ES2338118T3 - Mutante de cefalosporina c acilasa y su utilizacion para preparar 7-aca. - Google Patents
Mutante de cefalosporina c acilasa y su utilizacion para preparar 7-aca. Download PDFInfo
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Abstract
Un mutante de una CPC acilasa compuesto de una subunidad α de acuerdo con la SEQ ID NO: 4 y una subunidad β de acuerdo la SEQ ID NO: 5, o un derivado del mismo de CPC acilasa funcionalmente equivalente, caracterizado porque al menos un aminoácido seleccionado del grupo que consiste de Val121α, Gly139α y Phe169α de la subunidad α de CPC acilasa de la SEQ ID NO: 4 y Phe58β, His70β, Ile75β, Ile176β y Ser471β de la subunidad β de CPC acilasa de la SEQ ID NO: 5 es reemplazado por otro aminoácido, en donde el mutante de CPC acilasa o el derivado del mismo de CPC acilasa funcionalmente equivalente cataliza la conversión de un compuesto de Fórmula I hasta un compuesto de Fórmula II: **(Ver fórmula)** en donde, R es acetoxi (-OCOCH3), hidroxi (-OH), hidrógeno (-H) o una sal del mismo.
Description
Mutante de cefalosporina C acilasa y su
utilización para preparar 7-ACA.
La presente invención se relaciona con un
polipéptido mutante de cefalosporina C (CPC) acilasa derivado de
Pseudomonas sp. SE83; con un gen que codifica dicho
polipéptido; con un vector de expresión que contiene dicho gen; con
un microorganismo transformado con dicho vector de expresión; con un
método para preparar dicho mutante de CPC acilasa; y con un método
para preparar 7-ACA utilizando dicho mutante de CPC
acilasa.
La cefalosporina C (de ahora en adelante
denominada como "CPC") es uno de los antibióticos de la familia
de la \beta-lactama producido por hongos
filamentosos tales como Acremonium chrysogenum. La CPC
muestra actividad antibiótica contra bacterias Gram negativas
obstaculizando la síntesis de la pared celular, pero no es lo
suficientemente activa contra el crecimiento de bacterias Gram
negativas. Por lo tanto, la CPC ha sido utilizada principalmente
para preparar intermediarios para la producción de antibióticos
semisintéticos de cefalosporina. En particular, se ha utilizado al
ácido 7-aminoacefalosporánico (de ahora en adelante
denominado como "7-ACA") preparado por
remoción de la cadena lateral de
D-\alpha-aminoadipoilo de la CPC
para la producción de la mayoría de los antibióticos semisintéticos
de cefalosporina que representa más del 40% del mercado mundial de
antibióticos.
Existen dos métodos conocidos para preparar
7-ACA a partir de CPC, el método químico y el método
enzimático. El método químico para sintetizar 7-ACA
a partir de CPC utiliza grupos de protección sililo tanto para
grupos amina como carboxilo y produce un rendimiento superior al
90%. Sin embargo, este método es complicado, costoso y
ambientalmente desfavorable. Por lo tanto, el método químico ha sido
reemplazado por un método enzimático para la preparación de
7-ACA el cual es considerado como un método
ambientalmente aceptable.
Un método enzimático de dos etapas ampliamente
utilizado comercialmente hoy en día comprende las dos etapas de
convertir la CPC en ácido
glutaril-7-aminocefalosporánico (de
ahora en adelante denominado como
"GL-7-ACA") por medio de la
D-amino ácido oxidasa (de ahora en adelante
denominada como "DAO") (la primera etapa) y
GL-7-ACA en 7-ACA
por medio de la GL-7-ACA acilasa (la
segunda etapa) (ver la Fig. 1). Sin embargo, este método produce un
rendimiento más bajo de 7-ACAque el método químico,
debido a la gran cantidad de subproductos generados por la reacción
del peróxido de hidrógeno producido en la primera etapa con el
sustrato DAO o el producto de la reacción. Por lo tanto, existe la
necesidad de desarrollar un método enzimático eficiente en una etapa
para convertir directamente CPC en 7-ACA utilizando
una CPC acilasa modificada que es capaz de romper un enlace amida
en la séptima posición de la CPC y remover la cadena lateral de
aminoadipoilo.
La CPC acilasa (también llamada CPC amidasa o
CPC amidohidrolasa) activa con respecto a la CPC ha sido encontrada
en varios microorganismos, tales como Pseudomonas sp.,
Bacillus megaterium, Aeromonas sp., Arthrobacter
viscous etc., y se han clonado y secuenciado algunos genes para
la CPC acilasa: gen acyII derivado de Pseudomonas sp.
SE83 (Matsuda y colaboradores, J. Bacteriol. 169: 5821 -5829, 1987);
gen para la CPC acilasa derivado de Pseudomonas sp. N176
(patente estadounidense No. 5.192.678); gen para la CPC acilasa
derivado de Pseudomonas sp. V22 (Aramori y colaboradores, J.
Ferment. Bioeng. 72: 232 - 243, 1991); gen para la CPC
amidohidrolasa derivado de Pseudomonas vesicularis B965
(patente estadounidense No. 6.297.032); gen para la CPC amidasa
derivado de Bacillus megaterium (patente estadounidense No.
5.229.274); y gen para la CPC acilasa derivado de Pseudomonas
sp. 130 (Li y colaboradores, Eur. J. Biochem. 262: 713 - 719,
1999). Sin embargo, estas CPC acilasas no son hidrolíticamente
suficientemente activas para escindir el enlace amida en la séptima
posición de la CPC, y por lo tanto, no son adecuadas para el
proceso enzimático en una etapa para preparar 7-ACA
a partir de CPC.
Varios estudios a través de ingeniería genética
han intentado incrementar la actividad de la enzima de la CPC
acilasa con respecto a la CPC. Por ejemplo, Fujisawa Pharmaceutical
Co. (Japón) desarrolló un mutante de CPC acilasa derivada de
Pseudomonas sp. N176 que muestra aproximadamente 2,5 veces
mayor actividad específica con respecto a la CPC que aquella de
tipo silvestre (patente estadounidense No. 5.804.429; patente
estadounidense No. 5.336.613, Publicación de Patente Japonesa No.
1995-222587; Publicación de Patente Japonesa No.
1996-098686; y Publicación de Patente Japonesa No.
1996-205864). Sin embargo, tal mutante aún tiene una
actividad específica insuficiente con respecto a la CPC para
producir directamente 7-ACA a partir de CPC y exhibe
inhibición del producto final por 7-ACA. Por lo
tanto, no puede ser utilizado en forma práctica en la conversión
directa de la CPC en 7-ACA.
\global\parskip0.900000\baselineskip
Con el propósito de desarrollar un mutante de
CPC acilasa aplicable a un método enzimático en una etapa para
preparar 7-ACA, se ha investigado la estructura
terciaria de la GL-7-ACA acilasa por
parte de los presentes inventores, quienes han identificado por
primera vez las estructuras terciarias de apoenzima (Kim, y
colaboradores, Structure 8: 1059 - 1068, 2000) y el complejo CAD-
GL-7-ACA (Kim, y colaboradores,
Chem. Biol. 8: 1253 - 1264, 2001; Kim, y colaboradores, J. Biol.
Chem. 276: 48376 - 48381, 2001) asociados con la
GL-7-ACA acilasa derivada de
Pseudomonas sp. KAC-1 (Kim, y colaboradores,
Biotech. Lett. 23: 1067 - 1071, 2001; de ahora en adelante
denominada como "CAD") (ver la Fig. 2). Las estructuras de los
dos complejos binarios CAD sugieren que las interacciones más
grandes entre la GL-7-ACA acilasa y
un sustrato tuvieron lugar en la fracción glutarilo de
GL-7-ACA. Por lo tanto, se sugiere
que las interacciones hidrofílicas e hidrofóbicas entre la cadena
lateral del sustrato y su bolsillo de unión son los factores
dominantes en el reconocimiento del sustrato en
GL-7-ACA acilasa. Cuando las
estructuras químicas de la CPC tienen afinidad de enlazamiento con
el sustrato extremadamente baja y se comparan
GL-7-ACA, sus estructuras de
\beta-lactama son iguales, pero existen algunas
diferencias en la cadena lateral (ver la Fig. 3). Es decir, a
diferencia de la cadena lateral de
GL-7-ACA que está compuesta de
ácido glutárico, aquella de la CPC es un ácido
D-\alpha-aminoadípico. Por lo
tanto, la modelación de la estructura del complejo
CAD-CPC sugiere que la cadena lateral de ácido
glutárico de GL-7-ACA y los residuos
clave relacionados con el enlazamiento de CAD están estéricamente
apiñados con respecto a los grupos carboxilo y amino de forma D en
el extremo terminal de la cadena lateral del ácido
D-\alpha-aminoadípico (ver la Fig.
4). De este modo, si se puede garantizar suficiente espacio para
acomodar la cadena lateral de CPC (que contiene un esqueleto
carbonado mayor que aquel de la cadena lateral de
GL-7-ACA y el grupo
D-amino) en el sitio de enlazamiento del sustrato
de CAD, se considera que se puede incrementar la actividad
específica de GL-7-ACA para la CPC.
Por lo tanto, el análisis estructural del complejo
"enzima-sustrato" de CAD puede proporcionar
información importante para desarrollar un mutante de CPC acilasa
que tiene una mayor actividad específica con respecto a CPC por
medio de la introducción de las mutaciones en el sitio activo de la
GL-7-ACA acilasa derivada de
Pseudomonas sp. que muestra relativamente baja afinidad de
enlazamiento con el sustrato.
WO 02/072806A2 describe la conversión directa de
cefalosporina C en 7-ACA por medio del uso de
glutaril amidasa mutada.
Ishii, Y. y colaboradores, Eur. J. Biochem. 230,
773 - 778 (1995) describen el uso de una CPC acilasa mutada de la
cepa N176 de Pseudomonas para la conversión de cefalosporina
C en 7-ACA.
Los presentes inventores se han esforzado por lo
tanto para desarrollar un mutante de CPC acilasa que tiene una
reactividad mejorada con respecto a CPC que puede ser utilizada en
un método enzimático de una etapa para preparar
7-ACA a partir de CPC.
Por lo tanto, un objetivo de la presente
invención es la de proporcionar un mutante de CPC acilasa que tiene
reactividad mejorada con respecto a CPC que puede ser
convenientemente utilizada para convertir CPC en
7-ACA y una CPC acilasa funcionalmente equivalente
derivada de la misma.
Otro objetivo de la presente invención es la de
proporcionar una secuencia de nucleótidos que codifique un mutante
de CPC acilasa y un derivado funcionalmente equivalente de la misma,
como se reivindica.
Un objetivo adicional de la presente invención
es el de proporcionar un vector de expresión que contenga dicha
secuencia de nucleótidos y un microorganismo transformado con dicha
secuencia de nucleótidos o dicho vector de expresión, como se
reivindica.
Un objetivo adicional de la presente invención
es el de proporcionar un método para preparar un mutante de CPC
acilasa utilizando dicho microorganismo transformado, como se
reivindica.
Un objetivo adicional de la presente invención
es el de proporcionar un método para preparar 7-ACA
o una sal de la misma a partir de CPC utilizando dicho mutante de
CPC acilasa, una composición que contenga dicho mutante de CPC
acilasa o el mutante procesado de CPC acilasa, como se
reivindica.
De acuerdo con un aspecto de la presente
invención, se proporciona un mutante de CPC acilasa o un derivado
del mismo funcionalmente equivalente a la CPC acilasa,
caracterizado porque al menos uno de los aminoácidos
seleccionados del grupo que consiste de Val121\alpha,
Gly139\alpha y Phe169\alpha de la subunidad \alpha de CPC
acilasa de SEQ ID NO: 4 y Phe58\beta, His70\beta, Ile75\beta,
Ile176\beta y Ser471\beta de la subunidad \beta de CPC
acilasa de SEQ ID NO: 5 es reemplazado por otro aminoácido.
Entre los mutantes de CPC acilasa de la presente
invención, se prefieren aquellos, en donde:
Val121\alpha es reemplazado por alanina;
Gly139\alpha es reemplazado por serina;
Phe169\alpha es reemplazado por tirosina;
Met31\beta es reemplazado por leucina;
Phe58\beta es reemplazado por alanina,
metionina, leucina, valina, cisteína o asparagina;
His70\beta es reemplazado por serina o
leucina;
Ile75\beta es reemplazado por treonina;
Ile176\beta es reemplazado por valina; o
Ser471\beta es reemplazado por cisteína.
\global\parskip1.000000\baselineskip
Los anteriores y otros objetivos y
características de la presente invención serán claros a partir de la
siguiente descripción de la invención, cuando se los toma junto con
los dibujos acompañantes que muestran respectivamente;
Fig. 1: procedimientos esquemáticos de métodos
enzimáticos de una y dos etapas para la preparación de
7-ACA a partir de CPC;
Fig. 2: la estructura del complejo
CAD-GL-7-ACA
derivado de Pseudomonas sp. KAC-1 (A) y un
esquema general para los residuos de enlazamiento adyacentes a su
sitio activo (B);
Fig. 3: el patrón de enlazamiento de CAD
derivado de Pseudomonas sp. KAC-1 con
GL-7-ACA;
Fig. 4: modelamiento del complejo
CAD-CPC derivado de Pseudomonas sp.
KAC-1;
Fig. 5: una representación esquemática del
procedimiento para preparar los mutantes de la CPC acilasa de la
invención;
Fig. 6: comparación de la inhibición del
producto final por 7-ACA observada para la CPC
acilasa de tipo silvestre (-\bullet-, Sem), cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de CPC acilasa
(H70) y cinco veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV de
CPC acilasa (-\circ-, mI176);
Fig. 7: comparación de las reactividades con
respecto a CPC del cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/
I176\betaV de CPC acilasa (-\lozenge-, H70), cinco veces mutante V121\alphaA/F169\betaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de CPC acilasa
(-\circ-, #213), cinco veces mutante G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de CPC acilasa (-\sqbullet-, #120) y seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de CPC acilasa (-\bullet-, TnS5);
I176\betaV de CPC acilasa (-\lozenge-, H70), cinco veces mutante V121\alphaA/F169\betaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de CPC acilasa
(-\circ-, #213), cinco veces mutante G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de CPC acilasa (-\sqbullet-, #120) y seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de CPC acilasa (-\bullet-, TnS5);
Fig. 8: comparación de las reactividades con
respecto a CPC del cinco veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/
F58\betaN/I176\betaV de CPC acilasa (-\nabla-, mF58), cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaC/I176\betaV de CPC acilasa (-\sqbullet-), seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaN/I176\betaV de CPC acilasa (-\circ-, TnS5\alpha\beta), seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaC/I176\betaV de CPC acilasa (-\ding{116}-) y seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de CPC acilasa (-\bullet-, TnS5);
F58\betaN/I176\betaV de CPC acilasa (-\nabla-, mF58), cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaC/I176\betaV de CPC acilasa (-\sqbullet-), seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaN/I176\betaV de CPC acilasa (-\circ-, TnS5\alpha\beta), seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaC/I176\betaV de CPC acilasa (-\ding{116}-) y seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de CPC acilasa (-\bullet-, TnS5);
Fig. 9: comparación de las reactividades con
respecto a CPC del cuatro veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/
I176\betaV de CPC acilasa (-\ding{116}-, F169), cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV de CPC acilasa (-\nabla-, #59), cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV/S471\betaC de CPC acilasa (-\sqbullet-, #76), cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaN/I176\betaV de CPC acilasa (-\circ-, mF58) y seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaN/I176\betaV de CPC acilasa (-\bullet-, TnS5\alpha\beta);
I176\betaV de CPC acilasa (-\ding{116}-, F169), cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV de CPC acilasa (-\nabla-, #59), cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV/S471\betaC de CPC acilasa (-\sqbullet-, #76), cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaN/I176\betaV de CPC acilasa (-\circ-, mF58) y seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaN/I176\betaV de CPC acilasa (-\bullet-, TnS5\alpha\beta);
Fig. 10a y 10b: comparación de las reactividades
con CPC (A) y la inhibición del producto final por
7-ACA (B) observada para el seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC
de CPC acilasa (-\ding{116}-, S12) con aquellas observadas para
el seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaN/I176\betaV
de CPC acilasa
(-\bullet-, TnS5\alpha\beta) y seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV/S471\betaC de CPC acilasa (-\circ-, #76);
(-\bullet-, TnS5\alpha\beta) y seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV/S471\betaC de CPC acilasa (-\circ-, #76);
Figs. 11a a 11c: el peso molecular de la CPC
acilasa tipo silvestre derivada de Pseudomonas sp. SE83;
11a: SDS-PAGE (M: marcador de
tamaño; 1: extracto libre de células; 2: la enzima purificada)
11b: PAGE no desnaturalizante (M: marcador de
tamaño; 1: la enzima purificada)
11c: espectrometría de masas
MALDI-TOF
Fig. 12: los resultados de electroforesis en gel
y coloración azul de Coomassie de una enzima cruda aislada de la
solución del cultivo de E. coli BL21 (DE3) que contiene al
plásmido pET29-TnS5;
M: marcador de tamaño estándar, 1: 0% de
lactosa, 48 horas de cultivo
2: 0,02% de lactosa, 48 horas de cultivo, 3:
0,2% de lactosa, 48 horas de cultivo
4: 2% de lactosa, 48 horas de cultivo, 5: 2% de
lactosa, 72 horas de cultivo
Fig. 13: comparación de las tasas de conversión
de CPC en 7-ACA observada para la CPC acilasa de
tipo silvestre, mutantes de CPC acilasa TnS5 y S12;
Fig. 14: el resultado del análisis por HPLC para
determinar la 7-ACA producida a partir de CPC por
medio de la acción de la mutante de CPC acilasa S12 de la
invención.
Como se lo utiliza allí, el término
"incremento en la reactividad con respecto a CPC" significa
mayor actividad específica con respecto a CPC y/o menor inhibición
del producto final por 7-ACA.
El término "derivado funcionalmente
equivalente" como se lo utiliza aquí significa un derivado de CPC
acilasa que retiene la misma propiedad funcional que el mutante de
CPC acilasa de la invención. Es decir, el derivado de funcionalidad
equivalente incluye todas las posibles variantes tal como un
polipéptido sintético o recombinante nativo que puede ser
modificado, es decir, por mutación, supresión, inserción,
sustitución, inversión de la secuencia de uno o diferentes
nucleótidos y una combinación de los mismos, capaces de funcionar
como un mutante de CPC acilasa.
