DE102010032484A1 - Zellen und Verfahren zur Herstellung von Rhamnolipiden - Google Patents

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Dr. Wessel Mirja
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Abstract

Gegenstand der Erfindung sind Zellen und Nukleinsäuren sowie deren Verwendung zur Herstellung von Rhamnolipiden als auch Verfahren zur Herstellung von Rhamnolipiden.

Description

  • Gebiet der Erfindung
  • Gegenstand der Erfindung sind Zellen und Nukleinsäuren sowie deren Verwendung zur Herstellung von Rhamnolipiden als auch Verfahren zur Herstellung von Rhamnolipiden.
  • Stand der Technik
  • Surfactants werden heutzutage im Wesentlichen basierend auf Basis petrochemischer Rohstoffe hergestellt. Die Nutzung von Surfactants auf Basis nachwachsender Rohstoffe ist aufgrund der absehbaren Verknappung petrochemischer Rohstoffe und zunehmender Nachfrage nach Produkten, die auf nachwachsenden Rohstoffen basieren bzw. biologisch abbaubar sind, eine entsprechende Alternative.
  • Rhamnolipide bestehen aus ein (Monorhamnosyllipide) oder zwei Rhamnoseresten (Dirhamnosyllipide) und ein oder zwei 3-Hydroxyfettsäureresten (siehe Handbook of Hydrocarbon and Lipid Microbiology, 2010, Seiten 3037–51). Sie besitzen oberflächenaktive Eigenschaften, die man zum Einsatz als Surfactant in verschiedensten Anwendungen benötigt (siehe Leitermann et al., 2009).
  • Diese Lipide werden heutzutage mit Wildtyp-Isolaten verschiedener human- und tierpathogener Bakterien, insbesondere Vertreter der Gattungen Pseudomonas und Burkholderia, hergestellt (siehe Handbook of Hydrocarbon and Lipid Microbiology, 2010, Seiten 3037–51). Die Tatsache, dass diese Produktionsorganismen in der Lage sind Krankheiten auszulösen, reduziert die Kundenakzeptanz für die konventionell hergestellten Rhamnolipide ganz erheblich. Zudem wirken sich höhere Sicherheitsanforderungen durch ein erhöhtes Investitionsvolumen und ggf. zusätzliche Aufarbeitungsschritte auch auf die Herstellkosten aus.
  • Obwohl mit Hilfe dieser Produktionsorganismen z. T. hohe Produkttiter, sowie Raum-Zeit- bzw. Kohlenstoffausbeuten erzielt werden können, setzt dies den Einsatz von pflanzlichen Ölen als alleiniges oder Co-Substrat voraus (siehe Handbook of Hydrocarbon and Lipid Microbiology, 2010, Seiten 3037–51). Pflanzliche Öle sind jedoch im Vergleich zu anderen Kohlenstoffquellen, wie etwa Glukose, Saccharose oder Polysacchariden wie z. B. Stärke, Zellulose und Hemizellulose, Glyzerin, CO, CO2 oder CH4 vergleichsweise teure Rohstoffe. Zudem zeichnen sich Rhamnolipide aufgrund ihres Tensidcharakters dadurch aus, dass sie in Fermentationsprozessen zu starker Schäumen neigen. Dies ist insbesondere dann der Fall, wenn lipophile Substrate eingesetzt werden. Diese Problematik wird bei Verwendung wasserlöslicher Substrate wie etwa Glukose, Saccharose, Polysaccharide (Stärke, Zellulose, Hemizellulose) oder Glyzerin deutlich reduziert.
  • Schließlich sind die Eigenschaften der von den Wildtyp-Isolaten produzierten Rhamnolipide nur eingeschränkt beeinflussbar. Dies findet bisher ausschließlich über die Optimierung der Prozessführung (pH-Wert, Sauerstoffversorgung, Medienzusammensetzung, feeding-Strategien, Stickstoffversorgung, Temperatur, Substratwahl, etc.) statt. Jedoch wäre eine sehr gezielte Beeinflussung bestimmter Produkteigenschaften, wie etwa das Verhältnis der verschiedenen Rhamnolipidspezies (Anzahl von Rhamnose- und 3-Hydroxyfettsäure-Resten) oder Kettenlänge und Sättigungsgrad der 3-Hydroxyfettsäureresten wünschenswert, um die für die Anwendung relevanten Produkteigenschaften modulieren zu können.
  • Rhamnolipide werden, sollen sie im großen Maße als Surfactants in Haushalt-, Reinigungs-, Kosmetik-, Nahrungsmittelprozessierungs-, Pharma-, Pflanzenschutz- und anderen Anwendungen eingesetzt werden, in den Wettbewerb mit den heutzutage eingesetzten Surfactants treten müssen. Diese sind großvolumige Chemikalien, die zu sehr niedrigen Kosten, ohne offensichtliche gesundheitliche Risiken für den Kunden und mit klar definierten und modulierbaren Produktspezifikationen hergestellt werden können. Daher müssen auch Rhamnolipide zu möglichst niedrigen Kosten, ohne gesundheitliche Risiken für den Kunden und mit möglichst definierten Eigenschaften hergestellt werden können.
  • Zwar sind Rhamnolipide bereits in GRAS-Organismen (generally regarded as save) basierend auf günstigen Kohlenstoff-Quellen, wie etwa Glukose oder Glyzerin hergestellt worden, jedoch handelt es sich dabei ausschließlich um Monorhamnosyllipide (Ochsner et al. Appl. Environ. Microbiol. 1995. 61(9): 3503–3506).
  • Cha et al. in Bioresour Technol. 2008. 99(7): 2192–9 beschreiben andererseits die Herstellung von Monorhamnosyllipiden aus Soyaöl in P. putida durch Einbringen der Gene rhlA und rhlB aus Pseudomonas aeruginosa.
  • Es besteht daher ein steigender Bedarf an der kostengünstigen und aus gesundheitlicher Sicht sicheren Herstellung von Mono- und Dirhamnosyllipiden mit definierten sowie modulierbaren Eigenschaften.
  • Diese Modulation kann beispielsweise durch eine ausgewogene Bereitstellung der einzelnen Enzymaktivitäten erfolgen, welche die Anreicherung von Monorhamnosyllipiden reduziert. Diese Modulation kann aber auch beispielsweise erfolgen durch die Verwendung von Enzymen mit bestimmten Eigenschaften z. B. bzgl. Substratspezifität und somit etwa der Kettenlänge der in Rhamnolipide eingebauten Hydroxyfettsäuren.
  • Der vorliegenden Erfindung lag daher die Aufgabe zugrunde, eine Möglichkeit bereitzustellen, Rhamnolipide mit sicheren Produktionswirten aus gut zugänglichen Kohlenstoffquellen herzustellen.
  • Beschreibung der Erfindung
  • Überraschenderweise wurde gefunden, dass die im Folgenden beschriebenen Zellen sowie Verfahren, in denen diese Zellen eingesetzt werden, einen Beitrag leisten, die der Erfindung gestellte Aufgabe zu lösen.
  • Gegenstand der vorliegenden Erfindung sind daher Zellen, welche Rhamnolipide zu bilden vermögen und verglichen zu ihrem Wildtyp mindestens eine gesteigerte Aktivität eines Genproduktes von Homologen der Genprodukte rhlA, rhlB und rhlC aufweisen.
  • Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung von Rhamnolipiden unter Einsatz der vorgenannten Zellen als Biokatalysator und einfacher Kohlenstoffquellen.
  • Ein Vorteil der vorliegenden Erfindung ist es, dass Organismen eingesetzt werden können, die nicht pathogen und einfach zu kultivieren sind.
  • Ein weiterer Vorteil ist es, dass ein Einsatz von Ölen als alleiniges oder Co-Substrat nicht notwendig ist.
  • Noch ein Vorteil ist es, dass sich mit Hilfe der Erfindung Rhamnolipide mit definierten sowie modulierbaren Eigenschaften herstellen lassen.
  • Noch ein Vorteil der vorliegenden Erfindung ist es, dass sich Dirhamnosyllipide darstellen lassen.
  • Ein weiterer Vorteil ist, dass sich Rhamnolipide mit höheren Raum-Zeit- und Kohlenstoffausbeuten als mit Zellen ohne Verstärkung dieser Aktivitäten herstellen lassen.
  • Einen Beitrag zur Lösung der eingangs genannten Aufgabe leistet eine Zelle, bevorzugt eine isolierte Zelle, welche mindestens ein Rhamnolipid der allgemeinen Formel (I) oder dessen Salz zu bilden vermag,
    Figure 00040001
    wobei
    m = 2, 1 oder 0, insbesondere 1 oder 0,
    n = 1 oder 0, insbesondere 1,
    R1 und R2 = unabhängig voneinander gleicher oder verschiedener organischer Rest mit 2 bis 24, bevorzugt 5 bis 13 Kohlenstoffatomen, insbesondere gegebenenfalls verzweigter, gegebenenfalls substituierter, insbesondere hydroxy-substituierter, gegebenenfalls ungesättigter, insbesondere gegebenenfalls einfach, zweifach oder dreifach ungesättigter, Alkylrest, bevorzugt solcher ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus Pentenyl, Heptenyl, Nonenyl, Undekenyl und Tridekenyl und (CH2)o-CH3 mit o = 1 bis 23, bevorzugt 4 bis 12, dadurch gekennzeichnet, dass sie derart gentechnisch verändert wurde, dass sie verglichen zu ihrem Wildtyp eine gesteigerte Aktivität mindestens eines der Enzyme E1, E2 und E3 aufweist, wobei das Enzym E1 die Umsetzung von 3-Hydroxyalkanoyl-ACP über 3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkansäure-ACP zu Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkansäure zu katalysieren vermag, das Enzym E2 eine Rhamnosyltransferase I ist und die Umsetzung von dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkanoat zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkanoat zu katalysieren vermag und das Enzym E3 eine Rhamnosyltransferase II ist und die Umsetzung von dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkanoat zu α-L-rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-rhamnopyranosyl-3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkanoat zu katalysieren vermag, wobei diese Enzyme E1, E2 und E3 bevorzugt ausgewählt werden aus der Gruppe bestehend aus,
    mindestens ein Enzym E1 ausgewählt aus
    ein Enzym E1a mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 2 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 2 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 2 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E1a die Fähigkeit verstanden wird, bevorzugt 3-Hydroxydekanoyl-ACP über 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure-ACP zu Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen, und
    ein Enzym E1b mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 18 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 18 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 18 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E1b die Fähigkeit verstanden wird, bevorzugt 3-Hydroxytetradekanoyl-ACP über 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure-ACP zu Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    mindestens ein Enzym E2 mit Polypeptidsequenz ausgewählt aus
    ein Enzym E2a mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 4 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 4 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 4 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E2a die Fähigkeit verstanden wird, bevorzugt dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen, und
    ein Enzym E2b mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 20 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 20 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 20 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E2b die Fähigkeit verstanden wird, bevorzugt dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen, und
    mindestens ein Enzym E3 ausgewählt aus
    ein Enzym E3a mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 6 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 6 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 6 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E3a die Fähigkeit verstanden wird, bevorzugt dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen, und
    ein Enzym E3b mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 22 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 22 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 22 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E3b die Fähigkeit verstanden wird, bevorzugt dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen.
  • Zur Übersicht vergleiche 1.
  • Mit „Wildtyp” einer Zelle wird hierin eine Zelle bezeichnet, deren Genom in einem Zustand vorliegt, wie er natürlicherweise durch die Evolution entstanden ist. Der Begriff wird sowohl für die gesamte Zelle als auch für einzelne Gene verwendet. Unter den Begriff „Wildtyp” fallen daher insbesondere nicht solche Zellen bzw. solche Gene, deren Gensequenzen zumindest teilweise durch den Menschen mittels rekombinanter Verfahren verändert worden sind.
  • Unter dem Begriff „Rhamnolipid” wird im Zusammenhang mit der vorliegenden Erfindung eine Verbindung der allgemeinen Formel (I) oder dessen Salz verstanden.
  • Es ist offenbar, dass die oben konkret angegebenen Aktivitäten für die Enzyme E1a bis E3b nur eine spezielle beispielhafte Auswahl eines breiteren Aktivitätsspektrum der vorgenannten Enzyme darstellt; die jeweilig genannte Aktivität ist diejenige, für die ein verlässliches Messverfahren bei gegebenem Enzym vorhanden ist. So ist es offensichtlich, dass ein Enzym, welches ein Substrat mit einem unverzweigten, gesättigten C10-Alkylrest ebenfalls – wenn auch gegebenenfalls mit verringerter Aktivität – solche Substrate umsetzen wird, die einen C6- oder C16-Alkylrest aufweisen, der gegebenenfalls auch verzweigt oder ungesättigt sein kann.
  • Der Begriff „gesteigerte Aktivität eines Enzyms” ist vorzugsweise als gesteigerte intrazelluläre Aktivität zu verstehen.
  • Die nun folgenden Ausführungen zur Erhöhung der Enzymaktivität in Zellen gelten sowohl für die Erhöhung der Aktivität des Enzyms E1 bis E3 als auch für alle nachfolgend genannten Enzyme, deren Aktivität gegebenenfalls erhöht werden kann.
  • Grundsätzlich lässt sich eine Steigerung der enzymatischen Aktivität dadurch erzielen, dass man die Kopiezahl der Gensequenz bzw. der Gensequenzen erhöht, welche für das Enzym kodieren, einen starken Promotor oder eine verbesserte Ribosomenbindungsstelle verwendet, eine negative Regulation der Genexpression, beispielsweise durch Transkriptionsregulatoren, abschwächt, oder eine positive Regulation der Genexpression, beispielsweise durch Transkriptionsregulatoren, verstärkt, die Kodonnutzung des Gens verändert, auf verschiedene Art und Weise die Halbwertszeit der mRNA oder des Enzyms erhöht, die Regulation der Expression des Gens modifiziert oder ein Gen oder Allel nutzt, das für ein entsprechendes Enzym mit einer gesteigerten Aktivität kodiert und gegebenenfalls diese Maßnahmen kombiniert. Erfindungsgemäß gentechnisch veränderte Zellen werden beispielsweise durch Transformation, Transduktion, Konjugation oder eine Kombination dieser Methoden mit einem Vektor erzeugt, der das gewünschte Gen, ein Allel dieses Gens oder Teile davon und gegebenenfalls einen die Expression des Gens ermöglichenden Promotor enthält. Die heterologe Expression wird insbesondere durch Integration des Gens oder der Allele in das Chromosom der Zelle oder einen extrachromosomal replizierenden Vektor erzielt.
  • Einen Überblick über die Möglichkeiten zur Erhöhung der Enzym-Aktivität in Zellen am Beispiel der Pyruvat-Carboxylase gibt DE-A-100 31 999 , die hiermit als Referenz eingeführt wird und deren Offenbarungsgehalt hinsichtlich der Möglichkeiten zur Erhöhung der Enzym-Aktivität in Zellen einen Teil der Offenbarung der vorliegenden Erfindung bildet.
  • Die Expression der vorstehend und aller nachfolgend genannten Enzyme bzw. Gene ist mit Hilfe von 1- und 2-dimensionaler Proteingelauftrennung und anschließender optischer Identifizierung der Proteinkonzentration mit entsprechender Auswertesoftware im Gel nachweisbar. Wenn die Erhöhung einer Enzymaktivität ausschließlich auf einer Erhöhung der Expression des entsprechenden Gens basiert, so kann die Quantifizierung der Erhöhung der Enzymaktivität in einfacher Weise durch einen Vergleich der 1- oder 2-dimensionalen Proteinauftrennungen zwischen Wildtyp und gentechnisch veränderter Zelle bestimmt werden. Eine gebräuchliche Methode zur Präparation der Proteingele bei coryneformen Bakterien und zur Identifizierung der Proteine ist die von Hermann et al. (Electrophoresis, 22: 1712.23 (2001)) beschriebene Vorgehensweise. Die Proteinkonzentration kann ebenfalls durch Western-Blot-Hybridisierung mit einem für das nachzuweisende Protein spezifischen Antikörper (Sambrook et al., Molecular Cloning: a laboratory manual, 2nd Ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N. Y. USA, 1989) und anschliessende optische Auswertung mit entsprechender Software zur Konzentrationsbestimmung (Lohaus und Meyer (1989) Biospektrum, 5: 32–39; Lottspeich (1999) Angewandte Chemie 111: 2630–2647) analysiert werden. Die Aktivität von DNA-bindenden Proteinen kann mittels DNA-Band-Shift-Assays (auch als Gelretardation bezeichnet) gemessen werden (Wilson et al. (2001) Journal of Bacteriology, 183: 2151–2155). Die Wirkung von DNA-bindenden Proteinen auf die Expression anderer Gene kann durch verschiedene gut beschriebene Methoden des Reportergen-Assays nachgewiesen werden (Sambrook et al., Molecular Cloning: a laboratory manual, 2nd Ed. Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, N. Y. USA, 1989). Die intrazellulären enzymatischen Aktivitäten können nach verschiedenen beschriebenen Methoden (Donahue et al. (2000) Journal of Bacteriology 182 (19): 5624–5627; Ray et al. (2000) Journal of Bacteriology 182 (8): 2277–2284; Freedberg et al. (1973) Journal of Bacteriology 115 (3): 816–823) bestimmt werden. Sofern in den nachfolgenden Ausführungen keine konkreten Methoden zur Bestimmung der Aktivität eines bestimmten Enzyms angegeben werden, erfolgt die Bestimmung der Steigerung der Enzymaktivität und auch die Bestimmung der Verminderung einer Enzymaktivität vorzugsweise mittels der in Hermann et al., Electophoresis, 22: 1712–23 (2001), Lohaus et al., Biospektrum 5 32–39 (1998), Lottspeich, Angewandte Chemie 111: 2630–2647 (1999) und Wilson et al., Journal of Bacteriology 183: 2151–2155 (2001) beschriebenen Methoden.
