ES2338431T3 - Variantes de la hormona de crecimiento humano. - Google Patents
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Abstract
Una variante de la hormona del crecimiento humana que comprende el siguiente grupo de sustituciones de aminoácidos: H18D, H21N, R167N, K168A, D171S, K172R, E174S, I179T.
Description
Variantes de la hormona de crecimiento
humano.
Esta invención se refiere a ciertas variantes de
la hormona del crecimiento, y formas pegiladas de las mismas, para
su uso como agonistas o antagonistas de la hormona de crecimiento
humana.
La hormona del crecimiento humana (hGH)
participa en la regulación del crecimiento y el desarrollo humano
normal. Esta hormona de la pituitaria de 22.000 dalton manifiesta
una multitud de efectos biológicos, incluyendo el crecimiento
lineal (somatogénesis), la lactancia, la activación de macrófagos, y
los efectos de tipo insulina y diabetogénicos, entre otros. Chawla,
Annu. Rev. Med., 34: 519 (1983); Edwards et al,
Science, 239: 769 (1988); Isaksson et al, Annu. Rev.
Physiol., 47: 483 (1985); Thorner y Vance, J. Clin.
Invest., 82: 745 (1988); Hughes y Friesen, Annu. Rev.
Physiol., 47: 469 (1985). Estos efectos biológicos
derivan de la interacción entre la hGH y receptores celulares
específicos. La deficiencia en hormona del crecimiento en niños
conduce al enanismo, que ha sido tratado con éxito durante más de
una década mediante la administración exógena de hGH. Asimismo
existe interés en la antigenicidad de la hGH para distinguir entre
las formas de hGH genéticas y las modificadas
post-traduccionalmente (Lewis, Ann. Rev.
Physiol., 46: 33 (1984)], para caracterizar cualquier
respuesta inmunológica a hGH cuando es administrada clínicamente, y
para cuantificar los niveles circulantes de la hormona.
La hGH es miembro de una familia de hormonas
homólogas que incluyen lactógenos placentarios, prolactinas, y
otras variantes genéticas y de la especie de la hormona del
crecimiento. Nichol et al, Endocrine Reviews, 7: 169
(1986). La hGH es inusual entre estas ya que manifiesta una amplia
especificidad de especie y se une o bien al receptor somatogénico
clonado (Leung et al, Nature, 330: 537 [1987]) o bien
al de la prolactina (Boutin et al, Cell, 53: 69
[1988]). El gen clonado para la hGH ha sido expresado en una forma
secretada en E. coli (Chang et al, Gene, 55:
189 [1987]) y se ha informado sobre sus secuencias de ADN y de
aminoácidos. Goedel et al, Nature, 281: 544 (1979);
Gray et al, Gene, 39: 247 (1985). El patrón de
plegamiento tridimensional para la hormona del crecimiento porcina
(pGH) ha sido referido con una resolución y una sutileza moderadas.
Abdel-Meguid et al, Proc. Natl. Acad. Sci.
USA, 84: 6434 (1987). Se han identificado los epitopos
del receptor y el anticuerpo de hGH mediante mutagénesis de barrido
de homólogos y mutagénesis de barrido con alanina como se describe
en la solicitud de prioridad de esta solicitud y en Cunningham et
al, Science, 243: 1330-1336 (1989) y Cunningham
y Wells, Science, 244: 1081-1085
(1989).
Existen un gran número de estructuras de alta
resolución que muestran los detalles moleculares de las interfases
proteína-proteína (para revisiones, ver Argos,
Protein Eng., 2.: 101-113 [1988];
Janin et al, J. Mol. Biol., 204:
155-164 [1988]; Miller, Protein Eng.,
3: 77-83 [1989]; Davies et al, Annu. Rev.
Biochem., 59: 439-473). Estas definen los
restos en contacto, pero no la energía de los mismos ni muestran
cómo se produce el acoplamiento. Un conocimiento comprensivo del
papel de los restos en contacto que afectan a la asociación y la
disociación es fundamental para los procedimientos de reconocimiento
molecular, y es importante desde el punto de vista práctico para el
diseño racional de proteínas y fármacos.
Quizás el complejo
hormona-receptor mejor caracterizado es aquél entre
hGH y el dominio extracelular de su receptor (hGHbp). Para una
revisión, ver Wells y De Vos, Annu. Rev. Biophys. Biomol.
Struct., 22: 329-351 (1993). Los
análisis estructurales de alta resolución y mutacionales (Cunningham
y Wells, supra; Cunningham et al, Science,
254: 821-825 [1991]) y los análisis
estructurales [De Vos et al, Science, 255:
306-3012 [1992]) han demostrado que una molécula de
hGH se une a dos moléculas de receptor sucesivamente utilizando
sitios distintos sobre la hormona, denominados Sitios 1 y 2.
Se han identificado numerosos mutantes de origen
natural de hGH. Entre estos se incluyen hGH-V
[Seeberg, DNA, 1: 239 (1982); Patentes de los Estados
Unidos Núms. 4.446.235, 4.670.393, y 4.665.180] y hGH de 20 K
conteniendo una deleción de los restos 32-46 de la
hGH. Kostyo et al, Biochem. Biophys. Acta, 925:314
(1987); Lewis et al, J. Biol. Chem., 253: 2679
(1978).
Un investigador ha informado sobre la
sustitución de la cisteína de la posición 165 en la hGH por alanina
para desorganizar el enlace disulfuro que existe normalmente entre
la Cys-53 y la Cys 165. Tokunaga et al, Eur. J.
Biochem., 153: 445 (1985). Esta única sustitución
producía un mutante que aparentemente conservaba la estructura
terciaria de la hGH y era reconocido por los receptores de hGH.
Otro investigador ha informado sobre la síntesis
in vitro de hGH en un soporte de resina sólido. El primer
informe de este investigador describia una secuencia de 188
aminoácidos incorrecta para hGH. Li et al, J. Am. Chem.
Soc., 88:2050 (1966); Patente de los Estados Unidos Núm.
3.853.832. Un segundo informe describía una secuencia de 190
aminoácidos. Patente de los Estados Unidos Núm. 3.853.833. Esta
última secuencia también es incorrecta. En particular, la hGH tiene
una glutamina adicional tras la posición 68, un ácido glutámico en
lugar de glutamina en la posición 73, un ácido aspártico en lugar de
asparragina en la posición 106, y una asparragina en lugar de ácido
aspártico en la posición 108.
Además de lo anterior, se ha informado sobre
interferones híbridos que tienen alterada la unión a un anticuerpo
monoclonal concreto. Camble et al, "Properties of
Interferon-\alpha2 Analogues Produced form
Synthetic Genes" en Peptides: Structure and Function,
Proceedings of the Ninth American Peptide Symposium, Deber et
al, eds. (Pierce Chemical Co., Chicago, Ill. 1985), págs.
375-384. Como se ha descrito allí, los restos
aminoácido 101-114 del interferón
\alpha-1 o los restos 98-114 del
interferón \gamma fueron sustituidos en el interferón
\alpha-2. El interferón \alpha-2
se une al anticuerpo monoclonal NK-2, mientras que
el interferón \alpha-1 no. Esta región concreta
del interferón \alpha-2 fue elegida aparentemente
debido a que 7 de las 27 diferencias de aminoácidos entre el
interferón \alpha-1 y el
\alpha-2 estaban localizadas en esta región. Se
dice que los híbridos así obtenidos tenían sustancialmente reducida
la actividad con el anticuerpo monoclonal NK-2.
Cuando se sometía a ensayo la actividad antiviral, tales híbridos
demostraban actividad antiviral equivalente a la actividad del
interferón \alpha-2 de tipo salvaje. También se ha
informado sobre sustituciones de secciones más pequeñas en estas
regiones. Asimismo se propuso la sustitución sucesiva de
agrupaciones de 3 a 7 restos alanina. No obstante, sólo se describió
un IFN-\alpha2 análogo
[Ala-30,32,33].
Asimismo se ha informado sobre la sustitución de
alanina en un fragmento peptídico pequeño de lisozima de clara de
huevo de gallina y el efecto de tales sustituciones sobre la
estimulación de las células 2A11 o 3A9. Allen et al, Nature,
327: 713-715 (1987).
Otros han informado de que las propiedades de
unión pueden ser diseñadas mediante la reposición de unidades
completas de estructura secundaria incluyendo bucles de unión al
antígeno (Jones et al, Nature, 321:
522-525 o hélices de reconocimiento de ADN. Wharton
et al, Nature, 316: 601-605
(1985).
Se ha mostrado la estructura de la hormona de
crecimiento bovina (bGH) metionilada en el amino terminal que
contiene una secuencia empalmada de hGH incluyendo la histidina 18 y
la histidina 21. Patente de los Estados Unidos Núm. 4.880.910. Las
variantes de hGH adicionales se describen en las solicitudes de
prioridad de esta solicitud y en el documento U.S copendiente con
los Núms. de Serie 07/715.300 presentado el 14 de Junio de 1991 y
07/743.614 presentado el 9 de Agosto de 1991, y el documento WO
92/09690 publicado el 11 de Junio de 1992. Asimismo se describen
variantes de hGH (documento WO 93/00109 publicado el 7 de Enero de
1993) que tienen el radical de la GH anclado covalentemente a
poli(etilenglicol) (PEG) en uno o más aminoácidos, incluyendo
aquellos en los que la molécula de PEG está anclada a la lisina de
la posición 41.
Asimismo se ha informado sobre variantes de hGH
en el documento WO 92/21029 publicado el 26 de Noviembre de 1992,
que describe el dímero complejo 1:2 entre GH y dos moléculas de
receptor. La variante es un ligando polipeptidico monomérico que
comprende en su conformación nativa cuatro hélices alfa anfipáticas
y que se une a su receptor a través de dos sitios en orden
sucesivo. Esta variante comprende una mutación introducida en el
sitio 1 o el sitio 2, siempre que cuando el ligando sea GH, al menos
dos restos hayan mutado, cada uno en el extremo
N-terminal, aproximadamente 15 restos de la hormona
de tipo salvaje y en la hélice C, o el sitio 1 haya mutado con el
fin de aumentar la afinidad del ligando por su receptor en el sitio
1.
Se ha demostrado previamente que la presentación
en fagos monovalente (Bass et al, Proteins, 8:
309-314 [1990]) puede ser utilizada para mejorar la
afinidad del Sitio 1 de hGH por hGHbp. Lowman et al,
Biochemistry 30: 10832-10838 (1991). Se
produjeron modestas mejoras en la afinidad de unión (3 a 8 veces más
fuerte que la hGH de tipo salvaje) clasificando tres genotecas
independientes cada una mutada en cuatro codones diferentes en el
Sitio 1. Un mutante de hGH con la afinidad de unión por el Sitio 1
ligeramente intensificada y con su capacidad de unión al Sitio 2
bloqueada era mejor antagonista del receptor de hGH que el mutante
del Sitio 2 solo. Fuh et al, Science., 256:
1677-1680 (1992). Seria deseable mejorar
adicionalmente la afinidad por el Sitio 1 para obtener un
antagonista aún mejor que pudiera tener utilidad en el tratamiento
de las afecciones por exceso de GH tales como la acromegalia.
Se podrían encontrar mejoras adicionales en la
afinidad por el Sitio 1 mutando más restos por genoteca. No
obstante, no fue factible generar suficientes transformantes para
asegurar que todas las posibles combinaciones de restos estuvieran
representadas cuando se aleatorizaban simultáneamente más de
aproximadamente cinco codones. Lowman y Wells, Methods:
Companion Methods Enzymol., 3 205-216
(1991). Las mutaciones en las interfases
proteína-proteína manifiestan normalmente efectos
aditivos tras la unión. Wells, Biochemistry, 29:
8509-8517 (1990).
Se desea obtener mejoras en la afinidad mucho
mayores. Se ha descrito que los restos lisina de hGH y bGH están
implicados en la interacción de hGH y bGH con los receptores
somatotrópicos, implicando concretamente la relación
estructura-función los restos lisina o arginina de
las posiciones 41, 64, 70, y 115. Martal et al, FEBS Lett.,
180: 295-299 (1985). Los restos lisina fueron
modificados químicamente mediante metilación, etilación,
guanidinación, y acetimidinación, dando como resultado una
reducción de la actividad mediante análisis de radiorreceptores.
La eficacia in vivo de la hGH y de las
variantes de hGH es determinada, en parte, por la afinidad hacia el
receptor de hGH y por la velocidad de aclaramiento de la
circulación. La vida media in vivo de otras ciertas
proteínas terapéuticas ha sido incrementada conjugando las proteínas
con PEG, lo que se denomina "pegilación". Véase, v.g.,
Abuchowski et al, J. Biol. Chem. 252:
3582-3586 (1977). El PEG se caracteriza típicamente
como un polímero no cargado no inmunogénico con tres moléculas de
agua por monómero de óxido de etileno. Se cree que el PEG ralentiza
el aclaramiento renal proporcionando un volumen hidrodinámico
incrementado a las proteínas pegiladas. Maxfield et al,
Polymer, 16: 505-509 (1975). En un
estudio, Katre y colaboradores (Kanuf, M.J. et al, J. Biol.
Chem., 363: 15064-15070 [1988]; Goodson,
R.J. & Katre, N.V., Bio/Technology, 8
343-346 [1990]) demostraron que la vida media in
vivo de PEG-interleuquina-2
aumentaba con el peso molecular eficaz. Además, se ha informado de
que la pegilación reduce la inmunogenicidad y la toxicidad de
ciertas proteínas terapéuticas. Abuchowski et al, J. Biol.
Chem. 252: 3578-3581 (1977).
En el documento WO 92/1029 se describe que las
hormonas de crecimiento forman complejos 1:2 con su receptor en los
que un primer sitio del ligando, sitio 1, se une a un receptor y un
segundo sitio del ligando, sitio 2, se une a un segundo receptor.
Este documento describe adicionalmente numerosos restos aminoácido
que son relevantes par la unión de la hormona del crecimiento a los
receptores.
La presente invención proporciona una variante
de la hormona de crecimiento humana (hGH) incluyendo el siguiente
grupo de sustituciones de aminoácidos: H18D, H21N, R167N, K168A,
D171S, K172R, E174S, I179T.
Estas sustituciones aumentan la afinidad de
unión hacia el receptor de hGH del Sitio 1. Una variante de hGH que
incluye el grupo de sustituciones de aminoácidos actúa como agonista
de hGH en ausencia de una modificación adicional que interrumpe la
unión al receptor de hGH en el Sitio 2.
La sustitución de un aminoácido diferente en
G120 es una modificación que interrumpe la unión en el Sitio 2. Por
consiguiente, una variante de hGH que incluye una sustitución de
aminoácido en G120 actúa como antagonista de hGH. La presente
invención proporciona variantes de hGH en las que se combina una
sustitución del aminoácido G120 con uno de los grupos de
sustituciones de aminoácidos del Sitio 1. De este modo, en una
realización, una variante de hGH incluye el siguiente grupo de
sustituciones de aminoácidos:
H18D, H21N, G120K, R167N, K168A, D171S, K172R,
E174S, I179T (referida en adelante como "variante B2036").
Entre los aspectos adicionales de la invención
se incluyen las secuencias de ácido nucleico, los vectores, las
células anfitrionas, y los procedimientos para la expresión de estas
variantes de hGH.
Asimismo la presente invención también incluye
variantes de hGH conjugadas con uno o más grupos químicos que
incrementan el peso molecular de la variante, como se determina
mediante espectrometría de masas (en adelante "peso molecular
real"), hasta al menos aproximadamente 40 kilodaltons. En una
realización, una variante de hGH está conjugada con uno o más
polioles, tales como poli(etilenglicol) (PEG). Asimismo se
proporciona un método para producir una variante de hGH conjugada
con PEG.
Un aspecto adicional de la invención es un
método para inhibir la acción de la hormona del crecimiento en un
paciente que comprende administrar al paciente una cantidad eficaz
de una variante de hGH antagonista de la invención.
Las Figuras 1A y 1B muestran la reacción (Fig.
1A) y la cinética (Fig. 1B) para la unión de la hormona del
crecimiento humana (hGH) o (G120R)hGH al (S237C)hGHbp
acoplado al biosensor BIAcore®. El (S237C) hGHbp fue inmovilizado
sobre la matriz de tiol-dextrano (Fig. 1A) a un
nivel de 1220 RU ("unidades de resonancia" en sus siglas en
Inglés), que corresponde a 1,2 ng/mm^{2}. En el ejemplo del perfil
de unión (Fig. 1B), hGH (símbolos abiertos) o (G120R)hGH
(símbolos rellenos) fue inyectado a concentraciones saturantes
(>200 nM) para seguir la asociación y establecer la cantidad
limitante de hormona unida de la cual se calculaba la
estequiometría. Tras la saturación, el bucle inyector fue conectado
al tampón para seguir la disociación (indicada por la flecha).
Las Figuras 2A y 2B muestran la reacción (Fig.
2A) y la cinética (Fig. 2B) para la unión de hGH (símbolos abiertos)
o (G120R)hGH (símbolos cerrados) al (S201C)hGHpb
acoplado al biosensor BIAcore®. El (S201C)hGHbp fue
inmovilizado a un nivel de 1480 RU (1,48 ng/mm^{2}) sobre el
biosensor. Las condiciones de la unión y los perfiles son análogos a
los de las Figs. 1A y 1B.
La Figura 3 muestra la correlación entre el
cambio en la energía libre de la unión
(\Delta\DeltaG_{min-wt}) calculado para los
mutantes de alanina de hGH en relación con hGH de tipo salvaje
cuando se forma un complejo 1:1 con el hGHbp de los datos obtenidos
mediante RIA (eje de las y) o el biosensor BIAcore® (eje de las x).
Los valores se toman a partir de la Tabla 2.
Las Figuras 4A y 4B muestran el cambio relativo
en la velocidad de desconexión (Fig. 4A) o la velocidad de conexión
(Fig. 4B) para los mutantes de alanina en los restos del contacto.
Se toman los datos de la Tabla 2.
Las Figuras 5A y 5B muestran la relación entre
el cambio en la afinidad de unión tras la sustitución de la alanina
y el cambio en el área de superficie oculta (\ring{A}^{2}) (Fig.
5A) o el número de contactos de van der Waals (Fig. 5B) para los
átomos en las cadenas laterales en contacto más allá del carbono
\beta. Los círculos cerrados son para los restos ocultos en la
interfase que forman puentes de hidrógeno o puentes salinos con el
receptor en el Sitio 1, y los círculos abiertos son para los restos
que no. Los datos se trazan a partir de la Tabla 2.
Las Figuras 6A, 6B, y 6C muestran una
comparación de los epítopos de unión al receptor definidos por la
mutagénesis de barrido con alanina, la estructura cristalina por
rayos X, o la presentación en fagos, respectivamente.
La Fig. 6A muestra el epítopo funcional del
sitio 1 de hGH. Los restos implicados en la unión al receptor, según
la mutagénesis de barrido con alanina, se muestran en un boceto de
hGH, derivado de la estructura cristalina de
hGH(hGHbp)2 de Vos et al, supra. Los efectos de
las sustituciones de alanina (o las sustituciones de Gln en el caso
de K41) se muestran basándose en las medidas de la cinética
BIAcore®, excepto para los sitios M14, H21, F54, E56, I58, S62, N63,
e Y164. En estos sitios, los datos de BIAcore® o bien no eran
asequibles o bien indicaban un efecto inapreciable sobre la unión, y
por tanto el efecto mostrado se basa en los datos de RIA. El cambio
en la energía libre de la unión (\Delta\DeltaG) se calculó como
-RT ln [K_{d}(mutante Ala)/K_{d}(hGH)]. Las
esferas oscuras muestran las sustituciones de alanina que mejoraban
la unión (\Delta\DeltaG = -1 a -0,5 kcal/mol). Las cuatro
esferas blancas de tamaño creciente indican las sustituciones de
alanina que reducen la energía de unión en +0,5 a 1,0 kcal/mol, +1,0
a 1,5 kcal/mol, +1,5 a 2,0 kcal/mol, o +2,0 a 2,5 kcal/mol,
respectivamente.
La Figura 6B es el epítopo estructural del sitio
1 de hGH. Las cuatro esferas blancas de tamaño creciente representan
un cambio en el área accesible al disolvente de -20 a 0
\ring{A}^{2}, 0 a 20 \ring{A}^{2}, 20 a 40 \ring{A}^{2},
o 40 a 60\ring{A}^{2}, respectivamente, en cada resto tras la
sustitución de alanina, calculado a partir de la estructura
cristalina mediante rayos X de hGH(hGHbp)_{2}.
La Fig. 6C indica la conservación de los restos
hGH en genotecas de fagémidos aleatorizadas. Los restos fueron
aleatorizados, cuatro posiciones de una vez, en genotecas de hGH
presentados en fagos como se muestra: hélice 1 [F10, M14, H18, H21];
minihélice 1 [K41, Y42, L45, Q46]; bucle A [F54, E5 6, I58, R64]:
hélice 4A [K172, E174, F176, R178]; hélice 4B [R167, D171, T175,
I179]. La fracción de restos de hGH de tipo salvaje encontrada en
cada posición después de la clasificación para la unión a hGHbp
[datos referidos aquí y en Lowman et al, supra] se indica
mediante el tamaño de las esferas negras: La esfera negra más
pequeña está conservada en un 0-10%, la siguiente
más grande está conservada en un 10-25%, la
siguientes más grande está conservada en un 25-50%,
y la más grande está conservada en >50%.
La Figura 7 muestra la estrategia para combinar
mutaciones derivadas de fagos que intensifican la afinidad de unión
al receptor. Se muestran los mejores seleccionantes con el
incremento del número de veces en la afinidad sobre el tipo salvaje.
Asimismo se muestra el número de mutaciones del tipo salvaje
encontrado en cada una de estas variantes (v.g., 4 muts.). Se
clasificaron por separado las genotecas aleatorizadas en cuatro
codones en la hélice 1, la hélice 4, la minihélice 1, o el bucle que
conecta las hélices 1 y 2. Se utilizaron dos mutaciones
(E174S/F176Y) identificadas en la Hélice 4A como fondo para la
aleatorización adicional y la selección de otros sitios de la hélice
4 (Hélice 4b; Lowman et al, supra). Las mutaciones
identificadas en la Hélice 1 y en la Hélice 4b fueron combinadas
para rendir la variante BD; las mutaciones en la Minihélice 1 y el
Bucle A fueron combinadas para rendir la variante 852b. Finalmente,
se combinaron las mutaciones de estas dos variantes para rendir la
variante 852d.
Las Figuras 8A, 8B y 8C representan la relación
entre el epítopo estructural de hGH, el epítopo derivado de fagos, y
las variantes evolutivas, respectivamente. El logaritmo natural de
la frecuencia con la cual aparecían los restos de hGH de tipo
salvaje en las reservas de fagémidos de hGH (Lowman et al,
supra) clasificados por la unión al receptor se muestra en el
eje de las x. Los datos de las genotecas Combinatorias no están
incluidos. Se eligió la escala logarítmica para la comparación con
las áreas de superficie ocultas. Los restos M14, H18, K41, Q46,
R167, y E174 no aparecen en este gráfico, debido a que no se
encontraron restos de tipo salvaje entre ninguno de las genotecas
seleccionadas.
La Figura 8A representa una comparación con la
estructura de hGH-(hGHbp)_{2} mediante rayos x. El área de
la cadena lateral de los restos de hGH ocultos por la unión al
receptor 1 (se traza el área accesible al disolvente de: [hGH libre]
- [complejo hGH-hGHbp].
La Figura 8B representa los resultados de la
presentación en fagos de la mutagénesis de barrido con alanina. El
efecto funcional de las sustituciones de Ala en hGH se traza como ln
[K_{d} (mutante Ala)/K_{d}(hGH)]. Los datos de la unión
se tomaron de las medidas con el biosensor BIAcore®, excepto cuando
no se encontraban disponibles los datos cinéticos. Para estos restos
no en contacto (F10, F54, I58), se utilizaron los valores para
K_{d} obtenidos del análisis de
radioinmuno-precipitación. Cunningham et al,
1989, supra.
La Fig. 8C indica la conservación de los restos
entre las variantes evolutivas. Las secuencias de aminoácidos
(GenBank, vol. 75, Feb. 1993) de las hormonas de crecimiento de
mono, cerdo, elefante, hámster, ballena, alpaca, zorro, caballo,
oveja, rata, tortuga, pollo, visón, vaca, salmón, rana, y trucha,
así como lactógeno placentario humano, hGH (20K), y
hGH-V fueron comparadas con la de hGH de tipo
salvaje. Las variantes de prolactina evolutivas no estaban
incluidas. Se traza el logaritmo natural de la frecuencia con la
cual aparecen los restos de hGH de tipo salvaje entre estas
variantes.
La Figura 9 describe la aditividad de las
mutaciones derivadas de fagos. El cambio (\Delta\DeltaG) en la
energía libre de la unión versus la de la hGH de tipo salvaje fue
comparada con la suma de \Delta\DeltaG para las mutaciones
componentes. Los puntos mostrados corresponden a las combinaciones
de (1) variante BD vs. [B más D]; (2) variante 852b vs. [minihélice
1 más bucle A]; (3) variante BF vs. [B más F]; y (4) variante 852d
vs. [BD más 852b]. Las barras de error fueron estimadas a partir de
las desviaciones típicas utilizando una propagación del cálculo de
errores. Bevington, Data Reduction and Error Analysis for the
Physical Sciences, págs. 56-65
(McGraw-Hill, Nueva York, 1969). La línea mostrada
es y = -0, 94 + 0, 60x; R^{2} = 0,96.
La Figura 10 muestra un mapa plasmídico para un
vector ilustrativo utilizado para expresar una variante de hGH
antagónica de la presente invención (la variante B2036), como se
describe en el Ejemplo V.
La Figura 11 muestra el efecto de las
inyecciones subcutáneas diarias (0,25 mg/kg) de diversas variantes
de hGH antagónicas de la presente invención sobre los niveles del
factor de crecimiento I de tipo insulínico (IGF-I)
en monos Rhesus. Se sometieron a ensayo tanto las formas pegiladas
como no pegiladas de las variantes. Véase el Ejemplo XIII.
La Figura 12 muestra la fármacodinámica de una
sola dosis de una preparación de variante de hGH antagónica pegilada
(B2036) inyectada intravenosamente o subcutáneamente a monos Rhesus.
El efecto antagónico fue medido como el porcentaje de reducción en
el nivel de IGF-I. Véase el Ejemplo XIV.
Se ha informado sobre las secuencias de ADN y de
aminoácidos de la hormona del crecimiento humana (hGH). Goeddel
et al, supra; Gray et al, supra. La presente invención
describe variantes de hGH novedosas producidas utilizando o bien la
metodología de barrido con alanina o bien los métodos de selección
de fagémidos. Las variantes de hGH de la presente invención pueden
ser expresadas en cualquier sistema recombinante que sea capaz de
expresar hGH de tipo salvaje o met.
La notación de la secuencia de hGH variante
define las sustituciones de aminoácidos reales de las variantes de
hGH de la presente invención. Para una variante, se indican las
sustituciones por medio de una letra que representa el resto de
tipo salvaje (en el código de una letra), un número que indica la
posición del aminoácido en la secuencia de tipo salvaje, y una
segunda letra que indica el resto aminoácido sustituido. Por
ejemplo, R64K indica una mutación en la que Arg 64 es convertida en
Lys. Los mutantes múltiples son indicados por una serie de mutantes
individuales separados por comas.
En una realización, la presente invención
utiliza un análisis sistemático de hGH para determinar uno o más
sitios activos en el polipéptido que están implicados en la
interacción del polipéptido con su receptor. Semejante análisis se
realiza convenientemente utilizando la tecnología del ADN
recombinante. En general, la secuencia de ADN que codifica la hGH
es clonada y manipulada de manera que pueda ser expresada en un
anfitrión conveniente. El ADN que codifica la hGH puede ser
obtenido a partir de una genoteca genómica, a partir de ADNc
derivado de ARNm en las células que expresan la hGH, o construyendo
sintéticamente la secuencia de ADN. Maniatis et al, Molecular
Cloning: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor Laboratory,
N.Y. (1982).
Después el ADN de hGH de tipo salvaje es
insertado en un plásmido o vector apropiado que se utiliza para
transformar una célula anfitriona. Se prefieren los procariotas
para clonar y expresar secuencias de ADN para producir las
variantes de hGH. Por ejemplo, se puede utilizar E. coli K12
cepa 294 (ATCC Núm. 31446), así como E. coli B, E.
coli X1776 (ATCC Núm. 31537), y E. coli c600 y c600hf l,
y E. coli W3110 (F^{-}, \gamma^{-}, prototrófica, ATCC
Núm. 27325), bacilos tales como Bacillus subtilis, y otras
enterobacteriáceas tales como Salmonella typhimurium o
Serratia marcescens, y diversas especies de
Pseudomonas. El procariota preferido es E. coli W3110
(ATCC 27325). Cuando se expresa intracelularmente en procariotas, la
hGH contiene típicamente una metionina N-terminal o
una metionina formilada y no está glicosilada. Cuando se expresa
extracelularmente en el medio o el periplasma, la hGH no contiene
una metionina N-terminal. Se pretende que estos
ejemplos sean, por supuesto, ilustrativos en lugar de
limitantes.
Además de los procariotas, se pueden utilizar
organismo eucarióticos tales como cultivos de levadura, o células
derivadas de organismos multicelulares. En principio, es elaborable
cualquiera de tales cultivos celulares. No obstante, el mayor
interés se ha puesto en las células de vertebrados, y la propagación
de células de vertebrados en cultivo (cultivo tisular) se ha
convertido en un procedimiento repetible. Tissue Culture,
Academic Press, Kruse y Patterson, editores (1973). Los ejemplos de
tales líneas celulares útiles son las líneas celulares VERO y HeLa,
ovario de Hámster Chino (CHO), W138, BHK, COS-7 y
MDCK.
En general, con respecto a estos anfitriónes se
utilizan vectores plasmídicos que contienen secuencias de
replicación y control que derivan de especies compatibles con la
célula anfitriona. Normalmente el vector porta un sitio de
replicación, así como secuencias que codifican proteínas que son
capaces de proporcionar una selección fenotípica en las células
transformadas. Por ejemplo, se puede transformar E. coli
utilizando pBR322, un plásmido derivado de una especie de E.
coli. Mandel et al, J. Mol. Biol., 53: 154 (1970).
El plásmido pBR322 contiene genes para la resistencia a la
ampicilina y a la tetraciclina y de este modo proporciona medios
fáciles de selección. Un vector preferido es pBO475, descrito en el
Ejemplo 1 de una solicitud de prioridad de esta solicitud (U.S.S.N.
07(428.066 presentada el 26 de Octubre de 1.989). Este vector
contiene orígenes de replicación para el fago y E. coli que
le permiten ser lanzado entre tales anfitriónes, facilitando de ese
modo la mutagénesis y la expresión. "Vector de expresión" hace
referencia a un constructo de ADN que contiene una secuencia de ADN
que está conectada operablemente a una secuencia de control adecuada
capaz de efectuar la expresión de dicho ADN en un anfitrión
adecuado. Entre tales secuencias de control se incluyen un promotor
para efectuar la transcripción, una secuencia operadora opcional
para controlar la transcripción, una secuencia que codifica sitios
de unión al ribosoma del ARNm adecuado, y secuencias que controlan
la terminación de la transcripción y la traducción. El vector puede
ser un plásmido, una partícula de fago, o simplemente un inserto
genómico potencial. Una vez transformado en un anfitrión adecuado,
el vector puede replicarse y funcionar independientemente del
genoma del anfitrión, o puede, en algunos casos, integrarse en el
propio genoma. En la presente memoria, "plásmido" y
"vector" se utilizan a veces indistintamente ya que el plásmido
es la forma de vector más comúnmente utilizada en la actualidad.
Sin embargo, se pretende que la invención incluya otras formas de
vectores de expresión que presenten funciones equivalentes y que
sean, conocidas en la técnica.
"Conectado operablemente" cuando se
describe la relación entre dos regiones de ADN o polipeptídicas
significa simplemente que están relacionadas funcionalmente entre
sí. Por ejemplo, una pre-secuencia está conectada
operablemente a un péptido si funciona como secuencia señal,
participando en la secreción de la forma madura de la proteína,
implicando muy probablemente la escisión de la secuencia señal. Un
promotor está conectado operablemente a una secuencia codificante
si controla la transcripción de la secuencia; un sitio de unión al
ribosoma está conectado operablemente a una secuencia codificante si
está posicionado de manera que permita la traducción.
Una vez que se ha clonado la hGH, se pueden
realizar la mutagénesis de sitio específico (Carter et al, Nucl.
Acids. Res., 13: 4331 [1986]; Zoller et al, Nucl.
Acids. Res., 10: 6487 [1987]), la mutagénesis de la
casete (Wells et al, Gene, 34: 315 [1985]), la
mutagénesis de selección del sitio de restricción (Wells et al,
Philos. Trans. R. Soc. London SerA, 317: 415 [1986]), u
otras técnicas conocidas sobre el ADN de hGH clonado para producir
el ADN variante que codifica los cambios en la secuencia de
aminoácidos definida por los restos que están siendo sustituidos.
