DE3240174C2 - - Google Patents
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Description
Die Erfindung betrifft das in den Ansprüchen 1 bis 8 angegebene Derivat eines vom Menschen
stammenden, nicht-immunisierenden Plasminogen-
Aktivators, das Verfahren zu seiner Herstellung nach den Ansprüchen 9 bis 11 sowie
ein diese Derivate enthaltendes thrombolytisches Mittel nach
Anspruch 12.
Es ist bekannt, daß menschliche Gewebe eine Vielzahl von
Substanzen enthalten, die Plasminogen zu einem fibrinolytischen
Enzym oder Plasmin aktivieren. Unter diesen bekannten
Substanzen ist das repräsentativste ein Plasminogen-
Aktivator, d. h. Urokinase, welche im Nierengewebe gebildet
und in den Urin abgesondert wird. Urokinase kann
erhalten werden durch Isolieren und Reinigen von menschlichem
Urin, Gewebekulturen oder durch Gentechnik. Als
fibrinolytische Enzym-Aktivatoren, die heutzutage weit
verbreitet handelsübliche Anwendung gefunden haben, existieren
aus hämolytischem Streptococcus stammende Proteine
und Urokinase, das ein von menschlichem Urin stammendes
Enzym ist. Angesichts seines immunisierenden Verhaltens
wird Urokinase, das aus einer solchen Quelle
stammt, vorteilhaft für klinische Anwendungen eingesetzt,
da es gegenüber dem Menschen nicht immunisierend ist. Von
aus menschlichem Urin abstammender Urokinase wird angenommen,
daß sie sowohl hochmolekulargewichtige Urokinase
(Molekulargewicht =54 000) auch als niedermolekulargewichtige
Urokinase (Molekulargewicht=33 000) enthält.
Urokinase ist in den letzten Jahren als ein thrombolytisches
Mittel oder als ein Adjuvans für krebshemmende
Substanzen verwendet worden, und sein Verbrauch für klinische
Anwendungen steigt von Jahr zu Jahr.
Jedoch ist Urokinase unter bestimmten Bedingungen instabil,
da sie ein Enzym ist und ihre enzymatische
Aktivität verliert, z. B. im Verlauf einer Extraktion,
Isolierung und Reinigung aus einem Urokinase tragenden
Rohmaterial, wie Urin, während der Lyophilisationsverarbeitung
zur Herstellung dosisgerechter Formulierungen,
während der Wärmebehandlung zur Desaktivierung von Viren,
oder wenn sie in verdünntem Zustand in eine Tropfflasche
gegeben und über einen langen Zeitraum in solch verdünntem
Zustand bei Raumtemperatur für klinische Anwendung
gehalten wird. Die physikalisch instabile Natur von Urokinase
hat ernste Probleme bei der Herstellung und Formulierung
von Urokinase in industriellem Maßstab oder
bei der eigentlichen Verwendung dieser für klinische
Zwecke verursacht. Menschliches Albumin wurde als Additiv
für Urokinase verwendet, um so deren Stabilität zu
verbessern. Dies kann jedoch keineswegs als Durchbruch
zur Lösung des eben diskutierten Problems angesehen werden,
da reines Albumin, das heißt eine Globulinfraktion
oder immunisierende Verunreinigung schwierig zu erhalten
ist, reines Albumin teuer ist, Albumin und Urokinase unter
virusdesaktivierenden Bedingungen, bei denen Urokinase
einer Wärmebehandlung bei 60°C während 10 Stunden zusammen
mit Albumin, welches zur Stabilisierung der Urokinase
zugegeben wurde, unterzogen wird, einen Komplex mit
hohem Molekulargewicht bilden, und solch ein Stabilisator,
falls zugegeben, bis zu einem bestimmten Ausmaß
Urokinase vom Verlust ihrer enzymatischen Aktivität nach
der Lyophilisation schützen kann, jedoch nicht deren
Aktivitätsverlust nach der eigentlichen klinischen Anwendung
verhindern kann.
Die physiologische Aktivität von Urokinase bei intravenöser
Verabreichung an lebende Körper wird sofort
durch im Blut vorhandene Protease-Inhibitoren (α₂-Makroglobulin-
und α₂-Plasmin-Inhibitoren und dgl.) verzögert,
und der Stoffwechsel-Grundumsatz von Urokinase
selbst ist sehr hoch, woraus eine extrem verkürzte Halbwertszeit
resultiert, die selbst einige Minuten nicht
überschreitet. Bisher wurden keine Vorschläge zur Lösung
des Problems der kurzen Halbwertszeit von Urokinase im
Blut gemacht.
Aus der US-PS 41 79 337 sind physiologisch aktive, im
wesentlichen nicht-immunogene Polypeptid-
Zusammensetzungen bekannt. Im einzelnen wird die
Modifizierung eines immunogenen Polypeptids, wie
Insulin, in seine nicht-immunogene Form beschrieben. Der
dort beschriebene Typ der Modifizierung hat eine
Verminderung der physiologischen Aktivität des
Polypeptids zur Folge.
Im Rahmen dieser Erfindung wurden umfangreiche Forschungen
hinsichtlich der Entwicklung neuer Derivate von vom
Menschen stammenden, nicht-immunisierenden Plasminogen-
Aktivatoren, welche die oben beschriebenen Nachteile des
Standes der Technik überwinden, durchgeführt. Hieraus resultierten
neue Plasminogen-Aktivator-Derivate, die stabil
und durch im Blut vorhandene Inhibitoren kaum verzögerbar
sind und somit eine verlängerte Halbwertszeit im
Blut erreichen.
Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist es, vom Menschen
stammende, nicht-immunisierende Plasminogen-Aktivator-Derivate,
deren Aktivität bei verschiedenen Behandlungen
wie Stehen bei Raumtemperatur oder Einfrieren und
Auftauen erhalten bleibt und die weiterhin vor dem
Angriff von Protease-Inhibitoren in dem Blut geschützt
sind, um deren in vivo Halbwertszeit zu verlängern sowie
ein Verfahren zu deren Herstellung und diese Derivate
enthaltende thrombolytische Mittel zur Verfügung zu
stellen.
Diese Aufgabe wird erfindungsgemäß durch Derivate eines
vom Menschen stammenden, nicht-immunisierenden
Plasminogen-Aktivators dadurch gelöst, daß sie
mindestens ein Polyalkylenglykol, das mit mindestens
einem Kupplungsmittel an Aminosäure-Seitenketten des
Plasminogen-Aktivators gebunden ist, umfassen, wobei das
Polyalkylenglykol ein Molekulargewicht im Bereich von
200 bis 2000 besitzt und wahlweise eine oder mehrere
Alkyl- und/oder Alkanoylgruppen als Substituentengruppen
enthält.
Ein vollständigeres Verständnis der vorliegenden Erfindung
und viele der damit verbundenen Vorteile werden
leicht durch die folgende, detaillierte Beschreibung im
Zusammenhang mit den Zeichnungen erhalten. In den Zeichnungen
zeigt
Fig. 1 die optimalen pH-Bereiche von modifizierter,
hochmolekulargewichtiger Urokinase (PEG-DCT-UK) und
von unmodifizierter, hochmolekulargewichtiger Urokinase
(Molekulargewicht=54 000), gemessen als Amidase-Aktivität
mit einem synthetischen Substrat (S-2444), wobei die
freien Kreise der PEG-DCT-UK und die gefüllten Kreise der
unmodifizierten Urokinase entsprechen;
Fig. 2 die optimalen pH-Bereiche von modifizierter,
niedermolekulargewichtiger Urokinase (PEG-DCT-L-UK)
und von modifizierter, niedermolekulargewichtiger Urokinase
(Molekulargewicht=33 000), gemessen als Amidase-
Aktivität mit S-2444, wobei die freien Kreise der PEG-
DCT-L-UK und die ausgefüllten Kreise der unmodifizierten
Urokinase entsprechen;
Fig. 3 schematisch die Stabilität von PEG-DCT-UK
und von unmodifizierter Urokinase bei Raumtemperatur in
entweder physiologischer Kochsalzlösung oder einer Ringer-
Lösung, wobei die durchgezogenen bzw. unterbrochenen Linien
der physiologischen Kochsalzlösung bzw. der Ringer-
Lösung entsprechen und wobei die freien Kreise der PEG-
DCT-UK und die ausgefüllten Kreise der unmodifizierten
Urokinase entsprechen;
Fig. 4 die Stabilität von PEG-DCT-L-UK und von
unmodifizierter Urokinase (Molekulargewicht=33 000) gegenüber
Einfrieren sowie anschließender Auftaubehandlung
bei 2-, 4- und 6maliger Wiederholung, wobei die freien
Kreise der PEG-DCT-L-UK und die ausgefüllten Kreise der
unmodifizierten Urokinase entsprechen;
Fig. 5 die variierten Mengen, als Funktion der
Zeit, eines Plasmin-Inhibitors in einer Plasmafraktion
F₁ jeder von zwei Gruppen von gesunden Kaninchen, wobei
einer Gruppe PEG-DCT-UK und der anderen Gruppe unmodifizierte
Urokinase (Molekulargewicht=54 000) verabreicht
wurde, und wobei die freien Kreise der PEG-DCT-UK-verabreichten
Gruppe und die ausgefüllten Kreise der unmodifizierten
Urokinase-verabreichten Gruppe entsprechen;
Fig. 6 die variierten Mengen, als Funktion der
Zeit, eines Plasminogens in einer Plasmafraktion F₃ jeder
von zwei Gruppen von gesunden Kaninchen, wobei einer
Gruppe PEG-DCT-UK und der anderen Gruppe unmodifizierte
Urokinase (Molekulargewicht=54 000) verabreicht wurde,
und wobei die freien Kreise der PEG-DCT-UK-verabreichten
Gruppe und die ausgefüllten Kreise der unmodifizierten
Urokinase-verabreichten Gruppe entsprechen; und
Fig. 7 die variierten Mengen, als Funktion der
Zeit, von Plasminogen in einer Plasmafraktion F₃ jeder
von zwei Gruppen von gesunden Kaninchen, wobei das Plasma
mit einer Säure und dann mit einer Base zur Inaktivierung
des Plasmin-Inhibitors behandelt wurde, wobei einer Gruppe
PEG-DCT-UK und der anderen Gruppe unmodifizierte Urokinase
(Molekulargewicht=54 000) verabreicht wurde, und wobei
die freien Kreise der PEG-DCT-UK-verabreichten Gruppe und
die ausgefüllten Kreise der unmodifizierten Urokinase-
verabreichten Gruppe entsprechen.
