Plasmid (p Δ RIPA°) wurde in ein Teströhrchen mit einem Gehalt an 5 ml LB-Wachstumsmedium mit einem Gehalt an 20 µg/ml Ampicillin überimpft. Die Zellen wurden über Nacht bei 37°C gezüchtet. Eine Aliquotmenge dieser Kultur wurde 1 : 100 in 300 ml M-9-Medium mit einem Gehalt an 20 µg/ml Ampicillin verdünnt. Die Zellen wurden 4 Stunden bei 37°C in einem Schüttelkolben gezüchtet, wobei sich eine Absorption bei 550 nm von 0,419 ergab. Die tryptophananaloge Indolacrylsäure wurde in einer Konzentration von 30 µg/ml zugesetzt. Die Zellen wurden 90 Minuten inkubiert, wobei sich eine Absorption bei 550 nm von 0,628 ergab. Die Zellen wurden durch Zentrifugation geerntet und in 0,8 ml 0,01 M Tris vom pH- Wert 8,0 mit einem Gehalt an 0,01 M EDTA resuspendiert. Die erhaltene Suspension wurde 18 Stunden bei Raumtemperatur rasch gerührt. Die Probe wurde zentrifugiert. Der Überstand wurde auf die Aktivität an Gewebe-Plasminogen-Aktivator getestet.

Bezüglich der Expression von pt-PAtrp12 wird auf die ausführliche Erläuterung zu Fig. 10 verwiesen.

2. Aktivitätsnachweis

Die Tabellen I und II zeigen die Ergebnisse der Aktivierung von Plasminogen durch entsprechende E. coli-Extrakte. Es bildet sich eine Aktivität, die von der Anwesenheit von Plasminogen abhängig ist (Tabelle I). Diese Aktivität wird nicht durch Präimmunserum von Kaninchen beeinflußt, wird aber durch Antiserum, das gegen aus gereinigten Melanomzellen abgeleiteten Gewebe-Plasminogen-Aktivator hergestellt wurde (88), deutlich gehemmt (Tabellen I und II). Dies zeigt, daß E. coli-Extrakte eine Plasminogen aktivierende Aktivität erzeugen, die durch Antikörper gegen den Gewebe-Plasminogen- Aktivator gehemmt wird.

Fig. 7 zeigt das Ergebnis eines Fibrinplattentests auf fibrinolytische Aktivität. Eine Standardmenge an Urokinase wurde in die Mittelreihe in Konzentrationen (von links nach rechts) von 0,24, 0,14, 0,10, 0,05 und 0,02 Plough-units gegeben.

Die untere Reihe enthält Proben von natürlichen Gewebe- Plasminogen-Aktivator mit der gleichen Enzymmenge in jeder Vertiefung. Die Vertiefungen enthalten (von links nach rechts) Gewebe-Plasminogen-Aktivator, anti-Plasiminogen-Aktivator plus Präimmunserum und Gewebe-Plasminogen-Aktivator plus Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Antikörper. Die Vertiefungen in der oberen Reihe enthalten jeweils 8 µl der rekombinanten Gewebe-Plasminogen-Aktivator E. coli-Extrakte. Die erste Vertiefung enthält den Extrakt allein, in der zweiten Vertiefung ist Präimmunserum zugesetzt und in der dritten Vertiefung sind Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Antikörper zugesetzt. Es ist offensichtlich, daß das Präimmunserum natürlichen oder rekombinanten Gewebe-Plasminogen-Aktivator nicht beeinflußt und daß Gewebe-Plasminogen-Aktivator- Antikörper die Aktivität von natürlichen und von E. coli- Extrakten hemmen. Bezogen auf die Urokinase-Standards enthalten die Extrakte geringfügig weniger als 2,5 Plough- units pro ml. Dies braucht den Vergleich mit dem in Tabelle I erhaltenen Wert von 1,3 Plough-units pro ml nicht scheuen.

In den Tabelle I und II sind die Ergebnisse der in E. 1. K. 1. b. durchgeführten Tests zusammengestellt.