Cuando está conectado operablemente a un vector de expresión
apropiado, se obtienen variantes de hGH sustituidas en el dominio
activo. En algunos casos, la recuperación de la variante de hGH
puede ser facilitada expresando y secretando tales moléculas a
partir del anfitrión de expresión mediante el uso de una secuencia
señal apropiada conectada operablemente a la secuencia de ADN que
codifica la hGH parental o variante. Tales métodos son bien
conocidos por los expertos en la técnica. Por supuesto, se pueden
emplear otros métodos para producir polipéptidos tales como la
síntesis química in vitro de la variante de hGH deseada.
Barany et al en The Peptides, eds. E. Gross y J.
Meienhofer (Academic Press: N.Y. 1979), Vol. 2, págs.
3-254.
Una vez que se han producido las diferentes
variantes de hGH, se ponen en contacto con el receptor y se
determina la interacción, si la hubiera, entre el receptor y cada
variante. Estas actividades se comparan con la actividad de la hGH
de tipo salvaje con el mismo receptor para determinar cuál de los
restos aminoácido del dominio activo están implicados en la
interacción con el receptor. El aminoácido de barrido utilizado en
semejante análisis puede ser cualquier aminoácido diferente del
sustituido, es decir, cualquiera de los 19 aminoácidos de origen
natural distintos.
El receptor diana puede ser aislado de las
fuentes naturales o preparado mediante métodos recombinantes por
medio de procedimientos conocidos en la técnica. A modo de
ilustración, el receptor puede ser preparado mediante la técnica
descrita por McFarland et al, Science, 245:
494-499 (1989).
La interacción entre el receptor y el parental y
la variante puede ser medida mediante cualquier análisis in
vitro o in vivo conveniente. Así, los análisis in
vitro pueden ser utilizados para determinar cualquier
interacción detectable entre un receptor y la hGH. Semejante
detección puede incluir la medida de cambios colorimétricos,
cambios en la radiactividad, cambios en la solubilidad, cambios en
el peso molecular medido mediante electroforesis en gel, y/o
métodos de exclusión en gel, etc. Entre los análisis in vivo
se incluyen, pero no están limitados a, análisis para detectar los
efectos fisiológicos, v.g., ganancia de peso o cambio en el
equilibrio de electrolitos. Generalmente, se puede utilizar
cualquier análisis in vivo con tal que exista un parámetro
variable para detectar un cambio en la interacción entre el receptor
y la hGH de interés.
Si bien se puede utilizar cualquier número de
medidas analíticas para comparar las actividades, una conveniente
para la unión del receptor es la constante de disociación K_{d}
del complejo formado entre la variante de hGH y el receptor en
comparación con la K_{d} para la hGH de tipo salvaje.
Generalmente, un incremento al doble o un descenso a la mitad en la
K_{d} por resto análogo sustituido mediante la sustitución indica
que el resto o los restos sustituidos son activos en la interacción
de la hGH de tipo salvaje con la diana.
Cuando un presunto o conocido resto aminoácido
activo es sometido a análisis con el aminoácido de barrido, los
restos aminoácido inmediatamente adyacentes a éste deben ser
barridos. Se pueden elaborar tres polipéptidos sustituidos con el
resto. Uno contiene un aminoácido de barrido, preferiblemente
alanina, en la posición N que es el presunto o conocido aminoácido
activo. Los otros dos contienen el aminoácido de barrido en la
posición N+1 y N-1. Si cada hGH sustituida ocasiona
un efecto mayor que aproximadamente el doble sobre la K_{d} para
el receptor, el aminoácido de barrido es sustituido en la posición
N+2 y N-2. Esto se repite hasta que se han
identificado al menos uno, y preferiblemente cuatro restos en cada
dirección que tengan un efecto menor de aproximadamente el doble
sobre la K_{d} o se haya alcanzado alguno de los extremos de la
hGH de tipo salvaje. De esta manera, se pueden identificar uno o
más aminoácidos junto con una secuencia de aminoácidos continua que
están implicados en la interacción con el receptor concreto.
El resto aminoácido activo identificado por el
barrido con aminoácido es típicamente uno que está directamente en
contacto con el receptor diana. Sin embargo, los aminoácidos activos
también pueden estar indirectamente en contacto con la diana a
través de puentes salinos formados con otros restos o moléculas más
pequeñas tales como H_{2}O o especies iónicas tales como
Na^{+}, Ca^{+2}, Mg^{+2}, o Zn^{+2}.
En algunos casos, la sustitución de un
aminoácido de barrido en uno o más restos da como resultado un
polipéptido sustituido con los restos que no es expresado a niveles
que permitan el aislamiento de cantidades suficientes para llevar a
cabo el análisis de su actividad con el receptor. En tales casos, se
puede utilizar un aminoácido de barrido diferente, preferiblemente
un aminoácido de barrido isostérico.
Entre los aminoácidos de barrido preferidos
están los aminoácidos neutros relativamente pequeños. Entre tales
aminoácidos se incluyen alanina, glicina, serina, y cisteína. La
alanina es el aminoácido de barrido preferido de este grupo porque
elimina la cadena lateral más allá del carbono beta y es menos
probable que altere la conformación de la cadena principal de la
variante. Asimismo se prefiere la alanina debido a que es el
aminoácido más común. Adicionalmente, se encuentra frecuentemente
en posiciones tanto ocultas como expuestas. Creighton, The
Proteins (W.H. Freeman & Co., N.Y.); Chothia, J. Mol.
Biol., 150: 1 (1976). Si la sustitución de la alanina no
rinde cantidades adecuadas de variante de hGH, se puede utilizar un
aminoácido isostérico. Alternativamente, se pueden utilizar los
siguientes aminoácidos en orden decreciente de preferencia: Ser,
Asn, y Leu.
Una vez que los restos aminoácido activos están
identificados, se pueden sustituir los aminoácidos isostéricos. No
es necesario que tales sustituciones isostéricas se produzcan en
todos los casos y pueden ser realizadas antes de identificar
cualquier aminoácido activo. Semejante sustitución de aminoácidos
isostéricos se realiza para minimizar los potenciales efectos
desorganizadores de la conformación que algunas sustituciones pueden
causar. Los aminoácidos isostéricos se muestran en la siguiente
tabla:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
El presente método puede ser utilizado para
detectar restos aminoácido activos dentro de diferentes dominios
activos. Una vez que se ha realizado esta identificación, se pueden
realizar diversas modificaciones en la hGH de tipo salvaje para
modificar la interacción entre la hGH parental y una o más de las
dianas.
Para la hGH en particular, sirve como ejemplo de
la presente invención una realización preferida en la que se
identifican los dominios activos y los restos activos que determinan
su actividad con su receptor somatogénico (hGHbp). Al llevar a cabo
esta realización de la invención, se han elaborado o identificado
variantes de hGH, incluyendo variantes de hGH sustituidas con un
resto aminoácido que tienen diferentes interacciones de unión con
hGHbp en comparación con la hGH de origen natural. Algunas pueden
tener una afinidad superior por hGHbp y una potencia intensificada
para la somatogénesis en ratas. Otras pueden tener una actividad
disminuida con hGHbp. Tales variantes de hGH son útiles como
agonistas o antagonistas de hGH y pueden tener una potencia
superior para estimular otros receptores de hGH, si tales variantes
son liberadas de la interacción sustancial con hGHbp.
Adicionalmente, tales variantes son útiles en inmunoanálisis para
hGH como patrón o trazador de hGH. Se pueden identificar algunas
variantes que tienen una reactividad significativamente disminuida
con suero humano y de ratón conteniendo anticuerpos policlonales
anti-hGH. Otras tienen la misma afinidad de unión
para hGHbp que para hGH pero una potencia incrementada para
estimular el crecimiento.
El método para determinar los dominios activos y
los restos para la hGH que interaccionan con su receptor
somatogénico del hígado se muestra esquemáticamente en la Figura 1,
y los segmentos seleccionados se muestran en la Figura 2, de una
solicitud de prioridad para esta solicitud (U.S.S.N 07/428.066
presentada el 26 de Octubre de 1989).
\vskip1.000000\baselineskip
Adicionalmente, las variantes pueden ser
analizadas mediante presentación en fagémidos. Este método implica
(a) construir un vector de expresión replicable que comprende un
primer gen que codifica la hGH, un segundo gen que codifica al
menos una porción de una proteína de la envoltura del fago natural o
de tipo salvaje donde el primer y el segundo gen son heterólogos, y
un elemento regulador de la transcripción conectado operablemente
al primer y segundo genes, formando de ese modo una fusión génica
que codifica una proteína de fusión; (b) mutar el vector en una o
más posiciones seleccionadas dentro del primer gen formando de ese
modo una familia de plásmidos relacionados; (c) transformar células
anfitrionas adecuadas con los plásmidos; (d) infectar las células
anfitrionas transformadas con un fago coadyuvante que tiene un gen
que codifica la proteína de la envoltura del fago; (e) cultivar las
células anfitrionas infectadas transformadas en condiciones
adecuadas para formar partículas de fagémidos recombinantes que
contienen al menos una porción del plásmido y capaces de
transformar el anfitrión, ajustadas las condiciones de manera que no
más de una cantidad minoritaria de partículas de fagémido presenten
más de una copia de la proteína de fusión sobre la superficie de la
partícula; (f) poner en contacto las partículas de fagémidos con
una molécula receptora de hGH (hGHbp) de manera que al menos una
porción de las partículas de fagémido se una a la molécula
receptora; y (g) separar las partículas de fagémido que se unen de
las que no. Preferiblemente, el método comprende adicionalmente
transformar células anfitrionas adecuadas con partículas de
fagémido recombinantes que se unen a hGHbp y repetir las etapas (d)
a (g) una o más veces.
Preferiblemente en este método el plásmido está
bajo el estricto control del elemento regulador de la transcripción,
y las condiciones de cultivo se ajustan de manera que la cantidad o
el número de partículas de fagémido que presentan más de una copia
de la proteína de fusión sobre la superficie de la partícula es
menor de aproximadamente 1%. Asimismo, preferiblemente, la cantidad
de partículas de fagémido que presentan más de una copia de la
proteína de fusión es menor de 10% de la cantidad de partículas de
fagémido que presentan una única copia de la proteína de fusión. Muy
preferiblemente, la cantidad es menor de 20%.
Típicamente en este método, el vector de
expresión contiene adicionalmente una secuencia señal secretora
fusionada al ADN que codifica cada subunidad del polipéptido y el
elemento regulador de la transcripción es un sistema promotor. Los
sistemas promotores preferidos se seleccionan entre los promotores
lac Z, \lambda_{PL}, tac, polimerasa T7,
triptófano, y fosfatasa alcalina y combinaciones de los mismos.
Asimismo, normalmente el método emplea un fago coadyuvante
seleccionado entre M13K07, M13R408, M13-VCS, y Phi X
174. El fago coadyuvante preferido es M13K07, y la proteína de la
envoltura preferida es la proteína de la envoltura del gen III del
Fago M13. El anfitrión preferido es E. coli, y las cepas
deficientes en proteasa de E. coli. Se han detectado
variantes de hGH novedosas seleccionadas mediante el método de la
presente invención. Se construyeron vectores de expresión de
fagémidos que contenían un codón de terminación suprimible
localizado funcionalmente entre los ácidos nucleicos que codifican
el polipéptido y la proteína de la envoltura del fago.
En detalle, se utilizan ciclos repetidos de
selección de hGH para seleccionar una afinidad de unión más y más
alta mediante selección en el fagémido de múltiples cambios de
aminoácido que se seleccionan mediante múltiples ciclos de
selección. Tras una primera ronda de selección en el fagémido, que
implica una primera región o la selección de aminoácidos en el
polipéptido ligando, se realizan rondas adicionales de selección en
el fagémido en otras regiones o aminoácidos del polipéptido ligando.
Los ciclos de selección en el fagémido se repiten hasta lograr las
propiedades de afinidad deseadas del polipéptido ligando. Para
ilustrar este procedimiento, se realizó la selección en fagémidos
de hGH en ciclos. En el primer ciclo se pueden someter a mutación
los aminoácidos 172, 174, 176 y 178 de hGH y se pueden seleccionar
en fagémidos. En un segundo ciclo se pueden seleccionar en
fagémidos los aminoácidos 167, 171, 175 y 179 de hGH. En un tercer
ciclo se pueden seleccionar en fagémidos los aminoácidos 10, 14, 18
y 21 de hGH. Se pueden incorporar los cambios de aminoácidos óptimos
de un ciclo previo al polipéptido antes del siguiente ciclo de
selección. Por ejemplo, las sustituciones de los aminoácidos de hGH
174 (serina) y 176 (tirosina) fueron incorporadas a la hGH antes de
la selección en fagémidos de los aminoácidos 167, 171, 175 y 17 9 de
hGH.
A partir de lo anterior se apreciará que los
restos aminoácido que forman el dominio de unión de la hGH no están
conectados sucesivamente y pueden residir en diferentes subunidades
del polipéptido. Esto es, el dominio de unión rastrea la estructura
secundaria concreta en el sitio de unión y no la estructura
primaria. Así, generalmente, se introducen mutaciones en los
codones que codifican los aminoácidos dentro de una estructura
secundaria concreta en sitios dirigidos lejos del interior del
polipéptido de manera que tienen el potencial de interaccionar con
el receptor. La localización de los restos en la hGH que modulan
fuertemente su unión al receptor de hGH (Cunningham et al,
Science, 1990, supra) es conocida. Por tanto, entre los
sitios representativos adecuados para la mutagénesis se podrían
incluir los restos 172, 174, 176, y 178 de la hélice 4, así como el
resto 64 localizado en una estructura secundaria "no
ordenada".
En este método de presentación en fagémidos, una
vez que se ha aislado el gen de la hGH, éste puede ser insertado en
un vector adecuado (preferiblemente un plásmido) para su
amplificación, como describen generalmente Sambrook et al,
en Molecular Biology: A Laboratory Manual, Cold Spring Harbor
Press, Cold Spring Harbor, Nueva York 1989. Si bien se encuentran
disponibles numerosos tipos de vectores y pueden ser utilizados para
poner en práctica esta invención, los vectores plasmídicos son los
vectores preferidos para su uso en la presente, ya que pueden ser
construidos con relativa facilidad, y pueden ser amplificados
fácilmente. Los vectores plasmídicos contienen generalmente una
variedad de componentes, incluyendo promotores, secuencias señal,
genes de selección fenotípica, origen del sitio de replicación, y
otros componentes necesarios como los conocidos por los expertos
normales en la técnica.
Entre los promotores utilizados comúnmente en
los vectores procarióticos se incluyen el sistema promotor
lac Z, el promotor pho A de la fosfatasa alcalina, el
promotor del bacteriófago \lambda_{PL} (un promotor sensible a
la temperatura), el promotor tac (un promotor
trp-lac híbrido que está regulado por el
represor lac), el promotor del triptófano, y el promotor del
bacteriófago T7. Para las descripciones generales de los
promotores, ver la sección 17 de Sambrook et al, supra. Si
bien estos son los promotores más comúnmente utilizados, también se
pueden utilizar otros promotores microbianos adecuados.
Los promotores preferidos para poner en práctica
esta invención para la presentación en fagémidos son aquellos que
pueden ser regulados fuertemente de manera que la expresión del gen
de fusión pueda ser controlada. Se cree que el problema que no era
reconocido en la técnica anterior era que la presentación de
múltiples copias de la proteína de fusión sobre la superficie de la
partícula de fagémido conducía a un anclaje multipuntual del
fagémido con la diana. Se cree que este efecto, referido como
"efecto quelato", produce la selección de falsos polipéptidos
de "elevada afinidad" cuando se presentan múltiples copias de
la proteína de fusión sobre la partícula del fagémido en íntima
proximidad entre sí de manera que la diana es "quelada". Cuando
se produce un anclaje multipuntual, la K_{d} efectiva o aparente
puede ser tan alta como el producto de las K_{d} individuales para
cada copia de la proteína de fusión presentada.
Se ha descubierto que regulando fuertemente la
expresión de la proteína de fusión de manera que no más de una
cantidad minoritaria, es decir, menos de aproximadamente el 1%, de
las partículas de fagémido contenga múltiples copias de la proteína
de fusión, se supera el "efecto quelato", permitiendo una
selección apropiada de los polipéptidos de elevada afinidad. Así,
dependiendo del promotor, se ajustan las condiciones de cultivo del
anfitrión para maximizar el número de partículas de fagémido que
contienen una única copia de la proteína de fusión y minimizar el
número de partículas de fagémido que contienen múltiples copias de
la proteína de fusión.
Los promotores preferidos utilizados para poner
en práctica esta invención son el promotor lac Z y el
promotor pho A. El promotor lac Z es regulado por la
proteína represora de lac, lac i, y por tanto la
transcripción del gen de fusión puede ser controlada mediante
manipulación del nivel de proteína represora lac. A modo de
ilustración, el fagémido que contiene el promotor lac Z se
hace crecer en una cepa celular que contiene una copia del gen
represor lac i, un represor para el promotor lac Z.
Entre las cepas celulares ilustrativas que contienen el gen
lac i se incluyen JM 101 y XL1-blue. En la
alternativa, la célula anfitriona puede ser
co-transfectada con un plásmido que contiene tanto
el represor lac i como el promotor lac Z.
Ocasionalmente ambas técnicas anteriores se utilizan
simultáneamente, esto es, se hacen crecer partículas de fagémido que
contienen el promotor lac Z en cepas celulares que contienen
el gen lac i y las cepas celulares son contransfectadas con
un plásmido que contiene los genes tanto lac Z como
lac i.
Normalmente cuando se desea expresar un gen, al
anfitrión transfectado anterior se le podría añadir un inductor tal
como isopropiltiogalactósido (IPTG). En la presente invención, sin
embargo, esta etapa es omitida para (a) minimizar la expresión de
la proteína de fusión del gen III, minimizando de ese modo el número
de copias (es decir, el número de fusiones del gen III por número
de fagémidos) y para (b) evitar el empaquetamiento escaso o
impropio del fagémido causado por inductores tales como IPTG incluso
a bajas concentraciones. Típicamente, cuando no se añade inductor,
el número de proteínas de fusión por partícula de fagémido es de
aproximadamente 0,1 (número de proteínas de fusión en bruto/número
de partículas de fagémido). El promotor más preferido utilizado
para poner en práctica esta invención es pho A. Se cree que
este promotor está regulado por el nivel de fosfato inorgánico en
la célula en la que el fosfato actúa regulando a la baja la
actividad del promotor. De este modo, agotando el fosfato de las
células, se puede incrementar la actividad del promotor. El
resultado deseado se logra desarrollando las células en medio
enriquecido con fosfato tal como 2YT o LB, controlando de ese modo
la expresión de la fusión del gen III.
Otro de los componentes útiles de los vectores
utilizados para poner en práctica esta invención es una secuencia
señal. Esta secuencia se localiza típicamente inmediatamente 5' con
respecto al gen que codifica la proteína de fusión, y por tanto se
transcribe en el extremo amino de la proteína de fusión. Sin
embargo, en ciertos casos, se ha demostrado que la secuencia señal
está localizada en posiciones diferentes de 5' con respecto al gen
que codifica la proteína que se va a secretar. Esta secuencia se
dirige a la proteína a la cual se ancla a través de la membrana
interna de la célula bacteriana. El ADN que codifica la secuencia
señal puede ser obtenido como un fragmento de una endonucleasa de
restricción de cualquier gen que codifique una proteína que tenga
una secuencia señal. Las secuencias señal procarióticas adecuadas
pueden ser obtenidas de genes que codifican, por ejemplo,
lamB u ompF (Wong et al, Gene, 68: 193
[1983]), MalE, PhoA, y otros genes. Una secuencia
señal procariótica preferida para poner en práctica esta invención
es la secuencia señal de la enterotoxina II estable al calor de
E. coli (STII) descrita por Chang et al, supra.
Otro componente útil de los vectores utilizados
para poner en práctica el método de presentación en fagos son los
genes de selección fenotípica. Los genes de selección fenotípica
típicos son aquellos que codifican proteínas que confieren
resistencia a antibióticos a la célula anfitriona. A modo de
ilustración, son fácilmente empleados para este propósito el gen de
resistencia a la ampicilina (amp) y el gen de resistencia a
la tetraciclina (tet).
La construcción de vectores adecuados que
comprenden los componentes mencionados antes así como el gen que
codifica la hGH (gen 1) se preparan utilizando procedimientos de ADN
recombinante normalizados como los descritos por Sambrook et al,
supra. Los fragmentos de ADN aislados que se van a combinar para
formar el vector son escindidos, adaptados, y ligados juntos en un
orden y orientación específicos para generar el vector deseado.
El ADN es escindido utilizando la enzima o las
enzimas de restricción apropiadas en un tampón adecuado. En
general, se utilizan plásmidos o fragmentos de ADN de
aproximadamente 0,2-1 \mug con aproximadamente
1-2 unidades de la enzima de restricción apropiada
en aproximadamente 20 \mul de solución tampón. Los tampones
apropiados, las concentraciones de ADN, y los tiempos y temperatura
de incubación son especificados por los fabricantes de las enzimas
de restricción. Generalmente, son adecuados tiempos de incubación de
aproximadamente una o dos horas a 37ºC, aunque numerosas enzimas
requieren temperaturas más elevadas. Tras la incubación, las
enzimas y otros contaminantes se separan mediante extracción de la
solución de digestión con una mezcla de fenol y cloroformo, y el ADN
es recuperado de la fracción acuosa mediante precipitación con
etanol.
Para ligar los fragmentos de ADN juntos para
formar un vector funcional, los extremos de los fragmentos de ADN
deben ser compatibles entre sí. En algunos casos, los extremos son
directamente compatibles tras la digestión con la endonucleasa. No
obstante, puede ser necesario convertir primero los extremos
cohesivos producidos comúnmente mediante la digestión con
endonucleasa en extremos romos para hacerlos compatibles para la
ligación. Para volver romos los extremos, el ADN se trata en un
tampón adecuado durante al menos 15 minutos a 15ºC con 10 unidades
del fragmento de Klenow de la ADN polimerasa I (Klenow) en presencia
de los cuatro desoxinucleótidos trifosfato. El ADN es purificado
después mediante extracción con fenol-cloroformo y
precipitación en etanol.
Los fragmentos de ADN escindidos pueden ser
separados por tamaños y seleccionados utilizando electroforesis en
gel del ADN. El ADN puede ser sometido a electroforesis o bien a
través de agarosa o bien de una matriz de poliacrilamida. La
selección de la matriz depende del tamaño de los fragmentos de ADN
que se van a separar. Tras la electroforesis, el ADN es extraído de
la matriz mediante electroelución, o, si se ha utilizado agarosa de
bajo punto de fusión como matriz, fundiendo la agarosa y extrayendo
el ADN de ella, como se describe en las secciones
6.30-6.33 de Sambrook et al, supra.
Los fragmentos de ADN que se van a ligar juntos
(previamente digeridos con las enzimas de restricción apropiadas de
manera que los extremos de cada fragmento que se vaya a ligar sean
compatibles) se ponen en solución en cantidades aproximadamente
equimolares. La solución también contiene ATP, tampón de ligasa, y
una ligasa tal como ADN ligasa de T4 a aproximadamente 10 unidades
por 0,5 \mug de ADN. Si el fragmento de ADN va a ser ligado en un
vector, el vector es linealizado primero cortando con las
endonucleasas de restricción apropiadas. El vector linealizado es
tratado después con fosfatasa alcalina o fosfatasa intestinal de
ternera. El tratamiento con la fosfatasa evita la autoligación del
vector durante la etapa de ligación.
Tras la ligación, el vector con el gen foráneo
ahora insertado es transformado en una célula anfitriona adecuada.
Los procariotas son las células anfitrionas preferidas para esta
invención. Entre las células anfitrionas procarióticas adecuadas se
incluyen E. coli cepa JM101, E. coli K12 cepa 294
(número ATCC 31.446), E. coli cepa W3110 (número ATCC
27.325), E. coli X1776 (número ATCC 31.537), E. coli
XL-1Blue (Stratagene), y E. coli B; no
obstante, también se pueden utilizar muchas otras cepas de E.
coli, tales como HB101, NM522, NM538, y NM539, y muchas otras
especies y géneros de procariotas. Además de las cepas de E.
coli enumeradas antes, se pueden utilizar como anfitriónes
bacilos tales como Bacillus subtilis, otras
enterobacteriáceas tales como Salmonella typhimurium o
Serratia marcescens, y diversas especies de
Pseudomonas.
La transformación de células procariotas es
completada fácilmente utilizando el método del cloruro de calcio
como se describe en la sección 1.82 de Sambrook et al, supra.
Alternativamente, se puede utilizar la electroporación (Neumann
et al, EMBO J., 1 841 [1982]) para transformar estas
células. Las células transformadas se seleccionan mediante el
crecimiento sobre un antibiótico, comúnmente tet o
amp, a los cuales se han vuelto resistentes debido a la
presencia de genes de resistencia a tet y/o amp en el
vector.
Tras la selección de las células transformadas,
estas células se hacen crecer en cultivo y el ADN plasmídico (u
otro vector con el gen foráneo insertado) es después aislado. El ADN
plasmídico puede ser aislado utilizando métodos conocidos en la
técnica. Dos métodos adecuados son la preparación a pequeña escala
de ADN y la preparación a gran escala de ADN como se describe en
las secciones 1.25-1.33 de Sambrook et al,
supra. El ADN aislado puede ser purificado mediante métodos
conocidos en la técnica tales como los descritos en la sección 1.40
de Sambrook et al, supra. Este ADN plasmídico purificado es
analizado después mediante mapeo de restricción y/o secuenciación
de ADN. La secuenciación de ADN se realiza generalmente mediante el
método de Messing et al, Ácido Nucleicos Res., 9 309
(1981), el método de Maxam et al, Meth. Enzymol. 65:
499 (1980), o el método de Sanger et al, Proc. Natl. Acad. Sci.
USA, 74: 5463-5467 (1977).
El presente método de presentación en fagémidos
contempla fusionar el gen que codifica la hGH (gen 1) con un
segundo gen (gen 2) de manera que se genere una proteína de fusión
durante la transcripción. El gen 2 es típicamente un gen de una
proteína de la envoltura de un fago, y preferiblemente es la
proteína de la envoltura del gen III del fago M13, o un fragmento
del mismo. La fusión de los genes 1 y 2 puede ser completada
insertando el gen 2 en un sitio concreto de un plásmido que
contiene el gen 1, o insertando el gen 1 en un sitio concreto de un
plásmido que contiene el gen 2.
La inserción de un gen en un plásmido requiere
que el plásmido sea cortado en la localización precisa en la que va
a ser insertado el gen. Así, debe haber un sitio para la
endonucleasa de restricción en esta localización (preferiblemente
un sitio único tal que el plásmido sea cortado sólo en una
localización durante la digestión con la endonucleasa de
restricción). El plásmido es digerido, tratado con fosfatasa, y
purificado como se ha descrito antes. Después el gen es insertado
en este plásmido linealizado ligando los dos ADN juntos. La
ligación puede ser completada si los extremos del plásmido son
compatibles con los extremos del gen a insertar. Si las enzimas de
restricción se utilizan para cortar el plásmido y aislar el gen que
se va a insertar para crear extremos romos o extremos cohesivos
compatibles, los ADN pueden ser ligados juntos directamente con una
ligasa tal como la ADN ligasa del bacteriófago T4 incubando la
mezcla a 16ºC durante 1-4 horas en presencia de ATP
y tampón de ligasa como se describe en la sección 1.68 de Sambrook
et al, supra. Si los extremos no son compatibles, se deben
hacer primero romos utilizando el fragmento de Klenow de la ADN
polimerasa I o la ADN polimerasa del bacteriófago T4, ambas las
cuales requieren los cuatro desoxirribonucleótidos trifosfato para
rellenar los extremos de hebra sencilla sobresalientes del ADN
digerido.
Alternativamente, los extremos se pueden volver
romos utilizando una nucleasa tal como la nucleasa S1 o la nucleasa
de judía mung, ambas las cuales funcionan cortando de nuevo las
hebras sencillas sobresalientes del ADN. El ADN es religado después
utilizando una ligasa como se ha descrito antes. En algunos casos,
puede no ser posible volver romos los extremos del gen que va a ser
insertado, ya que el marco de lectura de la región codificante
sería alterado. Para superar este problema, se pueden utilizar
conectores oligonucleotídicos. Los conectores sirven como puente
para conectar el plásmido al gen que va a ser insertado. Estos
conectores pueden ser elaborados sintéticamente en forma de ADN de
doble hebra o de hebra sencilla utilizando métodos normalizados.
Los conectores tienen un extremo que es compatible con los extremos
del gen que va a ser insertado; los conectores se ligan primero a
este gen utilizando los métodos de ligación descritos antes. El otro
extremo de los conectores es diseñado para que sea compatible con
el plásmido para la ligación. Al diseñar los conectores, se debe
tener cuidado de no destruir el marco de lectura del gen que va a
ser insertado o el marco de lectura del gen contenido en el
plásmido. En algunos casos, puede ser necesario diseñar los
conectores de manera que codifiquen parte de un aminoácido, o de
manera que codifiquen uno o más aminoácidos.
Entre el gen 1 y el gen 2, se puede insertar un
ADN que codifica un codón de terminación, siendo semejantes codones
de terminación UAG (ámbar), UAA (ocre), y UGA (ópalo). Davis et
al, Microbiology, (Harper y Row: Nueva York, 1980), páginas
237, 245-247, y 274. El codón de terminación
expresado en una célula anfitriona de tipo salvaje da como
resultado la síntesis del producto proteico del gen 1 sin la
proteína del gen 2 anclada. No obstante, el crecimiento en una
célula anfitriona supresora da como resultado la síntesis de
cantidades detectables de la proteína fusionada. Tales células
anfitrionas supresoras contienen un ARNt modificado para insertar
un aminoácido en la posición del codón de terminación del ARNm,
dando como resultado de ese modo la producción de cantidades
detectables de la proteína de fusión. Tales células anfitrionas
supresoras son bien conocidas y descritas, tal como la cepa
supresora de E. coli. Bullock et al, BioTechniques,
5: 376-379 (1987). Se puede utilizar
cualquier método aceptable para situar un codón de terminación en el
ARNm que codifica el polipéptido de fusión.
El codón suprimible puede ser insertado entre el
gen hGH y un segundo gen que codifica al menos una porción de una
proteína de la envoltura del fago. Alternativamente, el codón de
terminación suprimible puede ser insertado adyacente al sitio de la
fusión remplazando el último triplete de aminoácidos del polipéptido
o el primer aminoácido de la proteína de la envoltura del fago.
Cuando el fagémido que contiene el codón suprimible se hace crecer
en una célula anfitriona supresora, esto da como resultado la
producción detectable de un polipéptido de fusión que contiene la
hGH y la proteína de la envoltura. Cuando se hace crecer el fagémido
en una célula anfitriona no supresora, la hGH es sintetizada
sustancialmente sin fusión a la proteína de la envoltura del fago
debido a la terminación en el triplete suprimible insertado que
codifica UAG, UAA, o UGA. En la célula no supresora el polipéptido
es sintetizado y secretado de la célula anfitriona debido a la
ausencia de la proteína de la envoltura del fago fusionada que por
otra parte lo anclaba a la célula anfitriona.
El gen hGH puede ser alterado en uno o más
codones seleccionados. Una alteración se define como una
sustitución, deleción, o inserción de uno o más codones en el gen
que codifica la hGH que da como resultado un cambio en la secuencia
de aminoácidos de la hGH en comparación con la secuencia no alterada
o de tipo salvaje de la hGH. Preferiblemente, las alteraciones son
por sustitución de al menos un aminoácido por cualquier otro
aminoácido en una o más regiones de la molécula. Las alteraciones
pueden ser producidas por una variedad de métodos conocidos en la
técnica. Entre estos métodos se incluyen, pero no están limitados a,
mutagénesis mediada por oligonucleótidos y mutagénesis de la
casete.
La mutagénesis mediada por oligonucleótidos es
el método preferido para preparar variantes por sustitución,
deleción, o inserción de hGH. El mecanismo es bien conocido en la
técnica como describen Zoller et al, supra. Brevemente, el
gen de la hGH es alterado hibridando un oligonucleótido que codifica
la mutación deseada a un molde de ADN, donde el molde es la forma
de hebra sencilla del plásmido que contiene la secuencia de ADN no
alterada o de tipo salvaje para la hGH. Tras la hibridación, se
utiliza una ADN polimerasa para sintetizar una segunda hebra
complementaria completa del molde, y de este modo incorpora el
cebador oligonucleotídico y codifica la alteración seleccionada en
el gen hGH.
Generalmente, se utilizan oligonucleótidos de al
menos 25 nucleótidos de longitud. Aunque se pueden emplear
oligonucleótidos más pequeños, un oligonucleótido óptimo tiene de 12
a 15 nucleótidos que son complementarios al molde a cualquier lado
del oligonucleótido o los oligonucleótidos que codifican la
mutación. Esto asegura que el oligonucleótido hibrida
apropiadamente con la molécula del molde de ADN de hebra sencilla.
Los oligonucleótidos son fácilmente sintetizados utilizando
mecanismos conocidos en la técnica tales como los descritos por Crea
et al, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 75: 5765
(1978).
El molde de ADN sólo puede ser generado por los
vectores que derivan de vectores del bacteriófago M13 (son
adecuados los vectores M13mp18 y M13mp19 asequibles comercialmente),
o aquellos vectores que contienen un origen de replicación del fago
de hebra sencilla como describen Vieira y Messing, Meth.
