ES2172574T5

ES2172574T5 - Preparación de micropartículas biodegradables que contienen un agente biológicamente activo

Info

Publication number: ES2172574T5
Application number: ES95901961T
Authority: ES
Inventors: Paul F. Herbert; Azar M. Hazrati
Original assignee: Alkermes Inc
Current assignee: Alkermes Inc
Priority date: 1993-11-19
Filing date: 1994-11-18
Publication date: 2012-11-29
Anticipated expiration: 2014-11-18
Also published as: CA2474701C; JPH09505308A; PT729353E; WO1995013799A1; EP2275089A1; DK0729353T4; DE69429820T2; ES2172574T3; DK0729353T3; EP0729353B2; CA2176716A1; DE69429820D1; JP2012211199A; AU684324B2; EP2283821A1; CA2474701A1; EP0729353A1; EP0998917A1; JP2010202657A; EP0729353A4

Abstract

UN PROCEDIMIENTO PARA PREPARAR MICROPARTICULAS BIODEGRADABLES QUE CONTIENEN UN FIJADOR POLIMERICO BIODEGRADABLE Y UN AGENTE BIOLOGICAMENTE ACTIVO. UNA PRIMERA FASE, QUE COMPRENDE EL AGENTE ACTIVO Y EL POLIMERO, Y UNA SEGUNDA FASE SON PROPULSADAS A TRAVES DE UN MEZCLADOR ESTATICO EN UN LIQUIDO REFRIGERANTE PARA FORMAR MICROPARTICULAS QUE CONTIENEN EL AGENTE ACTIVO. SE UTILIZA PREFERIBLEMENTE UNA MEZCLA DE AL MENOS DOS SOLVENTES SUSTANCIALMENTE NO TOXICOS, LIBRES DE HIDROCARBUROS HALOGENADOS, PARA DISOLVER O DISPERSAR EL AGENTE Y DISOLVER EL POLIMERO.

Description

Preparacion de microparticulas biodegradables que contienen un agente biologicamente activo

Esta invencion se refiere a la preparacion de microparticulas. Mas particularmente, la presente invencion se refiere a un metodo para encapsular agentes activos para formar microparticulas de liberacion controlada a traves del uso de 5 mezcladores estaticos. Por "microparticulas" o "microesferas" se entiende particulas solidas que contienen un agente activo dispersado o disuelto dentro de un polimero biodegradable que sirve como la matriz de la particula.

Descripcion de la Tecnica Relacionada

Se conoce una variedad de metodos mediante los que pueden encapsularse compuestos en forma de microparticulas. Es particularmente ventajoso encapsular un agente biologicamente activo o farmaceuticamente 10 activo dentro de un material formador de pared, biocompatible, biodegradable (por ejemplo, un polimero), para proporcionar liberacion sostenida o retardada de farmacos u otros agentes activos. En estos metodos, el material que ha de encapsularse (farmacos u otros agentes activos) generalmente se disuelve, se dispersa o se emulsifica usando removedores, agitadores u otras tecnicas de mezcladura dinamica, en un disolvente que contiene material formador de pared. El disolvente se retira a continuacion de las microparticulas y posteriormente se obtiene el

15 producto de microparticulas.

Un ejemplo de un procedimiento de microencapsulacion convencional se describe en la Patente de EE.UU. N° 3.737.337, en la que se prepara una solucion de un material polimero formador de pared o envuelta en un disolvente. El disolvente es solo parcialmente miscible en agua. Un material solido o de nucleo se disuelve o dispersa en la solucion que contiene polimero y, posteriormente, la solucion que contiene material de nucleo se 20 dispersa en un liquido acuoso que es inmiscible en el disolvente organico para retirar disolvente de las microparticulas. Las sustancias que han de encapsularse o embeberse se disuelven o dispersan en la solucion organica del polimero (fase A), usando mezcladores convencionales incluyendo (en la preparacion de una dispersion) vibradores y removedores de alta velocidad, etc. La dispersion de la fase (A), que contiene el material de nucleo en solucion o en suspension, se lleva a cabo en la fase acuosa (8) de nuevo usando mezcladores

25 convencionales, tales como mezcladores de alta velocidad, mezcladores de vibracion o incluso toberas de aspersion, en cuyo caso el tamafo de particula de los microgranulados estara determinado no solo por la concentracion de la fase (A) sino tambien por los tamafos de particula obtenidos.

Otro ejemplo de un procedimiento en el que se retira disolvente de microparticulas que contienen una sustancia se describe en la Patente de EE.UU. N° 3.523.906. En este procedimiento, un material que ha de encapsularse se

30 emulsifica en una solucion de un material polimero en un disolvente que es inmiscible en agua y a continuacion la emulsion se emulsifica en una solucion acuosa que contiene un coloide hidrofilo. La retirada de disolvente de las microparticulas se efectua a continuacion mediante evaporacion y se obtiene el producto.

En otro procedimiento mas, segun se describe en la Patente de EE.UU. N° 3.691.090, se evapora disolvente organico de una dispersion de microparticulas en un medio acuoso, preferiblemente bajo presion reducida.

35 De forma similar, la Patente de EE.UU. N° 3.891.570 describe un metodo en el que se preparan microparticulas disolviendo o dispersando un material de nucleo en una solucion de un material de pared disuelto en un disolvente que tiene una constante dielectrica de 10 o menos y escasa miscibilidad con un alcohol polihidroxilado, a continuacion emulsificando en goticulas finas a traves de la dispersion o solucion en el alcohol polihidroxilado y finalmente evaporando el disolvente mediante la aplicacion de calor o sometiendo las microparticulas a presion

40 reducida.

Otro ejemplo de un procedimiento en el que puede encapsularse un agente activo se describe en la Patente de EE.UU. N° 3.960.757. Se preparan medicamentos encapsulados disolviendo un material de pared para capsulas en al menos un disolvente organico, escasamente miscible con agua, que tiene un punto de ebullicion de menos de 100°e, una presion de vapor superior que la del agua y una constante dielectrica de menos de aproximadamente 10; 45 disolviendo o dispersando un medicamento que es insoluble o ligeramente soluble en agua en la solucion resultante; dispersando la solucion o dispersion resultante hasta la forma de gotas finas en un vehiculo liquido que comprende una solucion acuosa de un coloide hidrofilo o un agente de actividad superficial y a continuacion retirando el disolvente organico mediante evaporacion. El tamafo de las gotas finas se determina de acuerdo con la velocidad de remocion, la viscosidad de la solucion en disolvente organico que contiene el medicamento y el material de la

50 pared, y la viscosidad y la tension superficial del vehiculo.

Tice y otros, en la Patente de EE.UU. N° 4.389.330, describen la preparacion de microparticulas que tienen un agente activo usando un procedimiento de retirada de disolvente en dos etapas. Este procedimiento de retirada de disolvente en dos etapas es ventajoso debido a que da como resultado microparticulas que tienen una carga de agente activo superior y una cualidad superior que las tecnicas en las que el disolvente se retira en una sola etapa.

En el procedimiento de Tice y otros, el agente activo y el polimero se disuelven en un disolvente. La mezcla de ingredientes en el disolvente se emulsifica a continuacion en un medio de procesamiento de fase continua que es inmiscible con el disolvente. Se forma una dispersion de microparticulas que contienen los ingredientes indicados en el medio de fase continua mediante la agitacion mecanica de los materiales mezclados. A partir de esta dispersion, el disolvente organico puede retirarse parcialmente en la primera etapa del procedimiento de retirada del disolvente. Despues de la primera fase, las microparticulas dispersadas se aislan del medio de procesamiento de fase continua mediante cualquier medio de separacion conveniente. Despues del aislamiento, el resto del disolvente en las microparticulas se retira mediante extraccion. Despues de que se haya retirado el resto del disolvente de las microparticulas, se secan mediante exposicion al aire o mediante otras tecnicas de secado convencionales.

Tice y otros, en la Patente de EE.UU. N° 4.530.840, describen la preparacion de microparticulas que contienen un agente activo antiinflamatorio mediante un metodo que comprende: (a) disolver o dispersar un agente antiinflamatorio en un disolvente y disolver un material formador de pared biocompatible y biodegradable en ese disolvente; (b) dispersar el disolvente que contiene el agente antiinflamatorio y el material formador de pared en un medio de procesamiento de fase continua; (c) evaporar una porcion del disolvente de la dispersion de la etapa (b), formando de ese modo microparticulas que contienen el agente antiinflamatorio en la suspension; y (d) extraer el resto del disolvente de las microparticulas.

WO 90/13361 describe un metodo para microencapsular un agente para formar un producto microencapsulado, que tiene las etapas de dispersar una cantidad eficaz del agente en un disolvente que contiene un material formador de pared disuelto para formar una dispersion; combinar la dispersion con una cantidad eficaz de un medio de procesamiento continuo para formar una emulsion que contiene el medio de procesamiento y microgoticulas que tienen el agente, el disolvente y el material formador de pared; y afadir la emulsion rapidamente a una cantidad eficaz de un medio de extraccion para extraer el disolvente de las microgoticulas para formar el producto microencapsulado.

8odmeier, R. y otros, International Journal of Pharmaceutics 43:179-186 (1988), describen la preparacion de microparticulas que contienen quinidina o sulfato de quinidina como el agente activo y poli(D,L-lactido) como el aglutinante usando una variedad de disolventes incluyendo cloruro de metileno, cloroformo y benceno asi como mezclas de cloruro de metileno y un liquido miscible con agua, tal como acetona, acetato de etilo, metanol, dimetilsulfoxido, cloroformo o benceno para aumentar el contenido de farmaco.

8eck, L.R. y otros, Biology of Reproduction 28:186-195 (1983), describen un procedimiento para encapsular noretisterona en un copolimero de D,L-lactido y glicolido disolviendo tanto el copolimero como la noretisterona en una mezcla de cloroformo y acetona que se afade a una solucion acuosa fria removida de poli(alcohol vinilico) para formar una emulsion y los disolventes volatiles se retiran bajo presion reducida para dar microcapsulas.

La separacion de fases o la coacervacion no inducida por disolvente es un metodo que tambien se ha empleado para preparar microparticulas comprendidas por una matriz polimera biodegradable y un agente biologicamente activo. Muchos de los procedimientos publicados para la microencapsulacion con copolimeros de lactido/glicolido emplean tecnicas de evaporacion/extraccion de disolventes, pero estas tecnicas son principalmente adecuadas para farmacos insolubles en agua debido a que los farmacos solubles en agua pueden someterse a reparto parcialmente en la fase acuosa durante el procedimiento de preparacion. El metodo de separacion de fases, que utiliza no disolventes para el polimero y en los que los agentes activos hidrofilos tampoco son solubles, es un metodo eficaz de encapsulacion para estos agentes activos.

En un metodo de separacion de fases convencional, una cantidad conocida de polimero, tal como poli(lactido-coglicolido), PLGA, con una relacion monomera de lactido a glicolido que varia de 100:0 a 50:50, se disuelve en un disolvente organico apropiado. El farmaco solido, preferiblemente liofilizado y micronizado, puede dispersarse en la solucion de polimero, donde es insoluble o ligeramente soluble en el disolvente organico. Alternativamente, el agente activo puede disolverse en agua o en agua que contiene algunos aditivos, y emulsificarse en la solucion de polimero, preferiblemente de forma principal mediante sonicacion, formando una emulsion de agua en aceite. La suspension o emulsion resultante se afade a continuacion a un reactor y la adicion de un primer no disolvente se inicia a una velocidad predeterminada. Un mezclador de turbina instalado en el reactor se usa para proporcionar mezcladura moderada. En la terminacion del procedimiento de separacion de fases, la mezcla se transfiere a un deposito de remojo que contiene un segundo no disolvente para solidificar las microesferas semisolidas. Las microesferas endurecidas se recogen tamizando y se lavan y almacenan en una estufa de vacio para el secado adicional.

Muy a menudo, los disolventes usados en los procedimientos de microencapsulacion conocidos son hidrocarburos halogenados, particularmente cloroformo o cloruro de metileno, que actuan como disolventes tanto para el agente activo como para el polimero encapsulante. Sin embargo, la presencia de residuos de hidrocarburo halogenado pequefos, pero detectables, en el producto final es indeseable, debido a su toxicidad general y posible actividad carcinogena. Asi, existe una necesidad de revisar los procedimientos de microencapsulacion conocidos usando disolventes alternativos menos toxicos y que sean aceptables.

eon tecnicas convencionales para la microencapsulacion de agentes activos biologicos o farmaceuticos, tales como los descritos previamente, las microparticulas se forman cuando el disolvente que contiene un agente activo y un polimero se emulsifica o se dispersa en una solucion inmiscible mediante remocion, agitacion, vibracion o alguna otra tecnica de mezcladura dinamica, a menudo durante un periodo de tiempo relativamente prolongado. Tales tecnicas de mezcladura dinamica tienen varias desventajas. Por ejemplo, es dificil controlar el tamafo de las microparticulas resultantes o la distribucion de tamafos obtenida. eomo consecuencia, el uso de mezcladura dinamica tambien presenta problemas cuando se preparan microparticulas que contienen agentes biologicos o farmaceuticos a escala de produccion o comercial. Particularmente, el equipo de produccion incluye un deposito de emulsion costoso, incluyendo un equipo para remover o agitar los fluidos. Uno de los factores de control para el tiempo de procesamiento global es el tiempo requerido para formar una emulsion homogenea (uniforme). Los tamafos de la partida incrementados en depositos mas grandes requieren un tiempo mas prolongado para formar la emulsion, dando como resultado un tiempo de procesamiento de produccion global mas prolongado. Los tiempos de exposicion mas prolongados del agente activo para disolventes de procesamiento y para soluciones de polimero pueden conducir a la degradacion o desactivacion del agente activo. El aumento a escala hasta un procedimiento de produccion a partir de un procedimiento de emulsion de laboratorio es particularmente dificil para la microencapsulacion de agentes biologicos o farmaceuticos ya que, a medida que el tamafo de la partida y el deposito se incrementan, las velocidades de remocion y las viscosidades dentro del deposito mas grande tienen que optimizarse empiricamente mediante un metodo de tanteos en cada fase del aumento a escala. Asimismo, la tecnica de separacion de fases no se convierte facilmente en un procedimiento para producir cantidades a escala comercial de microparticulas debido a que los parametros de procesamiento, es decir, la velocidad de adicion del no disolvente, las condiciones de agitacion y la viscosidad tanto de la solucion de agente activo/polimero como del no disolvente, deben optimizarse empiricamente mediante un metodo de tanteos en cada fase del aumento a escala. Asi, el aumento a escala de tecnicas de microencapsulacion convencionales no solo consume mucho tiempo sino que es impreciso.

Se efectuaron pruebas en un intento de aumentar a escala un procedimiento de formacion de emulsiones de laboratorio a partir de reactores de vidrio removidos pequefos para un equipo de produccion para microparticulas que contienen benzoato de estradiol. El cizallamiento creado por los alabes del mezclador determinaba el tamafo de particula de la emulsion; cuanto mas alto sea el cizallamiento, mas pequefas seran las particulas. Debido a la baja viscosidad de la fase aceitosa (organica) en el procedimiento del benzoato de estradiol, se requiere un bajo cizallamiento para producir las particulas de emulsion grandes que se deseaban. En reactores grandes es dificil mantener bajo cizallamiento y todavia proporcionar mezcladura uniforme. La velocidad a la que debe ponerse en marcha el agitador para proporcionar una composicion del deposito uniforme produce un tamafo de particula pequefo con una amplia distribucion de tamafos. Los diametros de los alabes de mezcladura mayores y multiples alabes de mezcladura a lo largo del eje ayudaban a proporcionar mejor mezcladura a bajo cizallamiento pero todavia producian una distribucion muy amplia de tamafos. El control del tamafo de particula se hacia menos fiable a medida que se incrementaba el tamafo de la partida.

De acuerdo con esto, una ventaja del metodo para preparar microparticulas de la presente invencion es que puede realizarse un aumento a escala exacto y fiable desde tamafos de partida de laboratorio hasta comerciales, mientras se alcanza una distribucion de tamafos estrecha y bien definida de microparticulas que contienen agentes biologicamente o farmaceuticamente activos. Esto puede alcanzarse para cualquier tecnica de encapsulacion adecuada incluyendo, pero no limitada a, extraccion de disolvente y separacion de fases. Una ventaja adicional del metodo de la presente invencion es que puede usarse el mismo equipo para formar microparticulas que contienen agentes activos de una distribucion de tamafos bien definida para tamafos de partida variables. Otra ventaja mas del metodo de la presente invencion es que pueden obtenerse microparticulas de alta calidad que tienen una alta concentracion de agente activo usando una sola etapa para retirar el disolvente, o a traves de una tecnica de separacion de fases.