Durch den hierin verwendeten Ausdruck "vom Menschen stammender,
nicht-immunisierender Plasminogen-Aktivator" werden
nicht nur Urokinase, sondern ebenfalls Gewebe-Plasminogen-
Aktivatoren umfaßt, die aus menschlichen Geweben,
wie Gebärmutter- und Tumorgewebe und dgl., erhalten
werden. Diese Plasminogen-Aktivatoren aus menschlichem
Gewebe enthalten auch solche, die durch Gewebekultur oder
Gentechnik erhalten werden. Es sei darauf hingewiesen,
daß hinsichtlich der Molekulargewichte dieser Aktivatoren
keine Beschränkungen bestehen, solange sie in der oben
beschriebenen Weise erhalten werden. Beispielsweise kann
als Urokinase, die ein von menschlichem Urin stammender
Plasminogen-Aktivator ist, hochmolekulargewichtige Urokinase
(Molekulargewicht=54 000) wie auch niedermolekulargewichtige
Urokinase (Molekulargewicht=33 000) entweder
einzeln oder in Kombination verwendet werden.
Geeignete Polyalkylenglykole, die erfindungsgemäß verwendet
werden können, umfassen ein Polyäthylenglykol und ein
Polypropylenglykol. Im Falle des Polypropylenglykols sind
sowohl geradkettige Polypropylenglykole, wie diejenigen
der Formel HO[CH(CH₃)CH₂O] n H, als auch verzweigtkettige
Polypropylenglykole, wie diejenigen der Formel CH₃CH₂C
[[CH₂O[CH₂CH(CH₃O] n H]]₃ oder H[OCH(CH₃)CH₂] n OCH[[CH₂
[OCH₂CH(CH₃)] n OH]]₂, umfaßt.
Die Molekulargewichte der Polyalkylenglykole können im
Bereich von 200 bis 20 000 liegen. Besonders bevorzugte
Molekulargewichte liegen im Bereich von 500 bis 10 000.
Die Polyalkylenglykole können jeweils wahlweise eine oder
mehrere Alkyl- und/oder Alkanoylgruppen als Substituentengruppen
enthalten. Typische Beispiele der Alkylgruppen
sind Methyl, Äthyl, Propyl, Stearyl und dgl. Typische
Beispiele der Alkanoylgruppen sind Acetyl, Propionyl,
Stearoyl und dgl. Als ein bevorzugtes Polyalkylenglykol
eignet sich ein unsubstituiertes oder methylsubstituiertes
Polyalkylenglykol.
Geeignete Kupplungsmittel, die erfindungsgemäß verwendet
werden können und geeignet sind, ein Polyalkylenglykol
an einen nicht-immunisierenden Plasminogen-Aktivator, z. B.
Urokinase, zu binden, umfassen solche, die fähig sind,
mit Aminosäure-Seitenketten des zu modifizierenden Proteins
zu reagieren und zwischen diesen chemische Bindungen
zu bilden, beispielsweise Acylazid, Cyanurhalogenide,
p-Diazoniumbenzyläther, 3-(p-Diazoniumphenoxy)-2-hydroxypropyläther,
Dihalogenbernsteinsäureanhydrid und dgl.
Die folgenden Teilformeln können als Beispiele für die
Kupplungsstrukturen zwischen einem Polyalkylenglykol
und Urokinase durch diese Kupplungsmittel gegeben werden.
worin X ein Halogenatom bedeutet und UK für einen Restteil
des Urokinasemoleküls steht.
Das erfindungsgemäße neue Urokinase-Derivat kann hergestellt
werden durch Umsetzung eines gekuppelten Produkts
aus mindestens einem korrespondierenden Polyalkylenglykol
und mindestens einem Kupplungsmittel mit Urokinase,
wobei das Polyalkylenglykol ein Molekulargewicht im Bereich
von 200 bis 20 000 besitzt und wahlweise eine oder
mehrere Alkyl- und/oder Alkanoylgruppen als Substituenten
enthält.
Typische Beispiele des mit dem Polyalkylenglykol-Kupplungsmittel
gekuppelten Produktes umfassen Polyalkylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin, Polyalkylenglykol-4,6-
difluor-1,3,5-triazin, Polyalkylenglykol-4-chlor-6-hydroxy-
1,3,5-triazin, Polyalkylenglykol-β-(bromcarbonyl)-monopropionat,
Polyalkylenglykol-azidocarbonyl-methyläther,
Polyalkylenglykol-(p-diazoniumbenzyl)-äther, Polyalkylenglykol-
3-(p-diazoniumphenoxy)-2-hydroxypropyläther und
dgl.
Bei der Umsetzung des mit Polyalkylenglykol-Kupplungsmittel
gekuppelten Produktes mit Urokinase ist es notwendig,
solche Reaktionsbedingungen zu wählen, daß die
enzymatische Aktivität auf einem minimalen Verlust gehalten
wird. Hierzu ist erstrebenswert, die Umsetzung
bei niedrigen Temperaturen, z. B. bei einer Temperatur von
0°C bis Raumtemperatur, in einer wäßrigen Lösung, wie einem Puffer,
auszuführen. Eine bevorzugte Reaktionszeit
kann im Bereich von einigen Minuten bis zu 5 Stunden liegen.
Der pH des Puffers liegt vorzugsweise innerhalb eines
solchen Bereichs, daß die enzymatische Aktivität von
Urokinase nicht herabgesetzt wird, nämlich bei 2 bis 10,
vorzugsweise 5 bis 9. Der bevorzugte pH-Bereich kann jedoch
variieren in Abhängigkeit der Reaktivität des jeweils
verwendeten Kupplungsmittels und/oder der Art des
Aminosäurerestes. Das Modifizierungsausmaß von Aminosäure-
Seitenketten des Plasminogen-Aktivators kann reguliert
werden durch Änderung der Konzentration des Polyalkylenglykols,
das mit dem Kupplungsmittel in einem Reaktionsmedium
aktiviert wird. Beispielsweise wurde ein Monomethyläther-
polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-triazin
mit einem mittleren Molekulargewicht von 5000 bei pH 7,0
mit hochmolekulargewichtiger Urokinase umgesetzt, um neue
Urokinase-Derivate zu erhalten, während die Konzentration
des ersteren Reaktanten auf 0,4, 4,0 bzw. 6,0 mM geändert
wurde. Unmodifizierte ε-Aminogruppen von Lysin des resultierenden
Urokinase-Derivats wurden unter Verwendung
von Natrium-2,4,6-trinitrobenzolsulfonat quantitativ bestimmt.