Tabelle I

Plasminogenaktivierung durch E. coli-Extrakten von Kulturen mit einem Gehalt an p Δ R1PA

Tabelle II

Plasminogenaktivierung durch E. coli-Extrakte von Kulturen von pt-PAtrp12

Fig. 10 gibt die Ergebnisse eines Fibrinplattentests wieder, der mit Extrakten aus 10 Liter Fermentationskulturen von E. coli mit einem Gehalt an Gewebe-Plasminogen-Aktivator exprimierendem Plasmid durchgeführt wurde. Die fibrinolytische Aktivität des Gewebe-Plasminogen-Aktivators mit einem Gehalt an dem Extrakt ist in Fig. 10 durch die Vertiefung A wiedergegeben. Diese fibrinolytische Aktivität wird durch anti-t-PA-IgG (Vertiefung C), aber nicht durch Präimmun-IgG (Vertiefung B) oder durch anti-Urokinase-IgG (Vertiefung D) gehemmt. Keine Aktivität ergibt sich bei einem Extrakt, der aus Zellen hergestellt ist, die als Kontrolle das Leukocyteninterferonplasmid pLeIFAtrp103 enthalten (Vertiefung H).

E. 2 Herstellung von t-PA unter Verwendung von DHFR-Protein mit geringer Bindungsaffinität für MTX E. 2. A Vektoraufbau

Die Humangewebe-Plasminogen-Aktivator (t-PA) kodierende Sequenz wird in ein Expressionsplasmit mit einem Gehalt an mutanter DHFR mit geringer Bindungsaktivität für MTX (beschrieben in der US-Anmeldung 459 151 vom 19. Januar 1983) gemäß folgendem Verfahren (vgl. Fig. 11) eingesetzt:
Drei Fragmente von überlappenden t-PA-Plasmiden, nämlich pPA25E10, pPA17 und p Δ RIPA° (vgl. oben) wurden folgendermaßen hergestellt: Plasmid pPA17 wurde mit Dde I verdaut, unter Verwendung von Klenow DNA-Polymerase I gefüllt und mit PstI geschnitten. Das auf diese Weise gebildete Fragment mit etwa 200 bp mit einem Gehalt an der 5′-terminalen t-PA-Sequenz wurde isoliert. Das zweite t-PA-Fragment wurde durch Verdauen von p Δ RIPA° mit PstI und NarI und Isolieren des Fragments mit etwa 310 bp erhalten. Das dritte t-PA-Fragment wurde durch Verdauen von pPA25E10 nit NarI und BglII und Isolieren des etwa 1645 bp aufweisenden Fragments, das zusätzlich zu einem Großteil des t-PA-kodierenden Bereichs einige 3′- nicht-translatierte Sequenzen enthält, erhalten.