Sumario de la Invencion

De acuerdo con la presente invencion, se proporciona un metodo para preparar microparticulas, que comprende:

preparar una primera fase disolviendo un agente activo en una solucion de polimero;

preparar una segunda fase que es sustancialmente inmiscible con la primera fase;

preparar un liquido de remojo; y

bombear dicha primera fase y dicha segunda fase a traves de un mezclador estatico hacia dicho liquido de remojo formando de ese modo microparticulas que contienen dicho agente activo.

Preferiblemente, el metodo comprende ademas configurar dicho mezclador estatico con una pluralidad de elementos de mezcladura estatica recibidos dentro de un conducto. Puede realizarse la etapa de bombeo en la que dicha

primera fase se bombea a un primer caudal y dicha segunda fase se bombea a un segundo caudal mayor que dicho primer caudal.

La etapa de preparar dicha primera fase puede comprender ademas:

a) disolver polilactido-co-glicolido en acetato de etilo para formar una solucion de polimero y disolver acetato de trembolona en dicha solucion de polimero, o

b) disolver polilactido-co-glicolido en acetato de etilo para formar una solucion de polimero y disolver testosterona en dicha solucion de polimero, o

c) disolver polilactido-co-glicolido en acetato de etilo para formar una solucion de polimero y disolver benzoato de estradiol en dicha solucion de polimero.

La segunda fase puede estar libre de disolventes para el polimero y el agente activo, y puede estar comprendida por una solucion acuosa de un emulsionante. El procedimiento de la presente invencion por el que se preparan microparticulas usando mezcladores estaticos puede usarse con cualquier tecnica de encapsulacion convencional incluyendo, pero no limitada a, extraccion de disolvente y separacion de fases.

El metodo puede usarse para preparar microparticulas que contienen los siguientes agentes activos; risperidona; acetato de trembolona; noretindrona; testosterona; benzoato de estrodiol; albumina de suero humana; albumina de cerdo e interferon-alfa bovino recombinante.

En una modalidad de la invencion, se usa una combinacion de al menos dos disolventes sustancialmente atoxicos, libres de hidrocarburos halogenados, para disolver tanto el agente como el polimero. La combinacion de disolventes que contiene el agente y el polimero disueltos se dispersa en una solucion acuosa para formar goticulas. La emulsion resultante se afade a continuacion a un medio de extraccion acuoso que contiene preferiblemente al menos uno de los disolventes de la combinacion, por lo que se controla la velocidad de extraccion de cada disolvente, con lo que se forman las microparticulas biodegradables que contienen el agente biologicamente activo. El procedimiento tiene las ventajas de que se requiere menos medio de extraccion debido a que la solubilidad de un disolvente en agua es sustancialmente independiente del otro y la seleccion de disolvente se incrementa, especialmente con disolventes que son particularmente dificiles de extraer.

Un sistema disolvente util en un metodo para preparar una composicion farmaceutica en forma de microparticulas disefada para la liberacion controlada de una cantidad eficaz de un farmaco a lo largo de un periodo de tiempo prolongado puede comprender al menos un agente farmaceutico y al menos un polimero encapsulante biocompatible y biodegradable.

Las microparticulas pueden prepararse preparando una primera fase "aceitosa" que contiene de aproximadamente 5 por ciento en peso a aproximadamente 50 por ciento en peso de solidos de los que de aproximadamente 5 a aproximadamente 95 por ciento en peso es una solucion de aglutinante encapsulante polimero biodegradable e incorporando de aproximadamente 5 a aproximadamente 95 por ciento en peso, basado en el aglutinante polimero, de un agente activo en una combinacion de disolventes, comprendiendo la combinacion primer y segundo disolventes mutuamente miscibles, libres de hidrocarburos halogenados, teniendo cada uno una solubilidad en agua de aproximadamente 0,1 a aproximadamente 25 por ciento en peso a 20°e, formando una emulsion que contiene de

1:1 a 1:10 de la primera fase en un medio de procesamiento de emulsion para formar microgoticulas de la composicion de la primera fase en un medio de procesamiento de segunda fase acuosa continua, afadiendo las fases primera y segunda combinadas a un liquido de remojo de extraccion acuoso a un nivel de aproximadamente 0,1 a aproximadamente 20 litros de liquido de remojo acuoso por gramo de polimero y agente activo, conteniendo dicho liquido de remojo el disolvente de la combinacion que tiene la mayor solubilidad en agua a un nivel de aproximadamente 20% a aproximadamente 70% del nivel de saturacion de ese disolvente en el liquido de remojo a la temperatura que se usa, y recuperando microparticulas del liquido de remojo.

Un metodo para preparar microparticulas puede comprender las etapas de:

preparar una primera fase, comprendiendo dicha primera fase un agente biologicamente activo, un polimero biodegradable y una combinacion de al menos dos disolventes mutuamente miscibles para el agente y el polimero libres de hidrocarburos halogenados; preparar una segunda fase, en donde dicha primera fase es sustancialmente inmiscible en dicha segunda fase; hacer fluir dicha primera fase a traves de un mezclador estatico a un primer caudal; hacer fluir dicha segunda fase a traves de dicho mezclador estatico a un segundo caudal de modo que dicha primera fase y dicha segunda fase fluyan simultaneamente a traves de dicho mezclador estatico formando de ese modo microparticulas que contienen dicho agente activo; y aislar dichas microparticulas.

Un metodo para preparar microparticulas puede comprender las etapas de:

preparar una primera fase, comprendiendo dicha primera fase un agente biologicamente activo, un polimero biodegradable y una combinacion de al menos dos disolventes mutuamente miscibles para el agente y el polimero libres de hidrocarburos halogenados; preparar una segunda fase, en donde dicha primera fase y dicha segunda fase son sustancialmente inmiscibles; preparar un liquido de remojo; bombear dicha primera fase y dicha segunda fase a traves de un mezclador estatico a dicho liquido de remojo formando de ese modo microparticulas que contienen dicho agente activo.

La primera fase puede prepararse (1) disolviendo el agente biologicamente activo en una solucion del polimero disuelto en al menos dos disolventes mutuamente miscibles libres de hidrocarburos halogenados, o (2) preparando una dispersion que comprende el agente activo en dicho disolvente o (3) preparando una emulsion que comprende el agente activo en dichos disolventes.

8reve Descripcion de los Dibujos

La figura 1 ilustra el flujo a traves de un mezclador estatico;

la figura 2 muestra un mezclador estatico que puede usarse en el procedimiento de la presente invencion;

la figura 3 muestra una instalacion de laboratorio para llevar a cabo un procedimiento preferido para preparar las microparticulas de la presente invencion;

la figura 4 representa un grafico de datos de prueba en animales de tiempo-liberacion para dos formulaciones de microparticulas cargadas con noretindrona;

la figura 5 representa un grafico de datos de disolucion in vitro para microparticulas de risperidona de la partida Prodex 3, tanto segun se produce como liofilizada;

la figura 6 representa un grafico de datos de disolucion in vitro para microparticulas de risperidona de la partida Prodex 2, tanto segun se produce como liofilizada;

la figura 7 representa un grafico de datos de disolucion in vitro acelerada para microparticulas de risperidona de las partidas Prodex 3 y Prodex 2;

la figura 8 representa una grafica de curvas de concentracion en plasma medias (n = 2)-tiempo para un resto activo (suma de risperidona y 9-hidroxi-risperidona) despues de la administracion intramuscular a perros beagle de formulaciones de depositos de risperidona a una dosis aproximada de 2,5 mg/kg. El periodo de actividad antiemetica (en al menos 2 de 3 perros) en la prueba de vomitos con apomorfina se da en la leyenda para cada una de las formulaciones. Un asterisco (*) indica que la actividad antiemetica se interrumpe en al menos 2 de 3 perros al principio del estudio. La linea quebrada indica una concentracion en plasma minima mas baja aproximada necesaria para la actividad antiemetica. El signo // indica que para la formulacion Prodex 2 no se muestreo sangre los dias 14, 18 y21;

la figura 9 representa una grafica de porcentaje acumulativo por tamafo de microparticulas de microparticulas cargadas con benzoato de estradiol;

la figura 10 representa una grafica de diferencial de porcentaje por tamafo de microparticulas de microparticulas cargadas con benzoato de estradiol;

la figura 11 representa una grafica de datos de pruebas en animales de tiempo-liberacion para microparticulas cargadas con benzoato de estradiol;

la figura 12 representa una grafica de porcentaje acumulativo por tamafo de microparticulas de microparticulas cargadas con acetato de trembolona;

la figura 13 representa una grafica de datos de pruebas en animales de tiempo-liberacion para microparticulas cargadas con testosterona;

las figuras 14A-e representan tres graficas que muestran el efecto de sembrar el liquido de remojo con acetato de etilo sobre las caracteristicas de las microparticulas de noretindrona (NET); y

las figuras 15A-e representa tres graficos que muestran el efecto del volumen del bafo de remojo sobre las caracteristicas de microparticulas de NET.

Descripcion de las Modalidades Preferidas

La presente invencion puede implicar el uso de una combinacion de disolventes, libre de hidrocarburos halogenados, que comprende al menos dos disolventes, para producir microparticulas biodegradables que comprenden al menos un agente biologicamente activo. Un primer componente de disolvente de la combinacion de disolventes puede ser un disolvente pobre para el agente activo, pero un buen disolvente para el polimero biodegradable usado en la misma. Un segundo componente de disolvente de la combinacion de disolventes puede ser un buen disolvente tanto para el agente activo como para el polimero.

El metodo de la presente invencion proporciona ventajas sobre otros metodos conocidos en la tecnica. El presente metodo proporciona, entre otras cosas, un sistema biodegradable, un sistema inyectable que evita la perdida de dosis durante el tratamiento, la capacidad para mezclar microparticulas que contienen diferentes farmacos, microparticulas libres de residuos de hidrocarburo halogenado y la capacidad para la liberacion programada (modelos de liberacion multifasicos) para dar velocidades mas rapidas o mas lentas de liberacion de farmaco segun sea necesario.

Los productos preparados mediante el metodo de la presente invencion ofrecen la ventaja de duraciones de accion que varian de 30 a mas de 200 dias, dependiendo del tipo de microparticula seleccionado. En una modalidad preferida, las microparticulas se disefan para proporcionar tratamiento a pacientes durante un periodo de 30 a 60 dias. La duracion de la accion puede controlarse facilmente mediante la manipulacion de la composicion del polimero, la relacion polimero:farmaco y el tamafo de las microparticulas.

Otra ventaja importante de las microparticulas preparadas mediante el procedimiento de la presente invencion es que practicamente todo el agente activo puede suministrarse al paciente debido a que el polimero usado en el metodo de la invencion puede ser biodegradable, permitiendo de ese modo que todo el agente atrapado se libere al paciente.

El sistema disolvente usado aqui puede ser una combinacion de al menos dos disolventes. Los disolventes deben ser:

(1): mutuamente miscibles entre si,

(2): capaces, cuando se combinan, de disolver o dispersar el agente activo,

(3): capaces, cuando se combinan, de disolver material de matriz polimero,

(4): quimicamente inertes para el agente activo,

(5): biocompatibles,

(6): sustancialmente inmiscibles con el liquido de remojo, por ejemplo, teniendo una solubilidad de no mas de aproximadamente 0,1 a 25%, y

(7): disolventes distintos a los hidrocarburos halogenados.

Por "hidrocarburos halogenados" se entiende disolventes organicos halogenados, es decir, alcanos halogenados e1

-: e4, por ejemplo, cloruro de metileno, cloroformo, cloruro de metilo, tetracloruro de carbono, dicloruro de etileno, cloruro de etileno, 2,2,2-tricloroetano y similares.

Una combinacion de disolventes ideal para la encapsulacion de un agente activo debe tener una alta solubilidad para el agente encapsulante polimero de generalmente al menos aproximadamente 5 por ciento en peso y, preferiblemente, al menos aproximadamente 20 por ciento en peso a 20°e. El limite superior de solubilidad no es critico, pero si mas de aproximadamente 50 por ciento en peso de la solucion es polimero encapsulante, la solucion puede hacerse demasiado viscosa para manejarse eficazmente y convenientemente. Por supuesto, esto depende de la naturaleza del polimero encapsulante y su peso molecular.

El sistema disolvente, aunque sustancialmente inmiscible con el medio de procesamiento de fase continua y el liquido de remojo, que habitualmente estan basados en agua, tiene preferiblemente una solubilidad limitada en el mismo. Si el sistema disolvente fuera infinitamente soluble en el medio de procesamiento, las microgoticulas serian incapaces de formarse durante la fase de emulsion; si la solubilidad del sistema disolvente en el medio de remojo extractivo es demasiado baja, sin embargo, se necesitan grandes cantidades de medio de remojo. Generalmente, solubilidades del disolvente de aproximadamente 0,1 a aproximadamente 25% en el medio de procesamiento y el medio de remojo son aceptables para usar aqui. A menudo sera ventajoso que el medio de remojo contenga de

aproximadamente 70 a aproximadamente 20 por ciento en peso del punto de saturacion del primer disolvente, es decir, el disolvente de solubilidad superior en el medio de remojo, para controlar la velocidad de perdida del primer disolvente desde las microparticulas hacia el medio de remojo.

eonsideraciones afadidas al elegir un componente de la combinacion de disolventes de la presente invencion incluyen el punto de ebullicion (es decir, la facilidad con la que los disolventes pueden evaporarse para formar un producto acabado) y el peso especifico (tendencia de la "fase aceitosa" a flotar durante la emulsificacion y el remojo). Finalmente, el sistema disolvente debe tener baja toxicidad.

Generalmente, la composicion de combinacion de disolventes contendra de aproximadamente 25 a aproximadamente 75 por ciento en peso del primer disolvente y, de forma correspondiente, de aproximadamente 75 a aproximadamente 25 por ciento en peso del segundo disolvente.

La combinacion de disolventes de la presente invencion es preferiblemente una combinacion de al menos dos de los siguientes: un ester, un alcohol y una cetona. Esteres preferidos son de la estructura R1eOOR2, donde R1 y R2 se seleccionan independientemente del grupo que consiste en restos alquilo de 1 a 4 atomos de carbono, es decir, metilo, etilo, propilo, butilo e isomeros de los mismos. El ester mas preferido para usar como un componente de la combinacion de disolventes empleada en la practica de la presente invencion es el acetato de etilo. Alcoholes preferidos son de la estructura R3eH2OH, donde R3 se selecciona del grupo que consiste en hidrogeno, alquilo de 1 a 3 atomos de carbono y arilo de 6 a 10 atomos de carbono. Se prefiere mas que R3 sea arilo. El alcohol mas preferido para usar como un componente de la combinacion de disolventes empleada en la practica de la presente invencion es el alcohol bencilico. eetonas preferidas son de la estructura R4eOR5, donde R4 se selecciona del grupo que consiste en restos alquilo de 1 a 4 atomos de carbono, es decir, metilo, etilo, propilo, butilo e isomeros de los mismos, y R5 se selecciona del grupo que consiste en restos alquilo de 2 a 4 atomos de carbono, es decir, etilo, propilo, butilo e isomeros de los mismos. La cetona mas preferida para usar como un componente de la combinacion de disolventes dada en la practica de la presente invencion es la metil-etil-cetona.

El material de matriz polimero de las microparticulas preparadas mediante el procedimiento de la presente invencion puede ser un material polimero biocompatible y biodegradable. El termino "biocompatible" se define como un material polimero que es atoxico para el cuerpo humano, no es carcinogeno y no induce significativamente la inflamacion en los tejidos corporales. El material de matriz debe ser biodegradable en el sentido de que el material polimero debe degradarse mediante procesos corporales hasta productos facilmente eliminables por el cuerpo y no debe acumularse en el cuerpo. Los productos de la biodegradacion tambien deben ser biocompatibles con el cuerpo en el mismo sentido en el que la matriz polimera es biocompatible con el cuerpo, como debe ser cualquier disolvente residual que pueda permanecer en las microparticulas.