  • Wird die Erhöhung der Enzymaktivität durch Mutation des endogenen Gens bewerkstelligt, so können derartige Mutationen entweder nach klassischen Methoden ungerichtet erzeugt werden, wie etwa durch UV-Bestrahlung oder durch mutationsauslösende Chemikalien, oder gezielt mittels gentechnologischer Methoden wie Deletion(en), Insertion(en) und/oder Nukleotidaustausch(e). Durch diese Mutationen werden veränderte Zellen erhalten. Besonders bevorzugte Mutanten von Enzymen sind insbesondere auch solche Enzyme, die nicht mehr oder zumindest im Vergleich zum Wildtyp-Enzym vermindert feedback-, produkt- oder substratinhibierbar sind.
  • Wird die Erhöhung der Enzymaktivität durch Erhöhung der Synthese eines Enzyms bewerkstelligt, so erhöht man beispielsweise die Kopiezahl der entsprechenden Gene oder mutiert die Promotor- und Regulationsregion oder die Ribosomenbindungsstelle, die sich stromaufwärts des Strukturgens befindet. In gleicher Weise wirken Expressionskassetten, die stromaufwärts des Strukturgens eingebaut werden. Durch induzierbare Promotoren ist es zusätzlich möglich, die Expression zu jedem beliebigen Zeitpunkt zu steigern. Des Weiteren können dem Enzym-Gen als regulatorische Sequenzen aber auch sogenannte ”Enhancer” zugeordnet sein, die über eine verbesserte Wechselwirkung zwischen RNA-Polymerase und DNA ebenfalls eine erhöhte Genexpression bewirken. Durch Maßnahmen zur Verlängerung der Lebensdauer der mRNA wird ebenfalls die Expression verbessert. Weiterhin wird durch Verhinderung des Abbaus des Enzymproteins ebenfalls die Enzymaktivität verstärkt. Die Gene oder Genkonstrukte liegen dabei entweder in Plasmiden mit unterschiedlicher Kopiezahl vor oder sind im Chromosom integriert und amplifiziert. Alternativ kann weiterhin eine Überexpression der betreffenden Gene durch Veränderung der Medienzusammensetzung und Kulturführung erreicht werden. Anleitungen hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Martin et al. (Bio/Technology 5, 137–146 (1987)), bei Guerrero et al. (Gene 138, 35–41 (1994)), Tsuchiya und Morinaga (Bio/Technology 6, 428–430 (1988)), bei Eikmanns et al. (Gene 102, 93–98 (1991)), in EP-A-0 472 869 , in US 4,601,893 , bei Schwarzer und Pühler (Bio/Technology 9, 84–87 (1991), bei Reinscheid et al. (Applied and Environmental Microbiology 60, 126–132 (1994)), bei LaBarre et al. (Journal of Bacteriology 175, 1001–1007 (1993)), in WO-A-96/15246 , bei Malumbres et al. (Gene 134, 15–24 (1993)), in JP-A-10-229891 , bei Jensen und Hammer (Biotechnology and Bioengineering 58, 191–195 (1998)) und in bekannten Lehrbüchern der Genetik und Molekularbiologie. Die vorstehend beschriebenen Maßnahmen führen ebenso wie die Mutationen zu gentechnisch veränderten Zellen.
  • Zur Erhöhung der Expression der jeweiligen Gene werden zum Beispiel episomale Plasmide eingesetzt. Als Plasmide bzw. Vektoren kommen im Prinzip alle dem Fachmann für diesen Zweck zur Verfügung stehenden Ausführungsformen in Frage. Derartige Plasmide und Vektoren können z. B. den Broschüren der Firmen Novagen, Promega, New England Biolabs, Clontech oder Gibco BRL entnommen werden. Weitere bevorzugte Plasmide und Vektoren können gefunden werden in: Glover, D. M. (1985) DNA cloning: a practical approach, Vol. I–III, IRL Press Ltd., Oxford; Rodriguez, R. L. und Denhardt, D. T (eds) (1988) Vectors: a survey of molecular cloning vectors and their uses, 179–204, Butterworth, Stoneham; Goeddel, D. V. (1990) Systems for heterologous gene expression, Methods Enzymol. 185, 3–7; Sambrook, J.; Fritsch, E. F. und Maniatis, T. (1989), Molecular cloning: a laboratory manual, 2nd ed., Cold Spring Harbor Laborstory Press, New York.
  • Der Plasmidvektor, der das zu amplifizierende Gen enthält, wird anschließend durch Konjugation oder Transformation in den gewünschten Stamm überführt. Die Methode der Konjugation ist beispielsweise bei Schäfer et al., Applied and Environmental Microbiology 60: 756–759 (1994) beschrieben. Methoden zur Transformation sind beispielsweise bei Thierbach et al., Applied Microbiology and Biotechnology 29: 356–362 (1988) , Dunican und Shivnan, Bio/Technology 7: 1067–1070 (1989) und Tauch et al., FEMS Microbiology Let-ters 123: 343–347 (1994) beschrieben. Nach homologer Rekombination mittels eines „cross-over”-Ereignisses enthält der resultierende Stamm mindestens zwei Kopien des betreffenden Gens.
  • Unter der vorstehend und in den nachfolgenden Ausführungen verwendeten Formulierung „eine im Vergleich zu ihrem Wildtyp gesteigerte Aktivität eines Enzyms Ex” ist vorzugsweise stets eine um einen Faktor von mindestens 2, besonders bevorzugt von mindestens 10, darüber hinaus bevorzugt von mindestens 100, darüber hinaus noch mehr bevorzugt von mindestens 1.000 und am meisten bevorzugt von mindestens 10.000 gesteigerte Aktivität des jeweiligen Enzyms Ex zu verstehen. Weiterhin umfasst die erfindungsgemäße Zelle, welche „eine gegenüber ihrem Wildtyp gesteigerte Aktivität eines Enzyms Ex” aufweist, insbesondere auch eine Zelle, deren Wildtyp keine oder zumindest keine nachweisbare Aktivität dieses Enzyms Ex aufweist und die erst nach Erhöhung der Enzymaktivität, beispielsweise durch Überexpression, eine nachweisbare Aktivität dieses Enzyms Ex zeigt. In diesem Zusammenhang umfasst der Begriff „Überexpression” oder die in den nachfolgenden Ausführungen verwendete Formulierung „Erhöhung der Expression” auch den Fall, dass eine Ausgangszelle, beispielsweise eine Wildtyp-Zelle, keine oder zumindest keine nachweisbare Expression aufweist und erst durch rekombinante Verfahren eine nachweisbare Synthese des Enzyms Ex induziert wird.
  • Änderungen von Aminosäureresten einer gegebenen Polypeptidsequenz, die zu keinen wesentlichen Änderungen der Eigenschaften und Funktion des gegebenen Polypeptides führen, sind dem Fachmann bekannt. So können beispielsweise sogenannte konservierte Aminosäuren gegeneinander ausgetauscht werden; Beispiele für solche geeigneten Aminosäuresubstitutionen sind: Ala gegen Ser; Arg gegen Lys; Asn gegen Gln oder His; Asp gegen Glu; Cys gegen Ser; Gln gegen Asn; Glu gegen Asp; Gly gegen Pro; His gegen Asn oder Gln; Ile gegen Leu oder Val; Leu gegen Met oder Val; Lys gegen Arg oder Gln oder Glu; Met gegen Leu oder Ile; Phe gegen Met oder Leu oder Tyr; Ser gegen Thr; Thr gegen Ser; Trp gegen Tyr; Tyr gegen Trp oder Phe; Val gegen Ile oder Leu. Ebenso ist bekannt, dass Änderungen besonders am N- oder C-Terminus eines Polypeptides in Form von beispielsweise Aminosäureinsertionen oder -deletionen oft keinen wesentlichen Einfluss auf die Funktion des Polypeptides ausüben.
  • Die Aktivität eines Enzyms kann bestimmt werden, indem Zellen, welche diese Aktivität enthalten, auf dem Fachmann bekannte Art und Weise aufgeschlossen werden, beispielsweise mit Hilfe einer Kugelmühle, einer French Press oder eines Ultraschall-Desintegrators und anschließend intakte Zellen, Zellbruchstücke und Aufschluss-Hilfsmittel, wie etwa Glaskugeln durch 10 Minuten Zentrifugation bei 13.000 rpm und 4°C abgetrennt werden. Mit dem resultierenden zellfreien Rohextrakt können dann Enzymassays mit anschließender LC-ESI-MS Detektion der Produkte durchgeführt werden. Alternativ kann das Enzym in dem Fachmann bekannter Art und Weise durch chromatographische Methoden (wie Nickel-Nitrilotriessigsäure-Affinitäts-Chromatographie, Streptavidin–Affinitäts-Chromatographie, Gelfiltrations-Chromatographie oder Ionenaustausch-Chromatographie) angereichert oder auch bis zu Homogenität gereinigt werden.
  • Die Aktivität des Enzyms E1 wird dann mit den wie oben beschrieben gewonnenen Proben folgendermaßen bestimmt: Ein Standardassay enthält 100 μM E. coli ACP, 1 mM β-Mercaptoethanol, 200 μM Malonyl-Coenzym A, 40 μM Octanoyl-Coenzym A (für E1a) oder Dodekanoyl-Coenzym A (für E1b), 100 μM NADPH, 2 μg E. coli FabD, 2 μg Mycobacterium tuberculosis FabH, 1 μg E. coli FabG, 0,1 M Natriumphosphat-Puffer, pH 7,0, and 5 μg Enzym E1 in einem finalen Volumen von 120 μL. ACP, β-Mercaptoethanol und Natriumphosphat-Puffer werden 30 min bei 37°C vorinkubiert, um das ACP vollständig zu reduzieren. Die Reaktion wird gestartet durch Zugabe von Enzym E1. Die Reaktionen werden abgestoppt mit 2 ml Wasser, welches mit HCl auf pH 2,0, angesäuert worden ist und anschließend zweimal mit 2 ml Chloroform/Methanol (2:1 (v:v)) extrahiert. Es erfolgt Phasentrennung durch Zentrifugation (16.100 g, 5 min, RT). Die untere organische Phase wird abgenommen, in der Vakuumzentrifuge vollständig verdampft und das Sediment in 50 μl Methanol aufgenommen. Ungelöste Bestandteile werden durch Zentrifugation (16:100 g, 5 min, RT) sedimentiert und die Probe mittels LC-ESI-MS analysiert. Die Identifizierung der Produkte erfolgt durch Analyse der entsprechenden Massenspuren und der MS2-Spektren.
  • Die Aktivität des Enzyms E2 wird dann mit den wie oben beschrieben gewonnenen Proben folgendermaßen bestimmt: ein Standardassay kann aus 185 μl 10 mM Tris-HCl (pH 7,5), 10 μl 125 mM dTDP-Rhamnose und 50 μl Proteinrohextrakt (ca. 1 mg Gesamtprotein) oder gereinigtem Protein in Lösung (5 μg gereinigtes Protein) bestehen. Die Reaktion wird durch die Zugabe von 10 μl 10 mM ethanolischer Lösung von 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure (für E2a) oder 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure (für E2b) gestartet und 1 h bei 30°C unter Schütteln (600 rpm) inkubiert. Anschließend wird die Reaktion mit 1 ml Aceton versetzt. Ungelöste Bestandteile werden durch Zentrifugation (16.100 g, 5 min, RT) sedimentiert und die Probe mittels LC-ESI-MS analysiert. Die Identifizierung der Produkte erfolgt durch Analyse der entsprechenden Massenspuren und der MS2-Spektren.
  • Die Aktivität des Enzyms E3 wird dann mit den wie oben beschrieben gewonnenen Proben folgendermaßen bestimmt: ein Standardassay kann aus 185 μl 10 mM Tris-HCl (pH 7,5), 10 μl 125 mM dTDP-Rhamnose und 50 μl Proteinrohextrakt (ca. 1 mg Gesamtprotein) oder gereinigtem Protein in Lösung (5 μg gereinigtes Protein) bestehen. Die Reaktion wird durch die Zugabe von 10 μl 10 mM ethanolischer Lösung von α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure (für E3a) oder α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure (für E3b) gestartet und 1 h bei 30°C unter Schütteln (600 rpm) inkubiert. Anschließend wird die Reaktion mit 1 ml Aceton versetzt. Ungelöste Bestandteile werden durch Zentrifugation (16:100 g, 5 min, RT) sedimentiert und die Probe mittels LC-ESI-MS analysiert.
  • Die Identifizierung der Produkte erfolgt durch Analyse der entsprechenden Massenspuren und der MS2-Spektren.
  • Es werden erfindungsgemäß Zellen bevorzugt, die gesteigerte Aktivitäten folgender Enzymkombinationen aufweisen:
    E1, E2, E3, E1E2, E1E3, E2E3 und E1E2E3,
    wovon die Kombination
    E2, E2E3 und E1E2E3, insbesondere E1E2E3
    besonders bevorzugt ist.
  • In einer bevorzugten Ausgestaltungsform der erfindungsgemäßen Zelle, die eine gesteigerte Aktivität der Enzymkombination E1E2E3 aufweist, ist n bevorzugt = 1.
  • Die erfindungsgemäßen Zellen können Prokaryonten oder Eukaryonten sein. Dabei kann es sich um Säugetierzellen (wie etwa Zellen aus dem Menschen), um pflanzliche Zellen oder um Mikroorganismen wie Hefen, Pilze oder Bakterien handeln, wobei Mikroorganismen besonders bevorzugt und Bakterien und Hefen am meisten bevorzugt sind.
  • Als Bakterien, Hefen oder Pilze sind insbesondere diejenigen Bakterien, Hefen oder Pilze geeignet, die bei der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH (DSMZ), Braunschweig, Deutschland, als Bakterien-, Hefe- oder Pilz-Stämme hinterlegt sind. Erfindungsgemäß geeignete Bakterien gehören zu den Gattungen, die unter
    http://www.dsmz.de/species/bacteria.htm
    aufgeführt sind, erfindungsgemäß geeignete Hefen gehören zu denjenigen Gattungen, die unter
    http://www.dsmz.de/species/yeasts.htm
    aufgeführt sind und erfindungsgemäß geeignete Pilze sind diejenigen, die unter
    http://www.dsmz.de/species/fungi.htm
    aufgeführt sind.
  • Erfindungsgemäß bevorzugte Zellen sind diejenigen der Gattungen Aspergillus, Corynebacterium, Brevibacterium, Bacillus, Acinetobacter, Alcaligenes, Lactobacillus, Paracoccus, Lactococcus, Candida, Pichia, Hansenula, Kluyveromyces, Saccharomyces, Escherichia, Zymomonas, Yarrowia, Methylobacterium, Ralstonia, Pseudomonas, Rhodospirillum, Rhodobacter, Burkholderia, Clostridium und Cupriavidus, wobei Aspergillus nidulans, Aspergillus niger, Alcaligenes latus, Bacillus megaterium, Bacillus subtilis, Brevibacterium flavum, Brevibacterium lactofermentum, Burkholderia andropogonis, B. brasilensis, B. caledonica, B. caribensis, B. caryophylli, B. fungorum, B. gladioli, B. glathei, B. glumae, B. graminis, B. hospita, B. kururiensis, B. phenazinium, B. phymatum, B. phytofirmans, B. plantarii, B. sacchari, B. singaporensis, B. sordidicola, B. terricola, B. tropica, B. tuberum, B. ubonensis, B. unamae, B. xenovorans, B. anthina, B. pyrrocinia, B. thailandensis, Candida blankii, Candida rugosa, Corynebacterium glutamicum, Corynebacterium efficiens, Escherichia coli, Hansenula polymorpha, Kluveromyces lactis, Methylobacterium extorquens, Paracoccus versutus, Pseudomonas argentinensis, P. borbori, P. citronellolis, P. flavescens, P. mendocina, P. nitroreducens, P. oleovorans, P. pseudoalcaligenes, P. resinovorans, P. straminea, P. aurantiaca, P. aureofaciens, P. chlororaphis, P. fragi, P. lundensis, P. taetrolens, P. antarctica, P. azotoformans, 'P. blatchfordae', P. brassicacearum, P. brenneri, P. cedrina, P. corrugata, P. fluorescens, P. gessardii, P. libanensis, P. mandelii, P. marginalis, P. mediterranea, P. meridiana, P. migulae, P. mucidolens, P. orientalis, P. panacis, P. proteolytica, P. rhodesiae, P. synxantha, P. thivervalensis, P. tolaasii, P. veronii, P. denitrificans, P. pertucinogena, P. cremoricolorata, P. fulva, P. monteilii, P. mosselii, P. parafulva, P. putida, P. balearica, P. stutzeri, P. amygdali, P. avellanae, P. caricapapayae, P. cichorii, P. coronafaciens, P. ficuserectae, 'P. helianthi', P. meliae, P. savastanoi, P. syringae, P. tomato, P. viridiflava, P. abietaniphila, P. acidophila, P. agarici, P. alcaliphila, P. alkanolytica, P. amyloderamosa, P. asplenii, P. azotifigens, P. cannabina, P. coenobios, P. congelans, P. costantinii, P. cruciviae, P. delhiensis, P. excibis, P. extremorientalis, P. frederiksbergensis, P. fuscovaginae, P. gelidicola, P. grimontii, P. indica, P. jessenii, P. jinjuensis, P. kilonensis, P. knackmussii, P. koreensis, P. lini, P. lutea, P. moraviensis, P. otitidis, P. pachastrellae, P. palleroniana, P. papaveris, P. peli, P. perolens, P. poae, P. pohangensis, P. psychrophila, P. psychrotolerans, P. rathonis, P. reptilivora, P. resiniphila, P. rhizosphaerae, P. rubescens, P. salomonii, P. segitis, P. septica, P. simiae, P. suis, P. thermotolerans, P. aeruginosa, P. tremae, P. trivialis, P. turbinellae, P. tuticorinensis, P. umsongensis, P. vancouverensis, P. vranovensis, P. xanthomarina, Ralstonia eutropha, Rhodospirillum rubrum, Rhodobacter sphaeroides, Saccharomyces cerevisiae, Yarrowia lipolytica und Zymomonas mobilis,
    insbesondere Pseudomonas putida, Escherichia coli und Burkholderia thailandensis besonders bevorzugt sind.