El término "mutante procesado de la CPC
acilasa" como se lo utiliza aquí significa mutante de la CPC
acilasa en un estado inmovilizado pero no en estado libre. Se puede
inmovilizar un mutante de la CPC acilasa con un portador
convencional generalmente empleado en el arte por medio de un método
convencional tal como un enlace covalente, enlace iónico, enlace
hidrofílico, enlace físico, microencapsulación y así sucesivamente.
Además, se puede preparar un mutante procesado de CPC acilasa por
medio de un método de inmovilización total de la célula que
inmoviliza un microorganismo que produce al mutante de la CPC
acilasa como tal sin purificación adicional.
El término
"GL-7-ACA acilasa" como se lo
utiliza aquí generalmente significa una enzima que es capaz de
convertir GL-7-ACA en
7-ACA. El término "CPC acilasa" como se lo
utiliza aquí significa una enzima que tiene actividad específica
con respecto a CPC entre GL-7-ACA
acilasas, que produce directamente 7-ACA a partir de
CPC por escisión del enlace amida en la séptima posición de CPC
para remover la cadena lateral de aminoadipoilo. El término
"CAD" como se lo utiliza aquí significa
GL-7-ACA acilasa derivada de
Pseudomonas sp. KAC-1.
La presente invención proporciona una secuencia
de aminoácidos de un mutante de CPC acilasa que tiene una
reactividad mejorada con CPC que se deriva de Pseudomonas sp.
SE83 y un derivado de CPC acilasa funcionalmente equivalente del
mismo; una secuencia de nucleótidos que codifica a dicho mutante de
CPC acilasa y a un derivado de CPC acilasa funcionalmente
equivalente del mismo.
El gen para la CPC acilasa ("gen
acyII") derivado de Pseudomonas sp. SE83 ha sido
utilizado como un gen de partida para el desarrollo de un mutante
de CPC acilasa en la presente invención, en donde el gen
acyII es nuevamente sintetizado utilizando un sintetizador
de ADN con base en la secuencia de nucleótidos de la CPC acilasa
identificada por Matsuda y colaboradores (J. Bacteriol. 169: 5821 -
5826, 1987; GenBank M18278). Para incrementar la eficiencia de la
síntesis de proteína utilizando E. coli, se modifica la
secuencia de aminoácidos previamente conocida de AcyII de tal
manera que sea compatible con los codones preferidos utilizados en
la síntesis de proteína mediada por E. coli. Por ejemplo, en
la secuencia de aminoácidos previamente conocida codificada por el
gen acyII, el único codón para fenilalanina es TTC y un codón
para arginina es predominantemente CGC o CGG, y por lo tanto, la
secuencia de aminoácidos codificada por el gen acyII
sintetizado en la presente invención se realiza utilizando los
codones TTT y CGT para fenilalanina y arginina, respectivamente. El
gen acyII sintetizado en la presente invención consiste de
2.325 pares de bases que tiene la secuencia de nucleótidos de la
SEQ ID NO: 1. En la SEQ ID NO: 1, el marco de lectura abierta
correspondiente a los números de las bases 1 a 2.322 (2.323 -
2.325: codón de terminación) es una región de codificación de la
proteína completa y la secuencia predicha de aminoácidos derivada
de allí es mostrada en la SEQ ID NO: 2 que consiste de 774
aminoácidos. La secuencia de aminoácidos de la SEQ ID NO: 2
codificada por el gen acyII sintetizado en la presente
invención es idéntica a aquella de la CPC acilasa previamente
conocida, pero 18% de los pares de bases en la secuencia de
nucleótidos de la SEQ ID NO: 1 es diferente de aquella del gen
existente para la CPC acilasa.
Las secuencias de aminoácidos deducidas de la
mayoría de los genes para la
GL-7-ACA acilasa (o CPC acilasa)
están compuestas de una subunidad \alpha, un péptido espaciador, y
una subunidad \beta, en ese orden. La CPC acilasa de tipo
silvestre derivada de las Pseudomonas sp. SE83 es generada en
la forma de una cadena sencilla inactiva de polipéptidos que tiene
aproximadamente 84 kDa en tamaño después de sufrir transcripción y
traducción en una célula huésped. Después de eso, ocurren
autodigestiones dos veces entre el doscientos treintavo y el
doscientos treintaiunavo aminoácidos, y el doscientos
treintainueveavo y el doscientos cuarentavo aminoácidos en la
secuencia de aminoácidos SEQ ID NO: 2, que resulta en la remoción
del péptido espaciador que consiste de 9 aminoácidos, y que se
separa en una subunidad \alpha de 25 kDa y en una subunidad
\beta de aproximadamente 58 kDa. La subunidad \alpha separada
anteriormente se acopla con una de las subunidades \beta a través
de interacciones hidrófobas, para formar un dímero de
aproximadamente 83 kDa que tiene actividad de acilasa. Como es
generalmente conocido, el primer aminoácido, el codón de metionina
necesario para la iniciación de la traducción durante una síntesis
de proteína en un procariota, es removido después de la traducción.
En consecuencia, una forma activa de la CPC acilasa de tipo
silvestre utilizada en la presente invención está compuesta de una
subunidad \alpha que consiste de 229 aminoácidos (SEQ ID NO: 4) y
una subunidad \beta que consiste de 535 aminoácidos (SEQ ID NO:
5).
Si no ocurre una autodigestión adecuada en una
célula huésped después de la transcripción y de la traducción de un
gen correspondiente, se genera
GL-7-ACA acilasa (o CPC acilasa) en
la forma de un polipéptido inactivo. Por lo tanto, la eficiencia de
la autodigestión en una célula huésped juega un papel importante en
la obtención de una proteína activa. También se ha reportado que la
eficiencia de la autodigestión puede verse disminuida por varias
causas tales como sobreproducción de acilasa en una célula huésped o
una mutación de un aminoácido específico en un péptido espaciador o
una proteína madura, resultando en la producción de una proteína
inactiva (Li, y colaboradores, Eur. J. Biochem. 262: 713 - 719,
1999; Kim, y colaboradores, J. Biol. Chem. 276: 48376 - 48381,
2001). Por lo tanto, cuando se pretende la mejora de las propiedades
de reacción de la acilasa, la cuestión de si una mutación que se
introducirá en un aminoácido específico para incrementar la
reactividad de la enzima puede afectar la eficiencia de la
autodigestión deberá ser tenida en cuenta. Es decir, ya que el
cambio de la eficiencia de la autodigestión de un polipéptido
inactivo generado en una célula huésped después de la
transcripción/traducción de un gen para CPC acilasa gene está
directamente relacionado con la productividad de una CPC acilasa
activa, es difícil seleccionar un mutante de CPC acilasa que tenga
una reactividad mejorada con respecto a CPC sin conocer las
características de reactividad del mutante activo de CPC acilasa
purificada. Para resolver tales problemas, los presentes inventores
han ideado un gen para CPC acilasa que tiene la secuencia de
nucleótidos de la SEQ ID NO: 3 basada en la secuencia de nucleótidos
de la SEQ ID NO: 1, que es capaz de generar una CPC acilasa activa
sin la etapa de autodigestión por medio de la síntesis individual de
subunidades \alpha y \beta durante la traducción. La secuencia
de aminoácidos codificada por el gen para la CPC acilasa de la SEQ
ID NO: 3 es idéntica a aquella de la SEQ ID NO: 2 codificada por el
gen acyII para la CPC acilasa, excepto porque la secuencia
de nucleótidos que codifica al péptido espaciador correspondiente a
la región desde el doscientos treintaiunavo hasta el doscientos
treintainueveavo de la SEQ ID NO: 2 está modificada. Es decir, se
inserta un codón de detención de la traducción detrás del codón de
glicina que codifica al último aminoácido de la subunidad \alpha;
y se inserta una secuencia de nucleótidos que comprende una
secuencia aleatoria de nucleótidos que incluye un sitio de una
enzima de restricción, una secuencia de nucleótidos que codifica un
sitio de enlazamiento del ribosoma representado como -AGGA-, otra
secuencia aleatoria de nucleótidos, y un codón de iniciación de la
traducción (metionina), dispuestos en una forma consecutiva, en
frente del codón de serina que codifica al primer aminoácido de la
subunidad \beta. Los presentes inventores han ideado formar el
gen para la CPC acilasa en una estructura de operón haciendo que
cada una de las secuencias de nucleótidos que codifica a la
subunidad \alpha y a la subunidad \beta mantengan
individualmente su propio gen estructural. El gen para la CPC
acilasa que tiene la secuencia de nucleótidos de la SEQ ID NO: 3 y
que expresa individualmente a la subunidad \alpha y a la
subunidad \beta es denominado sem. Por lo tanto, se puede esperar
que si el gen sem para la CPC acilasa de la invención es insertado
dentro de un vector apropiado de expresión y transformado en una
célula huésped, la subunidad \alpha y la subunidad \beta serían
individualmente sintetizadas y acopladas entre sí dentro de una
célula huésped, para obtener la forma dimérica de la CPC acilasa
activa. La comparación de los rasgos característicos de la CPC
acilasa purificada a partir del transformante de E. coli que
contiene al gen sem de la SEQ ID NO: 3 con aquel purificado a partir
del transformante de E. coli que contiene al gen
acyII de la SEQ ID NO: 1 muestra realmente que los rasgos
característicos de la CPC acilasa derivada de sem, por ejemplo, el
peso molecular, la actividad específica, la especificidad del
sustrato, la temperatura óptima de reacción y el pH, son idénticos
a aquellos de la CPC acilasa derivada de acyII. Por lo
tanto, la expresión separada de la subunidad \alpha y de la
subunidad \beta puede remover la causa responsable de la
eficiencia de la autodigestión del polipéptido inactivo, haciendo
fácil detectar el cambio en los rasgos característicos inducidos
por una mutación introducida en un residuo aminoácido específico.
De este modo, en la presente invención el gen acyII de la SEQ
ID NO: 3 es empleado como ADN de partida para desarrollar un
mutante de CPC acilasa.
La nomenclatura de la literatura de la secuencia
de aminoácidos de la CPC acilasa derivada de Pseudomonas sp.
SE83 (AcyII, SEQ ID NO: 2) empleada en la presente invención ha
adoptado un sistema consecutivo de numeración partiendo del codón
de metionina en el extremo N-terminal de la
subunidad \alpha como el primero, hasta el codón de alanina en el
extremo C-terminal de la subunidad \beta como el
último. Sin embargo, ya que el primer aminoácido, metionina, y el
péptido espaciador son removidos en una célula huésped después de
transcripción y traducción de un gen para CPC acilasa, ellos no
existen en la secuencia de aminoácidos de una proteína madura. Es
decir, la secuencia de aminoácidos de una proteína activa consiste
de la secuencia de aminoácidos de la subunidad \alpha y la
secuencia de aminoácidos de la subunidad \beta. Por lo tanto, el
sistema de numeración empleado en la presente invención es para
numerar consecutivamente cada una de las subunidades \alpha y
\beta que existen en la forma activa de la CPC acilasa madura. El
nombramiento de un residuo específico de la secuencia de
aminoácidos de la CPC acilasa se lleva a cabo por medio de la
nomenclatura convencional de la siguiente manera: la treonina, el
primer residuo de la subunidad \alpha en la secuencia de
aminoácidos de la SEQ ID NO: 4, es denominado Thr1\alpha; y la
serina, el primer residuo de la subunidad \beta en la secuencia
de aminoácidos de la SEQ ID NO: 5, Ser1\beta. Por lo tanto,
Thr1\alpha y Ser1\beta significa el segundo residuo de treonina
y el residuo doscientos cuarentavo de serina en la secuencia de
aminoácidos de la SEQ ID NO: 2, respectivamente.
El nombramiento de un residuo específico
introducido con una mutación entre la secuencia de aminoácidos de
CPC acilasa se lleva a cabo también siguiendo la nomenclatura
convencional de la siguiente manera: el residuo mutado que
reemplaza al residuo ciento sesentainueveavo de fenilalanina de la
subunidad \alpha por una tirosina está representado por
F169\alphaY y el residuo mutado que reemplaza al residuo ciento
setentaiseisavo de isoleucina de la subunidad \beta por una
valina, I176\betaV.
El mutante de la CPC acilasa de la presente
invención ha sido preparado utilizando al gen sem para la CPC
acilasa de la SEQ ID NO: 3 como ADN de partida utilizando métodos
convencionales puntuales de mutación y técnicas de ingeniería
genética de la siguiente manera (ver la Fig. 5).
Primero, con el propósito de incrementar la
actividad específica del mutante de CPC acilasa con respecto a CPC,
se ha seleccionado el residuo aminoácido que va a ser mutado de la
secuencia de aminoácidos de AcyII, con base en el resultado de
mutagénesis virtual en el modelamiento estructural terciario del
complejo CAD-CPC utilizando un programa de
computador. Un oligonucleótido artificial que incluye una secuencia
de nucleótidos correspondiente a la secuencia mutada de aminoácidos
seleccionada anteriormente ha sido sintetizada y sometida a PCR
para inducir una mutagénesis dirigida al sitio en el gen para CPC
acilasa. El gen mutado ha sido transformado dentro de un
microorganismo y se cultivó el transformante bajo una condición
adecuada para producir la CPC acilasa. Luego, se ha medido la
actividad de la enzima de las CPC acilasas así producidas para
seleccionar un mutante de CPC acilasa que tiene una reactividad
mejorada con respecto a CPC. La secuencia de nucleótidos del gen
que codifica al mutante seleccionado de CPC acilasa ha sido
analizada. Como resultado, se ha encontrado que la mutación
introducida en uno o más de los residuos aminoácidos seleccionados
del grupo que consiste de Phe169\alpha, Met31\beta,
Phe58\beta, His70\beta e Ile176\beta en la secuencia de
aminoácidos de AcyII de las SEQ ID Nos: 4 y 5 mejora la reactividad
de la CPC acilasa con respecto a CPC.
Para incrementar adicionalmente la reactividad
del mutante de CPC acilasa con respecto a CPC, se ha sometido el
gen seleccionado del mutante de la CPC acilasa a PCR propenso a
errores para inducir una mutación puntual en un sitio aleatorio. El
gen mutado ha sido transformado con una célula huésped para
construir una biblioteca de mutantes y se ha seleccionado la célula
huésped que contiene al mutante de CPC acilasa que tiene mayor
reactividad con respecto a CPC a partir de la biblioteca de
mutantes. La enzima activa de los mutantes de CPC acilasa así
producida ha sido medida para seleccionar un mutante de CPC acilasa
que tenga una reactividad mejorada de CPC acilasa y se ha analizado
la secuencia de nucleótidos del gen que codifica al mutante de CPC
acilasa seleccionado anteriormente. Como resultado, se ha encontrado
que la mutación introducida en uno o más de los residuos
aminoácidos seleccionados del grupo que consiste de Val121\alpha,
Gly139\alpha, Ile75\beta, y Ser471\beta en la secuencia de
aminoácidos de AcyII de las SEQ ID Nos: 4 y 5 incrementa la
eficiencia de la CPC acilasa que convierte CPC en
7-ACA.
Por lo tanto, el mutante de CPC acilasa de la
presente invención tiene preferiblemente una secuencia de
aminoácidos que se caracteriza porque al menos un aminoácido
seleccionado del grupo que consiste de Val121\alpha,
Gly139\alpha y Phe169\alpha de la subunidad \alpha de CPC
acilasa de la SEQ ID NO: 4 y Met31\beta, Phe58\beta,
His70\beta, Ile75\beta, Ile176\beta y Ser471\beta de la
subunidad \beta de CPC acilasa de la SEQ ID NO: 5 es reemplazado
por otro aminoácido.
En la anterior sustitución de aminoácidos para
incrementar la reactividad de CPC acilasa con relación a CPC, es
preferible reemplazar el residuo aminoácido especificado con otro
aminoácido seleccionado del grupo que consiste de glicina, alanina,
valina, leucina, serina, treonina, cisteína, isoleucina, metionina,
prolina, fenilalanina, tirosina, triptófano, ácido aspártico, ácido
glutámico, asparagina, glutamina, histidina, lisina y arginina. Más
preferiblemente, Val121\alpha es reemplazado por alanina;
Gly139\alpha, por serina; Phe169\alpha, por tirosina;
Met31\beta, por leucina; Phe58\beta, por asparagina, metionina,
alanina, leucina, valina o cisteína; His70\beta, por serina o
leucina; Ile75\beta, por treonina; Ile176\beta, por valina; y
Ser471\beta, por cisteína.
En una modalidad preferida de la presente
invención, se ha preparado un gen mutante para CPC acilasa
denominado S12 que tiene Val121\alpha reemplazado por alanina;
Gly139\alpha, por serina; Phe58\beta, por asparagina;
Ile75\beta, por treonina; Ile176\beta, por valina; y
Ser471\beta, por cisteína. El gen mutante S12 tiene una mayor
actividad específica con respecto a CPC pero muestra menor
inhibición del producto final por 7-ACA. El gen
mutante S12 tiene la secuencia de nucleótidos de la SEQ ID NO: 6 y
el mutante activo de CPC acilasa codificado por el gen mutante S12
consiste de la subunidad \alpha de la SEQ ID NO: 7 y la subunidad
\beta de la SEQ ID NO: 8.
La presente invención también incluye un
derivado funcionalmente equivalente del mutante de CPC acilasa. Un
derivado funcionalmente equivalente en la presente invención
significa un derivado de CPC acilasa que retiene la característica
general del mutante de CPC acilasa de la invención. Es decir, el
derivado funcionalmente equivalente incluye todas las posibles
variantes tales como polipéptidos nativos, sintéticos o
recombinantes modificados por mutación, supresión, inserción,
sustitución, inversión de la secuencia de uno o varios nucleótidos
y una combinación de los mismos, que son capaces de funcionar como
un mutante de CPC acilasa.
Además, la presente invención incluye al
polinucleótido que codifica a dicho mutante de CPC acilasa que tiene
una reactividad mejorada con respecto a CPC o un derivado de CPC
acilasa funcionalmente equivalente del mismo. Preferiblemente, el
polinucleótido tiene la secuencia de nucleótidos de la SEQ ID NO: 6.
El derivado funcionalmente equivalente en la presente invención
significa un polinucleótido y su derivado retiene la propiedad
funcional crucial de los polinucleótido(s) que codifican la
subunidad \alpha y/o la subunidad \beta del mutante de la CPC
acilasa. Por lo tanto, la presente invención incluye dentro de su
alcance no solamente al polinucleótido que codifica al mutante de
la CPC acilasa que incluye la subunidad \alpha enlazada con la
subunidad \beta con un péptido espaciador específico pero también
un polinucleótido que codifica tanto a las subunidades \alpha
como \beta del mutante de CPC acilasa sin un péptido espaciador.
