KR20170003916A

KR20170003916A - 세포외 기질로부터 유래한 최종 멸균된 하이드로겔의 제조 방법

Info

Publication number: KR20170003916A
Application number: KR1020167029056A
Authority: KR
Inventors: 스티븐 에프 바딜락; 크리스토퍼 리 덜스; 티모시 조셉 주니어 킨; 네일 조던 터너
Original assignee: 유니버시티 오브 피츠버그 - 오브 더 커먼웰쓰 시스템 오브 하이어 에듀케이션
Priority date: 2014-03-21
Filing date: 2015-03-20
Publication date: 2017-01-10
Also published as: EP3119448A4; KR102624370B1; CN111265719A; AU2015231110A1; US20190374683A1; JP2017511236A; KR20220124827A; IL247878B; US20220249742A1; US11413375B2; JP2020089741A; CN111265719B; AU2019203902B2; AU2015231110B2; AU2019203902A1; CA2943182A1; JP6681872B2; EP3698815B1; US20170173217A1; ES2806505T3

Abstract

세포 성장 지지체(cell growth scaffolds)로서 유용한, 멸균되고, 겔화되고, 가용화된 세포외 기질(ECM) 조성물을 제조하는 방법이 제공되었다. 조성물은 이식되기 전에 만들어질 수 있거나 조성물이 인-시츄(in situ) 방식으로 겔화되는 겔화 단계 전에 비-겔 형태(un-gelled form)로 환자에게 투여될 수 있다. 또한, 상기 방법에 따라 제조된 조성물 및 조성물의 용도가 제공되었다. 일 실시예에서, 안정화되고 겔화되고 가용화된 ECM이 ECM으로 세포의 체대 성장을 돕기 위해 및 환자에게 장치가 적용 및/또는 부착되도록 분산되는 무기 매트릭스(inorganic matrix)를 포함하는, 인공 보형물(prosthesis)과 같은 장치가 제공되었다.

Description

세포외 기질로부터 유래한 최종 멸균된 하이드로겔의 제조 방법{METHODS FOR PREPARATION OF A TERMINALLY STERILIZED HYDROGEL DERIVED FROM EXTRACELLULAR MATRIX}

관련 출원에 대한 상호 참조

본 출원은 참조에 의하여 여기에 통합된, 2014년 3월 21일에 출원된, 미국 가출원번호 61/968,716의 우선권을 주장한다.

세포외 기질-(extracellular matrix-, ECM-) 유래 겔(gels)의 멸균 방법이 본 명세서에 기술되었다.

(에틸렌 옥사이드(EtO) 가스, 감마선 조사(gamma irradiation) 또는 전자빔 방사선(electron beam radiation)에 노출된) 세포외 기질(ECM) 지지체를 최종 멸균하여, ECM 유래 하이드로겔의 형성을 억제하였다. 임상 전 연구 결과가 나왔으며, ECM 하이드로겔에 농축된 ECM 분해 산물(degradation products)의 현저한 이익을 계속 나타내었다. ECM 하이드로겔의 멸균 단계는 하이드로겔 산물의 임상적 번역(clinical translation) 및 광범위한 산업화 전에 제공되어야 한다.

여기에서, ECM 겔의 제조 방법 및 연관된 조성물이 기술되었다. 일반적으로, ECM 겔은 증해액(digest solution)을 제조하기 위해 산성 프로테아제(acid protease)로 최종 멸균된 ECM 물질을 분해하고, 중화시키며, 용액의 온도를 37℃까지 상승시킨 후 겔을 제조하지 않는다. 여기에서, 최종 멸균을 허용하며, 겔화를 반복할 수 있는, 문제점의 해결안을 기술하였다. 다중 분량의 고체 시트 형태로, EtO, 전자 빔 및 감마 방사선(gamma radiation)을 통해 최종 멸균된 ECM 지지체(ECM scaffolds)는 하이드로겔을 형성하지 않는다. 그러나, 시트부터 동결 건조된 ECM 분해물까지 멸균시키기 전 물질 형태의 변화가 하이드로겔을 형성하는데 도움이 되는 것을 여기에서 볼 수 있다. 예를 들어 및 제한하지 않고 하기의 예시에 나타낸대로, ECM 분해물을 냉동 건조(동결 건조)시키고, 에틸렌 옥사이드 가스에 노출시켜 건조된 분해물을 멸균시키며, 건조된 예비-겔(pre-gel)을 물에서 재구성하여, 중화되고 37℃에서 배양될 때, 재생가능하게 겔화되는 분해물을 형성하였다. 이로써, 그 밖에 수용된 방법론(예를 들어, 전자 빔 방사선, 감마 방사선, x-레이, 초임계 이산화탄소(super-critical carbon dioxide))에 의해 건조된 분해물을 최종 멸균하는 단계가 ECM 하이드로겔을 유사하게 형성하는 것이 예상되었다.

도 1은 대퇴골 임플란트(femoral implant)의 일 실시예의 도식도이다.
도 2는 손가락 인공 보형물의 일 실시예의 도식도이다.
도 3는 방광벽의 단면도이다(비율은 정확하지 않음). 상피 세포층(epithelial cell layer, A), 기저막(basement membrane, B), 기저막(tunica propria, C), 점막 근판(muscularis mucosa, D), 점막하조직(tunica submucosa, E), 외근육층(tunica muscularis externa, F), 장막(tunica serosa, G), 점막(tunica mucosa, H) 및 방광 내강(lumen of the bladder, L)으로 구성되었다.
도 4a는 동결 건조된 돼지 방광 매트릭스(urinary bladder matrix, UBM) 시트의 사진이다.
도 4b는 동결 건조된 돼지 방광 매트릭스(UBM) 분말의 사진이다.
도 4c는 UBM의 농도가 10 mg/ml인 펩신 증해액(pepsin-digested solution)의 사진이다.
도 4d는 UBM이 4 mg/ml 및 8 mg/ml인 겔의 사진이며, 4 mg/ml의 콜라겐 I의 겔은 비교군(D)에 나타내었다.
도 5는 UBM 및 Col I 겔의 겔-전기 영동(gel-electrophoresis) 결과를 나타내었다.
도 6a는 5,000X에서의 3 mg/ml UBM 겔의 주사 전자 현미경(scanning electron micrograph, SEM)이미지이다.
도 6b는 10,000X에서의 3 mg/ml UBM 겔의 주사 전자 현미경(scanning electron micrograph, SEM)이미지이다.
도 6c는 5,000X에서의 6 mg/ml UBM 겔의 주사 전자 현미경(scanning electron micrograph, SEM)이미지이다.
도 6d는 10,000X에서의 6 mg/ml UBM 겔의 주사 전자 현미경(scanning electron micrograph, SEM)이미지이다.
도 7a는 5,000X의 배율에서의 4 mg/ml Col I의 SEM 이미지이다.
도 7b는 5,000X의 배율에서의 4 mg/ml UBM 겔의 SEM 이미지이다.
도 8a는 분광 광도계를 이용해 겔화 동안 흡광도(absorbance)를 측정하여, Col I 및 UBM 겔의 탁도 겔화 역학(turbidimetric gelation kinetics)을 나타낸다. 측정된 흡광도 값의 결과가 표시되었다.
도 8b는 분광 광도계를 이용해 겔화 동안 흡광도(absorbance)를 측정하여, Col I 겔 및 UBM 겔의 탁도 겔화 역학을 나타낸다. t1/2(최대 탁도의 50%에 도달하는 시간), tlag(겔화 지체 시간) 및 S(겔화 속도)와 같은 동력학적 계수(kinetic parameters)를 측정하여, 표준 흡광도 값의 결과가 표시되었다.
도 9는 1 mg/ml 소장 점막하 조직(small intestine submucosa, SIS)의 탁도 겔화 역학을 나타내었다.
도 10는 UBM 겔의 겔화 동안 유동학을 측정하였으며, 여기에서 겔화는 길화 동안 일정한 진동수로 샘플의 진동 계수(oscillatory moduli)를 기계적으로 관찰하여 측정되었다. 3 mg/ml UBM 겔 및 6 mg/ml UBM 겔의 탄성 계수(elastic modulus, G') 및 점도 계수(viscosity modulus, G'')의 결과가 표시되었다.
도 11a는 LS(간 기질(liver stroma)) 및 SIS 겔의 겔화 동안 유동학을 측정한 결과이다. 겔화 역학은 5% 스트레인 및 1 rad/sec에서 측정되었다. 6 mg/mL에서의 LS, SIS 및 UBM 겔의 탄성 계수(G')의 결과가 표시되었다.
도 11b는 LS(간 기질(liver stroma)) 및 SIS 겔의 겔화 동안 유동학을 측정한 결과이다. 6 mg/ml에서 LS, UBM 및 SIS에 대하여, 각 진동수(angular frequency)의 함수로서 저장 계수(storage modulus, G')의 결과가 표시되었다.
도 12는 3 mg/ml Col I 겔, 3 mg/ml UBM 겔 및 6 mg/ml UBM 겔의 점성률(dynamic viscosity)에 관한 주파수 효과를 나타내었다.
도 13a는 섬유가 초음파 분해되지 않고 처리되는, UBM 겔이 투입된 다공성 티타늄 섬유의 디지털 사진이다. 축척 막대(Scale bars)는 2000㎛이다.
도 13b는 섬유가 초음파 처리되는, UBM 겔이 투입된 다공성 티타늄 섬유의 디지털 사진이다. 축척 막대(Scale bars)는 2000㎛이다.
도 14a는 섬유 메쉬(fiber mesh)에서 Ti6Al4V 와이어를 포함하는 다공성 금속 지지체의 SEM 이미지이다.
도 14b는 UBM 겔이 Ti6Al4V 와이어가 양쪽으로 코팅되는, 하이브리드 ECM/다공성 금속 지지체의 ESEM 이미지이다.
도 14c는 상업적으로 소결된 순수한 티타늄(CP Ti) 비즈(beads)를 포함하는 다공성 금속 지지체의 SEM 이미지이다.
도 14d는 초음파 처리한 후 하이브리드 ECM/다공성 금속 지지체 및 CP Ti 비즈의 ESEM 이미지를 나타낸다.
도 15는 하이드로겔을 형성한 다음 최종 멸균을 질적으로 관찰하였다. 멸균되지 않은 제어부와 비교하여, 하이드로겔을 형성한 다음 최종 멸균시키는 진피성(dermal) ECM의 능력은 금속성 고리 몰드(상단 이미지)가 제거된 후에 없어진다.
도 16a는 멸균되지 않은 동결 건조 예비-겔을 나타내었다.
도 16b는 HCL로 환원된, 멸균되지 않은 동결 건조 예비-겔을 나타내었다.
도 16c는 탈이온수로 환원된, 멸균되지 않은 동결 건조 예비-겔을 나타내었다.
도 16d는 EtO로 멸균되고 물 또는 HCl 둘 중 하나로 환원된, 동결 건조 예비-겔을 나타내었다. 도 16b~c와 비교하여, 멸균 후에 동결 건조 예비-겔이 HCl로 완전히 환원된 것을 나타내었다.
도 17는 하이드로겔을 형성하는, 동결 건조된 SIS-ECM 예비-겔의 멸균을 나타내었다.
도 18는 하이드로겔을 형성하는, 동결 건조된 UBM 예비-겔의 멸균을 나타내었다.
도 19a는 탈세포화된(decellularized) UBM의 다양한 멸균 방법을 비교하였다.
도 19b는 도 19a를 질적 비교 하였다.

별도로 표시한 경우를 제외하고, 본 출원서에 명시된 다양한 범위의 수치(numerical values)의 용도가 주어진 범위 내에 있는 최소값 및 최대값 앞에 용어 "대략(about)"이 붙는 것처럼 근사치로 명시되었다. 이 방식으로, 주어진 범위 이상 및 이하의 작은 변화는 범위 내에 값으로서 실질적으로 동일한 결과를 얻도록 이용될 수 있다. 또한, 별도로 표시한 경우를 제외하고, 범위의 개시는 최소값 및 최대값 사이의 모든 값을 포함하는 연속 범위에 있다. 여기에서 이용된 "a" 및 "an"은 하나 또는 그 이상을 의미한다.

여기에서 이용된 용어 "포함하는(comprising)"은 제한되지 않으며, "포함하는(including)", "포함하는(containing)" 또는 "~하는 것이 특징인(characterized by)"과 동의어일 수 있다. 용어 "필수적으로 ~로 이루어진(consisting essentially of)"은 명시된 물질 또는 단계로 청구항의 범위를 한정하며, 주장된 본 발명의 기본 및 신규 특성에 물질적으로 영향을 미치지 않는다. 용어 "~로 이루어진(consisting of)"은 청구항에 명시되지 않은 부품, 단계 또는 성분을 제외한다. 여기에서 이용된대로, 실시예 "포함하는(comprising)"은 하나 이상의 명시된 부품 또는 단계를 포함하며, 실시예 "필수적으로 ~로 이루어진(consisting essentially of)" 및 "~로 이루어진(consisting of)"이 명시된 부품 또는 단계로 한정되지 않는다.

다양한 조직 중 하나로부터 얻어진 가용성 세포외 기질을 포함하는 세포외 기질(ECM)-유래 조성물 제조하는 방법이 여기에 기술되었다. 관련된 조성물, 장치 및 사용 방법이 기술되었다. 조성물은 가역적 겔화(reverse gelling)되며, 이것은 약 37℃의 생리학적 온도(physiological temperatures)보다 조성물의 낮은 임계 용액 온도(lower critical solution temperatures, LCST)가 따뜻할 때, 기질의 점도가 증가하는 것을 의미한다. 일 비제한 실시예에 따라, ECM-유래 조성물은 37℃ 보다 낮은 온도에서 주입 가능한 용액이나, 37℃의 생리학적 온도에서는 겔 형태이다. 특정 실시예에 따라, 전체의 온전한 ECM이 가용화되고, 투석되지 않고 가교화되지 않으며 및/또는 ECM 구조 성분 또는 기능 성분을 제거하거나 비활성화 시키기 위해 처리되어 높은 생리 활성 겔 지지체를 형성하기 때문에, 겔은 생체에 영향을 미친다. ECM-유래 겔을 제조하는 일반적인 원칙은 방광(urinary bladder), 비장(spleen), 간(liver), 심장(heart), 췌장(pancreas), 난소(ovary), 소장(small intestine), 대장(large intestine), 결장(colon), 중추 신경계(central nervous system, CNS), 지방 조직(adipose tissue) 및 뼈(bone)를 포함한 수많은 조직으로부터 겔을 제조하기 위한 특정 프로토콜과 함께 제공되었다. 역-겔화 ECM-유래 조성물의 비 제한 예가 미국 특허 번호 No. 8,361,503 및 미국 특허 출원 번호 2010-0226895 및 국제 특허 출원 번호 WO 2011/087743 WO 2013/009595에 기술되었다.