Deren Modifizierungsgrad wurde auf der Grundlage
der durch quantitative Analysen erhaltenen Ergebnisse
erforscht. Die Modifizierungs-Prozentgehalte der ε-Amino
gruppen von Lysin, die gegenüber Natrium-2,4,6-trinitrobenzolsulfonat
aktiv waren, betrugen 6 bis 7% bei 0,4 mM,
etwa 40% bei 4,0 mM und etwa 60% bei 6,0 mM. Zusätzlich
wurden die Molekulargewichte dieser Reaktionsprodukte
durch SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophorese bestimmt. Die
durchschnittlichen Molekulargewichte der Reaktionsprodukte
betrugen etwa 60 000 bei 0,4 mM und etwa 120 000 bei
4,0 mM. Diese Werte stimmen im wesentlichen mit den Ergebnissen
überein, die oben bei den quantitativen Analysen
der ε-Aminogruppen von Lysin erhalten wurden. Demzufolge
ist es erforderlich, die Reaktion zwischen dem
mit dem Kupplungsmittel aktivierten Polyalkylenglykol und
dem Plasminogen-Aktivator bei einem hohen pH-Wert und
einer hohen Konzentration des ersteren Reaktanten durchzuführen,
wenn gesteigerte Modifizierungsgrade des Plasminogen-
Aktivators erwünscht sind. Andererseits sollte,
wenn verringerte Modifizierungsgrade bevorzugt sind, die
Umsetzung bei einem relativ niedrigen pH-Wert und bei einer
niedrigen Konzentration des gekuppelten Produktes erfolgen.
Die Modifizierungsgrade können natürlich durch
Regulierung der Reaktionszeit geändert werden. Durch geeignete
Kombination dieser Reaktionsbedingungen ist es
möglich, die beabsichtigten, neuen Plasminogen-Aktivator-
Derivate zu erhalten, die stabil sind und verlängerte
fibrinolytische Aktivitäten besitzen.
Das mit dem Kupplungsmittel aktivierte Polyalkylenglykol
kann auf folgende Weise erhalten werden. Ein endständig
substituiertes Polyalkylenglykol-4,6-dihalogen-1,3,5-triazin
wird erhalten durch Umsetzung seines korrespondierenden,
monosubstituierten Polyalkylenglykols mit einem
Cyanurhalogenid in einem wasserfreien Lösungsmittel und
in Anwesenheit einer Base. Ein Polyalkylenglykol-4-halogen-
6-hydroxy-1,3,5-triazin wird gebildet, indem man zuerst
sein entsprechenden Polyalkylenglykol mit Cyanurhalogenid
umsetzt und dann das resultierende Reaktionsprodukt
mit Wasser behandelt. Ein Polyalkylenglykolacetoazid
wird gebildet durch Umsetzung eines Anions
seines entsprechenden Polyalkylenglykols mit Äthylchloracetat,
nachfolgende Behandlung des Reaktionsproduktes
mit Hydrazin und schließlich Aktivierung des resultierenden
Hydrazins mit salpetriger Säure. Ein Polyalkylenglykol-
p-diazoniumbenzyläther oder ein Polyalkylenglykol-3-(p-
diazoniumphenoxy)-2-hydroxypropyläther wird erhalten
durch Umsetzung seines korrespondierenden Polyalkylenglykols
mit p-Nitrobenzylchlorid oder p-Nitrophenylglyceryläther
und anschließende Reduktion der Nitrogruppe
in eine Aminogruppe sowie Diazotierung des resultierenden
Produkts mit salpetriger Säure.
Nach Beendigung der Umsetzung des mit dem Kupplungsmittel
aktivierten Polyalkylenglykols und des Plasminogen-Aktivators
können die Isolierung und Reinigung des Reaktionsproduktes
auf biochemische Weise, wie per se in der Technik
bekannt, erfolgen, z. B. unter Verwendung (einzeln
oder in Kombination) einer Gelfiltration, Dialyse, Ionenaustauscherchromatographie,
Affinitätschromatographie
und dgl. Vorzugsweise wird das Konjugat als Lösung
mit einem Gehalt eines Puffers oder eines physiologischen
Salzes aufbewahrt, indem man die Lösung unter
-20°C einfriert oder die Lösung lyophilisiert.
Die optimalen pH-Werte für die neuen, wie oben beschrieben
hergestellten Urokinase-Derivate variieren in Abhängigkeit
der Molekulargewichte und der Arten der verwendeten
Polyalkylenglykole, der Arten der verwendeten Kupplungsmittel,
der Modifizierungsgrade der Urokinase, der
Modifizierungsbedingungen und Meßbedingungen, wie etwa
den verwendeten Substraten. Bei Messung als Amidase-
Aktivität unter Verwendung eines synthetischen Substrates
S-2444 liegt der optimale pH-Wert im Bereich von etwa 8
bis 9. Im Falle hochmolekulargewichtiger Urokinase, die
durch Umsetzung mit Momomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-
dichlor-1,3,5-triazin mit einem mittleren Molekulargewicht
von 5000 bei pH 7,0 und bei einer Temperatur von
0°C während 3 h unter Verwendung einer Konzentration des
letzteren Reaktanten von 4,0 mM (nachfolgend abgekürzt
als PEG-DCT-UK) modifiziert wurde, beträgt der optimale
pH, gemessen als Amidase-Aktivität, 8,2, wie in Fig. 1 gezeigt.
Der optimale pH von niedermolekulargewichtiger
Urokinase, die unter den gleichen Bedingungen modifiziert
wurde (nachfolgend als PEG-DCT-L-UK bezeichnet),
beträgt, gemessen als Amidase-Aktivität, 8,2, wie in
Fig. 2 gezeigt.
Die erfindungsgemäßen, neuen Urokinase-Derivate besitzen
eine extrem gesteigerte Stabilität, verglichen mit unmodifizierter
Urokinase. Beispielsweise zeigt Fig. 3 die
Ergebnisse der Rest-Urokinase-Aktivität, wie sie erhalten
wurden im Verlauf der Zeit, wenn Urokinase mit einer Ringer-
Lösung oder einer physiologischen Lösung auf eine
solche Konzentration verdünnt wurde, wie sie bei Verabreichung
in Tropfenform für klinische Anwendung verwendet
wird, und dann bei Raumtemperatur stehengelassen
wurde. Als Ergebnis hat sich gezeigt, daß PEG-DCT-UK,
gelöst in der Ringer-Lösung bei einer Konzentration von
105,3 IE/ml, eine Aktivität von 73,4% selbst 6 h nach Beginn
des Versuchs beibehält. Weiterhin behält PEG-DCT-UK
eine anfängliche Aktiviät von 79,4% in der physiologischen
Salzlösung bei. Andererseits behält unmodifizierte
Urokinase, gelöst in einer Ringer-Lösung bei einer Konzentration
von 76,1 IE/ml, nur 33,3% ihrer anfänglichen
Aktivität selbst nach 2 h bei. In einer physiologischen
Salzlösung beträgt die Restaktivität nur 26,3%.
Fig. 4 zeigt die Ergebnisse, die erhalten werden durch
Vergleichen der Stabilität von PEG-DCT-L-UK und unmodifizierter,
niedermolekulargewichtiger Urokinase im Verlauf
des Einfrierens und der anschließenden Auftaubehandlung.
Die Ergebnisse bestätigen, daß die vorzügliche Stabilität
von PEG-DCT-L-UK selbst unter solchen Bedingungen
erreicht wird.
Des weiteren besitzen die erfindungsgemäßen, neuen Urokinase-
Derivate verlängerte Urokinase-Aktivitäten im Blut,
verglichen mit unmodifizierter Urokinase. Die Wirksamkeit
von Urokinase wurde beispielsweise erforscht durch Verabreichung
von 8000 IE/kg von sowohl PEG-DCT-UK als auch
unmodifizierter Urokinase an gesunde Kaninchen durch
intravenöse Einspritzung, periodische Blutprobenentnahme
vor der Dosierung und nach Ablauf von 4 h sowie Messen
der Mengen des in dem citratierten Plasma vorhandenen
Plasmin-Inhibitors und Plasminogens. Die Ergebnisse sind
in den Fig. 5, 6 und 7 gezeigt. Diese Ergebnisse bestätigen,
daß PEG-DCT-UK bis zu einem wesentlichen Ausmaß die
biochemischen Parameter, wie Plasmin-Inhibitor und Plasminogen,
ändert und diese Parameter bei erniedrigten Werten
über eine ausgedehnte Zeitspanne beibehält, verglichen
mit unmodifizierter Urokinase.
Die erfindungsgemäßen, neuen Urokinase-Derivate sind daher
ausgezeichnete Plasminogen-Aktivatoren, die unter
Beibehaltung der Plasminogen-aktivierenden Fähigkeit, wie
bei unmodifizierter Urokinase der Fall, die Nachteile
von Urokinase, wie geringe Stabilität und kurze Halbwertszeit
im Blut, überwunden haben.