  • Erfindungsgemäß bevorzugte Zellen vermögen als Wildtyp keine oder keine nachweisbaren Mengen an Rhamnolipiden zu bilden und weisen darüber hinaus bevorzugt keine oder keine nachweisbare Aktivität der Enzyme E1, E2 und E3 auf.
  • Es ist erfindungsgemäß vorteilhaft, wenn die erfindungsgemäße Zelle eine Zelle ist, welche als Wildtyp Polyhydroxyalkanoate mit Kettenlängen des Mono-Alkanoates von C6 bis C16 zu bilden vermag. Solche Zellen sind beispielsweise Burkholderia sp., Burkholderia thailandensis, Pseudomonas sp., Pseudomonas putida, Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas oleovorans, Pseudomonas stutzeri, Pseudomonas fluorescens, Pseudomonas citronellolis, Pseudomonas resinovorans, Comamonas testosteroni, Aeromonas hydrophila, Cupriavidus necator, Alcaligenes latus und Ralstonia eutropha. In diesem Zusammenhang sind bevorzugte erfindungsgemäße Zellen derart gentechnisch verändert, dass sie verglichen zu ihrem Wildtyp weniger Polyhydroxyalkanoate zu bilden vermögen.
  • Solche Zellen sind beispielsweise beschrieben in De Eugenio et al., Environ Microbiol. 2010. 12(1): 207–21 und Rehm et al., Appl Environ Microbiol. 2001. 67(7): 3102–9.
  • Solch eine, verglichen zu ihrem Wildtyp weniger Polyhydroxyalkanoate zu bilden vermögende Zelle ist insbesondere dadurch gekennzeichnet, dass sie verglichen zu ihrem Wildtyp eine verminderte Aktivität mindestens eines Enzymes E9 oder E10 aufweist,
    wobei E9 eine Polyhydroxyalkanoat-Synthase, EC:2.3.1.-, insbesondere mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 30 oder Seq ID Nr. 32 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 30 oder Seq ID Nr. 32 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 30 oder Seq ID Nr. 32 besitzt, darstellt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E9 die Fähigkeit verstanden wird, 3-Hydroxyalkanoyl-Coenzym A zu Poly-3-Hydroxyalkansäure, insbesondere 3-Hydroxytetradekanoyl-Coenzym A zu Poly-3-Hydroxytetradekansäure, umzusetzen, und
    E10 eine 3-Hydroxyalkanoyl-ACP:Coenzym A-Transferase, insbesondere mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 34 oder Seq ID Nr. 36 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 34 oder Seq ID Nr. 36 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 34 oder Seq ID Nr. 36 besitzt, darstellt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E10 die Fähigkeit verstanden wird, 3-Hydroxyalkanoyl-ACP zu 3-Hydroxyalkananoyl-Coenzym A, insbesondere 3-Hydroxyalkananoyl-ACP zu 3-Hydroxytetradekanoyl-Coenzym A, umzusetzen.
  • Zur Übersicht vergleiche 1.
  • Die Aktivität des Enzyms E9 wird dann mit den wie oben für die Enzyme E1 bis E3 beschrieben gewonnenen Proben bestimmt, indem zunächst 560 μl 100 mM Tris/HCl, pH 7,5, 20 μl 35 mM DTNB in DMSO und 20 μl 41 mM 3-Hydroxydekanoyl-Coenzym A gemischt werden. Anschließend werden 5 μg gereinigtes Enzym E9 in 100 μl Tris/HCl, pH 7,5, zugesetzt und anschließend für 1 min kontinuierlich im Spektrophotometer die Zunahme der Extinktion bei 412 nm (verursacht durch Anlagerung von 5,5'-Dithiobis(2-Nitrobenzoat) (DTNB) an freie SH-Gruppen) über die Zeit aufgenommen (ΔE/min).
  • Die Aktivität des Enzyms E10 wird dann mit den wie oben für die Enzyme E1 bis E3 beschrieben gewonnenen Proben bestimmt. Der Standard-Assay enthält 3 mM MgCl2, 40 μM Hydroxydekanoyl-Coenzym A und 20 μM E. coli ACP in 50 mM Tris-HCl, pH 7,5, in einem Gesamtvolumen von 200 μl. Die Reaktion wird gestartet durch Zugabe von 5 μg gereinigtem Enzym E10 in 50 μl Tris/HCl, pH 7,5 und für 1 h bei 30°C inkubiert. Die Reaktion wird abgestoppt durch Zugabe von 50% (w/v) Trichloressigsäure und 10 mg/ml BSA (30 μl). Freigesetztes Coenzym A wird spektrophotometrisch bestimmt, indem die Zunahme der Extinktion bei 412 nm, verursacht durch Anlagerung von 5,5'-Dithiobis(2-Nitrobenzoat) (DTNB) an freie SH-Gruppen, über die Zeit aufgenommen wird.
  • Unter der verwendeten Formulierung „verminderte Aktivität eines Enzyms Ex” wird dementsprechend vorzugsweise eine um einen Faktor von mindestens 0,5, besonders bevorzugt von mindestens 0,1, darüber hinaus bevorzugt von mindestens 0,01, darüber hinaus noch mehr bevorzugt von mindestens 0,001 und am meisten bevorzugt von mindestens 0,0001 verminderte Aktivität verstanden. Die Formulierung „verminderte Aktivität” beinhaltet auch keine detektierbare Aktivität („Aktivität von null”). Die Verminderung der Aktivität eines bestimmten Enzyms kann beispielsweise durch gezielte Mutation oder durch andere, dem Fachmann bekannte Maßnahmen zur Verminderung der Aktivität eines bestimmten Enzyms erfolgen.
  • Verfahren zur Verminderung von enzymatischen Aktivitäten in Mikroorganismen sind dem Fachmann bekannt.
  • Insbesondere molekularbiologische Techniken bieten sich hier an. Anleitung zur Modifikation und Verminderung von Proteinexpressionen und damit einhergehender Enzymaktivitätsverringerung speziell für Pseudomonas und Burkholderia, insbesondere zum Unterbrechen spezieller Gene findet der Fachmann beispielsweise in Dubeau et al. 2009. BMC Microbiology 9: 263; Singh & Röhm. Microbiology. 2008. 154: 797–809 oder Lee et al. FEMS Microbiol Lett. 2009. 297(1): 38–48.
  • Erfindungsgemäß bevorzugte Zellen sind dadurch gekennzeichnet, dass die Verminderung der enzymatischen Aktivität erreicht wird durch Modifikation eines Genes umfassend eine der genannten Nukleinsäuresequenzen, wobei die Modifikation ausgewählt ist aus der Gruppe umfassend, bevorzugt bestehend aus, Insertion von Fremd-DNA in das Gen, Deletion mindestens von Teilen des Gens, Punktmutationen in der Gensequenz, RNA-Interferenz (siRNA), antisense-RNA oder Modifikation (Insertion, Deletion oder Punktmutationen) von regulatorischen Sequenzen, wie etwa Promotoren und Terminatoren oder von Ribosomenbindestellen, welche das Gen flankieren.
  • Unter Fremd-DNA ist in diesem Zusammenhang jegliche DNA-Sequenz zu verstehen, die dem Gen (und nicht dem Organismus) „fremd” ist, d. h. auch endogene DNA-Sequenzen können in diesem Zusammenhang als „Fremd-DNA” fungieren.
  • In diesem Zusammenhang ist es insbesondere bevorzugt, dass das Gen durch Insertion eines Selektionsmarkergens unterbrochen wird, somit die Fremd-DNA ein Selektionsmarkergen ist, wobei bevorzugt die Insertion durch homologe Rekombination in den Genlocus erfolgte.
  • In einer bevorzugten Ausführungsform der erfindungsgemäßen Zelle handelt es sich bei der Zelle um Pseudomonas putida Zellen, welche eine verminderte Polyhydroxyalkanoat-Synthese verglichen zu ihrem Wildtyp aufweisen. Solche Zellen werden beispielsweise in Ren et al., Journal Applied Microbiology and Biotechnology 1998 Jun, 49(6): 743–50 als GPp121, GPp122, GPp123 und GPp124, in Huisman et al., J Biol Chem. 1991 Feb 5; 266(4): 2191–8 als GPp104 sowie in De Eugenio et al., Environ Microbiol. 2010. 12(1): 207–21 als KT42C1 und in Ouyang et al. Macromol Biosci. 2007. 7(2): 227–33 als KTOY01 und KTOY02 beschrieben und stellen bevorzugte erfindungsgemäße Zellen dar.
  • Für den Fall, dass die erfindungsgemäße Zelle ein Rhamnolipid mit m = 1 zu bilden vermag, ist es bevorzugt, dass sich der über R1 und R2 bestimmte Rest
    Figure 00180001
    ableitet von 3-Hydroxyoctanoyl-3-Hydroxyoctansäure, 3-Hydroxyoctanoyl-3-Hydroxydekansäure, 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxyoctansäure, 3-Hydroxyoctanoyl-3-Hydroxydecensäure, 3-Hydroxydecenoyl-3-Hydroxyoctansäure, 3-Hydroxyoctanoyl-3-Hydroxydodekansäure, 3-Hydroxydodekanoyl-3-Hydroxyoctansäure, 3-Hydroxyoctanoyl-3-Hydroxydodecensäure, 3-Hydroxydodecenoyl-3-Hydroxyoctansäure, 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure, 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydecensäure, 3-Hydroxydecenoyl-3-Hydroxydekansäure, 3-Hydroxydecenoyl-3-Hydroxydecensäure, 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydodekansäure, 3-Hydroxydodekanoyl-3-Hydroxydekansäure, 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydodecensäure, 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxytetradecensäure, 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxydecensäure, 3-Hydroxydodecenoyl-3-Hydroxydekansäure, 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure, 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxydekansäure, 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxytetradecensäure, 3-Hydroxytetradecenoyl-3-Hydroxydekansäure, 3-Hydroxydodekanoyl-3-Hydroxydodekansäure, 3-Hydroxydodecenoyl-3-Hydroxydodekansäure, 3-Hydroxydodekanoyl-3-Hydroxydodecensäure, 3-Hydroxydodekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure, 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxydodekansäure, 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure, 3-Hydroxyhexadekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure, 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxyhexadekansäure oder 3-Hydroxyhexadekanoyl-3-Hydroxyhexadekansäure.
  • Es ist dem Fachmann ersichtlich, dass eine erfindungsgemäße Zelle auch Mischungen verschiedener Rhamnolipide der allgemeinen Formel (I) zu bilden vermag. In diesem Zusammenhang ist es bevorzugt, dass die erfindungsgemäßen Zellen Mischungen von Rhamnolipiden der allgemeinen Formel (I) zu bilden vermögen, die dadurch gekennzeichnet sind, dass in mehr als 80 Gew.-%, bevorzugt mehr als 90 Gew.-%, besonders bevorzugt mehr als 95 Gew.-% der gebildeten Rhamnolipide n = 1 ist und sich der über R1 und R2 bestimmte Rest bei weniger als 10 Gew.-%, bevorzugt weniger als 5 Gew.-%, besonders bevorzugt weniger als 2 Gew.-% der gebildeten Rhamnolipide von 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxyoctansäure oder 3-Hydroxyoctanoyl-3-Hydroxydekansäure ableitet, wobei sich die angegebenen Gew.-% auf die Summe aller gebildeten Rhamnolipide der allgemeinen Formel (I) bezieht.
  • Es ist vorteilhaft, wenn die erfindungsgemäße Zelle zusätzlich in Bezug auf E1 bis E3 derart gentechnisch verändert wurde, dass sie verglichen zu ihrem Wildtyp eine gesteigerte, wie jeweils im Folgenden spezifizierte Aktivität mindestens eines der Enzyme ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus
    mindestens ein Enzym E4, eine dTTP:α-D-Glukose-1-Phosphat Thymidylyltransferase, EC2.7.7.24, insbesondere eine mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 10 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 10 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 10 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E4 die Fähigkeit verstanden wird, α-D-Glukose-1-Phosphat und dTTP zu dTDP-Glukose umzusetzen,
    mindestens ein Enzym E5, eine dTTP-Glukose-4,6-Hydrolyase, EC4.2.1.46, insbesondere eine mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 12 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 12 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 12 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E5 die Fähigkeit verstanden wird, dTDP-Glukose zu dTDP-4-Dehydro-6-Deoxy-D-Glukose umzusetzen,
    mindestens ein Enzym E6, eine dTDP-4-Dehydrorhamnose-3,5-Epimerase, EC5.1.3.13, insbesondere eine mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 14 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 14 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 14 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E6 die Fähigkeit verstanden wird, dTDP-4-Dehydro-6-Deoxy-D-Glukose zu dTDP-4-Dehydro-6-Deoxy-L-Mannose umzusetzen und
    mindestens ein Enzym E7, eine dTDP-4-Dehydrorhamnose-Reduktase, EC1.1.1.133, insbesondere eine mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 16 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 16 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10%, bevorzugt 50%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 16 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E7 die Fähigkeit verstanden wird, dTDP-4-Dehydro-6-Deoxy-L-Mannose zu dTDP-6-Deoxy-L-Mannose umzusetzen,
    aufweist.
  • Die Aktivität des Enzyms E4 wird mit den wie oben für die Enzyme E1 bis E3 beschrieben gewonnenen Proben bestimmt, indem α-D-Glukose-1-Phosphat (1,3 mM) mit dTTP (5 mM) und 5 μg gereinigtem Enzym E4 in 50 μl Natriumphosphat-Puffer, pH 8,5, inkubiert und nach 5, 10 und 20 min Inkubation bei 30°C die Reaktion durch Zugabe von 20 μl Chloroform abgestoppt wird. Die Mixtur wird dann gevortexed und 5 min bei 16.000 g und Raumtemperatur zentrifugiert. Die wässrige Phase wird in ein neues Reaktionsgefäß überführt und die organische Phase erneut mit 80 μl Wasser extrahiert. Beide wässrige Phasen werden vereinigt und mittels HPLC analysiert. Dabei kommt eine Phenosphere-ODS2-Säule (250 × 4,6 mm; Phenomenex, Torrance, USA) oder eine Spheresorb-ODS2-Säule (250 × 4,6 mm; Waters, Milford, USA) zum Einsatz. Die Elution der Analyten erfolgt mit einer Flussrate von 1 ml min–1 mit 0,5 M KH2PO4 (Eluent A) für 15 min, gefolgt von einem linearen Gradienten bis zu 80% Eluent A und 20% Methanol über einen Zeitraum von 14 min bei einer Flußrate von 0,7 ml min–1. Analyten, welche von den ODS2-Säulen eluieren, werden dann in eine Phenosphere-SAX Ionenaustauscher-Säule (250 × 4,6 mm; Phenomenex, Torrance, USA) injiziert und die Analyten mit einer Flußrate von 1 ml min–1 und einem linearen Ammoniumformiat-Gradienten (2 bis 600 mM über 25 min) eluiert. Die Quantifizierung von dTDP-Glukose erfolgt dann über ihre UV-Absorption mit einem Photodiodenarray-Detektor (DAD). Das Absorptionsmaximum von Thymidin liegt bei 267 nm. Die Kalibration erfolgt mittels authentischer Nukleotidzucker (Sigma-Aldrich, München, USA).
  • Die Aktivität des Enzyms E5 wird dann mit den wie oben für die Enzyme E1 bis E3 beschrieben gewonnenen Proben bestimmt, indem dTDP-α-D-Glukose (1,3 mM) mit 5 μg gereinigtem Enzym E5 in 50 μl Natriumphosphat-Puffer, pH 8,5, inkubiert und nach 5, 10 und 20 min Inkubation bei 30°C die Reaktion durch Zugabe von 20 μl Chloroform abgestoppt wird. Die Mixtur wird dann gevortexed und 5 min bei 16.000 g und Raumtemperatur zentrifugiert. Die wässrige Phase wird in ein neues Reaktionsgefäß überführt und die organische Phase erneut mit 80 μl Wasser extrahiert. Beide wässrige Phasen werden vereinigt und mittels HPLC analysiert. Dabei kommt eine Phenosphere-ODS2-Säule (250 × 4,6 mm; Phenomenex, Torrance, USA) oder eine Spheresorb-ODS2-Säule (250 × 4,6 mm; Waters, Milford, USA) zum Einsatz. Die Elution der Analyten erfolgt mit einer Flußrate von 1 ml min–1 mit 0,5 M KH2PO4 (Eluent A) für 15 min, gefolgt von einem linearen Gradienten bis zu 80% Eluent A und 20% Methanol über einen Zeitraum von 14 min bei einer Flußrate von 0,7 ml min–1. Analyten, welche von den ODS2-Säulen eluieren, werden dann in eine Phenosphere-SAX Ionenaustauscher-Säule (250 × 4,6 mm; Phenomenex, Torrance, USA) injiziert und die Analyten mit einer Flußrate von 1 ml min–1 und einem linearen Ammoniumformiat-Gradienten (2 bis 600 mM über 25 min) eluiert. Die Quantifizierung von dTDP-Glukose und dTDP-4-Dehydro-6-Deoxy-D-Glukose erfolgt dann über ihre UV-Absorption mit einem Photodiodenarray-Detektor (DAD). Das Absorptionsmaximum von Thymidin liegt bei 267 nm. Die Kalibration erfolgt mittels authentischer Nukleotidzucker (Sigma-Aldrich, München, USA).