여기에서 이용된, "최종 멸균(terminal sterilization)" 또는 "최종 멸균된(terminally sterilized)"은 조성물 또는 장치의 멸균이 기본적으로 또는 거의 끝났는 지를 의미한다. "최종 멸균(terminal sterilization)" 또는 "최종 멸균된(terminally sterilized)"은 예를 들어, 탈세포화(decellularization)의 일부 또는 부수적으로 ECM 제품을 제조하는 동안 과산화 아세트산(peracetic acid)으로 소독하는 것을 포함하지 않는다. 예를 들어, ECM 조성물은 2시간 동안 0.1% (v/v) 과산화 아세트산(σ), 4% (v/v) 에탄올 및 96% (v/v) 멸균수(sterile water)에 담겨 소독된다. 그 후, ECM 물질은 PBS(pH = 7.4)로 15분 동안 두 번 세척되며, 탈이온수로 15분 동안 두 번 세척된다. 소독하는 것으로 간주될 지라도, 일반적으로 최종 멸균 방법으로서 현재 규제 관행 아래 수용이 불가능하다. 최종 멸균 동안, 제품은 살아 있는 미생물(microorganisms)을 죽이는 유효 공정에 노출된다. ECM 제품의 맥락 속에서, 탈세포화된 ECM 물질은 가용화, 저장 및/또는 유통 전에 최종 멸균될 수 있다. 에틸렌 옥사이드, 프로필렌 옥사이드, 감마 방사선, 전자 빔 방사선, 가스 플라즈마 멸균 및 초임계 이산화탄소(supercritical carbon dioxide)에 노출되는 단계를 포함하는 다양한 최종 멸균 방법이 기술적으로 알려져있다(예를 들어, White, A, 외, "Effective Terminal Sterilization Using Supercritical Carbon Dioxide," (2006) J. Biotech. 123(4):504-515).

또한, 조성물은 단백질 물질을 가교화시키는 글루타르알데히드(glutaraldehyde)로 처리하여 소독될 수 있으나, 글루타르알데히드로의 처리는 물질을 실질적으로 변형시켜 느리게 재흡수되거나 재흡수되지 않게 만들며, 구조상 리모델링 보다 반흔 조직(scar tissue) 형성 또는 캡슐화(encapsulation)와 많이 유사한 다른 타입의 호스트 리모델링(host remodeling)을 부추긴다. 또한, 단백질 물질은 카르보디이미드(carbodiimide)로 또는 탈수소열화(dehydrothermal) 방법 또는 광산화(photooxidation) 방법으로 가교화될 수 있다. 가교화된 ECM 물질은 손상되지 않은 ECM으로 간주되지 않는다.

하기에 예로 나타낸대로, 최종 멸균 시기는 역 겔화로 하이드로겔을 형성하기 위해 분해되고 가용화된 ECM 물질의 능력에 실질적으로 영향을 미친다. 멸균 단계는 건조된 산성 프로테아제-분해 ECM 조성물로 수행된다. "건조(dry)" 또는 "건조된(dried)"은 임의의 조성물로부터 모든 물 분자를 제거되는 것을 인식하여, 모든 물이 필수적으로 조성물에서 제거되는 정도로 건조되거나 동결 건조되는 것을 의미한다. 따라서, "건조" 또는 "건조된"은 예를 들어 및 한정하지 않고, 조성물의 5.0, 1.0, 0.5, 0.1, 0.01, 0.001 또는 0.0001중량%(% wt) 미만의 물 함량을 의미한다. 물질은 예를 들어 및 한정하지 않고, 실온과 같이 손상을 받지 않는 온도에서 단순 증발하여 또는 동결 건조(냉동 건조)하여 임의의 공정에서 건조될 수 있다.

일 실시예에 따라, 세포외 기질-유래 겔(extracellular matrix-derived gel)을 제고하는 방법이 제공되었다. 상기 방법에서, 세포외 기질(ECM), 예를 들어 손상되지 않은 ECM은 증해액을 제조하기 위해 산성 용액에서 트립신 또는 펩신과 같은 산성 프로테아제로 분해시켜 가용화된다. 증해액은 예를 들어 공기 건조 또는 동결 건조하여 건조된다. 용액이 건조되고 난 후, 예를 들어 전자 빔 또는 감마 방사선에 의해 에틸렌 옥사이드 가스 또는 초임계 이산화탄소에 노출되어 최종 멸균된다. 조성물은 건조된, 예를 들어 동결 건조된 상태로 저장되고, 포장되며 및/또는 분산될수 있다. 그 후, 멸균된 물질은 멸균된 증해액을 생성하기 위하여, 예를 들어 TRIS 버퍼(buffer) 또는 PBS와 같은 물 또는 수용액에서 또는 염화 나트륨, 예를 들어 (0.9%) 염분과 같은 염 용액에서 가용화되어 수화된다. 그 후, 멸균된 증해액은 중화된 증해액을 생성하기 위하여, 예를 들어 등장성 버퍼(isotonic buffer) 또는 NaOH로 한정하지 않은 염기와 용액을 혼합하여, pH를 7.2~7.8로 만든다. 용액은 25℃이상의 온도에서 겔화된다. 재수화(rehydration) 단계, 중화(neutralization) 단계 및 선택적으로 겔화 단계는 pH 7.2~7.8에서 PBS와 같은 버퍼로 건조되고 멸균된 조성물을 재수화하여 결합될 수 있어서, 재수화 단계 및 중화 단계를 동시에 수행할 것이며, 재수화 용액에 25℃이상인 경우, 용액은 겔이 되기 시작할 것이다. 겔화 공정을 제어하고 조성물의 더 균일한 재수화를 위해 온도가 20~25℃로 유지되는 것이 바람직하다.

여기에 기술된 조성물은 한정하지 않고, 더 일반적으로 외상 또는 질병 유도성 조직 결손을 치료하기 위하여 회복 및 증강시킬 필요가 있어, 조직, 예를 들어 뼈 조직 또는 연 조직용 주입 가능한 이식편(graft)(예를 들어, 이종계(xenogeneic), 동종계(allogeneic) 또는 자가 조직(autologous))으로서의 용도가 발견되었다. 또한, 조성물은 예를 들어 성형 또는 외상 치료 수술 절차에서 이용하기 위하여 바람직한 형상으로 형성된 성형 구조체를 포함하는 임플란트 구조체(implant constructs)용 필러로서 이용될 수 있다.

조성물은 다양한 방법에 의해, 환자, 사람 또는 동물에 이식될 수 있다. 한 비 제한 실시예에서, 조성물은 환자의 바람직한 위치에 액체상으로 주입된다. 여기에서 사용된 용어 "접종(seed)", "접종중(seeding)" 또는 "접종된(seeded)"은 세포 부유액(cell suspension)의 정해진 부피 또는 특정 조성물의 정해진 세포 수를 첨가, 합입(incorporation), 증식 또는 살포(spreading)하는 것을 의미한다. 조성물은 세포로 미리 접종될 수 있으며, 그 후 바람직하게 세포의 변형을 방지하기 위하여 거대한 구경, 예를 들어 16 게이지 바늘을 이용하여 주입될 수 있다. 다른 비 제한 실시예에서, 조성물은 성형체 내에서 겔화되며, 그 후 겔화되고 성형된 제품은 환자의 바람직한 위치에 이식된다. 겔화되고 성형된 제품은 환자의 세포와 같은 세포로 미리 접종될 수 있다(성형된 겔 위에 놓이거나 겔화 동안에 혼합될 수 있다).

여기에서 이용된 용어 "세포외 기질" 및 "ECM"은 포유류 및 사람과 같은 다세포 생물(multicellular organisms)에서 발견된 조직의 탈세포화에 의해 제조된 세포 성장용 자연 지지체를 의미한다. ECM은 예를 들어 투석 또는 가교화에 의해 더 처리될 수 있다. ECM은 콜라겐, 엘라스틴(elastins), 라미닌(laminins), 글리코스아미노글리칸(glycosaminoglycans), 프로테오글리칸, 항균제(antimicrobials), 화학 유인 물질(chemoattractants), 시토카인(cytokines), 및/또는 성장 인자를 한정하지 않고 포함하는, 구조형 및 비구조형 생체 분자(biomolecules)의 복합 혼합물이다. 포유 동물에 있어서, ECM은 종종 다양한 형태로 약 90%의 콜라겐을 포함한다. ECMs의 조성물 및 구조체는 조직의 원천에 의존하여 달라진다. 예를 들어, 소장 점막하 조직(small intestine submucosa, SIS), 방광(urinary bladder, UBM) 및 간 기질(liver stroma) ECM은 각각의 조각에 필요한 고유 세포 역할 때문에 이들의 전체 구조체 및 조성물이 각각 다르다.

여기에서 이용된 용어 "온전한 세포외 기질(intact extracellular matrix) 및 "온전한 ECM"은 콜라겐, 엘라스틴(elastins), 라미닌(laminins), 글리코스아미노글리칸(glycosaminoglycans), 프로테오글리칸, 항균제(antimicrobials), 화학 유인 물질(chemoattractants), 시토카인(cytokines), 및/또는 성장 인자, 예를 들어 제한 없이 상술한 분쇄 ECM을 한정하지 않고 포함하는, 구조형 및 비구조형 생체 분자(biomolecules)의 활성도를 유지시키는 세포외 기질을 말한다. ECM 내에서 생체 분자는 예를 들어 ECM을 가교화 및/또는 투석하여 화학적으로 또는 기계적으로 제거될 수 있다. 온전한 ECM은 필수적으로 가교화 및/도는 투석되지 않았으며, 이것은 ECM이 투석 공정 및/또는 가교화 공정이 이루어지지 않았거나 상술한대로 가용화 단계 전에 ECM을 저장 및 처리하는 동안 자연적으로 발생하는 공정과 다른 조건이 가해지지 않은 것을 의미한다. 따라서, (상술한 ECM의 용도에 있어서 ECM의 겔화 및 기능성에 실질적으로 영향을 미치지 않는 방식으로)실질적으로 가교화되고 및/또는 투석되는 ECM은 "온전하다(intact)"고 판단되지 않는다.

"생체에 적합한(biocompatible)"은 장치, 지지체 조성물 들이 필수적으로, 현실적으로 및/또는 실질적으로 장치, 지지체, 조성물 등과 접촉하는 세포, 조직, 장기, 및/또는 장기 시스템에 무독성이며, 손상을 입히지 않거나, 억제를 방지하고 저해를 방지하는 것을 의미한다.

일반적으로, ECM-유래 겔을 제조하는 방법은 동물로부터 및 조직 또는 장기로부터 ECM을 분리시킬 필요가 있다. 특정 실시예에서, ECM은 포유 동물 조직으로부터 유래하였다. 여기에서 이용된 "포유 동물 조직(mammalian tissue)"은 포유 동물로부터 유래한 조직을 말하며, 상기 조직은 동물의 세포 성분을 포함한다. 예를 들어 및 제한 없이, 조직은 세포, 장기, 장기의 일부 또는 장기의 조합의 집합체(aggregates)로부터 유도될 수 있다. 특정 실시예에서, ECM은 척추 동물(vertebrate animal), 예를 들어 및 제한 없이, 사람, 원숭이, 돼지, 소 및 양으로부터 유래하였다. 특정 실시예에서, ECM은 동물의 조직, 예를 들어 및 제한 없이, 방광, 간, CNS, 지방 조직(adipose tissue), 소장, 대장, 결장(colon), 식도(esophagus), 췌장(pancreas), 피부(dermis) 및 심장으로부터 유래하였다. 일 실시예에서, ECM은 방광으로부터 유래한다. ECM은 ECM의 기저막 일부를 포함하거나 포함하지 않을 수 있다. 특정 실시예에서, ECM은 적어도 기저막의 일부를 포함한다. ECM은 모세관 내피세포(capillary endothelial cells) 또는 섬유 세포(fibrocytes)와 같은 원래의 조직을 포함하는 세포 요소의 일부를 유지시키거나 유지시키지 않을 수 있다.

여기에서 이용된 용어 "유래(derive)" 및 이와 어원이 같은 다른 단어, 예를 들어 제한 없이, "유래된(derived)" 및 "유도체(derives)"는 유용한 방법에 의해 언급한 원천으로부터 얻어진 성분 또는 성분들을 말한다. 예를 들어 및 제한 없이, ECM-유래 겔은 ECM을 분리하기 위해 기술적으로 알려진 많은 방법에 의해 조직으로부터 얻어진 ECM 성분을 포함하는 겔을 의미한다. 다른 예에서, 포유 동물 조직-유래 ECM은 유용한 방법에 의해 포유 동물로부터 얻어진 포유 동물 조직의 성분을 포함하는 ECM을 의미한다.

관심 조직의 분리에 따라, 탈세포화 단계는 다양한 방법에 의해, 예를 들어 및 제한 없이, 고장성 식염수(hypertonic saline), 과산화 아세트산(peracetic acid), 트리톤-X(Triton-X) 또는 다른 세제에 노출되어 수행되었다. 탈세포화된 ECM은 건조될 수 있으며, 동결 건조(냉동 건조)되거나 공기 건조될 수 있다. 건조된 ECM은 제한하지 않고, 박리(tearing), 제분(milling), 절단, 분쇄 및 전단 단계를 포함하는 방법에 의해 세분될 수 있다. 또한, 세분된 ECM은 예를 들어 및 제한 없이, 냉동 상태 또는 냉동 건조 상태에서, 분쇄 또는 제분과 같은 방법에 의해 분말 형상으로 더 가공될 수 있다.