Ejemplos adecuados de materiales de matriz polimeros incluyen poli(acido glicolico), poli-(acido D,L-lactico), poli(acido L-lactico), copolimeros de los precedentes, poli(acidos carboxilicos alifaticos), copolioxalatos, policaprolactona, polidioxoneno, poli(orto-carbonato), poli(acetales), poli(acido lactico-caprolactona), poliortoesteres, poli(acido glicolico)-caprolactona, polianhidridos, polifosfacinas y polimeros naturales incluyendo albumina, caseina y ceras, tales como mono- y di-estearato de glicerol, y similares. Diversos materiales de poli(lactido-co-glicolido) (PLGA) disponibles comercialmente pueden usarse en el metodo de la presente invencion. Por ejemplo, el poli(acido d,l-lactico-co-glicolico) esta disponible comercialmente de Medisorb Technologies International L.P. (eincinnati, OH). Un producto adecuado disponible comercialmente de Medisorb es un poli(acido (D,L)-lactico-co-glicolico) 50:50 conocido como MEDISOR8® 5050 DL. Este producto tiene una composicion en porcentaje molar de 50% de lactido y 50% de glicolido. Otros productos disponibles comercialmente son MEDISOR8® 65:35 DL, 75:25 DL, 85:15 DL y poli(acido d,l-lactico) (d,l-PLA). Los poli(lactido-co-glicolidos) tambien estan disponibles comercialmente de 8oehringer Ingelheim (Alemania) bajo su marca Resomer, por ejemplo, PLGA 50:50 (Resomer RG 502), PLGA

75:25 (Resomer RG 752) y d,l.PLA (Resomer RG 206) y de 8irmingham Polymers (8irmingham, Alabama). Esos copolimeros estan disponibles en un amplio intervalo de pesos moleculares y relaciones de acido lactico a acido glicolico.

El polimero mas preferido para usar en la practica de esta invencion es el poli(dl-lactido-co-glicolido). Se prefiere que la relacion molar de lactido a glicolido en tal copolimero este en el intervalo de aproximadamente 85:15 a aproximadamente 50:50.

El peso molecular del material de matriz polimero es de alguna importancia. El peso molecular debe ser suficientemente alto para permitir la formacion de revestimientos de polimero satisfactorios, es decir, el polimero debe ser un buen formador de pelicula. Habitualmente, un peso molecular satisfactorio esta en el intervalo de 5.000 a 5000.000 daltons, preferiblemente aproximadamente 150.000 daltons. Sin embargo, puesto que las propiedades de la pelicula tambien dependen parcialmente del material polimero particular que se use, es muy dificil especificar un intervalo de peso molecular apropiado para todos los polimeros. El peso molecular de un polimero tambien es importante desde el punto de vista de su influencia sobre la velocidad de biodegradacion del polimero. Para un mecanismo difusional de liberacion de farmaco, el polimero debe permanecer intacto hasta que todo el farmaco se libere desde las microparticulas y a continuacion debe degradarse. El farmaco tambien puede liberarse desde las

microparticulas a medida que el excipiente polimero se bioerosiona. Mediante una seleccion apropiada de materiales polimeros puede elaborarse una formulacion de microparticulas en la que las microparticulas resultantes exhiben propiedades tanto de liberacion difusional como de liberacion por biodegradacion. Esto es util para proporcionar modelos de liberacion multifasicos.

La formulacion preparada mediante el procedimiento de la presente invencion contiene un agente activo dispersado en el material de matriz de polimero en microparticulas. La cantidad de agente incorporada en las microparticulas varia habitualmente de aproximadamente 1% en peso a aproximadamente 90% en peso, preferiblemente de 30 a 50% en peso, mas preferiblemente de 35 a 40% en peso. Por % en peso se entiende partes de agente por peso total de microparticulas. Por ejemplo, 10% en peso de agente significaria 10 partes de agente y 90 partes de polimero en peso.

Al llevar a cabo el procedimiento de la presente invencion, el polimero encapsulante debe estar esencialmente 100% disuelto en la combinacion de disolventes en el momento en el que la solucion se emulsifica. El agente activo se disuelve en la combinacion de disolventes en el momento en el que se afade al medio de procesamiento de fase continua. El contenido de material normalmente solido (agente activo mas polimero encapsulante) en la combinacion de disolventes en el momento en el que se emulsifica en primer lugar debe ser al menos 5 por ciento en peso y preferiblemente al menos 20% en peso. Minimizar el disolvente en la "fase aceitosa" proporciona una microparticula de mejor calidad y requiere menos medio de extraccion.

Un agente activo preferido que puede encapsularse mediante el procedimiento de la presente invencion es la noretindrona (NET) - otros son la risperidona y la testosterona.

El acetato de etilo solo es un disolvente pobre para la NET requiriendo de ese modo mas disolvente y temperaturas superiores que el procedimiento con cloroformo de la tecnica anterior. Aunque las cargas de nucleo de las microparticulas de producto son aceptables, los rendimientos, especialmente en el intervalo de 63-90 !m, son bajos. Las micrografias electronicas de exploracion muestran que estas microparticulas mas grandes se abren agrietandose (es decir, se descascarillan) y colapsan. Las velocidades de liberacion superiores a las normales para estas microparticulas corroboran este fenomeno.

Experimentos que usaban alcohol bencilico solo como el disolvente daban como resultado un control facil del tamafo de las microparticulas segun se determinaba mediante la inspeccion del contenido del deposito de remojo mediante microscopia optica. Al secarse, sin embargo, se encontro que habia resultado una calidad generalmente pobre. A menudo, la recuperacion era dificil debido a la pegajosidad. Ademas, los residuos de disolvente tendian a ser elevados. Usar un sistema disolvente de acetato de etilo y alcohol bencilico para la "fase aceitosa" mejoraba la calidad de las microparticulas y las caracteristicas de liberacion.

La mezcla de ingredientes en el sistema disolvente de la "fase aceitosa" se emulsifica preferiblemente en un medio de procesamiento de fase continua; siendo tal el medio de fase continua que se forma una dispersion de microgoticulas que contienen los ingredientes indicados en el medio de fase continua.

Aunque no es absolutamente necesario, se prefiere saturar el medio de procesamiento de fase continua con al menos uno de los disolventes que forman el sistema disolvente de la "fase aceitosa". Esto proporciona una emulsion estable, evitando el transporte de disolvente fuera de las microgoticulas antes del remojo. De forma similar, puede aplicarse un vacio como en U.S. 4.389.330. euando el acetato de etilo y el alcohol bencilico son los componentes del sistema disolvente, la fase acuosa de la emulsion contiene preferiblemente de 1 a 8 por ciento en peso de acetato de etilo y de 1 a 4 por ciento en peso de alcohol bencilico.

Habitualmente, se afade un tensioactivo o un coloide hidrofilo al medio de procesamiento de fase continua para evitar que las microgoticulas de disolvente se aglomeren y para controlar el tamafo de las microgoticulas de disolvente en la emulsion. Ejemplos de compuestos que pueden usarse como tensioactivos o coloides hidrofilos incluyen, pero no se limitan a, poli(alcohol vinilico), carboximetilcelulosa, gelatina, poli(vinilpirrolidona), Tween 80, Tween 20 y similares. La concentracion de tensioactivo o coloide hidrofilo en el medio de procesamiento debe ser suficiente para estabilizar la emulsion y afectara al tamafo final de las microparticulas. Generalmente, la concentracion del tensioactivo o el coloide hidrofilo en el medio de procesamiento sera de aproximadamente 0,1% a aproximadamente 10% en peso basado en el medio de procesamiento, dependiendo del tensioactivo o el coloide hidrofilo, el sistema disolvente de la "fase aceitosa" y el medio de procesamiento usado. Una combinacion de medios dispersantes preferida es una solucion al 0,1 a 10% en peso, mas preferiblemente 0,5 a 2% en peso, de poli(alcohol vinilico) en agua.

La temperatura durante la formacion de la emulsion no es especialmente critica, pero puede influir en el tamafo y la calidad de las microparticulas y la solubilidad del agente activo en la fase continua. Por supuesto, es deseable tener tan poco agente activo en la fase continua como sea posible. Por otra parte, dependiendo de la combinacion de disolventes y el medio de procesamiento de fase continua empleados, la temperatura no debe ser demasiado baja o

el disolvente y el medio de procesamiento pueden solidificarse o hacerse demasiado viscosos para propositos practicos. Por otra parte, no debe ser tan alta que el medio de procesamiento se evapore o que no se mantenga liquido el medio de procesamiento. Por otra parte, la temperatura de la emulsion no puede ser tan alta que la estabilidad del agente activo particular que se incorpora en las microparticulas sea afectada adversamente. De acuerdo con esto, el procedimiento de dispersion puede efectuarse a cualquier temperatura que mantenga las condiciones de operacion estables, preferiblemente de aproximadamente 20°e a aproximadamente 60°e, dependiendo del agente activo y el excipiente seleccionados.

Segun se indica previamente, para crear microparticulas que contienen un agente activo, se combinan una primera fase, preferiblemente organica, y una segunda fase, preferiblemente acuosa. Las fases organica y acuosa son sustancialmente inmisicibles, constituyendo la fase acuosa la fase continua de la emulsion. La fase organica incluye el agente activo asi como el polimero formador de pared, es decir, el material de matriz polimero. La fase organica puede prepararse disolviendo el agente o los agentes activos en un sistema disolvente organico. La fase organica y la fase acuosa se combinan bajo la influencia de un mezclador estatico para formar las microparticulas de la presente invencion. Preferiblemente, las fases organica y acuosa combinadas se bombean a traves de un mezclador estatico para formar una emulsion y en un gran volumen de liquido de remojo, para obtener microparticulas que contienen el agente activo encapsulado en el material de matriz polimero.

En muchas de las tecnicas conocidas para la microencapsulacion de agentes biologicos o farmaceuticos, las microparticulas se forman cuando el disolvente que contiene el agente activo y el polimero se emulsifica o se dispersa en un segundo disolvente inmiscible mediante remocion, agitacion, vibracion o alguna tecnica de mezcladura dinamica, a menudo durante un periodo de tiempo relativamente prolongado. Tales tecnicas de mezcladura dinamica tienen varias desventajas. Por ejemplo, es dificil controlar el tamafo de las microparticulas resultantes o la distribucion de tamafos obtenida. eomo consecuencia, el uso de mezcladura dinamica tambien presenta problemas cuando se preparan microparticulas que contienen agentes biologicos o farmaceuticos a escala de produccion o comercial. Particularmente, el equipo de produccion incluye un deposito de emulsion costoso, incluyendo el equipo para remover o agitar los fluidos. Uno de los factores de control para el tiempo del procedimiento global es el tiempo requerido para formar una emulsion uniforme. Los tamafos de partida incrementados en depositos mas grandes requieren un tiempo mas prolongado para formar la emulsion dando como resultado un tiempo del procedimiento de produccion global mas prolongado. Los tiempos de exposicion mas prolongados del agente activo a los disolventes del procedimiento y los polimeros en solucion pueden conducir a la degradacion o la desactivacion del agente activo. El aumento a escala hasta un procedimiento de produccion desde un procedimiento de emulsion de laboratorio es particularmente dificil para la microencapsulacion de agentes biologicos o farmaceuticos ya que, a medida que el tamafo de la partida y el deposito se incrementan, las velocidades de remocion y las viscosidades dentro del deposito mas grande tienen que determinarse empiricamente, y optimizarse, mediante un metodo de tanteos en cada fase del aumento a escala. Este procedimiento no solo consume mucho tiempo sino que es impreciso.

De acuerdo con esto, una ventaja de preparar microparticulas usando un mezclador estatico es que puede realizarse el aumento a escala preciso y fiable desde tamafos de partida de laboratorio hasta comerciales mientras que se alcanza una distribucion estrecha y bien definida de microparticulas que contienen agentes biologicamente o farmaceuticamente activos. Una ventaja adicional de este metodo es que puede usarse el mismo equipo para formar microparticulas que contienen agentes activos de una distribucion de tamafos bien definida para tamafos de partida variables. Otra ventaja mas del metodo es que pueden obtenerse microparticulas de alta calidad que tienen una alta concentracion de agente activo usando una sola etapa para retirar el disolvente sin la necesidad de un procedimiento de retirada de disolvente en dos etapas como el descrito en la Patente de Tice y otros mencionada previamente (U.S. 4.389.330). Ademas de mejorar la tecnologia del procedimiento, los mezcladores estaticos tienen bajo mantenimiento, su pequefo tamafo requiere menos espacio que los mezcladores dinamicos, tienen bajas demandas de energia y coste de inversion comparativamente bajo.

Los mezcladores estaticos o sin movimiento consisten en un conducto o tubo en el que se recibe un numero de elementos de mezcladura estaticos. Los mezcladores estaticos proporcionan mezcladura uniforme en una longitud de conducto relativamente corta y en un periodo de tiempo relativamente corto. eon los mezcladores estaticos, el fluido se mueve a traves del mezclador, en vez de alguna parte del mezclador, tal como un alabe, que se mueve a traves del fluido. El flujo a traves de un tipo de mezclador estatico se ilustra en la figura 1. Una bomba (no mostrada) introduce una corriente de uno o mas fluidos en un mezclador 10 estatico que se muestra generalmente en 1. La corriente se divide y se fuerza hacia paredes exteriores opuestas segun se muestra generalmente en 2. Se crea un vortice axial a la linea central del mezclador 10 estatico, segun se muestra generalmente en 3. El vortice se somete a cizallamiento y el procedimiento se repite, pero con la relacion opuesta, segun se muestra generalmente en 4. El movimiento en sentido horario/antihorario asegura un producto homogeneo.

Un ejemplo de un mezclador estatico se muestra en la figura 2. El mezclador 10 estatico incluye un numero de elementos 14de mezcladura estacionarios o estaticos dispuestos en serie dentro de un conducto o una tuberia 12. El numero de elementos puede variar desde 4 hasta 32o mas. El conducto 12es de seccion transversal circular y esta abierto en extremos 18y 20opuestos para introducir y retirar fluidos. El elemento 14 de mezcladura comprende

segmentos 142. eada segmento 142 consiste en una pluralidad de placas o aspas 144. Dos segmentos 142 sustancialmente identicos estan preferiblemente alternados en zigzag axialmente uno con respecto a oro. Un mezclador estatico como el mostrado en la figura 2 se describe mas a fondo en la Patente de EE.UU. N° 4.511.258, que se incorpora aqui mediante referencia.

euando se usa un mezclador estatico para formar una emulsion, una variedad de factores determinan el tamafo de las goticulas de la emulsion. Estos factores incluyen la densidad y la viscosidad de las diversas soluciones o fases que han de mezclarse, la relacion en volumen de las fases, la tension interfacial entre las fases, los parametros del mezclador estatico (diametro de los conductos; longitud del elemento de mezcladura; numero de elementos de mezcladura) y la velocidad del fluido a traves del mezclador estatico. La temperatura es una variable debido a que afecta a la densidad, la viscosidad y la tension interfacial. La variable de control primaria es la velocidad del fluido. La velocidad de cizallamiento y la caida de presion por unidad de longitud de mezclador estatico tambien son parametros importantes. Particularmente, el tamafo de las goticulas disminuye a medida que se incrementa la velocidad del fluido y, alternativamente, el tamafo de las goticulas se incrementa a medida que disminuye la velocidad del fluido (y la caida de presion). Las goticulas alcanzaran un tamafo de equilibrio despues de moverse a traves de un numero fijo de elementos para un caudal dado. euanto mayor es el caudal, menos elementos se necesitan. Debido a estas relaciones, el aumento a escala desde tamafos de partida de laboratorio hasta tamafos de partida comerciales es fiable y preciso, y puede usarse el mismo equipo para tamafos de partida de laboratorio y comerciales.

En un procedimiento de la presente invencion, la fase organica y la fase acuosa se bombean de modo que las dos fases fluyen simultaneamente a traves de un mezclador estatico, formando de ese modo una emulsion que comprende microparticulas que contienen el agente activo encapsulado en el material de matriz polimero. Las fases organica y acuosa se bombean a traves del mezclador estatico en un gran volumen de liquido de remojo. El liquido de remojo puede ser agua pura, una solucion acuosa u otro liquido adecuado. El disolvente organico puede retirarse de las microparticulas mientras se estan lavando o se estan removiendo en el liquido de remojo. El procedimiento de la presente invencion, por el que las fases organica y acuosa se bombean a traves de un mezclador estatico en un liquido de remojo para la retirada del disolvente, da como resultado la formacion de microparticulas de alta calidad que tienen una alta concentracion de agente activo sin la necesidad del procedimiento de retirada de disolvente en dos etapas descrito en la patente de Tice mencionada previamente (4.389.330). Despues de que las microparticulas se laven en un liquido de remojo para extraer o retirar el disolvente organico, se aislan, por ejemplo a traves de un tamiz, y se secan.

El polimero puede disolverse en un disolvente organico apropiado, preferiblemente un disolvente no halogenado tal como acetato de etilo. La fase organica se combina con un no disolvente en un mezclador estatico donde tiene lugar la coacervacion o precipitacion de las goticulas de polimero alrededor de las particulas o goticulas de agente activo, es decir, la separacion de fases. El tiempo de permanencia del disolvente y el no disolvente que fluyen a traves del mezclador estatico es un factor importante en el procedimiento. El tiempo de permanencia puede alterarse cambiando las dimensiones de los elementos de mezcladura y el conducto asi como las velocidades lineales de las soluciones que fluyen a traves del mezclador estatico. Otros factores importantes que pueden afectar a la formacion de microesporas son la densidad y la viscosidad de las dos fases que han de mezclarse, la relacion en volumen de las fases y la tension interfacial entre las fases. El control del tamafo de la microesfera, sin embargo, esta determinado principalmente por el tamafo y la uniformidad de la suspension o emulsion inicial del agente activo en la fase organica.