Die erfindungsgemäßen, neuen Urokinase-Derivate können
als pharmazeutische Produkte für die Behandlung einer
Reihe von Krankheiten verwendet werden, die sich herleiten
aus der übermäßigen Koagulierbarkeit bzw. Gerinnungsfähigkeit
des Bluts, wie arterielle und venöse Thrombosen,
Kranzarteriengerinnung, Myocardinfarkt, Intracerebralinfarkt,
Lungenembolie, Nephritis und dgl. Diese Urokinase-
Derivate können geeigneterweise durch intravenöse
Einspritzung oder Tropfen oder auf oralem Weg verabreicht
werden. Die intravenöse Einspritzung ist besonders bevorzugt.
Als dosisgerechte Form ist insbesondere eine lyophilisierte
Form geeignet. Bei Bereitstellung entweder in
reinem Zustand oder mit einem physiologischen Salz, wie
einem Salz einer Ringer-Lösung, oder Natriumchlorid, können
die lyophilisierten Produkte für klinische Anwendung
durch Auflösen mit sterilem, destilliertem Wasser oder
weiterer Verdünnung mit sterilem, destilliertem Wasser,
um deren osmotischen Druck vor der eigentlichen Verwendung
einzustellen, eingesetzt werden. Da die erfindungsgemäßen,
neuen Urokinase-Derivate stabil sind, benötigen
sie keinen Stabilisator, wie Albumin. Die Zugabe eines
solchen Stabilisators verursacht jedoch keinerlei Probleme
oder Unannehmlichkeiten. Beim Unterziehen der neuen
Urokinase-Derivate einer Lyophilisierung kann ebenfalls
ein Träger zugesetzt werden.
Die vorliegende Erfindung wurde vorstehend im allgemeinen
beschrieben. Die Erfindung wird im einzelnen unter Bezugnahme
auf die folgenden Beispiele näher erläutert, ohne jedoch
darauf beschränkt zu sein. Die Modifizierungsbehandlung
kann in jeder der Herstellungsstufen des Plasminogen-
Aktivators ausgeführt werden.
Polyäthylenglykolmonomethyläther mit einem durchschnittlichen
Molekulargewicht von 5000 (25,0 g; 0,05 Mol) wurde
unter Erwärmen in 200 ml trockenem Benzol gelöst. Nach
Abkühlen der resultierenden Lösung auf Zimmertemperatur
wurden 5,0 g wasserfreies Natriumcarbonat und 2,75 g
(0,015 Mol) Cyanursäurechlorid zugegeben und die Mischung
wurde über Nacht bei Raumtemperatur gerührt. Nach Vervollständigung
der Umsetzung wurde die Reaktionsmischung
filtriert und das Filtrat mit 600 ml Petroläther versetzt.
Das erhaltene Präzipitat wurde durch Saugfiltration
gesammelt und mit einer geringen Menge Petroläther
gewaschen. Der Niederschlag wurde durch dreimaliges Ausfällen
aus trockenem Benzol und Petroläther gereinigt,
um überschüssiges Cyanursäurechlorid zu entfernen, wobei
in stöchiometrischen Mengen Monomethyläther-polyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin als weißes Pulver
erhalten wurde. Das Produkt zeigte nach der Hydrolysierung
die qualitativen Reaktionseigenschaften von Chlorionen
(AgNO₃).
In ähnlicher Weise wurden Polyäthylenglykol-monomethyläther
mit durchschnittlichen Molekulargewichten von 550,
700, 2000 bzw. 20 000 jeweils mit Cyanursäurechlorid
umgesetzt, um stöchiometrische Mengen an Monomethylätherpolyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazinen mit
den entsprechenden durchschnittlichen Molekulargewichten
zu erhalten.
Polyäthylenglykol-monomethyläther mit einem Durchschnittsmolekulargewicht
von 10 000 (25,0 g; 0,025 Mol) wurde
unter Erwärmen in 200 ml trockenem Benzol aufgenommen.
Nach Abkühlen der resultierenden Lösung wurden 2,5 g
wasserfreies Natriumcarbonat und 1,38 g (0,0075 Mol)
Cyanursäurechlorid zugesetzt. Die resultierende Mischung
wurde über Nacht bei 33°C gerührt. Nach Beendigung der
Umsetzung wurden nichtgelöste Bestandteile abfiltriert.
Das Filtrat wurde mit etwa 600 ml n-Hexan versetzt, um
eine Ausfällung einzuleiten. 100 ml trockenes Benzol wurden
dem Präzipitat zugesetzt, das dann erwärmt und gelöst
wurde. Dann wurden 500 ml n-Hexan zur Einleitung der
Ausfällung zugesetzt. Dieses Verfahren wurde dreimal wiederholt.
Das so erhaltene Präzipitat wurde über Nacht bei
50°C im Vakuum getrocknet, wobei stöchiometrische Mengen
an Monomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-triazin
(Durchschnittsmolekulargewicht des Polyäthylenglykol-
Anteils=10 000) als weißes Pulver erhalten wurden.
Auf ähnliche Weise wurde Polyäthylenglykol-monomethyläther
mit einem Durchschnittsmolekulargewicht von 15 000
mit Cyanursäurechlorid umgesetzt, wobei stöchiometrische
Mengen an Monomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-dichlor-
1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht des Polyäthylenglykol-
Anteils=15 000) erhalten wurden.
Polyäthylenglykol-monostearyläther mit einem Durchschnittsmolekulargewicht
von 3200 (16,0 g; 0,005 Mol)
wurde in 200 ml trockenem Benzol aufgelöst. Anschließend
wurden 5,0 g wasserfreies Natriumcarbonat und 2,75 g
(0,015 Mol) Cyanursäurechlorid unter Rühren zugegeben.
Das resultierende Gemisch wurde über Nacht bei Raumtemperatur
gerührt. Nach Vervollständigung der Umsetzung
wurden ungelöste Bestandteile durch Filtration entfernt.
Das Filtrat wurde mit etwa 600 ml n-Hexan zur Einleitung
der erneuten Ausfällung versetzt. 100 ml trockenes Benzol
wurde dem Präzipitat zugesetzt, um das letztere aufzulösen.
500 ml n-Hexan wurden zur Einleitung der erneuten
Ausfällung zugegeben. Dieses Verfahren wurde dreimal
wiederholt, wobei stöchiometrische Mengen an Monostearyläther-
polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils=
3200) als weißes Pulver erhalten wurden.
Polyäthylenglykol mit einem Durchschnittsmolekulargewicht
von 6000 (33,6 g) wurde unter Erwärmen in 150 ml
trockenem Benzol aufgelöst. Nach Abkühlen der resultierenden
Lösung wurden 1,6 g wasserfreies Natriumcarbonat
und 0,74 g Cyanursäurechlorid zugesetzt und das resultierende
Gemisch über Nacht bei Raumtemperatur gerührt. Anschließend
gab man 1,0 ml Wasser zu, rührte das Gemisch
6 h bei Raumtemperatur und dann über Nacht bei 40°C.
Ungelöste Bestandteile wurden durch Zentrifugieren
(2000 U/min; 10 min) entfernt, und der überstehende Teil
wurde der Kondensation unter vermindertem Druck unterzogen.
Der Rückstand wurde unter Erwärmen in trockenem
Benzol aufgenommen und das Lösungsmittel anschließend
abgedampft. Dieses Verfahren wurde zweimal wiederholt.
Der Rückstand wurde unter vermindertem Druck getrocknet,
wobei man Polyäthylenglykol-4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-
triazin erhielt (Durchschnittsmolekulargewicht des Polyäthylenglykol-
Anteils=6000).
Polyäthylenglykole mit unterschiedlichen Durchschnittsmolekulargewichten
von 1000 und 4000 wurden jeweils auf
gleiche Weise wie oben mit Cyanursäurechlorid und Wasser
umgesetzt, was zur stöchiometrischen Bildung von Polyäthylenglykol-
4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazinen mit ihren
korrespondierenden Durchschnittsmolekulargewichten führte.
Polyäthylenglykol-monostearat mit einem Durchschnittsmolekulargewicht
von 2700 (6,765 g) wurde in 100 ml wasserfreiem
Benzol aufgelöst und anschließend mit 2,5 g wasserfreiem
Natriumcarbonat versetzt. Unter Rühren der resultierenden
Mischung wurden weiterhin 1,38 g Cyanursäurechlorid
zugegeben. Die entstehende Mischung wurde über
Nacht bei Raumtemperatur gerührt und dann filtriert. Das
Filtrat wurde unter verringertem Druck konzentriert, wobei
stöchiometrische Mengen an Stearoylpolyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils=2700) erhalten wurden,
und zwar in Form einer weißen, wachsartigen Substanz.