  • Die Aktivität des Enzyms E6 wird dann mit den wie oben für die Enzyme E1 bis E3 beschrieben gewonnenen Proben bestimmt, indem zunächst dTDP-α-D- Glukose (1,3 mM) mit 5 μg gereinigtem Enzym E5 in 50 μl Natriumphosphat-Puffer, pH 8,5, für 10 min bei 30°C inkubiert werden. Anschließend werden 0,5 μg gereinigtes Enzym E6 zugesetzt, und nach 5, 10 und 20 min Inkubation bei 30°C die Reaktion durch Zugabe von 20 μl Chloroform abgestoppt. Die Mixtur wird dann gevortexed und 5 min bei 16.000 g und Raumtemperatur zentrifugiert. Die wässrige Phase wird in ein neues Reaktionsgefäß überführt und die organische Phase erneut mit 80 μl Wasser extrahiert. Beide wässrige Phasen werden vereinigt und mittels HPLC analysiert. Dabei kommt eine Phenosphere-ODS2-Säule (250 × 4,6 mm; Phenomenex, Torrance, USA) oder eine Spheresorb-ODS2-Säule (250 × 4,6 mm; Waters, Milford, USA) zum Einsatz. Die Elution der Analyten erfolgt mit einer Flußrate von 1 ml min–1 mit 0,5 M KH2PO4 (Eluent A) für 15 min, gefolgt von einem linearen Gradienten bis zu 80% Eluent A und 20% Methanol über einen Zeitraum von 14 min bei einer Flußrate von 0,7 ml min–1. Analyten, welche von den ODS2-Säulen eluieren, werden dann in eine Phenosphere-SAX Ionenaustauscher-Säule (250 × 4,6 mm; Phenomenex, Torrance, USA) injiziert und die Analyten mit einer Flußrate von 1 ml min–1 und einem linearen Ammoniumformiat-Gradienten (2 bis 600 mM über 25 min) eluiert. Die Quantifizierung von dTDP-Glukose, dTDP-4-Dehydro-6-Deoxy-D-Glukose und dTDP-6-Deoxy-L-Mannose erfolgt dann über ihre UV-Absorption mit einem Photodiodenarray-Detektor (DAD). Das Absorptionsmaximum von Thymidin liegt bei 267 nm. Die Kalibration erfolgt mittels authentischer Nukleotidzucker (Sigma-Aldrich, München, USA).
  • Die Aktivität des Enzyms E7 wird dann mit den wie oben für die Enzyme E1 bis E3 beschrieben gewonnenen Proben bestimmt, indem zunächst dTDP-α-D-Glukose (1,3 mM) mit 5 μg gereinigtem Enzym E5 in 50 μl Natriumphosphat-Puffer, pH 8,5, für 10 min bei 30°C inkubiert werden. Anschließend werden 5 μg gereinigtes Enzym E6 und 0,5 μg gereinigtes Enzym E7 sowie NADPH (10 mM) zugesetzt, und nach 5, 10 und 20 min Inkubation bei 30°C die Reaktion durch Zugabe von 20 μl Chloroform abgestoppt. Die Mixtur wird dann gevortexed und 5 min bei 16.000 g und Raumtemperatur zentrifugiert. Die wässrige Phase wird in ein neues Reaktionsgefäß überführt und die organische Phase erneut mit 80 μl Wasser extrahiert. Beide wässrige Phasen werden vereinigt und mittels HPLC analysiert. Dabei kommt eine Phenosphere-ODS2-Säule (250 × 4,6 mm; Phenomenex, Torrance, USA) oder eine Spheresorb-ODS2-Säule (250 × 4,6 mm; Waters, Milford, USA) zum Einsatz. Die Elution der Analyten erfolgt mit einer Flußrate von 1 ml min–1 mit 0,5 M KH2PO4 (Eluent A) für 15 min, gefolgt von einem linearen Gradienten bis zu 80% Eluent A and 20% Methanol über einen Zeitraum von 14 min bei einer Flußrate von 0,7 ml min–1. Analyten, welche von den ODS2-Säulen eluieren, werden dann in eine Phenosphere-SAX Ionenaustauscher-Säule (250 × 4,6 mm; Phenomenex, Torrance, USA) injiziert und die Analyten mit einer Flußrate von 1 ml min und einem linearen Ammoniumformiat-Gradienten (2 bis 600 mM über 25 min) eluiert. Die Quantifizierung von dTDP-Glukose, dTDP-4-Dehydro-6-Deoxy-D-Glukose, dTDP-6-Deoxy-L-Mannose und dTDP-4-Dehydro-6-Deoxy-L-Mannose erfolgt dann über ihre UV-Absorption mit einem Photodiodenarray-Detektor (DAD). Das Absorptionsmaximum von Thymidin liegt bei 267 nm. Die Kalibration erfolgt mittels authentischer Nukleotidzucker (Sigma-Aldrich, München, USA).
  • Es werden erfindungsgemäß Zellen bevorzugt, die gesteigerte Aktivitäten folgender Enzymkombinationen aufweisen:
    E4E5, E4E6, E4E7, E5E6, E5E7, E6E7, E4E5E6, E4E5E7, E5E6E7, E4E6E7, E4E5E6E7,
    wovon die Kombination
    E4E5E6E7
    besonders bevorzugt ist.
  • Es kann erfindungsgemäß vorteilhaft sein, wenn die erfindungsgemäße Zelle in der Fettsäure-Biosynthese derart gentechnisch verändert wurde, dass die enzymatischen Reaktionen, die zur Umsetzung von Acyl-ACP und Malonyl-Coenzym A zu 3-Ketoacyl-ACP und/oder zur Umsetzung von 3-Ketoacyl-ACP zu (R)-3-Hydroxyalkanoyl-ACP führen, verstärkt werden.
  • Zusätzlich oder alternativ kann es erfindungsgemäß vorteilhaft sein, wenn die erfindungsgemäße Zelle in der Fettsäure-Biosynthese derart gentechnisch verändert wurde, dass die enzymatischen Reaktionen, die zur Umsetzung von (R)-3-Hydroxyalkanoyl-ACP zu trans-2-Enoyl-ACP und/oder zur Umsetzung von trans-2-Enoyl-ACP zu Acyl-ACP führen, abgeschwächt werden.
  • Genauso vorteilhaft kann es sein, wenn die erfindungsgemäße Zelle in der β-Oxidation von Fettsäuren derart gentechnisch verändert wurde, dass die enzymatischen Reaktionen, die zur Umsetzung von Acyl-Coenzym A zu trans-2-Enoyl-Coenzym A und/oder zur Umsetzung von trans-2-Enoyl-Coenzym A zu (S)-3-Hydroxyalkanoyl-Coenzym A führen, verstärkt werden.
  • Zusätzlich oder alternativ kann es erfindungsgemäß vorteilhaft sein, wenn die erfindungsgemäße Zelle in der β-Oxidation von Fettsäuren derart gentechnisch verändert wurde, dass die enzymatischen Reaktionen, die zur Umsetzung von (S)-3-Hydroxyalkanoyl-Coenzym A zu 3-Ketoacyl-Coenzym A und/oder zur Umsetzung von 3-Ketoacyl-Coenzym A zu Acyl-Coenzym A und Acetyl-Coenzym A führen, abgeschwächt werden.
  • Zur Übersicht vergleiche 1.
  • Da sich die erfindungsgemäße Zellen vorteilhaft zur Herstellung von Rhamnolipiden verwenden lassen und da diese Lipide anschließend gegebenenfalls aufgereinigt werden, ist es vorteilhaft, wenn die erfindungsgemäßen Zellen eine gegenüber ihrem Wildtyp erhöhte Aktivität mindestens eines Enzyms E8 aufweisen, welches den Export eines Rhamnolipids der allgemeinen Formel (I) aus der Zelle in das umgebende Medium katalysiert.
  • Bevorzugt werden in diesem Zusammenhang Proteine E8 ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus
    ein Enzym E8 mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 8, Seq ID Nr. 24, Seq ID Nr. 26 oder Seq ID Nr. 28 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, bevorzugt bis zu 20%, besonders bevorzugt bis zu 15% insbesondere bis zu 10, 9, 8, 7, 6, 5, 4, 3, 2, 1% der Aminosäurereste gegenüber der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 8, Seq ID Nr. 24, Seq ID Nr. 26 oder Seq ID Nr. 28 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 50%, bevorzugt 65%, besonders bevorzugt 80%, insbesondere mehr als 90% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 8, Seq ID Nr. 24, Seq ID Nr. 26 oder Seq ID Nr. 28 besitzt, wobei unter enzymatischer Aktivität für ein Enzym E8 die Fähigkeit verstanden wird, ein Rhamnolipid der allgemeinen Formel (I) aus der Zelle in das umgebende Medium zu exportieren.
  • Eine weitere, bevorzugte Ausführungsform erfindungsgemäßer Zellen ist dadurch gekennzeichnet, dass sie mindestens eine der unten genannten erfindungsgemäßen Nukleinsäuren oder Vektoren aufweist.
  • Erfindungsgemäße Zellen lassen sich vorteilhaft zur Herstellung von Rhamnolipiden verwenden.
  • Somit ist ein weiterer Gegenstand der Erfindung die Verwendung erfindungsgemäßer Zellen zur Herstellung von Verbindungen der allgemeinen Formel (I).
  • Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung von Rhamnolipiden der allgemeinen Formel (I), wobei
    m = 2, 1 oder 0, insbesondere 1 oder 0,
    n = 1 oder 0, insbesondere 1,
    R1 und R2 = unabhängig voneinander gleicher oder verschiedener organischer Rest mit 2 bis 24, bevorzugt 5 bis 13 Kohlenstoffatomen, insbesondere gegebenenfalls verzweigter, gegebenenfalls substituierter, insbesondere hydroxy-substituierter, gegebenenfalls ungesättigter, insbesondere gegebenenfalls einfach, zweifach oder dreifach ungesättigter, Alkylrest, bevorzugt solcher ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus Pentenyl-, Heptenyl, Nonenyl, Undekenyl und Tridekenyl und (CH2)o-CH3 mit o = 1 bis 23, bevorzugt 4 bis 12, umfassend die Verfahrensschritte
    • I) in Kontakt Bringen der erfindungsgemäßen Zelle mit einem Medium beinhaltend eine Kohlenstoffquelle
    • II) Kultivieren der Zelle unter Bedingungen, die es der Zelle ermöglichen, aus der Kohlenstoffquelle Rhamnolipid zu bilden und
    • III) gegebenenfalls Isolierung der gebildeten Rhamnolipide.
  • Die erfindungsgemäßen, gentechnisch veränderten Zellen können kontinuierlich oder diskontinuierlich im batch-Verfahren (Satzkultivierung) oder im fed-batch-Verfahren (Zulaufverfahren) oder repeated-fed-batch-Verfahren (repetitives Zulaufverfahren) zum Zwecke der Produktion der vorstehend genannten Produkte mit dem Nährmedium in Kontakt gebracht und somit kultiviert werden. Denkbar ist auch ein semi-kontinuierliches Verfahren, wie es in der GB-A-1009370 beschrieben wird. Eine Zusammenfassung über bekannte Kultivierungsmethoden sind im Lehrbuch von Chmiel („Bioprozesstechnik 1. Einführung in die Bioverfahrenstechnik" (Gustav Fischer Verlag, Stuttgart, 1991)) oder im Lehrbuch von Storhas („Bioreaktoren und periphere Einrichtungen", Vieweg Verlag, Braunschweig/Wiesbaden, 1994) beschrieben.
  • Das zu verwendende Kulturmedium muss in geeigneter Weise den Ansprüchen der jeweiligen Stämme genügen. Beschreibungen von Kulturmedien verschiedener Hefestämme sind beispielsweise in „Nonconventional yeast in biotechnology" (Hrsg. Klaus Wolf, Springer-Verlag Berlin, 1996) enthalten.
  • Als Kohlenstoffquelle können Kohlehydrate wie z. B. Glukose, Saccharose, Arabinose, Xylose, Laktose, Fructose, Maltose, Melasse, Stärke, Cellulose und Hemicellulose, pflanzliche und tierische Öle und Fette wie z. B. Sojaöl, Distelöl, Erdnussöl, Hanföl, Jatrophaöl, Kokosnussfett, Kürbiskernöl, Leinöl, Maisöl, Mohnöl, Nachtkerzenöl, Olivenöl, Palmkernöl, Palmöl, Rapsöl, Sesamöl, Sonnenblumenöl, Traubenkernöl, Walnussöl, Weizenkeimöl und Kokosfett, Fettsäuren, wie z. B. Caprylsäure, Caprinsäure, Laurinsäure, Myristinsäure, Palmitinsäure, Palmitolensäure, Stearinsäure, Arachidonsäure, Behensäure, Ölsäure, Linolsäure, Linolensäure, Gamma-Linolensäure und deren Methyl- oder Ethylester sowie Fettsäuregemische, Mono-, Di- und Triglyceride mit den gerade erwähnten Fettsäuren, Alkohole wie z. B. Glyzerin, Ethanol und Methanol, Kohlenwasserstoffe wie Methan, kohlenstoffhaltige Gase und Gasgemische, wie CO, CO2, Synthese- oder Rauchgas, Aminosäuren wie L-Glutamat oder L-Valin oder organische Säuren wie z. B. Essigsäure verwendet werden. Diese Stoffe können einzeln oder als Mischung verwendet werden. Besonders bevorzugt ist der Einsatz von Kohlehydraten, insbesondere von Monosacchariden, Oligosacchariden oder Polysacchariden, als Kohlenstoffquelle wie dies in US 6,01,494 und US 6,136,576 beschrieben ist sowie von Kohlenwasserstoffen, insbesondere von Alkanen, Alkenen und Alkinen sowie den daraus abgeleiteten Monocarbonsäuren und den aus diesen Monocarbonsäuren abgeleiteten Mono-, Di- und Triglyceriden, sowie von Glyzerin und Acetat. Ganz besonders bevorzugt sind Mono-, Di- und Triglyceride, enthaltend die Veresterungsprodukte von Glyzerin mit Caprylsäure, Caprinsäure, Laurinsäure, Myristinsäure, Palmitinsäure, Palmitolensäure, Stearinsäure, Arachidonsäure, Behensäure, Ölsäure, Linolsäure, Linolensäure und/oder Gamma-Linolensäure.
  • Ein großer Vorteil der vorliegenden Erfindung ist es, dass die erfindungsgemäßen Zellen Rhamnolipide von einfachsten Kohlenstoffquellen wie beispielsweise Glukose, Saccharose oder Glyzerin zu bilden vermögen, so dass eine Bereitstellung von längerkettigen C-Quellen im Medium während des erfindungsgemäßen Verfahrens nicht notwendig ist. Somit ist es bei mangelnder Verfügbarkeit vorteilhaft, dass das Medium in Schritt I) des erfindungsgemäßen Verfahren keine oder keine nachweisbaren Mengen an Carbonsäuren mit einer Kettenlänge von größer sechs Kohlenstoffatomen oder von diesen ableitbare Ester oder Glyceride enthält.
  • Als Stickstoffquelle können organische stickstoffhaltige Verbindungen wie Peptone, Hefeextrakt, Fleischextrakt, Malzextrakt, Maisquellwasser, Sojabohnenmehl und Harnstoff oder anorganische Verbindungen wie Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid, Ammoniumphosphat, Ammoniumcarbonat und Ammoniumnitrat, Ammoniak, Ammoniumhydroxid oder Ammoniakwasser verwendet werden. Die Stickstoffquellen können einzeln oder als Mischung verwendet werden.
  • Als Phosphorquelle können Phosphorsäure, Kaliumdihydrogenphosphat oder Dikaliumhydrogenphosphat oder die entsprechenden Natrium-haltigen Salze verwendet werden. Das Kulturmedium muss weiterhin Salze von Metallen enthalten wie z. B. Magnesiumsulfat oder Eisensulfat, die für das Wachstum notwendig sind. Schließlich können essentielle Wuchsstoffe wie Aminosäuren und Vitamine zusätzlich zu den oben genannten Stoffen eingesetzt werden. Dem Kulturmedium können überdies geeignete Vorstufen zugesetzt werden. Die genannten Einsatzstoffe können zur Kultur in Form eines einmaligen Ansatzes hinzugegeben oder in geeigneter Weise während der Kultivierung zugefüttert werden.
  • Zur pH-Kontrolle der Kultur werden basische Verbindungen wie Natriumhydroxid, Kaliumhydroxid, Ammoniak bzw. Ammoniakwasser oder saure Verbindungen wie Phosphorsäure oder Schwefelsäure in geeigneter Weise eingesetzt. Zur Kontrolle der Schaumentwicklung können Antischaummittel wie z. B. Fettsäurepolyglykolester eingesetzt werden. Zur Aufrechterhaltung der Stabilität von Plasmiden können dem Medium geeignete selektiv wirkende Stoffe wie z. B. Antibiotika hinzugefügt werden. Um aerobe Bedingungen aufrechtzuerhalten, werden Sauerstoff oder sauerstoffhaltige Gasmischungen wie z. B. Luft in die Kultur eingetragen.