Enzymol., 153: 3-11 (1987). Así, el ADN
que va a ser mutado debe ser insertado en uno de estos vectores con
el fin de generar un molde de hebra sencilla. La producción del
molde de hebra sencilla es descrita en las secciones
4.21-4.41 de Sambrook et al, supra.
Para alterar la secuencia de ADN de tipo
salvaje, se hibrida el oligonucleótido al molde de hebra sencilla
en condiciones de hibridación adecuadas. Una enzima polimerizadora
de ADN, normalmente el fragmento de Klenow de la ADN polimerasa I,
es añadida después para sintetizar la hebra complementaria del molde
utilizando el oligonucleótido como cebador para la síntesis. De ese
modo se forma una molécula heterodúplex de manera que una hebra del
ADN codifica la forma mutada del gen hGH, y la otra hebra (el molde
original) codifica la secuencia no alterada, de tipo salvaje del
gen hGH. Esta molécula heterodúplex es transformada después en una
célula anfitriona adecuada, normalmente un procariota tal como
E. coli JM101. Una vez que las células se han desarrollado,
se cultivan en placa sobre placas de agarosa y se rastrean
utilizando el cebador oligonucleotídico radiomarcado con Fosfato 32
para identificar las colonias bacterianas que contienen el ADN
mutado.
El método descrito inmediatamente antes puede
ser modificado de manera que se cree una molécula homodúplex donde
ambas hebras del plásmido contengan la mutación o las mutaciones.
Las modificaciones son las siguientes: El oligonucleótido de hebra
sencilla es recocido con el molde de hebra sencilla descrito antes.
Se combina una mezcla de tres desoxirribonucleótidos,
desoxirriboadenosina (dATP), desoxirriboguanosina (dGTP), y
desoxirribotimidina (dTTP), con una
tio-desoxirribocitosina modificada denominada
dCTP-(aS) (que puede ser obtenida de Amersham). Esta mezcla es
añadida al complejo molde-oligonucleótido. Tras la
adición de ADN polimerasa a esta mezcla, se genera una hebra de ADN
idéntica al molde excepto por las bases mutadas. Además, esta nueva
hebra de ADN contiene dCTP-(AS) en lugar de dCTP, que sirve para
protegerla de la digestión con la endonucleasa de restricción. Una
vez que se forman los cortes en la hebra molde del heterodúplex de
doble hebra con una enzima de restricción apropiada, la hebra molde
puede ser digerida con la nucleasa ExoIII u otra nucleasa apropiada
pasada la región que contiene el sitio o los sitios que van a ser
sometidos a mutagénesis. Después la reacción se detiene para dejar
una molécula que sólo es parcialmente de hebra sencilla. Luego se
forma un homodúplex de ADN de doble hebra completa utilizando ADN
polimerasa en presencia de los cuatro desoxirribonucleótidos
trifosfato, ATP, y una ADN ligasa. Esta molécula homodúplex puede
ser transformada después en una célula anfitriona adecuada tal como
E. coli JM101, como se ha descrito antes.
Los mutantes con más de un aminoácido a
sustituir pueden ser generados en una de numerosas maneras. Si los
aminoácidos están localizados juntos en la cadena polipeptídica,
pueden ser mutados simultáneamente utilizando un oligonucleótido
que codifique todas las sustituciones de aminoácidos deseadas. Si no
obstante, los aminoácidos están localizados a cierta distancia
entre sí (separados por más de aproximadamente diez aminoácidos), es
más difícil generar un único oligonucleótido que codifique todos
los cambios deseados. En lugar de eso, se puede emplear uno de dos
métodos alternativos.
En el primer método, se genera un
oligonucleótido separado para cada aminoácido a ser sustituido. Los
oligonucleótidos son después recocidos con el ADN molde de hebra
sencilla simultáneamente, y la segunda hebra de ADN es sintetizada
a partir del molde que codifica todas las sustituciones de
aminoácidos deseadas. El método alternativo implica dos o más
rondas de mutagénesis para producir el mutante deseado. La primera
ronda es como se ha descrito para los mutantes individuales: se
utiliza ADN de tipo salvaje para el molde, se recuece un
oligonucleótido que codifica la primera sustitución o sustituciones
de aminoácidos deseadas con este molde, y después se genera la
molécula de ADN heterodúplex. En la segunda ronda de mutagénesis se
utiliza el ADN mutado producido en la primera ronda de mutagénesis
como molde. Así, este molde ya contiene una o más mutaciones. El
oligonucleótido que codifica la sustitución o las sustituciones de
aminoácidos deseadas adicionales es recocido después con este
molde, y la hebra de ADN resultante codifica ahora las mutaciones de
la primera y segunda rondas de mutagénesis. Este ADN resultante
puede ser utilizado como molde en una tercera ronda de mutagénesis,
y así sucesivamente.
La mutagénesis de casete es también un método
preferido para preparar variantes por sustitución, deleción, e
inserción de ADN de hGH. El método se basa en el descrito por Wells
et al, Gene, supra. La sustancia de partida es el plásmido
(u otro vector) que comprende el gen de hGH que va a ser mutado. Se
identifican el codón o los codones del gen hGH que va a ser mutado.
Optimamente, existe un único sitio para la endonucleasa de
restricción a cada lado del sitio o los sitios de mutación
identificados; no obstante, esto no es un requerimiento. Si no
existen tales sitios de restricción, éstos pueden ser generados
utilizando el método de mutagénesis mediada por oligonucleótidos
descrito antes para introducirlos en localizaciones apropiadas en el
gen hGH. Una vez que se han introducido los sitios de restricción
en el plásmido, el plásmido se corta en estos sitios para
linealizarlo. Se sintetiza un oligonucleótido de doble hebra que
codifica la secuencia del ADN entre los sitios de restricción pero
conteniendo la mutación o las mutaciones deseadas utilizando
procedimientos normalizados. Las dos hebras se sintetizan por
separado y después se hibridan juntas utilizando técnicas
normalizadas. Este oligonucleótido de doble hebra es referido como
la casete. Esta casete se diseña para que tenga extremos 3' y 5' que
sean compatibles con los extremos del plásmido linealizado, de
manera
que pueda ser ligado directamente al plásmido. Ahora este plásmido contiene la secuencia de ADN mutada de la hGH.
que pueda ser ligado directamente al plásmido. Ahora este plásmido contiene la secuencia de ADN mutada de la hGH.
Para preparar la molécula receptora y unirla con
el fagémido, se ancla el receptor purificado a una matriz adecuada
tal como cuentas de agarosa, cuentas de acrilamida, cuentas de
vidrio, celulosa, diversos copolímeros acrílicos, geles de
metacrilato de hidroxialquilo, poli(ácido acrílico), copolímeros
polimetacrílicos, nailon, portadores neutros e iónicos, y
similares. El anclaje del receptor a la matriz puede ser completado
mediante métodos descritos en Meth. Enzymol., 44:
(1976), o mediante otros métodos conocidos en la técnica.
Tras el anclaje del receptor a la matriz, la
diana inmovilizada se pone en contacto con el genoteca de partículas
de fagémido en condiciones adecuadas para la unión de al menos una
porción de las partículas de fagémido con la diana inmovilizada.
Normalmente, las condiciones, incluyendo el pH, la fuerza iónica, la
temperatura, y similares imitan las condiciones fisiológicas.
Las partículas de fagémido unidas
("aglutinantes") que tienen una elevada afinidad por el
receptor inmovilizado se separan de las que tienen una baja
afinidad (y por tanto no se unen a la diana) mediante lavado. Los
aglutinantes pueden ser disociados de la diana inmovilizada
mediante una variedad de métodos. Entre estos métodos se incluyen
la disociación competitiva utilizando el ligando de tipo salvaje, la
alteración del pH y/o la fuerza iónica, y los métodos conocidos en
la técnica.
Las células anfitrionas adecuadas son infectadas
con los aglutinantes y el fago coadyuvante, y las células
anfitrionas son cultivadas en condiciones adecuadas para la
amplificación de las partículas de fagémido. Las partículas de
fagémido son recogidas después y el procedimiento de selección se
repite una o más veces hasta que se seleccionan los aglutinantes
que tienen la afinidad deseada para la molécula diana.
Opcionalmente, el genoteca de partículas de
fagémido se puede poner en contacto sucesivamente con más de un
receptor inmovilizado para mejorar la selectividad para un receptor
concreto. Así, la hGH tiene más de un receptor natural: el receptor
de la hGH y el receptor de la prolactina. Puede ser deseable mejorar
la selectividad de la hGH hacia el receptor de GH sobre el receptor
de la prolactina. Esto se puede lograr poniendo en contacto primero
la genoteca de partículas de fagémido con el receptor de GH
inmovilizado, permitiendo que se produzca la unión en presencia de
una concentración muy elevada de receptor de prolactina en solución,
y seleccionando los aglutinantes. En este caso, un mutante de hGH
con una baja afinidad por el receptor de prolactina tendría una
utilidad terapéutica incluso si la afinidad por el receptor de GH
fuera algo inferior a la de la hGH de tipo salvaje.
Las variantes de hGH de la presente invención
pueden ser producidas convenientemente mediante mecanismos
recombinantes normalizados. Más específicamente, se puede expresar
una variante de hGH utilizando un sistema
vector-célula anfitriona, tal como el descrito antes
en el estudio del barrido con alanina.
En una realización, se utiliza un fagémido de la
presente invención para producir una variante de hGH libre de la
proteína del fago. Por ejemplo, se pueden desarrollar simplemente
pSO643 y derivados en una cepa no supresora tal como 16C9. En este
caso, el codón ámbar (TAG) conduce a la terminación de la
traducción, que rinde la hormona libre. La variante de hGH es
secretada de la célula anfitriona y puede ser aislada del medio de
cultivo como se describe más abajo.
Las células anfitrionas que contienen un vector
de expresión de la variante de hGH se cultivan en condiciones
adecuadas para el crecimiento celular y para la expresión de la
variante de hGH. En particular, el medio de cultivo contiene
nutrientes y factores de crecimiento apropiados para la célula
anfitriona empleada. Los nutrientes y los factores de crecimiento
requeridos para el crecimiento de una célula anfitriona seleccionada
son, en muchos casos, bien conocidos o pueden ser fácilmente
determinados empíricamente por los expertos en la técnica. Las
condiciones de cultivo adecuadas para las células anfitrionas de
mamífero, por ejemplo, se describen en Mammalian Cell Culture
(Mather, J.P. ed., Plenum Press 1984) y Barnes y Sato, Cell,
22: 649 (1980).
Además, las condiciones de cultivo deben
permitir la transcripción, la traducción, y el transporte de
proteínas entre los compartimentos celulares. Los factores que
afectan a estos procedimientos son bien conocidos e incluyen, por
ejemplo, el número de copias de ADN/ARN; los factores que
estabilizan el ARN; los nutrientes, los suplementos, y los
inductores o represores transcripcionales presentes en el medio de
cultivo; la temperatura, el pH, y la osmolalidad del cultivo; y la
densidad celular. El ajuste de estos factores para promover la
expresión en un sistema vector-célula anfitriona
concreto está en el nivel de los expertos en la técnica.
Los procedimientos de cultivo celular empleados
en la producción de una variante de hGH de la presente invención
pueden ser cualquiera de los numerosos procedimientos bien conocidos
para la producción de proteínas a gran o pequeña escala. Entre
estos se incluyen, pero no están limitados a, el uso de: un
biorreactor de lecho fluidificado, un biorreactor de fibra hueca,
un sistema de cultivo de botella giratoria, y un sistema biorreactor
de tanque agitado. Se puede producir una variante de hGH, por
ejemplo, en un procedimiento en la modalidad de lotes, de
alimentación por lotes, o continuo.
Los métodos para la recuperación de proteínas
recombinantes producidas como se ha descrito antes son bien
conocidos y varían dependiendo del sistema de expresión empleado.
Por ejemplo, si, como es típico, el vector de expresión contiene
una secuencia señal, la variante de hGH es recuperada del medio de
cultivo o del periplasma. Convenientemente, la variante es
secretada en el espacio del periplasma como una proteína totalmente
madura (es decir, carente de la secuencia señal de secreción). Sin
embargo, la variante de hGH también puede ser expresada
intracelularmente y recuperada de los productos lisados
celulares.
La variante de hGH puede ser purificada del
medio de cultivo o del producto lisado celular mediante cualquier
método capaz de separar la variante de los componentes de la célula
anfitriona o el medio de cultivo. Típicamente la variante de hGH es
separada de la célula anfitriona y/o los componentes del medio de
cultivo que interferirían en la pegilación, si se desea, o en el
uso diagnóstico o terapéutico de la variante de hGH.
Como primera etapa, el medio de cultivo o el
producto lisado celular es normalmente centrifugado o filtrado para
separar los desechos celulares. El sobrenadante es concentrado
después típicamente o diluido a un volumen deseado o diafiltrado en
un tampón adecuado para acondicionar la preparación para una
purificación adicional. La purificación adicional de la variante de
hGH incluye típicamente separar las formas desamidadas y acortadas
de la variante de hGH de la forma intacta. Por ejemplo, la variante
de hGH intacta puede ser separada de la variante
des-phe-hGH, que carece de la
fenilalanina N-terminal.
En una variación de esta realización, la
variante de hGH es purificada (1) hasta un grado suficiente para
obtener al menos 15 restos de secuencia de aminoácidos
N-terminal o interna, utilizando un secuenciador de
copa giratoria o (2) para homogeneizar mediante
SDS-PAGE en condiciones no reductoras o reductoras
utilizando la tinción con azul de Coomassie.
Cualquiera de los siguientes procedimientos
ilustrativos puede ser empleado para la purificación de una variante
de hGH: cromatografía de afinidad; cromatografía de intercambio
aniónico o catiónico (utilizando, v.g., DEAE SEPHAROSE);
cromatografía sobre sílice; HPLC en fase reversa; filtración en gel
(utilizando, v.g., SEPHADEX G-75); cromatografía de
interacción hidrófoba; cromatografía metal-quelato;
ultrafiltración/diafiltración; precipitación en etanol;
precipitación en sulfato de amonio; cromatoenfoque; y cromatografía
de desplazamiento. Los protocolos ejemplares para la purificación
de variantes de hGH (B2036 y B2024), utilizando una combinación de
cromatografía de intercambio aniónico y cromatografía de interacción
hidrófoba, se muestran en los Ejemplos V y VI.
La presente invención proporciona variantes de
hGH ancladas covalentemente (en adelante "conjugadas") con uno
o más grupos químicos. Semejante conjugación produce un producto
conjugado de una variante de hGH que tiene un peso molecular real
mayor que la variante de hGH no modificada. Según se utiliza aquí,
el término "peso molecular real" hace referencia al peso
molecular, medido mediante espectrometría de masas (v.g.,
espectrometría de masas con ionización/desorción por láser asistida
por matriz). El peso molecular real del producto conjugado de hGH
es normalmente al menos de aproximadamente 30 kD; preferiblemente,
en el intervalo de aproximadamente 35 kD a aproximadamente 55 kD; y
más preferiblemente, en el intervalo de aproximadamente 40 kD a
aproximadamente 50 kD. Generalmente, el peso molecular real del
producto conjugado de la variante de hGH no excede de 100 kD.
Los grupos químicos adecuados para su uso en un
producto conjugado de una variante de hGH de la presente invención
son preferiblemente significativamente no tóxicos o inmunogénicos,
es decir, cualquier toxicidad o inmunogenicidad observada con un
producto conjugado de una variante de hGH no es significativamente
(es decir, menos del 50%) mayor que cualquier toxicidad o
inmunogenicidad observada con la correspondiente variante de hGH no
modificada. Típicamente, se selecciona un grupo químico que reduce
la toxicidad y/o inmunogenicidad asociada con las variante de hGH
no modificada. Además, el grupo químico se selecciona
convenientemente para producir un producto conjugado de una
variante de hGH que pueda ser almacenado y utilizado en condiciones
adecuadas para el almacenamiento y utilización de la variante de
hGH no modificada. Entre los grupos químicos ilustrativos se
incluyen carbohidratos, tales como, por ejemplo, aquellos
carbohidratos que se encuentran naturalmente sobre las
glicoproteínas y los polímeros no proteicos, tales como
polioles.
Un poliol, por ejemplo, puede ser conjugado con
una molécula variante de hGH en uno o más restos aminoácido,
incluyendo los restos lisina, como se describe en el documento WO
93/00109, supra. El poliol empleado puede ser cualquier
polímero de poli(óxido de alquileno) soluble en agua y puede tener
una cadena lineal o ramificada. Entre los polioles adecuados se
incluyen aquellos sustituidos en una o más posiciones hidroxiladas
con un grupo químico, tal como un grupo alquilo que tiene entre uno
y cuatro carbonos. Típicamente, el poliol es un
poli(alquilenglicol), tal como poli(etilenglicol)
(PEG), y por tanto, para facilitar la descripción, el resto del
estudio hace referencia a una realización ejemplar donde el poliol
empleado es PEG y el procedimiento de conjugación del poliol a una
variante de hGH es denominado "pegilación". No obstante, los
expertos en la técnica reconocen que otros polioles, tales como,
por ejemplo, poli(propilenglicol) y copolímeros de
polietileno-polipropilenglicol, pueden ser
empleados utilizando las técnicas de conjugación descritas aquí para
PEG.
El peso molecular del PEG puede oscilar entre
aproximadamente 500 y aproximadamente 30.000 daltons (D);
preferiblemente, de aproximadamente 1.000 a aproximadamente 25.000
D; y más preferiblemente, de aproximadamente 4.000 a aproximadamente
20.000 D. En una realización, la pegilación se lleva a cabo con PEG
que tiene un peso molecular medio de aproximadamente 5.000 D (en
adelante "PEG(5000)"). Como se comenta más abajo y en el
Ejemplo VII, las condiciones de reacción se ajustan para maximizar
la producción de moléculas variantes de hGH conjugadas con entre
aproximadamente cuatro y aproximadamente seis moléculas de
PEG(5000). En otra realización, la pegilación se lleva a
cabo con PEG que tiene un peso molecular medio de aproximadamente
20.000 D en condiciones ajustadas para maximizar la producción de
moléculas de hGH conjugadas con una molécula de PEG(20.000).
Véase el Ejemplo VIII. En una variación de esta realización, se
emplea un PEG de cadena ramificada que tiene dos cadenas de
aproximadamente 10.000 D cada una. Véase el Ejemplo IX.
Las preparaciones de PEG que son asequibles
comercialmente, y adecuadas para su uso en la presente invención,
son preparaciones no homogéneas que se venden según el peso
molecular medio. Por ejemplo, las preparaciones de PEG(5000)
contienen típicamente moléculas que varían ligeramente de peso
molecular, normalmente \pm500 D.
Se han descrito una variedad de métodos para
pegilar proteínas. Véase, v.g., la Patente de los Estados Unidos
Núm. 4.179.337 (expedida a Davis et al), que describe la
conjugación de numerosas hormonas y enzimas para PEG y
polipropilenglicol para producir composiciones no inmunogénicas
fisiológicamente activas. Generalmente, un PEG que tiene al menos
un grupo hidroxi terminal se hace reaccionar con un agente de
acoplamiento para formar un PEG activado que tiene un grupo
reactivo terminal. Id. Este grupo reactivo se puede hacer reaccionar
después con las \alpha- y \varepsilon-aminas de
las proteínas para formar un enlace covalente. Convenientemente, el
otro extremo de la molécula de PEG puede ser "bloqueado" con un
grupo químico no reactivo, tal como un grupo metoxi, para reducir la
formación de complejos entrecruzados con PEG de moléculas de
proteína.
Para la pegilación de una variante de hGH, el
PEG activado es aquél que puede reaccionar con la variante en
condiciones que no destruyen la actividad de unión del Sitio 1. Para
las variantes de hGH agonísticas, la actividad de unión al Sitio 2
también debe ser conservada. Además, para las variantes de hGH
agonísticas y antagónicas, normalmente se evitan los PEG activados
que introducen un grupo conector tóxico en el producto
conjugado.
Los PEG activados adecuados pueden ser
producidos mediante numerosas reacciones convencionales. Por
ejemplo, se puede preparar un éster de
N-hidroxisuccinimida de un PEG
(M-NHS-PEG) a partir de
monometiléter de PEG (que es asequible comercialmente de Union
Carbide) mediante reacción con
N,N'-diciclohexilcarbodiimida (DCC) y
N-hidroxisuccinimida (NHS), según el método de
Buckmann y Merr, Makromol. Chem., 182:
1379-1384 (1981).
Además, se puede convertir un grupo hidroxi
terminal de PEG en un grupo amino, por ejemplo, mediante reacción
con bromuro de tionilo para formar PEG-Br, seguido
de aminolisis con amoniaco en exceso para formar
PEG-NH_{2}. El PEG-NH2 es
conjugado después con la proteína de interés utilizando reactivos de
acoplamiento adecuados, tales como el Reactivo K de Woodward.
Además, se puede convertir un grupo -CH_{2}OH terminal de PEG en
un grupo aldehído, por ejemplo, mediante oxidación con MnO_{2}.
El grupo aldehído es conjugado con la proteína mediante alquilación
reductiva con un reactivo tal como cianoborohidruro.
Alternativamente, se pueden adquirir PEG
activados adecuados para su uso en la presente invención de
numerosos proveedores. Por ejemplo, Shearwater Polymers, Inc.
(Huntsville, AL) vende M-NHS-PEG
como "SCM-PEG" además de succinimidilcarbonato
de metoxi-PEG ("SC-PEG") y
succinimidilpropionato de metoxi-PEG
("SPA-PEG"; en adelante referido como
"M-SPA-PEG" para indicar la
presencia del grupo bloqueador metoxi). El uso de
M-SPA-PEG para pegilar la variante
B2036 se expone en los Ejemplos VII y VIII. Shearwater Polymers
también vende un PEG de cadena ramificada que tiene dos cadenas de
10.000 D (en adelante "NHS-PEG2(2
0.000)", cuyo uso se describe en el Ejemplo IX.
El grado de pegilación de una variante de hGH de
la presente invención puede ser ajustado para proporcionar una vida
media in vivo deseablemente incrementada (en adelante "vida
media"), en comparación con la correspondiente proteína no
pegilada. Se cree que la vida media de una variante de hGH pegilada
aumenta típicamente con el incremento del grado de pegilación. En
estudios de hGH de tipo salvaje pegilada, los Autores de la presente
invención han observado que un producto conjugado de hGH de tipo
salvaje que contiene dos grupos PEG(5.000) tiene
aproximadamente una vida media 4 veces más larga en ratas que la
proteína no pegilada, un producto conjugado que contiene 5 grupos
PEG(5.000) tiene una vida media 11 veces más larga, y un
producto conjugado que contiene siete grupos PEG tiene
aproximadamente una vida media 18 veces más larga. Los pesos
moleculares reales de esos productos conjugados de
PEG-hGH de tipo salvaje fueron aproximadamente 33,
48, y 57 kD, respectivamente, en comparación con los 22 kD de la
proteína no pegilada.
A incrementos mayores de pegilación, se cree que
el incremento en la vida media de una variante de hGH pegilada es
parcialmente compensado por un incremento en la constante de
disociación (K_{d}) para la unión al Sitio 1, indicando un
descenso en la afinidad por el Sitio 1. Se cree que este descenso en
la afinidad está acompañado del correspondiente descenso en la
potencia, que se refleja en un incremento en la concentración del
producto conjugado requerida para el 50% del efecto máximo
(CE_{50}). En estudios de hGH de tipo salvaje pegilada con
PEG(5.000), un producto conjugado que contiene dos grupos
PEG(5.000) tiene aproximadamente una potencia 3 veces
inferior en un análisis de dimerización basado en células que la
proteína no pegilada, un producto conjugado que contiene cinco
grupos PEG (5.000) tiene aproximadamente una potencia 170 veces
inferior, y un producto conjugado que contiene siete grupos PEG
tiene aproximadamente una potencia 1.500 veces inferior.
Debido a que la unión al Sitio 1 es esencial
para las variantes de hGH agonísticas y antagónicas de la presente
invención, un incremento de la pegilación reduce la potencia de
ambos tipos de variantes de hGH. No obstante, el incremento de la
vida media compensa generalmente la reducción de potencia, de manera
que en la actualidad se cree que la eficacia in vivo de las
variantes de hGH pegiladas es comparable con, o mejor que, la
observada con las correspondientes proteínas no pegiladas. Por
consiguiente, un experto en la técnica puede determinar fácilmente
un grado adecuado de pegilación para que una variante de hGH forme
un producto conjugado que tenga una vida media deseablemente
incrementada, en comparación con la proteína no pegilada,
conservando aún una potencia suficiente para ser eficaz in
vivo.
Normalmente, la vida media se incrementa al
menos aproximadamente cinco veces; preferiblemente, al menos
aproximadamente 10 veces; más preferiblemente, al menos
aproximadamente 50 veces; y muy preferiblemente, al menos
aproximadamente 100 veces. Además, el grado y los sitios de
pegilación son tales que el producto conjugado de
PEG-variante de hGH sea capaz de unirse al receptor
de hGH en el Sitio 1, típicamente con una K_{d} de aproximadamente
400 nM o menos; preferiblemente, con una K_{d} de 150 o menos; y
más preferiblemente con una K_{d} de 100 nM o menos, medida
mediante un análisis de unión en equilibrio, tal como el descrito
por Spencer et al, J. Biol. Chem., 263:
7862-7867 (1988).
Los productos conjugados de
PEG-variante de hGH agonística son capaces de unirse
al Sitio 2 como al Sitio 1, dimerizando de ese modo los receptores
de hGH. La capacidad de dimerización puede ser medida, por ejemplo,
mediante homoinactivación de fluorescencia, según el método
Cunningham et al, Science, 254:
821-825 (1991), o en un análisis de dimerización
basado en células, tal como el descrito por Fuh et al,
Science, 256: 1677-1680 (1992), y en los
Ejemplos XI y XII. Convenientemente, la CE_{50} para las variantes
de hGH agonísticas pegiladas, medida en el análisis de dimerización
basado en células de Fuh et al, es aproximadamente 100 nM o
inferior y más preferiblemente, aproximadamente 50 nM o inferior.
(La CE_{50} es típicamente inferior que la K_{d},
presumiblemente debido a que sólo una fracción de los receptores de
hGH asequibles necesitan ser dimerizados para lograr una respuesta
máxima). Las variantes de hGH pegiladas que satisfacen estos
criterios tienen un peso molecular real de al menos aproximadamente
40 kD. Entre los productos conjugados ejemplares se incluyen los
productos conjugados que tienen aproximadamente cuatro a seis, y
preferiblemente, cinco, moléculas de PEG(5.000) por molécula
de variante de hGH y los productos conjugados que tienen una
molécula de PEG(20.000) por molécula de variante de hGH.
El grado y los sitios de pegilación de una
proteína son determinados mediante (1) el número de reactividades
de los sitios de pegilación (es decir, aminas primarias) y (2) las
condiciones de la reacción de pegilación. La hGH de tipo salvaje
contiene diez aminas primarias que están teóricamente disponibles
para reaccionar con un PEG activado; el grupo
\alpha-amino de la fenilalanina
N-terminal y los grupos
\varepsilon-amino de las nueve lisinas. No
obstante, debido a que algunas de las aminas primarias de la hGH y
las variantes de hGH son relativamente no reactivas, las reacciones
de pegilación normalizadas producen típicamente como resultado menos
de una pegilación completa (v.g., siete u ocho PEG por molécula para
la hGH de tipo salvaje).
Los sitios de pegilación de una proteína también
están algo constreñidos por las reactividades de las diversas
aminas primarias. Por ejemplo, una lisina potencial en la interfase
de unión hormona-receptor Sitio 1 de la variante
B2036 (K41) es relativamente no reactiva con
M-SPA-PEG(5.000). Véase el
Ejemplo X. Así, las preparaciones de la variante B2036
moderadamente pegilada, que tienen del orden de cuatro a seis PEG
por molécula variante, conservan la capacidad de unirse al receptor
de hGH en el Sitio 1, a pesar de la presencia de un sitio de
pegilación potencial en esta interfase de unión.
Se pueden utilizar las técnicas de mutagénesis
normalizadas para alterar el número de lisinas en la proteína. Así,
en el grado que las sustituciones de aminoácidos introducen o
remplazan lisinas, las variantes de hGH de la presente invención
pueden contener un número mayor o menor de sitios de pegilación
potenciales que la hGH de tipo salvaje. La variante B2036 contiene
nueve sitios de pegilación potenciales, uno menos que la hGH de
tipo salvaje, mientras que la variante B2024 que no forma parte de
esta invención contiene diez sitios potenciales.
Además, las sustituciones de aminoácidos que
introducen o remplazan lisinas alteran las localizaciones de los
sitios de pegilación potenciales. Por ejemplo, en la variante B2036,
las sustituciones K168A y K172R reducen el número de sitios
disponibles para la pegilación en la interfase de unión al Sitio 1
hormona-receptor. La reposición de G120 por un
aminoácido diferente interrumpe a unión de hGH en el Sitio 2,
convirtiendo la molécula en un antagonista de hGH. La sustitución
de lisina por glicina en esta posición proporciona un sitio de
pegilación potencial adicional en el Sitio 2, que se espera que
debilite cualquier unión residual en este sitio. Las reactividades
de las aminas primarias en la variante B2036 se muestran en el
Ejemplo X.
El grado y los sitios de pegilación también
pueden ser manipulados ajustando las condiciones de reacción, tales
como las concentraciones relativas de PEG activado y proteína así
como el pH. Las condiciones adecuadas para un grado deseado de
pegilación pueden ser determinadas empíricamente. En resumen, se
crean reacciones de pegilación normalizadas en las cuales se hacen
variar los parámetros observados antes. Por ejemplo, las reacciones
de pegilación de las variantes de hGH (conteniendo 10 mg/ml de
variante de hGH en tampón borato de sodio 0,05 M, pH 8,5) en las que
el número de equivalentes de
M-NHS-PEG(5.000) por grupo
amino libre varía entre uno y tres producen las preparaciones
mostradas más abajo:
(Según se utiliza con referencia al PEG
activado, la frase "equivalente por grupo amino libre" hace
referencia a una cantidad molar de PEG activado igual a la cantidad
molar de la molécula que va a ser pegilada multiplicada por el
número de aminas libres de la molécula). En las preparaciones
sometidas a una pegilación limitada (tal como la preparación 1), la
proteína es pegilada en la mayoría de los sitios reactivos,
mientras, si la pegilación es más intensa (como en la preparación
3), también son pegilados menos sitios reactivos.
La pegilación de las variantes de hGH, tales
como B2036, se lleva a cabo mediante cualquier método conveniente.
En una realización ejemplar, las variantes de hGH son pegiladas con
M-SPA-PEG(5.000). Véase, el
Ejemplo VII. En resumen, se añade
SPA-PEG(5.000) sólido, con agitación, a una
solución acuosa de variante de hGH a la temperatura ambiente.
Típicamente, la solución acuosa es tamponada con un tampón que tiene
un pK_{a} próximo al pH al cual se va a llevar a cabo la reacción
(generalmente aproximadamente pH 4-10). Entre los
tampones adecuados para la pegilación a pH 7,5, por ejemplo, se
incluyen HEPES, fosfato, borato, Tris-HCl, EPPS, y
TES. El pH se controla continuamente y se ajusta si es necesario.
La reacción se deja continuar durante aproximadamente una a
aproximadamente dos horas.
Los productos de reacción se someten después a
cromatografía de interacción hidrófoba para separar las variantes
de hGH pegiladas de
M-SPA-PEG(5.000) y cualquiera
de los complejos de elevado peso molecular de la variante de hGH
pegilada. (Los complejos de elevado peso molecular surgen cuando se
activa PEG no bloqueado en ambos extremos de la molécula,
entrecruzando moléculas de variantes de hGH). Las condiciones
durante la cromatografía de interacción hidrófoba son tales que el
M-SPA-PEG(5.000) libre fluye
a través de la columna, mientras cualquier complejo de variante de
hGH pegilada entrecruzado eluye tras las formas deseadas, que
contienen una molécula de variante de hGH conjugada con uno o más
grupos de PEG. Las condiciones adecuadas varían dependiendo de los
tamaños relativos de los complejos entrecruzados versus los
productos conjugados deseados y son fácilmente determinados por los
expertos en la técnica. El eluyente que contiene los productos
conjugados deseados se concentra por ultrafiltración y se somete
eliminación de la sal por diafiltración.
Esta preparación representa una mezcla
heterogénea de productos conjugados de PEG-variante
de hGH que tienen entre tres y seis grupos PEG por molécula de
variante de hGH. En una realización, esta mezcla se somete a una
etapa de purificación adicional que produce una preparación más
homogénea de variantes de hGH pegiladas. Más específicamente, la
mezcla es sometida a cromatografía de intercambio catiónico para
fraccionar las variantes de hGH pegiladas según el grado de
pegilación. Las condiciones son tales que las variantes de hGH más
altamente pegiladas que tienen un mayor número de grupos PEG eluyen
antes en el gradiente.