여기에서 이용된 용어 "세분하다(comminute)" 및 이와 어원이 같은 다른 단어, 예를 들어 제한 없이 포함하여, "세분(comminution)" 및 "세분한(comminuting)"은 제한 없이, 분쇄, 혼합, 파쇄(shredding), 슬라이싱(slicing), 제분, 절단, 파쇄하여 큰 입자를 작은 입자로 감소시키는 공정을 의미한다. ECM은 제한 없이 포함하여, 수화된 형태, 냉동 형태, 공기 건조 형태, 동결 건조 형태, 분말 형태, 시트-형태로 세분될 수 있다.

가용화된 ECM 조직을 제조하기 위하여, 세분된 ECM은 증해액을 형성하기 위하여 산성 용액에서 산성 프로테아제(acid protease)로 분해되었다. 여기에서 이용된 용어 "산성 프로테아제"는 펩티드 결합(peptide bonds)을 분리하는 효소(enzyme)를 의미하며, 상기 효소는 산성 pH에서 펩티드 결합을 분리시키는 활성도를 증가시킨다. 예를 들어 및 제한 없이, 산성 프로테아제는 펩신 및 트립신을 포함할 수 있다.

일반적으로, ECM의 증해액은 필수적으로 실온에서 일정한 시간 동안 연속적으로 교반되어 진다. ECM 분해물은 즉시 이용될 수 있으며, -20에서 저장될 수 있고, 예를 들어 및 제한 없이 -20~-80로 냉동되며, 상술한 방법 및 조성물의 맥락에서, 건조되고 멸균될 수 있다. 그 다음, 증해액의 pH는 증해액을 중화시키기 위하여 pH를 7.2~7.8로 증가시킨다. pH는 하나 이상의 염기 또는 등장성 완충액(buffered solution), 예를 들어 및 제한 없이, NaOH 및 PBS를 첨가하여 pH 7.4로 증가될 수 있다. 일반적으로, 방법은 비슷한 콜라겐 또는 투석된 ECM 제조 단계보다 더 느리게 37에서 겔화되는, 더 완벽한 ECM형 기질을 형성하는 겔화 단계 전에 투석하는 단계를 포함하지 않는다. 따라서, 겔은 환자에게 더 쉽게 주입될 수 있으며, 제한 없이, 시토카인(cytokines)과 같이 많은 네이티브 가용성 인자(native soluble factors)를 보유하기 때문에 네이티브 ECM의 특성을 더 유지시킨다. 성형체에서 또는 제자리에서 이용하는데 적합한 동역학으로 겔화시키기 위하여 다양한 조직으로부터 제조되는 투석되지 않은(전체 ECM) 제조 단계의 능력은 예측되지 않는다.

여기에서 이용된 용어 "등장성 완충액(isotonic buffered solution)"은 pH를 7.2~7.8로 완충시키며, 등장성 환경을 촉진하도록 안정된 염의 농도를 가지는 등장성 용액을 의미한다. 여기에서 이용된 용어 "염기(base)"는 pH가 7 이상인 화합물 또는 화합물의 용액을 말한다. 예를 들어 및 제한 없이, 염기는 알칼리 하이드록사이드(alkaline hydroxide) 또는 알칼리 하이드록 사이드 수용액이다. 특정 실시예에서, 염기는 NaOH 또는 PBS에 녹아있는 NaOH이다.

중화된 증해액은 겔화를 위하여, 예를 들어 및 제한 없이, 약 37℃의 적합하게 따뜻한 온도에서 배양될 수 있다. 중화된 증해액은 예를 들어 및 제한 없이, -20℃~-80℃로 냉동 되고 저장될 수 있다. 여기에서 이용된 용어 "중화된 증해액(neutralized digest solution)" 또는 "중화된 분해물(neutralized digest)"은 pH가 증가된 분해물 또는 증해액을 말하며, 용액의 형태 또는 건조된 조성물의 형태일 수 있다. 예를 들어 및 제한 없이, 중화된 분해물은 7.2~7.8의 pH를 가진다.

물질이 최종 동결되지만 않으면, 임의의 세포외 기질의 타입이 상술한 방법, 조성물 및 장치에서 이용될 수 있다(US 특허 번호 4,902,508; 4,956,178; 5,281,422; 5,352,463; 5,372,821; 5,554,389; 5,573,784; 5,645,860; 5,711,969; 5,753,267; 5,762,966; 5,866,414; 6,099,567; 6,485,723; 6,576,265; 6,579,538; 6,696,270; 6,783,776; 6,793,939; 6,849,273; 6,852,339; 6,861,074; 6,887,495; 6,890,562; 6,890,563; 6,890,564; 및 6,893,666에 도시). 특정 실시예에서, ECM은 사람, 원숭이, 돼지 소 및 양으로 한정하지 않고 포함하는 척추 동물상에서, 예를 들어 및 제한 없이 정온 포유류 척추 동물상에서 유래하였다. ECM은 방광, 장, 간, 식도 및 피부를 제한 없이 포함하는, 임의의 장기 또는 조직으로부터 유래될 수 있다. 다른 실시예에서, ECM은 방광으로부터 유래하였다. 다른 실시예에서, ECM은 장 또는 장의 일부에서 유래하였다. 장은 유문 괄약근(pyloric sphincter)에서 항문(anus)으로 이어지며, 유문판(pyloric valve)에서 회맹판(ileocecal valve)까지 이어진 소장; 회맹판에서 연장된 대장; 및 십이지장(duodenum); 공장(jejunum), 회장(ileum), 맹장(cecum); 충수(appendix); 상행, 횡행, 하행 및 S상 결장(sigmoid colon); 직장(rectum) 및/또는 항문관(anal canal)을 포함하는 장의 일부를 포함한다(예를 들어, Marieb, EN, Human Anatomy and Physiology, Second Edition, 1992, The Benjamin/Cummings Publishing Company, Inc., Redwood City, California, pp. 792, 793, 802, 및 803에 도시). ECM은 ECM의 기저막 일부를 포함하거나 포함하지 않을 수 있다. 특정 실시예에서, ECM은 기저막의 적어도 일부를 포함한다.

지지체에서 이용된 ECM 타입은 상처 치료 또는 조직 재생 동안 얻어지는 세포타입에 의존하여 다양할 수 있으며, 조직 기관(tissue organ)의 네이티브 조직 아키텍쳐(native tissue architecture)가 대체되며, ECM의 조직원 또는 다른 인자의 이용 가능성은 최종 지지체의 품질 및 지지체의 제조 가능성에 영향을 미친다. 예를 들어 및 제한 없이, ECM은 기저막 및 비-기저막 성분을 포함하는 방광, 식도 및 혈관(blood vessel)과 같은 조직의 재생을 촉진시키는데 유용한 기저막 표면 및 비-기저막 표면 둘 다를 포함할 수 있다.

일 비제한 실시예에서, ECM은 (방광 기질 또는 UBM으로 알려진)돼지 방광으로부터 얻어진다. 간략하게, ECM은 돼지에서 방광을 제거하고, 지방 조직(adipose tissue)을 포함하는 잔여 외부 결합 조직(residual external connective tissues)을 손질하여 제조되었다. 조직은 10분~4시간 동안, 탈상피화 용액(deepithelializing solution), 예를 들어 및 제한 없이, 고장성 식염수(hypertonic saline)(예를 들어, 1.0N 식염수)에 조직을 첫 번째로 담구어 박리된다. 고장성 식염수 용액에의 노출은 기본적 기저막(underlying basement membrane)으로부터 상피 세포(epithelial cells)를 제거시킨다. 선택적으로, 석회화 억제제(calcium chelating agent)가 식염수 용액에 첨가될 수 있다. 초기 박리 단계 후에 남아있는 조직은 상피 기저막 및 상피 기저막의 내강에서 떨어져 있는 조직층을 포함한다. 박리 단계 후에 남아 있는 조직은 상피 기저막 및 기저막(tunica propria)을 유지시키는 내강에서 떨어져있는 대부분의 조직을 제거하기 위해 추가 처리될 수 있다. 외장막(outer serosal), 외막(adventitial), 점막 근판(tunica muscularis mucosa), 점막하 조직(tunica submucosa) 및 대부분의 점막 근판(muscularis mucosa)은 기계적 흡착 또는 (예를 들어, 트립신 또는 콜라겐 분해 효소(collagenase)를 이용하여)효소 처리의 조합에 이어, 수화 및 흡착시켜 남아있는 탈상피화 조직으로부터 제거된다. 상기 조직의 기계적 제거는 예를 들어 및 제한 없이 Adson-Brown 겸자 및 Metzenbaum 가위로 장간막 조직(mesenteric tissues)을 제거하여 수행되었다. 촉촉한 천으로 감싸진 메스 핸들(scalpel handle) 또는 다른 강체 물체로 세로 방향 도포 운동을 이용하여 인두근(tunica muscularis) 및 점막하 조직을 적신다. 절단 날(cutting blades), 레이저 및 다른 조직 분리 방법을 포함하는 자동화 로봇 방법이 고려되었다. 조직이 제거된 후, 형성된 ECM은 주로 상피 기저막 및 인접한 기저막(tunica propria)(도 3의 층 B 및 C)로 구성된다.

다른 실시예에서, ECM은 메스 핸들 밀 촉촉한 천으로 세로 방향 도포 운동을 이용하여, 장막(tunica serosa) 및 인두근(tunica muscularis)(도 3의 층 G 및 F) 둘 다를 포함하는 외층(outer layers)을 제거하기 위해 돼지 방광 조직을 벗겨내어 제조되었다. 조직 부분을 바깥으로 뒤집어, 소장점막(tunica mucosa)(도 3의 층 H)의 내강 부분이 동일한 도포 운동을 이용하여 기저 조직으로부터 박리되었다. 점막하 조직(submucosa)(도 3의 층 E)에 구멍이 생기는 것을 방지해야 한다. 조직이 제거된 후, 형성된 ECM은 주로 점막하 조직(tunica submucosa)(도 3의 층 E)으로 구성된다.

수많은 공정에 의해 제조되는 다수의 ECM 제조법이 상업적으로 이용 가능하다. 상업적으로 이용가능한 소장 점막하 조직(small intestinal submucosa, SIS) 제조법은 Surgisis^TM, Surgisis-ES^TM, Stratasis^TM, 및 Stratasis-ES^TM (Cook Urological Inc.; Indianapolis, Indiana) 및 GraftPatch^TM (Organogenesis Inc.; Canton Massachusetts)을 한정하지 않고 포함한다. 상업적으로 이용가능한 피부 제조법은 Pelvicol^TM (sold as Permacol^TM in Europe; Bard, Covington, GA), Repliform^TM (Microvasive; Boston, Massachusetts) 및 Alloderm^TM (LifeCell; Branchburg, New Jersey)을 한정하지 않고 포함한다. 상업적으로 이용가능한 방광 제조법은 UBM (Acell Corporation; Jessup, Maryland)을 한정하지 않고 포함한다. 이러한 ECM 제조법은 잠재적으로 최종 멸균되지 않은 형태로 제공될 수 있으며, 따라서 상술한 방법 및 조성물에 대해 바람직한 선구체일 수 있다.

여기에 기술된 조성물은 다양한 방법 또는 형태로 이용될 수 있다. 예를 들어 및 제한 없이, 제1 실시예에 따라, 중화된 분해물은 장기 또는 장기의 일부를 모델링하기 위하여 적합한 유형으로 배치될 수 있다. 비제한 예로서, 조성물은 간 조직의 재성장을 촉진하기 위하여 간의 일부로 만들어진다. 다른 비제한 예에서, 조성물은 손상을 입거나 잘려진 연골 조직을 대체하기 위하여, 코 또는 귀 연골 또는 이들의 일부의 형상으로 만들어진다. 다른 비제한 예에서, 조성물은 조직의 비-흉터 치료를 촉진하기 위해 상처의 형상으로 만들어진다. 성형된 겔을 제조하기 위하여, 중화된 분해물은 플라스틱 성형체와 같이 생체에 적합하고 바랍직하게 살균한 성형체에 배치되며, 조성물이 겔화되는데 적합한 온도 및 시간, 예를 들어 및 제한 없이 약 37℃에서 배양된다. 일 실시예에서, 조성물 및 성형체는 겔이 되기 위하여 37℃에서 배양기에 배치된다. CO₂가 겔화를 늦추는 것으로 알려졌기 때문에, 비제한 실시예에서, 다른 실시예에서 보면 CO₂가 배양기에 주입되지 않으며, 및/또는 온도는 겔화 공정을 제어하기 위해 이용될 수 있다.

유용한 시토카인, 화학적 유인제(chemoattractant) 또는 세포는 겔화 전에 조성물로 혼합될 수있거나 겔화된 후 확산되고 흡착되며 겔에 의해 흡착될 수 있다. 예를 들어 및 제한 없이, 유용한 성분은 성장 인자, 인터페론(interferons), 인터류킨(interleukins), 케모카인(chemokines), 모노카인(monokines), 호르몬(hormones), 혈관 형성 인자(angiogenic factors), 약물 및 항생 물질(antibiotics)을 포함한다. 세포는 중화된, 가용화된 겔에 혼합될 수 있거나, 한번 겔화되는 성형 조성물을 맨 위에 배치시킬 수 있다. 어떠한 경우에도, 겔이 세포에 자리잡을 때, 세포는 성장할 수 있으며 및/또는 환자에게 이식하기 위한 조성물을 최적으로/바람직하게 제조하기 위해, 적합한 시간 동안 생물 반응기(bioreactor) 또는 배양기에서 적합한 매체로 배양하여, 성형된 ECM 겔에 의해 형성된 위치에 적응할 수 있다. 성형된 조성물은 세포의 성장, 분화(differentiation) 및/또는 적용을 촉진하기 위해 세포로 자리잡을 수 있다. 예를 들어 및 제한 없이, 세포는 셀을 포함하는 조성물/장치를 수용하기 위해 환자에 대하여 자가 조직(autologous) 또는 동종 이계(allogeneic)일 수 있다. 세포는 줄기 세포(stem cells) 또는 다른 간 세포(progenitor cells) 또는 분화된 세포일 수 있다. 일 실시예에서, 환자로부터 얻어진 피부층은 손상된 표피 및/또는 기초 조직을 치료하기 위해 성형품에 놀일 수 있다.