  • Die Temperatur der Kultur liegt normalerweise bei mehr als 20°C, vorzugsweise bei mehr als 25°C, sie kann auch mehr als 40°C betragen, wobei vorteilhafterweise eine Kultivierungstemperatur von 95°C, besonders bevorzugt 90°C und am meisten bevorzugt 80°C nicht überschritten wird.
  • Im Schritt III) des erfindungsgemäßen Verfahrens können die durch die Zellen gebildeten Rhamnolipide gegebenenfalls aus den Zellen und/oder dem Nährmedium isoliert werden, wobei zur Isolierung alle dem Fachmann bekannten Methoden zur Isolierung von niedermolekularen Substanzen aus komplexen Zusammensetzungen in Betracht kommen wie beispielsweise Filtration, Extraktion, Adsorption (Chromatographie) oder Kristallisation.
  • Darüber hinaus enthält die Produktphase Reste an Biomasse und verschiedene Verunreinigungen, wie Öle, Fettsäuren und andere Nährmedienbestandteile. Die Abtrennung der Verunreinigungen erfolgt bevorzugt in einem lösungsmittelfreien Prozess. So kann zum Beispiel die Produktphase mit Wasser verdünnt werden, um die Einstellung des pH-Werts zu erleichtern. Produkt- und wässrige Phase können dann homogenisiert werden, indem die Rhamnolipide durch Senken oder Anheben des pH-Werts durch Säuren oder Laugen in eine wasserlösliche Form überführt werden. Potentiell kann die Solubilisierung der Rhamnolipide in der wässrigen Phase durch Inkubation bei höheren Temperaturen, z. B. bei 60 bis 90°C, und konstantes Mischen unterstützt werden. Durch anschließendes Anheben oder Senken des pH-Werts durch Laugen oder Säuren können dann die Rhamnolipide wieder in eine wasserunlösliche Form überführt werden, so dass sie leicht von der wässrigen Phase getrennt werden können. Die Produktphase kann dann noch ein- oder mehrmals mit Wasser gewaschen werden, um wasserlösliche Verunreinigungen zu entfernen.
  • Ölreste können beispielsweise durch Extraktion mittels geeigneter Lösungsmittel vorteilhafterweise mittels organischer Lösungsmittel abgetrennt werden. Bevorzugt wird als Lösungsmittel ein Alkan wie z. B. n-Hexan.
  • Die Abtrennung des Produkts von der wässrigen Phase kann alternativ zu dem oben beschriebenen lösungsmittelfreien Prozess mit einem geeigneten Lösungsmittel, z. B. einem Ester wie beispielsweise Ethylacetat oder Butylacetat erfolgen. Die genannten Extraktionsschritte können in beliebiger Reihenfolge durchgeführt werden. Hierbei werden vorzugsweise Lösungsmittel eingesetzt, insbesondere organische Lösungsmittel. Bevorzugt wird als Lösungsmittel n-Pentanol. Zur Entfernung des Lösungsmittels erfolgt beispielsweise eine Destillation. Anschließend kann das lyophilisierte Produkt, beispielsweise mittels chromatographischer Methoden, weiter aufgereinigt werden.
  • Beispielhaft seien an dieser Stelle die Fällung mittels geeigneter Lösungsmittel, die Extraktion mittels geeigneter Lösungsmittel, die Komplexierung, beispielsweise mittels Cyclodextrinen oder Cyclodextrin-Derivaten, die Kristallisation, die Aufreinigung bzw. Isolierung mittels chromatographischer Methoden oder die Überführung der Rhamnolipide in leicht abtrennbare Derivate genannt.
  • Die mit dem erfindungsgemäßen Verfahren herstellbaren Rhamnolipide sind ebenfalls Gegenstand der vorliegenden Erfindung, insbesondere auch die oben beschriebenen, mit erfindungsgemäßem Verfahren herstellbaren Rhamnolipid-Mischungen.
  • Die mit dem erfindungsgemäßen Verfahren herstellbaren Rhamnolipide und Mischungen lassen sich vorteilhaft in Reinigungsmitteln, in kosmetischen oder pharmazeutischen Formulierungen sowie in Pflanzenschutz-Formulierungen einsetzen.
  • Somit ist ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung die Verwendung der mit dem erfindungsgemäßen Verfahren erhaltenen Rhamnolipide zur Herstellung von kosmetischen, dermatologischen oder pharmazeutischen Formulierungen, von Pflanzenschutz-Formulierungen sowie von Pflege- und Reinigungsmitteln und Tensidkonzentraten.
  • Unter dem Begriff „Pflegemittel” wird hier eine Formulierung verstanden, die den Zweck erfüllt, einen Gegenstand in seiner ursprünglichen Form zu erhalten, die Auswirkungen äußerer Einflüsse (z. B. Zeit, Licht, Temperatur, Druck, Verschmutzung, chemische Reaktion mit anderen, mit dem Gegenstand in Kontakt tretenden reaktiven Verbindungen) wie beispielsweise Altern, Verschmutzen, Materialermüdung, Ausbleichen, zu mindern oder zu vermeiden oder sogar gewünschte positive Eigenschaften des Gegenstandes zu verbessern. Für letzten Punkt sei etwa ein verbesserter Haarglanz oder eine größere Elastizität des betrachteten Gegenstandes genannt.
  • Unter „Pflanzenschutz-Formulierungen” sind solche Formulierungen zu verstehen, die von der Art ihrer Herrichtung nach augenfällig zum Pflanzenschutz verwendet werden; dies ist insbesondere dann der Fall, wenn in der Formulierung mindestens eine Verbindung aus den Klassen der Herbizide, Fungizide, Insektizide, Akarizide, Nematizide, Schutzstoffe gegen Vogelfraß, Pflanzennährstoffe und Bodenstrukturverbesserungsmittel enthalten ist. Erfindungsgemäß bevorzugt werden mit dem erfindungsgemäßen Verfahren hergestellten Rhamnolipide in Pflege- und Reinigungsmitteln für Haushalt, Industrie, insbesondere für harte Oberflächen, Leder oder Textilien verwendet.
  • Einen Beitrag zur Lösung der Aufgabe leistet eine isolierte Nukleinsäure, welche mindestens jeweils eine Sequenz ausgewählt aus den drei Gruppen [A1 bis G1], [A2 bis G2] und [A3 bis G3] aufweist,
    wobei
    die Gruppe [A1 bis G1] aus den folgenden Sequenzen besteht:
    • A1a) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 1, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxydekanoyl-ACP über 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekanoyl-ACP zu 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • B1a) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A1a) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 1,
    • C1a) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 2 umfasst, und das bevorzugt in der Lage ist, 3-Hydroxydekanoyl-ACP über 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekanoyl-ACP zu 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • D1a) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A1a) bis C1a), besonders bevorzugt nach Gruppe A1a), zu mindestens 70%, besonders bevorzugt zu mindestens 90%, darüber hinaus bevorzugt zu mindestens 95% und am meisten bevorzugt zu mindestens 99% identisch ist, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxydekanoyl-ACP über 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekanoyl-ACP zu 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • E1a) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A1a) bis D1a), besonders bevorzugt nach Gruppe A1a), hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxydekanoyl-ACP über 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekanoyl-ACP zu 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • F1a) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base, vorzugsweise von mindestens 2 Basen, darüber hinaus bevorzugt von mindestens 5 Basen und am meisten bevorzugt mindestens 10 Basen, jedoch vorzugsweise von nicht mehr als 100 Basen, besonders bevorzugt von nicht mehr als 50 Basen und am meisten bevorzugt von nicht mehr als 25 Basen erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A1a) bis E1a), besonders bevorzugt nach Gruppe A1a), wobei dieses Derivat vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxydekanoyl-ACP über 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekanoyl-ACP zu 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • G1a) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A1a) bis F1a), besonders bevorzugt nach Gruppe A1a),
    • A1b) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 17, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxytetradekanoyl-ACP über 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekanoyl-ACP zu 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • B1b) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A1b) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 17,
    • C1b) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 18 umfasst, und das bevorzugt in der Lage ist, 3-Hydroxytetradekanoyl-ACP über 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekanoyl-ACP zu 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • D1b) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A1b) bis C1b), besonders bevorzugt nach Gruppe A1b), zu mindestens 70%, besonders bevorzugt zu mindestens 90%, darüber hinaus bevorzugt zu mindestens 95% und am meisten bevorzugt zu mindestens 99% identisch ist, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxytetradekanoyl-ACP über 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekanoyl-ACP zu 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • E1b) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A1b) bis D1b), besonders bevorzugt nach Gruppe A1b), hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxytetradekanoyl-ACP über 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekanoyl-ACP zu 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • F1b) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base, vorzugsweise von mindestens 2 Basen, darüber hinaus bevorzugt von mindestens 5 Basen und am meisten bevorzugt mindestens 10 Basen, jedoch vorzugsweise von nicht mehr als 100 Basen, besonders bevorzugt von nicht mehr als 50 Basen und am meisten bevorzugt von nicht mehr als 25 Basen erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A1b) bis E1b), besonders bevorzugt nach Gruppe A1b), wobei dieses Derivat vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxytetradekanoyl-ACP über 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekanoyl-ACP zu 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen, und
    • G1b) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A1b) bis F1b), besonders bevorzugt nach Gruppe A1b), und die Gruppe [A2 bis G2] aus den folgenden Sequenzen besteht:
    • A2a) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 3, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • B2a) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A2a) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 3,
    • C2a) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 4 umfasst, und welches bevorzugt in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • D2a) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A2a) bis C2a), besonders bevorzugt nach Gruppe A2a), zu mindestens 80%, besonders bevorzugt zu mindestens 90%, darüber hinaus bevorzugt zu mindestens 95% und am meisten bevorzugt zu mindestens 99% identisch ist, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • E2a) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A2a) bis D2a), besonders bevorzugt nach Gruppe A2a), hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • F2a) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base, vorzugsweise von mindestens 2 Basen, darüber hinaus bevorzugt von mindestens 5 Basen und am meisten bevorzugt mindestens 10 Basen, jedoch vorzugsweise von nicht mehr als 100 Basen, besonders bevorzugt von nicht mehr als 50 Basen und am meisten bevorzugt von nicht mehr als 25 Basen erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A2a) bis E2a), besonders bevorzugt nach Gruppe A2a), wobei dieses Derivat vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • G2a) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A2a) bis F2a), besonders bevorzugt nach Gruppe A2a),
    • A2b) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 19, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • B2b) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A2b) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 19,
    • C2b) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 20 umfasst, und welches bevorzugt in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • D2b) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A2b) bis C2b), besonders bevorzugt nach Gruppe A2b), zu mindestens 70%, besonders bevorzugt zu mindestens 90%, darüber hinaus bevorzugt zu mindestens 95% und am meisten bevorzugt zu mindestens 99% identisch ist, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • E2b) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A2b) bis D2b), besonders bevorzugt nach Gruppe A2b), hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • F2b) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base, vorzugsweise von mindestens 2 Basen, darüber hinaus bevorzugt von mindestens 5 Basen und am meisten bevorzugt mindestens 10 Basen, jedoch vorzugsweise von nicht mehr als 100 Basen, besonders bevorzugt von nicht mehr als 50 Basen und am meisten bevorzugt von nicht mehr als 25 Basen erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A2b) bis E2b), besonders bevorzugt nach Gruppe A2b), wobei dieses Derivat vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen, und G2b) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A2b) bis F2b), besonders bevorzugt nach Gruppe A2b), und die Gruppe [A3 bis G3] aus den folgenden Sequenzen besteht:
    • A3a) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 5, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • B3a) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A3a) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 5,
    • C3a) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 6 umfasst, und welches bevorzugt in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • D3a) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A3a) bis C3a), besonders bevorzugt nach Gruppe A3a), zu mindestens 80%, besonders bevorzugt zu mindestens 90%, darüber hinaus bevorzugt zu mindestens 95% und am meisten bevorzugt zu mindestens 99% identisch ist, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • E3a) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A3a) bis D3a), besonders bevorzugt nach Gruppe A3a), hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • F3a) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base, vorzugsweise von mindestens 2 Basen, darüber hinaus bevorzugt von mindestens 5 Basen und am meisten bevorzugt mindestens 10 Basen, jedoch vorzugsweise von nicht mehr als 100 Basen, besonders bevorzugt von nicht mehr als 50 Basen und am meisten bevorzugt von nicht mehr als 25 Basen erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A3a) bis E3a), besonders bevorzugt nach Gruppe A3a), wobei dieses Derivat vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäurezu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen,
    • G3a) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A3a) bis F3a), besonders bevorzugt nach Gruppe A3a),
    • A3b) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 21, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • B3b) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A3b) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 21,
    • C3b) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 22 umfasst, und welches bevorzugt in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • D3b) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A3b) bis C3b), besonders bevorzugt nach Gruppe A3b), zu mindestens 60%, besonders bevorzugt zu mindestens 90%, darüber hinaus bevorzugt zu mindestens 95% und am meisten bevorzugt zu mindestens 99% identisch ist, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • E3b) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A3b) bis D3b), besonders bevorzugt nach Gruppe A3b), hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, wobei diese Sequenz vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen,
    • F3b) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base, vorzugsweise von mindestens 2 Basen, darüber hinaus bevorzugt von mindestens 5 Basen und am meisten bevorzugt mindestens 10 Basen, jedoch vorzugsweise von nicht mehr als 100 Basen, besonders bevorzugt von nicht mehr als 50 Basen und am meisten bevorzugt von nicht mehr als 25 Basen erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A3b) bis E3b), besonders bevorzugt nach Gruppe A3b), wobei dieses Derivat vorzugsweise für ein Protein oder Peptid kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen, und
    • G3b) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A3b) bis F3b), besonders bevorzugt nach Gruppe A3b).
  • Die „Nukleotid-Identität” oder „Aminosäure-Identität” wird hier mit Hilfe bekannter Verfahren bestimmt. Generell werden besondere Computerprogramme mit Algorithmen unter Berücksichtigung spezieller Erfordernisse verwendet.
  • Bevorzugte Verfahren zur Bestimmung der Identität erzeugen zunächst die größte Übereinstimmung zwischen den zu vergleichenden Sequenzen. Computer-Programme zur Bestimmung der Identität umfassen, sind jedoch nicht beschränkt auf, das GCG-Programmpaket, einschließlich
    GAP (Deveroy, J. et al., Nucleic Acid Research 12 (1984), Seite 387, Genetics Computer Group University of Wisconsin, Medicine (Wi), und BLASTP, BLASTN und FASTA (Altschul, S. et al., Journal of Molecular Biology 215 (1990), Seiten 403–410. Das BLAST-Programm kann erhalten werden vom National Center For Biotechnology Information (NCBI) und aus weiteren Quellen (BLAST Handbuch, Altschul S. et al., NCBI NLM NIH Bethesda ND 22894; Altschul S. et al., vorstehend).
  • Der bekannte Smith-Waterman Algorithmus kann ebenso zur Bestimmung der Nukleotid-Identität verwendet werden.
  • Bevorzugte Parameter für die Bestimmung der „Nukleotid-Identität” sind bei Verwendung des BLASTN-Programms (Altschul, S. et al., Journal of Molecular Biology 215 (1990), Seiten 403–410:
    Expect Threshold: 10
    Word size: 28
    Match Score: 1
    Mismatch Score: –2
    Gap costs: Linear
  • Die vorstehenden Parameter sind die default-Parameter im Nukleotidsequenzvergleich.
  • Das GAP-Programm ist ebenso zur Verwendung mit den vorstehenden Parametern geeignet.
  • Bevorzugte Parameter für die Bestimmung der „Aminosäure-Identität” sind bei Verwendung des BLASTP-Programms (Altschul, S. et al., Journal of Molecular Biology 215 (1990), Seiten 403–410:
    Expect Threshold: 10
    Word size: 3
    Matrix: BLOSUM62
    Gap costs: Existence: 11; Extension: 1
    Compositional adjustments: Conditional compositional score matrix adjustment
  • Die vorstehenden Parameter sind die default-Parameter im Aminosäuresequenzvergleich. Das GAP-Programm ist ebenso zur Verwendung mit den vorstehenden Parametern geeignet.
  • Eine Identität von 60% gemäß dem vorstehenden Algorithmus bedeutet im Zusammenhang mit der vorliegenden Erfindung 60% Identität. Das gleiche gilt für höhere Identitäten.
  • Das Merkmal „Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde” weist auf eine Sequenz hin, die unter vorzugsweise stringenten Bedingungen mit dem Gegenstrang einer Bezugssequenz hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde. Beispielsweise können die Hybridisierungen bei 68°C in 2 × SSC oder nach dem Protokoll des Digoxigenin-Labelling-Kits der Firma Boehringer (Mannheim) durchgeführt werden. Bevorzugte Hybridisierungsbedingungen sind z. B. Inkubation bei 65°C über Nacht in 7% SDS, 1% BSA, 1 mM EDTA, 250 mM Natriumphosphatpuffer (pH 7,2) und nachfolgendes Waschen bei 65°C mit 2 × SSC; 0,1% SDS.
