ES2271947T3

ES2271947T3 - Microcapsulas, procedimiento de preparacion y su uso.

Info

Publication number: ES2271947T3
Application number: ES95936064T
Authority: ES
Inventors: Michel Schneider; Philippe Bussat
Original assignee: Bracco Research SA
Current assignee: Bracco Research SA
Priority date: 1994-11-22
Filing date: 1995-11-21
Publication date: 2007-04-16
Anticipated expiration: 2015-11-21
Also published as: PL182989B1; CZ291178B6; IL116081A; JP4202414B2; DE69535203T2; US6403057B1; EP0755270A1; NO962843D0; IL116081A0; EP0755270B1; CZ214096A3; US6333021B1; AU709240B2; NO962843L; CN1066964C; CN1139386A; CA2178602A1; FI962917A0; KR100416163B1; JPH09511762A

Abstract

INVENCION QUE SE REFIERE A UNAS MICROCAPSULAS DE UN TAMAÑO MEDIO DE UNA FRACCION DE MICROMETRO A 1000 MICROMETROS QUE TIENEN UNA MEMBRANA BIODEGRADABLE QUE SE HALLA ENCAPSULADO UN NUCLEO GASEOSO. LA MEMBRANA INCLUYE UNO O MAS LIPIDOS INSOLUBLES EN AGUA BIODEGRADABLES O MEZCLAS DE ESTOS Y OPCIONALMENTE MEZCLAS DE LIPIDOS CON HASTA UN 75% EN PESO DE POLIMEROS BIODEGRADABLES, Y ENCAPSULA UN NUCLEO QUE A SU VEZ ESTA LLENO DE GAS O AIRE. LAS MICROCAPSULAS QUE SE EXPONEN, PUEDEN SER NO COALESCENTES, SECAS Y DESCOMPONIBLES DE FORMA INSTANTANEA, Y CUANDO SE HALLAN EN SUSPENSION EN UN VEHICULO ACEPTABLE FISIOLOGICAMENTE TIENEN UTILIDAD COMO PORTADORES PARA LIBERAR AGENTES ACTIVOS TERAPEUTICAMENTE Y/O AGENTES DE CONTRASTE PARA IMAGENES ECOGRAFICAS DE ORGANOS HUMANOS O ANIMALES. ESTAS MICROCAPSULAS ESTAN HECHAS MEDIANTE UN METODO EN EL QUE UNA EMULSION DE AGUA EN ACEITE HECHA A PARTIR DE UNA SOLUCION ORGANICA QUE CONTIENE UNA DISOLUCION DE UN MONO-,DI-, TRIGLICERIDO PREFERIBLEMENTE TRIPALMITIN O TRISTEARIN, UNA SUSTANCIA ACTIVA TERAPEUTICAMENTE OPCIONAL Y UNA SOLUCION ACUOSA QUE INCLUYE UN SURFACTANTE , OPCIONALMENTE EVAPORAR UNA PARTE DEL SOLVENTE, LA ADICION DE UN AGENTE DE REDISPERSION Y FINALMENTE EL SECADO POR CONGELACION DE LA MEZCLA. LA MEZCLA CONGELADA ES ENTONCES REDISPERSADA EN UN VEHICULO LIQUIDO PARA SEPARAR LAS MICROCAPSULAS DE LOS DESECHOS, SIENDO DESECADAS LAS MICROCAPSULAS ESFERICAS O SEMIESFERICAS.

Description

Microcápsulas, procedimiento de preparación y su uso.

Campo técnico

La invención se refiere a microcápsulas con un tamaño medio de 0,1 micrómetros a 1000 micrómetros que tienen una membrana biodegradable que encapsula aire o núcleo relleno de gas. Las microcápsulas descritas pueden ser no coalescentes, secas y dispersables de forma instantánea. La invención se refiere a un procedimiento de preparación de las microcápsulas y su uso para suministro de sustancias terapéutica y/o diagnósticamente activas. Cuando se encuentran en suspensión en un vehículo fisiológicamente aceptable las microcápsulas son útiles como vehículos de suministro para agentes terapéuticamente activos y/o como agentes de contraste para formación de imagen ecográfica de órganos de cuerpo humano o animal. La invención se refiere también a un procedimiento de preparación de agentes de contraste para ultrasonidos que usan las microcápsulas.

Técnica anterior

El reconocimiento de las ventajas obtenidas mediante el direccionamiento y/o la liberación controlada de agentes terapéuticos y de diagnóstico ha inspirado gran cantidad de investigaciones y desarrollos de una variedad de sistemas vehículo. Estos varían de unos sistemas de liberación controlada o sostenida de finalidad general a sistemas que son diseñados específicamente para adecuarse a una aplicación determinada. En función del tipo y naturaleza de la sustancia activa implicada se han desarrollado numerosos sistemas para el suministro de antibióticos, vitaminas, proteínas etc. Se conocen un número de diferentes materiales vehículo, desde alginato o esferas de agar y recubrimientos de fosfolípido o liposomas hasta materiales poliméricos muy sofisticados, o se encuentran actualmente en uso para la encapsulación de sustancias activas. Sin embargo, muchos de los sistemas conocidos bien son demasiado específicos, es decir, dedicados a una sustancia única o en la mayoría de los casos a una clase única de sustancias, y por tanto son de poca ayuda cuando se consideran diferentes sustancias activas. Seleccionándose de forma específica para portar una sustancia específica, muchos de los vehículos de liberación conocidos no proporcionan flexibilidad suficiente en la modificación de sus características de liberación o biodegradabilidad. Cualquier cambio en la naturaleza del vehículo y/o de la relación de ingrediente activo a inactivo requiere inevitablemente experimentación adicional.

Además los sistemas conocidos con anterioridad no se prestan por sí mismos a la producción de micropartículas flotantes o comprimidos flotantes que puedan portar diferentes ingredientes activos. Estos tampoco proporcionan el acoplamiento conveniente de diferentes funciones o incorporación de diferentes sustancias activas dentro de la misma microcápsula, tal como por ejemplo la incorporación de un ingrediente terapéuticamente activo en la membrana de encapsulamiento exterior y de un ingrediente diagnósticamente activo en el núcleo; ni proporcionan microcápsulas auto-biodegradables que se podrían rellenar a conveniencia con una medicación adecuada en una cantidad
adecuada.

El documento EP-A-0458745 (Sintetica) describe microglobos rellenos de aire o gas unidos por una membrana biodegradable depositada interfacialmente. Estos microglobos se pueden usar como reflectores del sonido muy eficientes en la formación de imagen ecográfica de cavidades corporales y del torrente sanguíneo. Para la preparación de los microglobos se disuelve un polímero filmogénico en una mezcla de disolventes orgánicos volátiles y la solución orgánica resultante se mezcla con una fase vehículo acuosa para producir una emulsión aceite en agua. La emulsión se trata luego, por ejemplo, mediante evaporación o insolubilización, tal que el polímero precipita y se deposita para formar una membrana en el límite agua/solución de la gota. El disolvente orgánico en los microglobos se evacúa de forma eventual y, mediante liofilización de la suspensión se reemplaza el disolvente en los microglobos con aire o un gas. Con el fin de aumentar su hidrofobicidad los microglobos hechos de polímeros biodegradables pueden contener hasta el 20% de grasas, ceras e hidrocarburos de alto peso molecular.