Una instalacion de laboratorio para llevar a cabo un procedimiento en mezclador estatico se ilustra en la figura 3. Se prepara una fase 30 organica o aceitosa disolviendo un agente activo y un material de matriz polimero en un recipiente 32 agitado. La fase 30 organica y una fase acuosa se bombean a continuacion a traves de un mezclador estatico para formar una segunda emulsion que comprende microgoticulas que contienen el agente activo encapsulado en el material de matriz polimero. Un ejemplo de preparar microparticulas que contienen un agente activo usando un procedimiento de doble emulsion de la presente invencion se proporciona mas adelante como Ejemplo de Referncia 2.

La fase 30 organica se bombea fuera del recipiente 32 agitado mediante una bomba 34 de engranajes accionada magneticamente. Sin embargo, se entiende que puede usarse cualquier medio de bombeo adecuado. La descarga de la bomba 34 alimenta una conexion 36 en "Y". Un brazo 361 de la conexion 36 en "Y", vuelve al recipiente 32 para el flujo de recirculacion. El otro brazo 362 alimenta un mezclador 10 estatico en linea. La fase 40 acuosa o en agua se prepara de manera similar, con un recipiente 42 agitado, una bomba 44 de engranajes accionado magneticamente y una conexion 46 en "Y". Un brazo 461 de la conexion 46 en "Y" vuelve al recipiente 42 para el flujo de circulacion. El otro brazo 462 alimenta el mezclador 10 estatico en linea.

Los brazos 362 y 462 de cada solucion, que alimentan el mezclador 10 estatico en linea, se unen mediante otra conexion 50 en "Y" y alimentan a traves de la conduccion 51 de la entrada del mezclador hacia el mezclador 10 estatico. El mezclador 10 estatico se descarga a traves de la conduccion 52 de la salida del mezclador hacia el deposito 60 de lavado. Se usan una tubuladura de silicona y adaptadores de polipropileno en el sistema ilustrado en

la figura 3. La tubuladura de silicona que tiene un diametro interno de 3/8 pulgadas se usa para todas las conducciones excepto la conduccion 52 de la salida del mezclador. Se usa una tubuladura de diametro inferior (diametro interno 3/16 de pulgada) para la conduccion 52 de la salida del mezclador para evitar el colapso de la emulsion tanto en la conduccion 52 de la salida del mezclador como durante la entrada al deposito 60 de lavado.

En una realizacion del procedimiento, las bombas 34 y 44 se encienden en modo de recirculacion y se fijan los caudales deseados para la fase 30 organica y la fase 40 en agua. El caudal de la fase 40 en agua es preferiblemente mayor que el caudal de la fase 30 organica. Sin embargo, los dos caudales pueden ser sustancialmente iguales. La relacion del caudal de la fase 40 en agua al caudal de la fase 30 organica esta preferiblemente en el intervalo de 1:1 a 10:1. La conexion 46 en "Y" se cambia a continuacion de modo que la fase 40 en agua fluya a traves del brazo 462 hacia el mezclador 10 estatico. Una vez que la fase 40 en agua llena la conduccion 51 de la entrada del mezclador, el mezclador 10 estatico y la conduccion 52 de la salida del mezclador; la conexion 36 en "Y" se cambia de modo que la fase 30 organica fluya a traves del brazo 362 hacia el mezclador 10 estatico. La fase 30 organica y la fase 40 en agua en este punto fluyen simultaneamente a traves del mezclador 10 estatico. euando la cantidad deseada de fase organica se ha bombeado al mezclador 10 estatico, la conexion 36 en "Y" se cambia hasta recirculacion a traves del brazo 361. La fase 40 en agua continua fluyendo durante un tiempo corto para limpiar cualquier fase organica que permanezca en la conduccion 51 de la entrada del mezclador, el mezclador 10 estatico y la conduccion 52 de la salida del mezclador. La conexion 46 en "Y" se cambia a continuacion hasta la recirculacion a traves del brazo 461.

La fase 30 organica y la fase 40 acuosa se mezclan en el mezclador 10 estatico para formar una emulsion. La emulsion formada comprende microgoticulas que contienen agente activo encapsulado en material de matriz polimero. Las microgoticulas se remueven en el deposito 60 de lavado que contiene una solucion de remojo para retirar el disolvente organico de las microgoticulas dando como resultado la formacion de microparticulas endurecidas. Las microparticulas se aislan a continuacion de la solucion acuosa de remojo mediante cualquier medio de separacion conveniente; el fluido puede decantarse de las microparticulas o la suspension de microparticulas puede filtrarse o puede usarse a una columna tamizadora. Pueden usarse diversas otras combinaciones de tecnicas de separacion, si se desea. Las microparticulas se secan a continuacion usando tecnicas de secado convencionales, y puede llevarse a cabo un aislamiento por tamafos adicional.

Despues del movimiento de las microgoticulas desde el mezclador estatico y la entrada en el deposito de lavado, el medio de procesamiento de fase continua se diluye y el resto de disolvente en las microparticulas se retira mediante extraccion. En esta etapa de remojo extractivo, las microparticulas pueden suspenderse en el mismo medio de procesamiento de fase continua usado durante la emulsificacion, con o sin coloide hidrofilo o tensioactivo, o en otro liquido. El medio de extraccion retira el disolvente de las microparticulas, pero no las disuelve. Durante la extraccion, el medio de extraccion que contiene disolvente disuelto, opcionalmente, puede retirarse y reemplazarse por medio de extraccion reciente. Esto se hace mejor en una base continua cuando la velocidad de la reposicion del medio de extraccion es critica. Si la velocidad es demasiado lenta, cristales del agente activo pueden sobresalir de las microparticulas o crecer en el medio de extraccion. Esta velocidad critica de reposicion del medio de extraccion para un procedimiento dado es una variable que puede determinarse en el momento en el que se realice el procedimiento y, por lo tanto, no necesitan predeterminarse limites precisos para la velocidad. Despues de que el resto del disolvente se haya retirado, las microparticulas se aislan segun se indica previamente y a continuacion se secan mediante la exposicion al aire o mediante otras tecnicas de secado convencionales, tales como secado al vacio, secado sobre un desecante o similares. Este procedimiento es muy eficaz para encapsular un agente activo ya que pueden obtenerse cargas de nucleo de hasta aproximadamente 80% en peso, preferiblemente de hasta aproximadamente 50% en peso.

Uno de los disolventes en la combinacion de disolventes usada para formar las goticulas de la "fase aceitosa" en la emulsion se extraera mas rapidamente que el otro disolvente, por ejemplo, el primer disolvente, acetato de etilo, en el caso de la combinacion preferida de acetato de etilo/alcohol bencilico. Asi, se apartan muchos residuos del segundo disolvente (aqui, alcohol bencilico). Debido al alto punto de ebullicion del alcohol bencilico, no se retira facilmente mediante la exposicion de las microparticulas a aire u otros medios evaporativos convencionales. Para vencer esto, algo del disolvente extraido mas rapidamente se afade al medio de extraccion antes de la adicion de la emulsion. La concentracion del disolvente extraido mas rapidamente en el medio de extraccion es generalmente de aproximadamente 20 a aproximadamente 70% del punto de saturacion del disolvente en el medio a la temperatura que ha de usarse para la extraccion. Asi, cuando la emulsion se afade al liquido de remojo, la extraccion del disolvente extraido mas rapidamente se retarda y se retira mas del segundo disolvente extraido mas lentamente.

La cantidad exacta de esta "siembra" de disolvente extraido mas rapidamente es de importancia para la calidad final de las microparticulas. Demasiado disolvente (es decir, cerca del punto de saturacion) da como resultado microparticulas porosas con agente activo visible sobre la superficie, provocando lo que puede ser una velocidad de liberacion indeseablemente alta. Demasiado poco disolvente en el medio de extraccion da como resultado muchos residuos del disolvente extraido mas lentamente y escasa calidad de las microparticulas. La temperatura del medio de extraccion tambien es importante ya que afecta a la solubilidad del disolvente y a la velocidad de extraccion.

Tanto la temperatura como la cantidad de siembra de disolvente pueden ajustarse para proporcionar las caracteristicas deseadas finales del producto, es decir, microparticulas de liberacion rapida altamente porosas o microparticulas de liberacion lenta que tienen una porosidad baja.

El liquido de remojo puede ser agua pura, una solucion en agua, u otro liquido adecuado, cuyo volumen, cantidad y tipo dependen de los disolventes usados en la fase de emulsion. El liquido de remojo preferiblemente es agua. Generalmente, el volumen del liquido de remojo es del orden de 10 veces el volumen saturado (es decir, 10 veces el volumen del bafo de remojo necesario para adsorber completamente el volumen de disolvente en la emulsion). Dependiendo del sistema disolvente, sin embargo, el volumen del bafo de remojo puede variar de aproximadamente 2 a aproximadamente 20 veces el volumen saturado. Adicionalmente, es conveniente describir el requerimiento del volumen del bafo de remojo relativo al tamafo de la partida (producto en microparticulas). Esta relacion es una indicacion de la eficacia de la etapa de extraccion y, en algunos casos, dicta el tamafo de la partida para una disposicion dada del equipo. euanto mas grande es la relacion, mas volumen se requiere por peso de producto. Por otra parte, con una relacion menor, puede obtenerse mas producto a partir de la misma cantidad de volumen del bafo de remojo. Esta relacion puede variar de aproximadamente 0,1 a aproximadamente 10 litros de volumen del bafo de remojo por gramo de microparticulas producido. Se prefieren los procedimientos con una relacion de menos de aproximadamente 1 litro por gramo.

euando se usa la combinacion de disolventes preferida de alcohol bencilico y acetato de etilo, el acetato de etilo del liquido de remojo parece afectar al nivel de disolvente residual en las microparticulas de producto. eon bajos contenidos de acetato de etilo en el liquido de remojo, los residuos de alcohol bencilico en las microparticulas son altos mientras que el acetato de etilo puede ser casi indetectable. eon altos contenidos de acetato de etilo en el liquido de remojo, 5-7% en peso o mas, puede ser retenido por las microparticulas mas acetato de etilo que alcohol bencilico. A un volumen del bafo de remojo de aproximadamente 1 litro por gramo de agente activo y material encapsulante polimero que se remoja, aproximadamente 3-4 por ciento en peso de acetato de etilo en el liquido de remojo es optimo a 0-4°e. La carga de nucleo de las microparticulas varia ligeramente con cambios en la concentracion de acetato de etilo en el liquido de remojo, disminuyendo con concentraciones altas y bajas de acetato de etilo. Las velocidades de liberacion in vitro de las microparticulas varian sustancialmente a medida que se varia el contenido de acetato de etilo del liquido de remojo. En el caso de la NET, se observa una liberacion mas rapida de NET a los contenidos de acetato de etilo extremos. La observacion con un microscopio electronico de exploracion muestra la presencia de NET y poros sobre la superficie de las microparticulas cuando estan presentes extremos de acetato de etilo en el liquido de remojo.

Alterar el volumen del liquido de remojo tambien tiene un efecto profundo sobre la cantidad relativa de residuos de disolvente en las microparticulas. A volumenes bajos, la relacion de alcohol bencilico a acetato de etilo es alta y disminuye hasta menos uno a medida que el volumen del bafo de remojo se incrementa hasta aproximadamente 1,5 l por gramo de agente activo y material encapsulante polimero que se remoja. La velocidad de liberacion de agente activo desde las microparticulas de producto es marcadamente alta. (A 0,125 l de liquido de remojo por gramo de solucion de NET y material encapsulante polimero, las micrografias electronicas de exploracion muestran que las microparticulas de producto son extremadamente porosas. A partir de 0,25 a 1,5 l de liquido de remojo por gramo de solucion de NET y material encapsulante polimero, la velocidad de liberacion de NET a partir de las microparticulas de producto varia ligeramente con un minimo posible a 1 l de liquido de remojo por gramo de NET y material encapsulante polimero que se remoja).

El procedimiento de la presente invencion por el que se preparan microparticulas usando un mezclador estatico puede llevarse a cabo para una variedad de tecnicas usadas para encapsular agentes activos. El procedimiento de la presente invencion no esta limitado a la tecnica de extraccion de disolvente analizada anteriormente, sino que puede usarse con otras tecnicas de encapsulacion. Por ejemplo, el procedimiento de la presente invencion tambien puede usarse con una tecnica de encapsulacion por separacion de fases. Para hacer esto, se prepara una fase organica que comprende un agente activo disuelto en una solucion de polimero. La segunda fase de no disolvente esta libre de disolventes para el polimero y el agente activo. Una segunda fase de no disolvente preferida es aceite de silicona. La fase organica y la fase de no disolvente se bombean a traves de un mezclador estatico hacia un liquido de remojo no disolvente, tal como heptano. Las particulas semisolidas se remojan para el endurecimiento completo y el lavado. Ejemplos de usar tal procedimiento se proporcionan mas adelante como Ejemplos de Referencia 2-5.

El producto en microparticulas esta constituido habitualmente por particulas de una conformacion esferica, aunque a veces las microparticulas pueden ser de conformacion irregular. Las microparticulas pueden variar en tamafo, fluctuando desde diametros submicrometricos a milimetricos. Preferiblemente, se preparan microparticulas de 1-500 micras, mas preferiblemente 25-180 micras, por lo que la administracion de las microparticulas a un paciente puede llevarse a cabo con una aguja calibrada estandar.

Preferiblemente, las particulas cargadas con farmaco se dispensan a los pacientes en una sola administracion, liberando el farmaco de una manera constante o pulsatoria al paciente y eliminando la necesidad de inyecciones repetitivas.

Las microparticulas que tienen agente activo se obtienen y se almacenan como un material seco. Antes de la administracion a un paciente, las microparticulas secas pueden suspenderse en un vehiculo liquido farmaceuticamente aceptable, tal como una solucion al 2,5% en peso de carboximetilcelulosa, despues de lo cual la suspension de microparticulas se inyecta en el cuerpo.

Las microparticulas pueden mezclarse por tamafo o por tipo a fin de proporcionar el aporte de agente activo al paciente de una manera multifasica y/o de una manera que proporcione diferentes agentes activos al paciente en diferentes momentos, o una mezcla de agentes activos en el mismo momento. Por ejemplo, pueden combinarse antibioticos secundarios, vacunas o cualquier agente activo deseado, en forma de microparticulas o en forma no encapsulada convencional, con un agente activo primario y proporcionarse al paciente.

Agentes activos adecuados incluyen estrogenos tales como dietilestilbestrol, 17-beta-estradiol, estrona, etinilestradiol, mestranol y similares; progestinas tales como noretindrona, norgestril, diacetato de etinodiol, linestrenol, acetato de medroxiprogesterona, dimestisterona, acetato de megestrol, acetato de clormadinona, norgestimato, noretisterona, etisterona, melengestrol, noretinodrel y similares; y compuestos espermicidas tales como nonilfenoxipolioxietilenglicol, cloruro de bencetonio, clorindanol y similares.