  • Zu den Derivaten der erfindungsgemäßen isolierten DNA, welche gemäß Alternative F1), F2) oder F3) durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion einer oder mehrerer Basen einer Sequenz nach einer der Gruppen A1) bis E1), A2) bis E2) und A3) bis E3) erhalten werden können, gehören insbesondere solche Sequenzen, welche in dem Protein, welches sie kodieren, zu konservativen Aminosäureaustauschen, wie z. B. dem Austausch von Glycin gegen Alanin oder von Asparaginsäure gegen Glutaminsäure führen. Solche funktionsneutralen Mutationen werden als Sinnmutationen (sense mutations) bezeichnet und führen zu keiner grundsätzlichen Veränderung der Aktivität des Polypeptids. Weiterhin ist bekannt, dass Änderungen am N- und/oder C-Terminus eines Polypeptids dessen Funktion nicht wesentlich beeinträchtigen oder dieses sogar stabilisieren können, so dass dementsprechend auch DNA-Sequenzen, bei denen am 3'-Ende oder am 5'-Ende der Sequenz mit den erfindungsgemäßen Nukleinsäuren Basen angefügt sind, von der vorliegenden Erfindung umfasst sind. Angaben hierzu findet der Fachmann unter anderem bei Ben-Bassat et al. (Journal of Bacteriology 169: 751–757 (1987)), bei O'Regan et al. (Gene 77: 237–251 (1989)), bei Sahin-Toth et al. (Protein Sciences 3: 240–247 (1994)), bei Hochuli et al. (Bio/Technology 6: 1321–1325 (1988)) und in bekannten Lehrbüchern der Genetik und Molekularbiologie.
  • Die erfindungsgemäße Nukleinsäure ist bevorzugt ein Vektor, insbesondere ein Expressionsvektor oder eine Genüberexpressionskassette. Als Vektoren kommen alle dem Fachmann bekannten Vektoren in Betracht, die üblicherweise zum Einschleusen von DNA in eine Wirtzelle eingesetzt werden. Diese Vektoren können sowohl autonom replizieren, da sie Replikationsursprünge, wie etwa jenen des 2μ-Plasmids oder ARS (autonom replizierende Sequenzen) besitzen oder in die Chromosomen integrieren (nicht-replikative Plasmide). Unter Vektoren werden auch lineare DNA-Fragmente verstanden, die keinerlei Replikationsursprünge besitzen, wie etwa Geninsertions- oder Genüberexpressionskassetten.
  • Genüberexpressionskassetten bestehen üblicherweise aus einem Marker, den überzuexprimierenden Genen sowie für die Expression der Gene relevanten regulatorischen Bereichen, wie etwa Promotoren und Terminatoren. Bevorzugte Vektoren sind ausgewählt aus der Gruppe umfassend Plasmide und Kassetten, wie etwa E. coli-Hefe-Shuttle-Plasmide, besonders bevorzugt sind Expressionsvektoren, Geninsertions- oder Genüberexpressionskassetten, insbesondere die unten beschriebenen Vektoren Seq ID Nr. 38, Seq ID Nr. 40, Seq ID Nr. 42, Seq ID Nr. 45 und Seq ID Nr. 47.
  • Gemäß einer bevorzugten Ausführungsform des erfindungsgemäßen Vektors liegen die Sequenzen der Gruppen [A1 bis G1], [A2 bis G2] und [A3 bis G3] unter der Kontrolle mindestens eines konstitutiven oder regulierbaren Promotors, welcher zur Expression des von diesen DNA-Sequenzen kodierten Polypeptids in der Zelle eines Mikroorganismus, vorzugsweise einer Bakterien-, Hefe- oder Pilzzelle, wobei Aspergillus nidulans, Aspergillus niger, Alcaligenes latus, Bacillus megaterium, Bacillus subtilis, Brevibacterium flavum, Brevibacterium lactofermentum, Burkholderia andropogonis, B. brasilensis, B. caledonica, B. caribensis, B. caryophylli, B. fungorum, B. gladioli, B. glathei, B. glumae, B. graminis, B. hospita, B. kururiensis, B. phenazinium, B. phymatum, B. phytofirmans, B. plantarii, B. sacchari, B. singaporensis, B. sordidicola, B. terricola, B. tropica, B. tuberum, B. ubonensis, B. unamae, B. xenovorans, B. anthina, B. pyrrocinia, B. thailandensis, Candida blankii, Candida rugosa, Corynebacterium glutamicum, Corynebacterium efficiens, Escherichia coli, Hansenula polymorpha, Kluveromyces lactis, Methylobacterium extorquens, Paracoccus versutus, Pseudomonas argentinensis, P. borbori, P. citronellolis, P. flavescens, P. mendocina, P. nitroreducens, P. oleovorans, P. pseudoalcaligenes, P. resinovorans, P. straminea, P. aurantiaca, P. aureofaciens, P. chiororaphis, P. fragi, P. lundensis, P. taetrolens, P. antarctica, P. azotoformans, 'P. blatchfordae', P. brassicacearum, P. brenneri, P. cedrina, P. corrugata, P. fluorescens, P. gessardii, P. libanensis, P. mandelii, P. marginalis, P. mediterranes, P. meridiana, P. migulae, P. mucidolens, P. orientalis, P. panacis, P. proteolytica, P. rhodesiae, P. synxantha, P. thivervalensis, P. tolaasii, P. veronii, P. denitrificans, P. pertucinogena, P. cremoricolorata, P. fulva, P. monteilii, P. mosselii, P. parafulva, P. putida, P. balearica, P. stutzeri, P. amygdali, P. avellanae, P. caricapapayae, P. cichorii, P. coronafaciens, P. ficuserectae, 'P. helianthi', P. meliae, P. savastanoi, P. syringae, P. tomato, P. viridiflava, P. abietaniphila, P. acidophila, P. agarici, P. alcaliphila, P. alkanolytica, P. amyloderamosa, P. asplenii, P. azotifigens, P. cannabina, P. coenobios, P. congelans, P. costantinii, P. cruciviae, P. deihiensis, P. excibis, P. extremorientalis, P. frederiksbergensis, P. fuscovaginae, P. gelidicola, P. grimontii, P. indica, P. jessenii, P. jinjuensis, P. kilonensis, P. knackmussii, P. koreensis, P. lini, P. lutea, P. moraviensis, P. otitidis, P. pachastrellae, P. palleroniana, P. papaveris, P. peli, P. perolens, P. pose, P. pohangensis, P. psychrophila, P. psychrotolerans, P. rathonis, P. reptilivora, P. resiniphila, P. rhizosphaerae, P. rubescens, P. salomonii, P. segitis, P. septica, P. simiae, P. suis, P. thermotolerans, P. aeruginosa, P. tremae, P. trivialis, P. turbinellae, P. tuticorinensis, P. umsongensis, P. vancouverensis, P. vranovensis, P. xanthomarina, Ralstonia eutropha, Rhodospirillum rubrum, Rhodobacter sphaeroides, Saccharomyces cerevisiae, Yarrowia lipolytica, Zymomonas mobilis,
    insbesondere Pseudomonas putida, Escherichia coli und Burkholderia thailandensis besonders bevorzugt sind, geeignet ist. Beispiele für konstitutive Promotoren sind lac, lacUV5, tac, trc (jeweils in Abwesenheit des LacI-Repressors in den erfindungsgemäßen Zellen), Ltet-O1 (in Abwesenheit des TetR-Repressors in den erfindungsgemäßen Zellen), T5 und gap. Beispiele für induzierbare Promotoren sind lac, lacUV5, tac, trc (jeweils in Gegenwart des LacI-Repressors in den erfindungsgemäßen Zellen), Ltet-O1 (in Gegenwart des TetR-Repressors in den erfindungsgemäßen Zellen), T5 (in Kombination mit einem lac-Operator und der Gegenwart des LacI-Repressors in den erfindungsgemäßen Zellen), SP6 und T7 (in Gegenwart des das die kognate RNA-Polymerase kodierenden Genes, dessen Expression seinerseits reguliert ist). Der erfindungsgemäße Vektor sollte neben einem Promotor vorzugsweise eine Ribosomenbindungsstelle sowie einen Terminator umfassen. Dabei ist es besonders bevorzugt, dass die erfindungsgemäße Nukleinsäure in eine Expressionskassette des Vektors umfassend den Promotor, die Ribosomenbindungsstelle und den Terminator eingebaut ist. Neben den vorstehend genannten strukturellen Elementen kann der Vektor des Weiteren dem Fachmann bekannte Selektionsgene umfassen.
  • Alle angegebenen Prozent (%) sind wenn nicht anders angegeben Massenprozent.
  • In den nachfolgend aufgeführten Beispielen wird die vorliegende Erfindung beispielhaft beschrieben, ohne dass die Erfindung, deren Anwendungsbreite sich aus der gesamten Beschreibung und den Ansprüchen ergibt, auf die in den Beispielen genannten Ausführungsformen beschränkt sein soll.
  • Kurze Beschreibung der Figuren:
  • 1: Fettsäure-Biosynthese, β-Oxidation von Fettsäuren und Verknüpfung dieser Stoffwechselwege mit der Biosynthese von Rhamnolipiden (Enzyme E1, E2 und E3) und Polyhydroxyalkanoaten (Enzyme E9 und E10). Dargestellt sind die Kohlenstoffflüsse in Fettsäure-Biosynthese, β-Oxidation von Fettsäuren, Rhamnolipid-Biosynthese und Polyhydroxyalkanoat-Biosynthese. Verbrauch und Bildung von Coenzymen, Redoxäquivalenten sowie Nukleotiden sind nicht gezeigt.
  • 2: Dirhamnosyllipidbildung (mg/l/OD 600 nm) der rekombinanten Stämme P. putida KT2440 pBBR1MCS-2 und pBBR1MCS-2::ABC sowie GPp104 pBBR1MCS-2 und pBBR1MCS-2::ABC nach 48 h, 72 h und 96 h Kultivierung in CMP-Medium. Die Analyse der Rhamnolipidkonzentration erfolgte mittels HPLC.
  • 3: Monorhamnosyllipidbildung (Peaklfläche/OD 600 nm) der rekombinanten Stämme P. putida KT2440 pBBR1MCS-2, pBBR1MCS-2::AB und pBBR1MCS-2::ABM sowie GPp104 pBBR1MCS-2, pBBR1MCS-2::AB und pBBR1MCS-2::ABM nach 48 h, 72 h und 96 h Kultivierung in CMP-Medium. Die Analyse der Rhamnolipidkonzentration erfolgte mittels HPLC.
  • Beispiele:
  • Konstruktion eines Vektors pBBR1MCS-2::AB zur heterologen Expression der Pseudomonas aeruginosa 1707 Gene rhlA und rhlB in Pseudomonas putida
  • Zur heterologen Expression der Pseudomonas aeruginosa DSM1707 Gene rhlA und rhlB wurde das Plasmid pBBR1MCS-2::AB (Seq ID Nr. 38) konstruiert. Dazu wurde das synthetische Operon rhlAB (Seq ID Nr. 37) von der Firma GeneArt AG (Regensburg) synthetisiert und im kommerziellen Vektor pMA (GeneArt AG) zwischenkloniert. Grundlage für die Synthese war die bereits bekannte genomische Sequenz des Pseudomonas aeruginosa DSM1707. Ausgehend vom Vektor pMA::AB wurde das synthetische Operon mittels BglII und XbaI aus dem Vektor geschnitten und anschließend in den mit BamHI und XbaI geschnittenen Expressionsvektor pBBR1MCS-2 (Seq ID Nr. 49) (beschrieben bei Kovach et al., 1995: Four new derivatives of the broad-host-range cloning vector pBBR1MCS carrying different antibiotic-resistance cassettes. Gene, 166: 175–176) ligiert. Das resultierende Plasmid pBBR1MCS-2::AB (Seq ID Nr. 38) ist 7422 Basenpaare groß. Die Ligation sowie die Transformation chemisch kompetenter E. coli DH5α-Zellen (Gibco-BRL, Karlsruhe) erfolgte in dem Fachmann bekannter Art und Weise. Die Authentizität des Inserts wurde durch DNA-Sequenzanalyse überprüft.
  • Die Transformation von Pseudomonas putida KT2440 und GPp104 mit den Vektoren pBBR1MCS-2 (Seq ID Nr. 49) und pBBR1MCS-2::AB erfolgte wie vorbeschrieben (Iwasaki et al. Biosci. Biotech. Biochem. 1994. 58(5): 851–854). Die Plasmid-DNA von 10 Klonen wurde isoliert und analysiert. Die erhaltenen, die Plasmide tragenden Stämme wurden P. putida KT2440 pBBR1MCS-2, P. putida GPp104 pBBR1MCS-2, P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::AB bzw. P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::AB genannt.
  • Konstruktion eines Vektors pBBR1MCS-2::ABC zur heterologen Expression der Pseudomonas aeruginosa DSM1707 Gene rhlA, rhlB und rhlC in Pseudomonas putida
  • Zur heterologen Expression der Pseudomonas aeruginosa DSM1707 Gene rhlA, rhlB und rhlC wurde das Plasmid pBBR1MCS-2::ABC (Seq ID Nr. 40) konstruiert. Dazu wurde das synthetische Operon rhlABC (Seq ID Nr. 39) von der Firma GeneArt AG (Regensburg) synthetisiert und im kommerziellen Vektor pMA (GeneArt AG) zwischenkloniert. Grundlage für die Synthese war die bereits bekannte genomische Sequenz des Pseudomonas aeruginosa DSM1707. Ausgehend vom Vektor pMA::ABC wurde das synthetische Operon mittels BglII und XbaI aus dem Vektor geschnitten und anschließend in den mit BamHI und XbaI geschnittenen Expressionsvektor pBBR1MCS-2 (Seq ID Nr. 49) (Kovach et al., 1995: Four new derivatives of the broad-host-range cloning vector pBBR1MCS carrying different antibiotic-resistance cassettes. Gene, 166: 175–176) ligiert. Das resultierende Plasmid pBBR1MCS-2::ABC (Seq ID Nr. 40) ist 8409 Basenpaare groß. Die Ligation sowie die Transformation chemisch kompetenter E. coli DH5α-Zellen (Gibco-BRL, Karlsruhe) erfolgte in dem Fachmann bekannter Art und Weise. Die Authentizität des Inserts wurde durch DNA-Sequenzanalyse überprüft.
  • Die Transformation von Pseudomonas putida KT2440 und GPp104 mit dem Vektor pBBR1MCS-2::ABC erfolgte wie vorbeschrieben (Iwasaki et al. Biosci. Biotech. Biochem. 1994. 58(5): 851–854). Die Plasmid-DNA von je 10 Klonen wurde isoliert und analysiert. Die erhaltenen, die Plasmide tragenden Stämme wurden P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC bzw. P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC genannt.
  • Konstruktion eines Vektors pBBR1MCS-2::ABM zur heterologen Expression der Pseudomonas aeruginosa DSM1707 Gene rhlA, rhlB und pa1131 in Pseudomonas putida
  • Zur heterologen Expression der Pseudomonas aeruginosa DSM1707 Gene rhlA, rhlB und pa1131 wurde das Plasmid pBBR1MCS-2::ABM (Seq ID Nr. 42) konstruiert. Dazu wurde das synthetische Operon rhlAB-pa1131 (Seq ID Nr. 41) von der Firma GeneArt AG (Regensburg) synthetisiert und im kommerziellen Vektor pMA (GeneArt AG) zwischenkloniert. Grundlage für die Synthese war die bereits bekannte genomische Sequenz des Pseudomonas aeruginosa DSM1707. Ausgehend vom Vektor pMA::ABM wurde das synthetische Operon mittels BglII und XbaI aus dem Vektor geschnitten und anschließend in dem mit BamHI und XbaI geschnittenen Expressionsvektor pBBR1MCS-2 (Seq ID Nr. 49) (Kovach et al., 1995: Four new derivatives of the broad-host-range cloning vector pBBR1MCS carrying different antibiotic-resistance cassettes. Gene, 166: 175–176) ligiert. Das resultierende Plasmid pBBR1MCS-2::ABM (Seq ID Nr. 42) ist 8702 Basenpaare groß. Die Ligation sowie die Transformation chemisch kompetenter E. coli DH5α-Zellen (Gibco-BRL, Karlsruhe) erfolgte in dem Fachmann bekannter Art und Weise. Die Authentizität des Inserts wurde durch DNA-Sequenzanalyse überprüft.
  • Die Transformation von Pseudomonas putida KT2440 und GPp104 mit dem Vektor pBBR1MCS-2::ABM erfolgte wie vorbeschrieben (Iwasaki et al. Biosci. Biotech. Biochem. 1994. 58(5): 851–854). Die Plasmid-DNA von je 10 Klonen wurde isoliert und analysiert. Die erhaltenen, die Plasmide tragenden Stämme wurden P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABM bzw. P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABM genannt.
  • Quantifizierung der Rhamnolipidproduktion durch rekombinante P. putida-Stämme
  • Die rekombinanten Stämme P. putida KT2440 pBBR1MCS-2; P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::AB; P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC; P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABM; P. putida GPp104 PBBR1MCS-2; P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::AB, P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABM wurden auf LB-Agar-Kanamycin (50 μg/ml)-Platten kultiviert.
  • Zur Produktion der Rhamnolipide wurde das im Folgenden als CMP-Medium bezeichnete Medium verwendet. Dieses besteht aus 2% (w/v) Glukose, 0,007% (w/v) KH2PO4, 0,11% Na2HPO4 × 2H2O, 0,2% (w/v) NaNO3, 0,04% (w/v) MgSO4 × H2O, 0,01% (w/v) CaCl2 × 2H2O und 0,2% (v/v) einer Spurenelementlösung. Diese besteht aus 0,2% (w/v) FeSO4 × 7H2O, 0,15% (w/v) MnSO4 × H2O und 0,06% (w/v) (NH4)MO7O24 × 4H2O. Der pH-Wert des Mediums wurde mit NaOH auf 6,7 eingestellt und das Medium folgend mittels Autoklav (121°C, 20 min) sterilisiert. Ein Einstellen des pH-Wertes während der Kultivierung war nicht nötig.
  • Zur Untersuchung der Rhamnolipidproduktion im Schüttelkolben wurde zunächst eine Vorkultur angesetzt. Hierzu wurde eine Impföse eines frisch auf LB-Agar-Platte ausgestrichenen Stammes verwendet und 10 ml LB-Medium in einem 100 ml Erlenmeyerkolben beimpft. Alle rekombinanten P. putida Stämme wurden im LB-Medium, dem 50 μg/ml Kanamycin zugesetzt wurde. Die Kultivierung der Stämme erfolgte bei 30°C und 200 rpm über Nacht.