El documento US-A-4.684.479 (D'Arrigo) describe suspensiones de burbujas estabilizadas, útiles para medidas ecográficas por ultrasonido para diferentes aplicaciones incluyendo ecocardiografía. Las suspensiones se formaron mediante agitación vigorosa en presencia de mezclas en aire (espumación) de tensioactivos con agua o aceite mineral. Las mezclas de tensioactivos incluyen (a) monoglicéridos de ácido graso, (b) ésteres de ácidos aromáticos (como ácido benzoico, fenilacético, ftálico, salicílico, etc.) con esteroles (como colesterol, ergosterol, lanosterol, fitoesterol, etc.), (c) un componente del grupo constituido por esteroles, terpenos, ácidos biliares y sales de metal alcalino de ácidos biliares; y, de forma opcional, (d) ésteres de esterol de ácidos alifáticos, y e) un miembro del grupo constituido por glicerol y di- y triglicéridos (por ejemplo, dilaurina, trilaurina, dipalmitina, tripalmitina, diestearina, triestearina, dimiristina, trimiristina, y similares).

El documento WO-A-93/02712 (Danbiosyst) describe microesferas sólidas o microcápsulas de amilodextrina (rellenas de gas o vapor) huecas preparadas mediante formación de una envoltura de un derivado de almidón soluble en agua en torno a un núcleo sólido o líquido y a continuación eliminación del núcleo. El núcleo puede ser un aceite volátil tal como perfluorohexano. Las microcápsulas se pueden preparar mediante una emulsión doble aceite-agua-aceite seguida de endurecimiento químico o con calor. Las microcápsulas se pueden usar para ecocardiografía.

Resumen de la invención

Resumiendo brevemente, la invención se refiere a una microcápsula sólida con un tamaño medio de 0,1 micrómetros a 1000 micrómetros (1 mm) que tienen una membrana lipídica biodegradable que encapsula aire o núcleo de gas. La membrana lipídica comprende al menos el 25% en peso de uno o más lípidos biodegradables, insolubles en agua, sólidos a temperatura ambiente, o una mezcla de lípidos biodegradables, insolubles en agua seleccionados de mono-, di- o triglicéridos, ácidos grasos que tienen 12 átomos de carbono o más, ésteres de dichos ácidos grasos, esteroles, ceras y mezclas de los mismos. Son particularmente útiles mono-, di-, tri-miristina, -palmitina y -estearina, sin embargo, se prefieren tripalmitina y triestearina. No coalescentes, secas y dispersables de forma instantánea, las microcápsulas que se encuentran en suspensión en un vehículo fisiológicamente aceptable son útiles como vesículas de suministro de sustancias terapéuticamente activas y/o como agentes de contraste para ultrasonidos. De forma opcional, la membrana lipídica puede contener hasta el 75% en peso de polímeros biodegradables.

Se describen también composiciones inyectables que comprenden una suspensión de una cantidad efectiva de microcápsulas de la invención en un vehículo líquido farmacéuticamente aceptable con aditivos y estabilizantes usuales útiles como agentes terapéuticos y/o de contraste.

Las microcápsulas de la invención se preparan haciendo una emulsión aceite en agua a partir de una solución orgánica que comprende, un mono-, di-, tri-glicérido disuelto o una mezcla de los mismos y una solución acuosa que contiene de forma opcional un tensioactivo; evaporando de forma opcional una parte del disolvente, añadiendo un agente redispersante y congelando la mezcla obtenida. La mezcla congelada se liofiliza luego para producir microcápsulas cuasi-esféricas o esféricas.

Se describe también un procedimiento de preparación de un agente de contraste por ultrasonidos mediante suspensión de las microcápsulas (microglobos) en una fase fisiológicamente aceptable.

Breve descripción de los dibujos

La figura 1 es una fotografía de SEM de las microcápsulas de la invención producidas a partir de tripalmitina.

La figura 2 es una fotografía de SEM del depósito de tripalmitina obtenido mediante evaporación del disolvente orgánico.

La figura 3 es una representación gráfica de los cambios en ecogenicidad de las microcápsulas como una función del grosor de pared.

La figura 4 es un gráfico del cambio en la atenuación de la señal ecográfica como una función del grosor de pared de la microcápsula y de la concentración.

Descripción detallada de la invención

La invención se basa en el hallazgo inesperado de que se puede obtener una microcápsula sólida particularmente útil con un tamaño medio de 0,1 micrómetros a 1000 micrómetros cuando se usan uno o más lípidos biodegradables, insolubles en agua, sólidos a temperatura ambiente, para encapsular un núcleo que comprende aire o un gas. Lípidos biodegradables útiles son mono-, di- o tri-glicéridos sólidos, insolubles en agua, ácidos grasos que tienen 12 átomos de carbono o más, ésteres de dichos ácidos grasos, esteroles tales como colesterol, ceras, y mezclas de los mismos. Mono-, di- y tri-glicéridos incluyen principalmente los compuestos mono-, di- y tri-laurina así como también los correspondientes derivados -miristina, -palmitina, -estearina, -araquidina y -behenina. Mono-, di- y tri-miristina, -palimitina, -estearina y triglicéridos mixtos tales como dipalmitoilmonooleilgicérido son particularmente útiles; no obstante se prefieren tripalmitina y triestearina. Cuando se preparan a partir de ácidos grasos o mezclas de ácidos grasos con glicéridos y/o estereoles, los ácidos grasos incluyen todos los ácidos grasos, sólidos a temperatura ambiente (preferiblemente saturados) que tienen 12 átomos de carbono o más. Estos ácidos grasos incluyen, por ejemplo, láurico, araquídico, behénico, palmítico, esteárico, sebácico, mirístico, cerotínico, melísico y erúcico. Preferiblemente, los ácidos grasos y sus ésteres se usan mezclados con otros glicéridos.

Los esteroles se usan preferiblemente mezclados con los otros glicéridos y/o ácidos grasos y se seleccionan de colesterol, fitoestereol, lanoesterol, ergoesterol, etc. y ésteres de los esteroles con los ácidos grasos anteriormente mencionados; sin embargo, se prefiere colesterol.