Das Plasmid pE342, das HBV-Oberflächenantigen exprimiert (auch bezeichnet als pHBs348-E) ist in der US-Patentanmeldung 3 26 980 vom 03. Dezember 1981 beschrieben. Kurz zusammengefaßt, wurde die Startstelle des Simian-Virus SV 40 durch Verdauen von SV 40-DNA mit HindIII und Umwandeln der HindIII-Enden zu Eco RI-Enden durch Zugabe eines Konverters (AGCTGAATTC) isoliert. Diese DNA wurde mit PvuII geschnitten und mit RI-Linkern versetzt. Durch anschließende Verdauung mit Eco RI wurde das 348 bp-Fragment, das die Startstelle umspannt, durch Elektrophorese an Polyacrylamidgel und Elektroelution isoliert und in pBR322 geklont. Das Expressionsplasmid pHBs348-E wurde durch Klonen des 1986 bp-Fragments, das durch Eco RI- und BgIII-Verdauung von HBV (Animal Virus Genetics, (Ch. 5) Acad. Press, N. Y., 1980) (das das HBsAg kodierende Gen umspannt) erhalten worden ist, in das Plasmid pML (Lusky et al., Nature, Bd. 293 (1981), S. 79) an den Eco RI- und BamHI-Stellen aufgebaut. (pML ist ein Derivat von pBR322, das eine Deletion unter Weglassen von Sequenzen, die eine Hemmung der Plasmidreplikation in Affenzellen bewirken, aufweist). Das erhaltene Plasmid (pRI-Bgl) wurde dann mit Eco RI linearisiert, und das 348 bp-Fragment, das den SV 40-Startbereich repräsentiert, wurde in die Eco RI-Stelle von pRI-Bgl eingeführt. Das Startstellenfragment kann in beliebiger Orientierung eingesetzt werden. Da dieses Fragment sowohl die frühen als auch die späten SV 40-Promotoren zusätzlich zur Replikationsstartstelle kodiert, konnten HBV-Gene unter der Kontrolle beider Promotoren je nach dieser Orientierung (pHBS348-E repräsentiert HBs, das unter der Kontrolle des frühen Promotors exprimiert ist) exprimiert werden. pE342 ist durch teilweise Verdauung mit Eco RI, Füllen der Spaltungsstelle unter Verwendung von Klenow- DNA-Polymerase I und Rückligation des Plasmids modifiziert, wodurch die Eco RI-Stelle, die der SV 40-Ursprungsstelle in pE342 vorausgeht, entfernt wird. Das erhaltene Plasmid, als pE342 Δ RI bezeichnet, wird mit Eco RI verdaut, unter Verwendung von Klenow-DNA-Polymerase I gefüllt und mit Bam HI geschnitten. Nach Elektrophorese an Acrylamidgel wird das Fragment mit etwa 3500 bp auf die vorstehend erläuterte Weise der Elektroelution unterworfen, mit Phenol/Chloroform extrahiert und mit Äthanol gefällt.

Der auf diese Weise hergestellte p342E-3500-bp-Vektor und die vorstehend beschriebenen t-PA-Fragmente mit etwa 2160 bp werden unter Anwendung von üblichen Techniken miteinander ligiert. Ein Plasmid mit einem Gehalt an den drei t-PA kodierenden Fragmenten in richtiger Orientierung wurde isoliert, charakterisiert und als pE342-t-PA bezeichnet. Dieses Plasmid wurde mit Sac II verdaut und mit bakterieller alkalischer Phosphatase (BRL) behandelt. Zur Erzeugung der DHFR-Sequenz (zusammen mit Kontrollsequenzen für dessen Expression) wurde ein Fragment mit etwa 1700 bp durch SacII- Verdauung von pEHER erzeugt. (pEHER ist ein Plasmid, das mutante DHFR exprimiert; vgl EP-A 117 060 a.a.O.). Dieses Fragment wurde in das pE342-t-PA-Plasmid unter Bildung von pETPAER400, einem Plasmid, das analog zu pEHER ist, mit der Ausnahme, daß der HBsAg kodierende Bereich durch die cDNA-Sequenzen aus t-PA ersetzt ist, ligiert.

E. 2. B Expression und Amp 19048 00070 552 001000280000000200012000285911893700040 0002003316297 00004 18929lifikation der t-PA-Sequenz

pETPAER400 (pETPER) wurde gemäß dem Verfahren von Graham und Van der Eb (vgl. oben) sowohl in dhfr^- CHO-DUX B11-Zellen als auch in DHFR⁺ CHO-K1 (ATCC CCL61) transfiziert. Transformierte dhfr^--Zellen wurden durch Züchtung in einem Medium mit einem Mangel an Glycin, Hypoxanthin und Thymidin ausgewählt. Transformierte DHFR⁺-Zellen wurde durch Züchtung in 100 nanomolar MTX ausgewählt. Kolonien, die im entsprechenden Selektionsmedium entstanden, wurden unter Verwendung von Klonierungsringen isoliert und im gleichen Medium auf mehrere Generationen vermehrt.

Zur Amplifikation wurden die Zellen aus den Kolonien in Medien mit einem Gehalt an 5×10⁴, 10⁵, 2,5×10⁵, 5×10⁵ und 10⁶ nanomolar MTX aufgeteilt und mehrmals passagiert. Die Zellen wurden in sehr niedrigen Zelldichten (10²-10³ Zellen/Platte) in 10-cm-Schalten ausgestrichen. Die erhaltenen Kolonien wurden isoliert.