Otros agentes biologicamente activos que pueden incorporarse usando el procedimiento de la presente invencion incluyen agentes terapeuticos gastrointestinales tales como hidroxido de aluminio, carbonato calcico, carbonato magnesico, carbonato sodico y similares; agentes antifertilizantes no esteroideos; agentes parasimpatomimeticos; agentes psicoterapeuticos; risperidona; tranquilizantes principales tales como Hel de clorpromazina, clozapina, mesoridazina, metiapina, reserpina, tioridazina y similares; tranquilizantes secundarios tales como cloridazepoxido, diazepam, meprobamato, temazepam y similares; descongestivos rinologicos; hipnoticos sedantes tales como codeina, fenobarbital, pentobarbital sodico, secobarbital sodico y similares; esteroides tales como testosterona y propionato de testosterona; sulfonamidas; agentes simpatomimeticos; vacunas; vitaminas y nutrientes tales como los aminoacidos esenciales; grasas esenciales y similares; agentes antimalaricos tales como 4-aminoquinolinas, 8aminoquinolinas, pirimetamina y similares; agentes antimigrafosos tales como mazindol, fentermina y similares; agentes antiparkinsonianos tales como L-dopa; antiespasmodicos tales como atropina, bromuro de metescopolamina y similares; antiespasmodicos y agentes anticolinergicos tales como terapia biliar, digestivos, enzimas y similares; antitusivos tales como dextrometorfano, noscapina y similares, broncodilatadores; agentes cardiovasculares tales como compuestos antihipertensivos, alcaloides de Rauwolfia, vasolidatadores coronarios, nitroglicerina, nitratos organicos, pentaeritritotetranitrato y similares; sustituyentes de electrolitos tales como cloruro potasico; ergotalcaloides tales como ergotamina con y sin cafeina, alcaloides de cornezuelo hidrogenados, metanosulfato de dihidroergocristina, metanosulfonato de dihidroergocornina, metanosulfato de dihidroergocroiptina y combinaciones de los mismos; alcaloides tales como sulfato de atropina, belladona, hidrobromuro de hioscina y similares; analgesicos; narcoticos tales como codeina, dihidrocodienona, meperidina, morfina y similares; no narcoticos tales como salicilatos, aspirina, acetaminofeno, d-propoxifeno y similares, antibioticos tales como las cefalosporinas, cloranfenical, gentamicina, kanamicina A, kanamicina 8, las penicilinas, ampicilina, estreptomicina A, antimicina A, cloropanteniol, metromidazol, oxitetraciclina, penicilina G, las tetraciclinas y similares; agentes anticancerosos; anticonvulsivos tales como mefenitoina, fenobarbital, trimetadiona; antiemeticos tales como tietilperazina; anhistaminas tales como clorofinazina, dimenhidrinato, difenhidramina, perfenazina, tripelenamina y similares; agentes antiinflamatorios tales como agentes hormonales, hidrocortisona, prednisolona, prednisona, agentes no hormonales, alopurinol, aspirina, indometacina, fenilbutazona y similares, prostaglandinas, farmacos citotoxicos tales como tiotepa, clorambucil, ciclofosfamida, melfalano, hiperita nitrogenada, metotrexato y similares; antigenos de microorganismos tales como Neisseria gonorrhea; Mycobacterium tuberculosis, Herpes virus (humonis, tipos 1 y 2), Candida albicans, Candida tropicalis, Trichomonas vaginalis, Haemophflus vaginalis, Streptococcus ecoli Grupo 8, Microplasma horninis, Hemophilus ducreyi, Granuloma inguinale, Lymphopatiua venereum, Treponema pallidurn, Bruvella abortus, Brucella melitensis, Brucella suis, Brucella canis, Campylobacter fetus, Campylobacter fetus intestinalis, Leptospira pomona, Listeria monocytogenes, Brucella ovis, virus de herpes equino 1, virus de arteritis equina, virus I8R-I8P, virus 8VD-M8, Chlamydia psittaci, Trichomonas foetus, Toxoplasma gondii, Escherichia colti, Actinobacillus equuli, Salmonella abortus equi, Pseudomonas aeruginosa, Corynebacterium equi, Corynebacterium pyogenes, Actinobaccilus seminis, Mycoplasma bovigenitalium, Aspergillus fumigatus, Absidia ramosa, Trypanosoma equiperdum, Babesia caballi, Clostridium tetani y similares; anticuerpos que contrarrestan los microorganismos previos; y enzimas tales como ribonucleasa, neuramidinasa, tripsina, glicogeno foforilasa, dihidrogenasa lactica de esperma, hialuronidasa de esperma, adenosintrifosfatasa, fosfatasa alcalina, fosfatasa alcalina esterasa, aminopeptidasa, tripsina, quimotripsina, amilasa muramidasa, proteina acrosomal, diesterasa, acido glutamico deshidrogenasa, acido succinico deshidrogenasa, beta-glicofosfatasa, lipasa, ATP-asa alfa-peptato gamma-glutamilotranspeptidasa, esterol-3-beta-ol-deshidrogenasa y DPN-di-aprorasa.

Otros agentes bioactivos macromoleculares mas que pueden elegirse para la incorporacion incluyen, pero no se limitan a, factores de coagulacion de la sangre, factores hematopoyeticos, citoquinas, interleuquinas, factores estimulantes de colonias, factores de crecimiento, y analogos y fragmentos de los mismos.

Los siguientes ejemplos describen adicionalmente los materiales y metodos usados para llevar a cabo la invencion. Los ejemplos no pretenden limitar la invencion de ninguna manera.

Ejemplo�1�Preparacion�de�Microparticulas�de�Noretindrona�Cargadas�eeoricamente�al�30%,�33%Y50%

Una partida de 1 kg de microparticulas cargadas con noretindrona al 30% se prepara usando un mezclador estatico de 1,905 cm (%") de diametro por 12 elementos (Koflo, M/N:%-TU-3-12RH-11, Koflo eorp., eary, Illinois). La solucion de polimero/farmaco (fase organica) se prepara como sigue. Se disuelven 329 g de norentindrona USP en una solucion calentada (65-70°e) de 770 g de PLGA Medisorb® 85:15 dl (Viscosidad Inherente (VI) = 0,65 dl/g) en 2,2 kg de acetato de etilo NF y 2,2 kg de alcohol bencilico NF. La solucion se filtra (0,2 !m) y se mantiene a 65-70°e. La solucion en agua del procedimiento (fase acuosa) se prepara como sigue. Se afaden 150 g de poli(alcohol vinilico) (PVA - Elvanol® 51-05 de Du Pont) a 27,27 kg de WFI (Agua Para Inyeccion) y se calientan (65-70°e) hasta que se disuelven, y a continuacion se filtran (0,2 !m). Se afaden a esta solucion 810 g de alcohol bencilico filtrado (0,2 !m) y 1770 g de acetato de etilo filtrado (0,2 !m). La solucion se mantiene a 65-70°e. La solucion de remojo se prepara como sigue: se disuelven 26,25 kg de acetato de etilo NF (filtrado 0,2 !m) en 750 litros de WFI fria y se mantienen a 2-4°e.

La fase organica se bombea a traves del mezclador estatico a un caudal de 909 cc/minuto, y la fase acuosa a un caudal de 4500 cc/minuto en la solucion de remojo. Despues de 1 hora de remojo, el material se hace pasar a traves de tamices de 90 y 25 !m. La porcion de 25-90 !m se seca a vacio con agitacion durante 36 horas a temperatura ambiente. El rendimiento del procedimiento es 650 g de microparticulas cargadas con noretindrona.

Una partida de 1 kg de microparticulas cargadas con noretindrona al 33% se prepara usando un mezclador estatico de 1,905 cm (%") de diametro por 12 elementos (Koflo, M/N:%-TU-3-12RH-11, Koflo eorp., eary, Illinois). La solucion de polimero/farmaco (fase organica) se prepara como sigue. Se disuelven 363 g de norentindrona USP en una solucion calentada (65-70°e) de 737 g de PLGA Medisorb® 85:15 dl (VI = 0,62 dl/g) en 2,2 kg de acetato de etilo NF y 2,2 kg de alcohol bencilico NF. La solucion se filtra (0,2 !m) y se mantiene a 65-70°e. La solucion en agua del procedimiento (fase acuosa) se prepara como sigue. Se afaden 150 g de PVA (Elvanol® 51-05 de Du Pont) a 27,27 kg de WFI y se calientan (65-70°e) hasta que se disuelven, y a continuacion se filtran (0,2 !m). Se afaden a esta solucion 810 g de alcohol bencilico filtrado (0,2 !m) y 1770 g de acetato de etilo filtrado (0,2 !m). La solucion se mantiene a 65-70°e. La solucion de remojo se prepara como sigue: se disuelven 750 litros de acetato de etilo NF al 3,5% (filtrado 0,2 !m) en WFI y se mantienen a 2-4°e.

La fase organica se bombea a traves del mezclador estatico a un caudal de 909 cc/minuto, y la fase acuosa a un caudal de 4500 cc/minuto en la solucion de remojo. Despues de 1 hora de remojo, el material se hace pasar a traves de tamices de 90 y 25 !m. La porcion de 25-90 !m se seca a vacio con agitacion durante 36 horas a temperatura ambiente. El rendimiento del procedimiento es 630 g de microparticulas cargadas con noretindrona.

Una partida de 1 kg de microparticulas cargadas con noretindrona al 50% se prepara usando un mezclador estatico de 1,905 cm (%") de diametro por 12 elementos (Koflo, M/N:%-TU-3-12RH-11, Koflo eorp., eary, Illinois). La solucion de polimero/farmaco (fase organica) se prepara como sigue. Se disuelven 546 g de norentindrona USP en una solucion calentada (65-70°e) de 550 g de PLGA Medisorb® 85:15 dl (un copolimero de 85% en moles de acido lactico y 15% en moles de acido glicolico, poli(lactido-co-glicolido)) (VI = 0,62 dl/g) en 2,2 kg de acetato de etilo NF y 2,2 kg de alcohol bencilico NF. La solucion se filtra (0,2 !m) y se mantiene a 65-70°e. La solucion en agua del procedimiento (fase acuosa) se prepara como sigue. Se afaden 150 g de PVA (Elvanol® 51-05 de Du Pont) a 27,27 kg de WFI y se calientan (65-70°e) hasta que se disuelven, y a continuacion se filtran (0,2 !m). Se afaden a esta solucion 810 g de alcohol bencilico filtrado (0,2 !m) y 1770 g de acetato de etilo filtrado (0,2 !m). La solucion se mantiene a 65-70°e. La solucion de remojo se prepara como sigue: se disuelven 26,25 kg de acetato de etilo NF (filtrado 0,2 !m en 750 litros de WFI fria y se mantienen a 2-4°e.

La fase organica se bombea a traves del mezclador estatico a un caudal de 909 cc/minuto, y la fase acuosa a un caudal de 4500 cc/minuto en la solucion de remojo. Despues de 1 hora de remojo, el material se hace pasar a traves de tamices de 90 y 25 !m. La porcion de 25-90 !m se seca a vacio con agitacion durante 36 horas a temperatura ambiente. El rendimiento del procedimiento es 685 g de microparticulas cargadas con noretindrona.

Las particulas cargadas al 30% y 50% se usaron a continuacion para preparar dos formulaciones de 65 mg (NET) para inyectar en mandriles. La Formulacion para Mandriles 1 consistia en 35% de las particulas cargadas al 50% y 65% de las particulas cargadas al 30%. La Formulacion para Mandriles 2 consistia en 50% de cada una de las particulas cargadas al 30% y cargadas al 50%. Los datos de liberacion frente al tiempo para las Formulaciones para Mandriles 1 y 2 se muestran en la figura 4.

Ejemplo�2�Preparacion�de�Microparticulas�de�Risperidona�Cargadas�eeoricamente�al�35%(Partida�Prodex�2�

En primer lugar, la fase acuosa (solucion A) se prepara pesando y mezclando 906,1 g de poli(alcohol vinilico) (Vinol 205, Air Products and ehemical Inc., Allentown, PA) al 1%, 29,7 g de alcohol bencilico (J.T. 8aker, Phillipsburg, NJ) y 65,3 g de acetato de etilo (Fisher Sciencitific, Fair Lawn, NJ). A continuacion, la fase organica (solucion 8) se prepara disolviendo 29,3 g de (polilactido-co-glicolido) dl 75:25 de alta viscosidad (Medisorb Technologies

5: International, L.P., eincinnati, OH) en 108,7 g de acetato de etilo y 108,4 g de alcohol bencilico. Una vez que el polimero esta completamente disuelto, se afaden 15,7 g de base de risperidona (Jansen Pharmaceutica, 8eerse, 8elgica) y se disuelven en la solucion de polimero. El tiempo de exposicion de la risperidona disuelta con el polimero se mantiene hasta un minimo ( 10 minutos). Las soluciones A y 8 se bombean a continuacion a traves de un mezclador estatico de 0,635 cm (1/4 de pulgada) de diametro (eole Parmer L04667-14) a traves de una bomba accionada por engranaje de un cabezal (eole-Parmer L07149-04, L07002-16) a caudales de 198 y 24 ml/minuto, respectivamente, hacia un medio de remojo (lavado) compuesto por 55 litros de agua para inyeccion que contienen 1276,0 g de acetato de etilo, 92,3 g (0,02 molar) de bicarbonato sodico anhidro y 116,2 g (0,02 molar) de carbonato sodico anhidro (Mallinckrodt Specialty ehemicals, Paris, KY) a 11°e. Las microparticulas se dejan remover en este primer lavado durante 1 y % horas, a continuacion se aislan tamizando con un tamiz de 25 micras. El producto retenido por el tamiz se transfiere a un segundo lavado de 20 litros de WFI a 13°e. Despues de remover en el segundo lavado durante 2 y 1/4 horas, las microparticulas se aislan y se fraccionan por tamafos tamizando a traves de una columna tamizadora de acero inoxidable de tamafos de malla de 25 y 180 micras. Las microparticulas se secan durante la noche y a continuacion se recogen y se pesan.

: 15 Ejemplo 3�Preparacion de Microparticulas�de�Risperidona�Cargadas �eeoricamente�al 40% (Partida�Prodex�3�

25: En primer lugar, la fase acuosa (solucion A) se prepara pesando y mezclando 904,4 g de poli(alcohol vinilico) (Vinol 205, Air Products and ehemical Inc., Allentown, PA) al 1%, 30,1 g de alcohol bencilico (J.T. 8aker, Phillipsburg, NJ) y 65,8 g de acetato de etilo (Fisher Sciencitific, Fair Lawn, NJ). A continuacion, la fase organica (solucion 8) se prepara disolviendo 27,1 g de (polilactido-co-glicolido) dl 75:25 de alta viscosidad (Medisorb Technologies International, L.P., eincinnati, OH) en 99,3 g de acetato de etilo y 99,1 g de alcohol bencilico. Una vez que el polimero esta completamente disuelto, se afaden 18,1 g de base de risperidona (Jansen Pharmaceutica, 8eerse, 8elgica) y se disuelven en la solucion de polimero. El tiempo de exposicion de la risperidona disuelta con el polimero se mantiene hasta un minimo ( 10 minutos). Las soluciones A y 8 se bombean a continuacion a traves de un mezclador estatico de 0,635 cm (% de pulgada) de diametro (eole Parmer L04667-14) a traves de una bomba accionada por engranaje de un cabezal (eole-Parmer L07149-04, L07002-16) a caudales de 198 y 24 ml/minuto, respectivamente, hacia un medio de remojo (lavado) compuesto por 55 litros de agua para inyeccion que contienen 1.375,6 g de acetato de etilo, 92,4 g (0,02 molar) de bicarbonato sodico anhidro y 116,6 g (0,02 molar) de carbonato sodico anhidro (Mallinckrodt Specialty ehemicals, Paris, KY) a 12°e. Las microparticulas se dejan remover en este primer lavado durante 2 horas, a continuacion se aislan tamizando con un tamiz de 25 micras. El producto retenido por el tamiz se transfiere a un segundo lavado de 20 litros de WFI a 12°e. Despues de remover en el segundo lavado durante 3 horas, las microparticulas se aislan y se fraccionan por tamafos tamizando a traves de una columna tamizadora de acero inoxidable de tamafos de malla de 25 y 180 micras. Las microparticulas se secan durante la noche y a continuacion se recogen y se pesan.

35: Ejemplo de�Referencia 1 Liofilizacion e Irradiacion Gamma de Microparticulas de las Partidas Prodex 2 Y Prodex�3�(Muestras�Prodex 4A,�Prodex�4� Y �Prodex�4C�

Las microparticulas de las partidas Prodex 2 y Prodex 3 se liofilizaron como sigue. Las microparticulas se pesaron en viales para suero de 5 cc. A continuacion, se afadio a los viales un vehiculo acuoso compuesto por 0,75% de eMe, 5% de Manitol y 0,1% de Tween 80. Las microparticulas se suspendieron en el vehiculo mediante agitacion, y a continuacion se congelaron rapidamente en un bafo de hielo seco/acetona. Los viales se liofilizaron a continuacion en un liofilizador a escala piloto (Dura Stop Microprocessor eontrol, FTS Systems, Inc., Stone Ridge, N.Y.) empleando un ciclo de temperatura maxima de 30°e graduado durante 50 horas. Las Muestras Prodex 4A y Prodex 4e eran muestras liofilizadas de Prodex 2 y Prodex 3, respectivamente. La Muestra Prodex 48 se liofilizo a partir de Prodex 2 que se habia esterilizado subsiguientemente mediante irradiacion gamma de 2,2 MRad a partir de una fuente de 60eo.

45: Estudios de Disolucion In Vitro

Se efectuaron estudios de disolucion in vitro sobre Prodex 2, Prodex 3, Prodex 4A, Prodex 48 y Prodex 4e. Se usaron metodologias en tiempo real y aceleradas. El equipo consistia en un aparato de disolucion de alabes, USP, de 6 celdillas, de investigacion, de Hanson (Metodo II) intercalado con un espectrofotometro y una estacion de datos. Los medios de recepcion se recircularon continuamente desde cada celdilla hasta celdillas de flujo dentro del espectrofotometro. La absorbancia de los medios receptores se controlo a 236 nm para la cuantificacion de la risperidona.