Los mejores resultados en términos de rendimiento de microcápsulas y sus propiedades generales se obtuvieron con triglicéridos tales como tripalmitina, triestearina o mezclas de los triglicéridos anteriormente mencionados. Se obtuvieron rendimientos inferiores y microcápsulas con una ligera tendencia a la aglomeración cuando se usaron diglicéridos. Los menores rendimientos de microcápsulas se obtuvieron con monoglicéridos. No está clara la explicación exacta de tal comportamiento, sin embargo, se postula que el grado de hidrofobicidad puede ser la razón que puede explicar el hecho de que las mejores microcápsulas o microglobos se obtienen de los materiales poco hidrófobos y cuando la hidrofobicidad disminuye o la actividad de superficie aumenta la calidad y la cantidad de las microcápsulas obtenidas disminuye. Esto es quizás porque en los experimentos con mezclas de mono-, di- y triglicéridos (por ejemplo, una mezcla de mono-, di- y tripalmitina mejora de forma regular el rendimiento cuando la cantidad del triglicérido aumenta. Cuanta mayor participación del triglicérido más hidrófobo (lípido) mejor rendimiento del microglobo y mayor facilidad del procedimiento de fabricación.

De forma opcional, los lípidos biodegradables insolubles en agua se pueden mezclar hasta con el 75% en peso de polímeros biodegradables. La cantidad de polímeros biodegradables está limitada al 75% en peso, ya que se descubrió de forma sorprendente que la biodegradabilidad de las mezclas de glicérido/polímero no es una función lineal de la composición, es decir, la biodegradabilidad no aumenta o disminuye en proporción directa con la cantidad del polímero presente en la mezcla, sino que está más determinada o influenciada por la biodegradabilidad de los glicéridos que por la de los polímeros. Esto es así sólo en tanto la cantidad de glicéridos sea igual a o superior al 25% en peso ya que las mezclas que contienen el 25% en peso o más del glicérido tienen biodegradabilidad más próxima a la de los lípidos que a la de los polímeros. Sin embargo, las mezclas con 75% en peso o más del polímero tienen biodegradabilidad más próxima a la de los polímeros puros. Esto significa que las mezclas con menos del 25% de glicéridos en términos de biodegradabilidad se comportarán casi como los polímeros puros. Cuando, sin embargo, la cantidad de lípidos alcanza el 25% el carácter de la mezcla cambia y un mayor aumento de la cantidad de lípidos tiene un mayor impacto en la biodegradabilidad de la mezcla por imposición de la tasa de biodegradabilidad del lípido a los polímeros, es decir, se hace la mezcla más biodegradable de lo que sería o podría esperarse considerando la cantidad de polímero presente. Esto demuestra claramente que la biodegradabilidad de la mezcla no es una simple suma de las biodegradabilidades individuales sino que está condicionada por el componente presente en exceso, no obstante en modo tal que la influencia de los glicéridos sea predominante. Para composiciones con más del 75% en peso del polímero la biodegradabilidad alcanza rápidamente la del polímero puro.

Cuando se prepara de acuerdo con la invención, las microcápsulas huecas que contienen glicérido con un tamaño medio entre 1 \mum y 1000 \mum se preparan mediante dispersión, en una fase vehículo acuosa, de una mezcla de uno o más de los constituyentes sólidos de la envoltura de la microcápsulas disueltos en un disolvente orgánico, de modo que se produce una emulsión aceite en agua. La fase acuosa de la emulsión puede contener una cantidad efectiva de tensioactivos que se usan para estabilizar la emulsión. Los tensioactivos son tales como poli(alcohol vinílico) (PVA), copolímeros de bloque de polioxietileno-polioxipropileno, fosfolípidos tales como ácido fosfatídico, fosfatidilcolina, fosfatidiletanolamina, fosfatidilserina, fosfatidilglicerol, fosfatidilinositol y mezclas de los mismos, éteres de sorbitan, ésteres de sorbitán, ésteres de polioxietilensorbitán, glicéridos saturados etoxilados y glicéridos o poliglicéridos de ácido graso parcial, etc., pero se prefieren copolímeros de bloque de polioxietileno-polioxipropileno (por ejemplo, Pluronic® o Synperonic®) y fosfolípidos. La presencia de los tensioactivos es únicamente compulsoria si el tamaño del producto final o la distribución de tamaño de partícula es importante. Si las microcápsulas se usan para una preparación pretendida para administración por vía oral puede no ser necesario tensioactivo (estabilizador) ya que el tamaño de partícula final es, prácticamente, no determinante. Sin embargo, si la preparación se pretende para administración por vía parenteral, es importante la presencia del tensioactivo en la fase acuosa. Antes de congelar a una temperatura inferior a -30ºC, se añade cierta cantidad de agente redispersante a la emulsión de gotas minúsculas de la solución orgánica en la fase agua. La emulsión congelada se somete luego a presión reducida para efectuar la liofilización, es decir, la eliminación mediante sublimación del disolvente orgánico de las gotas y del agua de la fase vehículo. Se postula que durante esta eliminación de disolvente relativamente lenta, los constituyentes de la membrana migran hacia en dirección exterior a la periferia de las gotas hasta que llegan al límite del agua congelada donde se impide su movimiento adicional provocando la formación de un depósito denso organizado molecularmente en la interfase disolvente/hielo que puede adquirir una estructura semicristalina en la zona de la unión entre el disolvente y el hielo, es decir, en la interfase disolvente a hielo. De esta manera, los constituyentes de membrana se reúnen dentro de la estructura densa al menos parcialmente no amorfa de resistencia significativa, y porosidad reducida lo que puede explicar las propiedades inusualmente favorables de las presentes microcápsulas.

Se puede usar cualquier agente redispersante conveniente; sin embargo se prefieren agentes redispersantes seleccionados de albúmina, gelatina, polivinilpirrolidona (PVP), poli(alcohol vinílico) (PVA), polietilenglicol (PEG) y copolímero de bloque de polioxietileno-polioxipropileno (por ejemplo, Pluronic® o Synperonic®). Los agentes redispersantes que se añaden para evitar la aglomeración de partículas son particularmente útiles cuando las microcápsulas están en la forma de polvos no coalescentes, secos y dispersables de forma instantánea. Producidas para un almacenamiento prolongado o de materiales de triglicéridos hidrófobos tales como tripalmitina o triestearina, las preparaciones de microcápsulas de la invención comprenden además uno o más agentes redispersantes.

La porosidad de las microcápsulas huecas preparadas de acuerdo con la invención es normalmente muy baja y a veces las microcápsulas no tienen poros. Parece que la porosidad es una función de la concentración de lípido o del grosor de pared de la microcápsula. Cuando son porosas, las microcápsulas de la invención tienen el tamaño de poro en el intervalo de 20 a 2000 nm.