여기에서 이용된 용어 "몰드(mold)"는 겔을 3차원 형상으로 만들기 위해 이용된 구멍 또는 표면을 말한다. 예를 들어 및 제한 없이, 성형품은 웰 플레이트(well plate), 세포 배양 접시 또는 튜브일 수 있거나, 유용한 형상으로 형상화될 수 있다. 특정 실시예에서, 성형품은 특정 장기 또는 장기의 일부로 형상화될 수 있다. 겔은 주입, 증착 단계를 제한하지 않고 포함하는 다양한 방법으로 성형품에 전달될 수 있다.

여기에서 이용된 용어 "약물" 및 "약물들"은 항생 물질, 펩티드, 호르몬, 유기 분자, 비타민, 보충제, 인자, 단백질 및 화학 유인 물질을 포함하며 제한 없이, 예방 효과 또는 치료 효과를 가지는 조성물을 의미한다.

여기에서 이용된 용어 "세포" 및 "세포들"은 제한 없이 쥐, 생쥐, 원숭이 및 사람과 같은 임의의 동물에서 임의의 타입의 세포를 말한다. 예를 들어 및 제한 없이 세포는 줄기 세포와 같은 간 세포 또는 내피 세포, 평활근 세포(smooth muscle cells 와 같은 분화 세포일 수 있다. 특정 실시예에서, 의료 방법용 세포는 자가 조직 방법을 이용하는 환자 또는 동종 이계 방법을 이용하는 다른 기증자로부터 얻어질 수 있다.

예비 성형된 조직의 용도의 한 바람직한 측면은 층을 이룬 조성물이 제조될 수 있는 것에 있다. 예를 들어 이식되는 조성물의 코어 부분(core portion)은 제1 원천으로부터 얻어진 제1 ECM 겔로 제조될 수 있으며, 주위층(surrounding layer)은 시토카인 또는 세포와 같이 다른 성분을 포함하는, 제1 또는 동일한 원천과 다른 제2 원천으로부터 얻어진 제2 ECM겔로 제조될 수 있다.

예비 성형된 조성물의 다른 실시예에서, ECM 겔은 겔에 완력을 추가시키기 위하여, SIS 또는 UBM과 같은 비-세분된 및 비-분해된 ECM 조직의 라미나 시스(laminar sheath) 내에 포함된다. 본 실시예에서, 기술적으로 알려진 방식으로 제조된 ECM 조직의 시트(sheets)는 겔을 제조하기 위해 가용화된 ECM 조직으로 성형품을 가득 채우기 전에 성평뭄에 배치될 수 있다. ECM 조직의 시트는 바람직한 형성으로 형성되고 꿰매고 가교화하는 동안 성형품으로서 이용될 수 있다. 이 방식으로, 겔의 경우보다 단독으로 더 큰 완력을 가지는 고체 조성물이 제조될 수 있다.

다른 비제한 실시예에서, 조성물은 중화된 증해액으로서 환자에게 주입되었다. 조성물은 기질이 세포 성장에 필요한 위치에서 환자에게 주입되었다. 예를 들어 및 제한 없이, 환자가 정신적 외상, 괴사 조직 제거(debridement) 및/또는 손상받고, 질병에 걸리거나 암에 걸린 조직을 제거하기 때문에 제거된 조직을 가지며, 조성물은 조직의 성장을 촉진시키기 위해 제거된 조직의 위치에 주입될 수 있다. 예비 겔의 점도는 예비 겔을 제조하는데 이용된 물의 양을 변경하여(예를 들어, 물, 산, 염기, 버퍼(예를 들어, PBS) Ehsms 다른 희석액의 양을 변경하여) 제조될 수 있다. 작은 게이지 바늘이 예를 들어 내시경술에서 이용되는 응용에 있어서, 예비-겔이 겔화되면 일반적으로 점도가 더 낮은 겔이 형성되어 점도가 낮은 예비-겔이 필요할 것이다. 큰 게이비 바늘이 이용가능한 응용에 있어서, 겔화 될 때, 더 높은 강도를 가지는 점성이 높은 겔이 이용될 수 있다. 또한, 예비-겔의 점도와 상관 없이, 더 큰 게이지 바늘의 용도는 세포의 전단 위험을 낮추기 전에 즉시 예비-겔로 살아있는 세포를 혼합하는 것을 선호한다.

일 실시예에서, 중화된 증해액은 산성 증해액의 pH를 증가시켜 제조되었고, 조성물은 겔화 단계가 상당히 진행되기 전 환자에게 즉시 주입되었다. 일 실시예에서, 조성물은 냉동 상태이며, 주입 전에 녹고 데워진다. 다른 실시예에서, 산성 증해액은 생리학적 온도로 따뜻해지며, 주입하는 동안 충분한 양의 염기 및 또는 PBS와 같은 버퍼로 정적 믹서(static mixer)에서 혼합되었다. 적합한 정적 믹서는 제한 없이, Cobourg, Ontario, Canada의 Cammda Corporation로부터 상업적으로 이용가능한 나선형 또는 사각형 정적 믹서 또는 Norwich, Connecticut의 Plas-Pak Industries, Inc.로부터 상업적으로 이용가능한 미니 듀얼 실린지(Mini-Dual Syringe)와 마이크로 정적 믹서(Micro Static Mixer)를 포함한다.

추가 실시예에서, 상술한 조성물을 포함하는 상업용 키트가 제공되었다. 키트는 적합한 포장 물질 및 조성물을 포함한다. 일 비제한 실시예에서, 키트는 베젤(vessel)에서 증해액을 포함하며, 포장될 수 있거나 포장 내에 포함될 수 있다. 상기 실시예에서, 증해액이 중화될 때, 증해액은 냉동되고 차가워질 수 있다; 예를 들어 약 4℃의 냉동 근접 온도로 유지되거나 예를 들어 20~25℃의 실온에서 유지될 수 있다. 다른 비-제한 실시예에서, 키트는 여기에 기술된대로 예비 중화 분해물을 포함하는 산성 용액을 포함하는 제1 베젤 및 분해물을 중화시키기 위하여 제1 베젤의 산성 용액에 생리학적 이온 강도(physiological ionic strength) 및 pH를 주는 염기 및/또는 버퍼(들)을 포함하는 중화 용액을 포함하는 제2 베젤을 포함한다. 추가 실시예에서, 제1 베젤은 선택적으로 산을 중화시키는 적합한 산성 용액 또는 수화된 물일 수 있는, 최종 멸균되고, 동결 건조되고, 예비 중화된 분해물을 포함한다. 상기 실시예에서, 동결 건조된 제품 및 중화시킬 수 있는 상술한 중화 용액을 포함하는 제2 베젤이 선택적으로 제공되거나, 중화 용액으로 중화시키기 전에 동결 건조된 제품을 수화시키는데 유용한 물 또는 다른 적합한 용액을 포함하는 제3 베젤이 제공되었다. 상기 키트는 선택적으로 바늘 및/또는 콜드-팩(cold-pack)을 포함한다. 베젤은 유리병, 실린지, 튜브 또는 저장하는데 적합한 다른 컨테이너일 수 있으며, 키트의 상업 유통 경로에서 전달되었다.

키트의 다른 실시예에서, 겔 조성물은 포장 및 유통 전에 성형되고 예비 겔화된다. 일 실시예에서, 성형된 겔은 기술적으로 잘 알려진, 플라스틱 컨테이너 및 종이, 플라스틱 및/또는 호일 밀봉부를 포함하는 블리스터 팩(blister-pack)으로 포장되었다. 일반적으로 성형 및 포장은 예를 들어 및 제한 없이 감마 또는 전자 빔 방사선 또는 초임계 CO₂에 의해 포장 전 또는 포장 후에 멸균된다. 성형된 조성물은 PBS 또는 식염수와 같이 적합한 생리 용액(physiological solution)으로 포장될 수 있다. 성형된 겔이 살아있는 세포를 포함하는 경우, 성형품은 밀봉된 병(sealed jar) 또는 다른 베젤에서 적합한 세포 배양 매체로 운반될 수 있다. 물론, 세포를 함유하는 성형된 겔은 세포를 보존하기 위해 신속하게 운반될 수 있다.

여기에서 이용된 용어 "하이브리드 무기/ECM 지지체"는 제한 없이 금속, 무기 칼슘 화합물, 예를 들어 칼슘 하이드록사이드(calcium hydroxide), 칼슘 포스페이트(calcium phosphate) 또는 칼슘 카보네이트(calcium carbonate) 또는 세라믹 조성물(ceramic composition)과 같은 생체 적합 무기물 구조체 위에 코팅되는 ECM 유래 겔을 의미한다. 일 실시예에서, 초음파 처리가 ECM-유래 겔로 무기물 구조체를 코팅하는 것을 돕기 위해 이용되었다. 여기에서 이용된 용어 "초음파 처리"는 15~400kHz의 주파수로 초음파를 노출시키는 공정을 의미한다.

여기에서 이용된 용어 "코팅(coat)" 및 이와 어원이 같은 "코팅된(coated)" 및 "코팅체(coating)"는 ECM 유래 겔 또는 하이브리드 무기/ECM 지지체로 무기물 구조체를 보호하는 단계를 포함하는 공정을 말한다. 예를 들어 및 제한 없이, ECM-유래 겔로 무기물 구조체를 코팅하는 단계는 주입(pouring), 내장(embedding), 층화(layering), 디핑(dipping), 분무(spraying)와 같은 방법을 포함할 수 있다.

여기에 기술된 기술의 다른 실시예에서, 조성물은 금속, 칼슘 하이드록사이드, 칼슘 포스페이트 또는 칼슘 카보네이트와 같은 무기 칼슘 화합물 또는 세라믹 조성물과 같은 생채 적합 구조성 물질 위에 코팅된다. 적합한 금속의 비제한 예는 비금속 성분 및 다양한 등급의 CP Ti (상업적으로 순수한 티타늄) 또는 Ti 6Al 4V (90% wt. Ti, 6% wt. Al 및4% wt. V), 스테인리스 강 316, 리티놀(니켈-티타늄 합금), 하이드록시아파타이트(hydroxyapatite)로 코팅된 티타늄 합금을 제한없이 포함하는, 몰리브덴, 탄탈륨, 니오븀, 지르코늄, 철, 망간, 크로뮴, 코발트, 니켈 알루미늄 및 란타늄(lanthanum), 금속 성분 둘 다를 포함할 수 있는, 코발트-크롭 합금(cobalt-chrome alloys), 스테인리스 합금강(stainless steel alloys), 티타늄 합금, 탄탈륨 합금, 티타늄-탄탈륨 합금이다. 금속은 강도, 유연성 및 생체 적합성이 높기 때문에 유용하다. 또한 금속은 복합 형상으로 형성될 수 있으며, 대부분이 생물학적 한경에서 부식에 저항할 수 있으며, 마모를 감소시키고, 조직의 손상을 야기하지 않는다. 일 비제한 실시예에서, 금속은 고관절(hip)을 치료하는데 이용된 대퇴부 또는 비구(acetabular) 성분이다. 다른 예에서, 금속은 환자에게 영구적으로 인공 기관을 부착시키는데 이용된 섬유 또는 다른 융기(protuberance)이다. 세라믹, 칼슘 화합물, 예를 들어 제한 없이 아르고나이트(aragonite)를 포함하는 다른 조성물은 예를 들어 및 제한 없이 뼈대 구조 또는 치아 구조를 치료 또는 재성형하는데 바람직할 수 있다. 금속, 세라믹 및/또는 다름 물질의 조합물도 유용한 것으로 증명되었다. 예를 들어, 고관절 대체물(hip replacement)의 금속 대퇴부 성분은 세라믹 볼(ceramic ball)을 포함할 수 있으며 및/또는 비구 성분으로서 볼 표면의 플라스틱 코팅체를 포함할 수 있다.

적합한 금속 및 다른 물질은 와이어, 호일, 비드(beads), 로드(rods) 및 나노 결정체 분말을 포함하는 분말을 한정하지 않고 포함하여, 다른 형상으로 유용할 수 있다. 금속의 조성물 또는 다른 물질은 생체 적합성, 예를 들어 생체 적합한 플라스틱 또는 세라믹, 합성 금속/세라믹 물질로 코팅하여 실란(silane) 처리를 통한 표면 안정화를 확인하기 위해 변할 수 있다. 물질 및 물질을 이용하는 방법은 본 발명의 분야에서 잘 알려져있다.

환자의 뼈대 구조를 치료하기 위해 금속 삽입체를 이용하는 어려움은 상기 삽입체가 현재 사용되는 뼈대 부분에 고정되고/부착되어야 하는 것에 있다. 종래의 방법은 시멘트 및/또는 스크류를 이용하였다. 인공 기관(prostheses)의 경우, 인공 기관은 일반적으로 접합을 제외하고 환자의 조직에 연결되지 않는다. 따라서, 인공 기관은 의료 기기로 환자의 조직에 생물학적으로 부착되는 것이 바람직하다. 인공 기관의 부착은 여기에 기술된 ECM 겔로 보형물의 표면을 코팅하여 수행될 수 있으며, 조직의 성장 및 장치의 부착을 촉진시킬 것이다. 다양한 다공성 구조체는 ECM 겔 및 후기 세포(later cells) 또는 다른 조직(예를 들어, 뼈)이 삽입될 수 있는 지지체를 생성하기 위하여 보형물에 부착될 수 있다. 구조체는 제한 없이: 직물 또는 직물이 아닌 메시(mesh), 스폰지형 다공성 물질, 용해된 비드(fused beads) 등을 포함한다. 다공성 지지체는 뼈를 포함한, 살아있는 조직과 장치 사이의 강한 결합의 형성을 촉진할 것이다. 다공성 지지체의"구멍"은 겔 및 후기 세포 또는 다른 생물학 물질, 예를 들어, 뼈, 연골, 힘줄(tendons), 인대(ligaments), 근막(fascia) 또는 다른 결합 조직을 지지체로 투입시키는데 도움을 주는 초음파 또는 다른 처리에 의해 선택적으로 촉진된, ECM 겔의 침투를 허용하는 임의의 크기일 수 있다. 일 실시예에서, 금속 섬유는 장치에 부착되며, 금속 섬유는 여기에 기술된 ECM 겔로 코팅되어, 섬유 내 조직의 성장을 허용한다. 제2 실시예에서, 작은 비드의 매트릭스(matrix)는 장치의 표면에 용접되거나 부착되며, 여기에 기술된 ECM 겔은 비드 중에서 조직의 성장을 촉진시키는 비드 매트릭스 위로 코팅된다. 일 실시예에서, 장치는 뼈와 금속 섬유를 결합시키는, 뼈 내부에 삽입될 수 있는 섬유의 융기를 포함한다. 일 실시예에서, ECM 겔은 뼈의 성장을 촉진시키기 위해 자가 조직 골아 세포(autologous osteoblasts)와 같이 적합한 세포군(cell population)으로 배치되고 배양된다.