De esta manera, es posible obtener una reserva
de variantes de hGH pegiladas que contienen principalmente una o
dos formas. Según se utiliza aquí más adelante, una "forma" de
una variante de hGH pegilada es un producto conjugado de
PEG-variante de hGH que contiene un número concreto
de grupos PEG. Por consiguiente, diferentes "formas" de
variante de hGH pegilada tienen diferentes números de grupos PEG
conjugados con la misma variante de hGH. En una realización
ilustrativa, se obtiene una reserva de variantes de hGH pegiladas
que contiene principalmente dos formas, esto es productos
conjugados que tienen 4 o 5 PEG por molécula de variante de hGH (en
adelante "preparación de variante de hgH con 4/5 PEG"). Esta
reserva puede ser concentrada después, sometida a eliminación de la
sal, y formulada para su administración, como se estudia más
abajo.
Una composición que contiene una variante de hGH
pegilada para su uso en una formulación terapéutica puede ser
heterogénea y homogénea, es decir, conteniendo una única forma de
PEG-hGH. Típicamente, la composición contiene al
menos el 70% de una o dos formas de productos conjugados de
PEG-variante de hGH; preferiblemente, al menos 80%
de una o dos formas; y más preferiblemente, al menos 90% de una o
dos formas.
Las formulaciones de las variantes de hGH de la
presente invención para la administración terapéutica se preparan
para el almacenamiento mezclando una variante de hGH que tiene el
grado de pureza deseado con un portador, excipiente, o
estabilizador farmacéuticamente aceptable opcional. (Remington's
Pharmaceutical Sciences, 16^{a} Edición, Oslo, A., Ed.,
[1980]) en forma de una torta liofilizada o una solución acuosa. Las
formulaciones parenterales pueden ser preparadas mezclando la
variante de hGH en una forma inyectable de dosificación unitaria
(solución, suspensión, o emulsión) con un portador farmacéuticamente
aceptable. Los portadores, excipientes, o estabilizadores
farmacéuticamente aceptables son no tóxicos para los receptores a
las dosificaciones y concentraciones empeladas y son compatibles
con otros ingredientes de la formulación. Por ejemplo, la
formulación no incluye preferiblemente agentes oxidantes ni otros
compuestos conocidos por ser deletéreos para los polipéptidos.
Entre los portadores adecuados se incluyen
tampones que contienen fosfato, borato, HEPES, citrato, y otros
ácidos orgánicos; antioxidantes incluyendo ácido ascórbico;
polipéptidos de bajo peso molecular (menos de aproximadamente 10
restos); proteínas, tales como seralbúmina, gelatina, o
inmunoglobulinas; polímeros hidrófilos tales como
polivinilpirrolidona; aminoácidos tales como glicina, glutamina,
asparragina, arginina, o lisina; monosacáridos, disacáridos, y
otros carbohidratos, incluyendo glucosa, manosa, o dextrinas;
agentes quelantes tales como EDTA; iones metálicos divalentes tales
como cinc, cobalto, o cobre; alcoholes de azúcares tales como
manitol o sorbitol; contraiones formadores de sal tales como sodio;
y/o tensioactivos no iónicos tales como Tween, Pluronics, o PEG.
Las formulaciones de la presente invención
pueden contener adicionalmente un tampón, aminoácido, agente para
conferir volumen, y/o tensioactivo no iónico farmacéuticamente
aceptable. Entre estos se incluyen, por ejemplo, tampones, agentes
quelantes, antioxidantes, conservantes,
co-disolventes, y similares; entre los ejemplos
específicos de estos se podrían incluir sales de trimetilamina
(tampón Tris) y edetato disódico.
Adicionalmente, se puede emplear la formulación
de GH mostrada en el documento WO 89/09614, donde la variante de
hGH está contenida en una composición que comprende glicina,
manitol, y un tampón, tal como tampón fosfato. Una versión
ilustrativa de esta formulación es: 0,68 g/litro de glicina, 18,0
g/litro de manitol, fosfato de sodio 5 mM, pH 7,4.
Alternativamente, la variante de hGH puede estar contenida en una
formulación líquida que no contiene necesariamente manitol o
glicina y comprende de 0,1 al 5% (p/v) de un tensioactivo no iónico,
tal como polisorbato, o un poloxámero. Una versión ilustrativa de
esta formulación es: 5 mg/ml de variante de hGH, 8,77 mg/ml de NaCl,
2,5 mg/ml de fenol, 2,0 mg/ml de polisorbato 20, y citrato de sodio
10 mM, pH 6,0.
La variante de hGH también es administrada
adecuadamente mediante sistemas de liberación sostenida. Entre los
ejemplos adecuados de composiciones de liberación sostenida se
incluyen matrices poliméricas semi-permeables en
forma de artículos conformados, v.g., películas, o microcápsulas.
Entre las matrices de liberación sostenida se incluyen polilactidas
(Patente de los Estados Unidos Núm. 3.773.919, EP 58.481),
copolímeros de ácido L-glutámico y
gamma-etil-L-glutamato
(U. Sidman et al, Biopolymers, 22,
547-556 [1983]), poli(metacrilato de
2-hidroxietilo) (Langer et al, J. Biomed. Mater.
Res., 15: 167-277 [1981]; Langer,
Chem. Tech., 12: 98-105 [1982]),
vinilacetato de etileno (Langer et al, supra) o ácido
poli-D-(-)-3-hidroxibutírico
(documento EP 133.988). Entre las composiciones de variantes de hGH
de liberación sostenida también se incluyen la variantes de hGH
atrapadas liposomalmente. Los liposomas que contienen variantes de
hGH se preparan mediante métodos conocidos per se; documento
DE 3.218.121; Epstein et al, Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A.,
82: 3688-3692 (1985); Hwang et al, Proc.
Natl. Acad. Sci. U.S.A., 77: 4030-4034
(1980); documentos EP 52.322; EP 36.676; EP 88.046; EP 143.949; EP
142.641; Solicitud de Patente Japonesa 83-118008;
Patentes de los Estados Unidos Núms. 4.485.045 y 4.544.545; y
documento EP 102.324. Habitualmente, los liposomas son del tipo
unilamelar pequeño (aproximadamente 200-800
Angstroms) en los cuales el contenido lipídico es mayor de
aproximadamente 30 por ciento en moles de colesterol, ajustándose la
proporción seleccionada para la óptima terapia con la variante de
hGH.
La variante de hGH también puede ser formulada
para la administración local. Las formulaciones adecuadas varían
dependiendo del sitio de la administración y no difieren de las
conocidas en la técnica. Por ejemplo, la hGH puede ser formulada en
una solución salina equilibrada para su administración al ojo.
La formulación de variante de hGH para la
administración terapéutica es estéril. La esterilidad se logra
fácilmente mediante filtración a través de membranas de filtración
estériles (v.g. membranas de 0,2 micras). Las composiciones de
variantes de hGH terapéuticas se colocan generalmente en un
recipiente que tiene un puerto de acceso estéril, por ejemplo, una
bolsa o vial para solución intravenosa que tiene un tapón perforable
por una aguja para inyección hipodérmica.
Las variantes de hGH se almacenan habitualmente
en recipientes unitarios o de múltiples dosis, por ejemplo,
ampollas o viales sellados, en forma de solución acuosa o en forma
de formulación liofilizada para su reconstitución. Como ejemplo de
formulación liofilizada, se llenan viales de 5 ml con 2 ml de
solución de variante de hGH acuosa filtrada para su esterilidad al
0,5% (p/v), y la mezcla resultante se liofiliza. La solución de
infusión se prepara reconstituyendo la variante de hGH liofilizada
utilizando agua bacteriostática para inyectables y similares.
La formulación de variantes de hGH pegiladas de
la presente invención se lleva a cabo normalmente como se ha
descrito antes para las variantes de hGH en general.
En la presente invención se incluyen variantes
que actúan como agonistas de hGH y variantes que actúan como
antagonistas de hGH, conteniendo las últimas una mutación que
interrumpe el Sitio 2. Las variantes de hGH agonísticas son útiles
al aumentar el anabolismo o el crecimiento de un mamífero. El
crecimiento hace referencia a la dinámica del crecimiento en
estatura experimentado por un individuo durante la infancia, la
niñez, y la adolescencia como se representa mediante una curva de
crecimiento normal. Así, el crecimiento hace referencia en la
presente memoria al crecimiento de la placa ósea productora lineal
dirigido por los condrocitos, que se distingue del crecimiento de
las células osteoblásticas, derivadas de una parte diferente del
hueso. La restauración de los patrones de crecimiento normal
permitirían al paciente alcanzar una curva de crecimiento más
satisfactoria. Entre los ejemplos de los pacientes que son
relativamente resistentes a GH pero requieren tratamiento para
inducir un efecto anabólico se incluyen aquellos con el Síndrome de
Turner, niños carentes de GH, niños que experimentan una
ralentización o retraso en su curva de crecimiento normal
aproximadamente 2-3 años antes de que su placa de
crecimiento se cierre, esto es, los denominados niños normales
bajos, y pacientes en los que la respuesta del factor de
crecimiento I de tipo insulínico (IGF-I) a GH ha
sido bloqueada químicamente (es decir, mediante tratamiento con
glucocorticoides) o mediante una afección natural tal como en
pacientes adultos en los que la respuesta de IGF-I a
GH se ha reducido naturalmente.
Los trastornos inmunitarios también son
susceptibles de tratamiento con variantes de hGH agonísticas de la
presente invención. La expresión "trastorno inmunitario"
incluye cualquier afección en la cual el sistema inmunitario de
seres humanos así como de animales tiene una respuesta de anticuerpo
a los antígenos menor de lo normal, ya sea debido a que el tamaño
de su bazo es más pequeño de lo que debería ser, ya sea porque el
bazo es sólo parcialmente funcional, ya sea porque fármacos tales
como los agentes quimioterapéuticos están suprimiendo la función
inmunitaria normal, ya sea porque el animal es deficiente en
funcionalidad de IGF-I (o GH), o debido a cualquier
otro factor. Entre los ejemplos se incluyen pacientes de edad
avanzada, pacientes que sufren quimioterapia o terapia por
radiación, que se recuperan de una enfermedad principal, o que están
a punto de sufrir cirugía, pacientes con SIDA, pacientes con
deficiencias de células B congénitas o adquiridas tales como
hipogammaglobulinemia, agammaglobulinemia variada común, y
deficiencias de inmunoglobulinas selectivas, v.g., deficiencia de
IgA, pacientes infectados con un virus tal como el virus de la rabia
con un tiempo de incubación más corto que la respuesta inmuniteria
del paciente, y pacientes con trastornos hereditarios tales como el
síndrome de diGeorge.
Una variante de hGH agonística puede actuar
estimulando el sistema inmunitario de un mamífero intensificando su
función inmunitaria, ya se deba el incremento a una mediación de
anticuerpos o a una mediación celular, y ya sea el sistema
inmunitario endógeno al anfitrión tratado con la variante de hGH o
sea transplantado de un donante al anfitrión receptor al que se ha
administrado la variante de hGH (como en los transplantes de médula
ósea). Por ejemplo, la estimulación puede resultar de un número
incrementado de células esplénicas tal como el número de linfocitos
esplénicos, la cantidad de población de células T esplénicas
(células T, CD_{4} y CD_{8}), o el número de células B
esplénicas, o de un incremento en el número de timocitos. Entre
otras células implicadas en la respuesta del sistema inmunitario se
incluyen las células asesinas naturales, los macrófagos, y los
neutrófilos. Además, la estimulación puede ser debida a un
incremento en la producción de anticuerpos en respuesta a un
imunógeno.
Las variantes de hGH agonísticas de la presente
invención también pueden ser utilizadas para estimular la función
cardíaca.
Las variantes de hGH antagónicas de la presente
invención, tales como las variantes B2036, son útiles para tratar
las afecciones en las que la inhibición de la acción de GH es
deseable. Son particularmente susceptibles al tratamiento con
variantes de hGH antagónicas las afecciones en las que una reducción
de los niveles circulantes de GH o un mediador de la acción de GH,
tal como IGF-I, proporciona un beneficio
terapéutico. Entre tales afecciones se incluyen afecciones de
exceso de GH, tales como por ejemplo, el gigantismo y la
acromegalia. El gigantismo resulta de un exceso de GH antes de la
pubertad, cuando todavía es posible el crecimiento de los huesos
largos.
La acromegalia resulta de un exceso de GH
después de la pubertad, cuando los huesos largos se han fusionado.
La acromegalia se caracteriza por un sobrecrecimiento óseo e
hinchazón de los tejidos blandos así como hipertrofia de los
órganos internos, especialmente el corazón. La acromegalia está
causada típicamente por un tumor en la pituitaria que secreta la
GH. Los rasgos distintivos de la enfermedad son elevados niveles de
GH e IGF-I circulantes. En la actualidad se cree
que las variantes de hGH antagónicas de la presente invención
ofrecen un beneficio terapéutico significativo al inhibir la acción
de la GH.
Las variantes hGH antagónicas también son útiles
en el tratamiento de otras afecciones en las cuales la inhibición
de la acción de la GH proporciona un beneficio terapéutico. Entre
los ejemplos se incluyen la diabetes y sus complicaciones, tales
como por ejemplo la retinopatía diabética y la nefropatía diabética.
La retinopatía diabética se caracteriza por la proliferación de las
células que forman los vasos sanguíneos retinales, el crecimiento
de nuevos vasos en la parte superior de la retina
(neovascularización), desarrollo de microaneurismas, y derrame de
fluido en el tejido retiniano circundante. Los primeros rasgos
distintivos de la nefropatía diabética son la hipertrofia e
hiperfiltración renal. A medida que la enfermedad progresa, se
observa un alargamiento difuso de las células mesangiales (que
soportan el aparato de filtración del riñón), acompañado de un
absoluto incremento en el número de células mesangiales.
También se cree que las enfermedades oculares
vasculares que, como la retinopatía diabética, implican una
neovascularización proliferativa son suceptibles de tratamiento con
variantes de hGH antagónicas. Entre los ejemplos se incluyen la
retinopatía de los prematuros, la retinopatía asociada con la anemia
falciforme, y la degeneración macular relacionada con la edad, que
es la causa más común de pérdida de visión en personas de más de
55.
Entre otras afecciones en las cuales se cree
actualmente que la reducción de los niveles de GH proporciona un
beneficio terapéutico se incluyen las malignidades que responden a
GH, o a un mediador de la acción de GH (tal como
IGF-I), mediante el crecimiento (en adelante
"malignidades sensibles a GH"). Entre los ejemplos de las
malignidades sensibles a GH se incluyen el tumor de Wilm, diversos
sarcomas (v.g., sarcoma osteogénico), y cáncer de mama, colon,
próstata, y tiroides.
Las variantes de hGH antagónicas de la presente
invención inhiben el crecimiento de células que expresan receptores
a los cuales se unen las variantes. Una amplia variedad de tejidos
expresan tales receptores. Por ejemplo, el ARNm del receptor de GH
es expresado en líneas celulares de placenta, timo, cerebro,
glándula salivar, próstata, médula ósea, músculo esquelético,
tráquea, médula espinal, retina, nódulo linfático normales y linfoma
de Burkitt, carcinoma colorrectal, carcinoma de pulmón, leucemia
linfoblástica, y melanoma. Así, en la actualidad se cree que las
variantes de hGH antagónicas de la presente invención son
generalmente útiles en el tratamiento de cánceres que expresan
receptores a los que se unen las variantes.
Para los diversos propósitos de esta invención,
la variante de hGH agonística o antagónica se administra
directamente al mamífero mediante cualquier técnica adecuada,
incluyendo parenteralmente, y puede ser administrada localmente o
sistémicamente. La ruta de administración específica depende, v.g.,
de la historia médica del paciente, incluyendo cualquiera de los
efectos secundarios observados o previstos al utilizar la variante
de hGH. Entre los ejemplos de la administración parenteral se
incluyen la administración subcutánea, intramuscular, intravenosa,
intraarterial, e intraperitoneal.
La administración es mediante infusión continua
(utilizando, v.g., minibombas tales como bombas osmóticas), o
mediante inyección utilizando, v.g., medios intravenosos o
subcutáneos. En una realización, la variante de hGH se administra
subcutáneamente. La administración también puede ser en forma de
bolo individual o mediante formulación de depósito de liberación
lenta.
La composición de variante de hGH que se va a
utilizar en la terapia se formula y dosifica de una manera coherente
con la buena práctica médica, teniendo en cuenta la condición
específica que esté siendo tratada, la condición clínica del
paciente individual (especialmente los efectos secundarios del
tratamiento con variante de hGH sola), el sitio de liberación de la
composición de variante de hGH, el método de administración, la
programación de la administración, y otros factores conocidos por
los médicos. La "cantidad eficaz" de la variante de hGH para
los propósitos de la presente (incluyendo una cantidad efectiva como
antagonista para contrarrestar, v.g. la acromegalia) es determinada
de este modo por medio de semejantes consideraciones.
Como proposición general, la cantidad
farmacéuticamente eficaz total de la variante de hGH administrada
parenteralmente por dosis está en el intervalo de aproximadamente 1
\mug/kg/día a aproximadamente 100 mg/kg/día de peso corporal del
paciente, aunque, como se ha observado antes, está sujeta a
discreción terapéutica. Normalmente, esta dosis está entre
aproximadamente 0,01 y aproximadamente 10 mg/kg/día, y más
normalmente para seres humanos entre aproximadamente 0,01 y
aproximadamente 1 mg/kg/día. Si se administra continuamente, la
variante de hGH se administra típicamente a una velocidad de
dosificación de aproximadamente 1 \mug/kg/hora a aproximadamente
50 \mug/kg/hora, ya sea mediante una a cuatro inyecciones por día
o mediante infusiones subcutáneas continuas, por ejemplo, utilizando
una minibomba. Asimismo se puede emplear una solución en bolsa
intravenosa. El factor clave en la selección de la dosis apropiada
es el resultado obtenido, medido para los agonistas, por ejemplo,
mediante incrementos en el crecimiento de los huesos largos, la
producción de anticuerpos, el número de esplenocitos o timocitos, y
las células B esplénicas, y medido para los antagonistas, por
ejemplo, mediante reducción de GH en suero, IGF-I en
suero, y crecimiento tumoral, etc.
En general, una variante de hGH pegilada de la
presente invención puede ser administrada mediante cualquiera de
las rutas de administración descritas antes. Sin embargo, en la
actualidad se cree que una variante de hGH pegilada no necesita ser
administrada tan frecuentemente como una variante de hGH no
pegilada. La hGH y las variantes de hGH no pegiladas son
administradas típicamente al menos tres veces por semana a menudo
diariamente. No obstante, las formas pegiladas de estas proteínas
pueden ser administradas entre aproximadamente una vez cada tres
días y aproximadamente una vez al mes, o más típicamente entre
aproximadamente una vez cada 6-7 días a una vez cada
dos semanas.
Entre los mamíferos potencialmente tratables por
medio de las presentes variantes de hGH se incluyen mamíferos de
importancia económica tales como animales bovinos, ovinos y
porcinos. El mamífero preferido aquí es el ser humano.
Los siguiente se presenta a modo de ejemplo y no
se considera una limitación del alcance de la invención. Los
siguientes ejemplos, los Ejemplos IV y VI se incluyen únicamente con
fines comparativos y no entran dentro del alcance de la
invención.
Se evaluaron la cinética y la afinidad de unión
para las sustituciones de alanina en 30 restos en contacto en el
Sitio 1 de hGH. Se utilizó un dispositivo biosensor, denominado
biosensor BIAcore®, que cuenta con la resonancia magnética de
plasmón para medir los cambios en el índice de refracción tras la
unión de la hormona a un receptor inmovilizado. En este ejemplo se
encontró que esa afinidad estaba dominada por menos de un cuarto de
las 31 cadenas laterales en contacto, y éstas se agrupaban en un
pequeño parche cerca del centro del epítopo de contacto. Así, el
"epítopo estructural" es considerablemente más grande que el
"epítopo de unión funcional".
\vskip1.000000\baselineskip
Las mutaciones de alanina de los restos ocultos
en el Sitio 1 en la hGH estaban disponibles a partir del trabajo
descrito en Cunningham y Wells, supra, o recién elaboradas
mediante mutagénesis dirigida al sitio. Kunkel et al, Methods
Enzymol., 154: 367-382 (1987). Las
proteínas variantes fueron producidas y purificadas como describen
Cunningham y Wells, supra. Los rendimientos fueron mejorados
prolongando la duración de las precipitaciones con sulfato de amonio
a una hora.
El hGHbp (Wells y De Vos, supra) fue
inmovilizado sobre el biosensor BIAcore® de Pharmacia y se
utilizaron los cambios en el índice de refracción tras la unión de
la hormona para las medidas cinéticas. Las constantes de asociación
y disociación fueron calculadas utilizando el soporte lógico
proporcionado con este aparato. Karlsson et al, J. Immunol.
Methods, 145: 229-240 (1991). El hGHbp
fue inmovilizado en orientaciones discretas sobre el chip del
sensor fijando el hGHbp por medio de un tiol libre. Esto fue
completado introduciendo un resto cisteína en uno de los dos sitios
específicos (S201C o S237C) utilizando la mutagénesis dirigida al
sitio (Kunkel et al, supra). Las variantes tiólicas de hGHbp
fueron expresadas en E. coli y purificadas hasta la
homogeneidad. Fuh et al, J. Biol. Chem., 265:
3111-3115 (1990). Estas proteínas fueron acopladas a
la superficie del chip activando la matriz de
carboxilo-dextrano con
N-etil-N'-(3-dietilaminopropil)carbodiimida
(EDC) y haciéndola reaccionar con
N-hidroxisuccinimida (NHS). El éster de NHS se hizo
reaccionar con
2-(2-piridinilditio)-etanamina
(PEDA). Los grupos éster de NHS que no habían reaccionado restantes
fueron desplazados mediante la adición de etanolamina. Las variantes
de hGHbp se hicieron reaccionar con la matriz (a 50 \mug/ml en
acetato de sodio 50 mM, pH 4,5) hasta que se acoplaron
aproximadamente 1000 RU (1,0 ng/mm^{2}; véase el manual de
BIAcore®).
Se midieron las velocidades de asociación a
partir de los perfiles de unión obtenidos inyectando concentraciones
crecientes de cada variante de hGH. Se realizaron cinco diluciones
seriadas (cada una a la mitad) partiendo de hormona 200 o 1.000 nM
dependiendo de la afinidad hacia hGHbp. Se aplicó una velocidad de
flujo máxima de 20 \mug/min para minimizar los efectos del
transporte de masa potencial. Se utilizó tampón con alto contenido
de sal (NaCl 150 mM, fosfato de sodio 10 mM, pH 7,4) para evitar los
efectos electrostáticos de gama amplia y para imitar la fuerza
iónica fisiológica. También se incluyó Tween 20 al 0,02% para
reducir la unión no específica. La matriz fue regenerada lavando
durante 20 segundos con MgCl_{2} 4,5 M. Los experimentos de
control mostraron que esto era suficiente para eliminar toda la
hormona unida, y la matriz pudo ser reutilizada más de 50 veces sin
un cambio significativo en la cinética de unión.
Se midieron las velocidades de disociación
saturando el biosensor con un mutante de hGH 5 \muM y cambiando a
tampón sin hormona. Las velocidades de flujo de tampón y las
condiciones de regeneración fueron idénticas a las utilizadas para
medir los perfiles de asociación. Los efectos de
re-unión potencial fueron minimizados utilizando
solamente los 10 minutos iniciales de cada perfil de disociación
para el cálculo de la constante de disociación. Las constantes
tanto de asociación como de disociación fueron determinadas
utilizando el soporte lógico de Pharmacia Kinetics Evaluation para
resolver las ecuaciones de la velocidad. Karlsson et al,
supra.
La desviación típica media dentro de las
determinaciones por triplicado de las constantes de disociación del
mismo chip del biosensor fue del \pm4% del valor referido. Los
valores determinados entre los diferentes chips del biosensor
varían hasta un 60%. Sin embargo, debido a que la referencia de tipo
salvaje siempre estaba incluida, los errores estándar para los
valores relativos referidos aquí son los mismos que las
determinaciones realizadas en el mismo chip. La concentración de
hGH y las variantes fue determinada mediante densitometría de las
proteínas teñidas con azul de Coomassie tras la electroforesis en
gel de poliacrilamida-SDS. Este método confirma la
pureza y la integridad de las variantes de la hormona así como
proporciona una concentración de proteína independiente de la
sustitución con una precisión de \pm 10%. Cunningham y Wells,
supra. Así, los errores cumulativos medios en las constantes
de asociación relativa, disociación, y afinidad son de
aproximadamente el 17%, el 14%, y el 21%, respectivamente.
\vskip1.000000\baselineskip
La unión de hGH a hGHbp fue estudiada
inmovilizando una variante de hGHbp, (S237C)hGHbp [Ser237 es
convertida en Cys en hGHbp] a la matriz transformada con tiol sobre
el biosensor BIAcore® por medio de un enlace disulfuro mixto. Fig.
1A. La mutación S237(hGHbp) no afecta a la afinidad de unión
a hGH y ha sido utilizada para anclar una única sonda fluorescente
específica de tiol para seguir la dimerización inducida por hGH de
hGHbp en solución. Cunningham et al, 1991, supra.
Este anclaje aseguraba la orientación uniforme de hGHbp sobre la
matriz a diferencia de la obtenida si se había utilizado el
acoplamiento al azar a través de los grupos amino primarios. A
partir del cambio en las unidades de resonancia del índice de
refracción (RU) que se producían durante la reacción de
acoplamiento, se calculó la cantidad de hGHbp anclado de las curvas
de calibración suministradas por Pharmacia (véase el manual del
biosensor BIAcore®).
Cuando se añadía hGH en exceso a la matriz
(s237C)hGHbp, se observaba una rápida asociación y una
disociación extremadamente lenta. Fig. 1B. A partir de los cambios
en RU, se calculó una razón molar de 0,4 hGH unida por hGHbp
inmovilizado. Véase la Tabla 1. Esto indicaba que hGH dimerizaba el
hGHbp inmovilizado como lo hacía en solución. Fig. 1A. La
dimerización de la matriz fue sometida a ensayo adicionalmente
midiendo la unión a hGHbp de un mutante de hGH no dimerizado,
(G120R)hGH, cuya capacidad para unirse al Sitio 2 está
bloqueada. Fuh et al, 1992, supra. Cuando se añadía
un nivel saturante de (G120R)hGH, se encontraba que se unía
aproximadamente como mucho el doble de hormona (Fig. 1B), con una
estequiometría calculada de 0,7 (G120R)hGH por hGHbp
inmovilizado (Tabla 1).
El análisis de los perfiles de la velocidad de
conexión y desconexión mostró que tanto el tipo salvaje como
(G120R)gH se asocian a velocidades similares (Tabla 1). No
obstante, la velocidad de desconexión para el tipo salvaje fue
demasiado lenta para calcular una constante de disociación fiable.
Estos datos son coherentes con el mecanismo de unión sucesiva
propuesto; esto es, ambas hormonas se unían de la misma manera al
primer receptor y por tanto tenían casi las mismas velocidades de
asociación. No obstante, la hormona de tipo salvaje se unía al
segundo receptor y por tanto era extremadamente lenta al
disociarse.
\vskip1.000000\baselineskip
Constantes cinéticas de unión de tipo salvaje o
(G120R)hGH a (S237C)hGHbp o (S201C)hGHbp
inmovilizado sobre la matriz tiólica del biosensor BIAcore®. Los
perfiles de la velocidad de conexión y la velocidad de desconexión
fueron medidos a 25ºC y analizados para hGH y (G120R)hGH; los
errores medios estándar para la velocidad de conexión, la velocidad
de desconexión, y las afinidades sobre el mismo chip del biosensor
son del 17%, el 14%, y el 21% del valor referido. Las
estequiometrías de la unión fueron calculadas a partir de los datos
de las Figs. 1B y 2B según la siguiente fórmula:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
Se deseaba investigar con mayor detalle la unión
de los mutantes en el epítopo de contacto del Sitio 1 solo sin la
complicación del hGHbp formando dímeros sobre la matriz. Según la
estructura de rayos X del complejo hGH(hGHbp)_{2}
(De Vos et al, supra), los dos hGHbp contactan entre sí en la
Ser201. Por lo tanto, la dimerización de la matriz era bloqueada
remplazando Ser201 por Cys y anclando la variante S201C por medio de
su único tiol a la matriz tiólica activada. Fig. 2A. Por supuesto,
cuando se añadían niveles saturantes de hGH (Fig. 2B), se calculaba
una estequiometría máxima de 0,84 hGH por (S201C)hGHbp
inmovilizado (Tabla 1). La (G120R)hGH se unía con una
estequiometría de 0,94 por (S201C)hGHbp. Mediante la
colocación apropiada del acoplamiento con tiol, era posible
orientar el hGHbp sobre la matriz para permitir o bien la formación
de un complejo 1:1 o bien la formación de un complejo 1:2. Así, se
pueden reproducir las propiedades de unión en solución de la hGH
para el hGHbp en el biosensor BIAcore®. La (G120R) hGH tenía
virtualmente la misma cinética que la hGH sobre la matriz con
(S201C) hGHbp y la misma que (G120R)hGH sobre la matriz con
(S237C)hGHbp (Tabla 1). Juntos estos datos indican que la
matriz con (S201C)hGHbp es un método fiable de someter a
ensayo la unión de las variantes de hGH al Sitio 1 solo.
Una cadena lateral oculta de hGH fue definida
como aquella que contiene átomos de la cadena lateral cuya
accesibilidad al disolvente cambia cuando está unida a hGHbp en el
Sitio 1. Las accesibilidades al disolvente fueron calculadas
haciendo rodar una sonda de radio de 1,4 Angstrom (Lee y Richards,
J. Mol. Biol., 55: 379-400 [1971])
sobre la superficie de hGH cuando está libre o cuando está unida a
un hGHbp a través del Sitio 1. Para estos cálculos se utilizó una
serie coordinada de rayos X para el complejo hGH
(hGHbp)_{2}. De Vos et al, supra. Mediante este
criterio había 30 cadenas laterales, todas más grandes que la
alanina, que estaban ocultas hasta cierto punto tras la formación
del complejo. Tabla 2.
\vskip1.000000\baselineskip
Velocidades de conexión, velocidades de
desconexión y afinidades relativas para las sustituciones de alanina
en los restos de hGH que están ocultos en diferentes grados en la
interfase del Sitio 1. Las medidas de la velocidad se realizan
utilizando la matriz con hGHbp(S201C) a 25ºC como se describe
en la Tabla 1.
\vskip1.000000\baselineskip
^{1} El área de superficie accesible a una
sonda de 1,4 \ring{A} fue calculada (Lee y Richards, supra)
para cada cadena lateral de la hormona de tipo salvaje y para los
átomos perdidos de tipo salvaje más allá del carbono \beta (para
imitar al mutante de alanina) y para sus correspondientescomplejos
con hGHbp utilizando coordenadas de rayos X. De Vos et al,
supra. El cambio de área oculta atribuido a la mutación de
alanina es la diferencia en el área accesible de
(libre-unido)_{nl} -
(libre-unido)_{Ala}. La única área
utilizada era aquella oculta más allá del carbono \beta debido a
que ésta es la porción de la cadena lateral separada tras la
sustitución con alanina. Se muestran entre paréntesis el área de
cada cadena lateral para los átomos más allá del carbono \beta en
la hGH que se vuelven inaccesibles al disolvente una vez que se une
el receptor.
^{2} Número total de contactos de Van der
Waals es el número de átomos receptores en 4,4 \ring{A} de
cualquier átomo más allá del carbono \beta de la cadena lateral en
contacto basándose en la inspección del complejo
hGH(hGHbp)_{2}. Más de 80% de las distancias de
contacto son de 3,8 a 4,2 \ring{A}. Los grupos que forman puentes
de hidrógeno (h) o puentes salinos (s) se determinan mediante pares
de cargas donador-aceptor o complementarias en 3,3
\ring{A} de cada uno entre sí entre hGH y hGHbp. Por ejemplo,
hN218 después de H18 indica un enlace de H entre el H18 de la hGH y
el N218 del hGHbp. Mc indica un enlace de H para una cadena de amida
principal.
^{3} El cambio relativo en la velocidad de
desconexión fue calculado a partir de
y
para 1/vel. conex. mediante
9
El cambio en la K_{d} del tipo salvaje fue
calculado como:
^{4} Los valores de \Delta\DeltaG fueron
calculados como 11 a partir de los datos del
biosensor BIAcore® o entre paréntesis a partir de los datos del
radioinmunoanálisis que se ha referido previamente. Cunningham y
Wells, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 88:
3407-3411 (1991).
\vskip1.000000\baselineskip
La matriz (S201C)hGHbp fue utilizada para
medir las afinidades para los mutantes de alanina en los 30 restos
ocultos de la interfase del Sitio 1 (Tabla 2). Previamente se
utilizó un análisis de radioinmunoprecipitación (RIA) para medir las
constantes de unión para muchos de estos mutantes. Cunningham y
Wells, 1989 y 1991, supra. Una curva del cambio de energía
libre en relación con el tipo salvaje para los mutantes de alanina
calculada mediante los datos del RIA versus los datos del biosensor
BIAcore® muestra un íntima correlación (R^{2} = 0,94) con una
unidad próxima a la pendiente y un corte próximo a cero. Fig. 3.
Así, los datos de afinidad adquiridos de la matriz del biosensor
concuerdan íntimamente con los medidos en la solución mediante RIA.