Polypropylenglykol mit einem Durchschnittsmolekulargewicht
von 1000 (4,0 g) wurde in 50 ml wasserfreiem Benzol
aufgenommen und anschließend mit 1,27 g wasserfreiem
Natriumcarbonat versetzt. Unter Rühren wurden weiterhin
0,552 g Cyanursäurechlorid zugesetzt. Nach dem Rühren der
resultierenden Mischung über Nacht bei Zimmertemperatur
setzte man 1 ml Wasser zu. Das Gemisch wurde weitere 6 h
bei Raumtemperatur gerührt. Das Reaktionsgemisch wurde
filtriert und das Filtrat unter verringertem Druck konzentriert.
Der Rückstand wurde mit wasserfreiem Benzol
und wasserfreiem Natriumsulfat versetzt. Die Mischung
wurde anschließend 10 min bei Zimmertemperatur gerührt.
Nach Filtration der Mischung wurde das Lösungsmittel
von dem Filtrat abgedampft. Der Rückstand wurde unter
verringertem Druck getrocknet, wobei man stöchiometrische
Mengen an Polypropylenglykol-4-chlor-6-hydroxy-
1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht des Polypropylenglykol-
Anteils=1000) in Form eines farblosen,
viskosen Öls erhielt.
Nach der oben beschriebenen Arbeitsweise erhielt man ein
Polypropylenglykol-4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazin
(Durchschnittsmolekulargewicht des Polypropylenglykol-
Anteils=4000) sowie ein weiteres Polypropylenglykol-
4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polypropylenglykol-Anteils=10 000).
Die in den obigen Beispielen verwendeten Polypropylenglykole
waren vom geradkettigen Typ, nämlich solche der
Formel HO[Ch(CH₃)CH₂O] n H.
Gemäß dem Verfahren des Beispiels 1 wurde Polypropylenglykol-
4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polypropylenglykol-Anteils=4000)
in stöchiometrischen Mengen als weiße Substanz aus Polypropylenglykol
mit einem Durchschnittsmolekulargewicht
von 4000 (8,0 g), 80 ml wasserfreiem Benzol, 0,636 g
wasserfreiem Natriumcarbonat und 0,368 g Cyanursäurechlorid
erhalten.
Das in diesem Beispiel verwendete Polypropylenglykol war
vom verzweigtkettigen Typ, nämlich ein solches der Formel
CH₃CH₂C[[CH₂O[CH₂CH(CH₃)O] n H]]₃.
Ferner wurde unter Verwendung eines Polypropylenglykols
der Formel
und mit einem Durchschnittsmolekulargewicht von 3000 ein
Polypropylenglykol-4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polypropylenglykol-Anteils=3000)
erhalten.
Polyäthylenglykol-monomethyläther mit einem Durchschnittsmolekulargewicht
von 5000 (13,3 g; 0,0027 Mol)
wurde unter Stickstoff in 400 ml wasserfreiem Tetrahydrofuran
aufgenommen. Eine kleine Menge Diphenylessigsäure
wurde als Indikator zugegeben und n-Butyllithium
unter Kühlen mit Eis zugetropft, bis die Reaktionslösung
in schwaches Gelb umschlug. Danach wurden 5 ml (0,047 Mol)
Äthylchloracetat bei Raumtemperatur zugetropft, die
resultierende Lösung über Nacht gerührt und dann 1 h
unter Rückfluß gehalten. Nach Vervollständigung der Umsetzung
wurde das Lösungsmittel unter reduziertem Druck
abgetrieben und der Rückstand in 200 ml wäßrigem Aceton
aufgenommen. Die resultierende Lösung wurde mit Holzkohle
(Aktivkohle) behandelt. Nach Filtration und anschließender
Konzentration des Filtrats wurde Benzol zugesetzt.
Nach Entfernung des Wassers durch azeotrope Destillation
wurde der Rückstand erneut aus Benzol und n-
Hexan ausgefällt, um ein gelbliches Pulver zu erhalten.
Das so erhaltene Pulver wurde in 150 ml Methanol gelöst
und dann mit 15 ml Hydrazinhydrat versetzt. Die Mischung
wurde über Nacht unter Rückflußbedingungen erhitzt. Nach
Abtreiben des Lösungsmittels unter verringertem Druck
wurden 150 ml Wasser zugegeben und überschüssiges
Hydrazin durch azeotrope Destillation entfernt. Im Rückstand
verbleibendes Wasser wurde zusammen mit Benzol
azeotropisch entfernt. Der Rückstand wurde erneut in Benzol
gelöst und mit wasserfreiem Natriumsulfat getrocknet.
Anschließend wurde das Lösungsmittel abgetrieben und der
Rückstand in warmem Benzol gelöst. Die Benzollösung wurde
mit Aktivkohle behandelt und dann konzentriert. Das Reaktionsprodukt
wurde zweimal aus Benzol und n-Hexan
ausgefällt, mit Aktivkohle erneut behandelt, mit Silikagel
behandelt und dann erneut aus Benzol und n-Hexan ausgefällt,
wobei Monomethyläther-polyäthylenglykol-methoxycarbohydrazid
als weißes Pulver erhalten wurde. Auf
gleiche Weise wurde eine Vielzahl von Hydraziden unter
Verwendung von Polyäthylenglykol-monomethyläthern mit
Durchschnittsmolekulargewichten von 550, 700, 2000,
10 000, 15 000 bzw. 20 000 als Ausgangsmaterialien erhalten.
Ein 0,1 M Phosphatpuffer mit pH 7,0 (2,0 ml) wurde unter
Kühlen mit Eis zu 0,61 ml einer Urokinaselösung (Molekulargewicht
=54 000; 66 300 IE/ml) gegeben. Danach
wurde Monomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-dichlor-
1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht des Polyäthylenglykol-
Anteils=5000) in einer solchen Menge zugesetzt,
daß die Konzentration des Triazins auf 4 mM gebracht
wurde. Die Mischung wurde 3 h unter Eiskühlung
umgesetzt. Nach Vervollständigung der Umsetzung wurde
die Reaktionslösung in eine Dialyseröhre überführt und
überschüssiges Triazinderivat durch Dialyse entfernt.
Die Dialyse wurde 3 h unter Eiskühlung gegebenüber 0,1 M
Phosphatpuffer (pH 7,2) und dann eine weitere Stunde
gegenüber physiologischer Salzlösung ausgeführt. Der Inhalt
der Röhre wurde dann auf 40 ml aufgefüllt und in gefrorenem
Zustand bei -80°C gelagert. Die Urokinase-
Aktivität der so erhaltenen, Monomethyläther-polyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin-modifizierten Urokinase
(PEG-DCT-UK) wurde mittels des Fibrin-Platten-Verfahrens
mit 4550 IE/ml bestimmt. Somit betrug die Gesamtaktivität
18 200 IE. Da die Aktivität der Ausgangs-Urokinase
40 443 IE betrug, war ein Aktivitätsverlust von 55%
festzustellen.
Das obige Verfahren wurde mit der Ausnahme wiederholt, daß
das Monomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-
triazin (Durchschnittsmolekulargewicht des Polyäthylenglykol-
Anteils=5000) durch Monomethyläther-polyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils=550, 700 bzw.
2000) ersetzt wurde, wobei modifizierte Urokinasen mit
Urokinase-Aktivitäten von 9800, 10 000 und 6500 IE/ml,
wie durch das Fibrin-Platten-Verfahren bestimmt, erhalten
wurden.
Ein 0,1 M Phosphatpuffer von pH 7,0 (4,7 ml) wurde unter
Eiskühlung zu 0,2 ml einer niedermolekulargewichtigen
Urokinaselösung (Molekulargewicht=33 000; 567 828 IE/
ml) gegeben. Anschließend wurde Monomethyläther-polyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils=5000) in
solcher Menge zugesetzt, daß die Konzentration des Triazinderivats
auf 4 mM eingestellt wurde. Die Mischung
wurde 3 h unter Eiskühlung umgesetzt. Nach Vervollständigung
der Reaktion wurde die Reaktionslösung in eine
Dialyseröhre überführt und überschüssiges Triazinderivat
durch Dialyse entfernt. Die Dialyse wurde 3 h unter Eiskühlung
gegenüber einem 0,1 M Phosphatpuffer (pH 7,2) und
dann eine weitere Stunde gegenüber physiologischer Salzlösung
durchgeführt. Nach der Dialyse wurde der Inhalt
auf 8 ml aufgefüllt und in gefrorenem Zustand bei -80°C
gelagert. Die Urokinase-Aktivität der so erhaltenen
Monomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-
triazin-modifizierten, niedermolekulargewichtigen Urokinase
(PEG-DCT-L-UK) wurde mittels des Fibrin-Platten-Verfahrens
mit 10 300 IE/ml bestimmt. Somit betrug die Gesamtaktivität
82 400 IE. Da die Aktivität der Ausgangs-
Urokinase 113 566 IE betrug, war ein Aktivitätsverlust
von 27,4% festzustellen.