다른 실시예에서, 하이브리드 무기/ECM 지지체는 예를 들어 제한 없이, 대퇴부 삽입체, 의수(prosthesis of the hand)와 같이 다른 구조적 삽입체를 코팅하는데 이용될 수 있다. 도 1은 고관절 교체 방법에서 대퇴골(femur, 15)에 삽입된 장치(10)의 일 실시예를 도식적으로 나타내었다. 도 1은 대퇴골(15)로 삽입을 위한 삽입부(insert portion, 20) 및 (미도시된)볼이 나사로 고정되거나 삽입되는 연장부(extension, 25)를 나타내는 장치(10)를 나타내었다. 장치(10)는 예를 들어 및 제한 없이, 장치(10) 위에 용접된 금속 비드(metal beads)의 다공성 코팅체(porous coating, 30)를 포함한다. 도 1의 영역 A은 장치(10)의 코팅체(30)의 확대도이다. 비드(32)는 장치(10)의 금속 표면(34)에 용접되었다. ECM 겔(36)은 비드(32) 위에 또는 비드(32) 사이에 코팅되었다. 비드(32)로 뼈 조직 성장이 ECM 겔(36)이 존재 하여 촉진되었다.

인공기관은 다공성 코팅체가 환자의 조직이 바람직하게 부착되는 범위로 연장되는, 다공성 코팅체를 가지는 삽입체를 이용하는 유사한 방식으로 뼈에 고정될 수 있다. 도 2에 나타낸 예로서, 의수(hand prosthesis, 100)는 외부(115) 및 요골삽입부(radius insert portion, 122) 및 척골 삽입부(ulnar insert portion, 124)를 포함하는 내부(120)를 포함한다. 다공성 코팅체(130)는 피부 및 뼈와 피부 사이의 중간 조직 부착을 허용하는 외부(115)에서 시작하여 뼈에 부착되기 위해 삽입부(122, 124)에서 연장되었다.

여기에 기술된 장치(예를 들어, 인공 기관)는 중화된 예비-겔로 코팅될 수 있으며, 겔의 온도는 중화된 예비 겔을 겔로 만들기 위하여 상승되었다. 다른 실시예에서, 산성 예비 겔은 장치 또는 인공 기관에 도포되었다. 장치 위의 예비 겔은 이후 건조될 수 있으며, 예를 들어 동결 건조 될 수 있고, 전체 장치는 최종 멸균된 후 포장되고 유통될 수 있다. 장치로 동결 건조된 제품은 최종 사용자에 의해 수화될 수 있으며, 장치에 물, 식염수 또는 PBS를 적용시켜 중화되고, 그 후에 또는 나중에 장치의 온도가 예를 들어 37℃ 이상으로 상승한다.

사용에 있어서, 여기에 기술된대로 적합한 지지체 및 ECM겔로 코팅된 장치는 예를 들어 환자의 세포 또는 동종 이계 세포에 접촉될 수 있으며, 세포는 기질에 침투하는 것을 허용한다. 세포의 성장 또는 침투는 최적화된 방법에 의존하여 생체 내 또는 생체 외에서 발생할 수 있다. 예를 들어 및 제한 없이, 대퇴부 삽입체의 경우, 삽입체는 환자의 대퇴부 및 세포에 삽입될 수 있으며, 바람직한 뼈 조직은 장치를 뼈에 결합시키기 위해 지지체를 침투시킨다. 다른 실시예에서, 예를 들어 인공 힘줄(artificial tendon) 또는 인대(ligament)의 경우, 환자의 힘줄 또는 인대의 조직 검사(biopsy)는 자가 조직 인대(autologous ligament) 또는 힘줄 이식을 위하여 적합한 지지체로 배양되었다.

예

예 1- 돼지 세포외 기질(ECM)( UBM )의 제조

UBM의 제조법은 이전에 기술되었다[Sarikaya A, 외 Tissue Eng. 2002 Feb;8(1):63-71; Ringel RL, 외 J Speech Lang Hear Res. 2006 Feb;49(1):194-208]. 간략하게, 돼지 방광(porcine urinary bladders)은 6개월의 108-118 kg 돼지(Whiteshire-Hamroc, IN)를 안락사 시킨 다음에 얻어졌다. 결합 조직(Connective tissue) 및 지방 조직(adipose tissue)은 장막 표면(serosal surface)으로부터 제거되었고, 잔뇨(residual urine)는 수돗물(tap water)로 세척을 반복하여 제거되었다. 장막(tunica serosa), 외 근육층(tunica muscularis externa), 점막하 조직(tunica submucosa), 및 점막 근판(tunica muscularis mucosa)의 대부분이 기계로 제거되었다. 소장 점막(tunica mucosa)의 요로 상피 세포(urothelial cells)는 방광 기질(urinary bladder matrix, UBM)을 의미하는 인접한 기저막(subjacent tunica propria)과 함께 기저막으로 이루어진 생체 적합 물질(biomaterial)을 형성하도록 1.0N 식염수로 조직을 적셔 내강 표면(luminal surface)으로부터 분리되었다. 도 3은 방광 벽 및 그 내부에 포함된 구조체의 단면도이다.

UBM 시트는 0.1% (v/v) 과산화아세트산(peracetic acid), 4% (v/v) 에탄올, 및 95.9% (v/v) 멸균수(sterile water)를 포함하는 용액으로 셰이커(shaker)에서 2시간 동안 소독되었다. 과산화아세트산 잔여물은 각각 멸균한 인산 완충 식염수(sterile phosphate-buffered saline)(pH=7.4)로 15분 동안 2번 세척하고 멸균수로 15분 동안 2번 세척하여 제거되었다. 이 후, UBM 시트(도 4a에 도시)는 FTS Systems Bulk Freeze Dryer Model 8-54를 이용하여 동결 건조되며(도 4b), Wiley Mini Mill를 이용하여 분말화된다.

1 g의 동결 건조된 UBM 분말(도 4b) 및 100 mg의 펩신은 100ml의 0.01 M HCl에서 혼합된다. 혼합된 용액은 실온(25℃)에서 ~48시간 동안 끊임없이 교반된다. 펩신 분해 후, 증해액(도 4c)은 분취되(aliquoted)며 사용할 때까지 -20℃에서 저장된다. 완료 후, 용액은 증해액 또는 ECM 분해물 또는 ECM 모액(stock solution)이라고 한다.

예 2- 돼지 비장 ECM의 제조

신선한 비장 조직이 얻어졌다. 비장막의 외층은 절단하여 제거되었으며, 남은 조직은 균일한 조각으로 절단되었다. 외막(outer membrane)의 잔여 부분은 다듬어진 후 물로 3번 씻겨진다. 물은 체(sieve)를 이용하여 걸러졌다. 비장 세포(splenocytes)는 마사지(massaging)하여 용해되었다. 비장 조각은 수조에서 1시간 동안 37℃로 0.02% 트립신/0.05% EDTA의 용액에서 배양되었다. 필요한 경우, 비장 세포는 더 닦아내어 용해된다. 헹군 후, 조각은 3% Triton X-100 용액에 담궈지며, 1시간 동안 셰이커에 놓인다. 필요한 경우, 비장 세포는 더 마사지하여 용해된다. 그 후, 조각은 4%의 디옥시콜산(deoxycholic acid) 용액에 담궈지며, 1시간 동안 셰이커에 놓인다. 완전히 헹궈진 후, 정제된 비장 ECM은 추가 처리하여 저장된다. 조직은 그 다음 과산화아세트산 처리로 소독되고 건조된다.

1 g의 건조된 돼지 비장 ECM 및 100 mg의 펩신은 100 ml의 0.01 M HCl에서 혼합되었다. 혼합된 용액은 실온(25℃)에서 ~48시간 동안 끊임없이 교반된다. 용액에 부유하는 ECM의 조각이 눈에 보이지 않는 경우, 샘플은 분취되고 냉동(-20℃)되거나 즉시 이용된다.

예 3- 돼지 간 기질 ECM의 제조

신선한 간 조직이 얻어졌다. 과잉 지방 및 조직은 손질되었다. 간 막(liver membrane)의 외층은 절단되어 제거되었고, 남아있는 조직은 균일한 조각으로 절단되었다. 외막의 잔여 부분은 메스(scalpel) 또는 면도날(razor blade)을 이용하여 다듬어진 후, 물로 3번 헹궈진다. 물은 체를 이용하여 걸러졌다. 세포는 마사지(massaging)하여 용해되었다. 간 조각은 수조에서 1시간 동안 37℃로 0.02% 트립신/0.05% EDTA의 용액에서 배양된다. 필요한 경우, 세포는 마사지하여 더 용해된다. 헹군 후, 조각은 3% Triton X-100 용액에 담궈지며, 1시간 동안 셰이커에 놓인다. 필요한 경우, 비장 세포는 마사지하여 더 용해된다. 그 후, 조각은 4%의 디옥시콜산(deoxycholic acid) 용액에 담궈지며, 1시간 동안 셰이커에 놓인다. 완전히 헹궈진 후, 정제된 간 기질 ECM은 추가 처리하여 저장된다. 조직은 그 다음 과산화아세트산 처리로 소독되고 건조된다.

1 g의 건조된 돼지 간 기질 ECM 및 100 mg의 펩신은 100 ml의 0.01 M HCl에서 혼합되었다. 혼합된 용액은 실온(25℃)에서 ~24-48시간 동안 끊임없이 교반된다. 용액에 부유하는 ECM의 조각이 눈에 보이지 않는 경우, 샘플은 분취되고 냉동(-20℃)되거나 즉시 이용된다.

예 4- 사람의 간 기질 ECM의 제조

신선한 간 조직이 얻어졌다. 과잉 지방 및 조직은 손질되었다. 간 막의 외층은 절단되어 제거되었고, 남아있는 조직은 균일한 조각으로 절단되었다. 외막의 잔여 부분은 메스(scalpel) 또는 면도날(razor blade)을 이용하여 다듬어진 후, 물로 3번 헹궈진다. 물은 체를 이용하여 걸러졌다. 세포는 마사지(massaging)하여 용해되었다. 간 조각은 수조에서 1시간 동안 37℃로 0.02% 트립신/0.05% EDTA의 용액에서 배양된다. 필요한 경우, 세포는 마사지하여 더 용해된다. 헹군 후, 조각은 3% Triton X-100 용액에 담궈지며, 1시간 동안 셰이커에 놓인다. 필요한 경우, 비장 세포는 마사지하여 더 용해된다. 그 후, 조각은 4%의 디옥시콜산(deoxycholic acid) 용액에 담궈지며, 1시간 동안 셰이커에 놓인다. 완전히 헹궈진 후, 정제된 간 기질 ECM은 추가 처리하여 저장된다. 조직은 그 다음 과산화아세트산 처리로 소독되고 건조된다.

1 g의 건조된 사람의 간 기질 ECM 및 200 mg의 펩신은 50 ml의 0.01 M HCl에서 혼합되었다. 혼합된 용액은 실온(25℃)에서 ~3-5일 동안 끊임없이 교반된다. 용액에 부유하는 ECM의 조각이 눈에 보이지 않는 경우, 샘플은 분취되고 냉동(-20℃)되거나 즉시 이용된다.

예 5- 돼지 심장 ECM의 제조

1 g의 건조된 돼지 심장 ECM 및 100 mg의 펩신은 50 ml의 0.01 M HCl에서 혼합되었다. 혼합된 용액은 실온(25℃)에서 ~48시간 동안 끊임없이 교반된다.

예 6- 돼지 췌장 ECM의 제조

1 g의 건조되고 탈지된 돼지 췌장(dry de-fatted porcine pancreatic) ECM 및 100 mg의 펩신은 50 ml의 0.01 M HCl에서 혼합되었다. 혼합된 용액은 실온(25℃)에서 ~48시간 동안 끊임없이 교반된다.

예 7- 돼지 난소 ECM의 제조

신선한 난소 조직이 6시간 내에 얻어졌다. 난소가 적출되었고 해부 준비가 될 때까지 생리 식염수 조직에 저장되었으며, 잔여 자궁 조직이 제거되었다. 세로 방향 절개는 난소의 문(hilum)을 통해 이루어지며, 모낭이 분열되었다. 모든 모낭이 분열되면, ECM이 난소에서 수확되었다. 여과된 물로 3번 헹궈지며, 체를 이용하여 물이 걸러졌다. 세포는 조심스럽게 마사지하여 용해된다. ECM은 수조에서 1시간 동안 37℃로 0.02% 트립신/0.05% EDTA의 용액에서 배양된 후, 헹궈진다. 필요한 경우, 세포는 마사지하여 더 용해된다. ECM은 3% Triton X-100 용액에 담궈지며, 1시간 동안 셰이커에 놓인다. 헹궈진 후, 세포는 필요한 경우에 마사지하여 더 용해된다. 조각은 4%의 디옥시콜산(deoxycholic acid) 용액에 담궈지며, 1시간 동안 셰이커에 놓인다. 잔여 계면 활성제(residual surfactant)를 제거하기 위해 완전히 헹군 후, ECM은 추가로 이용될 때까지 멸균/여과된 물에 저장된다. ECM 조직은 그 다음 과산화아세트산 처리로 소독되고 건조된다.