E. 2. C Testmethoden

Die Expression von t-PA in den transfizierten, amplifizierten Kolonien kann zweckmäßigerweise nach ähnlichen Verfahren bestimmt werden, wie sie vorstehend unter D.1.K.1.b angegeben sind.

Die Koamplifikation von DHFR- und t-PA-Sequenzen wird durch Isolierung von DNA aus konfluenten Monolayers von amplifizierten Kolonien folgendermaßen bestimmt: Konfluente Monolayers in 150 mm Platten werden mit 50 ml steriler PBS gewaschen und durch Zugabe von 5 ml 0,1 Prozent SDS, 0,4 M CaCl₂, 0,1 M EDTA, pH-Wert 8 lysiert. Nach 5 bis 10 Minuten wird das Gemisch entfernt, mit Phenol und Chloroform extrahiert und mit Äthanol gefällt. Die DNA wird in 1 ml (pro 150-mm-Platte) 10 millimolar Tris-HCl, pH-Wert 8,1 millimolar EDTA resuspendiert. 0,1 mg/ml RNase werden zugesetzt und die Lösung wird 30 Minuten bei 37°C inkubiert. Sodann wird 0,1 Prozent SDS und 0,5 mg/ml Pronase zugegeben. Nach 3- bis 16stündiger Inkubation bei 37°C wird die Lösung wieder mit Phenol und Chloroform extrahiert und mit Äthanol gefällt. Das DNA-Pellet wird in 0,5 ml Wasser resuspendiert und mit Restriktionsenzymen verdaut. Etwa 5 bis 10 µg der verdauten DNA werden der Elektrophorese in einem Agarosegel (1 Prozent Agarose in Tris-Acetat-Puffer, 40 millimolar Tris, 1 millimolar EDTA, mit Essigsäure auf den pH-Wert 8,2 eingestellt) unterworfen; vgl. Crouse et al., J. Biol. Chem., Bd. 257 (1982), S. 7887. Nachdem Bromphenolblau- Farbstoff im Gel ²/₃ der Strecke nach unten gewandert ist, wird das Gel entfernt und mit Ethidiumbromid gefärbt. Nach Sichtbarmachen der DNA mit UV-Licht wird die DNA gemäß dem Verfahren von Southern, J. Mol. Biol., Bd. 98 (1975), S. 503, auf Nitrocellulosefilter übertragen. Die Filter werden sodann mit einem der Nick-Translation unterworfenen Tracer, der aus dem 1700-bp-Sac-II-Fragment von pEHER (hergestellt und hybridisiert auf die vorstehend beschriebene Weise) oder aus dem etwa 1970 bp umfassenden BglII-Fragment von pETPER hergestellt worden ist, unterzogen.

E. 3 Herstellung von t-PA in Konjunktion mit Wildtyp-DHFR- Protein E. 3. A Vektoraufbau

Auf analoge Weise wie beim Aufbau von pETPER wird ein Plasmid mit einem Gehalt an der DNA-Sequenz, die Wildtyp-DHFR kodiert, nämlich pETPER, aufgebaut. Der Aufbau erfolgt gemäß Beispie C.1.A mit der Ausnahme, daß an Stelle des Plasmids pEHER als Quelle für die DHFR-Protein-Gensequenz das Plasmid pE342.HBV.E400.D22 verwendet wurde. Das Plasmid pE342.HBV.E400. D22 ist das gleiche wie pEHER, mit Ausnahme eines Unterschieds bezüglich eines einzigen Basenpaars zwischen Wildtyp- und Mutanten-DHFR. Somit ist das erhaltene Plasmid pETPFR in jeder Weise zu pETPER analog, mit der Ausnahme, daß die für Wildtyp-DHFR kodierende DNA- Sequenz durch die Sequenz der Mutante ersetzt ist.