55: El modelo de tiempo real media las velocidades de liberacion de microparticulas en un medio receptor que consistia en tampon de tris 50 mM a pH 7,4 a 37°e. Se encontro que la risperidona tenia suficiente solubilidad (≥0,5 mg/ml) para permitir experimentos in vitro con este medio receptor. La cantidad de risperidona se mantuvo por debajo de 20% de saturacion para proporcionar condiciones de inmersion infinitas. Los datos se muestran en las figuras 5 y 6.

Tambien se desarrollo un modelo acelerado. Se uso un medio receptor de 27,5% en peso de etanol en WFI. Los

resultados se muestran en la figura 7.

Dosificacion y Muestreo de Sangre en Animales

Se efectuaron estudios in vivo sobre producto proporcionado como microparticulas secas (Prodex 2, Prodex 3) y en forma liofilizada (Prodex 4A, Prodex 48, Prodex 4e). Las microparticulas secas se cargaron con una jeringa y se resuspendieron en la jeringa con un vehiculo de inyeccion comprendido por carboximetilcelulosa (eMe) al 2,5%. Las muestras liofilizadas (Prodex 4A, Prodex 48, Prodex 4e) se reconstituyeron en WFI antes de la inyeccion.

Perros macho y hembra, que pesaban 11,6 ± 2,3 kg, se dividieron en grupos de tres perros cada uno. Los perros se alojaron en grupos de tres y se alimentaron de acuerdo con condiciones de laboratorio estandar.

Los volumenes apropiados de las formulaciones de deposito respectivas se dosificaron intramuscularmente en el biceps femoral de la pata trasera izquierda al nivel del muslo de los perros a una dosis de aproximadamente 2,5 mg/kg de risperidona.

Se tomaron muestras de sangre (5 ml en EDTA) de una de las venas yugulares a las 0 (predosis), 1, 5 y 24 horas despues de la dosificacion y tambien los dias 4, 7, 11, 14, 18, 23, 25, 28, 32, 35, 39, 42, 46, 49, 53 y 56 en el momento de la prueba de vomitos con apomorfina. La prueba de apomorfina fue descrita por P.A.J. Janssen y e.J.E. Niemegeers en Arzneim.-Forsch. (Drug Res.), 9:765-767 (1959). Si durante el transcurso de los experimentos cada uno de los tres perros de un grupo ya no mostraba proteccion contra el vomito inducido por apomorfina, el muestreo de sangre se interrumpio. Las muestras de sangre se centrifugaron a 3000 rpm durante 10 minutos y el plasma se separo. Las muestras de plasma se almacenaron a ≤20°e hasta el analisis.

Las muestras de plasma se analizaron con respecto a la risperidona (RISP) y con respecto a la 9-hidroxirrisperidona (9-OH RISP) usando radioinmunoensayo (RIA). Para las muestras de plasma analizadas con RIA, se usaron dos procedimientos de RIA diferentes, uno para risperidona inalterada y el otro para el resto activo (suma de risperidona y 9-hidroxirrisperidona, no ha de confundirse con el termino "agente activo" usado aqui en otras partes). Para las ultimas muestras de plasma, las concentraciones de 9-hidroxi-risperidona se calcularon como la diferencia entre las concentraciones del resto activo y las de risperidona. Los limites de cuantificacion para los metodos de RIA eran 0,20 ng/ml para la risperidona y 0,50 ng/ml para el resto activo.

Para cada una de las formulaciones, se calcularon las concentraciones en plasma medias (± D.E., n = 3) de risperidona, 9-hidroxi-risperidona y del resto activo. Las relaciones de las concentraciones en plasma de 9-hidroxirisperidona a las de risperidona se calcularon cuando era posible. Las concentraciones en plasma maximas y los tiempos maximos de risperidona, 9-hidroxi-risperidona y su suma se determinaron mediante la inspeccion visual de los datos. Los valores de AUe ("area bajo la curva") de risperidona y 9-hidroxi-risperidona se calcularon entre el tiempo cero y el tiempo usando la regla trapezoidal. El tiempo t es el ultimo punto temporal en el que las concentraciones de risperidona o 9-hidroxi-risperidona eran superiores que el limite de cuantificacion en al menos uno de tres perros. Para perros pertenecientes al mismo grupo de formulacion, las AUes se calcularon hasta el mismo tiempo final d, usando el valor del limite de cuantificacion, si una concentracion era inferior que el limite de cuantificacion, si dos concentraciones consecutivas eran inferiores que el limite de cuantificacion, la concentracion del punto de muestreo previo se fijaba igual al limite de cuantificacion, y la concentracion del punto de muestreo ulterior se tomaba como cero. Las AUes no se extrapolaron hasta el infinito. La AUe del resto activo se calculo como la suma de las AUes de risperidona y 9-hidroxi-risperidona.

Las concentraciones en plasma medias o medianas y/o los parametros farmacocineticos de la risperidona, la 9hidroxi-risperidona y el resto activo para las formulaciones Prodex 2/3/4A/48/4e se dan en la Tabla 1. Las curvas de concentracion en plasma media-tiempo para las formulaciones Prodex 2/3/4A/48/4e se muestran en la figura 8. Para cada uno de los grupos de formulacion, los resultados se analizan en primer lugar para la risperidona, a continuacion para la 9-hidroxi-risperidona y finalmente para el resto activo. Para el resto activo, las concentraciones en plasma se relacionan con el efecto antiemetico en la prueba de vomitos con apomorfina.

Despues de la administracion de las formulaciones Prodex 2 a Prodex 4e, los niveles en plasma maximos medios de risperidona eran bajos. Se alcanzaron en puntos temporales muy diferentes. La liberacion adicional de risperidona de las diferentes formulaciones avanzaba gradualmente y era de larga duracion. Esto daba como resultado bajas concentraciones en plasma tanto de risperidona como de su metabolito. Los tiempos maximos medios para la 9-hidroxi-risperidona variaban todos de 26 a 30 dias. El perfil de concentracion en plasma-tiempo del resto activo era similar para las formulaciones Prodex 2 a Prodex 4e. Al principio del experimento, las concentraciones en plasma del resto activo mostraban un pico en 1 o 2 dias, debido a una liberacion inicial rapida de risperidona. El maximo fue seguido por una disminucion de las concentraciones con una caida a los 5-8 dias. A partir del dia 8 en adelante, las concentraciones se incrementaban de nuevo hasta el dia 20, tiempo despues del cual permanecian a un nivel mas o menos constante durante un periodo de, de promedio, 15 dias. Durante este periodo, para cada una de las formulaciones, las concentraciones del resto activo mostraban un segundo pico y las concentraciones eran superiores que para el primer pico. La actividad antiemetica duraba de 35 a 42 dias para las formulaciones Prodex 2, Prodex 4A y Prodex 48. Para la formulacion Prodex 4e, duraba 49 dias, pero sin interrupcion en ninguno de los perros. La actividad mas prolongada de la formulacion Prodex 4e era paralela a la emax, Tmax y AUe0-1 mas altas para el resto activo, en comparacion con las otras 4 formulaciones del mismo grupo.

5 La duracion de accion de estas formulaciones de risperidona basadas en microparticulas en la prueba de emesis inducida con apomorfina en perros tambien se estudio. Los neurolepticos antagonizaban la emesis inducida por apomorfina bloqueando receptores de dopamina D2 en el area postrema del cuarto ventriculo. La prueba se usa generalmente para predecir el comienzo y la duracion de la accion antipsicotica de neurolepticos en el hombre (Janssen y otros, Arzneim.-Fosch.lOrug Res. 10:1196-1206 (1965); Niemegeers y otros, Life Sci. 24:2201-2216

10 (1979)). La 9-OH-risperidona tiene un perfil farmacologico que es virtualmente identico al de su compuesto originario. El compuesto originario y el metabolito activo constituyen juntos el "resto activo" que determina la actividad biologica de la risperidona.

Se administro apomorfina subcutaneamente en 0,31 mg/kg a los perros dos veces por semana, durante todo el transcurso del experimento. Los perros fueron observados con respecto a los vomitos durante un periodo de 1 hora

15 despues de la administracion de apomorfina. Se consideraba que la ausencia completa de emesis durante 1 hora despues de la estimulacion con apomorfina reflejaba una actividad antiemetica significativa. La duracion de la accion antiemetica se definio como el intervalo de tiempo durante el cual se protegian dos de tres perros de la emesis.

Las formulaciones se inyectaron en un volumen de 0,5 ml en el biceps femoral de una de las patas traseras al nivel del muslo. A varios intervalos de tiempo despues de la inyeccion intramuscular, se tomaron muestras de sangre y,

20 inmediatamente despues, los perros fueron estimulados con una dosis de apomorfina. Se consideraba que la ausencia completa de emesis en 1 h despues de la estimulacion con apomorfina (que nunca se observa en animales de control; n > 1000) reflejaba una actividad antiemetica significativa.

La Tabla 2 indica si los perros estaban protegidos (+) o no estaban protegidos (-) de la emesis inducida por apomorfina a los diversos intervalos de tiempo despues de la inyeccion intramuscular de las formulaciones de

25 deposito. Todas las formulaciones mostraban un comienzo inmediato de accion antiemetica.

Tabla 1: eoncentraciones en plasma medias (± D.E.; n = 3) o medianas y parametros farmacocineticos medios (± D.E.; n = 3) de risperidona, 9-hidroxi-risperidonay su suma (= el "resto activo") despues de la administracion intramuscular de formulaciones de deposito de risperidona en 2,5 mg/kg a perros de 8eagle.

Prodex 2: Prodex 3 Prodex 4A

Tiempo (dias): RISP 9-OH RISP RISP 9-OH RISP RISP 9-OH RISP

00,042 (1 h) 0,208 (5 h) 147111418212529323539424649: ≤ 0,208,36±1,06 2,87 ± 0,20 1,25 ± 0,72 0,67 ± 0,61 0,35*0,41±0,15 -** --6,79 ± 1,74, 6,84 ± 3,19 4,97 ± 1,89 3,61 ± 1,84, 1,44 ± 0,51 1,05 ± 0,45 ≤ 0,20*- ≤ 0,504,17 ± 1,71 7,34 ± 2,02 6,92 ± 3,88 4,36 ± 3,32 1,65 ± 1,24 1,16 ± 0,35 -** --44,6 ± 13,6 46,0 ± 15,1 39,5 ± 36,6 25,8 ± 11,5 13,0 ± 7,1 7,73 ± 3,77 2,94 ±, 1,35 - ≤ 0,2021,4 ± 8,8 7,55 ± 3,38 2,90 ± 1,70 1,22 ± 0,77 1,96 ± 1,70 1,52 ± 0,91 4,36 ± 1,99 6,33 ± 2,48 8,61 ± 2,25 9,08 ± 3,95 9,26 ± 5,27 5,60 ± 2,78 4,70 ± 3,39 2,01 ± 1,47 1,31 ± 0,79 0,45*0,23* ≤ 0,5014,4 ± 9,1 27,4 ± 22,0 23,0 ± 17,8 6,58 ± 3,07 8,79 ± 6,72 11,2 ± 11,7 29,4 ± 25,0 44,1 ± 35,4 44,8 ± 26,3 47,9 ± 19,5 54,2 ± 33,6 38,8 ± 25,2 28,4 ± 21,9 16,4 ± 9,6 10,7 ± 6,5 5,55 ± 4,04 2,13 ± 1,34 ≤ 0,203,25 ± 0,57 2,61 ± 0,60 1,13 ± 0,24 0,74 ± 0,38 0,39* 2,40 ± 3,55 2,23 ± 1,19 4,28 ± 1,41 6,97 ± 1,57 6,03 ± 1,50 6,52 ± 1,40 3,81 ± 1,72 2,55 ± 1,31 1,13 ± 0,82 0,68*≤ 0,20* ≤ 0,20 ≤ 0,501,18 ± 0,50 5,13 ± 1,08 7,82 ± 3,55 2,54 ± 1,20 1,90 ± 1,52 12,7 ± 20,2 12,6 ± 15,0 23,3 ± 12,5, 27,1 ± 11,3 32,3 ± 2,8 40,2 ± 16 35,2 ± 16,3 22,1 ± 14,4 10,4 ± 6,4 6,08 ± 4,26 2,48 ± 1,81 1,23*

Tabla 1: eoncentraciones en plasma medias (± D.E.; n = 3) o medianas y parametros farmacocineticos medios (± D.E.; n = 3) de risperidona, 9-hidroxi-risperidona y su suma (= el "resto activo") despues de la administracion intramuscular de formulaciones de deposito de risperidona en 2,5 mg/kg a perros de 8eagle

Prodex 2: Prodex 3 Prodex 4A

Tiempo (dias): RISP 9-OH RISP RISP 9-OH RISP RISP 9-OH RISP

53: - - - - - -

56: - - - - - -

emax (ng/ml): 8,61 ± 1,41 61,0 ± 19,7 21,4±t 8,8 56,3 ± 32,2 7,75 ± 0,78 43,9 6,6

Tmax (dias): 10 ± 17 29 ± 4 0,042 ± 0,000 26 ± 2 25 ± 4 30 ± 2

AUe0-t (ng.h/ml): 3212 ± 914 21496 ± 4854 5048 ± 2397 30632 ± 19866 3280 ± 576 19632 ± 8274

t (dias): 46 46 49 49 46 49

RISP + 9-OH RISP
RISP + 9-OH RISP
RISP + 9-OH RISP

emax (ng/ml): 67,3 ± 19,8 66,0 ± 37,0 49,6 ± 6,7

Tmax (dias): 29 ± 4 26 ± 2 30 ± 2

AUe0-t (ng.h/ml): 24708 ± 5341 35680 ± 22261 22912 ± 8822

***: Valor medio.Sin muestreo de sangre desde el dia 14 hasta el dia 25 del experimento, debido a la ausencia de proteccion contra vomitos inducidos porapomorfina. Las concentraciones en cursiva indican actividad antiemetica en al menos dos de tres perros.

20 21 22 23

Tabla 1 eoncentraciones en plasma medias (± D.E.; n = 3) o medianas y parametros farmacocineticos medios (± D.E.; n = 3) de risperidona, 9hidroxi-risperidona y su suma (= el "resto activo") despues de la administracion intramuscular de formulaciones de deposito de risperidonaen 2,5 mg/kg a perros de 8eagle.

Prodex 48: Prodex 4e

Tiempo (dias): RISP 9-OH RISP RISP 9-OH RISP

00,042 (1 h) 0,208 (5 h) 1471114182125293235394246495356: ≤ 0,203,32 ± 0,75 1,52 ± 0,33 1,22 ± 0,58 0,58*0,35*0,53* 4,06 ± 3,47 1,41 ± 0,14 7,22 ± 4,98 5,39 ± 3,41 4,66 ± 1,47 3,50 ± 1,81 1,91 ± 0,71 0,67 ± 0,16 ≤ 0,20* ≤ 0,20*--- ≤ 0,502,53 ± 0,79 5,56 ± 2,43 7,10 ± 3,40 2,25 ± 1,00 1,78* 1,87* 22,1 ± 20,3 5,13 ± 0,85 27,1 ± 21,1 41,0 ± 29,7 31,1 ± 13,3 21,4 ± 9,8 14,9 ± 4,5 7,15 ± 2,47 3,83 ± 0,40 1,08 ± 0,53 --- ≤ 0,2015,5 ± 5,2 15,1 ± 7,7 4,49 ± 1,04 2,00 ± 0,42 1,47 ± 0,29 3,23 ± 1,72 7,67 ± 4,54 8,15 ± 4,69 13,1 ± 9,4 8,37 ± 0,88 13,8 ± 5,2 10,3 ± 4,5 7,58 ± 3,49 3,90 ± 1,34 2,97 ± 1,35 0,68 ± 0,39 0,26* ≤ 0,20* ≤ 0,20* ≤ 0,503,33 ± 2,18 19,2 ± 6,2 25,0 ± 7,1 12,1 ± 2,5 7,96 ± 0,74 13,4 ± 4,6 30,9 ± 17,8 48,5 ± 34,5 69,3 ± 41,4 67,8 ± 28,0 77,9 ± 17,7 80,9 ± 51,3 61,4 ± 15,1 31,2 ± 10,7 23,2 ± 13,7 10,4 ± 6,3 6,04 ± 3,75 2,98 ± 2,39 1,89 ±1,40

emax (ng/ml) Tmax (dias) AUe0-t (ng.h/ml): 7,71 ± 4,23 24 ± 5 2648 ± 1199 42,6 ± 27,3 26 ±2 15656 ± 8104 16,3 ± 6,6 0,097 ± 0,096 7424 ± 3018 95,4 ± 41,7 30 ± 2 46840 ± 19125

t (dias): 46 46 56 56

RISP 9-OH RISP: RISP + 9-OH RISP

emax (ng/ml) Tmax (dias) AUe0-t (ng.h/ml): 48,5 ± 29,8 26 ± 2 18311 ± 9222 108 ± 44 30 ± 2 54264 ± 22055

*** Valor medio.Sin muestreo de sangre desde el dia 14 hasta el dia 25 del experimento, debido a la ausencia de proteccion contra vomitos inducidos porapomorfina. Las concentraciones en cursiva indican actividad antiemetica en al menos dos de tres perros.