Esto indica que la matriz no está causando artefactos de unión
sistemáticos. El error medio estándar en la constante de afinidad
es de aproximadamente 20% cuando se utiliza el biosensor BIAcore®
versus aproximadamente el 30% para el RIA. También es posible que
se produzca cierta dimerización de hGHbp en el RIA que conduciría a
errores sistemáticos en las afinidades; esto se evita utilizando la
matriz con (S201C)hGHbp.
De las 30 cadenas ocultas, sólo 7 (L45, P61,
R64, K172, T175, F176, y R178) pueden representar aproximadamente
85% del cambio total en la energía libre de la unión resultante de
las sustituciones de alanina. Otras seis (P48, E56, Q68, D171,
I179, y R183) pueden representar esencialmente el resto (Tabla 2).
Otras ocho cadenas ocultas (M14, H21, Q46, S62, N63, Y164, R167, y
E186) no tienen esencialmente efecto sobre la afinidad global
(causando cada una una reducción de la afinidad de menos de la
mitad). Otras tres cadenas laterales ocultas (Q22, D26, y K168)
tienen un efecto pequeño pero significativo sobre la afinidad de
unión. Cinco cadenas (H18, F25, Q29, E65, y E174) impiden realmente
la unión debido a que cuando se convierten en alanina, se
intensifica la afinidad de 2 a 5 veces. La suma de las reducciones
en la energía libre causada por las sustituciones de alanina (-14,2
kcal/ml) es comparable a la energía libre total de la unión entre
hGH y hGHbp (-12,3 kcal/mol) medida mediante el biosensor
BIAcore®.
De este modo, un mutante de hGH con cambios en
H18, Q22, F2 5, D2 6, Q29, E65, K168, y E174 tiene una afinidad de
unión hacia hGHbp incrementada. Se calcula que la variante con
restos alanina en todas estas posiciones tiene una afinidad de
unión aproximadamente 200 veces superior que la de la hGH de tipo
salvaje basándose en la aditividad de los cambios de los
aminoácidos individuales. Junto con los datos del presente Ejemplo
II, se espera que un Asp en la posición 18 y/o una Ser en la
posición 174 en esta combinación mutante también tenga una afinidad
de unión significativamente superior hacia hGHbp que la hGH de tipo
salvaje.
Los efectos de la velocidad de desconexión son
muy superiores a los efectos de la velocidad de conexión (Tabla 2;
Fig. 4). De este modo, los mismos siete restos que más afectan a la
afinidad representan la mayor parte del incremento en la velocidad
de desconexión (hasta 25 veces). La conversión de las tres cadenas
laterales Arg (R64, R167, y R178) en Ala producía las mayores
reducciones en la velocidad de conexión, pero sólo aproximadamente
a la mitad. La conversión de dos cadenas laterales Glu (E65 y E174)
en Ala también causaba los mayores incrementos en la velocidad de
conexión (casi mejoraba el doble). Esto indica que las interacciones
electrostáticas son los determinantes más importantes de la cadena
lateral al guiar la hormona al receptor.
Las cadenas laterales que más afectan a la
velocidad de conexión no son las mismas que las que más afectan a
la velocidad de desconexión. Fig. 4. Por ejemplo, R167A ocasiona el
mayor descenso en la velocidad de conexión pero conduce a un
descenso compensatorio de la velocidad de desconexión. Muchas de las
mutaciones de alanina en las cadenas laterales que dominan la
afinidad (P61A, K172A, T17 5A, y F176A) no tienen virtualmente
efecto sobre la velocidad de asociación. La combinación mutante
preferida de estos experimentos, que tiene una afinidad de unión
aproximadamente 200 veces mayor hacia el receptor de GH que la hGH
de tipo salvaje, resultante de la aditividad de cada mutación, tiene
la secuencia H18A, Q22A, F2 5A, D26A, Q29A, E65A, K168A, E174A.
\vskip1.000000\baselineskip
Los datos indican que sólo un pequeño grupo de
las cadenas ocultas en la interfase son funcionalmente cruciales en
la unión. Sin estar limitado a ninguna teoría, se cree que esto no
es un artefacto del método de análisis. Primero, se ha resuelto la
estructura del complejo hGH.hGHbp y los restos ocultos en el Sitio 1
son virtualmente idénticos a los observados en el Sitio 1 para hGH
en el complejo hGH(hGHbp)_{2}. De Vos et al,
supra. Por tanto, el hecho de que el epítopo estructural sea
mucho más pequeño que el epítopo funcional no se debe a la
diferencias de contacto en la unión en el complejo 1:1 versus el 1:2
(que es el grupo coordinado utilizado para definir el epítopo de
contacto).
Segundo, el análisis de la importancia funcional
de cualquier cadena lateral mediante el estudio mutacional tiene la
advertencia de que la proteína mutante puede exagerar el efecto
imponiendo una alteración estructural o una interacción estérica,
electrostática, o hidrofóbica inusual. Las reposiciones sistemáticas
de las cadenas laterales por alanina son menos desorganizadoras
para la estructura. Wells, Methods in Enzymol., 202:
390-411 (1991). La mutación de alanina es la más
simple de interpretar debido a que elimina átomos sin introducir
otros nuevos que puedan crear interacciones adicionales
desfavorables o favorables. La suma de todos los efectos
desorganizadores causados por las sustituciones de alanina (-14,3
kcal/mol) no exagera espectacularmente la energía libre de la unión
total (-12,3 kcal/mol). Esto indica que los efectos están
localizados para los determinantes de unión individuales y no
cambian groseramente la estructura global de la proteína o el modo
de unión. Dado el gran número de restos en contacto, también es
poco probable que las sustituciones de alanina individuales cambien
el modo de unión en el complejo, que es evidenciado por el número de
sustituciones de alanina doble que tienen efectos aditivos sobre la
unión, indicando que los sitios actúan independientemente.
Asimismo se identifican algunas mutaciones de
alanina que afectan a la afinidad que están ocultas en la hormona y
no se ocultan más cuando se une el receptor. Cunningham y Wells,
1989, supra. Por ejemplo, P5A, L6A, F10A, y V185A alteran
cada uno la afinidad de 2 a 4 veces. Cada una de estas cadenas
laterales establece contactos entre la hélice 1 y la hélice 4 que
dominan el epítopo del Sitio 1 pero no están directamente implicadas
en la unión. De un modo similar, F54 e I58 alteran la afinidad y
están ocultos en la región bucle que sitúa la segunda
mini-hélice. Esta mini-hélice
contiene R64 y otros determinantes de la unión importantes. De este
modo, algunos efectos minoritarios de la unión pueden resultar de
perturbaciones estructurales que se propagan desde las mutaciones
de alanina cerca pero no en el epítopo estructural. No obstante, la
inmensa mayoría de los restos sometidos a ensayo lejos del epítopo
estructural del Sitio 1 no tienen un efecto detectable sobre la
unión cuando se convierten en alanina. Cunningham y Wells, 1989,
supra.
Los datos de barrido con alanina muestran que
sólo siete de las 30 cadenas laterales ocultas en la interfase
representan aproximadamente 85% de la energía de unión. Virtualmente
todo el resto puede estar representado por otras seis cadenas
laterales. Se ha intentado correlacionar numerosos parámetros
estructurales que pueden explicar por qué algunos restos son
críticos para la unión y otros no. Se ha encontrado que los restos
son importantes para unir la agrupación en una pequeña región cerca
del centro del epítopo estructural (en su mayor parte hacia el
extremo de la hélice 4). Los restos en contacto funcionalmente
"nulos" tienden a estar cerca de la periferia, en el centro de
la hélice 1 y al principio de la hélice 4. Esta es una región que es
crítica para la unión de hGH al receptor hPRL (Cunningham y Wells,
1991, supra) y para formar un complejo de almacenamiento
(Zn^{2+}.hGH)_{2}. Cunningham et al, Science,
253: 545-548 (1990). De este modo, si bien
esta área tiene un pequeño papel aparente en la unión al receptor de
hGH, tiene otras funciones importantes.
Otras correlaciones estructurales sistemáticas
son más difíciles de realizar. Chothia y Janin, Nature,
256: 705-708 (1975) encontraron que un
cambio en el área de la superficie oculta se correspondía
generalmente con la energía libre de la asociación entre dos
proteínas. El cambio en el área de superficie oculta que se
produciría tras la formación del complejo para cada uno de los
mutantes de alanina fue calculado a partir de la diferencia en la
accesibilidad en los estados libre y unido entre hGH y el mutante de
alanina. Tabla 2. No obstante, un gráfico del cambio en el área de
superficie oculta tras la unión versus el cambio en la energía libre
de la unión cuando la cadena lateral es convertida en alanina
ocasiona una correlación muy escasa. Fig. 5A. En algunos casos se
obtenían valores negativos para el cambio de accesibilidad. Esto se
debe a que la cadena lateral que se pierde en el mutante de alanina
crea una cavidad en la interfase, y por tanto más área de superficie
estaría cubierta tras la formación del complejo. Asimismo se
calculó el cambio de accesibilidad en la cadena lateral que se
produce tras la unión para los átomos más allá del carbono beta que
era el criterio para definir las cadenas laterales ocultas (véase
valor entre paréntesis en la columna 2 de la Tabla 2). Ni siquiera
un gráfico de estos valores versus el cambio en la energía libre
ocasiona una mejor correlación. Un gráfico del número de contactos
de van der Waals realizado por los átomos de hGH más allá del
carbono beta versus el cambio en la afinidad cuando la cadena
lateral es convertida en alanina (Fig. 5B) no muestra tampoco una
buena correlación. Tampoco mejora
la correlación al considerar por separado las cadenas laterales que son susceptibles de interacciones electrostáticas.
la correlación al considerar por separado las cadenas laterales que son susceptibles de interacciones electrostáticas.
Horton y Lewis, Protein Science, 1
169-181 (1992) fueron capaces de predecir las
afinidades para 15 pares proteína-proteína
diferentes utilizando un método semiempírico basado en el área de
superficie oculta y la variación proporcional funcional de los
parámetros de solvatación atómica (Eisenberg y McLachlan,
Nature, 319: 199-203 [1986]) para las
cadenas laterales en contacto. Por lo tanto, estos parámetros de
solvatación atómica variados proporcionalmente fueron evaluados
para ver lo bien que pueden predecir los cambios de energía libre
resultantes de las sustituciones de alanina individuales. Había una
pequeña correlación. De este modo, mientras el área de superficie
oculta, el número de contactos de van der Waals, y los cálculos de
solvatación atómica variados proporcionalmente son correlaciones
útiles para la afinidad de unión general, son poco predictivas del
papel de las cadenas laterales individuales en este epítopo.
Como media, la energía para las interacciones
electrostáticas son considerablemente más débiles que las
estimaciones realizadas a partir de la mutagénesis de los complejos
enzima-sustrato. A partir del análisis mutacional de
la tirosil-ARNt sintetasa, se estimó que la pérdida
de energía libre para romper un par de enlaces de hidrógeno
cargados es de 3,5-5 kcal/mol y para un par de
enlaces de hidrógeno neutros es de 0,5-1,5 kcal/mol.
Ferscht et al, Nature, 314: 235-238
(1985). Siete cadenas laterales de la hGH forman enlaces de
hidrógeno con hGHbp (H18, Q46, S62, K168, E174, T175, y R178).
Cinco de estos son enlaces de H cargados (Q46, K168, E174, T175,
R178), con todo el cambio en la energía libre de unión cuando son
convertidos en alanina es solamente de +0,1, -0,2, -0,9, +2,0, y
+2,0 kcal/mol, respectivamente, dando un valor medio de +0,6
kcal/mol. El cambio en la afinidad para mutar las dos cadenas
laterales con enlaces de H neutros (H18 y S62) es solamente de -0,5
y +0,1, respectivamente. Otras tres cadenas laterales forman
puentes salinos con hGHbp (R64, R167, y D171), con todo estos
ocasionan reducciones de solamente +1,6, +0,3, y +0,8 kcal/mol,
respectivamente. Estos valores son menores que los estimados para
dos puentes salinos diseñados en la subtilisina que oscilan entre
+1,8 y +2,3 kcal/mol. Wells et al, Proc. Natl. Acad. Sci.
USA, 84: 1219-1223 (1987). De este modo,
la resistencia de los contactos varía ampliamente en la interfase
hGH-hGHbp y las interacciones son considerablemente
más débiles cuando se comparan con las de los sitios de unión de
una molécula pequeña.
A partir de estudios mutacionales de los
interiores de las proteínas se ha estimado que cada grupo metileno
oculto contribuye de -1,0 a -1,5 kcal/mol a la energía libre global
del plegamiento (para una revisión reciente ver Shortle, Cuart.
Rev. Biophys., 25: 205-250 (1992), y las
referencias de la misma). La conversión de numerosas cadenas
laterales hidrófobas de hGH en alanina causaba efectos que eran
mucho más débiles de lo que cabría esperar a partir de estos
estudios. Por ejemplo, los mayores efectos observados para las
mutaciones en las cadenas laterales hidrófobas son para L45A, K172A
(sólo la porción alifática establece contacto con el receptor),
F176A, e I179A, que ocasiona reducciones en la afinidad de +1,2,
+2,0, +1,9, y +0,8 kcal/mol, respectivamente. Por otra parte, otros
numerosos grupos hidrófobos que están más ocultos o comparablemente
ocultos tras la formación del complejo (F26, Y42, Y164) casi no
tienen efecto cuando son mutados a alanina.
En resumen, se ha descubierto un rasgo
sorprendente del complejo hGH: receptor 1:2, es decir, que sólo un
pequeño grupo de las cadenas laterales de hGH que están ocultas en
el Sitio 1 afectan a la afinidad de unión cuando se convierten en
alanina. Por tanto, el epítopo funcional definido por la mutagénesis
de barrido con alanina es considerablemente más pequeño que el
epítopo estructural definido por los restos ocultos o los contactos
de van der Waals. Algunos restos que están cerca pero no en el
epítopo del Sitio 1 pueden afectar modestamente a la afinidad de
unión cuando se convierten en alanina, presumiblemente mediante
efectos indirectos. Finalmente, la mayoría de las cadenas laterales
funcionalmente importantes modulan la velocidad de desconexión, no
la velocidad de conexión, de la hormona al receptor.
\vskip1.000000\baselineskip
Se deseaba examinar hasta qué grado se podía
intensificar la afinidad del Sitio 1 de la hGH. Asimismo se deseaba
determinar qué cadenas laterales de la hGH debían ser mutadas para
intensificar la afinidad de unión - - aquellas que modulan la
afinidad identificada por la mutagénesis de barrido con alanina,
aquellas identificadas mediante cristalografía por hacer contacto,
o ambas. Finalmente, si las mutaciones puede intensificar
sustancialmente la afinidad, se deseaba aprender si lo hacían
afectando a la velocidad de conexión o a la velocidad de desconexión
de la hormona mutada.
\vskip1.000000\baselineskip
Se produjeron variantes de afinidad muy elevada
de hGH combinando los mutantes de afinidad intensificada de hGH que
se clasificaban en cinco genotecas separadas en las cuales se
presentaban monovalentemente un total de aproximadamente 10^{6}
variantes de proteína sobre partículas de fagémidos. Los 20 restos
diferentes del sitio de unión al Sitio 1 fueron mutados todos a la
vez. Aunque sólo pequeños incrementos en la afinidad fueron
aportados a partir de cada cadena lateral mutante, estos produjeron
incrementos aditivos en la energía libre de la unión. Mediante este
enfoque, se produjo una variante de hGH que tenía 15 sustituciones
que se unían al receptor aproximadamente 400 veces más íntimamente
que la hGH de tipo salvaje.
\vskip1.000000\baselineskip
Se obtuvieron enzimas de restricción,
polinucleótido quinasa, ADN polimerasa de T_{7}, y ADN ligasa de
T_{4} de Gibco-BRL o New England Biolabs y se
utilizaron según las directrices de los fabricantes. Se fosforilaron
casetes de oligonucleótidos aleatorizadas, se recocieron, y se
ligaron en constructos como describen Lowman et al
supra, y Lowman y Wells, supra. Se adquirió enzima de
la marca Sequenase® de United States Biochemical y se utilizó según
las directrices del fabricante para la secuenciación de hebra
sencilla. Sanger et al, supra.
Se construyeron algunos mutantes de hGH de sitio
específico mediante mutagénesis dirigida al oligonucleótido,
utilizando un molde de hebra sencilla. Kunkel et al, Methods
Enzymol., 204: 125-139 (1991). El
plásmido phGHam-g3, que codificaba la hGH de tipo
salvaje fusionada al dominio carboxi-terminal del
gen III de M13 (Lowman et al, supra), fue utilizado para
construir vectores parentales para la mutagénesis de la casete. Se
prepararon partículas de fagémidos que presentaban la hGH
monovalente (Lowman y Wells, supra) mediante
electrotransformación de células XL1-Blue de E.
coli (Stratagene), y adición del fago coadyuvante M13K07. Vieira
y Messing, supra.
Las moléculas de ADN que codificaban las
hormonas solubles fueron expresadas en E. coli (Chang et
al, supra), precipitadas con sulfato de amonio de los
sobrenadantes de células sometidas a choque osmótico (Olson et
al, Nature, 293: 408 [1981]), y cuantificadas mediante
densitometría con láser de geles de SDS-PAGE con
tinción de Coomassie. Cunningham et al, supra. Algunas
variantes fueron purificadas adicionalmente mediante cromatografía
de intercambio iónico sobre una columna Mono-Q
(Pharmacia-LKB Biotechnology, Inc.).
\vskip1.000000\baselineskip
Para la mutagénesis de la
Minihélice-1 (restos 41-46) de hGH,
se destruyó el sitio AatII existente en
phGHam-g3 utilizando el oligonucleótido Núm. 718
(5'-GCC ACC TGA TGT CTA AGA
AAC-3') (SEQ ID NUM. 1). Se introdujeron sitios
SfiI y AatII únicos en phGHam-g3 para
crear pH0779, utilizando los oligonucleótidos Núm. 782
(5'-TTT GAA GAG GCC TAT ATG
GCC AAG GAA CAG AAG-3') (SEQ ID NUM:
2) y Núm. 821 (5'-CAG AAC CCC CAT TGA
CGT CCC TCT GTT TC-3') (SEQ ID NUM: 3),
respectivamente. El último oligonucleótido también introducía un
desplazamiento del marco +2 y un codón de terminación TGA tras el
resto 49. Se construyó una casete aleatorizada a partir de los
oligonucléotidos complementarios Núm. 822 (5'-TC CCG
AAG GAG CAG NNS NNS TCG TTC NNS NNS AAC CCG CAG ACG
T-3') (SEQ ID NUM: 4) y Núm. 823
(5'-CTG CGG GTT SNN SNN GAA CGA SNN SNN CTG CTC CTT
CGG GAT AT-3') (SEQ ID NUM: 5). El ADN parental
(pH0779) fue digerido con las enzimas de restricción SfiI y
AatII, y el fragmento grande fue purificado y ligado con la
casete. Los productos de la ligación fueron
electro-transformados en células
XL1-Blue para la preparación de fagémidos en dos
alícuotas, rindiendo 1 x 10^{6} transformantes independientes cada
uno, como describen Lowman y Wells, supra.
Para construir la genoteca de
Bucles-A (restos 54-64) de hGH, el
sitio AatII existente en phGHam-g3 fue
destruido utilizando el oligonucleótido Núm. 718. Se introdujeron
sitios de restricción AatII y BstEII únicos en el gen de hGH
para construir pH0709, utilizando los oligonucleótidos Núm. 719
(5'-AAC CCC CAG ACG TCC CTC
TGT-3') (SEQ ID NUM: 6) y Núm. 72 0
(5'-GAA ACA CAA CAG TAA AGG TAA
CCT AGA GCT GCT-3') (SEQ ID NUM: 7). El último
oligonucleótido también introducía un desplazamiento del marco +1 y
un codón de terminación TAA tras el resto 69. Además, se destruyó
el sitio EcoRI único utilizando el oligonucleótido Núm. 536
(5'-CGT CTT CAA GAG TTC AAC TTC
TCC-3') (SEQ ID NUM: 8), para permitir la selección
de la restricción frente a posibles clones contaminantes de
genotecas previas (Lowman y Wells, supra). Se construyó una
casete aleatorizada a partir de los oligonucléotidos
complementarios Núm. 803 (5'-pCC CTC TGT NNS TCA NNS
TCT NNS CCG ACA CCC AGT AAT NNS GAG GAA ACA CAA CAG AAG
A-3') (SEQ ID NUM: 9) y Núm. 804
(5'-pGTT ACT CTT CTG TTG TGT TTC CTC SNN ATT ACT GGG
TGT CGG SNN AGA SNN TGA SNN ACA GAG GGA CGT-3') (SEQ
ID NUM: 10). El ADN parental (pH0709) fue digerido con las enzimas
de restricción AatII y BstEII, y el fragmento grande
fue purificado y ligado con la casete. Los productos de la ligación
fueron electro-transformados en células
XL1-Blue para la preparación de fagémidos en dos
alícuotas, rindiendo 1,6 x 10^{6} y 1,0 x 10^{6} transformantes
independientes.
\vskip1.000000\baselineskip
El ADN de las reservas de Hélice 1 y Hélice 4b
(seleccionadas para 0, 2, o 4 rondas; Lowman et al, supra)
fue purificado y digerido con las enzimas de restricción AccI
y BstXI. El fragmento grande de cada reserva de la Hélice 1
(mutada al azar en F10, M14, H18, y H21) fue purificado después y
ligado con el fragmento pequeño de cada reserva de la Hélice 4
(mutada al azar en R167, D171, T175, I179, en último término
E174S,F176Y) para rendir las tres genotecas combinatorias 707A
(reservas de la Hélice 1 y de la Hélice 4b no seleccionadas), 707B
(reserva de la Hélice 1 seleccionada dos veces con la reserva de la
Hélice 4b seleccionada dos veces), y 707C (reserva de la Hélice 1
seleccionada 4 veces con la reserva de la Hélice 4b seleccionada 4
veces). Las ligaciones por duplicado también fueron ajustadas con
un décimo a un medio de ADN vector y designadas 707D, 707E, y 707F,
correspondiendo a las genotecas de partida de 0, 2, y 4 rondas,
respectivamente. Todas estas reservas de variantes también
contenían las mutaciones E174S,F176Y obtenidas en las primeras
selecciones de unión de hGH-fagémidos. Lowman et
al, supra. Los productos de la ligación
pH0707A-F fueron tratados y
electro-transformados en células
XL1-Blue. El número de transformantes independientes
obtenidos de cada reserva, basados en las unidades formadoras de
colonias (CFU), fue el siguiente: 2,4 x 10^{6} de pH0707A,
1,8x10^{6} de pH0707B, 1,6x10^{6} de pH07 07C, 8x10^{5} de
pH0707D, 3x10^{5} de pH0707E, y 4x10^{5} de pH0707F. Las
partículas de hGH-fagémido fueron preparadas y
seleccionadas en cuanto a la unión a hGHbp a lo largo de 2 a 7
ciclos como describen Lowman et al, supra.
Se construyeron numerosas variantes de hGH
combinando variantes aisladas de genotecas de la Hélice 1 y de la
Hélice 4b. Las variantes parentales fueron las tres que se unían más
íntimamente de cada genoteca: A = H10, G14, N18, N21; B = A10, W14,
D18, N21; C = F10, S14, F18, L21; D = N167, S171, S174, Y176, T179;
E = E167, S171, S174, I176, I179; F = N167, N171, S174, Y176, T179.
El ADN del hGH-fagémido fue purificado y digerido
con las enzimas de restricción EcoRI y BstXI. El
fragmento grande de cada variante de Hélice 4b fue purificado y
ligado después con el fragmento pequeño de cada variante de la
Hélice 1 para rendir las variantes combinadas con mutaciones tanto
en la Hélice 1 como en la Hélice 4b. Estas variantes fueron
denominadas AD, AE, AF, BD, BE, BF, CD, CE, CF para indicar las
respectivas combinaciones por pares de las mutaciones de la Hélice 1
(A, B, o C) y la Hélice 4b (D, E, o F).
Se utilizó una serie de cinco oligonucleótidos
para invertir numerosas mutaciones derivadas de fagos en la
variante BD al correspondiente resto de tipo salvaje: Núm. 7 97
(5'-CTG CGT GCT CAC CGT CTT CAC CAG
TTG GCC TTT G-3') (SEQ ID NUM: 11) para
D18H,N21H; Núm. 798 (5'-GTC AGC ACA TTC CTG CGC
ACC-3') (SEQ ID NUM: 12) para Y176F; Núm. 799
(5'-CTC TCG CGG CTC TTC GAC AA CGG ATG
CTG CGT GCT-3') (SEQ ID NUM: 13) para A10F,W14M;
Núm. 800 (5'-TAC TGC TTC AGG AAG GAC ATG
GAC AAG GTC AGC-3') (SEQ ID NUM: 14) para
N167R, S171D; Núm. 801 (5'-CTG CGC ATC GTG
CAG TGC-3') (SEQ ID NUM: 15) para T179I; Núm. 875
(5'-CTC TCG AGG CTC TTC GAC AAC GCG
TGG-3') (SEQ ID NUM: 16) para A10F.
La variante de hGH 852d fue construida
utilizando BD como molde y los siguientes oligonucleótidos: Núm. 843
(5'-CAG ACC TCC CTC TGT CCC TCA GAG TCT ATT
CCG-3') SEQ ID NUM: 17) para añadir F54P; Núm. 844
(5'-ACA CCC TCC AAC AAG GAG GAA ACA CAA
CAG-3') (SEQ ID NUM: 18) para R64K; Núm. 84 6
(5'-CCA AAG GAA CAG ATT CAT TCA TTC
TGG TGG AAC CCC CAG ACC TCC-3') (SEQ
ID NUM: 19) para K41I,Y42H,L45W,Q46W. La variante 852b fue
construida utilizando los mismos oligonucleótidos con el
phGHam-g3 molde.
\vskip1.000000\baselineskip
La afinidad de unión en equilibrio para hGHbp
fue determinada analizando las variantes de hGH en competencia con
hGH marcada con I^{125}, la variante BD marcada, o la variante
852d marcada, en tampón de unión: Tris 50 mM, pH 7,5, MgCl_{2} 10
mM, seralbúmina bovina al 0,1%, azida de sodio al 0,02%. Lowman
et al, J. Biol. Chem., 266:
10982-10988 (1991). La inmunoprecipitación del
complejo hGH-hGHbp se llevó a cabo utilizando un
anticuerpo monoclonal denominado MAb5. Barnard et al,
Endocrinology, 115: 1805-1813 (1984). Se
obtuvieron las constantes de disociación mediante análisis de
Scatchard. Cunningham y Wells, 1989, supra. Las variantes BD
y 852d contienen F176Y, que si se yodara podría perturbar la
interfase hormona-receptor. No obstante, la BD
yodada (frío) no era distinguible de BD no marcada en la competencia
con BD-I^{125} por la unión.
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Se obtuvieron las constantes de la velocidad de
conexión y desconexión para las variantes de hGH que se unían a
hGHbp inmovilizado mediante la medida de la resonancia de plasmón
superficial (SPR) utilizando un biosensor BIAcore® de Pharmacia. En
este sistema, hGHbp es acoplado covalentemente a una matriz de
dextrano anclada a un chip biosensor. La hormona es mantenida a
concentración constante en una fase líquida que pasa sobre esta
superficie a una velocidad de flujo constante. El aparato mide la
masa de proteína que se une a la matriz en tiempo real percibiendo
el cambio en la señal de SPR debido al cambio del índice de
refracción cerca de la superficie del biosensor. Lofás y Johnsson,
J. Chem. Soc. Chem. Commun., 21:
1526-1528 (1990).
Se utilizó una variante de hGHbp(S201C)
como especie inmovilizada debido a que la unión de un segundo
receptor sobre la matriz era bloqueada (véase el Ejemplo I). La
hGHbp(S201C) fue reducida y acoplada al chip biosensor por
medio de la activación EDC/NHS de la capa de dextrano y la química
del hidrocloruro de
2-(2-piridinilditio)etanamina (PDEA) (tiol
activado) a un nivel de 1.000-2.000 RU, utilizando
acetato de sodio 10 mM (pH 5,0); los reactivos y procedimientos
fueron obtenidos de Pharmacia Biosensor. Las etapas de unión y
elución fueron llevadas a cabo a una velocidad de flujo de
3-20 \mul/min en tampón PBS (pH 7,4) conteniendo
Tween-20 al 0,05%.
La densidad de hGHbp acoplado a la matriz afecta
a los valores de K_{conex} y K_{desconex} absolutos pero no
relativos hasta dos veces los de la hGH de tipo salvaje. De este
modo, cuando se utilizaban diferentes chips biosensores se
determinaron los parámetros cinéticos para la hGH de tipo salvaje de
manera que éstos pudieran ser normalizados para comparar diferentes
mutantes cuyos parámetros cinéticos pueden haber sido medidos en
diferentes chips biosensores. Los valores cinéticos relativos así
obtenidos fueron coherentes sobre diferentes células de flujo, y
las medidas de afinidad calculadas se correspondieron bien con los
resultados del análisis de
radio-inmunoprecipitación. Las constantes de la
velocidad de disociación fueron obtenidas trazando
ln(R_{0}/R_{t}) vs t; las constantes de la velocidad de
asociación fueron obtenidas trazando [Pendiente de (dR_{t}/dt) vs.
R_{t}] frente a la concentración de hormona (Karlsson et al,
supra), o trazando ln(dR_{t}/dt) frente a la
concentración de hormona utilizando el soporte lógico de evaluación
cinética con biosensor BIAcore® (Pharmacia Biosensor). Las
constantes de disociación en equilibrio, K_{d}, fueron calculadas
como k_{desconex}/k_{conex}. Las desviaciones
típicas,\sigma_{conex} para k_{conex} y \sigma_{desconex}
para k_{desconex}, fueron obtenidas a partir de las medidas con 2
o más series de diluciones a la mitad o a la tercera parte
(k_{conex}) o con 2 o más muestras de hormona concentradas
(\geq5 \muM) (k_{desconex}). Los errores resultantes
(\varepsilon[K]) en las K_{d} calculadas fueron estimados
según las siguientes fórmulas utilizando la derivada total de K = f
(k_{conex}, K_{desconex}): (para un estudio, véase Bevington,
supra)
El análisis estructural del complejo
hGH(hGHbp)_{2} (de Vos et al, supra)
identificó más de 30 cadenas laterales en el Sitio 1 de hGH que
experimentaban cierto grado de enterramiento cuando se une el
primer receptor (Fig. 6B). Aunque la mayoría de estos fueron
sometidos a ensayo como mutantes de alanina antes de la elucidación
estructural (Cunningham y Wells, 1989, supra; 1991,
supra), no se evaluaron cuatro restos (K41, Y42, L45 y Q46)
de la primera minihélice (Minihélice 1). Por lo tanto, estos restos
fueron convertidos individualmente en alanina y los efectos sobre la
afinidad de unión fueron medidos o bien mediante desplazamiento
competitivo con hGH-[I^{125}] e inmunoprecipitación (Cunningham y
Wells, 1989, supra) o utilizando el biosensor BIAcore® de
Pharmacia. Ambos métodos produjeron medidas de afinidad comparables,
como se muestra en el Ejemplo I.
Las cadenas laterales de Y42 y Q46 se ocultaron
tras la unión al receptor, con todo las reposiciones de alanina
causaron una reducción en la afinidad de menos de la mitad (Tabla
3). Leu 45 establece menos contactos con el receptor que Y42 o Q4
6, con todo el mutante L45A ocasiona una reducción de la afinidad de
10 veces. Lys41 establece un puente salino con la Glu127 del
receptor. El ADN que codifica el mutante K41A no se expresó
suficientemente bien para obtener el material para la medida de la
afinidad; sin embargo, el ADN que codifica una variante más
conservativa, K41Q, se expresó suficientemente bien. Esta variante
tenía una afinidad 2,6 veces inferior que la hGH de tipo salvaje.
De este modo, la región de la Minihélice 1 es claramente parte del
epítopo funcional en el Sitio 1 de hGH (Fig. 6A). Con estos datos y
los del Ejemplo I, se han medido los efectos para al menos una
reposición (en su mayor parte alaninas) en los restos cuyas cadenas
laterales quedaban ocultas cuando el primer receptor se unía al
Sitio 1.
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Afinidades de unión al receptor de los mutantes
de alanina de hGH en un fondo de tipo salvaje, medidas mediante
BIAcore® (*) o mediante RIA (no marcado) y normalizadas con respecto
al valor de RIA para hGH de tipo salvaje medido por Cunningham
et al, 1989, supra. Las mutaciones con alanina o
glutamina fueron realizadas para someter a ensayo las
contribuciones de las cadenas laterales en la región de la
Minihélice 1 de la hGH de tipo salvaje. Como comparación con el
epítopo estructural, también se muestra el número de contactos de
van der Waals con el receptor, derivado de la estructura cristalina
del complejo hGH(hGHbp)_{2}.
Se clasificaron cinco genotecas separadas en las
cuales se habían aleatorizado cuatro restos dentro del epítopo
estructural y/o funcional del Sitio 1 (Fig. 7). Restringiendo cada
genoteca a 4 codones al azar se permitió el muestreo de la mayor
parte de las posibles variantes (aproximadamente 2x10^{5}
secuencias de proteínas generadas a partir de aproximadamente
1x10^{6} secuencias de ADN) dentro de los límites del tamaño de la
genoteca (media de aproximadamente 1x 10^{7} transformantes
independientes).