E. 3. B Expression der t-PA-Sequenz

pETPFR wurde zur Transfektion von CHO-Zellen mit DHFR-Mangel (Urlaub und Chasin, a.a.O.) unter Verwendung des Calciumphosphat- Fällungsverfahrens gemäß Graham und Van der Eb verwendet. 21 Kolonien, die auf dem selektiven Medium (-HGT) entstanden, wurden durch Nachweis der Plasminbildung bestimmt. Dieser Nachweis erfolgte auf Grund der Verdauung von Fibrin in einer Agarplatte mit einem Gehalt an Fibrin und Plasminogen gemäß Granelli-Piperno et al., J. Exp. Med., Bd. 148 (1978), S. 223.

Vier der besten positiven Klone wurden dann quantitativ auf Plasminbildung pro Zelle gemäß dem in D.2.C erläuterten Verfahren getestet.

Auf Grund dieser quantitativen Bestimmung wurde festgestellt, daß die vier untersuchten Klone bei der Bestimmung von units/Zelle/Tag die gleiche oder eine vergleichbare Sekretion von t-PA in das Medium aufwiesen. Subklone wurden hergestellt, indem Inocula aus zwei der Klone in getrennte Platten mit einem Gehalt an -HGT-Medium übertragen wurden. Zwei der erhaltenen Subklone, 18B und 1, wurden für die weitere Analyse herangezogen.

E. 3. C Amplifikation und Grad der t-PA-Bildung

Die vorerwähnten Subklone wurden in einer Menge von 2×10⁵ Zellen pro 100-mm-Platten in 50 nanomolar MTX ausgestrichen, um die Amplifikation zu fördern. Die überlebenden Zellen ergaben bei der vorstehend beschriebenen Bestimmung in sämtlichen Fällen im Vergleich zur unverstärkten Menge an Gewebe- Plasminogen-Aktivator-Aktivität die 10fache Aktivität. Zwei dieser Klone wurde für die weitere Untersuchung ausgewählt und als 1-15 und 18B-9 bezeichnet.

Der Subklon 1-15 wurde weiter durch Überimpfen von 2×10⁵ Zellen in 100-mm-Platten mit einem Gehalt an 500 nanomolar MTX verstärkt. Die Bestimmung der auf diese Weise amplifizierten Zellen ergab einen weiteren Anstieg (etwa um das 3fache) in bezug auf die t-PA-Bildung. Bei quantitativer Bestimmung gemäß dem Verfahren von C.1. C ergaben sich Mengen im Bereich von 7×10^-4 units/Zelle/Tag. Ein Teil dieser amplifizierten Zellen wurde sodann übertragen und in Gegenwart von 10 000 nanomolar MTX erhalten. Subklone von 1-15 und 18B-9 wurden, nachdem sie etwa 1 bis 2 Monate unter den in Tabelle 3 angegebenen Bedingungen gehalten worden waren, weiter getestet.

Tabelle 3

Es handelte sich um folgende Zellinien: Zellinie "1" ist ein nicht-amplifizierter Klon aus dem ursprünglichen Satz von vier Klonen. "1-15₅₀₀" ist ein amplifizierter Subklon der Zellinie "1", die zunächst in 50 nanomolar MTX unter Bildung von 1-15 amplifiziert und sodann zur weiteren Amplifikation in 500nanomalor MTX übertragen worden ist. 1-15₁₀₀₀₀ ist ein Subklon von 1-15₅₀₀, der weiter in Gegenwart von 10 000 nanomolar MTX amplifiziert worden ist. Die Zellinie 18B-9 ist ein Subklon von einem der ursprünglichen vier nachgewiesenen Klone, der mit 50 nanomolar MTX amplifiziert worden ist.

Sämtliche amplifizierten Zellen zeigen eine erhöhte t-PA- Bildung im Vergleich zur nicht-amplifizierten Zellkultur. Auch die nicht-amplifizierte Kultur bildet t-PA-Mengen von mehr als 0,5 pg/Zelle/Tag. Durch Amplifikation nähert man sich der Menge von 50 pg/Zelle/Tag.