  • Die Vorkulturen wurden verwendet, um 50 ml CMP-Medium im 250 ml Erlenmeyerkolben zu beimpfen (Start-OD600 0,1). Die Kulturen wurden bei 200 rpm und 30°C für maximal 120 h kultiviert. Im Abstand von 24 h wurde eine Probe von 1 ml Brühe dem Kulturkolben entnommen. Die Probenvorbereitung für die nachfolgenden chromatographischen Analysen erfolgte folgendermaßen:
    Mit einer Verdrängerpipette (Combitip) wurde in einem 2 ml-Reaktionsgefäß 1 ml Aceton vorgelegt und das Reaktionsgefäß zur Minimierung von Verdunstung unmittelbar verschlossen. Es folgte die Zugabe von 1 ml Brühe. Nach Vortexen des Brühe/Acetongemisches wurde dieses für 3 min bei 13.000 rpm abzentrifugiert, und 800 μl des Überstands in ein HPLC-Gefäß überführt.
  • Zum Nachweis und zur Quantifizierung von Rhamnolipiden wurde ein Evaporative Light Scattering Detektor (Sedex LT-ELSD Model 85LT) benutzt. Die eigentliche Messung wurde mittels Agilent Technologies 1200 Series (Santa Clara, Kalifornien) und der Zorbax SB-C8 Rapid Resolution Säule (4,6 × 150 mm, 3,5 μm, Agilent) durchgeführt. Das Injektionsvolumen betrug 5 μl und die Laufzeit der Methode lag bei 20 min. Als mobile Phase wurde wässrige 0,1% TFA (Trifluoressigsäure, Lösung A) und Methanol (Lösung B) verwendet. Die Säulentemperatur betrug 40°C. Als Detektoren dienten der ELSD (Detektortemperatur 60°C) und der DAD (Diodenarray, 210 nm). Der in der Methode verwendete Gradient war:
    t [min] Lösung B vol.-% Fluss [ml/min]
    0,00 70% 1,00
    15,00 100% 1,00
    15,01 70% 1,00
    20,00 70% 1,00
  • Während P. putida KT2440 pBBR1MCS-2 und GPp104 pBBR1MCS-2 keine Rhamnolipide produzierten, war in den rekombinanten Stämmen P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::AB, P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC, P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABM, P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::AB, P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABM die Bildung von unterschiedlichen Rhamnolipidspezies feststellbar (2 und 3).
  • Durch die Einbringung des pBBR1MCS-2::AB bzw. pBBR1MCS-2::ABM in P. putida konnten Monorhamnosyllipide generiert werden (3). Da kein Referenzmaterial für Monorhamnosyllipide vorhanden war, erfolgte die Identifizierung der Produkte durch Analyse der entsprechenden Massenspuren und der MS2-Spektren bei LC-MS.
  • Wurde zusätzlich rhlC (pBBR1MCS-2::ABC) in die Stämme eingebracht, so wurden Mono- und Dirhamnosyllipide produziert (2).
  • Der direkte vergleich der Rhamnolipidbildung durch P. putida pBBR1MCS-2::AB bzw. P. putida pBBR1MCS-2::ABM zeigt, dass die Coexpression von P. aeruginosa p3111 mit P. aeruginosa rhlAB zu einer Verbesserung der Rhamnolipidbiosynthese führt (3). Während die Stämme P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::AB und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::AB etwa 39 (P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::AB) bzw. 23 Peakflächen Rhamnolipide/OD 600 nm (P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::AB) nach 120 h produziert hatten, bildeten die Stämme P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABM und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABM etwa 50 (P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABM) bzw. 62 Peakflächen Rhamnolipide/OD 600 nm (P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABM) nach 120 h.
  • Wurde die Monorhamnosyllipidsynthese der Stämme P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABM und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABM verglichen, so konnten in der PHA-negativen Mutante P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABM 62 Peakflächen/OD 600 nm (120 h Kultivierung) und mit P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABM 50 Area/OD 600 nm Monorhamnosyllipide detektiert werden (3).
  • Eine vergleichende Analyse der Dirhamnosyllipidbildung (mg/l/OD 600 nm) in den Stämmen P. putida KT2440 und GPp104 zeigte ebenfalls eine stärkere Bildung der Dirhamnosyllipide im PHA-negativen Stammhintergrund des P. putida GPp104. P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC bildete durchschnittlich 113 mg/l/OD 600 nm Dirhamnosyllipide (96 h), wohingegen mit P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC nur 55 mg/L/OD 600 nm Dirhamnosyllipide nach 96 h nachzuweisen waren (2).
  • Somit konnte gezeigt werden, dass die Verwendung eines bezüglich PHA-Synthese abgeschwächten Stammhintergrunds zu einer Verbesserung der Rhamnolipidbiosynthese führt.
  • Qualitativer Vergleich der Rhamnolipidproduktion durch rekombinante P. putida-Stämme und P. aeruginosa-Stämme
  • Die rekombinanten Stämme P. putida GPp104 pBBR1MCS-2 und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABMC sowie P. aeruginosa DSM19880 wurden auf LB-Agar-Kanamycin (50 μg/ml; P. putida)- bzw. LB-Agar-Platten (P. aeruginosa) kultiviert.
  • Zur Produktion der Rhamnolipide wurde das im Folgenden als CMP-Medium bezeichnete Medium verwendet. Dieses besteht aus 2% (w/v) Glukose, 0,007% (w/v) KH2PO4, 0,11% Na2HPO4 × 2H2O, 0,2% (w/v) NaNO3, 0,04% (w/v) MgSO4 × H2O, 0,01% (w/v) CaCl2 × 2H2O und 0,2% (v/v) einer Spurenelementlosung. Diese besteht aus 0,2% (w/v) FeSO4 × 7H2O, 0,15% (w/v) MnSO4 × H2O und 0,06% (w/v) (NH4)MO7O24 × 4H2O. Der pH-Wert des Mediums wurde mit NaOH auf 6,7 eingestellt und das Medium folgend mittels Autoklav (121°C, 20 min) sterilisiert. Ein Einstellen des pH-Wertes während der Kultivierung war nicht nötig.
  • Zur Untersuchung der Rhamnolipidproduktion im Schüttelkolben wurde zunächst eine Vorkultur angesetzt. Hierzu wurde eine Impföse eines frisch auf LB-Agar-Platte ausgestrichenen Stammes verwendet und 10 ml LB-Medium in einem 100 ml Erlenmeyerkolben beimpft. Die rekombinanten P. putida Stämme wurden im LB-Medium, dem 50 μg/ml Kanamycin zugesetzt wurde, kultiviert. P. aeruginosa wurde im LB-Medium kultiviert. Die Kultivierung der Stämme erfolgte bei 30°C und 200 rpm über Nacht.
  • Die Vorkulturen wurden verwendet, um 50 ml CMP-Medium im 250 ml Erlenmeyerkolben zu beimpfen (Start-OD600 0,1). Die Kulturen wurden bei 200 rpm und 30°C für maximal 120 h kultiviert. Im Abstand von 24 h wurde eine Probe von 1 ml Brühe dem Kulturkolben entnommen.
  • Die Probenvorbereitung für die nachfolgenden chromatographischen Analysen erfolgte folgendermaßen:
    Mit einer Verdrängerpipette (Combitip) wurde in einem 2 ml-Reaktionsgefäß 1 ml Aceton vorgelegt und das Reaktionsgefäß zur Minimierung von Verdunstung unmittelbar verschlossen.
  • Es folgte die Zugabe von 1 ml Brühe. Nach Vortexen des Brühe/Acetongemisches wurde dieses für 3 min bei 13.000 rpm abzentrifugiert, und 800 μl des Überstands in ein HPLC-Gefäß überführt.
  • Für die Identifizierung der entstandenen Produkte wurden 5 μl in eine UPLC-Anlage Accela (Thermo Scientific, Dreieich) injiziert. Die zu untersuchenden Substanzen wurden mit einer semi UPLC-Säule „Pursuit XRs ULTRA (C8, 2,8 μm, 2,1 × 100 mm) (Varian, Darmstadt) analysiert.
  • Die Trennung erfolgte innerhalb von. 25 min mittels eines Gradienten bestehend aus der mobilen Phase A1 (H2O, 0,1% (v/v) TFA) und der mobilen Phase B1 (Methanol, 0,1% (v/v) TFA) mit einer Flussrate von 0,3 ml/min bei 40°C. Der zeitliche Verlauf des Gradienten war der folgende:
    Zeit [mm] Mobile Phase A1 [%] Mobile Phase B1 [%]
    0 30 70
    15 0 100
    25 0 100
    25,01 30 70
    32 30 70
  • Die Detektion erfolgte mittels DAD-Detektor im Wellenlängenbereich von 200–600 nm sowie massenselektiv mit einem hochauflösenden FT-ICR Massenspektrometer LTQ-FT (Thermo Scientific, Dreieich) im Scanbereich m/z 100 1000. Die Ionisierung erfolgte mittels ESI (electrospray ionization). Exakte Massen und chemische Summenformeln wurden mit Hilfe des FT-ICR Massenanalysators, mit einer Auflösung von R = 100000 und einer Massengenauigkeit von ≤ 2 ppm ermittelt. Wie in 4 dargestellt bildete der Stamm P. putida GPp104 pBBR1MCS-2 keinerlei Rhamnolipide. P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABMC sowie P. aeruginosa DSM19880 bildeten Rhamnolipide, wobei das Verhältnis zwischen gebildeten Diund Monorhamnosyllipiden bei P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABMC etwa bei 4:1, bei P. aeruginosa DSM19880 etwa bei 2:1 lag. Außerdem bildete der Stamm P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABMC im Gegensatz zu P. aeruginosa DSM19880 keine oder nur sehr wenige Rhamnolipide mit einem über R1 und R2 bestimmten Rest abgeleitet von 3-Hydroxyoctanoyl-3-Hydroxydekansäure oder 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxyoctansäure.
  • Konstruktion eines Vektors pBBR1MCS-2::rfbBDAC und pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC zur heterologen Expression in Pseudomonas putida
  • Bei der Firma Trenzyme GmbH (Konstanz) wurde ausgehend von chromosomaler DNA des Pseudomonas putida KT2440 das Rhamnose-Biosyntheseoperon rfbBDAC amplifiziert. Dazu wurden folgende Primer verwendet:
    Figure 00470001
  • Das erhaltende PCR Produkt wurde in Trenzyme's Alligator Cloning System zwischenkloniert und in E. coli DH5α (New England Biolabs; Frankfurt) transformiert. Vektoren unterschiedlicher Kandidaten wurden analysiert und sequenziert. Nach erfolgreicher und fehlerfreier DNA-Sequenzierung, wurde der Vektor mittels EcoRI geschnitten und das Zielfragment rfbBDAC isoliert. Für eine weitere Zwischenklonierung wurde der Vektor pBBR1MCS-2 (Kovach et al., 1995: Four new derivatives of the broad-host-range cloning vector pBBR1MCS carrying different antibiotic-resistance cassettes. Gene, 166: 175–176) auf die gleiche Art und Weise geschnitten. Das geschnittene Zielfragment (rfbBDAC) und der geschnittene Vektor (pBBR1MCS-2) wurden durch konventionelle Ligation zusammengeführt. Der entstandene Vektor pBBR1MCS-2::rfbBDAC (Seq ID Nr. 45) wurde ebenfalls in E. coli DH5α (New England Biolabs; Frankfurt) transformiert. Einige Kandidaten der Transformanten wurden hinsichtlich der erfolgreichen Aufnahme des Plasmids untersucht.
  • Der Vektor pBBR1MCS-2::rfbBDAC diente als Matrize für eine PCR. Es wurden folgende Oligonukleotide verwendet:
    Figure 00480001
  • Die PCR wurde mit der PhusionTM High-Fidelity Master Mix von New England Biolabs (Frankfurt) Polymerase durchgeführt. Sie erfolgte in dem Fachmann bekannter Art und Weise.
  • Die Zielsequenz (lac-Promotor und rfbBDAC) wurde ins Trenzyme Alligator Cloning System zwischenkloniert. E. coli DH5α (New England Biolabs; Frankfurt) Transformanten wurden selektioniert und die Plasmid-DNA verschiedener Kandidaten isoliert und sequenziert. Nachdem die Sequenz überprüft und auf die Richtigkeit untersucht worden ist, wurde der Vektor mit XbaI geschnitten. Das Zielfragment wurde in den ebenfalls mit XbaI geschnittenen pBBR1MCS-2::ABC (siehe oben) mittels herkömmlichen Ligierungsmethoden ligiert. Der erhaltende Zielvektor pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC (Seq ID Nr. 47) hat eine Größe von 12249 Basenpaare. Das Insert des Vektors wurde sequenziert. Die Durchführung der PCR, die Überprüfung der erfolgreichen Amplifikation der PCR mittels Agarosegel-Elektrophorese, Ethidiumbromidfärbung der DNA, Bestimmung der PCR-Fragmentgröße, Reinigung der PCR-Produkte und DNA-Konzentrationsbestimmung erfolgte in dem Fachmann bekannter Art und Weise.
  • Die Transformation von Pseudomonas putida KT2440 und GPp104 mit dem Vektor pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC erfolgte wie vorbeschrieben (Iwasaki et al. Biosci. Biotech. Biochem. 1994. 58(5): 851–854). Die Plasmid-DNA von je 10 Klonen wurde isoliert und analysiert. Die erhaltenen, die Plasmide tragenden Stämme werden P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC und P. putida GPp104 pBBR1MCS2::ABC_rfbBDAC genannt.
  • Quantifizierung der Rhamnolipidproduktion durch rekombinante P. putida-Stämme mit und ohne Überexpression des rfbBDAC-Operons
  • Die rekombinanten Stämme P. putida KT2440 pBBR1MCS-2; P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC, P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC, P. putida GPp104 pBBR1MCS-2, P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC werden auf LB-Agar-Kanamycin (50 μg/ml)-Platten kultiviert.
  • Zur Produktion der Rhamnolipide wird das im Folgenden als CMP-Medium bezeichnete Medium verwendet. Dieses besteht aus 2% (w/v) Glukose, 0,007% (w/v) KH2PO4, 0,11% Na2HPO4 × 2H2O, 0,2% (w/v) NaNO3, 0,04% (w/v) MgSO4 × H2O, 0,01% (w/v) CaCl2 × 2H2O und 0,2% (v/v) einer Spurenelementlösung. Diese besteht aus 0,2% (w/v) FeSO4 × 7H2O, 0,15% (w/v) MnSO4 × H2O und 0,06% (w/v) (NH4)MO7O24 × 4H2O. Der pH-Wert des Mediums wird mit NaOH auf 6,7 eingestellt und das Medium folgend mittels Autoklav (121°C, 20 min) sterilisiert. Ein Einstellen des pH-Wertes während der Kultivierung ist nicht nötig.
  • Zur Untersuchung der Rhamnolipidproduktion im Schüttelkolben wird zunächst eine Vorkultur angesetzt. Hierzu wird eine Impföse eines frisch auf LB-Agar-Platte ausgestrichenen Stammes verwendet und 10 ml LB-Medium in einem 100 ml Erlenmeyerkolben beimpft. Alle rekombinanten P. putida Stämme werden im LB-Medium, dem 50 μg/ml Kanamycin zugesetzt wird, kultiviert. Die Kultivierung der P. putida Stämme erfolge bei 30°C und 200 rpm über Nacht.
  • Die Vorkulturen werden verwendet, um 50 ml CMP-Medium im 250 ml Erlenmeyerkolben zu beimpfen (Start-OD600 0,1). Die Kulturen werden bei 200 rpm und 30°C für maximal 120 h kultiviert. Im Abstand von 24 h wird eine Probe von 1 ml Brühe dem Kulturkolben entnommen.
  • Die Probenvorbereitung für die nachfolgenden chromatographischen Analysen erfolgt folgendermaßen:
    Mit einer Verdrängerpipette (Combitip) wird in einem 2 ml-Reaktionsgefäß 1 ml Aceton vorgelegt und das Reaktionsgefäß zur Minimierung von Verdunstung unmittelbar verschlossen. Es folgt die Zugabe von 1 ml Brühe. Nach Vortexen des Brühe/Acetongemisches wird dieses für 3 min bei 13.000 rpm abzentrifugiert, und 800 μl des Überstands in ein HPLC-Gefäß überführt.
  • Zum Nachweis und zur Quantifizierung von Rhamnolipiden wird ein Evaporative Light Scattering Detektor (Sedex LT-ELSD Model 85LT) benutzt. Die eigentliche Messung wird mittels Agilent Technologies 1200 Series (Santa Clara, Kalifornien) und der Zorbax SB-C8 Rapid Resolution Säule (4,6 × 150 mm, 3,5 μm, Agilent) durchgeführt. Das Injektionsvolumen beträg 5 μl und die Laufzeit der Methode ist 20 min. Als mobile Phase wird wässrige 0,1% TFA (Trifluor-Essigsäure, Lösung A) und Methanol (Lösung B) verwendet. Die Säulentemperatur beträgt 40°C. Als Detektoren dienen der ELSD (Detektortemperatur 60°C) und der DAD (Diodenarray, 210 nm). Der in der Methode verwendete Gradient ist:
    t [min] Lösung B vol.-% Fluss [ml/min]
    0,00 70% 1,00
    15,00 100% 1,00
    15,01 70% 1,00
    20,00 70% 1,00
  • Während P. putida KT2440 pBBR1MCS-2 und GPp104 pBBR1MCS-2 keine Rhamnolipide produzieren, ist in den rekombinanten Stämmen P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC, P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC; P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC die Bildung von Rhamnolipiden feststellbar.