Además, un polinucleótido que codifica únicamente a la subunidad
\alpha del mutante de CPC acilasa y un polinucleótido que codifica
únicamente a la subunidad \beta de CPC acilasa también cae dentro
del alcance de la presente
invención.
invención.
La presente invención también incluye, en su
ámbito de aplicación, un polinucleótido que comprende una secuencia
de nucleótidos del gen mutante para la CPC acilasa de la invención o
una secuencia de nucleótidos deducida de la secuencia de
aminoácidos del mutante de CPC acilasa así como una secuencia de
nucleótidos generada a través de la degeneración del codón del
código genético en la secuencia de nucleótidos del gen mutante de
CPC acilasa de la invención.
Además, la presente invención incluye un vector
de expresión recombinante que comprende al gen que codifica para el
mutante de CPC acilasa de la invención. Dicho vector de expresión
recombinante se puede preparar insertando un fragmento de ADN que
contiene al gen mutante para la CPC acilasa y una secuencia
reguladora adecuada de transcripción/traducción dentro de un vector
apropiado de expresión de acuerdo con un método convencional
(Sambrook, y colaboradores, Molecular Cloning, Cold Spring Harbor
Laboratory, 1989). Cualquier vector de expresión capaz de expresar
un gen foráneo en una célula huésped puede ser empleado en la
presente invención. Por ejemplo, los vectores de expresión
preferidos incluyen, pero no se limitan a, un plásmido, un vector
fago y un vector de integración.
El vector de expresión recombinante preparado
anteriormente se puede introducir en una célula huésped adecuada de
acuerdo con un método convencional de transformación (Sambrook, y
colaboradores, ver más arriba). Se pueden emplear bacterias,
actinomices, levadura, hongos, una célula animal, una célula de
insecto o una célula de planta como célula huésped adecuada para la
expresión de un ADN recombinante. Entre estas células huésped, se
prefieren bacterias tales como E. coli o Bacillus sp.;
actinomices tales como Streptomyces sp.; levaduras tales como
Saccharomyces sp., Humicola sp. o Pichia sp.;
hongos tales como Aspergillus sp. o Trichoderma sp.; y
un microorgnismo que produce CPC tal como Cephalosporium sp.
o Acremonium sp.
En una modalidad preferida de la presente
invención, E. coli BL21(DE3) es transformada con el
vector de expresión recombinante que comprende al gen mutante S12
(SEQ ID NO: 6) para CPC acilasa de la invención para obtener
transformante de E. coli denominado E. coli
BL21(DE3)/pET-S12 que fue depositado el 30 de
julio, 2003 en la Korean Collection for Type Cultures (KCTC)
(Dirección: Korea Research Institute of Bioscience y Biotechnology
(KRIBB), #52, Oun-dong, Yusongku, Taejon, 305 - 333,
República de Corea) bajo el número de acceso KCTC 10503BP, de
acuerdo con los términos del Tratado de Budapest sobre el
Reconocimiento Internacional del Depósito de Microorganismos para
el Propósito del Procedimiento de Patente.
El mutante de CPC acilasa se puede preparar
cultivando dicho microorganismo transformado con el vector de
expresión que comprende al gen que codifica al mutante de CPC
acilasa o derivado de CPC acilasa funcionalmente equivalente del
mismo en un medio adecuado bajo condiciones apropiadas.
Además, el mutante de CPC acilasa se puede
preparar también cultivando un microorganismo transformado con el
vector de expresión que comprende únicamente un gen que codifica a
la subunidad \alpha del mutante de CPC acilasa o un derivado de
CPC acilasa funcionalmente equivalente del mismo y un microorganismo
transformado con el vector de expresión que comprende únicamente un
gen que codifica una subunidad \beta del mutante de CPC acilasa o
un derivado de CPC acilasa funcionalmente equivalente del mismo en
un medio adecuado bajo una condición apropiada, produciendo
separadamente la proteína de la subunidad \alpha y la proteína de
la subunidad \beta en microorganismos transformados respectivos y
mezclando las dos proteínas de la subunidad purificadas allí dentro
in vitro.
Es posible utilizar al mutante de CPC acilasa
así preparado como está o en una forma purificada para producir el
producto deseado, 7-ACA, en un método enzimático de
una etapa. Se puede purificar al mutante de CPC acilasa por medio
de un método convencional de purificación de proteína utilizando
diferentes técnicas cromatográficas en columna con base en las
características de la CPC acilasa, con o sin modificaciones menores
de acuerdo con propósitos específicos. Además, también es posible
purificar al mutante de CPC acilasa por medio de cromatografía de
afinidad, aprovechando la afinidad de enlazamiento tal como la
afinidad de enlazamiento de un péptido de histidina con una columna
de níquel o la afinidad de enlazamiento de un dominio de
enlazamiento de celulosa (CBD) con una
celulosa.
celulosa.
Se puede utilizar también al mutante de CPC
acilasa de la invención en una forma inmovilizada. La inmovilización
del mutante de CPC acilasa se puede llevar a cabo por medio de un
método convencional utilizando un portador, por ejemplo, un
polímero natural tal como celulosa, almidón, dextrano y agarosa; un
polímero sintético tal como poliacrilamida, poliacrilato,
polimetacrilato y Eupergit C; o un mineral tal como sílice,
bentonita y metal. El mutante de CPC acilasa se puede acoplar con
dicho portador por medio de un método convencional de
inmovilización tal como un enlace covalente, un enlace iónico, un
enlace hidrofílico, absorción física o microencapsulación. Además,
también es posible inmovilizar al mutante de CPC acilasa formando un
enlace covalente entre el portador y la enzima a través de la
acción de glutaraldehído o bromuro de cianógeno. Preferiblemente, se
puede inmovilizar la célula del microorganismo que produce al
mutante de CPC acilasa como está por medio de un método de
inmovilización total de la célula sin purificación del mutante de
CPC acilasa. Con el propósito de incrementar la reactividad del
mutante de CPC acilasa producido por un microorganismo, también es
posible hacer un agujero en la pared celular o aplicar además una
técnica de expresión en la superficie de la célula.
Además, la presente invención proporciona un
método para preparar 7-ACA de fórmula II o una sal
del mismo a partir de CPC de fórmula I utilizando dicho mutante de
CPC acilasa.
En la siguiente fórmula, R es acetoxi
(-OCOCH_{3}), hidroxi (-OH), hidrógeno (-H) o una sal del mismo.
Preferiblemente, R es acetoxi (-OCHCH_{3}) y una sal es una sal
de metal alcalino tal como una sal de sodio, potasio o litio.
7-ACA (II) puede ser producida
poniendo en contacto a CPC (I) con el mutante de CPC acilasa, en
donde la CPC acilasa puede ser utilizada en la forma de una
solución de cultivo de la cepa que produce al mutante de CPC
acilasa, o en la forma de una composición que comprende al mutante
de CPC acilasa, la misma enzima purificada libre o una forma
inmovilizada de la enzima. Preferiblemente, la reacción de contacto
del mutante de CPC acilasa con CPC (I) se puede llevar a cabo en
una solución acuosa. La concentración preferible de CPC (I) está en
el rango entre 1 y 500 mM; la cantidad añadida de mutante de CPC
acilasa, entre 0,1 y 100 U/ml; el pH de la mezcla de la reacción,
entre 7 y 10; el tiempo de reacción, entre 0,1 y 24 h; y la
temperatura de reacción, entre 4 y 40ºC. 7-ACA (II)
preparada por medio de la reacción enzimática anterior puede sr
aislada y purificada a partir de la mezcla de la reacción por medio
de métodos convencionales.
Además, es posible producir
7-ACA (II) poniendo en contacto al mutante de CPC
acilasa de la invención con CPC (I) in vivo. En particular,
7-ACA (II) puede ser producida por medio de las
etapas de introducir al gen que codifica al mutante de CPC acilasa
o un equivalente funcional derivado de CPC acilasa en un
microorganismo que tiene una actividad biosintética de C tal como
Acremonium crysozenum; cultivando al transformante en un
medio adecuado bajo una condición apropiada; y poniendo en contacto
espontáneamente al mutante de CPC acilasa con la CPC (I)
biosintetizada en dicho transformante.
La presente invención es definida adicionalmente
en los siguientes Ejemplos. Debe entenderse que estos Ejemplos,
aunque indican modalidades preferidas de la invención, se presentan
únicamente a manera de ilustración. A partir de la descripción
anterior y de estos Ejemplos, alguien capacitado en el arte puede
determinar las características esenciales de esta invención, y sin
apartarse del espíritu y alcance de la misma, puede hacer
diferentes cambios y modificaciones de la invención para adaptarla
diferentes usos y condiciones.
Ejemplo
1
Se ha determinado recientemente la estructura
terciaria del complejo
CAD-GL-7-ACA (Kim, y
colaboradores, Chem. Biol. 8: 1253 - 1264, 2001; Kim, y
colaboradores, J. Biol. Chem. 276: 48376 - 48381, 2001). Como se
ilustra en la Fig. 3, Arg57\beta, Tyr33\beta, Tyr149\alpha y
Arg155\alpha que existen en el sitio de enlazamiento del sustrato
de CAD forman directamente enlaces de hidrógeno con
GL-7-ACA, y Phe177\beta,
Leu24\beta y Val70\beta se enlaza con
GL-7-ACA a través de interacciones
hidrófobas. Además, aunque Gln50\beta no interactúa directamente
con GL-7-ACA, forma enlaces de
hidrógeno con Arg57\beta y Tyr149\alpha para disponer estos
residuos en posiciones adecuadas para una reacción catalítica.
Mientras tanto, en el acoplamiento de CAD y
GL-7-ACA, un núcleo de beta lactama
de GL-7-ACA que comprende un grupo
acetoxi, un anillo de seis miembros y un anillo de beta lactama de
cuatro miembros no afecta significativamente el enlazamiento con
residuos activos del sitio. Si acaso, una región de ácido glutárico
como una cadena lateral de GL-7-ACA
tiene el mayor efecto sobre el enlazamiento del sustrato por medio
de acoplamiento preciso con Arg57\beta, Tyr33\beta,
Tyr149\alpha y Phe177\beta (Figs. 2 y 3). Además, se ha
presumido que Leu24\beta y Val70\beta juegan un papel en la
estimulación de una reacción catalítica de Ser1\beta haciendo que
un sustrato ocupe una posición adecuada.
Mientras tanto, como resultado de la
superposición de la estructura terciaria del complejo
CAD-GL-7-ACA con
aquella del complejo CAD-CPC, residuos claves de CAD
tales como Arg57\beta, Tyr33\beta, Phe177\beta y
Tyr149\alpha involucrados en el acoplamiento con una cadena
lateral de ácido glutárico de
GL-7-ACA chocan con el grupo
carboxilo y el grupo de forma D en la región terminal de la cadena
lateral de ácido
D-\alpha-aminoadípico de CPC
(Fig. 4). A partir de estos resultados de modelamiento, si se puede
garantizar suficiente espacio para acomodar la cadena lateral de
CPC (es decir, dicha columna vertebral de carbono y un grupo
D-amino que ya existía en la cadena lateral de CPC
comparada con la cadena lateral de
GL-7-ACA) dentro de un sitio de
enlazamiento del sustrato de CAD, se puede esperar que se
incremente la actividad específica de la
GL-7-ACA acilasa para CPC.
Mientras tanto, se ha presumido a través de los
resultados de estructuras de comparación de CAD, penicilina G
acilasa y GL-7-ACA acilasa derivada
de Pseudomonas sp. que la
GL-7-ACA acilasa derivada de
Pseudomonas sp. muestra patrones de enlazamiento y de
reacción similares del sustrato con el resto (Kim, y colaboradores,
Chem. Biol. 8: 1253 - 1264, 2001; Fritz-Wolf, y
colaboradores, Protein Sci. 11: 92 - 103, 2002). Además, se ha
reportado que aunque CAD no tiene actividad con CPC, la
GL-7-ACA acilasa derivada de
Pseudomonas sp. (AcyII) muestra aproximadamente 5% del nivel
de actividad de la acilasa con respecto a CPC comparado con
GL-7-ACA (Matsuda, y colaboradores,
J. Bacteriol. 169: 5815 - 5820, 1987). Por lo tanto, existe una
ventaja en el desarrollo de un mutante de CPC acilasa con base en
AcyII que tiene un nivel constante de actividad enzimática con
respecto a CPC en lugar de basarse en CAD que no tiene actividad
enzimática con respecto a CPC. Por lo tanto, la presente invención
ha empleado el gen para la CPC acilasa derivado de
Pseudomonas sp. SE83 (acyII) como gen fundamental
para desarrollar un mutante de CPC acilasa.
La presente invención pretende preparar un
mutante de CPC acilasa que tiene una mejor actividad específica
para CPC que la AcyII de tipo silvestre seleccionando un sitio
activo de AcyII con base en la estructura terciaria del complejo
CAD-CPC y una información de mutagénesis virtual, y
luego, llevar a cabo una mutagénesis dirigida al sitio con residuos
de AcyII que están involucrados en la interferencia con un
enlazamiento de CPC entre el sitio activo seleccionado. La Tabla 1
muestra residuos de AcyII que corresponden a residuos del sitio
activo de CAD sometidos a mutagénesis dirigida al sito.
Con base en los resultados del modelamiento
estructural terciario del complejo CAD-CPC, se llevó
a cabo una mutagénesis dirigida al sitio con residuos de
Phe58\beta, Met31\beta, Ile176\beta y Phe169\alpha de AcyII
correspondientes a residuos de Phe58\beta, Tyr33\beta,
Phe177\beta y Tyr149\alpha de CAD que se presume que inhiben
seriamente el enlazamiento de la cadena lateral de CPC, y del
residuo de His70\beta de AcyII correspondiente al residuo de
Val70\beta de CAD que estimula la reacción catalítica del sitio
activo de Ser1\beta (Fig. 5).
Se construyó el plásmido pBCPC insertando el
fragmento de ADN del gen estructural acyII de la SEQ ID NO: 1
dentro de los sitios XhoI/XbaI del vector pBC KS(+) (Stratagene,
EUA)de la siguiente forma. Primero, se sintetizó el gen
estructural acyII utilizando un sintetizador de ADN con base
en la secuencia de nucleótidos del ADN del gen (acyII) para
la CPC acilasa derivado de Pseudomonas sp. SE83 y la
secuencia de aminoácidos de la proteína AcyII codificada a partir
de allí (Acceso al GenBank No. M18278). En este momento, se
identificó que la secuencia de aminoácidos codificada por el gen
acyII era idéntica a aquella publicada en la literatura, pero
se ha sintetizado su secuencia de nucleótidos para hacer algunas
modificaciones para que el gen acyII pueda incluir uno o más
codones preferidos en E. coli.
Se llevó a cabo una PCR para introducir un sitio
de reconocimiento de una enzima de restricción y un sitio de
enlazamiento de ribosoma dentro del gen estructural acyII. La
solución de la reacción PCR (100 \mul) contenía 10 ng del ADN
sintetizado del gen acyII, 50 pmol de cada uno de los
iniciadores CPC-F (SEQ ID NO: 13) y
CPC-R (SEQ ID NO: 14), mezcla de dNTP 0,2 mM,
solución amortiguadora Taq (KCl 5 mM, Tris-HCl 5 mM,
(pH 8,3), MgCl_{2} 1,5 mM), y 2,5 unidades de ExTaq polimerasa
(Takara, Japón). Se iniciaron las reacciones por medio de
desnaturalización previa durante 5 min a 95ºC en a termociclador
programable (Peltier Thermal Cycler PTC-200; MJ
Research, EUA). Las condiciones de la PCR consistieron de 25 ciclos
de 1 min a 95ºC (desnaturalización), 30 s a 58ºC (hibridación), y 1
min 30 s a 72ºC (polimerización), con un alargamiento final de 10
min a 72ºC (post-polimerización). Después de la
amplificación por PCR, se digirieron aproximadamente 2,5 kb de
producto PCR con XbaI/XhoI y se purificó con un kit para
purificación (QIAEX II Gel Extraction Kit; Qiagen, Alemania), para
obtener un inserto de ADN. Además, se digirió el ADN vector pBC
KS(+) con XbaI/XhoI y se lo sometió a desfosforilación con CIP,
para obtener ADN vector. El ADN inserto y el ADN vector fueron
sometidos a ligación utilizando T4 ADN ligasa (Roche, Alemania) a
16ºC durante 12 a 16 h y se los transformó con la cepa MC1061 de
E. coli MC1061 por medio de electroporación. Se esparció la
cepa de E. coli sobre una placa de agar LB que contenía 25
\mug/ml of cloranfenicol y se la cultivó a 30ºC en una incubadora
durante la noche para seleccionar un transformante. Se purificó el
plásmido del transformante seleccionado y se analizó la secuencia
de nucleótidos del inserto de ADN. A parte de esto, se preparó el
plásmido pBCPC que contenía el gen estructural acyII de la
SEQ ID NO: 1 y se designó al transformante de E. coli que
contenía al plásmido pBCPC, MC 1061 de E. coli (pBCPC).