F. Arzneimittel

Die Verbindungen der Erfindung können nach an sich bekannten Verfahren zu Arzneimitteln formuliert werden, wobei das erfindungsgemäße Humangewebe-Plasminogen-Aktivator-Produkt mit einem pharmakologisch verträglichen Träger vermischt wird. Entsprechende Träger und deren Herstellung, unter Einschluß von anderen Humanproteinen, wie Humanserumalbumin, sind zum Beispiel in Remington's Pharmaceutical Sciences, E. W. Martin, erläutert. Diese Arzneimittel enthalten eine wirksame Menge des erfindungsgemäßen Proteins zusammen mit einer entsprechenden Trägerstoffmenge, so daß pharmakologisch verträglich Arzneimittel, die sich zur wirksamen Verabreichung an einen Wirt eignen, gebildet werden.

Beispielsweise kann der erfindungsgemäße Humangewebe-Plasminogen- Aktivator parenteral an Patienten, die an kardiovaskulären Krankheiten oder Zuständen leiden, verabreicht werden. Die Dosierung bei Patienten mit Pulmonarembolie kann entsprechend der gegenwärtigen Praxis bei klinischen Untersuchungen von anderen kardiovaskulären, thrombolytischen Mitteln erfolgen, zum Beispiel durch eine intravenöse Anfangsdosis von etwa 440 IU/kg Körpergewicht, gefolgt von einer 12stündigen, kontinuierlichen, intravenösen Infusion von etwa 440 IU/kg/Stunde.

Ein Beispiel für eine entsprechende Dosierungsform für im wesentlichen homogenen Humangewebe-Plasminogen-Aktivator zur parenteralen Verabreichung sind Fläschchen mit einem Gehalt an 25 000 IU Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Aktivität, 25 mg Mannit und 45 mg NaCl, die für die intravenöse Verabreichung mit 5 ml sterilem Wasser für Injektionszwecke rekonstituiert und mit einem entsprechenden Volumen an 0,9 prozentiger Natriumchloridlösung oder 5prozentiger Dextroselösung für Injektionszwecke vermischt werden können.

G. Ausführliche Beschreibung von rekombinanter human-t-PA

Die Struktur des gemäß den Beispielen hergestellten Human- t-PA wurde näher untersucht, und zwar sowohl durch Aufklärung der Genkodierungssequenz und durch biochemische Proteinuntersuchungstechniken. Gegenwärtig nimmt man die in Fig. 12 dargestellte Proteinstruktur an.

Durch Collen et al. (88) wurde auch nachgewiesen, daß zweikettiger human t-PA durch proteolytische Spaltung des einkettigen Moleküls in zwei durch Disulfidbindung verbundene Polypeptide erfolgt. Die gegenwärtigen Befunde erlauben den Schluß, daß die schwere Kette (Molekulargewicht 30 882) sich vom NH₂-terminalen Teil ableitet und die leichte Kette (Molekulagewicht 28 126) den COOH-terminalen Bereich umfaßt. Die N-terminale Sequenzierung des zweikettigen Moleküls legt den Schluß nahe, daß die zweikettige Form durch Spaltung einer einzigen Arginyl-Isoleucin-Bindung entsteht (Fig. 12, Pfeil).

Die primäre Struktur eines Teils des Bereichs der schweren Kette von human t-PA (Fig. 12) zeigt ein hohes Ausmaß an Sequenzhomologie mit den "kringle"-Bereichen von Plasminogen (89) und Prothrombin (40, 41). Der "kringle"-Bereich bezieht sich auf eine charakteristische, dreifache Disulfidstruktur im "pro"-Fragment von Prothrombin, was zunächst von Magnusson et al. (91, 92) näher beschrieben wurde. In der Primärsequenz von t-PA sind zwei sogenannte "kringel"-Bereiche von jeweils 82 Aminosäuren erkennbar, die ein hohes Ausmaß an Homologie mit den 5 "kringle"-Bereichen von Plasminogen zeigen. Die restlichen N-terminalen 91 Aminosäuren zeigen wenig Homologie mit dem üblichen "kringle"-Bereich. Es läßt sich jedoch vermuten, daß dieser Bereich ebenfalls eine Struktur mit einem Gehalt an mehrfachen Disulfidbindungen annehmen kann, da dort 11 weitere Cysteinreste vorhanden sind.