Das Verfahren des Beispiels 9 wurde mit der Ausnahme wiederholt,
daß die Konzentration des jeweiligen Monomethyläther-
polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-triazins zu
0,4 mM geändert wurde. Man erhielt (mit Modifizierungsgraden,
die sich von den in Beispiel 9 erhaltenen
unterschieden) Monomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-
dichlor-1,3,5-triazin-modifizierte Urokinase (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils=
550, 700, 2000 bzw. 5000). Die Urokinase-Aktivitäten
betrugen 8670, 8900, 6770 und 8670 IE/ml, bestimmt mittels
des Fibrin-Platten-Verfahrens.
(1) Zu 200 mg des in Beispiel 8 hergestellten Monomethyläther-
polyäthylenglykol-methoxycarbohydrazids
(Durchschnittsmolekulargewicht des Polyäthylenglykol-Anteils=5000)
gab man unter Eiskühlung 2 ml 1 N Salzsäure
und dann 1 ml einer 0,008 N wäßrigen Natriumnitritlösung.
Das resultierende Gemisch wurde 20 min bei Raumtemperatur
gerührt, und dann gab man weiterhin 2 ml einer 1 N
wäßrigen Natriumhydroxidlösung zur Neutralisation der Mischung
zu. Die resultierende Lösung des Monomethyläther-polyäthylenglykol-
carboxymethylazids wurde bei 0°C gelagert.
(2) Ein 0,1 M Phosphatpuffer mit pH 8,0 (3,656 ml)
wurde zu 1 ml einer Urokinaselösung (Molekulargewicht=33 000;
45 600 IE/ml) gegeben. Anschließend wurden
0,435 ml der gemäß dem obigen Verfahren (1) hergestellten
Monomethyläther-polyäthylenglykol-carbomethylazid-Lösung
unter schwachem Rühren zugesetzt. Die Mischung wurde 2 h
bei Raumtemperatur umgesetzt. Die resultierende Reaktionslösung
wurde dann in eine Dialyseröhre überführt
und 4 h unter Eiskühlung gegenüber einem 0,1 M Phosphatpuffer
(pH 7,2) dialysiert. Der Inhalt wurde auf 8 ml
aufgefüllt. Die resultierende Lösung wurde in geforenem
Zustand bei -80°C gelagert. Die Urokinase-Aktivität der
so erhaltenen Monomethyläther-polyäthylenglykol-carbomethylazid-
modifizierten Urokinase wurde mittels des
Fibrin-Platten-Verfahrens mit 7300 IE/ml bestimmt. Verglichen
mit nichtmodifizierter Urokinase wurde eine Aktivitätszunahme
von 28% festgestellt.
Zu 0,61 ml einer Urokinaselösung (Molekulargewicht=54 000;
101 167 IE/ml) gab man unter Eiskühlung 0,1 M
Phosphatpuffer von pH 7,0 (2,0 ml) und dann unter schwachem
Rühren Monomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-dichlor-
1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht des
Polyäthylenglykol-Anteils=10 000). Das Triazinderivat
wurde in solcher Menge zugsetzt, daß die Konzentration
auf 0,1 mM eingestellt wurde. Die Mischung wurde 3 h unter
Eiskühlung umgesetzt. Nach Beendigung der Reaktion
wurde die Reaktionslösung in eine Dialyseröhre überführt
und überschüssiges Triazinderivat durch Dialyse entfernt.
Die Dialyse wurde 3 h unter Eiskühlung gegenüber
einem 0,1 M Phosphorsäure-Puffer, versetzt mit 0,035%
(Vol/Vol) Äthylamin (pH 8,0), und dann weitere 2 h gegenüber
einem 0,1 M Phosphatpuffer (pH 7,2) durchgeführt.
Der Inhalt wurde mit 3% (Gew./Vol.) Rinderserumalbumin
(0,1 ml) versetzt und dann mit einem 0,1 M Phosphatpuffer
(pH 7,0) auf 4,0 ml aufgefüllt. Die resultierende
Lösung wurde in gefrorenem Zustand bei -80°C gelagert.
Die Aktivität der so erhaltenen, Monomethyläther-Polyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin-modifizierten Urokinase
wurde gemäß dem Fibrin-Platten-Verfahren mit 10 028 IE/ml
bestimmt. Somit betrug die Gesamtaktivität 40 112 IE
und der Aktivitätsverlust 35%. Ähnliche, modifizierte
Urokinasen wurden durch Änderung der Konzentration an
Monomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-
triazin (Durchschnittsmolekulargewicht des Polyäthylenglykol-
Anteils=10 000) auf 0,4 bzw. 1,0 mM erhalten.
Deren Urokinase-Aktivitäten betrugen 8794 und 6634 IE/ml.
Außerdem wurden Monomethyläther-polyäthylenglykol-4,6-
dichlor-1,3,5-triazin (Durchschnittsmolekulargewicht des
Polyäthylenglykol-Anteils=15 000) und Urokinase auf
ähnliche Weise umgesetzt, wobei Monomethyläther-polyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin-modifizierte Urokinase
(Durchschnittsmolekulargewicht des Polyäthylenglykol-
Anteils=15 000) erhalten wurde. Die Aktivitäten der
modifizierten, durch Änderung der Konzentrationen der Triazinderivate
zu 0,1, 0,4 und 1,0 mM erhaltenen Urokinasen
betrugen 11 388, 8580 bzw. 7176 IE/ml.
Zu 0,2 ml einer Urokinaselösung (Molekulargewicht=54 000;
101 167 IE/ml) gab man unter Eiskühlung 0,66 ml
eines 0,1 M Phosphatpuffers (pH 7,0) und danach Monostearyl-
polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-triazin
(Durchschnittsmolekulargewicht des Polyäthylenglykol-
Anteils=3200). Das Triazinderivat wurde in solcher
Menge zugesetzt, daß die Konzentration auf 2 mM eingestellt
wurde. Die Mischung wurde 3 h unter Eiskühlung
umgesetzt. Nach Beendigung der Umsetzung wurde die Reaktionslösung
in eine Dialyseröhre überführt und der Dialyse
zur Entfernung überschüssigen Triazinderivats unterzogen.
Die Dialyse wurde 4 h unter Eiskühlung gegenüber
einem 0,1 M Phosphatpuffer (pH 7,2) durchgeführt. Der Inhalt
wurde mit 0,1 ml einer 3,0%igen wäßrigen Lösung von
Rinderserumalbumin versetzt und dann mit einem 0,1 M
Phosphatpuffer (pH 7,0) auf 4,0 ml eingestellt. Die resultierende
Lösung wurde in gefrorenem Zustand bei -80°C
gelagert. Die Urokinase-Aktivität der so hergestellten,
Monostearyläther-polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-
triazin-modifizierten Urokinase (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils=3200) wurde
mittels des Fibrin-Platten-Verfahrens mit 2826 IE/ml bestimmt.
Da die Gesamtaktivität 11 304 IE betrug, lag
die Aktivität bei 55,9%, verglichen mit der der Ausgangs-
Urokinase. Die Aktivitäten der modifizierten Urokinasen,
die durch Änderung der Konzentration an Monostearyläther-
polyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-triazin zu
4, 6 bzw. 8 mM erhalten wurden, betrugen 2351, 1430 und
1059 IE/ml.
Zu 1 ml einer Urokinaselösung (Molekulargewicht=
54 000; 45 600 IE/ml) gab man unter Eiskühlung 4,0 ml
eines 0,05 M Phosphatpuffers (pH 9,2) und anschließend
2,34 mg Polyäthylenglykol-4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazin.
Das durchschnittliche Molekulargewicht des Polyäthylenglykol-
Anteils des Triazinderivats lag bei 6000.
Die Mischung wurde 3 h unter Eiskühlung umgesetzt. Nach
Vervollständigung der Umsetzung wurde die Reaktionslösung
in eine Dialyseröhre überführt und überschüssiges
Triazinderivat durch Dialyse entfernt. Die Dialyse wurde
1 h unter Eiskühlung gegenüber einem 0,05 M Phosphatpuffer
(pH 9,2) und dann weitere 3 h gegenüber einem 0,1 M
Phosphatpuffer (pH 7,2) durchgeführt. Der Inhalt wurde
mit einem 0,1 M Phosphatpuffer (pH 7,2) auf 8,0 ml aufgefüllt.
Die resultierende Lösung wurde in gefrorenem
Zustand bei -80°C gelagert. Die Urokinase-Aktivität der
so erhaltenen, mit Polyäthylenglykol-4-chlor-6-hydroxy-
1,3,5-triazin modifizierten Urokinase (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils=6000)
wurde mittels des Fibrin-Platten-Verfahrens mit 460 IE/
ml bestimmt.