Se construyó el plásmido pBSEM insertando el
fragmento de ADN del gen estructural sem de la SEQ ID NO: 3 dentro
de los sitios XhoI/XbaI del vector pBCKS (+) (Stratagene, EUA). Se
llevaron a cabo una serie de amplificaciones por PCR de la
siguiente manera: el plásmido pBCPC como molde y el iniciador M
13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador
\alphaORF-R (SEQ ID NO: 15) para obtener 0,8 kb de
producto PCR; el plásmido pBCPC como molde y el iniciador
\betaORF-F (SEQ ID NO: 16) y el iniciador
HindIII-R (SEQ ID NO: 18) para obtener
aproximadamente 0,96 kb del producto PCR; y el plásmido pBCPC como
molde y el iniciador HindIII-F (SEQ ID NO: 17) y el
iniciador M 13-F (SEQ ID NO: 12) para obtener 0,75
kb del producto PCR. Se mezclaron 0,8 kb, 0,96 kb y 0,75 kb de los
productos PCR obtenidos anteriormente y sometidos a PCR bajo las
mismas condiciones de la PCR descritas anteriormente excepto porque
no se añadieron los iniciadores, para obtener aproximadamente 2,5 kb
del producto PCR que liga tres productos PCR en uno. Después de
eso, se sometieron aproximadamente 2,5 kb de producto PCR a PCR
utilizando un iniciador T3 (SEQ ID NO: 9) e iniciador T7 (SEQ ID
NO: 10) para amplificar el fragmento de ADN del gen sem
aproximadamente hasta un tamaño de 2,5 kb. Después de la
amplificación por PCR, se digirieron aproximadamente 2,5 kb del
producto PCR con XbaI/XhoI y s purificó con kit para purificación
(QIAEX II Gel Extraction Kit; Qiagen, Alemania), para obtener un
inserto de ADN. Además, se digirió ADN vector pBCKS (+) con
XbaI/XhoI y se lo sometió a desfosforilación con CIP para obtener
ADN vector. El ADN inserto y el ADN vector fueron sometidos a
ligación utilizando T4 ADN ligasa (Roche, Alemania) a 16ºC durante
16 h y transformados en una cepa MC1061 de E. coli por
electroporación. Se esparció la cepa de E. coli sobre una
placa de agar LB que contenía 25 \mug/ml of cloranfenicol y se la
cultivó a 30ºC en una incubadora durante la noche para seleccionar
un transformante. Se purificó el plásmido del transformante
seleccionado y se analizó la secuencia de nucleótidos del inserto
de ADN. Como resultado, se preparó el plásmido pBSEM que contenía el
gen estructural sem de la SEQ ID NO: 3 y se designó al
transformante de E. coli que contenía al plásmido pBSEM, MC
1061 de E. coli (pBSEM).
Para comparar la productividad de la CPC acilasa
del transformante de E. coli derivado del plásmido pBCPC con
aquella del transformante E. coli derivado del plásmido
pBSEM, se preparó una solución de enzima cruda CPC acilasa obtenida
de cada transformante de E. coli de la siguiente manera. Se
inoculó cada transformante de E. coli en 3 ml de un medio LB
(Bacto-Triptona al 1%, Extracto de Levadura al 0,5%,
NaCl al 0,5%) que contenía 25 \mug/ml de cloranfenicol y se
cultivó a 30ºC, 200 rpm durante 16 h con agitación vigorosa. Se
transformaron 50 \mul de la solución del cultivo con 50 ml de un
nuevo medio LB que contenían 25 \mug/ml de cloranfenicol y se los
cultivó adicionalmente a 25ºC, 200 rpm durante 48 h con agitación
vigorosa. Se sometió la solución del cultivo a centrifugación a
4ºC, 8.000 rpm durante 10 min para separar un precipitado y se lavó
el precipitado dos veces con solución amortiguadora
Tris-HCl 0,1 M (pH 8,0). Se suspendió este
precipitado en 5 ml de la misma solución amortiguadora y se lo
sometió a ultrasonicación a 4ºC durante 10 min. Y luego, se sometió
la suspensión a centrifugación a 4ºC, 15.000 rpm durante 20 min,
para separar un sobrenadante que puede ser utilizado como una
solución enzimática cruda de CPC acilasa.
Se midió la actividad enzimática del mutante de
CPC acilasa con respecto a CPC de acuerdo con el método descrito
por Park y colaboradores con modificaciones menores de la siguiente
manera (Park, y colaboradores, Kor. J. Appl. Microbiol. Biotechnol.
23: 559 - 564, 1995). Se preparó una solución de sustrato
disolviendo CPC (pureza del 74,2%; CJ Corp., Corea) en solución
amortiguadora Tris-HCl 0,1 M (pH 8,0) en una
concentración de 20 mg/ml y ajustando el pH en 8 con NaOH 1 N. Se
mezclaron 20 \mul de la solución de CPC con 20 \mul de la
solución de enzima cruda preparada anteriormente y se incubó la
mezcla de reacción a 37ºC durante 5 min. Después de la reacción, se
añadió la mezcla de (200 \mul) de NaOH 50 mM y ácido acético
glacial al 20% (1:2) para detener la reacción. Se mezclaron 200
\mul del sobrenadante recuperado de la mezcla de reacción por
centrifugación con 40 \mul de PDAB
(p-dimetilaminobenzaldehído; Sigma, EUA) al 0,5%
(p/v) disueltos en metanol y se incubó la mezcla de reacción a 37ºC
durante 10 min. Después de la reacción, se midió la absorbancia de
la mezcla de reacción a 415 nm y se cuantificó por comparación con
una curva de calibración de material estándar. En ese momento, se
ha definido 1 unidad como la cantidad de enzima capaz de producir 1
mmol de 7-ACA de CPC por minuto. Mientras tanto, se
determinó la actividad específica del mutante de CPC acilasa para
CPC midiendo la cantidad de proteína que queda en la solución de la
enzima de acuerdo con el método descrito por Bradford (Bradford,
M., Anal. Biochem. 72: 248 - 254, 1976) y representándola como una
unidad activa correspondiente a 1 mg de proteína. La reactividad
del mutante de CPC acilasa con respecto a CPC se determinó por medio
de las siguientes etapas de adición de la misma cantidad de
proteína a una mezcla de reacción, llevando a cabo una reacción
enzimática durante un tiempo establecido, midiendo la cantidad de
7-ACA producida en la mezcla de reacción, y
representándola como un valor relativo. Se determinó la inhibición
del producto final por 7-ACA añadiendo una proteína
correspondiente a la misma unidad activa a una mezcla de reacción,
llevando a cabo una reacción enzimática durante un tiempo fijo;
midiendo la cantidad de 7-ACA producida en la mezcla
de reacción, y representándolo como un valor relativo.
Como resultado de medir la actividad enzimática
para CPC, mientras que la productividad de CPC acilasa producida
por el transformante MC1061 (pBCPC) de E. coli era
aproximadamente de 97 unidades/lH, aquella para el transformante
MC1061 (pBSEM) de E. coli fue únicamente aproximadamente de
11 unidades/lH.
Para desarrollar un mutante de CPC acilasa que
tenga una reactividad mejorada con respecto a CPC, se preparó el
mutante doble Met31\beta/Phe58\beta de la siguiente manera. Como
se muestra en la modulación estructural terciaria del complejo
CAD-CPC, ya que la cadena lateral de CPC
adicionalmente contiene una columna vertebral carbonada y un grupo
D-amino comparado con la cadena lateral de
GL-7-ACA, CAD necesita un espacio
mayor para enlazarse con CPC que
GL-7-ACA. Para garantizar el espacio
suficiente para enlazarse con CPC, se sometieron dos residuos
dentro del sitio de enlazamiento del sustrato de AcyII a una
mutación simultánea. Con la fijación de His57\beta de AcyII
correspondiente a Arg57\beta de CAD como el residuo más importante
para el enlazamiento de la cadena lateral de CPC, se reemplazó
Met31\beta de AcyII que se considera que choca con un grupo
carboxilo y un grupo D-amino en el extremo terminal
de la cadena lateral de CPC por leucina. Al mismo tiempo, para
garantizar adicionalmente el espacio para el enlazamiento de la
cadena lateral de CPC induciendo un cambio de rotación de la
torsión en la cadena lateral de His57\beta de AcyII, se reemplazó
Phe58\beta de AcyII por otro residuo aminoácido que tiene una
cadena lateral relativamente pequeña tal como alanina, valina,
leucina, metionina, cisteína o asparagina. Como resultado, se
prepararon mutantes dobles de M31\betaL/F58\betaM,
M31\betaL/F58\betaC, M31\betaL/F58\betaL,
M31\betaL/F58\betaA, M31\betaL/F58\betaV y
M31\betaL/F58\betaN por medio de PCR de superposición (Ho, y
colaboradores, Gene 15: 51 - 59, 1989). El procedimiento para
preparar estos mutantes dobles se expone en detalle de la siguiente
manera.
La solución de la reacción PCR (100 \mul) para
la mutagénesis dirigida al sitio contenía 10 ng of ADN molde, 50
pmol cada uno de los iniciadores hacia adelante e inverso, mezcla
dNTP 0,2 mM, solución amortiguadora Taq (KCI 5 mM,
Tris-HCl 5 mM, (pH 8,3), MgCl_{2} 1,5 mM), y 2,5
unidades de ExTaq polimerasa (Takara, Japón). Se iniciaron las
reacciones por desnaturalización durante 5 min a 95ºC en un
termociclador programable (Peltier Thermal Cycler
PTC-200; MJ Research, EUA). Las condiciones de la
PCR consistieron de 25 ciclos de 1 min a 95ºC, 30 s a 58ºC, y 60 a
90 s a 72ºC, con un alargamiento final de 10 min a 72ºC.
En particular, se llevaron a cabo una serie de
amplificaciones por PCR para la preparación del mutante doble
M31\betaL/F58\betaM utilizando el siguiente molde e iniciadores:
plásmido pBSEM como molde y el iniciador M 13-R
(SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID
NO: 19) para obtener 1,0 kb del producto PCR; y el plásmido pBSEM
como molde y el iniciador F58\betaM-F (SEQ ID NO:
20) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12) para
obtener 1,6 kb del producto PCR.
Se mezclaron 1,0 kb y 1,6 kb de los productos
PCR obtenidos anteriormente y se los sometió a PCR bajo las mismas
condiciones excepto porque no se añadieron los iniciadores, para
obtener aproximadamente 2,5 kb del producto PCR que se forma en uno
por conexión de dos de los productos PCR entre sí. Después de eso,
se sometieron aproximadamente 2,5 kb del producto PCR a PCR
utilizando el iniciador T3 (SEQ ID NO: 9) y el iniciador T7 (SEQ ID
NO: 10) para amplificar el fragmento de ADN del mutante doble de
aproximadamente 2,5 kb de tamaño. Después de la amplificación por
PCR, se digirieron aproximadamente 2,5 kb del producto PCR con
XbaI/XhoI y se purificó con un kit para purificación (QIAEX II Gel
Extraction Kit; Qiagen, Alemania), para obtener un ADN inserto.
Además, se digirió el ADN vector pBC KS(+) con XbaI/XhoI y se lo
sometió a desfosforilación con CIP, para obtener un ADN vector. Se
sometieron el ADN inserto y el ADN vector a ligación utilizando T4
ADN ligasa (Roche, Alemania) a 16ºC durante 16 h y se los
transformó con la cepa MC1061 de E. coli por electroporación.
Se esparció la cepa de E. coli sobre una placa de agar LB
que contenía 25 \mug/ml de cloranfenicol y se cultivó a 30ºC en
una incubadora para seleccionar durante la noche un transformante
que contenga el gen del mutante doble. Se purificó el plásmido del
trans-
formante seleccionado y se analizó la secuencia del nucleótido del ADN inserto para confirmar el residuo mutado.
formante seleccionado y se analizó la secuencia del nucleótido del ADN inserto para confirmar el residuo mutado.
Se prepararon los mutantes dobles
M31\betaL/F58\betaC, M31\betaL/F58\betaL,
M31\betaL/F58\betaA, M31\betaL/F58\betaV y
M31\betaL/
F58\betaN de acuerdo con el mismo método descrito anteriormente. En este momento, se emplearon para M31\betaL/F58\betaC, el iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaC-F (SEQ ID NO: 21) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12) para la amplificación del PCR de superposición; para M31\betaL/F58\betaL, el iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaL-F (SEQ ID NO: 24) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12); para M31\betaL/F58\betaA, el iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaA-F (SEQ ID NO: 22) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12); para M31\betaL/F58\betaV, el iniciador M 13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaV-F (SEQ ID NO: 23) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12); y para M31\betaL/F58\betaN, el iniciador M 13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaN-F (SEQ ID NO: 25) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12).
F58\betaN de acuerdo con el mismo método descrito anteriormente. En este momento, se emplearon para M31\betaL/F58\betaC, el iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaC-F (SEQ ID NO: 21) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12) para la amplificación del PCR de superposición; para M31\betaL/F58\betaL, el iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaL-F (SEQ ID NO: 24) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12); para M31\betaL/F58\betaA, el iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaA-F (SEQ ID NO: 22) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12); para M31\betaL/F58\betaV, el iniciador M 13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaV-F (SEQ ID NO: 23) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12); y para M31\betaL/F58\betaN, el iniciador M 13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador F58\betaN-F (SEQ ID NO: 25) y el iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12).
Se midió la actividad específica de los mutantes
dobles obtenida anteriormente para CPC utilizando la solución de
enzima cruda de cada mutante de CPC acilasa de acuerdo con el mismo
método descrito en el Ejemplo
<1-1-2>. Como resultado, se
ha confirmado que la actividad específica de los mutantes dobles
M31\betaL/F58\betaM, M31\betaL/F58\betaC,
M31\betaL/F58\betaN, M31\betaL/F58\betaL,
M31\betaL/F58\betaA y M31\betaL/F58\betaV muestra que es
2,4, 2,3, 2,0, 1,8, 1,6 y 1,6 veces más alta que aquella del AcyII
de tipo silvestre, respectivamente.
Para incrementar adicionalmente la actividad
específica de M31\betaL/F58\betaM que muestra la actividad
específica más alta entre 6 mutantes dobles, se reemplazó
His70\beta de AcyII correspondiente a Val70\beta de CAD que
estimula una reacción catalítica del sitio activo S1\beta por
serina o leucina para preparar un mutante triple.
Se preparó el mutante triple
M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS utilizando un kit para
mutagénesis dirigida al sitio
QuickChange^{TM} (Stratagene, EUA) de acuerdo con las instrucciones del fabricante. La solución de la reacción PCR (50 \mul) contenía 40 ng de ADN del mutante doble M31\betaL/F58\betaM, 100 pmol cada uno de los iniciadores H70\betaS-F (SEQ ID NO: 26) y H70\betaS-R (SEQ ID NO: 27), 1 \mul de la mezcla de dNTP, 5 \mul de la solución amortiguadora (KCl 100 mM, (NH_{4})_{2}SO_{4} 100 mM, Tris-HCl 200 mM, (pH 8,8), MgSO_{4} 20 mM, Triton X-100 al 1% y 1 mg/ml de BSA), y 2,5 unidades de ADN polimerasa pfuTurbo^{TM} (Stratagene, EUA). Se iniciaron las reacciones por desnaturalización durante 30 s a 95ºC en un termociclador programable (Peltier Thermal Cycler PTC-200; MJ Research, EUA). Las condiciones para la PCR consistieron de 16 ciclos de 30 s a 95ºC, 1 min a 55ºC, y 12 min a 68ºC. Después de la amplificación por PCR, se añadieron 10 unidades de la enzima de restricción DpnI a la solución de la reacción PCR y se incubó a 37ºC durante 1 h para remover el ADN del molde en donde no se produce cualquier mutación. Se purificó el ADN del mutante con un kit para purificación (QIAEX II Gel Extraction Kit; Qiagen, Alemania) y se transformó en la cepa MC1061 de E. coli por electroporación. Se esparció la cepa de E. coli sobre una placa de agar LB que contenía 25 \mug/ml de cloranfenicol y se cultivó a 30ºC en una incubadora durante la noche para seleccionar un transformante. Se purificó el plásmido del transformante seleccionado y se analizó la secuencia de nucleótidos del ADN inserto para confirmar el residuo mutado.
QuickChange^{TM} (Stratagene, EUA) de acuerdo con las instrucciones del fabricante. La solución de la reacción PCR (50 \mul) contenía 40 ng de ADN del mutante doble M31\betaL/F58\betaM, 100 pmol cada uno de los iniciadores H70\betaS-F (SEQ ID NO: 26) y H70\betaS-R (SEQ ID NO: 27), 1 \mul de la mezcla de dNTP, 5 \mul de la solución amortiguadora (KCl 100 mM, (NH_{4})_{2}SO_{4} 100 mM, Tris-HCl 200 mM, (pH 8,8), MgSO_{4} 20 mM, Triton X-100 al 1% y 1 mg/ml de BSA), y 2,5 unidades de ADN polimerasa pfuTurbo^{TM} (Stratagene, EUA). Se iniciaron las reacciones por desnaturalización durante 30 s a 95ºC en un termociclador programable (Peltier Thermal Cycler PTC-200; MJ Research, EUA). Las condiciones para la PCR consistieron de 16 ciclos de 30 s a 95ºC, 1 min a 55ºC, y 12 min a 68ºC. Después de la amplificación por PCR, se añadieron 10 unidades de la enzima de restricción DpnI a la solución de la reacción PCR y se incubó a 37ºC durante 1 h para remover el ADN del molde en donde no se produce cualquier mutación. Se purificó el ADN del mutante con un kit para purificación (QIAEX II Gel Extraction Kit; Qiagen, Alemania) y se transformó en la cepa MC1061 de E. coli por electroporación. Se esparció la cepa de E. coli sobre una placa de agar LB que contenía 25 \mug/ml de cloranfenicol y se cultivó a 30ºC en una incubadora durante la noche para seleccionar un transformante. Se purificó el plásmido del transformante seleccionado y se analizó la secuencia de nucleótidos del ADN inserto para confirmar el residuo mutado.
Se preparó el mutante triple
M31\betaL/F58\betaM/H70\betaL utilizando un kit para
mutagénesis dirigida al sitio
QuickChange^{TM} (Stratagene, EUA) de acuerdo con el mismo método descrito anteriormente excepto porque se emplearon el iniciador H70\betaL-F (SEQ ID NO: 28) y el iniciador H70\betaL-R (SEQ ID NO: 29).
QuickChange^{TM} (Stratagene, EUA) de acuerdo con el mismo método descrito anteriormente excepto porque se emplearon el iniciador H70\betaL-F (SEQ ID NO: 28) y el iniciador H70\betaL-R (SEQ ID NO: 29).
Se midió la actividad específica del mutante
triple para CPC utilizando la solución de enzima cruda de cada
mutante de CPC acilasa de acuerdo con el mismo método como el
descrito en el Ejemplo
<1-1-2>. Como resultado, la
actividad específica de los mutantes triples
M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS y
M31\betaL/F58\betaM/H70\betaL mostró que era 3,2 y 2,4 veces
más alta que aquella del mutante doble M31\betaL/F58\betaM,
respectivamente.
Para incrementar adicionalmente la actividad
específica de M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS que muestra la
actividad específica más incrementada entre dos mutantes triples, se
reemplazó Phe169\alpha de AcyII correspondiente a Tyr149\alpha
de CAD que ayuda a localizar a CPC en una posición adecuada para una
reacción catalítica eficiente del sitio activo S1\beta por
tirosina para preparar un cuatro veces mutante,
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS. Ya que una
cadena lateral de tirosina tiene adicionalmente un grupo hidroxilo
(-OH) comparado con una cadena lateral de fenilalanina, puede
estimular una reacción catalítica de S1\beta por formación de un
enlace de hidrógeno con una cadena lateral de CPC y/o residuos
adyacentes del mismo.