1 g의 동결 건조된 난소 ECM 분말 및 100 mg의 펩신은 100 ml의 0.01 M HCl에서 혼합되었다. 혼합된 용액은 실온(25℃)에서 ~48시간 동안 끊임없이 교반된다. 펩신이 분해된 후, 증해액은 분취되고 이용될 때까지 -20℃에서 저장된다.

예 8- 척수 및 경뇌막 ECM의 제조

겸자, 가위 및 메스를 이용하여, 경뇌막(dura mater)이 돼지 척수에서 적출되었다. 내부 경되막 표면은 잔해(debris)를 제거하기 위해 메스 날로 제거된다. 척수 및 경뇌막은 분리된 컨테이너에 배치되며, 상술한 방식과 동일한 방식으로 처리된다. 척수는 표면 영역을 증가시키기 위하여 종 방향으로 또는 횡 방향으로 절단되며, 카세트(cassette)에 배치된다. 선택적으로 조직은 37℃에서 30분 동안 트립신-EDTA을 이용하여 효소 처리된다. 조직은 4℃에서 2~3일 동안 3%의 Triton X-100™ (4-옥틸페놀 폴리에톡실레이트(4-octylphenol polyethoxylate) 용액에서 배양된다. 상기 단계는 6%의 Triton X-100™ 용액으로 반복되며, 다시 9%의 Triton X-100™의 용액으로 반복된다. 척수 조직은 4℃에서 밤새 지질(lipids)을 제거하기 위하여 레시틴(lecithin) 또는 레시틴-디옥시콜레이트(lecithin-deoxycholate)에서 배양된다. 경뇌막은 상기 단계가 수행되지 않는다. 그 후 척수 조직은 1~2시간 동안 Triton X-100™ 3% 또는 SDS 1%로 세척된다. 상기 척수 조직은 실온에서 15분 동안 PBS 3X로 헹궈진다. 그 후, 조직은 실온에서 1시간 동안 DNase I의 용액으로 배양된다. 조직은 실온에서 15분 동안 3번 PBS로 세척된다. 마지막으로, 조직은 실온에서 15분 동안 3번 탈이온수로 세척된다. 순서는 겔-형 무세포성 척수 물질(gel-like acellular spinal cord material) 및 무세포성 경뇌막 물질(acellular dura mater material)의 시트를 제조하였다.

예 9- 지방질 ECM의 제조

냉동된 지방질 조직이 물에서 녹으며, 세포의 용해를 촉진하기 위해 수동으로 마사징된다. 조직은 0.02% 트립신/0.05% EDTA 용액을 포함하는 플라스크에 배치되며, 1시간 동안 37℃에서 배양된 후 증류한 탈이온수(ddH₂O)에서 간단히 헹궈지며 다시 수동으로 마사징된다. 이 후, 조직은 3% Triton X-100을 포함하는 플라스크에 위치하며, 실온으로 1시간 동안 궤도 셰이커(orbital shaker)에 놓여진다. 간단하게 물로 헹군 다음, 조직은 4%의 디옥시콜산(deoxycholic acid)으로 들어가며, 다시 실온에서 1시간 동안 궤도 셰이커에 다시 들어간다. 조직은 물로 3번 헹궈지며 밤새 4℃에서 저장된다. 그 후, 조직은 2시간 동안 궤도 셰이커에서 4%의 에탄올 및 0.1%의 과산화 아세트산(peracetic acid) 용액이 가해지며, 그 후 두 개의 인산 완충 식염수(PBS, pH 7.4)가 가해지고, 두 개의 물로 각각 15분 동안 씻어낸다. 이 후, 생성된 물질은 실온에서 궤도 셰이커로 1시간 동안 100% n-프로판올로 세척되며, 동결 건조 단계 전에 n-프로판올을 제거하기 위하여, 1시간 동안 ddH₂O로 4번 세척된다.

예 10- 신경 유래 ECM 겔의 제조

쥐의 척수 조직은 ECM 유래 공정이 필요할 때까지 80℃에서 저장된다. 물질이 녹으며, 경뇌막은 척수에서 제거되고, 그 후 척수는 종방향으로 1 인치의 길이 및 균일한 두께로 4등분 된다. 척수 조각은 탈세포화 단계 전에 네이티브 조직 아키텍쳐를 기계적으로 방해하기 위해 4℃ 및 120 rpm으로 밤새 물에 담궈진다. 18시간 후, 척수 조각은 약 840㎛의 홀 크기를 가지는 메시 또는 체로 걸러내어 물로부터 제거된다. 척수 조각은 겸자로 수집되며, 0.02% 트립신/0.05% EDTA 용액과 프로테아제 분해물용 플라스크에 들어간다. 분해물은 120 rpm으로 흔드는 동안 37℃에서 1시간 동안 수조에 공급될 수 있다. 1시간 후, 용액은 걸러지며, 척수 조직은 엉킴을 방지할 필요가 있을 때, 물 줄기 하에 부드럽게 헹궈진다. 척수 조각은 겸자를 이용하여 여과기(strainer)로부터 많고 작은 조직 조각을 가능한 수집하여 플라스크로 돌려보낸다. 3% Triton X-100 용액은 조직의 탈세포화 단계를 시작하기 위해 플라스크에 첨가되며, 200rpm으로 1시간 동안 셰이커에 높여진다. 1시간 후, 조직은 걸러지고, 헹궈지며, 수집된다. 조직 조각은 플라스크에 다시 배치된 후, 추가 탈세포화 단계를 위해 삼투압 충격(osmotic shock)을 받는다. 고장성 1 M 수크로오스(sucrose)가 플라스크에 첨가되고, 200rpm으로 15분 동안 셰이커에 놓여진다. 조직은 걸러지고, 헹궈지며 수집되고, 고장성 용액(탈이온수)과 결합되며, 남아있는 세포를 용해시키기 위하여 200rpm으로 15분 동안 셰이커에 놓여진다. 탈세포화된 조직은 다시 걸러지고, 헹궈지며, 플라스크로 회수된다. 4%의 데옥시콜산 용액이 플라스크에 첨가되며, 200rpm으로 1시간 동안 셰이커에 놓여진다. 그 후, 조직 조각이 걸러지며, 모든 계면 활성제(거품)이 제거될 때 까지, 타입 I(초순수) 물로 반복 세척된다. ECM으로 농축된 남아있는 조직이 수집되며 ECM의 중량에 대하여 20:1 과산화 아세트산 용액의 비율로 (타입 I 물(96%) 및 100% EtOH 알코올(4%)로 구성된)과산화 아세트산 용액을 이용하여 소독되며, 두 시간 동안 200rpm으로 흔들어진다. 인산 완충 식염수(Phosphate Buffered Saline, PBS)에서 헹굼 단계를 연속하여, ECM이 -20℃에서 냉동된 후, 모든 물이 제거될 때까지 동결 건조된다. 겔 지지체 예비-겔 물질은 지지체의 바람직한 점도에 의존하여 약 1~200mg/ml의 ECM 농도를 형성하도록 등장성 식염수로 희석된, 1.0 mg/ml 펩신을 포함하는 0.01 N 염산 용액으로 동결 건조된 ECM을 첨가하여 제조되었다.

예 11- ECM으로부터 겔을 제조하는 일반적인 방법

UBM 겔은 4℃에서 적합한 양으로 0.1 N NaOH (증해액 부피의 1/10) 및 10X PBS pH 7.4 (증해액 부피의 1/9)를 혼합하여 겔로 형성되었다. 용액은 차가운(4℃) 1X PBS pH 7.4를 이용하여 바람직한 부피 및 농도를 가지며, 겔화 단계를 위해 37℃의 배양기에 놓여진다(도 4d).

ECM은 도 4에 나타낸대로, 용액에서 40분 후 기질을 형성할 수 있다. ECM 유래 겔은 20℃ 이하의 온도에서 액체이나, 온도가 37℃로 증가할 때 겔로 변한다.

ECM으로부터 겔을 제조하기 위해, 다음의 모든 용액이 얼음(ice) 상태로 유지되어야 하며, 다음의 변수를 확인해야 한다:

C _f = 최종 겔의 농도(mg/ml)

C _s = ECM 증해액의 농도(mg/ml)

V _f = 실험에 필요한 최종 겔 용액의 부피

V _d = 필요한 ECM 증해액의 부피(ml)

V _10X = 필요한 10X PBS의 부피(ml)

V _1X = 필요한 1X PBS의 부피(ml)

V _NaOH = 필요한 0.1 N NaOH의 부피(ml)

처음에, 최종 농도( C _f ) 및 필요한 ECM의 부피( V _f )가 결정된다. 그 후, C _f (mg/ml)* V _f (ml)를 곱하여, 필요한 ECM의 질량을 측정한다. 측정된 값은 필요한 ECM 증해액의 부피( V _d )를 알려줄 것이며, 여기에서, V _d = [ C _f (mg/ml)* V _f (ml)]/ C _s 이다.

측정된 부피 V _d 를 9로 나누어 필요한 10X PBS의 부피를 측정하였다( V _10X = V _d /9). 측정된 부피 V _d 를 10으로 나누어 필요한 0.1 N NaOH의 부피를 측정하였다( V _NaOH =V _d /10 ). 다음과 같이: V _1X = V _f - V _d - V _10X - V _NaOH 적합한 농도/부피의 용액으로 필요한 1X PBS의 양을 측정하였다. ECM 증해액( V _d )을 제외하고, 적합한 컨테이너(주로 15 또는 50ml의 원심관)에 모든 시약( V _1X + V _d + V _10X + V _NaOH )을 넣는다. 언제나, 얼음통 안에 넣거나 얼음 위로 용액을 보관한다.

ECM 증해액을 위에서 제조된 PBS/NaOH 혼합물에 적합한 부피로 첨가하고, 용액에서 기포가 형성되는 것을 조심하고 방지하면서, 1ml의 마이크로피펫(micropipette)으로 잘 혼합시킨다. 이송하는 동안 부피가 상당히 손실될 수 있어서, ECM 증해액의 점도에 의존해야 한다. 전체 부피를 관찰해야 하며, 최종 부피가 달성될 때까지 적합한 양을 첨가해야 한다. 예비 겔 용액의 pH를 측정하여, 여기에서 pH는 약 7.4일 것이다.

몰드(mold) 또는 적합한 웰(wells)에 예비 겔 용액을 첨가한다. 최소 40분 동안 37℃ 배양기로 몰드 또는 웰(wells)을 넣는다. 배양기에서 CO₂ 제어가 사용되지 않게 한다. 물이 증발될 경우, 배양기에 배치시키기 전에, 플라스틱 지퍼-락 백(plastic zip-lock bag) 내부로 몰드를 넣는다. 겔화 단계 후, 겔은 몰드로부터 제거될 수 있으며, 1X PBS에 배치된다. 겔이 조직 배양 플레이트(tissue culture plates)에서 형성되는 경우, 1X PBS는 수화된 겔을 유지시기 위해 사용될 때까지 겔의 상부에 배치될 수 있다.

샘플 측정: 10 mg/ml의 모액으로부터 6 mg/ml의 최종 농도를 가지는 6 ml의 겔을 형성한다.

정해진: C _s = 10 mg / ml; C _f = 6 mg / ml; V _f = 6 ml

V _d = [ 6 mg /ml* 6 ml ]/ 10 mg / ml = 3.600 ml

V _10X = 3.6/ 9 = 0.400 ml

V _NaOH = 3.6/ 10 = 0.360 ml

V _1X = 6 ml - 3.6 ml - 0.400 ml - 0.360 = 1.640 ml

예 12- 돼지 UBM의 조성물 및 형태학

UBM 및 쥐 꼬리 형태(rat-tail)의 콜라겐 타입(collagen type) I(BD, 생명 과학) 용액이 감소된 조건(5% 2-메르캅토에탄올(2-Mercaptoethanol)) 하에 4~20% 폴리아크릴아미드 겔(polyacrylamide gels)로 전기 영동된다. 단백질은 Gel-Code Blue(Bio-Rad)로 관찰되며, Kodak imaging station으로 기록되었다.

콜라겐 및 황산화 글리코사미노 글리칸(sulfated glycosaminoglycan, S-GAG) 함량은 각각 하이드록시프롤린 분석(hydroxyproline assay)[Reddy GK, 외 "A simplified method for the analysis of hydroxyproline in biological tissues," (1996) Clin . Biochem . 29(3):225-9] 및 the Blyscan™ 분석 키트 (Biocolor, Northern Ireland)(3개의 샘플이 테스트됨)을 이용하여 측정된다. Blyscan™ 분석은 제조사의 지시에 따라 수행된다. 하이드록시프롤린 함량은 20분 동안 120℃의 오토클레이브(autoclave)에서 2 M NaOH로 샘플을 가수분해하여 측정된다. 샘플은 50 ㎕의 4 M HCl로 중화되며, 300 ㎕의 0.056 M 클로라민-T(chloramine-T) (스펙트럼)과 반응하고, 부드럽게 혼합되며, 실온에서 25분 동안 산화된다. 이 후, 샘플은 300 ㎕의 1 M 에를리히의 알데히드(Ehrlich's aldehyde)(스펙트럼)와 혼합되며, 20분 동안 65℃에서 배양된다. 표준 곡선은 쥐 꼬리 형태의 콜라겐 타입 I(BD Biosciences)을 이용하여 발생했으며, 분해된 UBM 용액에 존재하는 전체 콜라겐 양을 측정하는데 이용되었다. 비색 변화(colorimetric change)는 SpectraMax 분광 광도계를 이용하여 550 nm에서의 흡광도로 측정되었다.

겔의 조성물이 확인되었다. 펩신 분해된 UBM의 콜라겐 농도는 동결 건조된 UBM 분말의 mg 당 0.8±0.2 mg으로 발견되었다(평균 ±SD). 전체 S-GAG 함량은 동결 건조된 UBM 분말의 mg 당 5.1±0.9 ㎍으로 발견되었다(평균 ±SD). 전기 영동된 단백질은 도 5에 나타낸 여분 대역(extra bands)를 가지는 UBM 레인(lane)에 존재하는 콜라겐 타입의 대표적인 대역을 나타내었다. UBM 겔에 존재하는 추가 성분(적은 펩타이드 및 글리코사미노글리칸) 때문에 부분적으로 차이가 있을 수 있다.