Auf ähnliche Weise wurden andere Polyäthylenglykol-4-
chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazin-modifizierte Urokinasen
(Durchschnittsmolekulargewicht der Polyäthylenglykol-
Anteile=4000 bzw. 1000) erhalten.
Zu 0,5 ml einer Urokinaselösung (Molekulargewicht=
54 000; 101 167 IE/ml) gab man unter Eiskühlung 1,5 ml
eines 0,1 M Phosphatpuffers (pH 7,0) und dann 0,05 ml
einer Dioxanlösung von Stearoylpolyäthylenglykol-4,6-
dichlor-1,3,5-triazin (270 mg/ml) (Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils=2700). Die
Mischung wurde 3 h unter Eiskühlung umgesetzt. Nach Beendigung
der Umsetzung wurde die Reaktionslösung in eine
Dialyseröhre überführt und zur Entfernung überschüssigen
Triazinderivats der Dialyse unterzogen. Die Dialyse
wurde 4 h unter Eiskühlung gegenüber einem 0,1 M Phosphatpuffer
(pH 7,2) durchgeführt. Der Inhalt wurde mit
einem Phosphatpuffer auf 5 ml aufgefüllt. Die resultierende
Lösung wurde in gefrorenem Zustand bei -80°C gelagert.
Als Ergebnis der Urokinase-Aktivitätsbestimmung mittels
des Fibrin-Platten-Verfahrens wurde festgestellt, daß die
so erhaltene Stearoylpolyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-
triazin-modifizierte Urokinase eine Aktivität von 106%
im Vergleich zu der der Ausgangs-Urokinase hatte.
Andere Stearoylpolyäthylenglykol-4,6-dichlor-1,3,5-triazin-
modifizierte Urokinasen mit unterschiedlichen Modifizierungsgraden
wurden durch Umsetzung mit Urokinase unter
Verwendung einer Dioxanlösung von Stearoylpolyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin (270 mg/ml) in Mengen
von 0,1 bzw. 0,2 ml erhalten. Das Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils des Triazinderivats
betrug 2700. Die so hergestellten,
modifizierten Urokinasen besaßen Aktivitäten von 106 und
101% im Vergleich zu derjenigen der Ausgangs-Urokinase.
Zu 0,5 ml einer Urokinaselösung (Molekulargewicht=
54 000; 101 167 IE/ml) gab man unter Eiskühlung 1,5 ml
eines 0,1 M Phosphatpuffers (pH 7,0) und anschließend
0,05 ml einer Dioxanlösung des Polypropylenglykol-4-
chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazins (100 mg/ml), erhalten in
Beispiel 6. Das Durchschnittsmolekulargewicht des Polypropylenglykol-
Anteils des Triazinderivats betrug 1000.
Die Mischung wurde 3 h unter Eiskühlung umgesetzt. Nach
Vervollständigung der Umsetzung wurde die Reaktionslösung
in eine Dialyseröhre überführt und zur Entfernung überschüssigen
Triazinderivats der Dialyse unterzogen. Die
Dialyse wurde 4 h unter Eiskühlung gegenüber einem 0,1 M
Phosphatpuffer (pH 7,2) durchgeführt. Der Inhalt wurde
mit einem Phosphatpuffer auf 5 ml aufgefüllt und dann in
gefrorenem Zustand bei -80°C gelagert. Es wurde festgestellt,
daß die so erhaltene Polypropylenglykol-4-chlor-
6-hydroxy-1,3,5-triazin-modifizierte Urokinase eine Aktivität
von 96,4% gegenüber derjenigen der Ausgangs-Urokinase
(bestimmt nach dem Fibrin-Platten-Verfahren) beibehalten
hatte.
Andere Polypropylenglykol-4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazin-
modifizierte Urokinasen mit unterschiedlichen Modifizierungsgraden
wurden auf ähnliche Weise unter Verwendung
einer Dioxanlösung von Polypropylenglykol-4-chlor-6-
hydroxy-1,3,5-triazin (100 mg/ml) in Mengen von 0,1 bzw.
0,2 ml erhalten. Das Durchschnittsmolekulargewicht des
Polypropylenglykol-Anteils des Triazinderivats betrug
1000. Die modifizierten Urokinasen zeigten Aktivitäten
von 99,3 und 106,8% im Vergleich zu derjenigen der unmodifizierten
Ausgangs-Urokinase.
Polypropylenglykol-4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazin-modifizierte
Urokinasen mit unterschiedlichen Modifizierungsgraden
wurden in genau der gleichen Weise wie in Beispiel 3
unter Verwendung einer Dioxanlösung, enthaltend
400 mg/ml des in Beispiel 7 erhaltenen Polypropylenglykol-
4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazins, in Mengen von
0,05, 0,1 bzw. 0,2 ml erhalten. Das Durchschnittsmolekulargewicht
des Polyäthylenglykol-Anteils des Triazinderivats
betrug 4000. Mittels des Fibrin-Platten-Verfahrens
wurde festgestellt, daß ihre Urokinase-Aktivitäten 89,7,
100,0 und 98,9% im Vergleich mit derjenigen der Ausgangs-
Urokinase betrugen.
Gemäß Beispiel 9 erhaltene PEG-DCT-UK und unmodifizierte
Urokinase wurden jeweils mit physiologischer Salzlösung,
enthaltend 0,1% menschliches Albumin, verdünnt, um
zwei Lösungen von 167 IE/ml zu erhalten. Jede der Lösungen
wurde in Portionen von 0,3 ml geteilt, welche dann
mit 50 mM Tris-HCl-Puffern verschiedener pH-Werte (jeweils
1,0 ml) und dann mit einem synthetischen Substrat
S-2444 (pyrGlu-Gly-Arg-p-nitroanilid)
versetzt wurden. Die resultierenden
Mischungen wurden 10 min bei 37°C inkubiert. Die Reaktionen
wurden dann durch Zugabe von 30%iger Essigsäure
gestoppt. Deren Extinktion wurde bei 405 nm gemessen.
Daraus resultierte, daß die optimalen pH-Werte für PEG-
CDT-UK und unmodifizierte Urokinase 8,2 bzw. 8,5 betrugen,
gemessen als Amidase-Aktivität, bei Verwendung des
synthetischen Substrats S-2444. Die Ergebnisse sind in
Fig. 1 dargestellt.
Die optimalen pH-Werte für PEG-DCT-L-UK, erhalten gemäß
Beispiel 4, und für unmodifizierte, niedermolkulargewichtige
Urokinase wurden in ähnlicher Weise als Amidase-
Aktivität bestimmt und betrugen 8,2 bzw. 8,4. Die Ergebnisse
sind in Fig. 2 gezeigt.
Gemäß Beispiel 9 erhaltene PEG-DCT-UK wurde entweder mit
einer Ringer-Lösung oder einer physiologischen Salzlösung
auf eine Konzentration von 105,3 IE/ml verdünnt. Zum
Vergleich wurde ebenfalls unmodifizierte Urokinase entweder
mit einer Ringer-Lösung oder einer physiologischen
Salzlösung auf eine Konzentration von 76,1 IE/ml verdünnt.
3,5 ml jeder der so verdünnten Lösungen wurden
6 h bei Raumtemperatur (27°C) stehengelassen. Die Rest-
Urokinaseaktivität wurde mittels des Fibrin-Platten-Verfahrens
periodisch gemessen, bis eine Zeit von 6 h verstrichen
war. Das Ausmaß des Aktivitätsverlustes der
erfindungsgemäßen, modifizierten Urokinase war weitaus
geringer als bei unmodifizierter Urokinase. Die Ergebnisse
sind in Fig. 3 gezeigt.
Gemäß Beispiel 10 erhaltene PEG-DCT-L-UK wurde mit
physiologischer Salzlösung auf eine Konzentration von
200 IE/ml verdünnt. Zum Vergleich wurde unmodifizierte,
niedermolekulargewichtige Urokinase mit physiologischer
Salzlösung auf eine Konzentration von 200 IE/ml verdünnt.
Jede der so verdünnten Lösungen wurde bei -80°C eingefroren
und anschließend bei Raumtemperatur aufgetaut.
Die Einfrier- und Auftaubehandlungen wurden 0-, 2-, 4- und
6mal wiederholt. Die Rest-Urokinaseaktivität wurde unter
Verwendung eines synthetischen Substrats S-2444
gemessen. Das Ausmaß
des Aktivitätsverlustes der erfindungsgemäßen, modifizierten
Urokinase war extrem niedrig, verglichen mit
unmodifizierter, niedermolekulargewichtiger Urokinase.