Se preparó un cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS utilizando un kit
para mutagénesis dirigida al sitio QuickChange^{TM} (Stratagene,
EUA) de acuerdo con el mismo método descrito en el Ejemplo
<1-1-4> excepto porque se
empleó al mutante triple M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS como
molde y al iniciador F169\alphaY-F (SEQ ID NO: 30)
y al iniciador F169\alphaY-R (SEQ ID NO: 31).
Se midió la actividad específica del cuatro
veces mutante F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS
para CPC utilizando la solución de enzima cruda de acuerdo con el
mismo método descrito en el Ejemplo
<1-1-2>. Como resultado, se
incrementó la actividad específica del cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS 2,1 veces más que
aquella del mutante triple M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS.
Para incrementar adicionalmente la actividad
específica del cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS con respecto a
CPC, se reemplazó Ile176\beta de AcyII correspondiente a
Phe177\beta de CAD que puede estar involucrado en interferir con
el enlazamiento de una cadena lateral de CPC por valina para
preparar un cinco veces mutante,
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/Ile176\betaV. En
el Ejemplo <1-1-3>, se
reemplazó Phe58\beta de AcyII por metionina. Mientras tanto,
Ile176\beta de AcyII está localizado muy cerca de Phe58\beta de
AcyII así como se supone que interfiere con el enlazamiento de CPC.
Por lo tanto, para el enlazamiento más eficiente de la cadena
lateral del sustrato de CPC, se remplazó Ile176\beta por valina
que tiene una cadena lateral con una estructura similar pero tamaño
más pequeño que la isoleucina.
Se preparó el cinco veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV
utilizando un kit para mutagénesis dirigida al sitio
QuickChange^{TM} (Stratagene, EUA) de acuerdo con el mismo método
descrito en el Ejemplo <1-1-4>
excepto porque se empleó el cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS como molde y el
iniciador Ile176\betaV-F (SEQ ID NO: 32) y el
iniciador Ile176\betaV-R (SEQ ID NO: 33).
La actividad específica del cinco veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV para
CPC fue medida utilizando la solución de enzima cruda del cinco
veces mutante de acuerdo con el mismo método como el descrito en el
Ejemplo <1-1-2>. Como
resultado, la actividad específica del cinco veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/
I176\betaV se incrementó 2,4 veces más que el cuatro veces mutante F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS.
I176\betaV se incrementó 2,4 veces más que el cuatro veces mutante F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS.
La razón por la cual es difícil aplicar una CPC
acilasa existente a un método enzimático en una etapa para producir
7-ACA a gran escala es que la eficiencia de la
conversión de CPC en 7-ACA es muy baja debido a la
inhibición del producto final por 7-ACA así como
porque la CPC acilasa muestra una actividad específica baja por
CPC. Mientras tanto, se puede conocer a partir de una serie de
mutagénesis dirigida al sitio para incrementar la actividad
específica del mutante de CPC acilasa en el Ejemplo
<1-1> que la mutación de His70\beta
incrementa significativamente la actividad específica del mutante de
CPC acilasa para CPC pero incrementa severamente el nivel de
inhibición del producto final por 7-ACA. Por lo
tanto, se sometió al cinco veces mutante
F169\alphaY/M431\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV del
Ejemplo <1-1-6> a una
mutagénesis inversa de H70\betaS en un residuo tipo silvestre,
histidina, para preparar al cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV (Fig. 5). Se
preparó el cuatro veces mutante F
169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV de acuerdo con el
mismo método descrito en el Ejemplo
<1-1-4> excepto porque se
emplearon al cinco veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV como
molde y el iniciador H70\beta-F (SEQ ID NO: 34) y
el iniciador H70\beta-R (SEQ ID NO: 35).
Se midió la inhibición del producto final
utilizando una solución enzimática correspondiente a la misma unidad
activa después de la preparación de cada solución de enzima cruda
de tipo silvestre, cinco veces mutante F169\alphaY/
M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV y cuatro veces mutante F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV por medio del mismo método descrito en el Ejemplo <1-1-2>. Como resultado, se ha confirmado que la mutación inversa del cinco veces mutante H70\betaS en F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV en un residuo de tipo silvestre, histidina, disminuye la inhibición del producto final por 7-ACA hasta el nivel similar de enzima tipo silvestre (Fig. 6).
M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV y cuatro veces mutante F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV por medio del mismo método descrito en el Ejemplo <1-1-2>. Como resultado, se ha confirmado que la mutación inversa del cinco veces mutante H70\betaS en F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV en un residuo de tipo silvestre, histidina, disminuye la inhibición del producto final por 7-ACA hasta el nivel similar de enzima tipo silvestre (Fig. 6).
Para incrementar adicionalmente la reactividad
del cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV con respecto a
CPC, se sometió el ADN del cuatro veces mutante a una PCR propensa a
error para construir una biblioteca de mutantes que tiene una
mutación puntal en un sitio aleatorio. En este momento, se ajustó
una tasa de error en dicha PCR propensa a error para que ocurriera
una sustitución en un residuo aminoácido para un gen cuatro veces
mutante en promedio. El procedimiento particular de construcción de
una biblioteca de mutantes fue el siguiente.
La solución de la reacción PCR (100 \mul) para
la PCR propensa a error contenía 5 ng de ADN del cuatro veces
mutante F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV, 50 pmol
cada uno de iniciador T3 (SEQ ID NO: 9) y de iniciador T7 (SEQ ID
NO: 10), 0,2 mM cada uno de dATP y dGTP, 1,0 mM cada uno de dCTP y
dTTP, KCl 5 mM, Tris-HCl 5 mM, (pH 8,3), MgCl_{2}
3,5 mM, MnCl_{2} 0,025 mM y 5 unidades de rTaq ADN polimerasa
(Takara, Japón). Se iniciaron las reacciones por desnaturalización
durante 3 min a 95ºC en un termociclador programable (Peltier
Thermal Cycler PTC-200; MJ Research, EUA). Las
condiciones de la PCR consistieron de 20 ciclos de 1 min a 95ºC, 30
s a 58ºC, y 90 s a 72ºC, con un alargamiento final de 10 min a 72ºC.
Después de la amplificación por PCR propensa a error, se digirieron
aproximadamente 2,5 kb del producto PCR con XbaI/XhoI y se purificó
con un kit para purificación (QIAEX II Gel Extraction Kit; Qiagen,
Alemania), para obtener un ADN inserto. Además, se digirió el ADN
del plásmido pBSEM con XbaI/XhoI para obtener 3,4 kb del fragmento
de ADN utilizado como ADN vector. Se sometieron el ADN inserto y
ADN vector a ligación utilizando T4 ADN ligasa (Roche, Alemania) a
16ºC durante 16 h y se los transformó en una cepa MC1061 de E.
coli por electroporación. Se esparció la cepa de E. coli
sobre una placa de agar LB que contenía 25 \mug/ml de
cloranfenicol y se cultivó a 30ºC en una incubadora durante la
noche para construir una biblioteca de mutantes.
Se seleccionó el mutante de CPC acilasa que
tiene una reactividad mejorada con respecto a CPC a partir de la
biblioteca de mutantes obtenida anteriormente de la siguiente
manera.
Se inoculó el transformante MC1061 de E.
coli que contenía el gen mutante para CPC acilasa que introdujo
una mutación puntual en un sitio aleatorio por medio de PCR
propenso a error en una placa de 96 pozos llenando 200 \mul de
medio LB que contenía 25 \mug/ml de cloranfenicol y se cultivó a
30ºC, 180 rpm durante 60 a 70 h con agitación vigorosa. Se
transfirieron 100 \mul de cada solución de cultivo tomada de la
placa de pozos a una nueva placa de 96 pozos. Se añadieron 100
\mul de una solución de lisis celular (solución amortiguadora
Tris-HCl 0,1 M (pH 8,0) que contenía 2 \mug/ml de
lisozima, EDTA 4 mM, Triton X-100 al 0,4%) y se la
dejó a 30ºC durante 2 h. Luego de eso, se añadieron 50 \mul de la
mezcla de solución d CPC al 2.5% (p/v) CPC disueltos en solución
amortiguadora Tris-HCl 0,1 M (pH 8,0) y se añadió
7-ACA 5 mM a cada pozo y se mantuvo la placa de
pozos a 28ºC durante 14 a 16 h para inducir una reacción de
hidrólisis de CPC. En ese momento, la razón por la cual se añadió
7-ACA a la solución de CPC es para facilitar la
selección del mutante de CPC acilasa que muestra una actividad
específica mejorada por CPC y/o la menor inhibición del producto
final por 7-ACA. Después de la reacción de
hidrólisis de CPC, se sometió la mezcla de la reacción a
centrifugación a 4.200 rpm durante 20 min para separar un
sobrenadante y se transfirieron 50 \mul del sobrenadante a una
nueva placa de 96 pozos. Después de añadir 160 \mul de una
solución de detención (ácido acético : NaOH 250 mM, 2:1) a cada
pozo para detener la reacción enzimática, se añadieron 40 \mul de
un agente desarrollador (solución de PDAB al 0,5% (p/v) disuelta en
metanol) y se dejó la placa de pozos a temperatura ambiente durante
10 min. Se montó luego la placa de pozos sobre un lector de
microplacas para medir una absorbancia a 415 nm y se seleccionó al
mutante de
CPC acilasa que tiene una actividad específica mejorada para CPC por comparación del valor de absorbancia medido.
CPC acilasa que tiene una actividad específica mejorada para CPC por comparación del valor de absorbancia medido.
Como resultado de seleccionar aleatoriamente
aproximadamente 25.000 colonias de dicha biblioteca aleatoria de
mutantes, se seleccionaron 2 mutantes (#120 y #213) que muestran un
valor más alto de absorbancia que aquel del cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV utilizado como
molde para una mutagénesis aleatoria. Se ha confirmado por medio de
un análisis de secuencia que el mutante #120 tiene la sustitución
de Gly139\alpha por serina (cinco veces mutante
G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV) y
el mutante #213, la sustitución de Val121\alpha por alanina (cinco
veces mutante
V121\alphaA/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV)
(Fig. 5).
Además, se midió la reactividad de los mutantes
#120 y #213 con respecto a CPC utilizando la solución de enzima
cruda de cada mutante de acuerdo con el mismo método descrito en el
Ejemplo <1-1-2>. Como
resultado, se ha confirmado que los mutantes #120 y #213 muestran
un aumento mayor de la reactividad con respecto a CPC que el cuatro
veces mutante F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV del
Ejemplo <1-2-1> (Fig. 7).
Se ha confirmado a partir de los resultados del
Ejemplo <1-2-2> que la
incorporación de la mutación V121\alphaA o G 139aS en el cuatro
veces mutante F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV
incrementa la reactividad del mutante CPC acilasa con respecto a
CPC. Por lo tanto, con el propósito de incrementar adicionalmente
la reactividad con respecto a CPC, se preparó el seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV
por medio de la incorporación de la mutación G139\alphaS del
mutante #120 en el mutante #213 (Fig. 5). Se preparó el seis veces
mutante de la invención de acuerdo con el mismo método descrito en
el Ejemplo <1-1-4> excepto
porque se empleó el ADN del mutante #213 como molde y el iniciador
G139\alphaS-F (SEQ ID NO: 36) y el iniciador
G139\alphaS-R (SEQ ID NO: 37) para la PCR. La
presente invención ha denominado al gen del mutante de CPC acilasa
que codifica al seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV
como TnS5.
Se midió la reactividad del seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV
con respecto a CPC utilizando la solución de la enzima cruda del
seis veces mutante de acuerdo con el mismo método descrito en el
Ejemplo <1-1-2>. Como
resultado, se ha confirmado que la reactividad del seis veces
mutante V121\alphaA/G139\alphaS/
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV (TnS5) con respecto a CPC se incrementa en lugar de aquellos mutantes #213 y #120 (Fig. 7).
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV (TnS5) con respecto a CPC se incrementa en lugar de aquellos mutantes #213 y #120 (Fig. 7).
El gen TnS5 que codifica al seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/
I176\betaV es el gen para el mutante de CPC acilasa que se diseña
para expresar la subunidad \alpha y la subunidad \beta
separadamente en una célula huésped y generar la forma activa de la
CPC acilasa a través de un contacto espontáneo de estas dos
subunidades tal como el gen sem gene.
Para inducir la formación del mutante activo de
CPC acilasa a partir del gen TnS5 que consiste de cada una de las
subunidades \alpha y \beta obtenidas a través de un proceso de
autodigestión después de la transcripción y traducción del gen del
mutante de CPC acilasa en una célula huésped tal como el gen para la
acilasa de tipo silvestre (acyII), la presente invención
preparó un gen TnS5\alpha\beta que codifica al seis veces
mutante de CPC acilasa en donde se insertó el péptido espaciador de
la CPC acilasa de tipo silvestre (AcyII) entre la subunidad
\alpha y la subunidad \beta del seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV
(Fig. 5). A continuación se detalla el método para preparar el gen
TnS5\alpha\beta.
Se insertó el gen TnS5 en los sitios XhoI/XbaI
del vector pBC-KS(+) para preparar el plásmido
pBC-TnS5. Se llevaron a cabo dos amplificaciones
PCR utilizando el plásmido pBC-TnS5 como molde y el
iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador
\alphaCPC-R (SEQ ID NO: 38) para obtener 0,8 kb
del producto PCR y el plásmido pBC-TnS5 como molde
y el iniciador \betaCPC-F (SEQ ID NO: 39) y el
iniciador M13-F (SEQ ID NO: 12) para obtener 1,7 kb
del producto PCR. Se mezclaron 0,8 kb y 1,7 kb de los productos PCR
obtenidos anteriormente y sometidos a PCR bajo las mismas
condiciones excepto porque no se añadieron los iniciadores, para
obtener aproximadamente 2,5 kb del producto PCR que se forma en uno
conectando dos productos PCR con cada uno de los otros. Después de
eso, se sometieron 2,5 kb del producto PCR a PCR utilizando el
iniciador T3 (SEQ ID NO: 9) y el iniciador T7 (SEQ ID NO: 10) para
amplificar el fragmento de ADN que contiene al gen
TnS5\alpha\beta. Después de la amplificación PCR, se digirieron
aproximadamente 2,5 kb del producto PCR con XbaI/XhoI y se purificó
con el kit de purificación (QIAEX II Gel Extraction Kit; Qiagen,
Alemania), para obtener ADN inserto. Además, se digirió el ADN
vector pBC KS(+) con XbaI/XhoI y se lo sometió a desfosforilación
con CIP, para obtener ADN vector. Se sometieron el ADN inserto y el
ADN vector a ligación utilizando T4 ADN ligasa (Roche, Alemania) a
16ºC durante 16 h y transformados con la cepa MC1061 de E.
coli por medio de electroporación. Se esparció la cepa de E.
coli sobre una placa de agar LB que contenía 25 \mug/ml de
cloranfenicol y se cultivó a 30ºC en una incubadora durante la
noche para seleccionar un transformante. Se purificó el plásmido a
partir del transformante seleccionado y se analizó la secuencia de
nucleótidos del ADN inserto. Fuera de esto, se preparó el plásmido
pBC-TnS5\alpha\beta que contenía el gen
TnS5\alpha\beta.
Con el propósito de examinar la productividad
del mutante de CPC acilasa por medio del gen TnS5\alpha\beta,
se insertó cada uno de los genes TnS5 y TnS5\alpha\beta que
codifican al seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/
I176\betaV en un vector pBC-KS(+) para preparar los plásmidos recombinantes pBC-TnS5 y pBC-TnS5\alpha\beta, respectivamente, y se transformó cada plásmido recombinante con MC1061 de E. coli para obtener el transformante MC1061 (pBC-TnS5) de E. coli y MC1061 (pBC-TnS5\alpha\beta). Se cultivó cada transformante de E. coli en 50 ml de un caldo LB que contiene 25 \mug/ml de cloranfenicol a 25ºC, 200 rpm durante 48 h con agitación vigorosa y se midió la actividad de la enzima con respecto a CPC utilizando la solución de enzima cruda preparada a partir de la solución de cultivo de transformante de acuerdo con el mismo método descrito en el Ejemplo <1-1-2>. Como resultado, la productividad de la CPC acilasa producida por cada transformante MC1061 (pBC-TnS5) y MC1061 (pBC-TnS5\alpha\beta) de E. coli fue aproximadamente de 78 unidades/l y 162 unidades/l, respectivamente. A partir de estos resultados, se ha confirmado que el seis veces mutante de CPC acilasa formado por medio de un proceso de autodigestión después de la transcripción y traducción del gen para el mutante de CPC acilasa en una célula huésped tal como TnS5\alpha\beta muestra aproximadamente una productividad 2 veces mayor que el seis veces mutante de CPC acilasa formado por medio de un contacto espontáneo de la subunidad \alpha y la subunidad \beta expresada separadamente en una célula huésped tal como TnS5.
I176\betaV en un vector pBC-KS(+) para preparar los plásmidos recombinantes pBC-TnS5 y pBC-TnS5\alpha\beta, respectivamente, y se transformó cada plásmido recombinante con MC1061 de E. coli para obtener el transformante MC1061 (pBC-TnS5) de E. coli y MC1061 (pBC-TnS5\alpha\beta). Se cultivó cada transformante de E. coli en 50 ml de un caldo LB que contiene 25 \mug/ml de cloranfenicol a 25ºC, 200 rpm durante 48 h con agitación vigorosa y se midió la actividad de la enzima con respecto a CPC utilizando la solución de enzima cruda preparada a partir de la solución de cultivo de transformante de acuerdo con el mismo método descrito en el Ejemplo <1-1-2>. Como resultado, la productividad de la CPC acilasa producida por cada transformante MC1061 (pBC-TnS5) y MC1061 (pBC-TnS5\alpha\beta) de E. coli fue aproximadamente de 78 unidades/l y 162 unidades/l, respectivamente. A partir de estos resultados, se ha confirmado que el seis veces mutante de CPC acilasa formado por medio de un proceso de autodigestión después de la transcripción y traducción del gen para el mutante de CPC acilasa en una célula huésped tal como TnS5\alpha\beta muestra aproximadamente una productividad 2 veces mayor que el seis veces mutante de CPC acilasa formado por medio de un contacto espontáneo de la subunidad \alpha y la subunidad \beta expresada separadamente en una célula huésped tal como TnS5.