UBM 겔의 표면 형태는 주사 전자 현미경(scanning electron microscope, SEM)을 이용하여 검사되었다. 견본은 차가운 2.5%의 글루타르알데히드(glutaraldehyde)에 고정되며, PBS로 헹궈진 후, 등급이 나뉜 에탄올 시리즈(30%~100%)를 통해 탈수화 공정이 이루어지며, Emscope CPD 750 임계점 건조기로 최종 임계점이 건조되었다. 샘플은 알루미늄 SEM specimen mounting stubs(Electron Microscopy Sciences, Hatfield, PA)에 부착되며, Sputter Coater 108 Auto (Cressington Scientific Instruments, Valencia, PA)을 이용하여 금 팔라듐 합금(gold palladium alloy)으로 스파터 코팅되(sputter coated)었다. 마지막으로, 샘플은 주사 전자 현미경(JEOL 6330F)을 이용하여 검사되었다. 이미지는 5,000 및 10,000 X의 배율이다. 주사 전자 현미경 사진은 3 mg/ml 및 6 mg/ml(도 6a~6d) 뿐만 아니라 4 mg/ml(도 7b)의 농도에서 UBM 겔의 피브릴(fibrillar) 외관을 나타낸다.

예 13- 돼지 UBM , SIS 및 LS 겔의 유동 특성 및 겔화 역학

UBM 유래 겔의 유동 특성은 겔화 동안 간주되어 진다. UBM 겔은 25℃ 이하의 온도에서 점성이 있는 용액으로 이루어지며, 생리학적 온도(37℃)에서는 겔로 이루어진다. 다른 겔의 유동 특성은 여기에 기술된 유사한 방법을 이용하여 측정될 수 있다. 간 기질(liver stroma, LS) 및 소장 점막하 조직(small intestine submucosa, SIS)의 유동 특성도 측정되었다.

탁도계 겔화 역학은 이전에 기술한대로(Gelman RA, 외, "Collagen fibril formation. Evidence for a multistep process," (1979) J. Biol . Chem . 254(1):180-6) 분광 광도법을 이용하여 측정되었다. 적합한 농도에서 최종 예비 겔 용액은 4℃로 유지되며, 웰 당 3번 100㎕를 배치시켜 차가운 96 웰 플레이트(well plate)에 전달된다. SpectraMax 분광 광도계(분자 소자(Molecular Devices))는 37℃로 예비 가열되며, 플레이트(plate)는 분광 광도계에 배치되며, 각각의 웰의 탁도(turbidity)가 1.5시간 동안 2분 마다 405 nm에서 측정되었다(도 8a). 탁도는 530 nm에서도 측정되었다(도 9). 흡광도 값은 도 8b에 나타낸대로 기록되고 표준화되었다. 최대 탁도 측정(예를 들어, 최대 흡광도 값)의 50%에 도달하는데 필요한 시간은 t _1/2로 표시되었고, 지연 위상(lag phase)(t _lag)이 곡선의 직선 증가를 추정하여 측정되었다. 탁도계 측정에 기반한 겔화 속도(S)는 도 8b에 나타낸 곡선의 증가 부분의 경사를 측정하여 결정되었다.

동적 진동 측정이 근본적인 겔화 연구에서 주로 이용되었고, 겔의 점탄성을 특징화 하는데 이용되었다. 샘플은 다음의 진동 변형률이 가해졌다:

여기에서, γ₀은 정현 변형률(sinusoidal strain)의 진폭이며, t는 시간이고, f는 주파수이다. 다음과 같이 기술된 정현파 응력이 발달되었다:

여기에서 G*는 샘플의 주파수 종속 복소 탄성 계수(frequency dependent complex modulus of the sample)이다. G'로 나타낸 G*의 실수부(real part)는 적용된 변형률로 위상에 있으며, 샘플의 탄성 변형에서 기계적 에너지를 저장하는 것에 대응하기 때문에 저장 탄성 계수로 불린다. G''로 나타낸 G*의 가상부(imaginary portion)는 적용된 변형률로 위상의 90°를 밑돌고 있으며, 샘플 내에서 점성 분산에 의해 에너지를 손실하는 것에 대응하기 때문에 손실 탄성 계수로 불린다. 샘플이 겔화가 진행됨에 따라 고체-형 특성이 증가할 것으로 예상되기 때문에, G'는 상당히 증가할 것으로 예상된다.

최종 특성은 다음에 정의한 복소 점도(complex viscosity)의 크기이다:

여기에서,

은 주파수 종속 복소 점도이며, G*는 샘플의 주파수 종속 복소 탄성 계수이며, f는 주파수이다. 거듭 제곱식으로 복소 점도 대 주파수 데이터를 맞춘다:

여기에서, k 및 n은 둘 다 상수이다.

유동학 실험은 샘플 온도를 유지시키기 위하여, 40mm-직경 병렬 판 형태(parallel plate geometry) 및 Peltier 셀을 이용하여 TA Instruments AR2000 응력 제어 전류계(stress-controlled rheometer)로 수행되었다. 샘플은 이전에 추론한대로 제조되었으며, 15℃의 온도를 유지시키는 Peltier 셀을 이용하여 전류계로 로드된다. 샘플 가장자리는 미네랄 오일(mineral oil)을 도포하여 증발로부터 보호된다. 샘플의 점도는 15℃에서 1분 동안 샘플 위로 1 Pa의 일정 응력을 가하여 처음 측정되었다. 이 후, 온도는 겔화를 유도하기 위하여 37℃로 설정된다; Peltier 셀의 온도는0 10초 안에 30℃에 도달하며 50초 내에 37℃에 도달한다. 온도가 증가한 후 겔화 단계 동안, 샘플의 진동 계수(oscillatory moduli)가 0.159 Hz (1 rad/s)의 고정된 주파수 및 5%의 변형률에서 연속적으로 관찰되었다. 시간에 따른 탄성 계수(G')의 추가 변화가 없는 경우, 겔화가 끝난 것으로 간주된다. 겔의 최종 선형 점탄성은 37℃ 및 5% 변형률에서 15.9 Hz~0.08Hz의 주파수 스위프(frequency sweep)를 수행하여 측정되며, 상기 방정식 4에 적합하다.

탁도계 겔화 역학 및 측정된 매개 변수는 도 8에 도시되며, 결과는 표 1에 나타내었다. UBM 및 콜라겐 타입 I 겔의 탁도계 겔화 역학은 시그모이드 형상(sigmoidal shape)을 따른다(도 8a). 3 mg/ml의 농도에서 콜라겐 타입 I 겔은 3 mg/ml 및 6 mg/ml의 농도에서 UBM-겔 보다 더 탁하게 겔화되었다. 지연 위상(t _lag) 및 최종 탁도의 절반에 도달하는데 필요한 시간(t _1/2)은 콜라겐 타입 I(3 mg/ml) 보다 UBM 겔(3 및 6 mg/ml에서)에서 더 크다. 또한, 탁도계 겔화 역학의 속도(S)는 콜라겐 타입 I와 비교할 때 UBM보다 더 낮다. 농도가 변할 때, UBM 겔에서 t _l _ag, t _1/2, 및 S의 변화가 없으나, 도달하는 최대 탁도의 변화가 있다.

또한, 1 mg/mL SIS 겔의 탁도계 역학은 시그모이드 형상을 따른다(도 9). UBM 측정이 405 nm에서 얻어질 때, SIS 측정은 530 nm에서 얻어진다. 또한, SIS 측정은 최대 탁도에 도달하기 전에 탁도가 감소되는 것을 나타내었다.

UBM 겔의 저장 탄성 계수(G') 및 손실 탄성 계수(G'') 둘 다는 샘플의 온도가 15~37℃로 상승한 후 시그모이드 형상으로 시간에 따라 변한다(도 10). G' 및 G''는 약 8분 후 정상 상태(steady state)에 도달하여, 겔화가 발생된 것으로 추측된다. G' 및 G''의 역학은 탁도계 역학 보다 더 빠르다. UBM 및 콜라겐 타입 I의 점도는 ~0.08-15 Hz의 주파수 범위를 통해 도 12에 도시되었으며, 결과는 표 1에 요약되었다.

또한, LS 및 SIS 겔의 저장 탄성 계수(G')는 샘플의 온도가 37℃로 증가된 후, 시그모이드 형상으로 시간에 따라 변한다(도 11a). LS 및 SIS 겔에 대한 G'의 역학은 UBM 겔에 대한 G'의 역학 보다 빠르다. LS, SIS 및 UBM 겔의 저장 탄성 계수(G')는 각진동수(angular frequency)의 함수로 측정되었다(도 11b).

UBM 겔화 역학의 탁도계 분석 결과.

물질	k	t _1/2	t _lag
콜라겐 타입 I 3 mg/ml	0.20 (0.01)*	12.2 (1.1)*	9.7 (0.8)*
UBM 3 mg/ml	0.07 (0.01)	24.4 (2.4)	15.8 (2.0)
UBM 6 mg/ml	0.09 (0.04)	22.4 (4.9)	14.1 (3.7)

*p < 0.05

데이터는 평균 ± SD를 나타낸다. 3개의 샘플이 테스트되었다(n=3).

주입 가능한 물질로서 UBM의 이용 가능성을 조사하기 위하여, 주입 설정에서 UBM의 이용 가능성 테스트가 여러번 수행되었다. 성대 확대와 같은 시술에서 주로 이용된 주사 바늘을 성공적으로 통과할 경우, 식염수에 부유하는 ECM 분말 및 UBM 겔이 함께 관찰되도록 테스트되었다. 상기 바늘은 1 cm로 길며, 25 게이지 구경 팁(caliber tips)이 25cm의 긴 16 게이지 바늘 샤프트(needle shafts)에 부착된다. UBM 겔은 끊임없이 쉽게 상기 바늘을 통과한다. UBM 분말 현탁액(suspension)은 10 mg/ml의 상한 농도를 가지며, 상한 농도 이상에서는 전달되는 실제 ECM의 양을 측정하기 어렵게 바늘이 자주 막힌다. 주입 가능한 물질로서 UBM 겔의 이용 가능성이 세번 이루어졌다(표 2).

상업적으로 이용가능한 주입 가능한 물질과 UBM 겔의 점도 비교

Material	k	n	r²	주파수 범위 [Hz]	REF
방광 기질 3 mg/ml	2.35	-1.0617	0.988	0.01-15	--
방광 기질 6 mg/ml	5.69	-0.9547	0.999	0.01-15	--
젤라틴 (겔 형태)	149.39	-0.9030	0.997	0.01-15	Chan 외 ^a
Zyplast™	99.851	-0.9145	0.998	0.01-15	Chan 외 ^a
Zyderm™	66.395	-0.9154	0.998	0.01-15	Chan 외 ^a
Zyderm™	12	-0.860	0.977	0.01-100	Klemuk 외 ^b
Cymetra®	19.9	-0.778	0.972	0.01-100	Klemuk 외 ^b
히알루론산(Hyaluronic Acid)-DTPH	3.19	-0.744	0.974	0.01-100	Klemuk 외 ^b
사람의 복부 피하 지방량(Human abdominal subcutaneous fat)	23.576	-0.9508	0.994	0.01-15	Chan 외 ^a
폴리테트라플루오로에틸렌 (Polytetrafluoroethylene, PTFE)	1151.9	-1.0267	0.997	0.01-15	Chan 외 ^a

^a Chan RW, 외. Viscosities of implantable biomaterials in vocal fold augmentation surgery. Laryngoscope. 1998 May;108(5):725-31.

^b Klemuk SA, 외. Viscoelastic properties of three vocal-fold injectable biomaterials at low audio frequencies. Laryngoscope. 2004 Sep;114(9):1597-603.

예 14- 하이브리드 무기/ECM 지지체

팔의 절단 및 인공 기관으로의 대체 후, 관절 운동학(joint kinematics)의 복원은 힘줄의 보니 삽입(boney insertion)을 통해 인공 기관에, 현재 사용하는 근육계를 부착시키기 어렵기 때문에 제한된다(Higuera, C.A., et al., J Orthop Res. 1091-9 (23) 2005). 다양한 다공성 티타늄 및 탄탈륨 합금이 뼈 내 성장을 촉진하는데 성공적일지라도, 인대 또는 힘줄 삽입 위치를 복원시키는 섬유 연골성 조직의 성장을 촉진시킬 대안이 없다. 최근, 다공성 탄탈륨 지지체는 타고난 기계적 강도를 가지는 혈관성 섬유 조직의 성장을 촉진 시키는 능력이 조사되었다(Hacking, S.A., et al.: J Biomed Mater Res, 631-8 (52) 2000). 돼지의 소장 및 방광(UBM)으로부터 자연 유래한 세포외 기질(ECM) 지지체는 우수한 기계적 강도를 가지는 강한 보니 삽입 위치뿐만 아니라 잘 짜여진 힘줄, 인대, 연골 및 뼈를 형성하기 위하여 도시되었다(Badylak, S.F.: Transpl Immunol. 367-77 (12) 2004; Dejardin, L.M., et al.: AJSM. 175-84 (29) 2001). 기공 내에 내장된 ECM을 가지는 다공성 탄탈륨 또는 티타늄 지지체가 금속 표면으로 연조직의 성장을 향상시킬 수 있고, 섬유 연골성 조직의 형성을 촉진하는 것을 예상할 수 있다. 최신 연구의 목표는 인대 또는 힘줄 삽입 치료의 궁극적인 응용을 위한 ECM겔로 다공성 티타늄 지지체를 코팅하는 가능성을 측정하는 것이다.

UBM 분말은 이전에 기술한대로 제조되었다(Freytes, DO et al, Biomaterials, 2004. 25(12): 2353-61). UBM 겔 분해물은 실온에서 ~48시간 동안 계속 교반시켜 100 mL의 0.01 M HCl과 1 g의 동결 건조된 UBM 분말을 혼합하여 제조되었다. UBM 겔 중합 반응(polymerization)은 37℃에서 PBS를 이용하여 pH 및 이온 강도를 생리학적 범위로 만든다. 겔의 중합 반응은 30분 내에 끝난다. 다공성 금속 지지체는 아세톤 및 물로 세척되며, 20~45%의 질산으로 부동태화된(passivated)다.