Previamente, se produjo una genoteca (denominada
Hélice 4a) en la cual los restos K172, E174, F176 y R178 fueron
aleatorizados y presentados sobre partículas de fagémidos
monovalentes. Lowman et al, Biochemistry, supra. Tras 3
ciclos de selección de la unión, el mutante que se unía más
fuertemente (E174S, F176Y) tenía una afinidad aproximadamente 5
veces superior que la hGH de tipo salvaje. Estos dos mutantes fueron
fijados en una segunda genoteca (denominada Hélice 4b) en la cual
R167, D171, T175, e I179 eran mutados al azar en un fondo de E174S,
F176Y. Después de 6 rondas de selección se aisló un pentamutante
(R167D, D171S, E174S, F176Y, I179T) que se unía aproximadamente 8
veces más fuerte que la hGH de tipo salvaje. En una genoteca
separada (denominada Hélice 1) se mutaron al azar los restos F10,
M14, H18 y H21. Después de dos rondas de selección se aisló un
tetramutante (F10A,M14W, H18D, H21N) que se unía 3 veces más fuerte
que la hGH de tipo salvaje.
Aquí, los estudios de selección de fagos se
ampliaron a las hélices que conectan los bucles 1 y 2. Los cuatro
restos en contacto en la Minihélice 1 (K41, Y42, L45 y Q46) fueron
aleatorizados y los clones representativos fueron secuenciados
después de 2 a 7 rondas de selección de la unión (Tabla 4). Algunos
restos estaban altamente sobre-representados en las
posiciones dadas en comparación con lo que se esperaba a partir de
la frecuencia de esos restos en la genoteca de partida. Por
ejemplo, aproximadamente el 35% de los clones contenían una
mutación Q46W. Esto estaba 7,6 unidades de desviación típica por
encima de la aparición casual al azar para Trp en la genoteca. Este
es un buen modo de puntuar la reserva de "seleccionantes" para
establecer una secuencia consenso debido a que representa la
predisposición al codón esperado y la estadística de muestreo. Por
medio de estos criterios hubo una leve preferencia por K41R, una
ligera preferencia por Y42R o Y42Q, una fuerte preferencia por L45W
o L45 y una preferencia más fuerte por Q46W.
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Restos consenso identificados tras la
clasificación de genotecas de hGH-fagémidos. Se
muestran los restos de más frecuente aparición de las genotecas
presentadas en fagos, basadas en la representación fraccionaria
(P_{f}) entre todos los clones secuenciados después de 2 a 7
rondas de selección de la unión. Las frecuencias esperadas
(P_{c}) fueron calculadas a partir del número de codones NNS para
cada aminoácido teóricamente en la genoteca de partida. Las
desviaciones típicas (\sigma_{n}) fueron calculadas como
\sigma_{n} =
[P_{c}(1-P_{c})/n]^{1n}. Sólo
se muestran los restos para los cuales la fracción encontrada
excedía la fracción esperada en al menos 2\sigma_{n} (es decir,
[(P_{f}-P_{c})/\sigma_{n}] \geq 2). Para
la genoteca de la Minihélice 1, n = 17 secuencias; genoteca de
Bucle A, n = 26; Genoteca combinatoria (Hélice 1), n = 68; Genoteca
combinatoria (Hélice 4b), n = 56.
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Se construyó una segunda genoteca (denominada
Bucle A) en la cual F54, E56, I58 y R64 fueron mutados al azar. Las
reposiciones con alanina ocasionaron una reducción de la afinidad de
4 a 20 veces dependiendo de la cadena lateral (Fig. 6A). A pesar
del hecho de que R64 es el único de estos restos que establece
contacto directo con el receptor (Fig. 6B), todas las posiciones
mostraron una preferencia de moderada a muy fuerte por un resto
concreto que era normalmente diferente del de tipo salvaje. R64K fue
el más preferido (encontrado en el 81% de los clones); se sabe que
R64K sólo causa una mejora de \sim3 veces en la afinidad de unión.
Cunningham et al, Science, 247:
1461-1465 (1990). Después de esto el orden de
preferencia fue F54P > I58T > E56D o E56W.
Las afinidades de unión para muchos de estos
mutantes fueron analizadas expresando la hormona libre en un
anfitrión no supresor que termina la traducción en el codón ámbar al
final de la hGH y al principio del dominio del gen III. Lowman
et al, Biochemistry, supra. Virtualmente, cada clon sometido
a ensayo, entre 3 y 7 rondas de selección de la unión a partir de
la genoteca de la Minihélice 1, tuvo afinidades mayores que la hGH
de tipo salvaje (Tabla 5). El mejor fue K41I, Y42H, L45W, Q46W, que
había mejorado 4,5 veces la afinidad sobre la hGH de tipo salvaje.
Se espera que esta secuencia de ADN se produzca al azar a una
frecuencia de uno en un millón de clones, lo que demuestra el poder
de la selección de afinidad. Se obtuvieron resultados similares a
partir de la genoteca del Bucle A siendo los mejores productos
aislados F54P, R64K y F54P, E56D, I58T, R64K, que han mejorado
aproximadamente 5 veces sobre la hGH de tipo salvaje.
Datos de unión para clones de hGH individuales
mutados en (A) la Minihélice 1 o (B) el Bucle A. Las constantes de
afinidad fueron medidas mediante unión competitiva a hGHbp versus
hGH marcada con I^{125}. La afinidad de la hGH de tipo salvaje es
la de Cunningham y Wells, 1989, supra. Las veces que se
incrementaba la afinidad sobre la de hGH para unirse a hGHbp se
muestra como la proporción de
K_{d}(hGH)/K_{d}(Mutante). Algunos clones no
fueron analizados (ND). Se supusieron afinidades idénticas para
variantes equivalentes (^{\dagger}). Se indican los clones con
mutaciones (E65V^{\ddagger}; S57Y^{1}; N47Y^{q}; P48S*)
espúreas.
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Según los principios de aditividad, las
mutaciones en las partes que no interaccionan de una proteína deben
combinarse para producir simples cambios aditivos en la energía
libre de la unión (Wells, 1990, supra). Por lo tanto, se
pretendía mejorar la unión de hGH a través del Sitio 1 combinando
las sustituciones aisladas de genotecas de presentación en fagos
(Fig. 7). Las tres variantes de unión más fuertes de hGH de la
genoteca de la Hélice 1 (A = F10H, M14G, H18N, H21N, B = F10A,
M14W, H18D, H21N, y C = M14S, H18F, H21L) fueron ensambladas a cada
una de las tres variantes de unión más fuertes encontradas en la
genoteca de la Hélice 4b (D = R167N, D171S, E174S, F176Y, I179T, E
= R167E, D171S, E174S, F176Y, y F = R167N, D171N, E174S, F176Y,
I179T). Todos los constructos fueron obtenidos en rendimientos que
se aproximaban al de la hGH de tipo salvaje excepto para aquellas
que contenían la variante A. La variante A y los recombinantes AD,
AE, AF migraron en forma de dímeros (PM aproximadamente 44 kDa) en
SDS-PAGE no reductor y en forma de monómeros (PM
aproximadamente 22 kDa) cuando se reducían. Aunque estas proteínas
no contenían un resto Cys adicional, se podía producir el
intercambio de disulfuro si formaban primero dímeros no covalentes.
De hecho, hGH es conocida por formar un complejo dimérico débil que
implica restos en las hélices 1 y 4. Cunningham et al,
Science, 253, 1991, supra. Sin embargo, debido a
que estas proteínas formaban dímeros de disulfuro no prosiguieron
adicionalmente. La variante C también es producida
predominantemente en forma de dímero de disulfuro; no obstante, los
recombinantes CD, CE, CF no formaron una cantidad significativa de
dímero.
Todos los recombinantes analizados mostraron
aumentos significativos en la afinidad sobre los componentes
parenterales (Tabla 6). La variante BD tuvo la mayor afinidad, que
fue 30 veces más fuerte que la del hGH de tipo salvaje. La variante
de unión más fuerte de la genoteca de la Minihélice 1 (K41I, Y42H,
L45W, Q46W) y una de las más fuertes de la genoteca del Bucle A
(F54P, R64K) fueron combinadas para producir el hexamutante, hGH
852b, cuya afinidad fue aproximadamente 40 veces más fuerte que la
de la hGH de tipo salvaje. Esta se colocó junto con la BD
recombinante para rendir la variante de hGH, 852d, que se une
aproximadamente 400 veces más fuerte que la hGH de tipo salvaje.
Suponiendo una aditividad simple, se esperaba que esta variante se
uniría aproximadamente 600 veces más fuerte que la hGH del producto
de las mejoras de afinidad por los componentes individuales; este
valor calculado está razonablemente próximo al resultado. La
variante 852d conservaba como tipo salvaje solo cinco de los 20
restos aleatorizados (E56, I58, K172, T175, R178).
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(Tabla pasa a página
siguiente)
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Constantes de unión en equilibrio de las
variantes de hGH recombinadas. Las constantes de unión fueron
medidas mediante desplazamiento competitivo de hGH de tipo salvaje
marcada con I^{125}, BD, o 852d, utilizando hGHbp y MAb5
(Cunningham y Wells, 1989, supra). Las veces que se
incrementaba la afinidad de unión se expresan como
K_{d}(hGH)/K_{d}(variante). Algunas afinidades
(^{\dagger}) son las de Lowman et al, Biochemistry, supra.
Las variantes de la hélice 1 son B = (F10A, M14W, H18D, H21N), y C =
(M14S, H18F, H21L). Las variantes de la Hélice 4 son D = (R167N,
D171S, E174S, F176Y, I179T), E = (R167E, D171S, E174S, F176Y), Y F
= (R167N, D171N, E174S, F176Y, I179T). BD, BF, CD, CE, CF
representan combinaciones de estas mutaciones. 852b = (K41I, Y42H,
L45W, Q46WF54P, R64K), y 852d = BD + 852b.
A pesar de la simple aditividad encontrada en
los mutantes por combinación de las genotecas clasificadas
independientemente, se ha observado la aditividad del complejo para
algunas sustituciones próximas (v.g., F176Y que interacciona con
E174S). Lowman et al, Biochemistry, supra. Algunas cadenas
laterales mutadas a partir de la hélice 1 (F10, M14, H18, H21)
pueden establecer contacto potencialmente con aquellas mutadas en la
hélice 4 (R167, D171, T175, e I179). Por lo tanto, se ha
investigado un enfoque combinatorio para los mutantes de la
clasificación derivados de las genotecas de la Hélice 1 y de la
Hélice 4b (Huse et al, Science, 246:
1275-1281 [1989]; Clackson et al, Nature,
352: 624-628 [1991]). Se llevaron a cabo
selecciones de unión independientes sobre las genotecas de la
Hélice 1 y de la Hélice 4b para 0, 2, o 4 ciclos. El ADN de la
reserva de la Hélice 1 fue ligado con el ADN del genoteca de la
Hélice 4b que se había clasificado en cuanto a la unión a hGHbp
durante el mismo número de rondas. Las tres genotecas combinatorias
fueron clasificadas después 2 a 7 ciclos más y se secuenciaron 68
clones representativos (Tabla 7).
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Variantes de hGH de la selección de unión
hormona-fagémido de las genotecas combinatorias.
Todas las variantes contienen (E174S,F176Y), excepto aquellas con
la secuencia de la Hélice 4 de tipo salvaje (-), que no eran
recombinantes. Los genotecas 707A, 707B y 707E, o 707C fueron
clasificadas durante 2 a 7 ciclos para la unión a hGHbp (véase el
texto). Los números citados en P indican la aparición
fraccionaria entre los clones secuenciados. Los números citados en
Núm. designan cada producto aislado independiente (v.g., pH0714A.1
es la primera secuencia). Algunas afinidades son las de Lowman
et al, Biochemistry., supra; se supone que las variantes
equivalentes tienen afinidades idénticas (^{\dagger}). Numerosas
variantes aparecían como >10% de dímeros de disulfuro
(^{\ddagger}). Un clon contenía un codón ámbar (TAG = Gln en las
cepas SupE), el codón (^{\NAK}), uno contenía una mutación
espuria, E174N (^{q}), y uno (º) contenía dos mutaciones espurias
(L15R, K168R). Algunas variantes no fueron expresadas (NE) o no
fueron analizadas (ND).
Sobretodo, las variantes de afinidad más elevada
aisladas de cualquiera de estas tres clases combinatorias se
asemejaban a las aisladas previamente mediante la clasificación
independiente de las genotecas de la Hélice 1 y la Hélice 4b.
Lowman et al, Biochemistry., supra. Por ejemplo, los mutantes
de afinidad más elevada aislados previamente de la genoteca de la
Hélice 1 fueron F10A, M14W ,H18D, H21N (Hélice 1.B) y F10H, M14G,
H18N, H21N (Hélice 1.A); estos se unían aproximadamente 3,3 veces y
2,4 veces más fuerte que la hGH de tipo salvaje, respectivamente.
La secuencia de la Hélice 1.A fue recuperada en 60% de los clones de
la Genoteca Combinatoria A, y en 13% de los clones aislados en las
primeras rondas de clasificación de la Genoteca Combinatoria B. La
secuencia de la Hélice 1.B predominaba en las ultimas rondas de
clasificación del Genoteca Combinatorio B. La mayor parte de estos
eran clones independientes (no hermanos o contaminantes), debido a
que tenían diferentes secuencias de ADN y normalmente diferían en
los mutantes seleccionados en la hélice 4.
Se obtuvieron resultados similares con los
seleccionantes de la hélice 4. Cuando la genoteca de la Hélice 4b
se clasificaba independientemente, se obtenían numerosas secuencias
que contenían R167N, D171S o N, T175 (conservada), e I179T. Lowman
et al, Biochemistry, supra. Estos eran los mismos restos que
tendían a ser seleccionados en los Genotecas Combinatorias A, B y
C. De hecho, uno de los mejores mutantes aislados previamente
(R167N,D171S,T175,I179T) fue aislado comúnmente mediante
clasificación combinatoria y predominó especialmente en las últimas
rondas.
Algunas secuencias clasificadas mediante métodos
combinatorios fueron muy diferentes de la seleccionada de las dos
genotecas independientes; pero esto se podía producir por razones
estadísticas. Por ejemplo, las genotecas de la Hélice 1 y de la
Hélice 4b contienen aproximadamente 10^{6} secuencias de ADN
diferentes, y si se combinan (sin pre-selección)
podrían contener 10^{12} combinaciones posibles. Las eficacias de
transformación limitan el tamaño del muestreo a menos de o igual a
-10^{7} clones independientes. De este modo, la selección de las
mismas secuencias es notable dada la elevada diversidad de
secuencias posibles en estas genotecas y las ligeras mejoras de
afinidad que se están seleccionando.
Se midieron las afinidades para varios de estos
productos aislados (Tabla 7). Todos tuvieron una afinidad de unión
mejorada (2 a 29 veces) en comparación con la hGH de tipo salvaje.
La mayoría experimentó mejora sobre E174S,F176Y, que estaba
presente en todos los clones de partida, e independientemente
ocasionó un incremento de 5, 6 veces en la afinidad sobre la de la
hGH de tipo salvaje. Lowman et al, Biochemistry., supra. Las
variantes de afinidad más elevada fueron aisladas generalmente de
las últimas rondas de clasificación y fueron muy abundantes en esas
reservas. Por ejemplo, el mutante de más alta afinidad sometido a
ensayo fue el clon 717B.1, que fue aislado después de siete rondas
de clasificación de la Genoteca Combinatoria B. Este producto
aislado representó un tercio de los clones de esa reserva.
Notablemente, este clon es idéntico a la variante BD (Tabla 6),
excepto que en lugar de D172S contenía la sustitución conservativa,
D171A. No sorprendentemente, las variantes 717B.1 y BD se unieron
con afinidades comparables (12 pM y 10 pM, respectivamente). Estos
datos indican que las estrategias combinatoria y aditiva rinden
soluciones comparables para la optimización exitosa de la
afinidad.
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La contribución de algunos de los restos
mejorados por el fago a la afinidad de unión fue evaluada
introduciéndolos en la hGH de tipo salvaje, o convirtiéndolos de
nuevo en el resto de tipo salvaje en la variante BD madurada por
afinidad (Tabla 8). La variante K41I, Y42H, L45W, Q46W se unía 4,5
veces más fuerte que la hGH de tipo salvaje. Cada uno de los
mutantes individuales en la hGH ocasionó reducciones de 1,7 a 2,5
veces en la afinidad. Esto indica que la combinación de mutaciones
en este sitio es crítica para las mejoras de la afinidad. Estos
restos descansan en posiciones adyacentes sobre una cara de la
minihélice 1.
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(Tabla pasa a página
siguiente)
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Ensayo de las contribuciones de las cadenas
laterales individuales identificadas mediante presentación en
fagos. Se midieron las afinidades de unión al receptor de las
variantes mediante BIAcore® (*) o mediante RIA (no marcado) y se
normalizaron al valor del RIA para hGH como determinaron Cunningham
y Wells, 1989, supra. Se realizaron mutaciones puntuales
para someter a ensayo las contribuciones de las cadenas laterales
individuales encontradas tras la clasificación de fagos. Las veces
que disminuye la afinidad se expresa como
K_{d}(revertiente)/K_{d} (parental), donde parental es el
fondo utilizado para la mutagénesis.
Las mejoras en la afinidad causadas por las
sustituciones en la variante BD fueron sometidas a ensayo
haciéndolas mutar de nuevo al resto del tipo salvaje ya sea
individualmente o por pares (cuando los restos eran adyacentes)
(Tabla 8). Esto demostró que siete de las nueve sustituciones
contribuyen sólo sutilmente a las mejoras en la unión (1,1 a 1,7
veces). Incluso el efecto más dominante, F176Y, confiere una mejora
de sólo 4,6 veces en la unión. Sin embargo, el producto de estos
efectos en el octamutante, F10A, M14W, H18D, H21N, R167N, D171S,
F176Y, I179T, pronosticó un aumento de 16 veces en la afinidad
versus la hGH de tipo salvaje. Esto se compara con la
intensificación de 34 veces medida para la variante BD que contiene
además E174S.
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En el Ejemplo I, se utilizó el dispositivo
biosensor BIAcore® para medir la cinética de unión para los mutantes
de alanina producidos en restos de la hGH que quedaban ocultos en
el Sitio 1 tras la unión al receptor. Para una mejor comprensión de
la base molecular para las mejoras de la afinidad seleccionadas
aquí, se utilizó el biosensor BIAcore® para medir su cinética de
unión a hGHbp (Tabla 9). En general, a medida que la afinidad de la
hGH de tipo salvaje incrementaba, la velocidad de desconexión
disminuía con un pequeño cambio en la velocidad de conexión. De
hecho, al ir desde el tipo salvaje al mutante de afinidad más
elevada, 852d, había un descenso de > 60 veces en la velocidad
de desconexión y sólo un incremento de 4 veces en la velocidad de
conexión. (La velocidad de desconexión era demasiado lenta para
medirla exactamente, pero si se calculaba a partir de la K_{d}
medida mediante el RIA y la velocidad de conexión, la velocidad de
desconexión sería 100 veces más lenta que la de la hGH de tipo
salvaje). El sitio de unión de la hGH había sido reclutado
previamente en un homólogo de la hGH, el lactógeno placentario
humano (hPL). Este difiere en la secuencia en un 15% de la hGH y se
une \sim2.000 veces más débilmente. Lowman et al, J. Biol.
Chem., supra. La variante de hPL reclutada tiene parámetros
cinéticos para la unión que son similares a los de la hGH (Tabla 9).
Como la variante de hGH madurada por afinidad, este mutante muestra
mejoras en la velocidad de desconexión mucho mayores (\sim100
veces) en comparación con la velocidad de conexión (aproximadamente
10 veces) en relación con el hPL de tipo salvaje. El hecho de que
la velocidad de desconexión resulte muy afectada entre los
seleccionantes del fago indica que la clasificación se realizó en
condiciones que se aproximaban al equilibrio.
\vskip1.000000\baselineskip
Cinética de unión de las variantes de hGH. Se
llevaron a cabo medidas con el biosensor BIAcore® con
hGHbp(S201C) en tampón PBS + Tween-20 al
0,05%. La K_{d} del biosensor BIAcore® se calcula a partir de
K_{desconex}/K_{conex}, excepto para hPL, para el cual se
midieron K_{conex} y K_{d} y se calculó la K_{desconex}
(\dagger). La proporción de las K_{d} indica las veces que se
incrementa la afinidad de unión vs. hGH wt según los datos del
biosensor BIAcore®. Las combinaciones de los mutantes en la hGH se
designan mediante números Romanos. El hPL (0274) contiene V4I, D56E,
M64R, E174A, M179I.
Se sometieron a mutación al azar las regiones de
hGH que se pensaba que eran importantes o bien debido a que estaban
en contacto con el receptor o bien debido a que cuando se convertían
en alanina afectaban a la afinidad de unión. De este modo, un
mutante al azar promedio de estas genotecas debía tener
espectacularmente reducida su afinidad de unión a partir de la hGH
de tipo salvaje. Con todo, después sólo de una pocas rondas de
selección, los productos aislados se unían con una afinidad similar
y a menudo superior que la hGH de tipo salvaje. Los clones aislados
mostraban normalmente secuencias consenso que eran diferentes de las
de tipo salvaje (Tabla 4).
Las mejoras muy pequeñas en la afinidad
condujeron a una convergencia rápida y casi exclusiva en estas
genotecas. Por ejemplo, el mutante R64K se une separadamente sólo
aproximadamente 3 veces más fuerte que la hGH de tipo salvaje
(Cunningham et al, 1990, supra). Con todo justo
después de tres ciclos de selección de unión R64K dominaba la
genoteca (Tabla 5). De un modo similar, I179T contribuyó sólo a una
mejora de 1,7 veces en la afinidad (Tabla 8). No obstante, cuando
se clasificó por separado en el genoteca de la Hélice 4b de Lowman
y Wells, supra, o combinatoriamente con los mutantes de la
Hélice 1 (Tablas 4 y 7) se encontró que I179T era seleccionada casi
exclusivamente. La fuerte selección para estas mejoras sutiles en la
afinidad enfatiza el poder de esta técnica para rescatar las
variantes de más alta afinidad de la reserva.
No todas las variantes son presentadas sobre
fagos (véase Wells y Lowman, Current Opinion in Struct.
Biol., 2: 597-604 [1992]). Esto se debe
a que los mutantes que están plegados erróneamente o son inestables
pueden ser digeridos por las proteasas, agregados, o se puede
bloquear su secreción o su ensamblaje sobre el fago. Aunque no
parece haber una tendencia fuerte frente a secuencias concretas de
ADN, existe una clara selección frente a los mutantes que contienen
Cys, cuya selección ha sido observada previamente para los mutantes
de hGH (Lowman y Wells, supra). El número de codones mutados
simultáneamente fue limitado deliberadamente a cuatro
(aproximadamente 10^{6} secuencias de ADN) de manera que hubiera
una buena oportunidad de tener cada uno representado en la reserva
de fagémidos de partida (aproximadamente 10^{7} transformantes
independientes).
Menos de la mitad de las cadenas laterales que
se quedaban ocultas en el Sitio 1 por el primer receptor afectaban
significativamente a la afinidad de unión cuando se convertían en
alanina [Ejemplo I, Fig. 1A]. Los restos en contacto de la
minihélice 1 proporcionan un buen ejemplo de esto (Tabla 3). Las
cadenas laterales Y42 y Q46 establecían más contactos de van der
Waals y experimentaban más enterramiento solas que K41 y L45
combinadas. Con todo, Y42A y Q46A casi no tienen efecto en la unión
en comparación con las mutaciones en K41 y L45.
Estos estudios indican que la funcionalidad no
es fácilmente evaluada por el grado en el cual la cadena lateral
establece contacto con el receptor. Otro modo de evaluar esto es
correlacionar la conservación de los restos de tipo salvaje tras la
selección de la unión con el grado en el cual son ocultados por el
receptor. Como se muestra en la Fig. 8A, sobretodo no existe
esencialmente correlación (R^{2} = 0,022) con la conservación de
los restos de tipo salvaje de las genotecas de fagémidos. Esto
también resulta evidente al comparar la Fig. 6B y la Fig. 6C. Sin
embargo, las tres cadenas laterales más conservadas (T175, R178,
L45) tienen todas un contacto sustancial con el receptor.
Existe una correlación razonable (R^{2} =
0,71) entre la reducción de afinidad evaluada mediante la
mutagénesis de barrido con alanina y la conservación de las cadenas
laterales tras la clasificación en fagos (Fig. 8B; comparar la Fig.
6A y la Fig. 6C). Se observa una correspondencia lineal grosera (y =
3,9 + 1,0 x). Si se incluyen los datos de las Genotecas
combinatorias, se añade R167, y la correlación cae a 0,65. La
tendencia de la importancia funcional versus la conservación aboga
por considerar la información funcional para seleccionar los restos
que se van a aleatorizar sobre las consideraciones de la estructura
(Fig. 8A).
Estos datos indican que la funcionalidad
determinada por la mutagénesis de barrido con alanina es similar a
la determinada mediante la conservación de la secuencia tras la
selección de la unión. Sin embargo, no existe correlación (R^{2}
= 0,005) entre la frecuencia de la conservación de los restos dados
entre las hormonas del crecimiento variantes naturales y la
conservación tras la selección de la unión de las genotecas de
presentación en fagos (Fig. 8C). En la naturaleza los impedimentos
funcionales sobre la hormona del crecimiento no son fijos como lo
son mediante la selección de la unión in vitro.
Muchos de los restos seleccionados en sitios
funcionalmente importantes y muy ocultos, ya sea en la interfase o
en la propia hormona, tienden a ser conservados como el resto de
tipo salvaje o un homólogo próximo. Por ejemplo, los cinco restos
que están más conservados como el tipo salvaje tras la extensa
clasificación en fagos (E56, I58, K172, T175, y R178) están
completamente ocultos en el complejo; su conversión en alanina
ocasionó reducciones de 4 a 60 veces en la afinidad (Cunningham y
Wells, 1989, supra). Cuando las sustituciones eran toleradas
en estas posiciones eran típicamente similares al resto de tipo
salvaje. Por ejemplo, los seleccionantes de afinidad más elevada
contenían o bien Asp o bien Glu en la posición 56, restos
beta-ramificados en la posición 58, Lys o Arg en la
172, Thr o Ser en la 175, y Lys o Arg en la 178 (Tabla 5; Lowman
et al, Biochemistry, supra).
Existe otro grupo de restos funcionalmente
importantes que se quedan muy ocultos tras la unión al receptor
(K41, L45, R64, D171 e I179). Cuando estos se aleatorizaban, se
encontraban sustitutos mejores que tendían a tener un carácter
similar al del resto de tipo salvaje. Por ejemplo, K41 era
remplazado a menudo por Arg; L45 era sustituido por grandes cadenas
laterales hidrófobas; R64 era sustituido muy frecuentemente por Lys;
D171 era remplazado óptimamente por Asn y a veces Ser; I179 era
sustituido normalmente por restos
\beta-ramificados (Tablas 4, 5 y 7; Lowman et
al, Biochemistry, supra). De este modo, se pueden realizar
mejoras en restos funcionalmente importantes ocultos en la
interfase -- tienden a estar cerca de una cadena lateral isostérica
o una de carácter químico similar.
Dos de los restos que fueron aleatorizados (H18
y E174) presentaban una afinidad de unión mejorada cuando se
convertían en alanina y estaban completamente ocultos en el
complejo. Estos casi siempre escogían algo más pequeño que el resto
de tipo salvaje. Por ejemplo, la sustitución preferida para H18 era
Asp o Asn, y para E174 era Ala, Ser o Thr. Lowman et al,
Biochemistry, supra. El empaquetamiento en estas posiciones,
denominadas determinantes del impedimento, es energéticamente
desfavorable.
Otra clase de restos (H21, Y42, Q46 y R167)
están muy ocultos en la interfase pero no tienen efecto o tienen un
efecto pequeño sobre la afinidad de unión cuando se convierten en
alanina. Estos restos raramente volvían a escoger el resto de tipo
salvaje. Por ejemplo, H21 tendía a escoger Asn; Y42 a menudo volvía
a Arg o Gln; Q46 prefería Trp, y R167 a menudo escogía Asn (Tablas
4, 5, y 7; Lowman et al, Biochemistry, supra). A pesar del
consenso encontrado en estos restos ocultos las mejoras de la
afinidad realizadas a partir de los mismos fueron muy pequeñas
(Tabla 8). Así, parecía más difícil obtener mejoras en la afinidad a
partir de los restos en contacto que cuando eran funcionalmente
inertes.
El último grupo de restos (F10, M14, y F54)
están virtualmente ocultos en la hormona plegada y afectan a la
afinidad de unión en 2 a 4 veces cuando se convierten en alanina,
presumiblemente por efectos estructurales indirectos.
Sorprendentemente, se toleraban aquí sustituciones de radicales que
muestran una selección consenso (Tablas 4, 5, y 7; Lowman et al,
Biochemistry, supra). Por ejemplo, F54P era casi la única
solución en la genoteca del Bucle A. Phe 54 está oculto en 84% en
la hormona y a 10 \ring{A} de establecer contacto con el
receptor. Se estima que el mutante F54P intensifica la afinidad en
un factor de aproximadamente 1,6 veces basándose en el hecho de que
el doble mutante (F54P,R64K) tiene una unión mejorada 4,8 veces
(Tabla 5), y el mutante R64K solo intensifica la unión en un factor
de \sim3 (Cunningham et al, supra). Los restos 10 y 14
tienden a variar simultáneamente, lo cual no es sorprendente dadas
sus posiciones adyacentes a lo largo de la hélice 1. En general, la
suma de los volúmenes de estas dos cadenas laterales en los
seleccionantes tendió a ser igual o más pequeña que F10 más M14.
Esto coincide con su disposición íntimamente empaquetada.
Si bien es posible racionalizar los rasgos
generales de estos mutantes combinando los datos funcionales y
estructurales, siempre hay mutantes inusuales que superan la
selección. Por ejemplo, I179 era remplazado casi siempre
conservativamente por una cadena lateral
\beta-ramificada (especialmente Ile o Thr), pero
también aparecía I179S (Tabla 7). De un modo similar, L45 era
reemplazado casi siempre por una cadena lateral grande (Leu o Trp),
pero también se encontraba L45A (Tabla 5). Siempre que eran
susceptibles de plegarse, se podía esperar que tales variantes
persistieran a lo largo de muchas rondas de selección a un nivel de
fondo, incluso aunque puedan fracasar al mejorar o puedan incluso
debilitar la afinidad de unión.
Estos estudios indican pautas para la maduración
de la afinidad de la interfase de la unión utilizando la
presentación en fagos monovalentes. Un punto de partida hacia la
optimización eficaz de la afinidad es el completo barrido con
alanina de la interfase relevante. No se pueden investigar
fácilmente más de 5 o 6 codones exhaustivamente (Lowman y Wells,
supra); por lo tanto, la genoteca necesita ser enfocada a
restos en los que se pueda esperar que mejore la afinidad. Asimismo
es posible limitar las elecciones de los codones (ver, v.g., Arkin
y Youvan, Bio/Technology, 10: 297-300
[1992]), pero esto realiza suposiciones a cerca de cuáles pueden
ser o no sustituciones útiles. Esto es más razonable de realizar si
se tiene un conocimiento detallado de la interfase estructural a
priori.
Los restos en los que se producían las mejoras
de afinidad más obvias fueron aquellos que se demostraba que más
afectaban a la unión mediante la mutagénesis de barrido con alanina.
Por ejemplo, las mayores mejoras en la afinidad provenían de R64K,
E174S, y F176Y. Se sabe que E174A intensifica la afinidad, pero R64A
y F176A ocasionaban grandes reducciones en la afinidad. De este
modo, a pesar del hecho de que los restos más altamente conservados
en la clasificación de fagos eran aquellos que eran más importantes
por la mutagénesis de barrido con alanina, todavía quedaban por
encontrar variantes mejoradas.
Los datos funcionales pueden ser más importantes
para redireccionar los restos para la optimización que los datos
estructurales. Por ejemplo, numerosos restos que no están en
contacto con el receptor (F10, M14, y F54), pero afectaban a la
unión cuando se convertían en alanina, producían intensificaciones
de la afinidad cuando eran mutados al azar. Por otra parte, algunos
restos en contacto con el receptor, pero de escasa significación
funcional por la mutagénesis de barrido con alanina (Y42, Q46),
fracasaron al mejorar la afinidad cuando se examinaron las
mutaciones en fagos como mutaciones puntuales (Tabla 8).
Idealmente, se podrían aleatorizar restos que
pudieran contactar entre sí en la misma etapa de mutagénesis de
manera que se permitiera que variaran simultáneamente. Se observó
una variación simultánea en las genotecas de la Hélice 1, la
Minihélice 1, y la Hélice 4a cuando los restos estaban
suficientemente próximos para interaccionar. La clasificación de
genotecas por medios combinatorios es especialmente útil en
situaciones en las que las mutaciones pueden conducir a efectos
aditivos complejos. Por ejemplo, si las reposiciones de cadenas
laterales ocasionan grandes cambios conformacionales, como pueden
en los bucles flexibles en los anticuerpos, la clasificación
combinatoria permitiría mejoras mediante la búsqueda al azar de las
mejores combinaciones de cadenas pesadas y ligeras mutantes. Huse
et al, supra; Clackson et al, supra; Collet et al,
Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 89:
10026-10030 (1992).