Tabla 2: Proteccion (+) o no proteccion (-) de emesis inducida por apomorfina en perros a intervalos temporales sucesivos despues de la administracion intramuscular deformulaciones de deposito basadas en microparticulas de la risperidona antipsicotica a un nivel de dosis aproximado de 2,5 mg/kg (continua de la pagina previa)

Form.: Prodex 2 Prodex 3 Prodex 4A Prodex 48 Prodex 4e

Peso del Perro(kg): 14,2 11,5 9,8 12,9 12,4 13,4 10,0 12,3 9,2 9,7 8,6 10,6 13,2 16,4 16,2

Volumen(ml/perro): 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53 0,53

Dosis (mg/kg): 2,5 2,5 2,8 2,5 2,5 2,5 2,5 2,3 2,6 2,5 2,5 2,6 2,4 2,4 2,5

Ruta: im im im im im im im im im im im im im im im

1 h: + + - + + + + + + -+ + + + +

5 h: + + + + + + + + + + -+ + + +

1 d: + + + + + + + + + + + + + + +

4 d: --+ + -+ + + - --+ + + +

7 d: --- -+ + --- --+ + + +

11 d: --- + + + + + - --+ + + +

14 d: + + + + + + -+ + + + +

18 d: + + + + + + + + + + + +

21 d: + + + + + + + + + + + +

25 d: + + + + + + + + + + + + + + +

29 d: + + + + + + + + + + + + + + +

32 d: + + + + + + + + + + + + + + +

35 d: + + + + + + + + + + + + + + +

Form.: Prodex 2 Prodex 3 Prodex 4A Prodex 48 Prodex 4e

39 d: -+ + + -+ + + - --- + + +

42 d: --- + -+ + -- --- + + +

46 d: --- + -- --- --- + + -

49 d: Parada --- --- Parada + + -

53 d: Parada Parada -+ -

56 d: ---

Parada

3 Volumen de inyeccion: 0,5 ml/perro; la concentracion de las microparticulas se adapto al peso corporal.

Ejemplo 4�Preparacion de Microparticulas�de��enzoato de�Estradiol�Cargadas�eeoricamente �al�20% Y�30%

La Tabla 3 muestra la distribucion de los tamafos de particula para ensayos experimentales para microparticulas cargadas al 20% y 30%. La distribucion de los tamafos de particula tambien se muestran en la figura 9 que representa el porcentaje acumulativo por tamafo de las microparticulas ("Porcentaje en Volumen Mayor") para una partida de microparticulas cargadas al 20%. La figura 10 representa el diferencial de porcentaje por tamafo de las microparticulas ("Diferencial de Volumen") para una partida de microparticulas cargadas al 20%. A partir de estos datos, puede observarse que incrementar el caudal disminuia el tamafo de particula. No se observo una diferencia significativa entre mezcladores de 12 y 24 elementos. Incrementar la relacion de fase acuosa o en agua: fase organica estrecha la distribucion de tamafos de particula. Se produjeron buenas microparticulas en el intervalo del flujo de transicion, Numero de Reynolds (Re) de 2000-4000.

Se prepararon subsiguientemente partidas adicionales de microparticulas cargadas al 20% y 30%. Se preparo una partida de 7 kg de microparticulas cargadas con farmaco al 20% usando un mezclador estatico de 1,27 cm (Y") de diametro x 24 elementos (eole-Parmer, polipropileno disponible 04667, eole-Parmer Instrument eompany, ehicago, Illinois). La fase organica estaba comprendida por 4,0% de benzoato de estradiol (agente activo), 16,0% de PLGA del 85:15 (un copolimero de 85% en moles de acido lactico y 15% en moles de acido glicolico, polilactido-coglicolido) y 80,0% de acetato de etilo a 60-70°e. La fase en agua estaba comprendida por 1,0% de poli(alcohol vinilico), 5,0% de acetato de etilo y 94,0% de agua a 60-70°e. El caudal de la fase organica y el caudal de la fase en agua eran iguales a 1100 ml/minuto. Una bomba eole-Parmer 6231-26 con un cabezal 7001-80 se uso tanto para la fase organica como para la fase en agua. La distribucion del tamafo de particula resultante era 15% 25 !m, 14% 25-45 !m, 56% 45-90 !m, 12% 90-150 !m y 3% > 150 !m.

Se preparo una partida de 5 kg de microparticulas cargadas con farmaco al 30% usando un mezclador estatico de Y" de diametro por 24 elementos y un mezclador estatico d 3/8" de diametro por 11, 12 y 24 elementos (eole-Parmer disposable). La fase organica estaba comprendida por 4,3% de benzoato de estradiol (agente activo), 10,0% de PLGA dl 85:15 y 85,7% de acetato de etilo a 60-70°e. Se uso la misma fase en agua que en las microparticulas cargadas al 20%. El caudal de la fase organica era 880 ml/minuto y el caudal de la fase en agua era 1650 ml/minuto. La distribucion de tamafo de particula resultante era 44% 25 !m, 31% 25-45 !m y 25% > 45 !m.

Las microparticulas cargadas con benzoato de estradiol se pesaron en jeringas convencionales y se administraron a becerros Holstein jovenes a una dosis de 40 mg de farmaco activo por animal. Las microparticulas se suspendieron en un vehiculo de carboximetilcelulosa acuosa y se inyectaron en la base de la oreja. Se recogio suero y los niveles de estradiol se determinaron mediante radioinmunoensayo; los resultados se muestran en la figura 11.

Tabla 3

Ensayos Experimentales con Mezcladores Estcticos en Linea

eaudal Mezclador: Tamafo

Agua (ml/min) Aceite (ml/min) Total (ml/min) Relacion Elementos diametro (pulgadas) velocidad (pies/segundo): maximo (!m) anchura (!m)

Producto eargado con Farmaco al 30% 200 200 400 1:1 11 3/8 0,30 400 400 800 1:1 11 3/8 0,61 500 500 1000 1:1 11 3/8 0,77 750 750 1500 1:1 11 3/8 1,15 400 400 800 1:1 12 3/8 0,61 500 500 1000 1:1 12 3/8 0,77 400 400 800 1:1 24 3/8 0,61 533 266 800 2:1 24 3/8 0,61: sin esferas buenas esferas 50 60 menor que 25 70 125 45 55 70 110 45 50

Ensayos Experimentales con Mezcladores Estcticos en Linea

eaudal Mezclador Tamafo

Agua (ml/min) Aceite (ml/min) Total (ml/min) Relacion Elementos diametro (pulgadas) velocidad (pies/segundo) maximo (!m) anchura (!m)

600 200 800 3:1 24 3/8 0,61 62 45 533 266 800 2:1 24 3/8 0,61 70 50 400 200 600 2:1 24 3/8 0,46 95 82 600 300 900 2:1 24 3/8 0,69 55 42 400 400 800 1:1 24 3/8 0,61 75 64 534 266 800 2:1 24 3/8 0,61 65 46 1166 638 1804 1,8:1 24 1/2 0,77 55 45 1300 726 2026 1,8:1 24 1/2 0,87 45 35 1520 792 2312 1,9:1 24 1/2 1,00 40 40 1650 880 2530 1,9:1 24 1/2 1,09 35 50 Producto eargado con Farmaco al 20% 1540 990 2530 1,6:1 24 1/2 1,09 55 50 1320 990 2310 1,3:1 24 1/2 1,00 60 50 1100 1100 2200 1:1 24 1/2 0,95 65 45 Nota: 1. Los cuatro primeros usaban bomba peristaltica en lugar de bomba de engranajes. 2. Tamafo de particula por Hiac Royco excepto los dos ultimos estimados a partir de tamizado Formulas Fase Aceitosa al 30%: (60-70°e) 85,7% de acetato de etilo 10,0% de PLGA dl 85:15 4,3% de benzoato de estradiol Fase Aceitosa al 20% (60-70°e) 80,0% de acetato de etilo 16,0% de PLGA dl 85:15 4,0% de benzoato de estradiol Fase en Agua: (60-70°e) 94,0% de agua para inyeccion 5,0% de acetato de etilo 1,0% de poli(alcohol vinilico)

Ejemplo 5 Preparacion de Microparticulas�de�Acetato�de erembolona�Cargadas�eeoricamente �al 40%

Se prepararon nueve partidas de microparticulas de acetato de trembolona (T8A) usando un mezclador estatico. Se prepararon microparticulas que contenian 40% de T8A y 5% de hidroxitolueno butilado (8HT, usado como un antioxidante) mediante el siguiente procedimiento. PLGA (relacion molar de D,L-lactido a glicolido: 85:15, pesos moleculares mediante GPe: Mw = 86.810; Mn = 36.417), T8A y 8HT se disolvieron en acetato de etilo (EtOAc) a 55°e (relacion de EtOAc a PLGA: 10 ∼ 20:1). El EtOAc se calento hasta 55°e y se afadio PLGA a EtOAc bajo remocion rapida. Despues de que el polimero se disolviera, 8TH y a continuacion T8A se disolvieron en la solucion de polimero. Simultaneamente, solucion en agua de poli(alcohol vinilico) (PVA) (3% en peso) sembrada con EtOAc (relacion de solucion de PVA a EtOAc: 10:1) se cargo a un matraz con camisa y se calento hasta 55°e. euando la temperatura de la solucion de polimero-farmaco (fase organica) y la solucion de PVA (fase acuosa) era constante, la solucion de polimero-farmaco y la solucion de PVA se bombearon separadamente a un mezclador estatico (1 cm de diametro y 12 cm de longitud). El mezclador estatico estaba fabricado por eole-Parmer, modelo numero 6-04667-06, y contenia 12 elementos de mezcladura. La relacion de caudales de solucion de polimero-farmaco a solucion de PVA se variaba de 1:1,2 a 1:2. La relacion de agua de remojo a EtOAc era 100∼150:1. La temperatura del agua de remojo era aproximadamente 1°e. Despues de lavarse durante 6 horas, las microparticulas se tamizaron a traves de una columna tamizadora (25 !m, 90 !m, 150 !m y 212 !m) y a continuacion se secaron.

La distribucion de los tamafos de particula de una partida de microparticulas se representa en la figura 12.

Ejemplo 6�Preparacion de Microparticulas�de�eestosterona�Cargadas �eeoricamente al�46%

Se prepara una partida de 1 kg de microparticulas cargadas con testosterona al 46% usando un mezclador estatico de 1,905 cm (%") de diametro por 12 elementos (Koflo, M/N:%-TU-3-12RH-11, Koflo eorp., eary, Illinois). La solucion de polimero/farmaco (fase organica) se prepara como sigue. Se disuelven 506 g de testosterona USP en una solucion calentada (65-70°e) de 594 g de PLGA dl 75:25 Medisorb® (un copolimero de 75% en moles de acido lactico y 25% en moles de acido glicolico, polilactido-co-glicolido) (VI = 0,68 dl/g) en 3,683 kg de acetato de etilo NF. La solucion se filtra (0,2 !m) y se mantiene a 65-70°e. La solucion de agua de procedimiento (fase acuosa) se prepara como sigue. Se afaden 52 g de PVA (Du Pont Elvanol® 51-05) a 9,75 kg de WFI y se calientan (65-70°e) hasta que se disuelven, y a continuacion se filtran (0,2 !m). Se afaden a esta solucion 626 g de acetato de etilo NF filtrado (0,2 !m). La solucion se mantiene a 65-70°e. El liquido de remojo esta comprendido por 750 litros de WFI, mantenidos a 0-4°e.

La fase organica se bombea a traves del mezclador estatico a un caudal de 2150 cc/minuto y la fase acuosa a un caudal de 4300 cc/minuto. Despues de 1 hora de remojo, el material se hace pasar a traves de tamices de 45 y 150 !m. La porcion de 45-150 !m se seca a vacio con agitacion durante 36 horas a temperatura ambiente. El rendimiento del procedimiento es 875 g de microparticulas cargadas con testosterona.

Las microparticulas cargadas al 46% se usaron para preparar dosis de testosterona de 125 m g (rellenas con suspension y liofilizadas) que fueron administradas a mandriles. Los datos de liberacion con el tiempo se muestran en la figura 13.

Ejemplo de�Referencia �2�Preparacion �de Microparticulas de�rgp�120�Cargadas�eeoricamente �al�1,7%

Se prepara una partida de 10 g de microparticulas cargadas con rgp 120 (una glicoproteina) al 1,7% usando un mezclador estatico de 0,635 cm (%") de diametro por cinco elementos (Koch, 0,635 cm (%") SMV-DY; 0,635 cm (%") de Dia, 5 elementos, 316SS, Koch Engineering eompany, Inc., Wichita, KS). La solucion de polimero/farmaco (fase organica) se prepara como sigue. Se elabora una emulsion primaria afadiendo 3 cc de 56 mg/ml de rpg 120 en tampon Tris (Tris 20 mM, Nael 120 mM, pH 7,4) a 10 g de Medisorb, PLGA dl 65:35 (un copolimero de 65% en moles de acido lactico y 35% en moles de acido glicolico, polilactido-co-glicolidos) (VI = 0,61) en 47 g de acetato de etilo. La emulsion se forma mediante sonicacion (Vibra cell sonicator, 600 vatios, 20 segundos, 50% de potencia con sonda de 1,27 cm (Y"). La emulsion se mantiene a 0-4°e. La solucion en agua (fase acuosa) del procesamiento se prepara como sigue. Se afaden 225 g de PVA (Air Products, Vinol 205) a 2025 g de WFI y se calientan (65-70°e) hasta que se disuelven. Se afaden a esta solucion 250 g de acetato de etilo. La solucion se mantiene a 0-4°e. El liquido de remojo esta comprendido por 12 litros de agua, mantenidos a 0-4°e.

La fase organica se bombea a traves del mezclador estatico a un caudal de 40 cc/minuto y la fase acuosa a un caudal de 1500 cc/minutos. Despues de 1 hora de remojo, las microparticulas se hacen pasar a traves de tamices de 150 y 20 !m. La porcion de 20-150 !m se lava con 13 litros de solucion de Tween 20 al 0,1% a 0-4°e y a continuacion se liofiliza. El rendimiento del procedimiento es 3,09 g de microparticulas cargadas con rgp 120.

Ejemplo 7 Preparacion de Microparticulas�de�Ivermectina Cargadas eeoricamente �al 60%

Para preparar una partida de 35 g de microparticulas de ivermectina cargadas teoricamente al 60%, la fase dispersada (Solucion A) se prepara disolviendo 21,03 g de ivermectina en 116,72 g de solucion de polimero comprendida por 9,5% de (polilactido-co-glicolido) dl 65:35 (Medisorb Technologies International, L.P., eincinnati, OH) y 90,5% de acetato de etilo (Fisher Sciencitific, Fair Lawn, NJ) a 52°e. A continuacion, 1300 g de la fase continua (solucion 8) comprendida por 1% de poli(alcohol vinilico) (Vinoll 205, Air Products and ehemical Inc., Allentown, PA) y 99% de WFI se pesa y se calienta hasta 52°e. A continuacion, las soluciones A y 8 se bombean a traves del mezclador estatico (eole-Parmer, numero de pieza L04667-14) a traves de una bomba accionada por engranajes y un cabezal (eole-Parmer L07149-04, L07002-16) a caudales de 88 y 165 ml/minuto, respectivamente, y en un liquido de remojo compuesto por 35 litros de eWFI (Agua Fria para Inyeccion) a 0°e. Las microparticulas se dejan remover durante aproximadamente 20 minutos, a continuacion se aislan tamizando el bafo de remojo a traves de un tamiz de 25 !m. El producto retenido por el tamiz se transfiere a un lavado de 20 litros de eWFI en remocion a 0°e. Despues de remover durante 2 horas, las microparticulas se aislan y se fraccionan por tamafos tamizando el lavado a traves de tamices de 25 y 212 micras. Las microparticulas se secan al aire durante la noche y se recogen.