Como ya se mencionó cuando las microcápsulas de la invención se preparan a partir de mezclas de uno o más lípidos biodegradables, insolubles en agua con polímeros biodegradables, se puede usar hasta el 75% en peso del polímero. Las microcápsulas hechas de lípidos biodegradables pueden, tras administración, permanecer en el cuerpo de aproximadamente 1 hora a varias horas, mientras que los polímeros biodegradables pueden permanecer varios días o varias semanas. De ahí que las microcápsulas de vida media controlada tras administración se puedan adaptar mediante ajuste de las respectivas proporciones de los lípidos y polímeros biodegradables durante la fabricación. La cantidad exacta del polímero dependerá de la aplicación y estará relacionada directamente con el grado de biodegradabilidad requerido. Por ejemplo, para ciertas aplicaciones de liberación sostenida la cantidad de polímero biodegradable puede ser cualquiera entre el 30% y el 60% en peso y en algunos casos de hasta el 75% en peso. Sin embargo, si las microcápsulas de la invención se usan para formación de imágenes ecográficas de órganos y tejidos, dependiendo de la tasa deseada de eliminación del cuerpo, la cantidad de polímero biodegradable puede estar entre 1 y 50% en peso, preferiblemente entre 0,5 y 10% en peso o como poco de 0,1% en peso. Obviamente, para ciertas aplicaciones, tales como formación de imagen del hígado o bazo o ecocardiografía, la formación de imagen se puede llevar a cabo con suspensiones acuosas de microcápsulas (microglobos) que contienen las microcápsulas provistas de glicéridos puros, por ejemplo, triestearina pura y tripalmitina pura, o triglicéridos mixtos puros como dipalmitoilmonooleilglicérido o mezclas de glicérido/ácido graso/esterol.

Las microcápsulas usadas para ecografía, que tienen de forma típica paredes relativamente finas, por ejemplo de 50 a 500 nm de grosor, son particularmente ventajosas ya que su biodegradabilidad es muy rápida, es decir, que la eliminación de las envolturas lipídicas del cuerpo tiene lugar en un periodo relativamente corto de tiempo, por ejemplo, máximo de 24 horas. Para los microglobos conocidos esto muy rápido de modo que en términos de respuesta en el organismo, los agentes de contraste ultrasónicos de la invención se pueden comparar con agentes de contraste que comprende suspensiones de microburbujas de gas acuosas en la que las microburbujas están unidas por una interfase líquido/gas, es decir, no tienen envoltura de material tangible. En tales suspensiones, la interfase gas líquido se establece por tensioactivos, de forma típica fosfolípidos, dispersados en el vehículo líquido. Así pues, se concluye que las microcápsulas de la invención proporcionan agentes de contraste únicos con microglobos de utilidad y "ciclo de vida" controlado. El agente en el que los microglobos tienen la estabilidad requerida para su liberación en los sitios deseados y suficiente biodegradabilidad de modo que tras formación de la imagen ecográfica su eliminación del cuerpo sea rápida.

Cuando se preparan microcápsulas de mezclas de uno o más lípidos insolubles en agua con un polímero biodegradable, el polímero biodegradable usado se selecciona de poliamino-ácidos parcialmente esterificados, poli(ácido láctico) y poli(ácido glicólico) y sus copolímeros, copolímeros de lactidas y lactonas, polipéptidos, poli-(orto)ésteres, poli(ácido glutámico), poli(ácido aspártico), y sus copolímeros, poli-B-aminocetonas, polifosfazenos, polianhídridos, polihidroxi-butirato, poliamidas, polidioxanona, poli(DL-lactida-co-\delta-caprolactona), poli(DL-lactida-co-8-valerolactona) y polialquil-(ciano)acrilatos, sin embargo se prefieren poliactidas y poliglicolidas y sus copolímeros. Cuando sea deseable dotar de algunas propiedades determinadas de polímeros a la composición deseada, por ejemplo, bioadhesividad se pueden usar también otros polímeros no biodegradables tales como acetato de etilenvinilo, poli(ácido acrílico), etc. solos o en mezcla con los polímeros biodegradables anteriormente mencionados.

Las microcápsulas de la invención se pueden usar para la liberación de sustancias terapéuticamente activas, en cuyo caso las sustancias activa puede estar incluidas en la membrana o pueden estar cargadas en el núcleo. Las sustancias que son lipófilas son particularmente adecuadas para incorporación en el material de membrana lipídica o lipídica/polimérica. La cantidad de material lipófilo activo incorporado en la membrana dependerá de la naturaleza y del peso molecular; sin embargo, se obtienen relaciones de sustancia activa a lípido muy elevadas cuando se usan sustancias lipófilas tales como vitamina E, prednisolona, palmitato de cloramfenicol y salbutamol. Virtualmente se puede usar cualquier sustancia biológicamente activa con las microcápsulas de acuerdo con la invención. Tales sustancias incluyen, pero sin limitarse a estas, compuestos antibacterianos tales como gentamicina, compuestos antivirales tales como rifampacina, compuestos antifúngicos tales como amfotericina B, compuesto antiparasitario tales como derivados de antimonio, compuesto antineoplástico tal como mitomicina C, doxorubicina y cisplatino, anticonceptivos tales como norgestrel, esteroides tales como espironolactona, estradiol, glucocorticoides tales como prednisolona, compuestos fluorescentes tales como carboxifluorosceína, anti-inflamatorios tales como ácido salicílico e ibuprofeno, anestésicos tales como bupivacaína, lidocaína, etc. En particular se obtienen buenos resultados cuando las microcápsulas se usan para administración de compuestos antibacterianos antineoplásticos.

Los experimentos han mostrado que cuando las microcápsulas de la invención se usan como vehículos de suministro de sustancias activas, se pueden conseguir diferentes efectos variando la concentración del lípido o mezcla de lípido/polímero en el material de partida. Se ha establecido que las microcápsulas con paredes relativamente finas y una elevada relación de sustancia activa a lípido o lípido/polímero, es decir, elevada concentración del ingrediente activo, producirán un tratamiento de choque en el tejido del entorno. Una ventaja particular de las microcápsulas de la invención viene del hecho de que el tratamiento de choque puede ser particularizado variando la relación o el grosor de pared a la vez que se mantiene la concentración de la sustancia activa en un nivel constante produciendo así una forma de sistema de liberación sostenida. El sistema en cambio puede ser completamente adaptado a la sustancia portada, al tratamiento proyectado e incluso a la afección fisiológica del paciente. Los especialistas en la técnica reconocerán que el grado de libertad que el sistema de la invención proporciona no tiene comparación.

Se puede demostrar ventajas adicionales de la microcápsula de la invención mediante la posibilidad y facilidad de fabricación de las denominadas cápsulas flotantes. Recientemente introducidas, las cápsulas flotantes están dirigidas a administración por vía oral de fármacos que son liberados de forma ventajosa a la vez que la cápsula está flotando en los jugos gástricos. Aplicaciones típicas de tales cápsulas son aplicaciones en las que se prefiere la administración por vía oral. Debido al hecho de que las microcápsulas de la invención tienen un núcleo que está relleno con gas, este hace de las microcápsulas candidatos ideales para la producción de sistemas donde la administración de sustancias activas requiere condiciones de "flotación". Ya sea empaquetadas como un polvo en una cápsula polimérica de gran tamaño o procesadas de forma conveniente en comprimidos, las microcápsulas proporcionan acción de flotación.