UBM 겔 분해물([10 mg/ml] 전 및 [6 mg/ml] 생리적 활성화 후) 및 CP Ti 또는 Ti 6Al 4V의 시트 사이의 접촉각이 측정되었다. 1 ml의 분해물은 각각의 표면에 첨가되었고, 디지털 사진이 이후의 각도 측정을 위해 촬영되었다.

CP 티타늄 섬유 메시 또는 CP 티타늄 소결 비드(sintered beads) 둘 중 하나로 중합된 UBM 겔의 침투를 촉진시키는 능력을 테스트하는 두 개의 방법이 있다. 각각의 다공성 금속 지지체의 전체 표면은 5분 동안 활성화된 UBM 겔로 보호된다. 지지체의 절반에 대하여, 겔은 정적 조건 하에 침투하는 것이 허용되며, 샘플의 다른 절반은 초음파 처리를 이용하여 침투가 이루어진다. 염료는 겔을 시각화하기 위해 첨가되었다.

다공성 티타늄 지지체 내에서 UBM 겔의 존재를 확인하고, UBM 겔 및 금속 사이의 상호 작용을 더 이해하기 위하여, 견본(specimens)이 환경 주사 전자 현미경(environmental scanning electron microscopy, ESEM)을 위해 준비되었다. 샘플이 수화된 조건에 여전히 있는 동안 ESEM으로 관찰될 수 있기 때문에, 티타늄 지지체 및 UBM 겔 사이의 상호 작용이 탈수 반응에 의해 ECM이 분열하지 않고 측정될 수 있다.

UBM 겔 분해물 및 활성화된 UBM 겔 둘 다는 CP Ti 및 Ti 6Al 4V 웰의 표면을 적신다(표 3). 따라서, 다공성 금속은 ECM을 제외시키지 않는다. 결과에 기반하여, 추후의 실험은 활성화된 겔에 집중된다. UBM 겔은 정적 조건에서 각각의 다공성 금속 지지체 두께의 중간 사이에 침투할 수 있다. 초음파 처리 단계를 추가하여, 기공은 지지체의 전체 두께를 관통한다(도 13a 및 13b). ESEM으로 하이브리드 지지체의 관찰은 우수한 침투 및 다공성 티타늄의 커버리지(coverage)를 나타내었다(도 14a~14d).

UBM 겔 및 다공성 티타늄 지지체를 이용하여 하이브리드 ECM/다공성 금속 지지체를 형성할 수 있다. 미래 연구에서, 상기 지지체가 체외에서 세포 성장을 지지할 수 있는지 및 체내에서 결합 조직 성장을 촉진하는지를 평가할 것이다. 이러한 노력의 최종 목적은 인대 및 힘줄의 삽입 위치로서 제공을 위해, 금속으로 연 조직의 성장을 촉진시키는 지지체를 개선하는 것이다.

티타늄 합금 및 UBM 물질 사이의 접촉각(평균 ± SD)

금속 타입	UBM 분해물	UBM 겔
CP Ti	46.8 ± 1.3	27.0 ± 4.0
Ti6Al4V	38.2 ± 4.8	41.3 ± 1.6

예 15= 예비- 분해물 ECM 물질의 멸균

ECM 지지체의 최종 멸균이 프로테아제-가용화 ECM 물질의 하이드로겔 형성을 억제하는 것이 밝혀졌다. 투석되지 않는 표피 ECM(상술한대로 손상되지 않은 ECM)을 이용하여, 질적 하이드로겔을 형성하는 멸균 효과가 다음에서 설명되었다. 돼지 표피는 상술한대로 필수적으로 탈세포화되며, 다양한 방법의 최종 멸균 단계가 가해진다. 표피 ECM 시트는 10 kGy, 25 kGy, 및 40 kGy의 노출량으로 (1) 감마 방사선, 10 kGy, 25 kGy, 및 40 kGy의 노출량으로 (2) 전자 빔 방사선 및 16시간 동안 750 mg/h의 노출량으로 (3) 에틸렌 옥사이드(EtO) 가스에 노출시켜 최종 멸균된다. 제어 표피 ECM 시트는 멸균되지 않는다, 멸균되고 제어된 표피 ECM은 이후에 60 메시 체로 Wiley Mill에서 기계적으로 세분화되며, 예비 겔을 형성하기 위하여 0.01 N HCl 용액에 녹아 있는 1 mg/ml 펩신으로 4℃에서 48시간 동안 효소적으로 분해되며, 실온(20~25℃)에서 약 pH 7.4로 중화시켜 하이드로겔 형성을 테스트한 후, CO₂ 없이 배양기의 온도를 37℃로 상승시킨다. 도 15는 최종 멸균된 표피 ECM이 멸균 방법에 상관 없이 하이드로겔을 형성할 수 없고, 멸균되지 않은 표피 ECM이 고체 겔을 형성하며 금속 링 몰드(metallic ring molds)를 제거한 후의 형상을 유지하는 것을 나타내었다.

예 16- 동결 건조된 제품의 멸균

예미 분해물 탈세포화 ECM 물질을 최종 멸균한 후, 효과가 없는 하이드로겔을 형성하고 멸균을 위한 임상적/상업적 필요성이 확인되기 때문에, 멸균 전에 물질의 형상이 변하여 ECM이 겔화되는 것으로 가정되었다. 동결 건조된 고체 ECM 시트 대신에, 투석되지 않고(상술한대로 손상되지 않은 ECM) 기계적으로 세분된 ECM(상술한대로 필수적으로 효소 분해되는)으로부터 제조된 동결 건조된 예비 겔을 멸균해야 하며, 하이드로겔이 형성되는지를 테스트해야 한다. 소장 점막하 조직(SIS-ECM)은 투석 없이 표준 프로토콜에 따라 탈세포화된다. SIS-ECM 분말은 위와 동일한 방식으로 효소 분해되며, 드라이 아이스를 이용하여 -80℃에서 냉동되며 동결 건조된다. 이 후, 동결 건조된 예비-겔은 16 시간 동안 750 mg/h의 노출량으로 EtO 가스에 노출하여 멸균되며 및/또는 탈이온수 또는 0.01N HCl로 재구성된다(도 16a~16d). 도 16a~16d는 멸균 전에 물 및 HCl을 이용하여 실온에서 재구성이 끝난 것을 나타내며, 탈이온수 예비 겔만 멸균한 후(도 16d) 완전히 재구성된 것을 나타내었다.

탈이온수로 예비 겔만 완전히 재구성하기 때문에, 샘플은 하이드로겔을 형성하는지 검사된다. 도 17는 중화되고 CO₂ 없이 37℃ 배양기에 배치될 때, 고체 겔을 형성하는, 멸균되지 않은 예비 겔 및 EtO 멸균된 예비 겔이 금속 링 몰드의 제거 후에 형상을 유지하는 것을 나타내었다.

도 17에 나타낸 결과를 확인하기 위하여, 방광(UBM)으로부터 유래한 ECM이 표준 프로토콜에 따라 탈세포화되며, 상술한 SIS-ECM과 같은 방식으로 테스트된다. 결과는 동결 건조된 예비 겔의 멸균이 하이드로겔 형성에 기여하는 것으로 유사하게 나타났다(도 18).

예 17- 동결 건조된 제품의 멸균 - 추가 연구

상술한 예의 연구를 확장하여, 상술한대로 제조된 ECM 물질이 다음과 같이 다른 형태로 멸균되었다: ECM 물질은 분말 및 2D 시트 형태에서 분해되지 않으며, 수화된 분말 또는 2D 시트 ECM 물질은 분해되지 않고; 예비-겔 용액은 산-프로테아제 분해되나 중화되지 않으며; 및/또는 동결 건조된 예비 겔은 분해되나 중화되지 않는다. 방광, 비장, 간, 심장, 췌장, 난소, 소장, 중추 신경계(CNS), 지방 조직 및/또는 뼈를 포함하는 ECM 물질이 다양한 방면으로 테스트된다.

물질은 에틸렌 옥사이드, 감마 방사선(2kGy, 30kGy @ ambient 및 -80C), 전자 빔 방사선2kGy, 30kGy @ ambient 및 -80C) 및/또는 초임계 CO₂ (저 및/또는 고)에 의해 멸균된다. 멸균되지 않은 제어부가 구동된다.

예 18- 다양한 멸균 방법이 수행되는 탈세포화된 방광 기질( UBM )

방광 기질은 표준 프로토콜에 따라 탈세포화 되며, 다양한 멸균 방법이 수행된다. 하이드로겔의 형성은 (1) UBM 시트, (2) 기계적으로 세분된 UBM 분말의 멸균, 및 (3) 분해 및 냉동 건조하여 테스트된다. 각각의 겔은 링 몰드에서 형성되고 이미지화되었다(도 19a). 이 후, 하이드로겔 형성은 저장 탄성 계수 값으로 표시한대로, 동결 건조된 분해물에 이어 분말 형태로 형성된 더 완고한 하이드로겔로 테스트된다(도 19b 참조). UBM 시트의 멸균은 추후 하이드로겔을 형성하지 않는다. scCO₂ 및 EtO 동결 건조된 분해물 대 분말 형태의 저장 탄성 계수를 비교 하여 더 명백히 증명된, 각각의 멸균 방법은 하이드로겔의 형성에 영향을 미치며, ECM 물질의 초기 형태에 의해 완화될 수 있다. 흥미롭게도, 멸균 되지 않은 제어 샘플이 더 견고한 겔을 형성하는 동결 건조된 분해물과 하이드로겔 형성에 있어 뚜렷한 차이가 있음이 나타났다. 질적으로, 동결 건조된 분해물은 더 견고한 하이드로겔에 이어 분말을 형성하며, UBM 시트의 멸균은 추후 하이드로겔을 형성하지 않는다. 겔 견고성에서 성질상 경향은 겔 강성(gel stiffness)(즉, 저장 탄성 계수 또는 G')의 유동 특성에 의해 입증되었다. 함께, 도면들은 멸균에 노출된 ECM 형태(즉, 시트, 분말 또는 분해물)의 중요성을 강조하였다.

본 발명은 여러 예시에 따라 모든 측면을 제한하지 않고 설명만을 목적으로 하여 기술되었다. 따라서, 본 발명은 세부적으로 수행하여 다양하게 변형할 수 있으며, 기술의 숙련자에 의해 여기에 포함된 설명으로부터 유래될 수 있고, 이전의 설명에 의해 한정되지 않으며, 다음의 청구항의 범위 내에서 해석될 수 있다.

Claims

(i) 증해액(digest solution)을 형성하기 위해 산성 용액에 녹아 있는 산성 프로테아제(acid protease)로 분해시켜, 투석되지 않는 세포외 기질(extracellular matrix, ECM)을 가용화시키는 단계;
(ii) 상기 증해액을 건조시키는 단계; 및
(iii) 상기 건조된 증해액을 멸균시키는 단계;를 포함하는, 세포외 기질-유래 겔(extracellular matrix-derived gel)의 제조 방법.
제1항에 있어서,
(iv) 중화된 증해액(neutralized digest solution)을 형성하기 위하여, 멸균 건조된 증해액을 수화시키고 pH 7.2~7.8로 중화시키는 단계; 및
(v) 25℃ 이상의 온도에서 상기 중화된 증해액을 겔화(gelling)시키는 단계;를 더 포함하는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제1항에 있어서,
상기 ECM은 최종 멸균되지 않거나, 상기 가용화 단계 전에 가교화 처리(cross-linking process)되는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제1항에 있어서,
상기 증해액은 동결 건조되(lyophilized)는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제1항에 있어서,
상기 증해액은 감마 방사선(gamma radiation), 전자 빔 방사선(electron beam radiation), 에틸렌 옥사이드(ethylene oxide) 및/또는 초임계 CO₂를 이용하여 멸균되는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제1항에 있어서,
상기 ECM은 포유 동물 조직(mammalian tissue)으로부터 유래하는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제6항에 있어서,
상기 ECM은 방광(urinary bladder), 비장(spleen), 간(liver), 심장(heart), 중추 신경계(central nervous system, CNS), 지방 조직(adipose tissue), 뼈(bone), 췌장(pancreas), 난소(ovary), 소장(small intestine), 대장(large intestine) 또는 결장(colon) 중 하나로부터 유래하는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제1항에 있어서,
상기 ECM은 분쇄되(comminuted)는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제2항에 있어서,
상기 중화된 증해액은 상기 겔화 단계 전에 25℃ 이하의 온도로 유지되는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제1항에 있어서,
상기 산성 프로테아제는 펩신(pepsin)인, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제1항에 있어서,
상기 ECM은 pH 2 이상의 pH에서 가용화되는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제2항에 있어서,
상기 중화된 증해액은 30℃ 이상의 온도에서 겔화되는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제2항에 있어서,
하나 이상의 세포, 약물, 시토카인(cytokine) 및 성장 인자(growth factor)를 겔에 도입시키는 단계를 더 포함하는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제2항에 있어서,
가용화된 ECM으로 생체 적합 지지체(biocompatible scaffold)의 기질을 코팅하는 단계 및 상기 기질을 겔화시키는 단계를 더 포함하는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제14항에 있어서,
ECM을 가용화시키는 단계 및 증해액을 건조시키는 단계 사이에서 상기 상기 생체 적합 지지체가 상기 증해액으로 코팅되거나,
상기 증해액을 수화시키는 단계 후 및 중화된 증해액을 겔화시키는 단계 전, 상기 상기 생체 적합 지지체가 멸균된 증해액 또는 상기 중화된 증해액으로 코팅되는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.
제15항에 있어서,
상기 생체 적합 지지체는
(a) 선택적으로 비금속 성분 및 금속 성분을 포함하는, 하나 이상의 코발트-크롬 합금(cobalt-chrome alloy), 스테인리스 강(stainless steel), 티타늄(titanium), 탄탈륨(tantalum) 및/또는 티타늄 합금(titanium alloy);
(b) 칼슘을 포함하는 무기 광물(inorganic mineral);
(c) 세라믹(ceramic); 및/또는
(d) 폴리머(polymer);를 포함하는, 세포외 기질-유래 겔의 제조 방법.