Das katalytische Zentrum der leichten Kette von Human-t-PA, der sogenannte Serinproteasebereich ist wie bei anderen Serinenzymen vermutlich aus den Resten Histidin₃₂₂, Asparaginsäure₃₇₁ und Serin ₄₇₈ gebildet. Ferner zeigen die diese Reste umgebenden Aminosäuresequenzen eine starke Homologie zu entsprechenden Teilen anderer Serinproteasen, wie Trypsin, Prothrombin und Plasminogen.

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Claims (16)

1. Polypeptid mit Human-Gewebe-Plasminogen-Aktivator-Eigenschaft mit einer in Fig. 5A, B, C dargestellten Aminosäuresequenz, deren Allelvariationen und Derivate mit Human-Gewebe- Plasminogen-Aktivator-Aktivität, wobei die Fig. 5A, B, C Bestandteil dieses Anspruchs ist.

2. Polypeptid nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß es zusätzlich die Aminosäure Methionin enthält, die am N-Ende der ersten Aminosäure des Human-Gewebe- Plasminogen-Aktivators gebunden ist.

3. Polypeptid nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß es zusätzlich ein abspaltbares Konjugat oder Signalpolypeptid enthält, die dem N-Ende der ersten Aminosäure des Human-Gewebe-Plasminogen-Aktivators vorangehen.

4. Polypeptid nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß 68 Aminosäuren am N-Ende des Human-Gewebe- Plasminogen-Aktivators fehlen.

5. Polypeptid nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß 19 Aminosäuren am N-Ende des Human-Gewebe- Plasminogen-Aktivators fehlen.

6. Polypeptid nach einem der Ansprüche 1 bis 5, dadurch gekennzeichnet, daß es eine im Vergleich zu nativem Material in größerem oder geringerem Umfang assozierte Glycosylierung aufweist.

7. DNA-Isolat mit einer für das Polypeptid nach einem der Ansprüche 1 bis 5 kodierenden DNA-Sequenz.

8. Replizierbarer Expressionsvektor, dadurch gekennzeichnet, daß er eine Gensequenz enthält, die für das Polypeptid nach einem der Ansprüche 1 bis 5 in expressionsfähiger Weise kodiert.

9. Plasmid p Δ RIPA° mit der in Fig. 6 dargestellten Struktur, wobei die Fig. 6 Bestandteil dieses Anspruchs ist.

10. Plasmid pt-PAtrp 12 mit der in Fig. 9 dargestellten Struktur, wobei die Fig. 9 Bestandteil dieses Anspruchs ist.

11. Plasmid pETPFR mit der in Fig. 11 dargestellten Struktur, wobei die Fig. 11 Bestandteil dieses Anspruches ist.

12. Mikroorganismen oder Zellkultur, dadurch gekennzeichnet, daß sie durch Transformieren mit einem Expressionsvektor nach einem der Ansprüche 8 bis 11 erhalten worden sind.

13. Mikroorganismen nach Anspruch 12, dadurch gekennzeichnet, daß er durch Transformieren eines E. coli-Stammes erhalten worden ist.

14. Zellkultur nach Anspruch 12, dadurch gekennzeichnet, daß sie durch Transformieren einer Säugetier-Zellinien erhalten worden ist.

15. Zellkultur nach Anspruch 14, dadurch gekennzeichnet, daß sie durch Transformieren einer Zellinie aus den Ovarien des chinesischen Hamsters (CHO-Zellinie) erhalten worden ist.

16. Verwendung der Polypeptide nach einem der Ansprüche 1 bis 6 als Arzneistoffe, insbesondere zur Behandlung von vaskulären Krankheiten oder Zuständen.