Son también parte de la invención composiciones inyectables que comprenden una suspensión de una cantidad efectiva de microcápsulas en un vehículo líquido farmacéuticamente aceptable con aditivos y estabilizadores usuales.

La invención también se refiere a un procedimiento de preparación de microcápsulas sólidas, mediante disolución de uno o más lípidos biodegradables, insolubles en agua, sólidos a temperatura ambiente, y de forma opcional un polímero biodegradable en un disolvente orgánico o una mezcla de disolventes, mezclando con una fase acuosa, emulsionando la mezcla para formar una emulsión aceite en agua, añadiendo una agente redispersante, congelando la mezcla, liofilizando en presencia de aire o un gas para formar un polvo que contiene microcápsulas semi-esféricas o esféricas rellenas de aire o gas, dispersando el polvo en un vehículo acuoso, separando las microcápsulas que contienen aire o gas del residuo mediante decantación, y secando las microcápsulas recuperadas.

Dependiendo de la composición exacta de la membrana como, por ejemplo, cuando se usan mezclas con polímeros biodegradables, el anterior procedimiento se puede modificar para incluir evaporación adicional del disolvente orgánico. La evaporación se puede llevar luego a cabo tras formación de la emulsión aceite en agua. Cuando las microcápsulas portan una sustancia fisiológicamente activa soluble, la sustancia se añade a la solución orgánica de la membrana formando el material antes de ponerlo en contacto con la fase acuosa.

Los disolventes orgánicos usados para preparar las soluciones de lípidos puede ser puras o mezclas de disolventes. En el caso de mezclas, dependiendo del tipo y la cantidad de polímero biodegradable, la mezcla puede incluir disolventes orgánicos solubles en agua e insolubles en agua. Se seleccionan los disolventes orgánicos insolubles de alcanos, cicloalcanos, hidrocarburos aromáticos, éteres e hidrocarburos halogenados. De forma más específica el disolvente se puede seleccionar de tolueno, xileno, ciclooctano, ciclohexano, cloroformo, tetraclorometano, difluorotetracloroetano, éter dibutílico, éter diisopropílico, isobutil-metil cetona y sus mezclas.

Se puede usar cualquier disolvente soluble en agua pero se prefiere tetrahidrofurano (THF). Para asegurar operación suave, la fase acuosa puede estar saturada con THF antes de mezclar con la solución orgánica. Claramente, la fase acuosa puede contener además cantidades diferentes de tensioactivos iónicos o no iónicos que sirven para estabilizar la emulsión. Si tras la formación de la emulsión aceite en agua se congela rápidamente puede no ser necesario tensioactivo. Se pueden usar cualquiera de los tensioactivos conocidos, sin embargo se prefieren copolímeros de bloque de polioxietileno/polioxipropileno y fosfolípidos.

Las microcápsulas de la invención se pueden cargar con distintas sustancias activas al mismo tiempo. Como ya se mencionó la cápsula pueden portar un ingrediente fisiológicamente activo en la membrana pero también puede portar una sustancia activa en el propio núcleo. De las sustancias activas portadas en el núcleo se contemplan los siguientes compuestos, insulina, péptidos, polipéptidos, inmunomoduladores, hormonas, enzimas e inhibidores de enzimas, heparina, proteínas sanguíneas, nucleótidos, sacáridos, morfina, proxifilina, agentes de contraste yodinados iónicos y no iónicos incluyendo iopamidol, iomeprol y similares, agentes de contraste de MRI tales como complejos de gadolinio con diversos agentes quelantes incluyendo Gd-BOPTA, Gd-DTPA, Gd-EDTA, etc., sin embargo, se prefieren la insulina e iomeprol. Cuando el núcleo está relleno con aire o un gas y la membrana está hecha de lípido puro o una mezcla de lípidos que contiene hasta el 75% en peso de polímeros biodegradables, las microcápsulas de la invención son adecuadas para formación de imágenes ecográficas de órganos de cuerpo humano o animal. Obviamente, la composición de microcápsula exacta en este caso dependerá de la eliminación deseada de las microcápsulas del cuerpo. Los agentes de contraste ecográficos se producen fácilmente mediante suspensión de las microcápsulas de la invención en un vehículo acuoso fisiológicamente aceptable adecuado tal como solución salina fisiológica tamponada no tamponada (NaCl acuoso al 0,9%; tampón tris-HCl 10 mM) o una solución de dextrosa o manitol acuosa al 5% o una solución de glicerol acuosa al 2,6%. Cuando Se contempla la fabricación de composiciones terapéuticamente efectivas inyectables que comprenden las microcápsulas de la invención, las microcápsulas que portan los ingredientes activos son suspendidas en los vehículos fisiológicamente aceptables usados habitualmente que contienen aditivos y estabilizantes usuales. Los siguientes ejemplos ilustran adicionalmente la invención:

Ejemplo 1

Se disolvieron diversas cantidades de tripalmitina (véase tabla) en tetracloruro de carbono (0,6 ml) y se emulsionaron las soluciones resultantes en agua destilada (40 ml) que contiene SYNPERONIC F108 (ICI) al 0,1% usando un homogenizador POLYTRON (10000 rpm, 1 minuto). El diámetro medio de las gotas resultantes era de 4 \mum según se determinó con un espectrómetro de correlación de fotones (Malvern Master Sizer).

Esta emulsión se añadió a un recipiente de vidrio de 500 ml que contiene 250 mg de albúmina de suero bovino (de SIGMA) disuelto en 10 ml de agua destilada. Después de mezclar, la solución resultante se enfrió rápidamente a -40ºC y se liofilizó (CHRIST). Después de la liofilización, se resuspendió la torta en 12 ml de agua destilada. Microcápsulas que contienen aire ascendieron a la superficie mientras que el detritus, envolturas rotas etc. permanecieron en solución o se sumergieron al fondo del recipiente. Las cápsulas flotantes recuperadas se suspendieron en NaCl al 0,9% y se analizaron alícuotas de las microcápsulas mediante microscopía electrónica de barrido (SEM). Se observaron microcápsulas esféricas con tamaño medio de 4 \mum y en algunos casos con poros visibles (véase figura 1). Las microcápsulas porosas estaban presentes frecuentemente a concentraciones de tripalmitina de aproximadamente 50 mg o menos. A mayores concentraciones de tripalmitina, es decir, más de 50 mg, se observaron copos de tripalmitina sobre la superficie de las microcápsulas. Para determinar grosor de pared medio se dispuso un número de microcápsulas entre las dos placas de vidrio y se rompieron. El grosor se estimó luego mediante SEM.

TABLA 1

Tripalmitina añadida	Grosor de pared aproximado	Microcápsulas totales formadas
(mg)	(nm)	(en 10^{7}/ml)
10		0,1
30	70	6,0
50	70 - 100	26
75	160	48
100	300	89
200	300 - 500	80

Por tanto con cantidades crecientes de tripalmitina, el grosor de pared de las microcápsulas aumenta y con él también aumenta el rendimiento de microcápsulas intactas (es decir, flotantes).