Además, se sometió la solución de encima cruda
preparada a partir de la solución de cultivo del transformante
MC1061 (pBCTnS5\alpha\beta) de E. coli a electroforesis
desnaturalizante en gel de poliacrilamida (12%
SDS-PAGE) para examinar el patrón de expresión de la
proteína. Como resultado, no hubo una banda precursora inactiva de
aproximadamente 83 kDa de tamaño, lo cual significa que la mayor
parte de la forma precursora inactiva se convierte en la forma
inactiva del mutante de CPC acilasa por medio de una autodigestión
eficiente después de la transcripción y traducción del gen
TnS5\alpha\beta bajo las condiciones de cultivo de la presente
invención (Fig. 7). Por lo tanto, se ha empleado el gen
TnS5\alpha\beta como ADN molde para desarrollar un mutante de
CPC acilasa a continuación.
La presente invención preparó los genes TnS5 y
TnS5\alpha\beta para el mutante de CPC acilasa que codifican al
seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV
que tiene una reactividad mejorada con respecto a CPC por medio de
una serie de mutagénesis dirigida al sitio y una mutagénesis
aleatoria en los Ejemplos <1-1> a
<1-3>. En estos procedimientos de mutagénesis
para preparar al seis veces mutante TnS5\alpha\beta,
Met31\beta que se supone que se encuentra con un grupo carboxilo
y un grupo D-amino en el extremo terminal de la
cadena lateral de CPC fue reemplazado por leucina y Phe58\beta
fue reemplazado por metionina, cisteína o asparagina al mismo tiempo
para garantizar que el espacio sea suficiente para el enlazamiento
eficiente de la cadena lateral de CPC cambiando una rotación de
torsión en la cadena lateral de His57\beta. Por lo tanto, la
presente invención optimizó residuos de Met31\beta y Phe58\beta
en el seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV
para incrementar adicionalmente la reactividad con respecto a CPC
de la siguiente manera.
La presente invención llevó a cabo una
mutagénesis inversa de M31\betaL en un residuo de tipo silvestre,
metionina y una sustitución de F58\betaM por asparagina o cisteína
utilizando el ADN del seis veces mutante TnS5\alpha\beta como
molde para preparar 4 mutantes
(V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaN/
I176\betaV,
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaC/I176\betaV,
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaN/
I176\betaV,
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaC/I176\betaV).
Estos mutantes fueron preparados de acuerdo al mismo método para
preparar al mutante doble M31\betaL/F58\betaM como se describe
en el Ejemplo <1-1-3>. En este
momento, se llevó a cabo la PCR de superposición utilizando los
siguientes iniciadores: para
V121\alphaA/G139aS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaC/I176\betaV,
el iniciador M 13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador
M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), y el iniciador
F58\betaC-F (SEQ ID NO: 21) y el iniciador
M13-F (SEQ ID NO: 12); para
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaN/I176\betaV,
el iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador
M31\betaL-R (SEQ ID NO: 19), el iniciador
F58\betaN-F (SEQ ID NO: 25) y el iniciador M
13-F (SEQ ID NO: 12); para
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaC/I176\betaV,
el iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador
M31\beta-R (SEQ ID NO: 42), y el iniciador
F58\betaC-F (SEQ ID NO: 21) y el iniciador
M13-F (SEQ ID NO: 12); para
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaN/I176\betaV,
el iniciador M13-R (SEQ ID NO: 11) y el iniciador
M31\beta-R (SEQ ID NO: 42), y el iniciador
F58\betaN-F (SEQ ID NO: 25) y el iniciador
M13-F (SEQ ID NO: 12).
Se midió la reactividad de la enzima con
respecto a CPC utilizando la solución de enzima cruda de cada
mutante de acuerdo con el mismo método descrito en el Ejemplo
<1-1-2>. Como resultado, se ha
confirmado que el mutante que tiene una sustitución de F58\betaM
por asparagina en el seis veces mutante TnS5\alpha\beta muestra
una reactividad considerablemente mayor con respecto a CPC y el
mutante que tiene una mutación inversa de M31\betaL en la
metionina en el seis veces mutante TnS5\alpha\beta produce más
eficientemente 7-ACA a partir de CPC aunque su
actividad específica disminuye algo (Fig. 8). A partir de estos
resultados, la presente invención ha seleccionado al cinco veces
mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaN/I176\betaV
(mF58) que tiene una mayor reactividad adicional con respecto a CPC
que el seis veces mutante TnS5\alpha\beta (Fig. 5).
La presente invención ha reemplazado
Phe169\alpha por tirosina en el mutante triple
M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS para incrementar adicionalmente
la reactividad específica del mutante de CPC acilasa para CPC en el
Ejemplo <1-1-5>. Mientras
tanto, se sometió el residuo H70\betaS en el cinco veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV a
una mutagénesis inversa en histidina en el Ejemplo
<1-2-1> para reducir la
inhibición del producto final por 7-ACA, y el
residuo M31\betaL en el seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV
también fue sometido a mutagénesis inversa en un residuo de tipo
silvestre, metionina en el Ejemplo
<1-4-1>. Además, el residuo
mutado F58\betaM y el residuo I176\beta en el cinco veces
mutante V121\alphaA/G139\alphaS/
F169\alphaY/F58\betaM/I176\betaV fueron reemplazados por
asparagina y valina, respectivamente. Por lo tanto, el cuatro veces
mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV (F169)
fue preparado por mutagénesis inversa del residuo mutado
F169\alphaYen un residuo de tipo silvestre, fenilalanina (Fig.
5).
Se preparó el cuatro veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV por medio del
mismo método para preparar el ADN del mutante triple
M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS como se describe en el Ejemplo
<1-1-4> excepto porque se
emplearon el ADN del cinco veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaN/I176\betaV
como molde y el iniciador F169\alpha-F (SEQ ID NO:
45) y el iniciador F169\alpha-R (SEQ ID NO: 46)
para la PCR.
Se midió la reactividad del cuatro veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV con respecto a
CPC utilizando la solución de enzima cruda de la enzima mutante de
acuerdo con el mismo método descrito en el Ejemplo
<1-1-2>. Como resultado, se ha
confirmado que la mutación inversa de F169\alphaYen un residuo de
tipo silvestre, fenilalanina en el cinco veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/F58\betaN/I176\betaV
incrementa adicionalmente la reactividad del mutante de CPC acilasa
con respecto a CPC (Fig. 9).
Para incrementar adicionalmente la reactividad
del cuatro veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV con respecto a
CPC, se sometió el cuatro veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV a una PCR
propensa a error para construir una biblioteca de mutantes. Se
seleccionó un mutante que muestra mayor reactividad adicional con
respecto a CPC que el cuatro veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV de la
biblioteca aleatoria de mutantes construida anteriormente. En este
momento, la condición de la reacción de la PCR propensa a error,
los métodos para preparar dicha biblioteca de mutantes y la
selección de allí del mutante fueron las mimas que las descritas en
el Ejemplo <1-2-2> excepto
porque cuando se seleccionó el mutante muestra una mayor
reactividad adicional con respecto a CPC a partir de la biblioteca
de mutantes, se añadió 7-ACA 5 mM (concentración
final) a la mezcla de la reacción.
Como resultado de la selección de
aproximadamente 15.000 colonias de dicha biblioteca aleatoria de
mutantes, se seleccionaron 2 mutantes (#59 y #76) que muestran el
valor más alto de absorbancia que el cuatro veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV utilizado como
molde para una mutagénesis aleatoria. Se ha confirmado a partir de
los resultados del análisis de secuencia que el mutante #59 tiene la
sustitución de Ile75\beta por treonina (cinco veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/H76\betaV) y
el mutante #76, la sustitución de Ser471\beta por cisteína (cinco
veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV/S471\betaC)
(Fig. 5).
Además, se midió la reactividad de los mutantes
#59 y #76 con respecto a CPC utilizando la solución de enzima cruda
de cada mutante de acuerdo con el mismo método descrito en el
Ejemplo <1-1-2>. Como
resultado, se ha confirmado que la reactividad de los mutantes #59
y #76 con respecto a CPC es más alta que aquella del cuatro veces
mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV (F169)
(Fig. 9).
Se ha confirmado más arriba que la reactividad
con respecto a CPC se incrementa por la introducción de la mutación
Ile75\betaT o S471\betaC en el cuatro veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I176\betaV. Por lo tanto,
para incrementar adicionalmente la reactividad con respecto a CPC,
la presente invención preparó al seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC
por introducción de la mutación Ile75\betaT del mutante #59 en el
mutante #76 (Fig. 5). El seis veces mutante de la presente
invención fue preparado por medio del mismo método descrito en el
Ejemplo <1-1-4> excepto porque
se empleó el ADN del mutante #76 como molde y al iniciador
I75\betaT-F (SEQ ID NO: 43) y al iniciador
I75\betaT-R (SEQ ID NO: 44) para la
amplificación. La presente invención ha designado al gen para el
mutante de CPC acilasa que codifica al seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC
como S 12.
Se midió la reactividad del seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/
S471\betaC con respecto a CPC utilizando la solución de enzima
cruda del seis veces mutante de acuerdo con el mismo método
descrito en el Ejemplo
<1-1-2>. Como resultado, se ha
confirmado que la reactividad del seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/
F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC (S12) con respecto a CPC es más alta que aquella del mutante #76 (cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/ F58\betaN/I176\betaV/S471\betaC) (Fig. 10).
F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC (S12) con respecto a CPC es más alta que aquella del mutante #76 (cinco veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/ F58\betaN/I176\betaV/S471\betaC) (Fig. 10).
Se cultivó el transformante MC1061 de E.
coli que contiene al plásmido recombinante introducido con el
gen de tipo silvestre para el mutante de CPC acilasa de la
invención en 1 l de un excelente caldo
(Bacto-Triptona al 1,2%, Extracto de Levadura al
2,4%, glicerol al 0,4%, KH_{2}PO_{4 }0,17 M, K_{2}HPO_{4}
0,72 M) que contenía 25 \mug/ml de cloranfenicol a 30ºC durante
16 h para obtener una solución de precultivo. Se inocularon 10 ml
de la solución de precultivo en el mismo medio, y luego, se cultivó
a 25ºC, 200 rpm durante 48 h con agitación vigorosa. Se sometió la
solución del cultivo a centrifugación a 4ºC, 8.000 rpm durante 10
min para separar un precipitado, y luego se lo lavó dos veces con
solución amortiguadora Tris-HCl 20mM (pH 8,0). Se
suspendió el precipitado en 100 ml de la misma solución
amortiguadora. Se sometió esta suspensión a ultra sonicación a 4ºC
durante 20 min para destruir una pared celular y centrifugación a
4ºC, 15.000 rpm durante 20 min para remover los materiales
insolubles y los residuos celulares, lo cual resulta en la obtención
de un sobrenadante utilizado como solución de enzima cruda a
conti-
nuación.
nuación.
Se añadió sulfato de amonio a la solución de
enzima cruda para ajustar su tasa final de saturación al 30% y se
agitó la mezcla de reacción a 4ºC durante 1 h hasta saturación.
Luego de eso, se sometió la mezcla de reacción a centrifugación a
4ºC, 12.000 rpm durante 15 min para remover el precipitado y se
añadió sulfato de amonio al sobrenadante para ajustar la tasa final
de saturación al 60%. Se agitó la mezcla de reacción a 4ºC durante
1 h hasta saturación y se la sometió a centrifugación a 4ºC, 12.000
rpm durante 15 min para recuperar el precipitado. Se suspendió el
precipitado en solución amortiguadora Tris-HCl 20 mM
(pH 8,0) y se sometió a diálisis con solución amortiguadora
Tris-HCl 20 mM (pH 8,0) que contenía NaCl 50 mM
durante la noche.
Se sometió la solución de proteína obtenida por
diálisis a cromatografía de intercambio aniónico en columna de
Sefarosa - DEAE (5 x 18,5 cm) equilibrada con solución amortiguadora
Tris-HCl 20 mM (pH 8,0) que contenía NaCl 50 mM y
se lavó la columna con un volumen triple de la misma solución
amortiguadora para remover moléculas de proteína que no absorben la
misma. Se eluyó la proteína absorbida incrementando gradualmente la
concentración de NaCl en el rango desde 50 hasta 200 mM. Se
recolectó la fracción que muestra una actividad de CPC acilasa y se
la concentró con polietilén glicol (P. M. 20.000) en una bolsa de
diálisis. Se sometió la proteína concentrada a diálisis con
solución amortiguadora Tris-HCl 20 mM (pH 8,0) que
contenía sulfato de amonio al 25%.
El difusato obtenido arriba fue sometido a
cromatografía en columna de Fenil-Toyoperl (2,5 x 6
cm) equilibrada con una solución amortiguadora
Tris-HCl 20 mM (pH 8,0) que contenía sulfato de
amonio al 25% para absorber la proteína en la columna, y se eluyó
la proteína absorbida disminuyendo gradualmente la concentración de
sulfato de amonio en el rango desde 25 hasta 0%. Después de
confirmar la actividad de la CPC acilasa de cada fracción, se
recuperó la fracción que tenía la actividad de la enzima, se la
concentró con polietilén glicol y se la sometió a diálisis con
solución amortiguadora Tris-HCl 20 mM (pH 8,0), para
purificar al mutante de CPC acilasa de tipo silvestre y al de la
invención.
Se midió la actividad de la enzima por medio del
mismo método descrito en el Ejemplo
<1-1-2>.
Se purificó la CPC acilasa de tipo Silvestre del
transformante de E. coli que contenía al plásmido pBCPC o
pBSEM preparado en el Ejemplo
<1-1-2> de acuerdo con el
mismo método descrito en el Ejemplo <2-1>.
Como resultado del análisis de las propiedades físicas y de las
características de reacción de la CPC acilasa de tipo silvestre
(AcyII) derivada del plásmido pBCPC y de la CPC acilasa de tipo
silvestre (Sem) derivada del plásmido pBSEM, respectivamente, ellas
mostraron las mismas propiedades físicas (por ejemplo, peso
molecular) y características de reacción (por ejemplo, actividad
específica, temperatura óptima, pH óptimo).
Además, la fracción activa de la CPC acilasa de
tipo silvestre obtenida en el Ejemplo <2-1>
fue sometida a PAGE no desnaturalizante y coloración con azul de
Coomassie. Como resultado, se detectó una única banda en una
posición correspondiente al peso molecular de aproximadamente 83
kDa, lo cual significa que la CPC acilasa de tipo silvestre fue
purificada en forma pura (Figs. 11a a 11c). Junto con el resultado
de PAGE no desnaturalizante, el análisis por espectrometría de
masas MALDI-TOF confirmó que el peso molecular de la
enzima purificada (esto es, la CPC acilasa activa) es
aproximadamente de 83 kDa. Además, aproximadamente 25 kDa de la
banda correspondiente a la subunidad \alpha y aproximadamente 58
kDa de la banda correspondiente a la subunidad \beta fueron
detectados por SDS-PAGE desnaturalizante. A partir
de estos resultados, se ha confirmado que el mutante de CPC acilasa
de la invención es un dímero que consiste una por una
aproximadamente de 25 kDa de la subunidad \alpha y
aproximadamente 58 kDa de la subunidad \beta.
Se purificaron las subunidades \alpha y
\beta a partir del gel de SDS-PAGE
desnaturalizante, respectivamente, y se midió el peso molecular de
cada fragmento de subunidad por medio de análisis de espectrometría
de masas MALDI-TOF. Como resultado, se ha supuesto
que la CPC acilasa (AcyII) de tipo Silvestre derivada del plásmido
pBCPC se separa aproximadamente en 25 kDa de la subunidad \alpha y
aproximadamente 58 kDa de la subunidad \beta por remoción de un
péptido espaciador que consiste de 9 aminoácidos a través de una
autodigestión ocurrida en dos posiciones entre el doscientos
treintavo y el doscientos treintaiunavo aminoácidos, y el doscientos
treintainueveavo y el doscientos cuarentavo aminoácidos en la
secuencia de aminoácidos de la SEQ ID NO: 2, respectivamente.
Como resultado del examen de la actividad
específica de la CPC acilasa de tipo silvestre, la CPC acilasa de
tipo silvestre mostró aproximadamente 23,1 unidades/mg de proteína
de la actividad específica con respecto a
GL-7-ACA y aproximadamente 0,33
unidades/mg proteína de la actividad específica con respecto a CPC.
Por lo tanto, se sabe que la AcyII derivada de Pseudomonas
sp. SE83 muestra la actividad específica con respecto a CPC
correspondiente únicamente aproximadamente a 1,4% de aquella con
respecto a GL-7-ACA.
Después de llevar a cabo la reacción de la
enzima de acuerdo con el mismo método descrito en el Ejemplo
<1-1-2>, se determinó un
parámetro cinético de la enzima purificada por medio del método de
la representación gráfica de Lineweaver-Burk. Como
resultado, Km, Kcat y una eficiencia catalítica (esto es, Kcat/Km)
de la CPC acilasa AcyII de tipo silvestre fueron 50 mM, 0,9/s y
0,02/s/mM, respectivamente.
Además, como resultado del examen de la
temperatura óptima de reacción y el pH de la CPC acilasa AcyII de
tipo silvestre, la temperatura óptima de reacción y el pH con
respecto a CPC fueron 40ºC y 9,0, respectivamente.
Se purificó cada mutante de CPC acilasa a partir
del E. coli recombinante transformado con el plásmido cada
uno conteniendo al gen para el mutante de CPC acilasa que codifica
al mutante doble M31\betaL/F58\betaM, al mutante triple
M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS, al cuatro veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS y al cinco veces
mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV,
respectivamente, de acuerdo con el mismo método descrito en el
Ejemplo <2-1>.
Como resultado del análisis de las
características de reacción de cada enzima mutante purificada, sus
características de reacción (por ejemplo, temperatura óptima y pH)
y propiedades físicas (por ejemplo, peso molecular) fueron las
mismas que las de la CPC acilasa de tipo silvestre. Sin embargo,
como resultado del examen de la actividad específica de cada enzima
mutante, la actividad específica de cada mutante con respecto a CPC
se incrementó gradualmente a medida que la mutagénesis progresa
continuamente (Tabla 2). A partir de estas mutagénesis sucesivas,
se obtuvo el cinco veces mutante de CPC acilasa
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV que
muestra la mayor actividad específica aproximadamente 11,2 veces
superior que la CPC acilasa de tipo silvestre con respecto a
CPC.
Después de llevar a cabo la reacción de la
enzima de acuerdo con el mismo método descrito en el Ejemplo
<1-1-2>, se determinó un
parámetro cinético de la enzima cinco veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV por
medio del método de la gráfica de Lineweaver-Burk.