Sin embargo, las mejoras en la hGH tendían a
producirse mediante simples efectos aditivos tanto entre las
genotecas como dentro de las genotecas e incluso cuando las cadenas
laterales podían interaccionar. Prácticamente, esto significa que
se pueden aleatorizar muchos restos independientemente y combinarlos
en el extremo para obtener variantes de elevada afinidad.
Fundamentalmente, esto indica que las interacciones entre cadenas
laterales, incluso las colindantes, a menudo tienen un efecto
pequeño, o pueden ser compensadas sin efecto significativo, sobre
la energía libre del receptor de la unión. Véase también, Lowman y
Wells, J. Mol. Biol., 234: 564-578
(1993).
\vskip1.000000\baselineskip
Se construyó un polipéptido de GH variante
adicional con la intención de reducir la inmunogenicidad potencial
limitando el número de restos sustituidos en el polipéptido,
manteniendo todavía la afinidad de unión intensificada en el Sitio
1. Un segundo objetivo de este experimento fue limitar el número de
restos lisina que aparecían en la molécula, especialmente los que
aparecían en sitios importantes en la unión de la GH a su receptor,
haciendo de ese modo de la variante un mejor candidato para la
modificación con polietilenglicol ("pegilación"), a la vez que
conservaba la afinidad intensificada de la variante para su
receptor.
Así, utilizando los datos descritos antes para
la generación del "supermutante" 852d, se construyó una
variante adicional, B2036, utilizando las técnicas descritas antes.
852d tiene las siguientes sustituciones:
F10A, M14W, H18D, H21N, K41I, Y42H, L45W, Q46W,
F54P, R64K, R167N, D171S, E174S, F176Y, I179T.
\vskip1.000000\baselineskip
En contraste, la variante construida (82036)
aquí tiene las siguientes sustituciones:
H18D, H21N, G120K, R167N, K168A, D171S, K172R,
E174S, I17 9T.
\vskip1.000000\baselineskip
La sustitución G120K fue añadida para generar un
mejor candidato antagonista, aunque son aceptables otras
sustituciones en esa posición. Cualquier aminoácido puede ser
sustituido en G120 para generar un antagonista; más
preferiblemente, la sustitución es lisina, arginina, triptófano,
tirosina, fenilalanina, o glutamato. La sustitución R64K fue
omitida con el fin de proteger los restos de la unión del sitio I de
la pegilación. De un modo similar, las sustituciones K168A y K172R
fueron añadidas a B2036 para reducir el número de sitios
disponibles para la pegilación en la interfase de la unión
hormona-sitio I del receptor. En contraste, la
sustitución G120K hace asequible una lisina adicional para la
pegilación a la vez que proporciona un bloqueo eficaz del sitio
2.
El resto de las sustituciones en 852d fueron
omitidas de la construcción de B2036 para reducir la posible
antigenicidad de la variante en seres humanos. Aunque se esperaba
una cierta reducción de la afinidad en comparación con 852d, la
afinidad esperada de B2036 para su receptor todavía es
sustancialmente mayor que la del tipo salvaje y es deseable para su
uso como antagonista.
Se esperaba que B2036 pudiera ser modificado
adicionalmente restaurando la glicina del resto 120, generando de
ese modo un candidato para su uso como agonista que se esperaba que
tuviera una antigenicidad reducida en seres humanos en comparación
con 852d. De un modo similar, semejante candidato sería pegilado más
óptimamente, ya que el número de restos lisina en la interfase del
sitio I disminuye en comparación con el "supermutante".
\vskip1.000000\baselineskip
Ejemplo IV
Comparativo
Se construyó un polipéptido de GH variante
adicional con la intención de reducir la inmunogenicidad potencial
limitando el número de restos sustituidos en el polipéptido,
conservando aún la afinidad de unión intensificada en el sitio 1.
Un segundo objetivo de este experimento fue limitar el número de
restos lisina existentes en la molécula, especialmente existentes
en sitios importantes en la unión de la GH a su receptor, haciendo
de ese modo de la variante un mejor candidato para la modificación
con polietilenglicol ("pegilación"), a la vez que conservaba la
afinidad intensificada de la variante para su receptor.
Así, se combinaron las mutaciones de alanina
mediante mutagénesis dirigida al sitio para producir una variante
de la hormona de crecimiento que tuviera una "velocidad de
desconexión" más lenta del receptor de la hormona del
crecimiento que la hormona del crecimiento de tipo salvaje. La
variante B2024 tiene por tanto la siguiente secuencia:
H18A, Q22A, F25A, D26A, Q29A, E65A, K168A,
E174A, G120K.
\vskip1.000000\baselineskip
La sustitución G120K fue añadida para generar un
mejor candidato antagonista, aunque son aceptables otras
sustituciones en ese sitio. Cualquier aminoácido puede ser
sustituido en G120 para generar un antagonista; más
preferiblemente, la sustitución es lisina, arginina, triptófano,
tirosina, fenilalanina, o glutamato.
Se esperaba que B2024 pudiera ser modificado
adicionalmente restaurando la glicina del resto 120, generando de
ese modo un candidato para su uso como agonista que se esperaba que
tuviera una antigenicidad reducida en humanos. De un modo similar,
semejante candidato sería pegilado más óptimamente en comparación
con 852d, ya que el número de restos lisina en la interfase del
sitio I disminuye en comparación con el "supermutante".
\vskip1.000000\baselineskip
La variante B2036 fue producida según el
siguiente protocolo ejemplar.
El vector utilizado para la expresión de la
variante B2036 en E. coli fue pMY233 (Fig. 10). El plásmido
pMY223 está basado en el plásmido bien caracterizado pBR322 y es
similar al plásmido de producción de hGH pHGH4R (Chang et al,
Gene, 55: 189-196 [1987]), excepto que la
secuencia codificante de B2036 remplaza la secuencia codificante de
hGH. pMY223 codifica la resistencia a los antibióticos de
tetraciclina, pero a diferencia de pBR322 es sensible a los
antibióticos \beta-lactámicos (penicilina,
ampicilina, etc).
Las diferencias de aminoácidos entre la variante
B2036 codificada por pMY223 y la secuencia de la hormona de
crecimiento humana de tipo salvaje se muestran en la Tabla 10, junto
con los codones en estos sitios.
La variante B2036 es expresada a partir de una
casete de expresión de 1106 pb clonada en el sitio de restricción
PstI-EcoRI. La casete de expresión contiene una
única copia de la secuencia codificante de la variante B2036
fusionada en marco al péptido señal de la enterotoxina estable al
calor (STII) de 23 restos (Pickem et al, Infection and
Immunity, 42: 269-275 [1986]). La
transcripción de la variante 82036 está dirigida por el promotor
phoA de E. coli (Chang et al, Gene, 44:
121-125 [1986]). Se proporciona un sitio de inicio
de la traducción por medio de la secuencia de
Shine-Dalgarno STII. La traducción comienza con el
péptido señal STII, que dirige la translocación de la variante
B2036 a través de la membrana citoplásmica al espacio periplásmico.
El péptido señal STII es separado después por la peptidasa líder de
E. coli. La proteína madura se pliega en su conformación
correcta en el periplasma y se forman ambos enlaces disulfuro.
Se construyó el plásmido pMY223 mediante una
ligación de tres vías de fragmentos de los plásmidos pB2036 y
pHGH4R. Más específicamente, un fragmento NsiI-PvuI
de 565 pares de bases (pb) de pB2036 conteniendo la secuencia
codificante de la variante B2036 fue ligado a la cadena principal
NsiI-BamHI y el fragmento
PvuII-BamHI de 4 05 pb de pHGH4R.
El plásmido pB2036 derivaba del plásmido pS0643,
también conocido como phGHam-g3 (cuya construcción
es descrita por Lowman et al, Biochemistry., 30:
10832-10838 [1991]), que era el plásmido de partida
empleado en los estudios de presentación en fagos descritos en el
Ejemplo II. PB2036 difiere de pS0643 en que la secuencia codificante
de B2036 remplaza la secuencia codificante de hGH.
La célula anfitriona para la expresión de la
variante B2036 fue E. coli 33B6, que es un derivado de E.
coli W3110 (véase Escherichia coli and Salmonella
typhimurium: Cellular and Molecular Biology, 2:
1190-1219 [Washington, D.C.: American Society for
Micorbiology, 1987]). El genotipo completo de 33B6 es
\DeltafhuA phoA\DeltaE15
\Delta(argF-lac) 169 deoC2 degP41
(\DeltaPstI-Kan^{r}) IN
(rrnD-rrnE)l ilvG2096(Val^{R}).
La derivación de 33B6 se describe más abajo.
La cepa de partida, E. coli W3110, es un
derivado de E. coli K-12 que es F^{-} y
resistente a lambda. Se ha demostrado que porta una inversión del
cromosoma entre rrnD y rrnE.
El gen fhuA (previamente designado
tonA) fue suprimido de W3110 mediante una escisión imprecisa
de Tn10 tras su inserción en el gen fhuA. La cepa resultante, 1A2,
es resistente a los bacteriófagos T1, T5, y \diameter80.
Dos mutaciones por deleción,
phoA\DeltaE15 y
\Delta(argF-lac)169, fueron
introducidas simultáneamente en 1A2 mediante transducción
simultánea con P1 con una inserción Tn5 conectada en el gen
proC. La escisión de precisión del transposón restauró el
gen proC. La mutación phoA\DeltaE15 elimina la
expresión de la fosfatasa alcalina, y la mutación
\Delta(arF-lac)169 es
responsable del fenotipo lac^{-} de esta cepa, 7C1.
La mutación deoC2, que eliminaba la
expresión de la desoxirribosa fosfato aldolasa, fue introducida
mediante transducción simultánea con P1. El locus deoC está
genéticamente unido al locus biosintético de la treonina. Se creó
un auxótrofo para la treonina mediante inserción de Tn10 y escisión
imprecisa. El auxótrofo para la treonina fue transducido después
para la prototrofia para la treonina con el fago P1 desarrollado
sobre un mutante deoC2. La presencia de la mutación
deoC2 fue confirmada mediante la incapacidad de la cepa
resultante, 16C9, para crecer sobre timidina al 0,2% como fuente de
carbono.
Se introdujo
degP41(\DeltaPstI-Kan^{r}), una
mutación en el gen para una proteasa periplásmica, mediante
transducción. Esta mutación fue construida in vitro
remplazando una sección del gen degP por un gen de
resistencia a la kanamicina. Este no es un transposón, pero permite
la selección de la deleción utilizando la resistencia a la
kanamicina. La cepa resultante es 23E3.
Se introdujo la mutación
ilvG2096(Val^{r}) mediante homogenotización. Esta
mutación repara un desplazamiento del marco que hace que
K-12 de tipo salvaje sea sensible a la valina. La
cepa 23E3 fue transformada con el plásmido pAH29, conteniendo el
marcador ilvG2096(Val^{r}) y un gen de resistencia a
la ampicilina. La cepa 33B6, que había perdido espontáneamente el
plásmido y había adquirido el locus
ilvG2096(Val^{r}), fue identificada rastreando los
clones sensibles a la ampicilina en cuanto a la resistencia a
valina. Las características importantes de la cepa final, 33B6, son
que es resistente al fago 11, no sobreproduce fosfatasa alcalina
cuando se agota el fosfato (que es la condición utilizada para
inducir síntesis de producto), carece de proteasa, y no es
susceptible a la toxicidad por valina.
\vskip1.000000\baselineskip
Se produjo una suspensión de células 33B6 que
contenían el vector pMY223 (en adelante "células 33B6/pMY223")
para expresar la variante B2036, como sigue.
Se preparó un aprovisionamiento de aminoácidos
para la fermentación de 1.000 litros mezclando asépticamente los
siguientes componentes:
- 3,2 kg de extracto de levadura;
- 24 kg de HY-CASE AMINO (Quest, Int'l, Hoffman Estates, IL);
- 50 g de Metionina;
- agua desionizada hasta 135 litros.
\vskip1.000000\baselineskip
Los siguientes componentes fueron transferidos a
un fermentador de 1.000 L capaz de liberar 3-5 mM
O_{2}/litro-min:
1,0 litros de agente antiespuma FERMAX ADJUVANT
27 (OSI Specialties Group, Witco Corp., South Charleston, WV);
- 1.820,0 g de Fosfato de sodio dibásico;
- 910,0 g de Fosfato de sodio monobásico dihidratado;
- 3.500,0 g de Sulfato de amonio;
- 700,0 g de Citrato de sodio dihidratado;
- 1.050,0 g de Cloruro de potasio;
- 700,0 litros de Agua desionizada.
\vskip1.000000\baselineskip
El fermentador fue esterilizado a 121ºC durante
30 minutos. Después de enfriar, se transfirieron asépticamente a un
fermentador esterilizado, los siguientes:
- 50 kg del aprovisionamiento de aminoácidos descrito antes;
- 7,7 L de Sulfato de magnesio 1M;
- 350 ml de Cloruro férrico al 2,7%;
- 350 ml de Solución de elementos vestigiales;
- 2 litros de Alcohol de tetraciclina de 5 mg/ml;
- 1 litro de Glucosa al 50%.
\vskip1.000000\baselineskip
El fermentador se hizo funcionar a 37ºC y se
mantuvo el pH a un pH de aproximadamente 7,3 (es decir, entre 7,0 y
7,5) con aireación y agitación suficiente para proporcionar entre 3
y 5 mM O_{2}/litro-min.
Se transfirieron asépticamente las células
33B6/pMY223 al fermentador en forma de un inóculo de 8 litros con
una densidad óptica (DO) a 600 nm de 15. El fermentador se hizo
funcionar, introduciendo suficiente glucosa para satisfacer la
demanda del cultivo (pero evitando la acumulación de glucosa en el
fermentador) y manteniendo el oxígeno disuelto al 30% o más de
saturación de aire. El pH se controló utilizando hidróxido de amonio
15 N o ácido sulfúrico al 24%, y se utilizó FERMAX ADJUVANT 27 para
controlar la formación de espuma. Cuando el cultivo alcanzó una DO
a 600 nm de 20, comenzó el aprovisionamiento de aminoácidos a
aproximadamente 0,06 kg/minuto.
Aproximadamente 32 horas después de la
inoculación, el cultivo se inactivó mediante destrucción con calor a
60ºC durante 30 segundos. Después se recogió una suspensión celular
mediante centrifugación y se congeló en gránulos.
\vskip1.000000\baselineskip
Los gránulos congelados de la cosecha de
fermentación (en adelante "sedimento celular") fueron
almacenados a -60ºC o menos antes de su uso. Se añadieron 5 litros
de tampón de extracción (urea 6 M, Tris 0,02 M, pH 7,65, a la
temperatura ambiente) por kg de sedimento celular a un tanque de
extracción encamisado. El sedimento celular se añadió lentamente al
tampón de extracción, con agitación. Se minimizó la formación de
espuma. La suspensión se mezcló a 4ºC hasta que todo el sedimento
estuvo en solución. El pH se ajustó a 8,0 y la solución se mezcló a
4ºC durante 2 horas para formar un extracto. Se añadieron 3 litros
de agua por litro de extracto y 10 ml de polietilenimina al 5%
(PEI), pH 8,0, por litro de extracto, con agitación.
El extracto fue aclarado haciéndolo pasar a
través de una centrífuga de flujo continuo Alfa Laval AX213. El
extracto fue agitado continuamente para mantener la suspensión e
introducido a una velocidad de aproximadamente 20 litros por minuto
(LPM) en la centrífuga. El sobrenadante fue recogido en un tanque
receptor encamisado, ajustado para mantener la temperatura a 4ºC.
Cuando el extracto completo hubo sido introducido a través de la
centrífuga, se introdujeron aproximadamente 75 litros de agua
purificada (4ºC), a través de la centrífuga para recuperar el
extracto de E. coli aclarado de la centrífuga.
\vskip1.000000\baselineskip
El extracto de E. coli aclarado fue
purificado sobre una columna de DEAE TRISACRYIL LS PLUS (volumen =
0,36 litros/kg de pasta celular), que funcionaba a 4ºC. Antes de la
carga, la columna fue lavada y equilibrada con tampón de
equilibrado (Tris-HCl 0,05 M, pH 8,0, 4ºC). La
columna fue cargada después con el extracto de E. coli
aclarado y lavada al menos con tres veces el volumen de la columna
de tampón de equilibrado hasta que la absorbancia de UV del
eluyente estuvo en la línea base o cerca de ella. La columna se hizo
eluir con tampón de elución (urea 3M, más MES, MOPS,
Tris-HCl, TEA-HCl, glicina y
glicilglicina, cada uno 18 mM, pH 5,0). La carga, lavado, y elución
de la columna se llevaron a cabo a una velocidad de flujo nominal
para todas las etapas de la cromatografía en este ejemplo. Se
recogieron las fracciones del eluyente que absorbía UV y se
analizaron mediante SDS-PAGE. Se reunieron las
fracciones que contenían la variante B2036.
\vskip1.000000\baselineskip
Se ajustó el pH de la reserva DEAE TRISACRYL LS
PLUS y se purificó sobre una columna de DEAE SEPHAROSE FAST FLOW
(volumen = 1,47 litros/kg de pasta celular). El pH de la reserva de
DEAE TRISACRYL LS PLUS fue ajustado a aproximadamente 7,2 con
hidróxido de sodio al 2% a 4ºC. La columna fue lavada y equilibrada
con tampón de equilibrado (Tris-HCl 0,05 M, pH 8,0,
4ºC). Después la columna fue cargada con la reserva con el pH
ajustado y lavada al menos con tres veces el volumen de la columna
de tampón de equilibrado hasta que la absorbancia UV del eluyente
estuvo en la línea base o cerca de ella. La columna se hizo eluir
con tampón de elución (urea 3M, más MES, MOPS,
Tris-HCl, TEA-HCl, glicina y
glicilglicina, cada uno a 18 mM, pH 5,0), y se recogieron las
fracciones del eluyente que absorbía UV y se analizaron mediante
SDS-PAGE. Se reunieron aquellas fracciones que
contenían la variante B2036.
\vskip1.000000\baselineskip
Se ajustó el pH de la reserva DEAE SEPHAROSE
FAST FLOW y adicionalmente se purificó sobre una columna Q SEPHAROSE
FAST FLOW (volumen = 0,43 litros/kg de pasta celular), que
funcionaba a 4ºC. El pH de la reserva Q SEPHAROSE FAST FLOW se
ajustó a 7,2 con hidróxido de sodio al 2% a 4ºC. La columna se
equilibró con tampón de equilibrado (Tris 0,05 M, pH 8,0) y se
cargó con la reserva con el pH ajustado. La columna se lavó con una
vez el volumen de la columna de tampón de equilibrado y se hizo
eluir con un gradiente lineal que comenzaba con NaCl 0,05 M, Tris
0,05 M, pH 8,0 y terminaba con NaCl 0,20 M, Tris 0,05 M, pH 8,0,
utilizando tres veces el volumen de la columna de cada tampón. Las
fracciones fueron recogidas y analizadas mediante SDS PAGE, y se
reunieron aquellas fracciones que contenían la variante B2036.
\vskip1.000000\baselineskip
Tras el acondicionamiento, la reserva Q
SEPAHROSE FAST FLOW fue purificada adicionalmente sobre una columna
PHENYL TOYOPEARL 650M (volumen = 0,50 litros/g de pasta celular),
que funcionaba a la temperatura ambiente. La reserva Q SEPHAROSE
FAST FLOW fue acondicionada con tampón de acondicionamiento (sulfato
de sodio 1,2 M, Tris 0,05 M, pH 7,2) añadiendo un volumen de tampón
de acondicionamiento equivalente a 1,5 veces el volumen de la
reserva Q SEPHAROSE y agitando la solución resultante durante
aproximadamente 15 minutos. Después la solución se llevó a la
temperatura ambiente. La columna se equilibró con tres veces el
volumen de la columna de tampón de equilibrado (sulfato de sodio
0,75 M, Tris 0,05 M, pH 7,2) a través de un filtro de entrada de
0,22 \mu. La reserva acondicionada completa fue cargada después
sobre la columna a través de un filtro de entrada Pall Profile de
0,3 \mu. Después la columna se hizo eluir con un gradiente lineal
que comenzaba con sulfato de sodio 0,75 M, Tris 50 mM, pH 7,2 y
terminaba con Tris 50 mM, pH 7,5. Se utilizó tres veces el volumen
de la columna de cada tampón. Las fracciones se recogieron y se
analizaron mediante SDS-PAGE, y se reunieron las
fracciones que contenían la variante B2036.
\vskip1.000000\baselineskip
Se utilizó una columna SEPHADEX
G-25 para reducir la sal en la reserva PHENYL
TOYOPEARL cambiando la variante B2036 por tampón Tris 0,05 M. La
columna se hizo funcionar a 4ºC. El volumen de la carga se
restringió a un máximo del 30% del volumen del lecho total de la
columna. La columna se equilibró con tres veces el volumen de la
columna de tampón de equilibrado (Tris 0,05 M, pH 7,2) y después se
cargó con la reserva PHENYL TOYOPEARL. La columna se hizo eluir con
Tris 0,05 M, pH 7,2. Cuando la DO a 280 nm empezó a incrementarse,
se recogió la reserva hasta que la DO a 280 nm cayó cerca de la
línea base.
\vskip1.000000\baselineskip
La reserva SEPHADEX G-25 se
purificó adicionalmente sobre una columna DEAE SEPHAROSE FAST FLOW
(volumen = 0,04 litros/g de proteína), funcionando a 4ºC. La
columna fue equilibrada con un volumen mínimo de tres veces el
volumen de la columna de tampón de equilibrado (Tris 0,05 M, pH
8,0). Después la columna se cargó con la reserva SEPHADEX
G-25. El límite de carga para la columna fue de 25 g
de proteína por litro de resina. La columna se hizo eluir con
aproximadamente diez veces el volumen de la columna de tampón de
elución (urea 2 M más MES, MOPS, Tris-HCl,
TEA-HCl, glicina, y glicilglicina, cada una 17 mM,
pH 5,0). Cuando la DO a 280 nm del eluyente alcanzó un valor de
0,1, las fracciones se recogieron hasta que la DO a 280 cayó por
debajo del valor de 0,5. Las fracciones fueron analizadas mediante
SDS-PAGE, y se recogieron las fracciones que
contenían la variante B2036.
\vskip1.000000\baselineskip
La reserva de DEAE SEPHAROSE FAST FLOW se
concentró sobre una columna Q SEPHAROSE FAST FLOW (volumen = 0,07
litros/g de proteína), funcionando a 4ºC. La columna se equilibró
con al menos cuatro veces el volumen de la columna de tampón HEPES
0,1 M, pH 7,7. La reserva DEAE SEPHAROSE FAST FLOW se cargó sobre la
columna, y la columna se lavó con al menos cuatro veces el volumen
de la columna de tampón. La columna se hizo eluir con
aproximadamente dos veces el volumen de la columna de tampón de
elución (HEPES 0,1 M, NaCl 0,22 M, pH 7,7). Cuando la DO a 280 nm
del eluyente excedió de 2,0, la reserva se recogió hasta que la DO a
280 cayó por debajo de 2,0.
\vskip1.000000\baselineskip
La variante B2036 estaba esencialmente libre de
impurezas de la célula anfitriona y cualquiera de las formas
degradadas significativas conocidas de la variante como se determinó
mediante SDS-PAGE utilizando la tinción con azul de
Coomassie.
\vskip1.000000\baselineskip
Ejemplo VI
Comparativo
La variante B2024 fue producida según el
siguiente protocolo ilustrativo.
\vskip1.000000\baselineskip
La variante B2024 fue expresada en E.
coli 33B6 utilizando el plásmido pMY216, que es el mismo que
pMY223 (descrito en el Ejemplo V), excepto que pMY216 contiene la
secuencia codificante de B2024 en lugar de la secuencia codificante
de B2036.
\vskip1.000000\baselineskip
Se produjo una suspensión de células 33B6 que
contenían el vector pMY223 (en adelante "células 33B6/pMY216")
para expresar la variante B2024 como sigue.
Los siguientes componentes se transfirieron a un
fermentador de 60 litros capaz de liberar 3-6 mM
O_{2}/litro-min:
- 60,0 ml de agente antiespuma FERMAX ADJUVANT 27 (OSI Specialties Group, Witco Corp., South Charleston, WV);
- 156,0 g de Fosfato de sodio dibásico;
- 78,0 g de Fosfato de sodio monobásico dihidratado;
- 300,0 g de Sulfato de amonio;
- 60,0 g de Citrato de sodio dihidratado;
- 90,0 g de Cloruro de potasio;
- 36,0 litros de Agua desionizada.
\vskip1.000000\baselineskip
El fermentador fue esterilizado a 121ºC durante
30 minutos. Después de enfriar, se transfirió asépticamente a un
fermentador esterilizado, lo siguiente:
- 600,0 ml de Sulfato de magnesio 1M;
- 60,0 ml de Cloruro férrico al 2,7%;
- 60,0 ml de Solución de elementos vestigiales;
- 120,0 ml de Alcohol de tetraciclina de 5 mg/ml;
- 90 ml de Glucosa al 50%;
- 6,0 litros de NZ amina A al 10% (Quest, Int'l, Hoffman Estates, IL);
- Agua desionizada hasta 48 litros.
\vskip1.000000\baselineskip
El fermentador se hizo funcionar a 37ºC y se
mantuvo el pH a un pH de aproximadamente 7,0 (es decir, entre 6,8 y
7,2) con aireación y agitación suficiente para proporcionar entre 3
y 6 mM O_{2}/litro-min.
\newpage
\global\parskip0.900000\baselineskip
Se transfirieron asépticamente las células
33B6/pMY216 al fermentador en forma de un inóculo de 1 litro con
una densidad óptica (DO) a 600 nm de 4. El fermentador se hizo
funcionar, manteniendo el oxígeno disuelto al 0% de saturación de
aire durante tanto tiempo como fuera posible e introduciendo
suficiente glucosa para satisfacer la demanda del cultivo, pero
evitando la acumulación de glucosa en el fermentador. La glucosa se
introdujo de manera que cualquier acetato formado fuera consumido de
nuevo en un corto espacio de tiempo (normalmente menos de media
hora, pero no más de dos horas). El pH se controló utilizando
hidróxido de amonio 12 N conteniendo 47 g/litro de
L-leucina o ácido sulfúrico al 24%, y se utilizó
FERMAX ADJUVANT 27 para controlar la formación de espuma.
Aproximadamente 40 horas después de la
inoculación, el cultivo se inactivó mediante destrucción con calor a
60ºC durante 30 segundos. Después se recogió una pasta celular
mediante centrifugación y se congeló.
\vskip1.000000\baselineskip
La pasta celular congelada de la cosecha de
fermentación fue almacenada a -60ºC o menos antes de su uso. La
pasta celular fue descongelada durante la noche a 4ºC. Se añadieron
5 litros de tampón de extracción (urea 6 M, Tris 0,02 M, pH 8,5, a
4ºC) por kg de pasta celular a la pasta celular. Las células se
homogeneizaron en el tampón utilizando un homogeneizador
ULTRATURREX (Tekmar, Cincinnati, OH) con agitación, minimizando la
formación de espuma. La temperatura se mantuvo a 4ºC, y la
suspensión se mezcló hasta que todas las células estuvieron en
suspensión. El pH se ajustó a aproximadamente 8,1. La solución se
mezcló a 4ºC durante 2 horas para formar un extracto. Se añadieron
1 litro de agua por litro de extracto y 20 ml de PEI al 5%, pH 8,0,
por litro de extracto, con agitación.
El extracto fue aclarado haciéndolo pasar a
través de una centrífuga de flujo continuo Alfa Laval BTPX205. El
extracto fue agitado continuamente para mantener la suspensión e
introducido a una velocidad de aproximadamente 2 LPM en la
centrífuga. El sobrenadante fue recogido en un tanque receptor a
4ºC. Cuando el extracto completo hubo sido introducido a través de
la centrífuga, se introdujeron aproximadamente 5-10
litros de agua purificada (4ºC), a través de la centrífuga para
desplazar el extracto de E. coli aclarado de la centrífuga.
El extracto aclarado se diluyó con agua purificada (4ºC) hasta que
la conductividad medida fue menor de 2,0 mS.
\vskip1.000000\baselineskip
El extracto de E. coli aclarado fue
purificado sobre una columna de DEAE TRISACRYIL LS PLUS (volumen =
0,50 litros/kg de pasta celular) en serie con una columna DEAE
SEPHAROSE FAST FLOW (volumen = 2,6 litros/kg de pasta celular)
funcionando ambas a 4ºC. Antes de la carga, las columnas fueron
lavadas y equilibradas con tampón de equilibrado
(Tris-HCl 0,02 M, pH 8,5, 4ºC). La columna DEAE
TRISACRYL LS PLUS fue cargada después con el extracto de E.
coli aclarado. Las columnas fueron lavadas al menos con tres
veces el volumen de la columna de tampón de equilibrado hasta que
la absorbancia UV del eluyente estuvo en la línea base o cerca de
ella. La columna DEAE TRISACRYL LS PLUS fue desconectada después de
la columna DEAE SEPHAROSE FAST FLOW. La variante B2024 se hizo
eluir de la columna DEAE SEPHAROSE FAST FLOW con un tampón de
elución en gradiente de pH (urea 3M, más MES, MOPS,
Tris-HCl, TEA-HCl, glicina y
glicilglicina, cada una 10 mM, pH 5,0). La carga, lavado, y elución
de la columna se llevaron a cabo a una velocidad de flujo nominal
para todas las etapas de la cromatografía en este ejemplo. Se
recogieron las fracciones que contenían la variante B2024, basándose
en la absorbancia óptica de la elución y en el análisis mediante
SDS-PAGE de las fracciones.
\vskip1.000000\baselineskip
Se ajustó el pH de la reserva DEAE SEPHAROSE
FAST FLOW y adicionalmente se purificó sobre una columna Q SEPHAROSE
FAST FLOW (volumen = 0,67 litros/kg de pasta celular), que
funcionaba a 4ºC. El pH de la reserva Q SEPHAROSE FAST FLOW se
ajustó a 8,5 con hidróxido de sodio al 2% a 4ºC. La columna se
equilibró con tampón de equilibrado (Tris 0,02 M, pH 8,5), se cargó
con la reserva con el pH ajustado, y se hizo eluir con un gradiente
lineal que comenzó con Tris 0,02 M, pH 8,5 y terminó en NaCl 0,10
M, MES 0,08 M, pH 6,5, utilizando 2,5 veces el volumen de la
columna de cada tampón. Las fracciones fueron recogidas y analizadas
mediante SDS-PAGE, y se reunieron aquellas
fracciones que contenían la variante B2024.
\vskip1.000000\baselineskip
Tras el acondicionamiento, la reserva Q
SEPAHROSE FAST FLOW fue purificada adicionalmente sobre una columna
PHENYL TOYOPEARL 650M (volumen = 0,20 litros/kg de pasta celular),
que funcionaba a la temperatura ambiente. La reserva Q SEPHAROSE
FAST FLOW fue acondicionada con tampón de acondicionamiento (sulfato
de sodio 2 M, Tris 0,04 M, pH 7,2) añadiendo un volumen de tampón
de acondicionamiento equivalente al volumen de la reserva Q
SEPHAROSE y agitando la solución resultante hasta su uniformidad. La
columna se equilibró con dos a tres veces el volumen de la columna
de tampón de equilibrado (sulfato de amonio 1,0 M, Tris 0,02 M, pH
7,2). La reserva acondicionada completa fue cargada después sobre
la columna, y la columna se hizo eluir con un gradiente lineal que
comenzó con sulfato de amonio 1 M, Tris 20 mM, pH 7,2 y terminó con
agua purificada. Se utilizaron cuatro veces el volumen de la
columna de cada tampón. Las fracciones se recogieron y se analizaron
mediante SDS-PAGE, y se reunieron las fracciones que
contenían la variante B2024.
\global\parskip1.000000\baselineskip
Se utilizó una columna SEPHADEX
G-25 para reducir la sal en la reserva de PHENYL
TOYOPEARL intercambiando la variante B2024 por tampón Tris 0,02 M.
La columna se hizo funcionar a 4ºC. El volumen de la carga se
restringió a un máximo del 30% del volumen del lecho total de la
columna. La columna se equilibró con tres veces el volumen de la
columna de tampón de equilibrado (Tris 0,02 M, pH 8,0) y después se
cargó con la reserva PHENYL TOYOPEARL. La columna se hizo eluir con
Tris 0,02 M, pH 8,0. Cuando la DO a 280 nm se incrementó
aproximadamente hasta 0,2, se recogió la reserva hasta que la DO a
280 nm cayó por debajo de 0,2.