Si se repite el anterior ejemplo pero en lugar de liofilización se dispone la emulsión obtenida en un evaporador rotativo y se evapora lentamente el disolvente orgánico la torta resultante estará en la forma de depósito tipo cristal de partículas de tripalmitina sólidas (véase la figura 2).

Ejemplo 2

Se repitieron los experimentos del ejemplo 1 usando otros lípidos y/o disolventes biodegradables. Se obtuvieron microcápsulas flotantes con triglicéridos (triaraquina, triestearina, tripalmitina, trimiristina, trilaurina), triglicéridos mixtos (diestearoilmonoleilglicérido), diglicéridos (dipalmitina), ácidos grasos (ácido palmítico, ácido esteárico), ésteres de colesterol (palmitato de colesterol) y ceras (tales como palmitato de miricilo). Se pueden usar también preparaciones de lípido comerciales como aceite vegetal hidrogenado (Lutrilab) o glicéridos poliglicolizados saturados (Gelucire, Gattesfoss6, Francia). Los siguientes disolventes insolubles en agua dieron resultados satisfactorios: tolueno, xileno, ciclooctano, ciclohexano, difluorotetracloroetano, éter dibutílico, éter diisopropílico, cloroformo, isobutilmetilcetona. Como agente redispersante son particularmente efectivos albúmina de suero bovino, poli(alcohol vinílico), polietelenglicol y copolímeros de bloque de oxietileno/oxipropileno (poloxámeros, Pluronic® o Synperonic®).

Ejemplo 3

Se repitió el ejemplo 1 sustituyendo tetracloruro de carbono por una mezcla de disolventes solubles en agua e insolubles en agua tal como ciclooctano (0,6 ml) y tetrahidrofurano THF (30 ml). En estas condiciones fue suficiente una agitación mecánica (a 1000 rpm) para producir una emulsión estable sin la necesidad de un homogenizador. Antes de la liofilización la mayor parte del THF se eliminó mediante evaporación a 15ºC (30 minutos, 15 mm de Hg) en un evaporador rotativo. Se obtuvieron microcápsulas flotantes usando dipalmitina, triestearina, tripalmitina; ácido palmítico y ácido esteárico.

También las mezclas de lípidos dieron buenos rendimientos de microcápsulas flotantes, por ejemplo, tripalmitina con 5 a 40% (en relación en peso/peso) de uno de los siguientes lípidos: triundecanina, colesterol, ácido palmítico, ácido sebácico, monopalmitina y dipalmitina.

Ejemplo 4

Se obtuvieron microcápsulas hechas de una combinación de lípidos y polímeros biodegradables usando el procedimiento descrito en el ejemplo 3. Por ejemplo, poli(ácido láctico-co-glicólico) (RESOMER R207 de Boehringer Ingelheim, Alemania), polifosfazeno, ésteres de poli(ácido glutámico). Las medidas de biodegradabilidad de microcápsulas hechas de glicéridos puros han mostrado que las microcápsulas que no contienen polímero se digirieron completamente en 24 horas. Aunque hubo una diferencia en biodegradabilidad entre distintos glicéridos (dipalmitina, tripalmitina y triestearina) esta diferencia era pequeña en comparación con los resultados obtenidos para las mezclas de glicéridos con polímeros biodegradables.

Se prepararon las microcápsulas como se describió en el ejemplo 3, usando diversas relaciones de tripalmitina a ésteres de poli(ácido glutámico). El polímero usado se esterificó con alcohol isoamílico (grado de esterificación del 65%), y se marcó con una cantidad traza de ^{14}C etanol (Du Pont-NEN). Las cápsulas hechas de tripalmitina pura se marcaron con ^{14}C tripalmitina (Amersham). El diámetro medio de las microcápsulas estaba entre 3,5 y 4,5 pn. Se suspendieron las microcápsulas en solución salina y se inyectaron por vía intravenosa a ratones (6 x 10^{9} microcápsulas/kg). Se sacrificaron grupos de tres ratones después de 3 días (72 horas), 28 días (672 horas) y 90 días (2160 horas). Debido a que las microcápsulas eran captadas en primera instancia por el hígado se midió la biodegradabilidad de las microcápsulas mediante recuento de la radioactividad total del hígado. Los resultados (véase la tabla 2) muestran en todos los casos una captación principal de la radiactividad inyectada en el hígado después de 3 días. En el caso de las cápsulas de tripalmitina al 100%, después de 3 días, se digirieron las cápsulas y se eliminaron los productos de degradación. Por otro lado se degradaron las cápsulas que contienen polímero más lentamente. Con el 75% o el 50% de tripalmitina las cápsulas se digirieron en su mayor parte después de 28 días mientras que las cápsulas con el 25% de tripalmitina se comportaron casi como microcápsulas poliméricas puras. Se obtuvieron resultados similares con microcápsulas de triestearina/poli(ácido láctico-co-glicólico).

El análisis de los resultados muestra que la biodegradabilidad no es una función lineal de la composición, es decir, que la biodegradabilidad no aumenta o disminuye en proporción directa a la cantidad del componente menos biodegradable (el polímero) sino que la biodegradabilidad de la composición está dominada o determinada más por la biodegradabilidad de los glicéridos que por la de los polímeros. Esto es particularmente así en el intervalo entre el 100% y 25% de glicéridos o entre 0 y 75% en peso del polímero biodegradable.

TABLA 2

1

Esto significa que los glicéridos en la cantidad de más del 25% tienen un impacto mayor en la biodegradabilidad de la mezcla de modo que aportan su biodegradabilidad a los polímeros que hacen la mezcla más biodegradable que la podría ser o se esperaría considerando cantidades individuales de los presentes. Esto demuestra claramente que la biodegradabilidad de la mezcla no es una simple suma de biodegradabilidades individuales pero está condicionada por el componente presente en exceso, sin embargo, de tal forma que la influencia se ve desplazada hacia la biodegradabilidad de glicéridos. Para composiciones con más del 75% en peso del polímero la biodegradabilidad se aproxima rápidamente a la del polímero puro.

Ejemplo 5

Se prepararon microcápsulas que contienen diazepam (7-cloro-1,3-dihidro-1-metil-5-fenil-2H-1,4-benzodiazepin-2-ona, Valium®, Roche) como se describió en el ejemplo 1 usando 15 mg de diazepam y 85 mg de tripalmitina. Tras la formación de la emulsión mediante agitación mecánica en un medio acuoso que contiene poli(alcohol vinílico) (PVA) al 0,1%, se enfrió al preparación hasta -40ºC y se liofilizó. Se resuspendió la torta resultante en agua con el fin de recuperar sólo las cápsulas flotantes. Se recogieron las cápsulas flotantes (rellenas de aire) y se secaron. El rendimiento expresado como diazepam recuperado fue del 42%. Las cápsulas mostraron un amplio intervalo de tamaños de 5 \mum hasta más de 100 \mum. In vitro las "cápsulas flotantes" mostraron liberación del fármaco de forma gradual y regular en el medio acuoso durante un periodo de 12 horas. De los resultados anteriores se puede esperar que las microcápsulas flotantes que contienen fármaco de acuerdo con la invención tras administración por vía oral, permanezcan en el estómago durante periodos prolongados de tiempo (por ejemplo, de 9 horas) liberando lentamente y de forma continua el fármaco aprisionado. A modo de comparación un comprimido no flotante regular que contenga el fármaco libre se disuelve de forma instantánea en cuyo caso libera "una sobredosis" del fármaco. Sin embargo, si su disolución es ralentizada entonces se elimina del estómago dentro de los tiempos de tránsito normales, es decir, la mayor parte en las dos horas tras la administración. Por tanto, las microcápsulas de la invención proporcionan una ventaja sobre las microcápsulas o partículas normales o no flotantes.