Como resultado, Km, Kcat y Kcat/Km fueron 8 mM, 2,4/s y 0,30/s/mM,
respectivamente. La cinco veces mutante
F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/H70\betaS/I176\betaV
mostró aproximadamente un valor de Km 6,3 veces menor y una
eficiencia de reacción aproximadamente 15 mayor con respecto a CPC
comparado con la enzima de tipo silvestre. A partir de estos
resultados, se ha confirmado que el mutante de CPC acilasa de la
invención obtenido por medio de una serie de mutagénesis dirigida al
sitio con base en la información estructural terciaria de CAD tiene
una mayor afinidad de enlazamiento y actividad específica con
respecto a CPC.
Cada seis veces mutante de CPC acilasa fue
purificada a partir de la E. coli recombinante transformada
con el plásmido que contenía al gen para el mutante de CPC acilasa
(TnS5\alpha\beta) que codifica al seis veces mutante
V121\alphaA/
G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV del Ejemplo <1-3> o al gen para el mutante de CPC acilasa (S12) que codifica al seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC del Ejemplo <1-4-4> de acuerdo con el mismo método descrito en el Ejemplo <2-1>.
G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/F58\betaM/I176\betaV del Ejemplo <1-3> o al gen para el mutante de CPC acilasa (S12) que codifica al seis veces mutante V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC del Ejemplo <1-4-4> de acuerdo con el mismo método descrito en el Ejemplo <2-1>.
Como resultado del análisis de las
características de reacción de cada enzima mutante purificada
TnS5\alpha\beta y S12, sus características de reacción (por
ejemplo, temperatura óptima y pH) y propiedades físicas (por
ejemplo, peso molecular) fueron las mismas que la CPC acilasa de
tipo silvestre.
Para examinar la actividad específica con
respecto a CPC y la inhibición del producto final por
7-ACA de cada mutante de CPC acilasa, se llevó a
cabo la reacción de la enzima de acuerdo con el mismo método
descrito en el Ejemplo
<1-1-2> excepto porque el pH
de la mezcla de la reacción se ajustó en 8.5. Como resultado, la
actividad específica de las enzimas mutantes TnS5\alpha\beta y
S12 con respecto a CPC fueron 1,5 unidades/mg de proteína y 5,8
unidades/mg de proteína, respectivamente, que corresponden a 2,3 y
8,5 veces superior a aquella de la CPC acilasa de tipo silvestre.
Además, como resultado de la medición de la constante de inhibición
(Ki) por 7-ACA de la enzima mutante S12, aunque el
valor de Ki de la enzima de tipo silvestre fue de 0,4 mM, el valor
de Ki de la enzima mutante S12, 1,9 mM, lo cual significa que la
inhibición del producto final por 7-ACA de la
enzima mutante S12 disminuyó significativamente comparada con
aquella de la enzima de tipo silvestre. A partir de estos
resultados, se ha conformado que la enzima mutante S12 de la
invención (seis veces mutante
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC)
muestra la mayor actividad específica con respecto a CPC pero una
menor inhibición del producto final por 7-ACA.
Los genes TnS y TnS5\alpha\beta que
codifican al seis veces mutante de CPC acilasa
V121\alphaA/G139\alphaS/F169\alphaY/M31\betaL/
F58\betaM/I176\betaV, y el gen S12 que codifica al seis veces mutante de CPC acilasa V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/
I176\betaV/S471\betaC fueron insertados en el vector pBC KS(+) para obtener los plásmidos recombinantes pBC-TnS5, pBC-TnS5\alpha\beta y pBC-S12, respectivamente, y se transformó MC1061 de E. coli con cada plásmido recombinante resultante.
F58\betaM/I176\betaV, y el gen S12 que codifica al seis veces mutante de CPC acilasa V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/
I176\betaV/S471\betaC fueron insertados en el vector pBC KS(+) para obtener los plásmidos recombinantes pBC-TnS5, pBC-TnS5\alpha\beta y pBC-S12, respectivamente, y se transformó MC1061 de E. coli con cada plásmido recombinante resultante.
Cada transformante de E. coli fue
cultivado en 50 ml de un caldo LB que contenía 25 \mug/ml de
cloranfenicol a 25ºC, 200 rpm durante 48 h con agitación vigorosa y
se midió la productividad de CPC acilasa utilizando la solución de
enzima cruda preparada a partir de la solución de cultivo de acuerdo
con el mismo método descrito en el Ejemplo
<1-1-2>. En este momento, se
utilizaron los plásmidos recombinantes pBSEM y pBCPC que contienen
los genes acyII y sem que codifican para la acilasa de tipo
silvestre, respectivamente, como control. Como resultado, el
transformante de E. coli que contiene al plásmido
pBC-S12 mostró la máxima productividad de CPC
acilasa en un nivel de 712 unidades/l.
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
Se sometieron los plásmidos recombinantes
pBC-TnS5\alpha\beta y pBC-S12 a
amplificación PCR utilizando el iniciador pET29-F
(SEQ ID NO: 40) y el iniciador pET29-R (SEQ ID NO:
41), respectivamente, para obtener 2,5 kb cada uno de producto PCR.
Después de la amplificación PCR, se digirió el producto PCR con
XbaI/XhoI y se purificó con un kit de purificación (QIAEX II Gel
Extraction Kit; Qiagen, Alemania), para obtener un ADN inserto.
Además, se digirió ADN vector de pET29-a(+)
(Novagen, EUA) con XbaI/XhoI y se lo sometió a desfosforilación con
CIP, para obtener un ADN vector. Se sometieron el ADN inserto y el
ADN vector a ligación utilizando T4 ADN ligasa (Roche, Alemania) a
16ºC durante 16 h y se los transformó en la cepa MC1061 de E.
coli por electroporación. Se esparció la cepa de E. coli
sobre una placa de agar LB que contenía 20 \mug/ml de kanamicina y
se cultivó a 30ºC en una incubadora durante la noche para
seleccionar un transformante que contiene el gen del mutante. Se
purificó el plásmido del transformante seleccionado y se analizó la
secuencia de nucleótidos del ADN inserto, para obtener los
plásmidos pET29-TnS5\alpha\beta y
pET29-S12.
Se transformó cada uno de los plásmidos
pET29-TnS5\alpha\beta y
pET29-S12 dentro de BL21(DE3) de E.
coli por electroporación para preparar al E. coli
recombinante que contiene al plásmido
pET29-TnS5\alpha\beta y
pET29-S12, respectivamente, y se midió la
productividad del seis veces mutante de CPC acilasa en cada E. coli
recombinante. Se transcribió el gen TnS5\alpha\beta y S12 para
el mutante de CPC acilasa en estos plásmidos recombinantes por
medio de la acción del promotor T7 que está bajo el control del
operador LacI que existe en el vector
pET29-a(+).
Se inoculó el E. coli recombinante que
contiene el plásmido pET-TnS5\alpha\beta en 3 ml
de un caldo LB que contenía 20 \mug/ml de kanamicina y se cultivó
a 30ºC, 200 rpm durante 16 h con agitación vigorosa. Se
transfirieron 50 ml de la solución de cultivo a 50 ml de un nuevo
caldo LB que contenía 20 \mug/ml de kanamicina y lactosa al 0,02,
0,2 y 2% cada vez y se cultivó a 25ºC, 200 rpm durante 80 h con
agitación vigorosa. En ese momento, para medir la productividad del
mutante de CPC acilasa de acuerdo con la evolución del cultivo, se
tomaron 5 ml de caldo de cultivo del recipiente para cultivo a 24,
36, 48, 72 y 80 h durante el cultivo, respectivamente. Se sometió
cada solución de cultivo a centrifugación a 4ºC, 8.000 rpm durante
10 min para separar un precipitado y se lavó el precipitado dos
veces con solución amortiguadora Tris-HCl 0,1 M (pH
8,0). Después de que el precipitado fue suspendido en 500 ml de la
misma solución amortiguadora, fue sometido a ultrasonicación a 4ºC
durante 1 min y centrifugación a 4ºC, 15.000 rpm durante 20 min para
separar un sobrenadante, que puede ser utilizado como una solución
de enzima cruda del seis veces mutante de CPC acilasa. La actividad
del seis veces mutante de CPC acilasa con respecto a CPC fue medida
utilizando dicha solución de enzima cruda de acuerdo al mismo
método descrito en el Ejemplo
<1-1-2>.
Ya que IPTG que es generalmente utilizado como
inductor para alta expresión de un gen foráneo en un sistema de
expresión del vector pET29 y de E. coli BL21(DE3) es
muy costoso, es difícil aplicar IPTG a escala industrial de
cultivo. Por lo tanto, la presente invención ha empleado un inductor
de bajo costo, lactosa (DIFCO, EUA) en vez de IPTG para la
producción en masa del mutante de CPC acilasa. Además, generalmente
se ha sabido en el arte que el sistema de expresión del pET29 y de
BL21(DE3) de E. coli expresa en forma alta al gen
foráneo dentro de un corto período cultivando un transformante
durante un período fijo de tiempo sin un inductor en la primera
etapa del cultivo para propagarlo y además cultivarlo con la adición
de inductor en un punto fijo. Sin embargo, ya que se confirmó que
el método inducible de expresión para producir la CPC acilasa
descrita más arriba generó una gran cantidad de polipéptido
inactivo como subproducto, la presente invención cultivó al
transformante de E. coli con la adición de lactosa en la
primera etapa del cultivo para inducir una expresión constitutiva.
Como resultado, en caso de cultivar con lactosa al 2%, la
productividad de CPC acilasa se incrementó por acción de la lactosa
como inductor de acuerdo con la evolución temporal del cultivo
(Tabla 4).
Además, se preparó cada solución de enzima cruda
a partir de tres caldos de cultivo que contenían diferente
concentración de lactosa (0,02, 0,2 y 2%) tomada 48 h después del
cultivo y sometida a SDS-PAGE desnaturalizante (SDS
- gel de poliacrilamida al 12%) para examinar el patrón de expresión
de una proteína. Como resultado, se produjo el mutante de CPC
acilasa en gran cantidad en caso de cultivar con lactosa al 2% (Fig.
12). Además, no hubo banda de precursor inactivo correspondiente al
peso molecular de aproximadamente 83 kDa, lo cual confirma que la
mayor parte de la forma inactiva del precursor se convierte en la
forma activa de CPC acilasa por medio de una autodigestión
eficiente.
\vskip1.000000\baselineskip
Además, se midió la productividad de CPC acilasa
por medio de la enzima mutante S 12 en el transformante BL21 (DE3)
de E. coli que contiene al plásmido recombinante
pET29-S12 de acuerdo con el mismo método descrito
anteriormente excepto porque se emplearon 50 ml de caldo LB que
contenía 20 \mug/ml de kanamicina y lactosa al 2% para un cultivo
principal y se cultivó el transformante de E. coli a 25ºC,
200 rpm durante 72 h con agitación vigorosa. Como resultado, la
productividad del seis veces mutante de CPC acilasa
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC
(S12) fue de 1.207 unidades/l.
BL21(DE3) de E. coli transformado
con el plásmido pET29-S12 que contenía al gen S 12
para el seis veces mutante de CPC acilasa
V121\alphaA/G139\alphaS/F58\betaN/I75\betaT/I176\betaV/S471\betaC
de la invención ha sido denominado
BL21(DE3)/pET-S12 de E. coli que fue
depositado el 30 de julio de 2003 en la Korean Collection for Type
Cultures (KCTC) (Dirección: Korea Research Institute of Bioscience y
Biotechnology (KRIBB), #52, Oun-dong,
Yusong-ku, Taejon, 305 - 333, República de Corea)
bajo el número de acceso KCTC 10503BP, de acuerdo con los términos
de Tratado de Budapest para el Reconocimiento Internacional del
Depósito de Microorganismos para los fines del Procedimiento en
Materia de Patentes.
Se cultivó el transformante BL21(DE3) de
E. coli que contenía cada uno de los plásmidos
pET29-TnS5\alpha\beta y
pET29-S12 del Ejemplo <3-2> en
5 l de un caldo LB que contenía 20 \mug/ml de kanamicina y lactosa
al 2% a 25ºC, 200 rpm durante 72 h con agitación vigorosa. Además,
MC1061(pBCPC) de E. coli que contenía al gen para CPC
acilasa de tipo silvestre fue también cultivado en 10 l de un caldo
LB que contenía 25 \mug/ml de cloranfenicol a 25ºC, 200 rpm
durante 48 h con agitación vigorosa. Luego de eso, se purificaron la
CPC acilasa de tipo silvestre, los mutantes de CPC acilasa
TnS5\alpha\beta y S12 de cada caldo de cultivo de acuerdo con
el mismo método descrito en el Ejemplo <2-1>,
respectivamente. La proteína purificada obtenida más arriba fue
sometida a diálisis con solución amortiguadora de fosfato 50 mM (pH
8,5), y el difusato obtenido por diálisis fue utilizado para una
reacción de conversión de CPC.
Después de que CPC fue disuelto en solución
amortiguadora de fosfato 50 mM (pH 8,5) a una concentración final
de 50 mM, se añadió la solución de enzima purificada disuelta en la
misma solución amortiguadora a la solución de CPC obtenida más
arriba hasta una concentración final de 5 unidades/ml para preparar
50 ml de la mezcla de reacción. Se agitó la mezcla de reacción a
25ºC durante 1 h para inducir una reacción de conversión de CPC. En
ese momento, con el propósito de evitar la caída del pH de la mezcla
de reacción durante la reacción de conversión, cuando el pH de la
mezcla de reacción alcanzó 8,4, se inyectó automáticamente solución
de NaOH 0,2 N a la mezcla de reacción por medio de un regulador de
pH para mantener constante el pH de la mezcla de reacción en 8,5.
Se tomaron 100 ml de la mezcla de reacción en un momento específico
durante la reacción de conversión e inmediatamente se los sometió a
un análisis por HPLC para cuantificar la cantidad de CPC y de
7-ACA en la mezcla de reacción. Para el análisis por
HPLC, se emplearon una columna Symmetry C18 (Waters, EUA) y la
mezcla (90:10) de solución amortiguadora de acetato de amonio 20 mM
(pH 5,0) y acetonitrilocomo fase móvil. Además, la velocidad de
flujo de la fase móvil fue de 0,6 ml/min, se preparó la muestra (20
ml) que iba a ser inyectada diluyendo apropiadamente la mezcla e
reacción con solución amortiguadora de fosfato 50 mM (pH 8,5), y se
detectó su absorbancia en una longitud de onda UV de 250 nm.
Como resultado, mientras que la CPC acilasa de
tipo silvestre mostró un nivel del 60% de tasa de conversión de CPC
bajo las condiciones de reacción descritas más arriba, los mutantes
de CPC acilasa TnS5\alpha\beta y S12 de la presente invención,
un nivel de 86% y 98% de tasa de conversión de CPC, respectivamente
(Fig. 13). En particular, el mutante S12 de CPC acilasa convirtió
eficientemente CPC en 7-ACA con un nivel alto de
rendimiento de 7-ACA (90% o más) (Figs. 13 y
14).
\vskip1.000000\baselineskip
Este listado de referencias citado por el
solicitante es únicamente para conveniencia del lector. No forma
parte del documento europeo de la patente. Aunque se ha tenido gran
cuidado en la recopilación, no se pueden excluir los errores o las
omisiones y la OEP rechaza toda responsabilidad en este sentido.
- \bullet US P5192678 A [0005]
- \bullet JP 7222587 A [0006]
- \bullet US P6297032 B [0005]
- \bullet JP 8098686 A [0006]
- \bullet US P5229274 A [0005]
- \bullet JP 8205864 A [0006]
- \bullet US P5804429 A [0006]
- \bullet WO 02072806 A2 [0008]
\bullet US P5336613 A [0006]
\bulletMatsuda y colaboradores.
J. Bacteriol., 1987, vol. 169, 5821 - 5829 [0005]
\bulletAramori y colaboradores.
J. Ferment. Bioeng., 1991, vol. 72, 232 - 243
[0005]
\bulletLi y colaboradores.
Eur. J. Biochem., 1999, vol. 262, 713 - 719 [0005]
[0026]
\bulletKim y colaboradores.
Structure, 2000, vol. 8, 1059 - 1068 [0007]
\bulletKim y colaboradores.
Chem. Biol, 2001, vol. 8, 1253 - 1264 [0007]
[0052]
\bulletKim y colaboradores.
J. Biol.Chem, 2001, vol. 276, 48376 - 48381 [0007]
[0026] [0050]
\bulletKim y colaboradores.
Biotech. Lett., 2001, vol. 23, 1067 - 1071 [0007]
\bulletIshii, Y. y
colaboradores. Eur. J. Biochem., 1995, vol. 230,
773 - 778 [0009]
\bulletMatsuda y colaboradores.
J. Bacteriol., 1987, vol. 169, 5821 - 5826 [0024]
\bulletSambrook y
colaboradores. Molecular Cloning. Cold Spring Harbor
Laboratory, 1989 [0038]
\bulletKim y colaboradores.
Chem. Biol, 2001, vol. 8, 1253 - 1264 [0050]
\bulletFritz-Wolf y
colaboradores. Protein Sci., 2002, vol. 11, 92 -
103 [0052]
\bulletMatsuda y colaboradores.
J. Bacteriol., 1987, vol. 169, 5815 - 5820 [0052]
\bulletPark y colaboradores.
Kor. J. Appl. Microbiol. Biotechnol., 1995, vol. 23,
559 - 564 [0059]
\bulletBradford, M. Anal.
Biochem., 1976, vol. 72, 248 - 254 [0059]
\bulletHo y colaboradores.
Gene, 1989, vol. 15, 51 - 59 [0061]
\global\parskip0.000000\baselineskip
<110> AMICOGEN, INC.