Ejemplo 8�Preparacion de Microparticulas�de��ase �de��upivacaina�Cargadas �eeoricamente al�60%

Se prepara un exceso de la fase continua acuosa afadiendo 216,1 g de acetato de etilo (Fisher Sciencitific, Fair Lawn, NJ) a 3780,3 g de una solucion acuosa de poli(alcohol vinilico) (Vinol 205, Air Products and ehemical Inc., Allentown, PA) al 5% y ajustando hasta pH 8,5 con NaOH 1N a temperaturas ambientales. La fase organica se prepara a continuacion disolviendo 8,05 g de polilactido-co-glicolido dl 50:50 de baja viscosidad (un copolimero de 50% en moles de acido lactico y 50% en moles de acido glicolico) (Mediosrb Technologies International, L.P.) y 12,05 g de base de bupivacaina (Aceto eorporation, Lake Success, NY) en 92,1 g de acetato de etilo a temperatura ambiente. Las soluciones acuosa y organica se bombean a continuacion simultaneamente a traves de un mezclador estatico de 1/4" de diametro y 24 elementos (eole-Parmer L04667) a traves de bombas activadas por engranajes y cabezales (eole-Parmer L07144-05, bomba; L07002-16, cabezal, acuosa; cabezal L07002-26, organica) a caudales de 233 y 116 ml/minuto, respectivamente, en un liquido de remojo de 12 litros de agua para inyeccion ajustada hasta pH 8,5 a temperatura ambiente. Las microparticulas se agitan en el agua de remojo durante 1 hora y a continuacion se aislan tamizando a traves de tamices de acero inoxidable de malla 25, 45 y 90 !m. Las microparticulas se secan al aire durante la noche y se protegen de la luz antes de pesarse.

Ejemplo de Referencia 3 Preparacion de Microesferas de Albumina de Cerdo Cargadas eeoricamente al 17,5%

Se preparo una partida de 2 g de microesferas cargadas con albumina de cerdo usando un mezclador estatico de 1,27 cm (1/2") de diametro x 30,48 cm (12") de largo. La solucion de polimero/farmaco (fase organica) se preparo como sigue: se disolvieron 1,65 g de PLGA dl 75:25 Medisorb (Viscosidad Inherente, 0,65 dl/g) en 70 g de acetato de etilo. La concentracion de polimero en la fase organica era 2,36%. Se suspendieron 0,35 g de albumina de cerdo micronizada (Sigma, lote N° 95F-9358) en la solucion de polimero mediante 2 x 10 segundos de sonicacion (Tekmar Sonication Disruptor, Modelo 350 con micropunta). Se produjo una dispersion uniforme y fina. La suspension se vertio en un reactor de 50 ml equipado con una valvula de salida en el fondo. La mezcladura se inicio con un propulsor de 6 alabes de turbina a aproximadamente 700 rpm. Una bomba peristaltica se conecto a la salida del reactor para bombear la fase organica a una velocidad de 7,0 g/minuto hacia el mezclador estatico. Otra bomba peristaltica se graduo para alimentar aceite de silicona 350 cs (Dow eorning, Lote N° HH121209) a un caudal de 9,0 g/minuto hacia la entrada del mezclador estatico.

El flujo de aceite de silicona se comenzo en primer lugar y la fase organica siguio aproximadamente 2-5 segundos mas tarde. En un deposito de remojo, 1,2 l de heptano (ehem Pure, Lote N° M138KLAP) se agito a una velocidad moderada usando un propulsor accionado con aire. La conduccion de salida del mezclador estatico se puso 1,27 cm (1/2") por debajo de la superficie del heptano. Al terminar la transferencia de la fase organica a traves del mezclador estatico, se usaron 8-10 g de acetato de etilo para barrer la fase organica restante del mezclador. El flujo de aceite de silicona se mantuvo durante este periodo de enjuague. Las particulas semisolidas se remojaron en heptano durante 1,5 horas a temperatura ambiente para completar el endurecimiento y el lavado. Las microesferas se recogieron a continuacion mediante filtracion a vacio usando un filtro de membrana Vesapor-3000, tamafo de poros 3 !m (Gelman).Las microesferas recogidas se lavaron sobre el filtro con 300 ml de heptano reciente y se transfirieron a un desecador de vacio para el secado adicional. El procedimiento daba 1,91 g de microesferas cargadas con albumina de cerdo. Las particulas eran principalmente esfericas y en un intervalo de tamafos de 25200 !m (micras).

Se preparo una segunda formulacion que mostraba que puede usarse un mezclador estatico mas corto (1,27 cm) (1/2") de diametro x 15,24 cm (6") de largo con un caudal total inferior. El caudal de la fase organica era 6,5 g/minuto en el mezclador estatico, en oposicion a 7,0 g/minuto en la primera formulacion. El caudal del aceite de silicona era

8,8 g/minuto, en oposicion a 9,0 g/minuto en la primera formulacion. Sin embargo, la relacion de caudal de fase organica a caudal de aceite de silicona es aproximadamente la misma en la segunda formulacion que en la primera formulacion. El rendimiento de solidos de esta formulacion era 90%.

Ejemplo de�Referencia �4�Preparacion �de Microesferas �de �Interferon- �r�o �Cargadas�eeoricamente al�10,0%

Se preparo una partida de 1,89 g de microparticulas cargadas con interferon-α r8o (Interferon alfa bovino recombinante) usando un mezclador estatico de 1,27 cm (1/2") x 30,48 cm (12"). La concentracion de polimero (PLGA dl 75:25 disuelto en acetato de etilo) en la fase organica era 2,70%. La proteina se disolvio en 0,5 ml de agua para inyeccion y se emulsifico en la solucion de polimero mediante sonicacion para formar la fase organica (fase de polimero/agente activo). La emulsion se vertio en un reactor y la preparacion de microesferas se comportaba de manera similar al Ejemplo de Referencia 2. El caudal de la fase organica era 6,6 g/minuto y el caudal del aceite de silicona era 10,9 g/minuto. Las microparticulas semisolidas se remojaron en 1,0 l de heptano durante 1,5 horas.

Ejemplo de�Referencia �5�Preparacion �de Microesferas �de HSA Cargadas�eeoricamente �al�17,5%

Se preparo una partida de microesferas cargadas con HSA (albumina de suero humana) usando un mezclador estatico de 1,27 cm (1/2") x 15,24 cm (6"). La concentracion de polimero (PLGA dl 75:25 disuelto en acetato de etilo) en la fase organica era 2,36%. Se uso una fase en agua interna de 1,0 ml para disolver completamente la proteina. La proteina disuelta se emulsifico en la solucion de polimero mediante sonicacion para formar la fase organica. Para mantener el tiempo de permanencia requerido para inducir la coacervacion por el no disolvente (aceite de silicona) en una trayectoria de flujo mas corta de 15,24 cm (6"), se uso un caudal total inferior. El caudal de la fase organica era 4,9 g/minuto y el caudal del aceite de silicona era 5,6 g/minuto. El caudal total inferior daba como resultado un rendimiento de solidos de 65% para esta muestra. La relacion de caudal de aceite de silicona a caudal de fase organica en esta muestra era ligeramente inferior que en la muestra preparada en el Ejemplo de Referencia 3, 1,1 en comparacion con 1,4. Las microesferas semisolidas se remojaron en 0,8 l de heptano durante 1,5 horas. Puesto que se usaba menos no disolvente (aceite de silicona), se requeria menos heptano (segundo no disolvente).

Ejemplo de Referencia 6 Preparacion de Microesferas de Albumina de Cerdo Cargadas eeoricamente al 10,0%

Esta formulacion se preparo de forma similar a una del Ejemplo de Referencia 4, usando albumina de cerdo como la proteina modelica (agente activo que ha de encapsularse). El caudal total de las dos fases en el mezclador estatico era inferior en esta muestra; el caudal de la fase organica era 6,0 g/minuto y el caudal del aceite de silicona era 8,8 g/minuto. Las microesferas se remojaron en 1,2 l de heptano durante 1,5 horas. Se alcanzaba para esta formulacion un rendimiento de solidos totales similar al Ejemplo de Referencia 5.

Las caracteristicas de las formulaciones para los Ejemplos de Referencia 3-6 se resumen en la Tabla 4.

eabla 4

Ejemplo de Referencia: earga del Nucleo (%) Proteina eoncentracion de Polimero (%) H2O (ml) eaudal (g/minuto) 2° no disolvente

Fase Organica: Aceite de silicona volumen (l) Periodo (horas)

2: 17,5 Albumina de eerdo 2,36 0 7,0 9,0 0,8 1,0

2: 17,5 Albumina de eerdo 2,36 0 6,5 8,8 0,8 1,5

3: 10,0 Interferon-α r8o 2,70 0,5 6,6 10,9 1,0 1,5

4: 17,5 HSA 2,36 1,0 4,9 5,6 0,8 1,5

5: 10,0 Albumina de eerdo 2,70 0,5 6,0 8,8 1,2 1,5

Ejemplo de�Referencia 7

Se disolvieron secuencialmente un copolimero de D,L-lactido/acido glicolico 85:15 (10,6 g) y noretindrona USP (9,4 g) en una combinacion 50:50 (peso) de acetato de etilo y alcohol bencilico (80 g) ("fase aceitosa"). Una vez disuelta, la solucion se transfirio a una mezcla de bafo de emulsion de 500 g a 60-65°e compuesta por 0,5 por ciento en 5 peso de poli(alcohol vinilico) (Vinol 205, Air Products, que tiene un peso molecular medio numerico de 15.000 a

27.000 y un grado de hidrolisis de 87-89%), 5,9 por ciento en peso de acetato de etilo, 2,7 por ciento en peso de alcohol bencilico y 90,9 por ciento en peso de agua, contenida en un vaso de precipitados con camisa de 1000 ml equipado con un removedor de turbina y un calentador termostatico. Esta mezcla de bafo de emulsion se aproximaba a una solucion saturada tanto para acetato de etilo como para alcohol bencilico a 60°e. Durante la 10 formacion de la emulsion, la extraccion de disolvente de la "fase aceitosa" puede prevenirse asi y cualquier efecto del tiempo durante esta etapa puede minimizarse. La velocidad de remocion se ajusto para proporcionar un tamafo de las goticulas de aceite de aproximadamente 90 !m. La emulsion resultante se transfirio a un deposito de agua refrigerado (2-4°e) que contenia diversas cantidades de agua y acetato de etilo, segun se presenta en las figuras 14 y 15. Despues de 1 hora, las microparticulas se recogieron sobre una pila de tamices (25, 45, 63 y 90 !m) y se

15 dejaron secar durante la noche bajo una campana. Al dia siguiente, las microparticulas se combinaron (15%:25-45 !m; 50%:45-63 !m y 35%:63-90 !m) y se muestrearon. Los resultados se presentan en las figuras 14 y 15.

Ejemplo de�Referencia 8

Se repite el Ejemplo de Referencia 6, excepto que el tamafo de la solucion de la "fase aceitosa" de NET y polimero es 5 g en cada caso, el bafo de emulsificacion es 300 ml de agua que contiene 0,5% en peso de poli(alcohol 20 vinilico) usado en el Ejemplo de Referencia 6. Los resultados se presentan en la Tabla 5.

eabla 5

PartidaN°: Descripcion eontenido deDisolvente(%) eondiciones de laEmulsion Remojo Rendimiento (%) eargadelNucleo Disolucion In Vitro DisolventeResidual Microscopia Electronica deExploracion

Temp(°e): RPM Tiempo(min) Vol (I) Total Recuperado 25-90!m

3151: NET disuelta/50:50;ETAe:8A 90,0 Amb 230 15 5 57,2 46 0,461 12% de estallido,60% de liberacion en18 horas(muestra no combinada) ETAe/8A0,0003/3,77 Muy porosa, no redonda,inconsistente

3161: NET disuelta50:50;ETAe:8A 84,5 37 247 26 5/10 60,4 35 0,416 40% de liberacion en18 horas(muestra no combinada) 0,83/1,5 Inconsistente, menos porosa

3181: NET disuelta50:50;ETAe:8A 89,9 Amb 226 9 5/10 57,0 32 0,456 Sin estallido23 % liberacion en 18horas(muestra no combinada) 0,51/1,99, Superficierugosa, inconsistente

3251: NET disuelta50:50;ETAe:8A 80,9 60 250 7 5/10 61,4 29 0,445 Sin estallido18 % liberacion en 18horas(muestra no combinada) 0,38/2,56 Redonda, alguna irregularidad, masconsistente

3261: NET disuelta50:50;ETAe:8A 75,0 75 199 7 5/10 61,0 7,6 0,422 7% de estallido,58% de liberacion en18 horas(muestra no combinada) 0,53/2,72 Redonda, algo porosa,menos consistente

3301: NET disuelta50:50;ETAe:8A 80,9 60 250 11 5 72,0 49 0,431 nd no det/12,3 nd

(continuacion)

Temp(°e): RPM Tiempo(min) Vol (I) Total Recuperado 25-90!m

3381: NET disuelta50:50;ETAe:8A 90,1 25 118 17 5/10 39,2 39,2 0,421 Sin estallido20,3% liberacion en 18 horas(muestra no combinada) 0,37/3,06 Redonda, algo lisa

3391: NET disuelta50:50;ETAe:8A 80,9, 63 220 10 5/10 6,2 2,2 0,431 nd nd Redonda, superficie irregular

3401: NET disuelta50:50;ETAe:8A 80,9 61 234 8 5/10 24,8 24,8 0,427 Sin estallido46,1 % liberacion en 18 horas(muestra no combinada) 0,22/2,09 Redonda, superficie irregular

Ejemplo de�Referencia �

Se elaboro una partida de 20 gramos de microparticulas cargadas con testosterona como sigue: se disolvieron 10,8 g del polimero del Ejemplo de Referencia 6 y 9,2 g de testosterona en 67 g de una combinacion 75:25 de acetato de etilo y alcohol bencilico y se calento hasta aproximadamente 65°e. La solucion se transfirio a continuacion a una 5 mezcla acuosa de 500 g de 0,5% de poli(alcohol vinilico) y 6,5% de acetato de etilo en un recipiente de reaccion de vidrio con camisa de 1000 ml equipado con un removedor de turbina. La velocidad de remocion se ajusto hasta aproximadamente 245 rpm. Despues de 5 minutos, la emulsion se transfirio a un deposito refrigerado (0-4°e) que contenia 20 litros de agua sembrados con acetato de etilo en una concentracion de 5%. Despues de 1 hora, las microparticulas se recuperaron sobre una pila de tamices de 25 y 150 micras y se dejaron secar durante la noche

10 bajo una campana de laboratorio. Al dia siguiente, las microparticulas sobre el tamiz de 25 micras se recuperaron y se muestrearon. El producto contenia 39,7% de testosterona, 3,67% de acetato de etilo y 0,89% de alcohol bencilico. Un modelo de liberacion in vitro acelerada indicaba que se liberaba 15% del farmaco despues de 18 horas en el fluido receptor.

Aunque se han descrito previamente diversas modalidades de la presente invencion, debe entenderse que se han

15 presentado a modo de ejemplo solamente, y no de limitacion. Asi, la extension y el alcance de la presente invencion no deben estar limitadas por ninguna de las modalidades ejemplares descritas previamente, sino que deben definirse solo de acuerdo con las siguientes reivindicaciones y sus equivalentes.

Claims

REIvINDICACIoNES

1. Un metodo para preparar microparticulas, que comprende: preparar una primera fase disolviendo un agente activo en una solucion que contiene un polimero; preparar una segunda fase que es sustancialmente inmiscible con la primera fase;

5 preparar un liquido de remojo; y bombear dicha primera fase y dicha segunda fase a traves de un mezclador estatico hacia dicho liquido de remojo formando de ese modo microparticulas que contienen dicho agente activo.
2. El metodo de acuerdo con la reivindicacion 1, que comprende ademas

configurar dicho mezclador estatico con una pluralidad de elementos de mezcladura estatica recibidos dentro de un 10 conducto.
3. El metodo de acuerdo con la reivindicacion 1, en el que se realiza dicha etapa de bombeo en la que dicha primera fase se bombea a un primer caudal y dicha segunda fase se bombea a un segundo caudal mayor que dicho primer caudal.
4. El metodo de acuerdo con la reivindicacion 1, en el que dicha etapa de preparar dicha primera fase comprende 15 ademas:

a) disolver polilactido-co-glicolido en acetato de etilo para formar una solucion de polimero y disolver acetato de trembolona en dicha solucion de polimero, o

b) disolver polilactido-co-glicolido en acetato de etilo para formar una solucion de polimero y disolver testosterona en dicha solucion de polimero, o

20 c) disolver polilactido-co-glicolido en acetato de etilo para formar una solucion de polimero y disolver benzoato de estradiol en dicha solucion de polimero.