Ejemplo 6

Se prepararon microcápsulas como se describió en el ejemplo 1 usando por un lado 5 mg de tetracaína (forma de base, SIGMA) y 30 mg de triestearina y por otro lado 5 mg de tetracaína y 50 mg de triestearina. Las dos preparaciones dieron microcápsulas con tamaño medio similar (diámetro) de 4,5 \mum pero diferente grosor de pared. La preparación con 30 mg de triestearina formó microcápsulas "de pared fina" (60 a 70 nm) y con 50 mg de triestearina microcápsulas "de pared gruesa" (80 a 100 nm). El rendimiento de aprisionamiento de tetracaína era respectivamente del 30% y 50%. Se compararon las propiedades de liberación del fármaco de microcápsulas de pared fina y de pared gruesa. Se suspendieron cantidades iguales de microcápsulas de pared fina y pared gruesa en 10 ml de NaCl al 9%. Se introdujeron luego las muestras en bolsas de diálisis (corte de peso molecular de 15.000) y se suspendieron las bolsas en 40 ml de NaCl al 9%. Se recogieron alícuotas del dializado (100 \mul) en diferentes momentos mezcladas con 1 ml de THF acuoso (60%) y se determinó la liberación de tetracaína como una función del tiempo mediante espectrofotometría UV a 307 nm. Las microcápsulas de pared fina mostraron una liberación muy rápida ya que el 75% del fármaco aprisionado se liberó tras las 8 horas mientras que para las microcápsulas de pared gruesa sólo se liberó el 53% del fármaco después de 8 horas. Con la diferencia (o frenado) del 22% en la liberación del fármaco para las microcápsulas con una diferencia pequeña en el grosor de pared se considera que se puede obtener un gran lapso de liberación de fármaco mediante ajustes adicionales en el grosor de pared de las microcápsulas. Así pues mediante el control del grosor de pared es posible controlar y ajustar la liberación de un fármaco hasta un valor
deseado.

Ejemplo 7

Se repitió el ejemplo 1 mediante incorporación adicional de diferentes fármacos al lípido biodegradable. En particular se obtuvieron buenos resultados con vitamina E, prednisolona, palmitato de cloramfenicol, norgestrel y salbutamol.

Ejemplo 8

Se valoró el uso potencial de las microcápsulas preparadas en el ejemplo 1 como agente de contraste para ecografía midiendo el coeficiente de retrodispersión a 7 MHz de suspensiones que contienen 7 x 10^{5} microcápsulas por ml.

Como se aprecia de la tabla 3 y en la figura 3, cuanto más fina sea la pared de la microcápsula (es decir, microcápsulas preparadas con pequeñas cantidades de triplamitina) mayor será la ecogenicidad.

\vskip1.000000\baselineskip

TABLA 3

Tripalmitina añadida	Coeficiente de retrodispersión
(mg)	(cm^{-1} sr^{-1})
40	0,013
75	0,009
100	0,0041
200	0,0033

\vskip1.000000\baselineskip

Con un aumento en grosores de pared, por ejemplo, de 60 nm (C40 en figura 3) a 160 nm (C75 en figura 3) y más de 300 nm (C100 en figura 3 obtenida con 100 mg de tripalmitina o más (C200 en figura 3) disminuye la ecogenicidad. A concentraciones de más de 100 mg y grosor de pared de aproximadamente 90 nm se vuelve muy lento indicando que las paredes de la microcápsula empiezan a ser demasiado rígidas para responder de forma efectiva y eficiente a los cambios de presión inducidos por vibraciones ultrasónicas. Esto llega a ser particularmente evidente cuando la atenuación en la señal ecográfica se representa como una función del grosor de pared de microcápsula y de la concentración de las microcápsulas en la suspensión (véase la figura 4). Del gráfico se concluye que la atenuación de señal es función lineal del grosor de pared y que con la disminución del grosor de pared de las microcápsulas en un 50% la atenuación de la señal ecográfica aumenta dos veces.

Ejemplo 9

Se produjeron 100 mg de microcápsulas secas con el grosor de pared entre 50 nm y 100 nm de acuerdo con el ejemplo 1. Se dispersaron 3 mg de las cápsulas en 2 ml de solución salina fisiológica. La suspensión dio una señal ecográfica fuerte en la arteria renal durante dos horas en modo pulsado y Doppler color tras inyección por vía intravenosa al conejo.

Se repitió el mismo experimento con microcápsulas preparadas de acuerdo con el ejemplo 3 usando una mezcla con 30, 50 y 75% de poli(ácido láctico-co-glicólico). Se suspendieron las microcápsulas en solución salina acuosa y se inyectaron por vía intravenosa al conejo. Las respuestas ecográficas obtenidas para las tres muestras eran igualmente efectivas.

Ejemplo 10

Se prepararon microcápsulas de pared fina como se describió en el ejemplo 1 usando 50 mg de tripalmitina. Las microcápsulas (aproximadamente 4 \mum) recuperadas tras liofilización y decantación en solución salina (5 ml, 6 x 10^{8} microcápsulas por ml) se introdujeron en una solución acuosa al 50% de iomeprol (un agente de contraste yodinado no iónico desarrollado por BRACCO, Italia) en un recipiente hermético de presión. Se rellenaron las microcápsulas vacías con la solución de agente de contraste acuosa con aplicación de una presión de 200 a 400 kPa (2 a 4 bares) durante 1 minuto con lo que las microcápsulas se sumergieron. Se recuperaron luego las microcápsulas rellenas mediante centrifugación lenta, se resuspendieron en una pequeña cantidad de agua destilada que contiene 10 mg/ml de albúmina y se secaron. Se resuspendió el polvo resultante en agua destilada y se recuperaron las microcápsulas flotantes. Esto se repitió varias veces hasta que se eliminó todo el iomeprol no encapsulado. Se realizó el análisis del iomeprol aprisionado sometiendo alícuotas de la preparación a una presión elevada (de forma típica 400 kPa (4 bares)), incubando durante 1 hora a temperatura ambiente y luego midiendo el iomeprol liberado mediante espectrofotometría UV. Los resultados mostraron encapsulaciones de 5 a 2 mg de iomeprol por mg de microcápsulas secas. Se observó mejora considerable del contraste del hígado mediante tomografía computada tras inyección por vía intravenosa a la rata de una solución de NaCl al 9% que contiene 40 mg (peso seco) de microcápsulas rellenas de iomeprol. Se prepararon microcápsulas rellenas de insulina de una forma similar y se consiguió incluso una carga mayor. Estos ejemplos muestran que es posible rellenar las microcápsulas de la invención con compuestos hidrófilos.