\vskip1.000000\baselineskip
La reserva de SEPHADEX G-25 se
purificó adicionalmente sobre una columna DEAE SEPHAROSE FAST FLOW
(volumen = 0,04 litros/g de proteína), funcionando a 4ºC. La
columna fue equilibrada con un volumen mínimo de tres veces el
volumen de la columna de tampón de equilibrado (Tris 0,02 M, pH
8,0). La reserva G-25 se diluyó con un volumen
igual de agua para la irrigación, y la solución resultante se mezcló
hasta la uniformidad. La columna se hizo eluir con aproximadamente
diez veces el volumen de la columna de tampón de elución (urea 2 M
más MES, MOPS, Tris-HCl, TEA-HCl,
glicina, y glicilglicina, cada una 10 mM, pH 5,0). Cuando la DO a
280 nm del eluyente alcanzó un valor de 0,1, las fracciones se
recogieron hasta que la DO a 280 cayó por debajo del valor de 0,5.
Las fracciones fueron analizadas mediante SDS-PAGE,
y se recogieron las fracciones que contenían la variante B2024.
\vskip1.000000\baselineskip
La reserva de DEAE SEPHAROSE FAST FLOW se
concentró sobre una columna DEAE SEPHAROSE FAST FLOW (volumen =
0,06 litros/g de proteína), funcionando a 4ºC. La columna se
equilibró con al menos cuatro veces el volumen de la columna de
tampón Tris 0,02 M, pH 8,0. La reserva DEAE SEPHAROSE FAST FLOW
completa se cargó sobre la columna, y la columna se lavó con al
menos dos veces el volumen de la columna de tampón MES 0,02 M, pH
6,5. La columna se hizo eluir con aproximadamente dos veces el
volumen de la columna de NaCl 0,1 M, MES 0,02 M, pH 6,5, seguido de
dos veces el volumen de la columna de NaCl 0,15 M, MES 0,02 M, pH
6,5. Cuando la DO a 280 nm del eluyente excedió de 2,0, la reserva
se recogió hasta que la DO a 280 cayó por debajo de 2,0.
\vskip1.000000\baselineskip
La variante B2024 estaba esencialmente libre de
impurezas de la célula anfitriona y cualquiera de las formas
degradadas significativas conocidas de la variante como se determinó
mediante SDS-PAGE utilizando la tinción con azul de
Coomassie.
\vskip1.000000\baselineskip
Se utilizó
M-SPA-PEG(5000) para pegilar
la variante de hGH B2036. La pegilación de la variante B2036 se
llevó a cabo según el siguiente protocolo, que también es adecuado
para la pegilación de la hGH de tipo salvaje y de otras variantes de
hGH, tales como la variante B2024.
\vskip1.000000\baselineskip
Se hizo reaccionar la variante B2036 purificada,
producida como se ha expuesto en el Ejemplo IV, con
M-SPA-PEG(5000) (Shearwater
Polymers, Inc., Huntsville, AL), que se añadió en forma de un sólido
a la preparación de la variante B2036. Se dejó que la reacción
prosiguiera a la temperatura ambiente con agitación constante.
Brevemente, la preparación de la variante B2036 se diluyó con HEPES
0,1 M, pH 7,7, a una concentración de proteína final de 10 mg de
variante B2036/ml y se dejó volver a la temperatura ambiente. El pH
de la solución a la temperatura ambiente fue de aproximadamente
7,5. El M-SPA-PEG(5000)
sólido se añadió a la preparación, con agitación, a una
concentración de 20 g/litro. El pH se mantuvo a 7,5 \pm 0,1. La
reacción se completó a las dos horas de la adición de
M-SPA-PEG(5000).
\vskip1.000000\baselineskip
La preparación de la variante B2036 pegilada fue
acondicionada y después purificada sobre una columna PHENYL
TOYOPEARL 650M (volumen = 0,13 litro/g variante B2036), que
funcionaba a la temperatura ambiente. La preparación de la variante
B2036 pegilada fue acondicionada añadiendo un volumen de solución
acondicionadora de citrato (citrato de sodio 0,8 M, Tris 0,05 M, pH
7,7) equivalente al volumen de la preparación de la variante B2036
pegilada y agitando la solución resultante durante aproximadamente
15 minutos a la temperatura ambiente. La columna se equilibró a la
temperatura ambiente con al menos una vez el volumen de la columna
de tampón de equilibrado (citrato de sodio 0,40 M, Tris 0,05 M, pH
7,5). La preparación de la variante B2036 pegilada acondicionada se
cargó después en la columna. La columna se hizo eluir con cuatro
veces el volumen de la columna de un gradiente lineal que comenzaba
en citrato de sodio 0,40 M, Tris 50 mM, pH 7,5, y terminaba con Tris
50 mM, pH 7,5. La carga, lavado y elución de la columna se llevaron
a cabo a una velocidad de flujo nominal para todas las etapas de la
cromatografía en este ejemplo. Las fracciones fueron recogidas y
analizadas mediante SDS-PAGE, y se recogieron
aquellas fracciones que contenían el producto conjugado
PEG-variante B2036.
\vskip1.000000\baselineskip
Se concentró la reserva de PHENYL TOYOPEARL
aproximadamente tres veces y después se sometió a diafiltración
frente a seis volúmenes de acetato de sodio 0,025 M, pH 4,0,
utilizando un sistema de ultrafiltración equipado con una membrana
de celulosa regenerada de 10 kD (Millipore, Bedford, MA).
La primera etapa de la concentración fue un
reciclaje total con el modo abierto al producto filtrado utilizando
la reserva PHENYL TOYOPEARL. El reciclaje se realizó durante
aproximadamente 15 minutos, con el objetivo de reducir la
concentración de PEG-variante B2036 en el producto
filtrado a menos de 3% de la concentración de alimentación. La
concentración real de la reserva de PHENYL TOYOPEARL se inició con
el modo de UF (es decir, con el producto retenido dirigido a un
tanque de reciclaje, y el producto filtrado dirigido al colector).
La transición desde el reciclaje inicial al modo de UF se realizó
automáticamente sin una parada de la bomba de alimentación, y sin
cambio alguno en la velocidad de alimentación o en la presión del
producto retenido. La concentración continuó hasta que se hubo
alcanzado una reducción de tres veces en el volumen del producto
retenido. La reserva de PHENYL TOYOPEARL concentrada fue sometida a
diafiltración frente a seis volúmenes de acetato de sodio 0,025 M,
pH 4,0, en el modo DF (es decir, con el producto retenido dirigido
al tanque de reciclaje, el producto filtrado dirigido al colector,
y el tampón transferido al tanque de reciclaje). Se realiza una
transición desde el modo UF al modo DF automáticamente sin una
parada en la bomba de alimentación.
Una vez que la reserva de Phenyl Toyopearl se
hubo diafiltrado y concentrado, se realizó un reciclaje mediante
una ligera caída de presión (\DeltaP) en un reciclaje total con el
modo cerrado al producto filtrado. La válvula del producto retenido
se abrió completamente durante esta etapa. La velocidad de
alimentación se mantuvo para dar una caída de presión de 0,36
kg\cdotcm^{2}. La recirculación se realizó durante al menos 10
minutos. El modo de transferencia del producto fue utilizado
después para transferir los contenidos del sistema de
ultrafiltración al tanque de reserva. La transferencia se realizó en
dos etapas. La primera etapa implicó vaciar el producto retenido en
el tanque de reciclaje a través de una válvula, con la unidad de
membrana aislada. En la segunda etapa, el bastidor de
ultrafiltración se vació completamente, utilizando una corriente a
baja presión de gas inerte para empujar el producto fuera del
sistema y al tanque de reserva.
\vskip1.000000\baselineskip
La variante B2036 pegilada fue purificada
adicionalmente mediante cromatografía de intercambio catiónico sobre
una columna S SEPHAROSE FAST FLOW, cargando no más de 7 g de
proteína/litro de resina. La columna fue equilibrada a la
temperatura ambiente con al menos tres veces el volumen de la
columna de acetato de sodio 0, 025 M, pH 4,0. La reserva de
PEG-variante B2036 UF/DF completa fue cargada
después sobre la columna, y la columna se hizo eluir con siete
veces el volumen de la columna con un gradiente lineal que comenzaba
con acetato de sodio 0, 025 M, pH 4,0, y terminaba con NaCl 0,25 M,
acetato de sodio 0,025 M, pH 4,0. Una vez que la DO a 280 nm empezó
a aumentar, las fracciones fueron recogidas y analizadas mediante
SDS-PAGE y espectrometría de masas. Se reunieron
aquellas fracciones que contenían el producto conjugado
PEG-hGH conteniendo de cuatro a cinco grupos
PEG.
\vskip1.000000\baselineskip
Se concentró la reserva S SEPHAROSE FAST FLOW a
aproximadamente 10 g/litro utilizando un sistema de ultrafiltración
equipado con una membrana de celulosa regenerada de 10 kD
(Millipore, Bedford, MA). Las etapas de concentración, reciclaje
mediante ligera caída de presión, y transferencia del producto se
realizaron como se describe en la sección de
"Ultrafiltración/Diafiltración" anterior para lograr una
reducción de siete veces en el volumen del producto retenido.
\vskip1.000000\baselineskip
Se utilizó una columna SEPHADEX
G-25, que funcionaba a 4ºC para intercambiar la
preparación de PEG-variante B2036 en el tampón de
formulación (18,0 g/litro manitol, 0,068 g/litro glicina, fosfato de
sodio 5 mM, pH 7,4). El volumen de la carga fue restringido al 25%
del volumen total del lecho de la columna. La columna se lavó con
una vez el volumen de la columna de agua purificada para la
irrigación, seguido de equilibrado con al menos 1,5 veces el
volumen de la columna de tampón de formulación. La reserva de UF de
PEG-variante B2036 completa se cargó después sobre
la columna, y la columna se hizo eluir con tampón de formulación.
Cuando la DO a 280 excedió de 0,5, las fracciones fuero recogidas
hasta que la DO a 280 cayó por debajo de aproximadamente 0,5. La
reserva de SEPHADEX G-25 fue diluida después con
tampón de formulación hasta una concentración de 5,0 mg/ml.
\vskip1.000000\baselineskip
Las estequiometrías de PEG por la variante de
hGH fueron evaluadas mediante espectrometría de masas en un
espectrómetro de masas de ionización por desorción láser VESTEC
(PerSeptive Biosystems, Inc., Framingham, MA). Los resultados
indicaron que la preparación contenía principalmente productos
conjugados que contenían cuatro y cinco grupos PEG
(PEG-4/5-B2036).
\vskip1.000000\baselineskip
La variante B2036 fue pegilada con
PEG(20.000) según el siguiente protocolo ejemplar.
Se cambió el tampón de la variante B2036,
purificada como se describe en el Ejemplo V por fosfato de sodio
0,05 M, pH 7,5, utilizando una columna G-25 SEPHADEX
PD-10 (Pharmacia, Piscataway, NJ). La solución de
variante B2036 fue diluida después hasta una concentración de
proteína de 10 mg/ml. Se pesaron 60 mg de
M-SPA-PEG(20.000)
(Shearwater Polymers, Inc. Huntsville, AL) en un tubo, y se
añadieron 6 ml de solución de variante B2036. La reacción se incubó
a la temperatura ambiente durante 75 minutos. Se cambió el tampón de
la mezcla de reacción por acetato de sodio 25 mM, pH 4,0, utilizando
una columna G-25 SEPHADEX PD 10.
La solución de
PEG(20.000)-variante B2036 resultante fue
aplicada a una columna SP SEPHAROSE HP (Pharmacia) que había sido
lavada con acetato de sodio 25 mM, pH 4,0, hasta que la columna se
hubo equilibrado. Se cargó la columna con la solución de
PEG(20.000)-variante B2036 a una
concentración de 4,1 mg/ml de resina a la temperatura ambiente.
Después la columna se hizo eluir con un gradiente lineal que
constaba de acetato de sodio 25 mM, pH 4,0, a cloruro de sodio 0,5
M en acetato de sodio 25 mM, pH 4,0, utilizando cinco veces el
volumen de la columna de cada tampón. Las fracciones fueron
recogidas y analizadas mediante electroforesis en gel SDS,
utilizando geles Daiichi en los que se había vertido previamente
poliacrilamida al 2-15% (Owl Scientific, Cambridge,
MA). Las fracciones que contenían una forma
PEG(20.000)-B2036 que tenía una única
molécula de PEG(20.000) conjugada con cada molécula de B2036
fueron reunidas y concentradas mediante ultrafiltración utilizando
un concentrador CENTIPREP 10 (Amicon, Inc., Beverly, MA). El
concentrador CENTIPREP 10 fue centrifugado a 8.000 rpm en una
centrífuga SORVALL RT6000B (Dupont Instruments, Newton, CT) a 16ºC.
El producto retenido fue separado y concentrado adicionalmente
utilizando un concentrador CENTRICON 10 (Amicon, Inc). El
concentrador fue centrifugado a 6.500 rpm en una centrífuga SORVALL
RC-5B a 16ºC.
Después se cambió el tampón de
PEG(20.000)-variante B2036 concentrado por
tampón de formulación (18,0 g/litro manitol, 0,68 g/litro glicina,
fosfato de sodio 5 mM, pH 7,4) utilizando una columna
G-25 SEPHADEX PD-10 a la temperatura
ambiente.
\vskip1.000000\baselineskip
La variante B2036 fue pegilada con PEG de cadena
ramificada que tenía dos cadenas de 10.000 D (PEG2(20.000))
según el siguiente protocolo ejemplar.
Se cambió el tampón de la variante B2036,
purificada como se describe en el Ejemplo V, por fosfato de sodio
0,05 M, pH 7,5, utilizando una columna G-25 SEPHADEX
PD-10 (Pharmacia, Piscataway, NJ). La solución de
B2036 fue diluida después hasta una concentración de proteína de 10
mg/ml. Se pesaron 100 mg de NHS-PEG2(20.000)
(Shearwater Polymers, Inc.) en un tubo, y se añadieron 4 ml de
solución de B2036. La reacción se incubó a la temperatura ambiente
durante 90 minutos. Se cambió el tampón de la mezcla de reacción por
acetato de sodio 25 mM, pH 4,0, utilizando una columna
G-25 SEPHADEX PD 10.
La solución de
PEG2(20.000)-variante B2036 resultante se
aplicó a una columna SP SEPHAROSE HP (Pharmacia) que había sido
lavada con acetato de sodio 25 mM, pH 4,0, hasta que la columna se
hubo equilibrado. La columna se cargó con la solución de PEG
(20.000)-variante B2036 a una concentración de 2,75
mg/ml de resina a la temperatura ambiente. La columna se hizo eluir
después con un gradiente lineal que constaba de acetato de sodio 25
mM, pH 4,0, a cloruro de sodio 0,5 M en acetato de sodio 25 mM, pH
4,0, utilizando cinco veces el volumen de la columna de cada
tampón. Las fracciones fueron recogidas y analizadas mediante
electroforesis en gel SDS, utilizando geles Daiichi en los que se
había vertido previamente poliacrilamida al 2-15%
(Owl Scientific, Cambridge, MA). Las fracciones que contenían una
forma PEG2(20.000)-B2036 que tenía una única
molécula de PEG2(20.000) conjugada a cada molécula de B2036
fueron reunidas y concentradas mediante ultrafiltración utilizando
un concentrador CENTRICON 10 (Amicon, Inc., Beverly, MA). El
concentrador fue centrifugado a 6.500 rpm en una centrífuga SORVALL
RC-5B a 16ºC (Dupont Instruments, Newton, CT).
Se cambió el tampón de
PEG2(20.000)-B2036 concentrado por tampón de
formulación (18,0 g/litro manitol, 0,68 g/litro de glicina, fosfato
de sodio 5 mM, pH 7,4) utilizando una columna G-25
SEPHADEX a la temperatura ambiente.
\vskip1.000000\baselineskip
Los sitios de modificación con PEG de una
preparación de PEG-4/5-variante
B2036 producida como se ha descrito en los Ejemplos V y VII fueron
analizados mediante mapeo con tripsina. Las muestras de
PEG-4/5-variante B2036 purificadas
(1 mg/ml en CaCl_{2} 1 M, acetato de sodio 0,1 M, Tris 10 mM, pH
8,8) fueron incubadas con tripsina bovina (Worthington Biochemical
Corp., Freehold, NJ) a una proporción en peso de proteína de 1:40
(tripsina:PEG-4/5-variante B2036)
como describen Kohr, W.J. et al Anal. Biochem., 122:
348-359 (1982). La tripsina fue añadida a tiempo 0
y de nuevo a las cuatro horas de digestión. Tras incubar durante
ocho horas a 37ºC, se detuvo la digestión añadiendo ácido fosfórico
a pH 2, y se almacenaron las muestras a 4ºC.
Las muestras digeridas (100 \mug) fueron
cargadas en una columna C-18 de 15 x 0,46 cm
(cuentas de 5 \mum, tamaño de poro 100 \ring{A}; NUCLEOSIL,
Alltech Associates, Deerfield, IL) en ácido trifluoroacético acuoso
al 0,1% y se hicieron eluir con un gradiente de acetonitrilo de 0 al
60% a lo largo de 120 minutos a una velocidad de flujo de 0,4
ml/min a 40ºC. La elución de los péptidos sometidos a tratamiento
con tripsina fue controlada mediante la absorbancia a 214 nm.
La conjugación de un grupo PEG a un péptido
sometido a tratamiento con tripsina fue detectada mediante la
reducción del tamaño del correspondiente pico en un cromatograma, en
comparación con el cromatograma producido a partir de una digestión
con tripsina de la proteína no pegilada. Los resultados indicaron
que el orden de reactividad de las aminas primarias (medido como el
porcentaje de modificación de los péptidos primarios), de más
reactivas a menos reactivas es:
F1 > K145, K140, K38, K158 > K120,
K70.
\vskip1.000000\baselineskip
Se determinó que K41 y K115 no eran reactivas,
basándose en el fracaso al detectar versiones modificadas de los
correspondientes péptidos sometidos a tratamiento con tripsina. Los
restos 168 y 172 de la variante B2036 no fueron capaces de
reaccionar con PEG debido a que las lisinas de estas posiciones
estaban remplazadas por diferentes aminoácidos. Ninguno de los
restos más reactivos están en el Sitio 1. De hecho, las tres lisinas
del Sitio 1 presentes en la hGH de tipo salvaje (K41, K168 y K172)
no son reactivas (K41) o están ausentes de B2036 (K168 y K172). Por
tanto, la pegilación de la variante B2036 no bloquea directamente la
unión en el Sitio 1.
\vskip1.000000\baselineskip
Se sometió a ensayo una preparación de
PEG-4/5-variante B2036 producida
como se describe en los Ejemplo V y VII en cuanto a la actividad en
el análisis de dimerización basado en células descrito por Fuh, G. Y
col., Science, 256: 1677-1680 (1992)
y Colosi, P. Y col., J. Biol. Chem., 268:
12627-12629 (1993). Para producir las células
empleadas en este análisis, el receptor de hGH completo fue
transfectado establemente en una línea celular premieloide,
FDC-P1 (Colosi, P. Y col., J. Biol. Chem.,
268, 12617-12629 [1993]), que puede ser
inducida a proliferar después en presencia de hGH. Las células
fueron mantenidas en medio RPMI con suero de ternera fetal al 10% y
hGH 2-5 nM. Las células fueron sometidas a ayuno
durante cuatro horas en medio sin hGH, y después incubadas con
concentraciones crecientes de variante hGH durante 10 horas a 37ºC.
Se aplicó a las células un pulso de timidina[H^{3}]
durante cuatro horas, se sometieron a lisis, y se analizó la
síntesis de ADN mediante la cantidad de radiactividad unida a los
filtros de nitrocelulosa. Fuh, G. Y col., Science,
256: 1677-1680 (1992). Ni B2036 ni
PEG-4/5-B2036 estimularon la
proliferación celular a cualquier concentración que oscilara entre
0,001 y 1,0 \mug/ml de variante de hGH.
\vskip1.000000\baselineskip
En un estudio diseñado para someter a ensayo la
actividad antagónica, la variante B2036 no pegilada y la preparación
de PEG-4/5-B2036, producida como se
describe en los Ejemplos V y VII, fueron incubadas con 11 ng/ml de
hGH recombinante y concentraciones crecientes de variante (10^{4}
células/0,2 ml de volumen de análisis total). La concentración de
variante requerida para bloquear 50% de la proliferación celular
estimulada por hGH recombinante, es decir la concentración
inhibidora semi-máxima (CI_{50}), fue calculada
para ambas variantes. La CI_{50} para B2036 no pegilada fue de
0,19 \mug/ml, mientras la CI_{50} para
PEG-4/5-B2036 fue de 13,01
\mug/ml.
En un experimento separado, se repitió el
análisis (5 x 10^{3} células/0,15 ml de volumen de análisis total)
para comparar la actividad antagónica de una preparación de
PEG-4/5-variante B2036 con la de
PEG(20.000)-variante B2036 y
PEG2(20.000)-variante B2036. Estas variantes
pegiladas fueron producidas como se describe en los Ejemplos VII,
VIII, y IX, respectivamente. La CI_{50} para cada variante
pegilada se expone en la Tabla 11.
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
Se estudió el efecto de inyecciones diarias de
variantes de hGH antagónicas sobre los niveles de IGF en monos
Rhesus. Las variantes de hGH sometidas a ensayo fueron una variante
que contenía una sustitución G120K y las variantes B2036 y B2024.
Además, se sometieron a ensayo las formas pegiladas de estas
variantes, que tenían de cuatro a cinco moléculas de
PEG(5.000). Se inyectaron subcutáneamente dosis diarias de
0,25 mg/kg de preparación de variante de hGH, formulada en 18,0
g/litro de manitol, 0,68 g/litro de glicina, fosfato de sodio 5 mM,
pH 7,4, en dos monos Rhesus macho adolescentes por grupo de
tratamiento. Se determinaron los niveles de IGF-1
mediante inmunoanálisis, como se describe en Amer. J.
Primatology, 11: 53-62 (1986).
Los resultados se muestran en la Fig. 11. Se
observaron descensos en el nivel de IGF-I a los
siete días de la administración para todos los monos tratados con
una variante de hGH, observándose el descenso más significativo en
los monos tratados con
PEG-4/5-B2036. A los 14 días, los
niveles de IGF-I habían regresado a los niveles
previos al tratamiento en monos tratados con la variante G120K y la
variante B2024. Se observaron niveles de IGF-I
reducidos en los monos tratados con las formas pegiladas de G120K y
B2024 y con la variante no pegilada de B2036. Los niveles de
IGF-I a los 14 días para los monos tratados con la
preparación de PEG-4/5-variante
B2036 fueron los mismos que el día siete. Los niveles de
IGF-I el día 21 eran aproximadamente los mismos que
los niveles de IGF-I el día siete para todos los
grupos de tratamiento.
\vskip1.000000\baselineskip
Se estudió el efecto de una única inyección de
preparación de PEG-4/5-variante
B2036 sobre los niveles de IGF-I en monos Rhesus.
Se inyectó intravenosamente o subcutáneamente una única dosis de 1
mg/kg de preparación de
PEG-4/5-variante B2036, producida
como se describe en los Ejemplos V y VII y formulada en 18,0 g/litro
de manitol, 0,68 g/litro de glicina, fosfato de sodio 5 mM, pH 7,4
a monos Rhesus macho adolescentes. El placebo consistió en 0,5 ml
de tampón de formulación administrados subcutáneamente. Los niveles
de IGF-I fueron determinados como en el Ejemplo
XIII.
Los resultados se muestran en la Fig. 12. Con
independencia de la ruta de administración, los niveles de
IGF-I de todos los monos tratados con la preparación
de PEG-4/5-variante B2036 se
redujeron un día después de la administración, continuaron
disminuyendo hasta cuatro días después de la administración, y
permanecieron bajos durante todo el estudio de siete días.
\global\parskip0.000000\baselineskip
(1) INFORMACIÓN GENERAL:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- SOLICITANTE: Brian C. Cunningham
\hskip3.9cmHenry B. Lowman
\hskip3.9cmJames A. Wells
\hskip3.9cmRoss G. Clark
\hskip3.9cmKenneth Olson
\hskip3.9cmGermaine G. Fuh
\vskip0.800000\baselineskip
- (ii)
- TÍTULO DE LA INVENCIÓN: Variantes de la Hormona del Crecimiento Humana
\vskip0.800000\baselineskip
- (iii)
- NÚMERO SE SECUENCIAS: 19
\vskip0.800000\baselineskip
- (iv)
- DIRECCIONES DE CORRESPONDENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- DESTINATARIO: Skjerven, Morrill, MacPherson, Franklin & Friel
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- CALLE: 25 Metro Drive, Suite 700
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CIUDAD: San José
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- ESTADO: California
\vskip0.500000\baselineskip
- (E)
- PAÍS: USA
\vskip0.500000\baselineskip
- (F)
- ZIP: 95110
\vskip0.800000\baselineskip
- (v)
- FORMA LEGIBLE CON EL ORDENADOR:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- TIPO MEDIO: 3.5 pulgadas, disco flexible 1.44 Mb
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- ORDENADOR: PC compatible con IBM
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- SISTEMA OPERATIVO: PC-OOS/MS-DOS
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- SOPORTE LÓGICO: WinPatin (Genentech)
\vskip0.800000\baselineskip
- (vi)
- DATOS DE LA SOLICITUD ACTUAL:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- NÚMERO DE SOLICITUD: M-2693-15P US
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- FECHA DE PRESENTACIÓN: 20-Sept-1996
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CLASIFICACIÓN:
\vskip0.800000\baselineskip
- (vii)
- DATOS DE LA SOLICITUD ANTERIOR:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- NÚMERO DE SOLICITUD: 08/537067
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- FECHA DE PRESENTACIÓN: 21-Sept-1995
\vskip0.800000\baselineskip
- (vii)
- DATOS DE LA SOLICITUD ANTERIOR:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- NÚMERO DE SOLICITUD: 08/537068
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- FECHA DE PRESENTACIÓN: 21-Sept-1995
\vskip0.800000\baselineskip
- (viii)
- INFORMACIÓN DEL APODERADO/AGENTE:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- NOMBRE: Emily M. Haliday
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- NÚMERO DE REGISTRO: 38.903
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- NÚMERO DE REFERENCIA/EXPEDIENTE: M-2693-15P US
\vskip0.800000\baselineskip
- (ix)
- INFORMACIÓN DE TELECOMUNICACIONES:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- TELÉFONO: 408/453-9200
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TELEFAX: 408/453-7979
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- TÉLEX:
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:1:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 21 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:1:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipGCCACCTGAT GTCTAAGAAA C
\hfill21
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:2:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 33 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:2:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipTTTGAAGAGG CCTATATGGC CAAGGAACAG AAG
\hfill33
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:3:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 29 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOCY: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:3:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCAOAACCCCC ATTGACGTCC CTCTGTTTC
\hfill29
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:4:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 45 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:4:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipTCCCCAACGA GCAGNNSNNS TCGTTCNNSN NSAACCCGCA GACGT
\hfill45
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:5:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 44 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:5:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCTGCGGGTTS NNSNNGAACG ASNNSNNCTC CTCCTTCGGG ATAT
\hfill44
\newpage
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:6:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 21 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:6:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipAACCCCCAGA CGTCCCTCTG T
\hfill21
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:7:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 33 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:7:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipGAAACACAAC AGTAAAGGTA ACCTAGAGCT GCT
\hfill33
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMATION FOA SEQ ID NO:8:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 24 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- STRANDBDNESS: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:8:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCGTCTTCAAG AGTTCAACTT CTCC
\hfill24
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:9:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 60 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- STRANDRDNESS: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:9:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:10:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 69 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:10:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:11:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 34 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA SEQ ID NO:11:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCTGCGTGCTC ACCCTCTTCA CCAGTTGGCC TTTG
\hfill34
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:12:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 21 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:12:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipGTCACCACAT TCCTGCGCAC C
\hfill21
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:13:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 36 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- STRAHDBDHESS: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:13:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCTCTCGCGGC TCTTCCACAA CCCGATCCTG CGTGCT
\hfill36
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:14:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 33 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:14:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipTACTGCTTCA GGAAGGACAT GGACAACGTC AGC
\hfill33
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:15:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 18 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:15:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCTCCCCATCG TCCAGTCC
\hfill18
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:16:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 27 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:16:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCTCTCGAGGC TCTTCCACAA CGCGTGG
\hfill27
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:17:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 33 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- SMANDEDMESS: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:17:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCAGACCTCCC TCTGTCCCTC AGAGTCTATT CCG
\hfill33
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:18:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 30 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:18:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipACACCCTCCA ACAAGRAGGA AACACAACAC
\hfill30
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIÓN PARA EL SEQ ID NO:19:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 45 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: Ácido Nucleico
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CUALIDAD DE LA HEBRA: Sencilla
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- TOPOLOGÍA: Lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCIÓN DE LA SECUENCIA: SEQ ID NO:19:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCCAAAGCAAC AGATTCATTC ATTCTGGTGG AACCCCCAGA CCTCC
\hfill45
Claims (21)
1. Una variante de la hormona del crecimiento
humana que comprende el siguiente grupo de sustituciones de
aminoácidos: H18D, H21N, R167N, K168A, D171S, K172R, E174S,
I179T.
2. La variante de la hormona del crecimiento
humana de la reivindicación 1, donde la variante de la hormona del
crecimiento humana está conjugada con uno o más grupos químicos que
incrementan el peso molecular real de la variante de la hormona del
crecimiento humana hasta entre 30 y aproximadamente 100
kilodaltons.
3. La variante de la hormona del crecimiento
humana de la reivindicación 2, donde dicho grupo químico es
poli(etilenglicol).
4. La variante de la hormona del crecimiento
humana de la reivindicación 3, donde el poli(etilenglicol)
tiene un peso molecular medio de entre 500 y aproximadamente 30.000
daltons.
5. La variante de la hormona del crecimiento
humana de la reivindicación 4, donde el poli(etilenglicol)
tiene un peso molecular medio de aproximadamente 5.000 daltons.
6. La variante de la hormona del crecimiento
humana de la reivindicación 4, donde el poli(etilenglicol)
tiene un peso molecular medio de aproximadamente 20.000 daltons.
7. La variante de la hormona del crecimiento
humana de cualquiera de las reivindicaciones 3 a 5, donde dicha
variante de la hormona del crecimiento humana está conjugada con
entre aproximadamente cuatro y aproximadamente seis moléculas de
poli(etilenglicol).
8. El uso de la variante de la hormona del
crecimiento humana de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 7,
que es una variante agonística de la hormona de crecimiento humana,
en la fabricación de un medicamento para incrementar el anabolismo o
el crecimiento en un paciente.
9. El uso de acuerdo con la reivindicación 8,
donde dicho paciente padece síndrome de Turner, deficiencia de
hormona de crecimiento (GH), crecimiento lento o retardado,
respuesta de IgF-1 a GH químicamente o naturalmente
reducida, o trastornos inmunitarios incluyendo envejecimiento,
quimioterapia o terapia con radiación, recuperación de una
enfermedad principal, preparación para cirugía, SIDA, deficiencias
congénitas y adquiridas de células B.
10. La variante de la hormona de crecimiento
humana de una cualquiera de las reivindicaciones 1 a 7, que tiene
una sustitución de aminoácido adicional en G120 que interrumpe la
unión del sitio 2 a un receptor de la hormona de crecimiento.
11. El uso de la variante de la hormona de
crecimiento humana de la reivindicación 10, en la fabricación de un
medicamento para inhibir la acción de la hormona de crecimiento en
un paciente.
12. El uso de acuerdo con la reivindicación 11,
donde el paciente tiene acromegalia, gigantismo, diabetes y sus
complicaciones incluyendo retinopatía diabética y nefropatía
diabética, enfermedades oculares vasculares que implican
neovascularización proliferativa y malignidades sensibles a GH.
13. El uso de acuerdo con la reivindicación 11,
donde el paciente tiene un tumor de Wilm, sarcomas que incluyen
sarcoma osteogénico, cáncer de mama, cáncer de colon, cáncer de
próstata, cáncer de tiroides, linfoma de Burkitt, carcinoma de
pulmón, carcinoma colorrectal, leucemia linfoblástica y
melanoma.
14. Una secuencia de ácido nucleico que codifica
la variante de la hormona de crecimiento humana de una cualquiera de
las reivindicaciones 1 o 10.
15. Un vector que comprende la secuencia de
ácido nucleico de la reivindicación 14.
16. Una célula anfitriona aislada que comprende
el vector de la reivindicación 15.
17. Un procedimiento para preparar una variante
de la hormona de crecimiento humana que comprende cultivar la célula
anfitriona de la reivindicación 16 y recuperar la variante de la
hormona de crecimiento humana del cultivo.
18. Un método para producir una variante de la
hormona del crecimiento humana pegilada, que comprende:
- (a)
- pegilar la variante de la hormona del crecimiento humana de acuerdo con una cualquiera de las reivindicaciones 1 o 10;
- (b)
- aplicar la variante de la hormona del crecimiento humana pegilada a una columna de cromatografía de intercambio catiónico; y
- (c)
- eluir la variante de la hormona del crecimiento humana pegilada.
\vskip1.000000\baselineskip
19. Una composición farmacéutica que comprende
una cantidad eficaz de una variante de la hormona del crecimiento
humana según cualquiera de las reivindicaciones 1 a 7 y 10.
20. La composición farmacéutica de la
reivindicación 19, que comprende también un portador, excipiente o
estabilizador farmacéutico.
21. La composición farmacéutica de la
reivindicación 20, donde dicho portador farmacéutico puede ser
seleccionado entre glicina, manitol y fosfato.
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