\vskip0.400000\baselineskip
<120> MUTANTE DE CEFALOSPORINA C ACILASA Y
SU UTILIZACIÓN PARA PREPARAR 7-ACA
\vskip0.400000\baselineskip
<130> PCA30855/AMI
\vskip0.400000\baselineskip
<160> 44
\vskip0.400000\baselineskip
<170> KopatentIn 1.71
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 1
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 2325
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> gen acyII para CPC acilasa de tipo
silvestre
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 1
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 2
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 774
\vskip0.400000\baselineskip
<212> PRT
\vskip0.400000\baselineskip
<213> proteína AcyII de CPC acilasa de
tipo silvestre
\newpage
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 2
\vskip0.400000\baselineskip
<210>3
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 2334
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> gen sem para CPC acilasa de tipo
silvestre
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 3
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 4
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 229
\vskip0.400000\baselineskip
<212> PRT
\vskip0.400000\baselineskip
<213> subunidad alfa de proteína AcyII de
CPC acilasa
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 4
\newpage
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 5
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 535
\vskip0.400000\baselineskip
<212> PRT
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<213> subunidad beta de proteína AcyII de
CPC acilasa
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\vskip0.400000\baselineskip
<400> 5
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 6
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 2325
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> gen S12 para CPC acilasa mutante
\vskip1.000000\baselineskip
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<400> 6
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<210> 7
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 229
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<212> PRT
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> subunidad alfa de proteína S12 de
CPC acilasa mutante
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<400> 7
\vskip0.400000\baselineskip
<210>8
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 535
\vskip0.400000\baselineskip
<212> PRT
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<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> subunidad beta de proteína S12 de
CPC acilasa mutante
\vskip1.000000\baselineskip
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<400> 8
\newpage
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<210> 9
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<211> 21
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador T3
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\vskip0.400000\baselineskip
<400> 9
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\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipaattaaccct cactaaaggg a
\hfill21
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<210> 10
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<211> 20
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
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<223> Iniciador T7
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<400> 10
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\hskip-.1em\dddseqskiptaatacgact cactataggg
\hfill20
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\vskip0.400000\baselineskip
<210> 11
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<211> 19
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
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<223> Iniciador M13-R
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<400> 11
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\hskip-.1em\dddseqskipggaaacagct atgaccatg
\hfill19
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\vskip0.400000\baselineskip
<210> 12
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<211> 17
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador M13-F
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\vskip0.400000\baselineskip
<400> 12
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\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipgtaaaacgac ggccagt
\hfill17
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\vskip0.400000\baselineskip
<210> 13
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 58
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador CPC-F
\newpage
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<400> 13
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\hskip-.1em\dddseqskipataccgctcg aggtcctaga aaaaaccaag gaggtaataa ataatgacca tggcggcg
\hfill58
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<210> 14
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<211> 37
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador CPC-R
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<400> 14
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\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipctagctctag agatcctcat tacgccggca ccagttc
\hfill37
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\vskip0.400000\baselineskip
<210> 15
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<211> 46
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
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<223> Iniciador alfa
ORF-R
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<400> 15
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\hfill46
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<210> 16
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<211> 46
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador beta
ORF-F
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\hfill46
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<210> 17
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<211> 34
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
HindIII-F
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\hfill34
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<211> 34
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
HindIII-R
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<400> 18
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\hfill34
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<210> 19
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<211> 65
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
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<223> Iniciador M31beta
L-R
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<400> 19
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<210> 20
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<211> 65
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
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<223> Iniciador F58beta
M-F
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<210> 21
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<211> 65
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador F58beta
C-F
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<400> 21
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<210> 22
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<211> 65
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador F58beta
A-F
\newpage
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<400> 22
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<210> 23
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 65
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
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<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador F58beta
V-F
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<400> 23
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<210> 24
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<211> 65
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<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
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<220>
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<223> Iniciador F58beta
L-F
\vskip1.000000\baselineskip
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<400> 24
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<210> 25
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 65
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador F58beta
N-F
\vskip1.000000\baselineskip
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<400> 25
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<210> 26
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<211> 35
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador H70beta
S-F
\newpage
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 26
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\hskip-.1em\dddseqskipggcgtattgc gtgaccagcg cgtttatgga tatcc
\hfill35
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<210> 27
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<211> 35
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<212> ADN
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<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador H70 beta
S-R
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<400> 27
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\hskip-.1em\dddseqskipggatatccat aaacgcgctg gtcacgcaat acgcc
\hfill35
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 28
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 35
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador H70beta
L-F
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 28
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipggcgtattgc gtgaccctgg cgtttatgga tatcc
\hfill35
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 29
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 35
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador H70beta
L-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 29
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipggatatccat aaacgccagg gtcacgcaat acgcc
\hfill35
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 30
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 34
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador F169alfa
Y-F
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 30
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipgatgggcagc gtgtggtata aactgtggcg tatg
\hfill34
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 31
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 34
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador F169alfa
Y-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 31
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipcatacgccac agtttatacc acacgctgcc catc
\hfill34
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 32
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 33
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador I 176beta
V-F
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 32
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipcgtggctggg gcctggttga tcataacctg gtg
\hfill33
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 33
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 33
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador I 176beta
V-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 33
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipcaccaggtta tgatcaacca ggccccagcc acg
\hfill33
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 34
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 35
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
H70beta-F
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 34
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipggcgtattgc gtgacccatg cgtttatgga tatcc
\hfill35
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 35
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 35
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
H70beta-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 35
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipggatatccat aaacgcatgg gtcacgcaat acgcc
\hfill35
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 36
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 36
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador G139alfa
S-F
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 36
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipcgctgccgat cgaatatagc ctgctgggcg cggaac
\hfill36
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 37
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 36
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador G139alfa
S-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 37
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipgttccgcgcc cagcaggcta tattcgatcg gcagcg
\hfill36
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 38
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 49
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador alfa
CPC-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 38
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipgctgccgccg cccgccgcat cgctcgcatc gccgcccatc gctttcagc
\hfill49
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 39
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 47
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador beta
CPC-F
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 39
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipgcgatgcgag cgatgcggcg ggcggcggca gcaacaactg ggcggtg
\hfill47
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 40
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 69
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
pET29-F
\newpage
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 40
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 41
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 33
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
pET29-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 41
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipgtggtgctcg agtcattacg ccggcaccag ttc
\hfill33
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 42
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 65
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
M31beta-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 42
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 43
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 50
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
I75betaT-F
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 43
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipcgtgacccat gcgtttatgg atacccatga tctgtatctg gaacagtttg
\hfill50
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 44
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 50
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
I75betaT-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 44
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipcaaactgttc cagatacaga tcatgggtat ccataaacgc atgggtcacg
\hfill50
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 45
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 34
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
F169alfa-F
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 45
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipgatgggcagc gtgtggttta aactgtggcg tatg
\hfill34
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 46
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 34
\vskip0.400000\baselineskip
<212> ADN
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Secuencia Artificial
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Iniciador
F169alfa-R
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 46
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipcatacgccac agtttaaacc acacgctgcc catc
\hfill34
Claims (32)
1. Un mutante de una CPC acilasa compuesto de
una subunidad \alpha de acuerdo con la SEQ ID NO: 4 y una
subunidad \beta de acuerdo la SEQ ID NO: 5, o un derivado del
mismo de CPC acilasa funcionalmente equivalente,
caracterizado porque al menos un aminoácido seleccionado del
grupo que consiste de Val121\alpha, Gly139\alpha y
Phe169\alpha de la subunidad \alpha de CPC acilasa de la SEQ ID
NO: 4 y Phe58\beta, His70\beta, Ile75\beta, Ile176\beta y
Ser471\beta de la subunidad \beta de CPC acilasa de la SEQ ID
NO: 5 es reemplazado por otro aminoácido, en donde el mutante de
CPC acilasa o el derivado del mismo de CPC acilasa funcionalmente
equivalente cataliza la conversión de un compuesto de Fórmula I
hasta un compuesto de Fórmula II:
en donde, R es acetoxi
(-OCOCH_{3}), hidroxi (-OH), hidrógeno (-H) o una sal del
mismo.
\vskip1.000000\baselineskip
2. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 1, en donde el mutante de CPC acilasa
o el derivado del mismo de CPC acilasa funcionalmente equivalente
cataliza la conversión de CPC en 7-ACA.
3. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 1 ó 2, en donde:
- Val121\alpha es reemplazado por alanina;
- Gly139\alpha es reemplazado por serina;
- Phe169\alpha es reemplazado por tirosina;
- Phe58\beta es reemplazado por alanina, metionina, leucina, valina, cisteína o asparagina;
- His70\beta es reemplazado por serina o leucina;
- Ile75\beta es reemplazado por treonina;
- Ile176\beta es reemplazado por valina; o
- Ser471\beta es reemplazado por cisteína.
\vskip1.000000\baselineskip
4. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 3, en donde Phe58\beta es
reemplazado por alanina, metionina, leucina, valina, cisteína o
asparagina, y además Met31\beta es reemplazado por leucina.
5. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 4, en donde His70\beta es
reemplazado adicionalmente por serina o leucina.
6. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 5, en donde Phe169\alpha es
reemplazado adicionalmente por tirosina.
7. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 6, en donde Ile176\beta es
reemplazado adicionalmente por valina.
8. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 4, en donde Phe169\alpha es
reemplazado adicionalmente por tirosina e Ile176\beta es
reemplazado adicionalmente por valina.
9. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 8, en donde Val121\alpha es
reemplazado adicionalmente por alanina.
10. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 8, en donde Gly139\alpha es
reemplazado adicionalmente por serina.
11. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 8, en donde Val121\alpha es
reemplazado adicionalmente por alanina y Gly139\alpha es
reemplazado adicionalmente por serina.
12. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 3, en donde Val121\alpha es
reemplazado por alanina; Gly139\alpha es reemplazado por serina;
Phe58\beta es reemplazado por alanina, metionina, leucina,
valina, cisteína o asparagina; e Ile176\beta es reemplazado por
valina.
13. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 12, en donde Phe169\alpha es
reemplazado adicionalmente por tirosina.
14. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 12, en donde Ile75\beta es
reemplazado adicionalmente por treonina.
15. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 12, en donde Ser471\beta es
reemplazado adicionalmente por cisteína.
16. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 12, en donde Ile75\beta es
reemplazado adicionalmente por treonina y Ser471\beta es
reemplazado adicionalmente por cisteína.
17. El mutante de CPC acilasa o un derivado de
acuerdo con la reivindicación 16, el cual tiene una secuencia de
aminoácidos que comprende una subunidad \alpha de CPC acilasa de
la SEQ ID NO: 7 y una subunidad \beta de CPC acilasa de la SEQ ID
NO: 8.
18. Un gen que codifica al mutante de CPC
acilasa o un derivado de CPC acilasa funcionalmente equivalente del
mismo como se define en cualquiera de las reivindicaciones 1 a
17.
19. El gen de acuerdo con la reivindicación 18,
que tiene la secuencia de nucleótidos descrita por la SEQ ID NO:
6.
20. El gen de acuerdo con la reivindicación 18,
en donde el gen codifica
- (a)
- la subunidad \alpha y la subunidad \beta, enlazadas con un péptido espaciador específico; o
- (b)
- la subunidad \alpha y la subunidad \beta, no enlazadas con un péptido espaciador; o
- (c)
- únicamente la subunidad \alpha; o
- (d)
- únicamente la subunidad \beta.
21. Un vector de expresión recombinante que
contiene al gen de cualquiera de las reivindicaciones 18 a 20.
22. El vector de expresión recombinante de
acuerdo con la reivindicación 21, que es
pET29-S12.
23. Un microorganismo transformado con el vector
de expresión recombinante de la reivindicación 21.
24. El microorganismo de acuerdo con la
reivindicación 23, que es BL21(DE3) de E. coli
(pET29-S12) (Acceso No: KCTC 10503BP).
25. Un método para preparar el mutante de CPC
acilasa o un derivado de cualquiera de las reivindicaciones 1 a 17,
que comprende las etapas de cultivar el microorganismo de las
reivindicaciones 23 ó 24 bajo una condición
adecuada y recuperar al mutante de CPC acilasa o un derivado a
partir de caldo de cultivo.
26. El método de acuerdo con la reivindicación
25, que comprende además la etapa de añadir lactosa al caldo de
cultivo como un inductor en la primera etapa del cultivo.
27. El uso de una composición que comprende al
mutante de CPC acilasa o un derivado de cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 17 para preparar 7-ACA por
medio de un método enzimático en una etapa.
28. Un método para preparar el compuesto de
Fórmula II, que comprende la etapa de poner en contacto un compuesto
de Fórmula I con el mutante de CPC acilasa o un derivado de
cualquiera de las reivindicaciones 1 a 17:
en donde, R es acetoxi
(-OCOCH_{3}), hidroxi (-OH), hidrógeno (-H), o una sal del
mismo.
29. El método de acuerdo a la reivindicación 28,
en donde el mutante de CPC acilasa o un derivado es utilizado en la
forma de un caldo de cultivo del microorganismo de la reivindicación
23 ó 24, una composición que comprende al mutante de CPC acilasa o
al derivado de las reivindicaciones 1 a 17, una forma libre del
mutante de CPC acilasa o derivado purificado a partir de la
solución del cultivo, o una forma inmovilizada del mutante de CPC
acilasa o derivado.
30. El método de acuerdo a la reivindicación 28,
en donde la reacción de contacto del compuesto de Fórmula I con el
mutante de CPC acilasa o derivado se lleva a cabo en una solución
acuosa.
31. El método de acuerdo a la reivindicación 28,
en donde la concentración de compuesto de Fórmula I está en el
rango entre 1 y 500 mM y la cantidad añadida del mutante de CPC
acilasa o derivado está en el rango entre 0,1 y
100 U/Ml.
100 U/Ml.
32. El método de acuerdo a la reivindicación 28,
en donde la reacción de contacto del compuesto de Fórmula I con el
mutante de CPC acilasa o derivado se lleva a cabo a pH de 7 a 10, 4
a 40ºC durante 0,1 a 24 h.
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EP2851423B1 (en) | 2005-12-28 | 2016-03-02 | DSM Sinochem Pharmaceuticals Netherlands B.V. | Mutant type II beta-lactam acylases |
CN102154429A (zh) * | 2010-12-28 | 2011-08-17 | 哈药集团制药总厂 | 一步酶法制备7-氨基头孢烷酸 |
CN102321603B (zh) * | 2011-09-30 | 2013-03-27 | 清华大学 | 头孢菌素酰化酶突变体及其编码基因与应用 |
EP2602264A1 (en) | 2011-12-05 | 2013-06-12 | Biopharm Gesellschaft Zur Biotechnologischen Entwicklung Von Pharmaka mbH | GDF-5 mutant for inducing cartilage formation |
KR101728906B1 (ko) * | 2013-01-21 | 2017-04-20 | 아미코젠주식회사 | 세파계 항생제 원료물질(7-aca)을 생산하기 위한 변이효소 |
CN105018455B (zh) * | 2015-08-06 | 2019-01-04 | 焦作健康元生物制品有限公司 | 一种头孢菌素c酰基转移酶的纯化方法 |
CN105087537B (zh) * | 2015-09-16 | 2018-09-28 | 艾美科健(中国)生物医药有限公司 | 一种7-aca固定化酶lk118的制备及其使用方法 |
CN106119233B (zh) * | 2016-07-01 | 2019-06-07 | 清华大学 | 头孢菌素酰化酶突变体及其编码基因与应用 |
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JPS6248380A (ja) | 1985-08-28 | 1987-03-03 | Asahi Chem Ind Co Ltd | セフアロスポリンcアシラ−ゼの製造法 |
US5104800A (en) | 1989-06-27 | 1992-04-14 | Merck & Co., Inc. | One-step cephalosporin c amidase enzyme |
US5229274A (en) | 1989-06-27 | 1993-07-20 | Merck & Co., Inc. | Gene encoding one step cephalosporin C amidase and expression thereof in recombinant bacillus |
KR0171897B1 (ko) | 1989-12-27 | 1999-02-01 | 후지사와 도모끼찌로 | 7-아미노세펨 화합물 또는 그 염류의 제조 방법 |
JPH04228073A (ja) | 1990-04-18 | 1992-08-18 | Gist Brocades Nv | ペニシリンgアシラーゼ、それをコードする遺伝子及び該酵素の製造方法 |
ATE167520T1 (de) | 1990-04-18 | 1998-07-15 | Gist Brocades Nv | Mutierte beta-lactamacylasegene |
ES2020792A6 (es) | 1990-08-03 | 1991-09-16 | Antibioticos Sa | Un procedimiento enzimatico para la presentacion de acido 7-amino-cefa-losporanico y un procedimiento para expresar la enzima 7b (4-carboxibutanamido) cefalosporinacilasa. |
JPH04104792A (ja) | 1990-08-22 | 1992-04-07 | Asahi Chem Ind Co Ltd | 新規アクレモニウム・クリソゲナム |
GB9019724D0 (en) | 1990-09-10 | 1990-10-24 | Fujisawa Pharmaceutical Co | Cephalosporin c acylase |
GB9204439D0 (en) * | 1992-02-27 | 1992-04-15 | Fujisawa Pharmaceutical Co | A new cephalosporin c acylase |
US5351667A (en) * | 1992-07-03 | 1994-10-04 | Kaaz Corporation | Fuel tank pressurizing apparatus |
TW400384B (en) * | 1993-11-01 | 2000-08-01 | Fujisawa Pharmaceutical Co | A new cephalosporin C acylase |
JPH07222587A (ja) | 1994-02-09 | 1995-08-22 | Fujisawa Pharmaceut Co Ltd | 新規セファロスポリンcアシラーゼ及びその製造方法 |
AU3346295A (en) | 1994-08-12 | 1996-03-07 | Gist-Brocades B.V. | Mutated penicillin g acylase genes |
JPH0898686A (ja) | 1994-10-03 | 1996-04-16 | Fujisawa Pharmaceut Co Ltd | 変異型セファロスポリンcアシラーゼ及びその製造方法 |
GB9423212D0 (en) | 1994-11-17 | 1995-01-04 | Glaxo Group Ltd | Industrial enzymes |
GB9424945D0 (en) | 1994-12-09 | 1995-02-08 | Fujisawa Pharmaceutical Co | A new cephalosporin C acylase |
EP0961825B1 (en) | 1996-11-05 | 2008-07-30 | Bristol-Myers Squibb Company | Mutant penicillin g acylases |
AU2002256860A1 (en) * | 2001-03-14 | 2002-09-24 | Klaus-Peter Koller | Variant glutaryl amidase (cephalosporin acylase) and uses thereof |
EP1456370A2 (en) | 2001-12-27 | 2004-09-15 | DSM IP Assets B.V. | Process for the preparation of a beta-lactam antibiotic with mutated penicillin acylase |
EP1576102A2 (en) | 2002-01-28 | 2005-09-21 | Diversa Corporation | Amidases, nucleic acids encoding them and methods for making and using them |
KR100530299B1 (ko) | 2003-08-11 | 2005-11-22 | 산도즈 게엠베하 | 변이 세팔로스포린 c 아실라제 및 이를 이용한 7-aca 제조방법 |
ITMI20040016A1 (it) * | 2004-01-12 | 2004-04-12 | Antibiotics S P A | Cefalosporina c acilasi |
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