Claims

1. Microcápsulas sólidas con un tamaño medio entre 0,1 micrómetros y 1000 micrómetros que tienen una membrana biodegradable que encapsula aire o un núcleo gaseoso, caracterizadas porque la membrana comprende al menos el 25% en peso de uno o más lípidos biodegradables, insolubles en agua, que son sólidos a temperatura ambiente y se seleccionan de un mono-, di-, tri-glicéridos, ácidos grasos que tienen 12 átomos de carbono o más, ésteres de dichos ácidos grasos, esteroles, ceras y mezclas de los mismos.

2. Las microcápsulas de la reivindicación 1, en las que el glicérido es mono-, di-, o trimiristina, -palmitina, -estearina, o mezclas de los mismos y preferiblemente tripalmitina o triestearina.

3. Las microcápsulas de las reivindicación 1, en las que los ácidos grasos se seleccionan de ácido araquídico, behénico, palmítico, esteárico, sebácico, mirístico y erúcico y preferiblemente ácido esteárico, palmítico, sebácico y mirístico.

4. Las microcápsulas de la reivindicación 1, en las que el esterol se selecciona de colesterol, fitoesterol, lanoesterol, ergoesterol y ésteres de esteroles con los ácidos grasos de la reivindicación 3, y es preferiblemente, colesterol.

5. Las microcápsulas de la reivindicación 1, en las que la membrana es al menos parcialmente cristalina o semi-cristalina.

6. Las microcápsulas de la reivindicación 1, en las que la membrana contiene además hasta el 75% en peso de polímeros biodegradables.

7. Las microcápsulas de la reivindicación 6, en las que la membrana contiene hasta el 50% en peso, preferiblemente hasta el 20% en peso y más preferiblemente hasta el 10% en peso de polímeros biodegradables.

8. Las microcápsulas de la reivindicación 1, 2 ó 3, en las que las microcápsulas tienen una distribución de tamaño medio entre 0,1 y 100 \mum.

9. Las microcápsulas de la reivindicación 1, 2 ó 3, en las que las microcápsulas son porosas y tienen una porosidad de 20 a 2000 nm.

10. Las microcápsulas de la reivindicación 1, en las que las microcápsulas son no coalescentes, secas y dispersables de forma instantánea en un vehículo líquido.

11. Las microcápsulas de la reivindicación 10, en las que las microcápsulas comprenden además un agente redispersante.

12. Las microcápsulas de la reivindicación 11, en las que el agente redispersante se selecciona de albúmina, poli(alcohol vinílico) y polietilenglicol.

13. Las microcápsulas de la reivindicación 6 ó 7, en las que el polímero biodegradable se selecciona de poliaminoácidos, poliactidas y poliglicolidas y sus copolímeros, copolímeros de lactidas y lactonas, polipéptidos, poli-(orto)ésteres, polidioxanona, poli-\beta-aminocetonas, polifosfa-zenos, polianhídridos, polihidroxi-butirato y polialquil-(ciano)-acrilatos.

14. Las microcápsulas de cualquier reivindicación precedente, en las que las microcápsulas comprenden además un tensioactivo seleccionado de copolímeros de bloque de polioxietileno polioxipropileno y fosfolípidos.

15. Las microcápsulas de cualquier reivindicación precedente, en las que se incorpora una sustancia activa lipófila a la membrana.

16. Las microcápsulas de la reivindicación 15, en las que la sustancia activa lipófila se selecciona de vitamina E, prednisolona, palmitato de cloramfenicol y salbutamol.

17. Las microcápsulas de las reivindicaciones 1 a 15, en las que el núcleo comprende un agente de contraste yodinado no-iónico o un agente de contraste de MRI.

18. Las microcápsulas de las reivindicaciones 1 a 15, en las que el núcleo comprende insulina.

19. Un procedimiento de preparación de un agente de contraste mediante suspensión de las microcápsulas de la reivindicación 17 en una fase vehículo fisiológicamente aceptable.

20. Composición inyectable que comprende una suspensión de una cantidad efectiva de microcápsulas de las reivindicaciones 1 a 18 en un vehículo líquido farmacéuticamente aceptable con aditivos y estabilizadores usuales.

21. Un procedimiento de preparación de microcápsulas sólidas de las reivindicaciones 1 a 16, caracterizado por las etapas de:

a) disolver un lípido biodegradable y opcionalmente un polímero biodegradable en un disolvente orgánico o una mezcla de disolvente,

b) mezclar con una fase acuosa,

c) emulsionar la mezcla para formar una emulsión aceite en agua,

d) añadir un agente redispersante,

e) congelar,

f) liofilizar para formar un polvo que contiene microcápsulas semi-esféricas o esféricas,

g) dispersar el polvo en un vehículo acuoso,

h) separar las microcápsulas que contienen aire o gas de un residuo mediante decantación, y

i) secar las microcápsulas recuperadas.

22. El procedimiento de la reivindicación 21, en el que tras la formación de la emulsión aceite en agua se evapora una parte del disolvente orgánico.

23. El procedimiento de la reivindicación 21, en el que la mezcla de disolvente es una mezcla de un disolvente orgánico soluble en agua y uno insoluble en agua.

24. El procedimiento de la reivindicación 23, en el que el disolvente orgánico insoluble en agua se selecciona de alcanos, cicloalcanos, hidrocarburos aromáticos, éteres e hidrocarburos halogenados.

25. El procedimiento de la reivindicación 24, en el que el disolvente se selecciona de tolueno, xileno, ciclooctano, ciclohexano, cloroformo, tetraclorometano, difluorotetracloroetano, éter dibutílico, éter diisopropílico, isobutilmetilcetona y mezclas de los mismos.

26. El procedimiento de la reivindicación 21, en el que las microcápsulas comprenden además un tensioactivo que se selecciona de copolímeros de bloque de polioxietileno-polioxipropileno y fosfolípidos.

27. El procedimiento de la reivindicación 21, en el que se añade además una sustancia activa lipófila a la solución de lípidos antes de mezclar con la fase acuosa.

28. Microcápsulas de las reivindicaciones 1-14 para uso en la formación de imágenes por ecografía de órganos de cuerpo humano o animal.

29. Uso de las microcápsulas de las reivindicaciones 1-18 para la preparación de composiciones inyectables terapéuticamente efectivas.

30. Uso de las microcápsulas de las reivindicaciones 1-14 para la preparación de agentes para formación de imágenes ecográficas.