Die Ergebnisse sind in Fig. 4 gezeigt.
Acht gesunde, männliche Kaninchen (weiße Japaner) mit
einem jeweiligen Körpergewicht von 2,6 bis 3,1 kg wurden
in zwei Gruppen geteilt. Eine Gruppe wurde mit 8000 IE/
kg PEG-DCT-UK und die andere mit 8000 IE/kg unmodifizierter
Urokinase dosiert, jeweils über die Gehörvenen. Aus
den Gehörvenen wurden vor der Dosierung und bei einer
Zeit von 1, 2 und 4 h nach der Dosierung Blut gesammelt.
Die Blutproben wurden mit einer Natriumcitratlösung versetzt,
um Plasma abzutrennen. Nach Auswaschen der modifizierten
und unmodifizierten Urokinasen über 18 Tage
wurden die zwei Gruppen miteinander gekreuzt und ähnliche
Versuche ausgeführt, um Plasmaproben zu entnehmen. Ein
Teil der jeweiligen, so erhaltenen Plasmaproben wurde abgetrennt
und der Affinitäts-Säulenchromatographie unter
Verwendung von Lysin-Sepharose 4B unterzogen, wobei eine
Plasmin-Inhibitorfraktion (Fraktion F₁) und eine Plasmin-
und Plasminogen-Fraktion (Fraktion F₃) erhalten wurden.
Änderungen in der Menge an Plasmin-Inhibitor in der Fraktion
F₁ im Verlauf der Zeit wurden bestimmt durch Zugabe
von Plasmin zur Fraktion F₁ und Messen der Menge an restlichem
Plasmin, welches durch den Inhibitor nicht nachteilig
beeinflußt wurde, mit einem synthetischen Substrat
S-2251. Der Plasmin-
Inhibitor aus der PEG-DCT-UK-verabreichten Gruppe zeigte
scheinbare Abnahme und langsamere Regenerierung. In der
unmodifizierte Urokinase-verabreichten Gruppe war die
Abnahme des Plasmin-Inhibitors eher gering und seine
Änderungen im Verlauf der Zeit kamen nicht deutlich heraus.
Die Ergebnisse sind in Fig. 5 gezeigt.
Andererseits wurde die Menge an Plasminogen in der Fraktion
F₃ bestimmt durch Zugabe von Urokinase zur Fraktion
F₃, um Plasmin zu erzeugen, und Messen der Menge des so
erzeugten Plasmins mittels eines synthetisierten Substrats
S-2251. In der PEG-DCT-UK-verabreichten Gruppe verringerte
sich das Plasminogen nach 2 h auf etwa 50% und
regenerierte sich danach stufenweise. In der unmodifizierte
Urokinase-verabreichten Gruppe verringerte sich
das Plasminogen jedoch bis zu etwa 65% nach 1 h, nahm
jedoch nicht weiter ab. Es war eine Tendenz der Regenerierung
von Plasminogen selbst 2 h nach der Dosierung
zu beoachten. Die Ergebnisse sind in Fig. 6 gezeigt.
Weiterhin wurde ein Teil jedes Plasmas als Probe genommen
und mit einer Säure auf pH 5,2 behandelt, um so den darin
enthaltenen Inhibitor zu desaktivieren. Dann wurde neutralisiert
und die in dem säurebehandelten Plasma vorhandene
Menge an Plasminogen gemessen durch Zugabe von Urokinase
zu dem säurebehandelten Plasma, um Plasmin zu erzeugen,
und durch Messen der Menge des so erzeugten Plasmins unter
Verwendung eines synthetisierten Substrats S-2251. In
der PEG-DCT-UK-verabreichten Gruppe verringerte sich
das Plasminogen auf etwa 70% nach 2 h, zeigte jedoch
seine stufenweise Regenerierung danach. In der unmodifizierte
Urokinase-verabreichten Gruppe verringerte sich
jedoch die Menge an Plasminogen auf etwa 84% nach 1 h,
nahm jedoch nicht weiter ab. Danach nahm die Menge an
Plasminogen stufenweise zu. Die Ergebnisse sind ebenfalls
in Fig. 7 gezeigt. Nebenbei sie bemerkt, daß von
der Fraktion F₃ keine Plasminaktivität festgestellt wurde.
Die gemäß Beispiel 9 erhaltene PEG-DCT-UK-Lösung wurde
mittels eines Membranfilters
konzentriert und dann mit physiologischer Salzlösung
und einem 0,05 M Phosphatpuffer versetzt. Die resultierende
Mischung wurde unter Verwendung eines
Membranfilters keimfrei filtriert. Das Filtrat wurde
portionsweise in sterilisierte Ampullen gegossen und dann
lyophilisiert. Die fibrinolytische Aktivität des lyophilisierten
Produktes aus PEG-DCT-UK für die Herstellung
injizierbarer Formulierungen wurde mittels des Fibrin-
Platten-Verfahrens mit 57 000 IE/Ampulle bestimmt.
Die gemäß Beispiel 9 erhaltene PEG-DCT-UK-Lösung wurde
mittels eines Membranfilters
konzentriert und dann mit physiologischer Salzlösung
versetzt. Die resultierende Mischung wurde unter
Verwendung eines Membranfilters keimfrei filtriert. Das
Filtrat wurde portionsweise in sterilisierte Ampullen gegossen
und dann lyophilisiert. Die fibrinolytische Aktivität
des so erhaltenen, lyophilisierten Produktes von
PEG-DCT-UK, das für die Herstellung injizierbarer Formulierungen
geeignet ist, wurde mittels des Fibrin-Platten-
Verfahrens mit 67 000 IE/Ampulle bestimmt.
Claims (12)
1. Derivat eines vom Menschen stammenden, nichtimmunisierenden
Plasminogen-Aktivators, dadurch
gekennzeichnet, daß es mindestens ein Polyalkylenglykol,
das mit mindestens einem Kupplungsmittel an Aminosäure-
Seitenketten des Plasminogen-Aktivators gebunden ist,
umfaßt, wobei das Polyalkylenglykol ein Molekulargewicht
im Bereich von 200 bis 20 000 besitzt und wahlweise eine
oder mehrere Alkyl- und/oder Alkanoylgruppen als
Substituentengruppen enthält.
2. Derivat nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
der Plasminogen-Aktivator Urokinase ist.
3. Derivat nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
das Polyalkylenglykol aus der Gruppe der Polyäthylen- und
Polypropylenglykol, welche wahlweise eine oder mehrere
Alkyl- und/oder Alkanoylgruppen als Substituentengruppen
enthalten können, gewählt ist.
4. Derivat nach Anspruch 1 oder 3, dadurch
gekennzeichnet, daß das Polyalkylenglykol ein
Polyäthylenglykol-monoalkyläther ist.
5. Derivat nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
das Polyalkylenglykol ein Molekulargewicht im Bereich
von 500 bis 10 000 besitzt.
6. Derivat nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
das Kupplungsmittel ein Cyanurhalogenid ist.
7. Derivat nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
der Plasminogen-Aktivator eine Monomethyläther-polyäthylenglykol-
4,6-dichlor-1,3,5-triazin-modifizierte
Urokinase ist, deren Polyäthylenglykol-Anteil ein
mittleres Molekulargewicht von 5000 besitzt.
8. Derivat nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß
der Plasminogen-Aktivator eine Polypropylenglykol-
4-chlor-6-hydroxy-1,3,5-triazin-modifizierte Urokinase
ist, deren Polypropylenglykol-Anteil ein mittleres
Molekulargewicht von 4000 besitzt.
9. Verfahren zur Herstellung eines Derivats nach
Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß man ein
gekuppeltes Produkt aus mindestens einem
Polyalkylenglykol und mindestens einem Kupplungsmittel
mit einem Plasminogen-Aktivator umsetzt, wobei das
Polyalkylenglykol ein Molekulargewicht im Bereich von
200 bis 20 000 besitzt und wahlweise eine oder mehrere
Alkyl- und/oder Alkanoylgruppen als Substituentengruppen
enthält.
10. Verfahren nach Anspruch 9, dadurch gekennzeichnet,
daß der Plasminogen-Aktivator Urokinase ist.
11. Verfahren nach Anspruch 9, dadurch gekennzeichnet,
daß das gekuppelte Produkt und der Plasminogen-Aktivator
bei einer Temperatur von 0°C bis Raumtemperatur, in
einer wäßrigen Lösung, wie einem Puffer, umgesetzt
werden, wobei der Aktivator nicht seine physiologische
Aktivität verliert.
12. Thrombolytisches Mittel, dadurch gekennzeichnet, daß
es ein Derivat eines vom Menschen stammenden nichtimmunisierenden
Plasminogen-Aktivators nach mindestens
einem der Ansprüche 1-8 umfaßt.
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