  • P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC zeigt im Vergleich zu P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC im Vergleich zu P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC eine verstärkte Bildung der Di- und Monorhamnosyllipide.
  • Dies zeigt deutlich den positiven Einfluss der Verstärkung der Expression von rfbBDAC auf die Bildung von Mono- und Dirhamnosyllipiden.
  • Wird die Mono- und Dirhamnosyllipidbiosynthese der Stämme P. putida KT2440 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC und P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC verglichen, so wird in der PHA-negativen Mutante P. putida GPp104 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC eine verstärkte Mono- und Dirhamnosyllipidsynthese detektiert.
  • Wie bereits oben beschrieben, ist bei der Verwendung eines in der PHA-Synthese inaktivierten Stammhintergrunds die Rhamnolipidbiosynthese verstärkt.
  • Generierung rekombinanter E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC und E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC
  • Die Transformation von E. coli W3110 erfolgte wie vorbeschrieben (Miller JH. A Short Course in Bacterial Genetics: A Laborstory Manual and Handbook for Escherichia coli and Related Bacteria. Plainview, NY: Cold Spring Harbor Lab. Press; 1992) mittels Elektroporation. Die Plasmid-DNA von je 10 Klonen wurde isoliert und analysiert. Die erhaltenen, die Plasmide tragenden Stämme wurden E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC und E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC genannt.
  • Quantifizierung der Rhamnolipidproduktion durch rekombinante E. coli-Stämme mit und ohne Überexpression des rfbBDAC-Operons
  • Die rekombinanten Stämme E. coli W3110 pBBR1MCS-2; E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC und E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC werden auf LB-Agar-Kanamycin (50 μg/ml)-Platten kultiviert.
  • Zur Produktion der Rhamnolipide wird das im Folgenden als CMP-Medium bezeichnete Medium verwendet. Dieses besteht aus 2% (w/v) Glukose, 0,007% (w/v) KH2PO4, 0,11% Na2HPO4 × 2H2O, 0,2% (w/v) NaNO3, 0,04% (w/v) MgSO4 × H2O, 0,01% (w/v) CaCl2 × 2H2O und 0,2% (v/v) einer Spurenelementlösung. Diese besteht aus 0,2% (w/v) FeSO4 × 7H2O, 0,15% (w/v) MnSO4 × H2O und 0,06% (w/v) (NH4)MO7O24 × 4H2O. Der pH-Wert des Mediums wird mit NaOH auf 6,7 eingestellt und das Medium folgend mittels Autoklav (121°C, 20 min) sterilisiert.
  • Ein Einstellen des pH-Wertes während der Kultivierung ist nicht nötig.
  • Zur Untersuchung der Rhamnolipidproduktion im Schüttelkolben wird zunächst eine Vorkultur angesetzt. Hierzu wird eine Impföse eines frisch auf LB-Agar-Platte ausgestrichenen Stammes verwendet und 10 ml LB-Medium in einem 100 ml Erlenmeyerkolben beimpft. Alle rekombinanten E. coli Stämme werden im LB-Medium, dem 50 μg/ml Kanamycin zugesetzt wird, kultiviert. Die Kultivierung der E. coli Stämme erfolge bei 37°C und 200 rpm über Nacht. Die Vorkulturen werden verwendet, um 50 ml CMP-Medium im 250 ml Erlenmeyerkolben zu beimpfen (Start-OD600 0,1). Die Kulturen werden bei 200 rpm und 30°C für maximal 120 h kultiviert. Im Abstand von 24 h wird eine Probe von 1 ml Brühe dem Kulturkolben entnommen. Die Probenvorbereitung für die nachfolgenden chromatographischen Analysen erfolgt folgendermaßen:
    Mit einer Verdrängerpipette (Combitip) wird in einem 2 ml-Reaktionsgefäß 1 ml Aceton vorgelegt und das Reaktionsgefäß zur Minimierung von Verdunstung unmittelbar verschlossen.
  • Es folgt die Zugabe von 1 ml Brühe. Nach Vortexen des Brühe/Acetongemisches wird dieses für 3 min bei 13.000 rpm abzentrifugiert, und 800 μl des Überstands in ein HPLC-Gefäß überführt.
  • Zum Nachweis und zur Quantifizierung von Rhamnolipiden wird ein Evaporative Light Scattering Detektor (Sedex LT-ELSD Model 85LT) benutzt. Die eigentliche Messung wird mittels Agilent Technologies 1200 Series (Santa Clara, Kalifornien) und der Zorbax SB-C8 Rapid Resolution Säule (4,6 × 150 mm, 3,5 μm, Agilent) durchgeführt. Das Injektionsvolumen betrag 5 μl und die Laufzeit der Methode ist 20 min. Als mobile Phase wird wässrige 0,1% TFA (Trifluor-Essigsäure, Lösung A) und Methanol (Lösung B) verwendet. Die Säulentemperatur beträgt 40°C. Als Detektoren dienen der ELSD (Detektortemperatur 60°C) und der DAD (Diodenarray, 210 nm). Der in der Methode verwendete Gradient ist:
    t [min] Lösung B vol.-% Fluss [ml/min]
    0,00 70% 1,00
    15,00 100% 1,00
    15,01 70% 1,00
    20,00 70% 1,00
  • Während E. coli W3110 pBBR1MCS-2 keine Rhamnolipide produziert, ist in den rekombinanten Stämmen E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC und E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC die Bildung von Mono- und Dirhamnosyllipiden feststellbar, wobei E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC_rfbBDAC signifikant mehr Mono- und Dirhamnosyllipide bildet als E. coli W3110 pBBR1MCS-2::ABC. Dies zeigt, dass die heterologe Expression von rhlABC aus Pseudomonas aeruginosa DSM1707 zur Bildung von Mono- und Dirhamnosyllipiden in E. coli führt. Dies zeigt weiterhin den positiven Einfluss der Verstärkung der Expression von rfbBDAC auf die Bildung von Mono- und Dirhamnosyllipiden.
  • ZITATE ENTHALTEN IN DER BESCHREIBUNG
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Claims (15)

  1. Zelle, welche mindestens ein Rhamnolipid der allgemeinen Formel (I) zu bilden vermag,
    Figure 00530001
    wobei m = 2, 1 oder 0, insbesondere 1 oder 0, n = 1 oder 0, insbesondere 1, R1 und R2 = unabhängig voneinander gleicher oder verschiedener organischer Rest mit 2 bis 24, insbesondere gegebenenfalls verzweigter, gegebenenfalls substituierter, insbesondere hydroxy-substituierter, gegebenenfalls ungesättigter, insbesondere gegebenenfalls einfach, zweifach oder dreifach ungesättigter, Alkylrest, dadurch gekennzeichnet, dass sie derart gentechnisch verändert wurde, dass sie verglichen zu ihrem Wildtyp eine gesteigerte Aktivität mindestens eines der Enzyme E1, E2 und E3 aufweist, wobei das Enzym E1 die Umsetzung von 3-Hydroxyalkanoyl-ACP über 3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkansäure-ACP zu Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkansäure zu katalysieren vermag, das Enzym E2 eine Rhamnosyltransferase I ist und die Umsetzung von dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkanoat zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkanoat zu katalysieren vermag und das Enzym E3 eine Rhamnosyltransferase II ist und die Umsetzung von dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkanoat zu α-L-rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-rhamnopyranosyl-3-Hydroxyalkanoyl-3-Hydroxyalkanoat zu katalysieren vermag.
  2. Zelle gemäß Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, die Enzyme E1, E2 und E3 ausgewählt werden aus der Gruppe bestehend aus, mindestens ein Enzym E1 ausgewählt aus ein Enzym E1a mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 2 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 2 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 2 besitzt, und ein Enzym E1b mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 18 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 18 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 18 besitzt, mindestens ein Enzym E2 ausgewählt aus ein Enzym E2a mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 4 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 4 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 4 besitzt, und ein Enzym E2b mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 20 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 20 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 20 besitzt, und mindestens ein Enzym E3 ausgewählt aus ein Enzym E3a mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 6 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 6 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 6 besitzt, und ein Enzym E3b mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 22 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 22 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 22 besitzt.
  3. Zelle gemäß Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass sie gesteigerte Aktivitäten einer Enzymkombination ausgewählt aus E2, E2E3 und E1E2E3 aufweist.
  4. Zelle gemäß mindestens einem der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass sie eine gesteigerte Aktivität der Enzymkombination E1E2E3 aufweist und n = 1 ist.
  5. Zelle gemäß mindestens einem der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass sie ausgewählt ist aus einer Gattung aus der Gruppe bestehend aus Aspergillus, Corynebacterium, Brevibacterium, Bacillus, Acinetobacter, Alcaligenes, Lactobacillus, Paracoccus, Lactococcus, Candida, Pichia, Hansenula, Kluyveromyces, Saccharomyces, Escherichia, Zymomonas, Yarrowia, Methylobacterium, Raistonia, Pseudomonas, Rhodospirillum, Rhodobacter, Burkholderia, Clostridium und Cupriavidus.
  6. Zelle gemäß mindestens einem der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass sie als Wildtyp Polyhydroxyalkanoate mit Kettenlängen von C6 bis C16 zu bilden vermag, insbesondere solche, die derart gentechnisch verändert wurde, dass sie verglichen zu ihrem Wildtyp weniger Polyhydroxyalkanoate zu bilden vermag.
  7. Zelle gemäß Anspruch 6, dadurch gekennzeichnet, dass die Zelle verglichen zu ihrem Wildtyp eine verminderte Aktivität mindestens eines Enzymes E9 oder E10 aufweist, wobei E9 eine Polyhydroxyalkanoat-Synthase, EC:2.3.1.- mit der Fähigkeit, 3-Hydroxyalkanoyl-Coenzym A zu Poly-3-Hydroxyalkansäure umzusetzen, insbesondere mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 30 oder Seq ID Nr. 32 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25%, der Aminosäurereste gegenüber der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 30 oder Seq ID Nr. 32 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 30 oder Seq ID Nr. 32 besitzt, und E10 eine 3-Hydroxyalkanoyl-ACP:Coenzym A Transferase mit der Fähigkeit, 3-Hydroxyalkanoyl-ACP zu 3-Hydroxyalkananoyl-Coenzym A umzusetzen, insbesondere mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 34 oder Seq ID Nr. 36 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 34 oder Seq ID Nr. 36 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 34 oder Seq ID Nr. 36 besitzt, darstellt.
  8. Zelle gemäß Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, dass die Zelle ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus P. putida GPp121, P. putida GPp122, P. putida GPp123, P. putida GPp124 und P. putida GPp104, P. putida KT42C1, P. putida KTOY01 oder P. putida KTOY02.
  9. Zelle gemäß mindestens einem der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass sie verglichen zu ihrem Wildtyp eine gesteigerte Aktivität mindestens eines der Enzyme ausgewählt aus der Gruppe bestehend aus mindestens ein Enzym E4, eine dTTP:α-D-Glukose-1-Phosphat Thymidylyltransferase, EC2.7.7.24, insbesondere mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 10 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 10 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 10 besitzt, mindestens ein Enzym E5, eine dTTP-Glukose-4,6-Hydrolyase, EC4.2:1.46, insbesondere mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 12 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 12 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 12 besitzt, mindestens ein Enzym E6, eine dTDP-4-Dehydrorhamnose-3,5-Epimerase, EC5:1.3.13, insbesondere mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 14 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 14 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 14 besitzt, und mindestens ein Enzym E7, eine dTDP-4-Dehydrorhamnose-Reduktase, EC1.1.1.133, insbesondere mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 16 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der Bezugssequenz Seq ID Nr. 16 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der Bezugssequenz Seq ID Nr. 16 besitzt, aufweist.
  10. Zelle gemäß mindestens einem der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass sie verglichen zu ihrem Wildtyp eine gesteigerte Aktivität mindestens eines Enzymes E8, welches den Export eines Rhamnolipids der allgemeinen Formel (I) aus der Zelle in das umgebende Medium katalysiert, bevorzugt mit Polypeptidsequenz Seq ID Nr. 8, Seq ID Nr. 24, Seq ID Nr. 26 oder Seq ID Nr. 28 oder mit einer Polypeptidsequenz bei der bis zu 25% der Aminosäurereste gegenüber der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 8, Seq ID Nr. 24, Seq ID Nr. 26 oder Seq ID Nr. 28 durch Deletion, Insertion, Substitution oder eine Kombination davon verändert sind und die noch mindestens 10% der enzymatischen Aktivität des Enzyms mit der jeweiligen Bezugssequenz Seq ID Nr. 8, Seq ID Nr. 24, Seq ID Nr. 26 oder Seq ID Nr. 28 besitzt, aufweist.
  11. Zelle gemäß mindestens einem der vorherigen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass sie mindestens eine Nukleinsäuren gemäß Anspruch 14 oder mindestens einen Vektor gemäß Anspruch 15 aufweist
  12. Ein weiterer Gegenstand der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung von Rhamnolipiden der allgemeinen Formel (I), umfassend die Verfahrensschritte I) in Kontakt Bringen einer Zelle gemäß mindestens einem der Ansprüche 1 bis 11 mit einem Medium beinhaltend eine Kohlenstoffquelle II) Kultivieren der Zelle unter Bedingungen, die es der Zelle ermöglichen, aus der Kohlenstoffquelle Rhamnolipid zu bilden und III) gegebenenfalls Isolierung der gebildeten Rhamnolipide.
  13. Verwendung der mit dem Verfahren gemäß Anspruch 12 erhaltenen Rhamnolipide zur Herstellung von kosmetischen, dermatologischen oder pharmazeutischen Formulierungen, von Pflanzenschutz-Formulierungen sowie von Pflege- und Reinigungsmitteln sowie Tensidkonzentraten.
  14. Isolierte Nukleinsäure, welche mindestens jeweils eine Sequenz ausgewählt aus den drei Gruppen [A1 bis G1], [A2 bis G2] und [A3 bis G3] aufweist, wobei die Gruppe [A1 bis G1] aus den folgenden Sequenzen besteht: A1a) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 1, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxydekanoyl-ACP über 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekanoyl-ACP zu 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen, B1a) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A1a) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 1, C1a) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 2 umfasst, D1a) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A1a) bis C1a) zu mindestens 70% identisch ist, E1a) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A1a) bis D1a) hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, F1a) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A1a) bis E1a), G1a) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A1a) bis F1a), A1b) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 17, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, 3-Hydroxytetradekanoyl-ACP über 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekanoyl-ACP zu 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen, B1b) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A1b) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 17, C1b) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 18 umfasst, D1b) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A1b) bis C1b) zu mindestens 70% identisch ist, E1b) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A1b) bis D1b) hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, F1b) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A1b) bis E1b) und G1b) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A1b) bis F1b) und die Gruppe [A2 bis G2] aus den folgenden Sequenzen besteht: A2a) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 3, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen, B2a) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A2a) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 3, C2a) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 4 umfasst, D2a) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A2a) bis C2a) zu mindestens 80% identisch ist, E2a) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A2a) bis D2a) hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, F2a) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A2a) bis E2a), G2a) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A2a) bis F2a), A2b) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 19, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und 3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen, B2b) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A2b) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 19, C2b) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 20 umfasst, D2b) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A2b) bis C2b) zu mindestens 70% identisch ist, E2b) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A2b) bis D2b) hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, F2b) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A2b) bis E2b) und G2b) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A2b) bis F2b) und die Gruppe [A3 bis G3] aus den folgenden Sequenzen besteht: A3a) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 5, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxydekanoyl-3-Hydroxydekansäure umzusetzen, B3a) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A3a) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 5, C3a) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 6 umfasst, D3a) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A3a) bis C3a) zu mindestens 80% identisch ist, E3a) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A3a) bis D3a) hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, F3a) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A3a) bis E3a), G3a) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A3a) bis F3a), A3b) eine Sequenz gemäß Seq ID Nr. 21, wobei diese Sequenz für ein Protein kodiert, welches in der Lage ist, dTDP-Rhamnose und α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure zu α-L-Rhamnopyranosyl-(1-2)-α-L-Rhamnopyranosyl-3-Hydroxytetradekanoyl-3-Hydroxytetradekansäure umzusetzen, B3b) eine intronfreie Sequenz, die von einer Sequenz nach A3b) abgeleitet ist und die das gleiche Protein oder Peptid kodiert wie die Sequenz nach Seq ID Nr. 21, C3b) eine Sequenz, die ein Protein oder Peptid kodiert, das die Aminosäuresequenz gemäß Seq ID Nr. 22 umfasst, D3b) eine Sequenz, die mit einer Sequenz nach einer der Gruppen A3b) bis C3b) zu mindestens 60% identisch ist, E3b) eine Sequenz, die mit dem Gegenstrang einer Sequenz nach einer der Gruppen A3b) bis D3b) hybridisiert oder unter Berücksichtigung der Degeneration des genetischen Codes hybridisieren würde, F3b) ein durch Substitution, Addition, Inversion und/oder Deletion mindestens einer Base erhaltenes Derivat einer Sequenz nach einer der Gruppen A3b) bis E3b) und G3b) eine komplementäre Sequenz zu einer Sequenz nach einer der Gruppen A3b) bis F3b).
  15. Vektor, insbesondere ein Expressionsvektor oder eine Genüberexpressionskassette, umfassend mindestens eine Nukleinsäuresequenz ausgewählt aus Seq ID Nr. 38, Seq ID Nr. 40, Seq ID Nr. 42, Seq ID Nr. 45, Seq ID Nr. 47 und Nukleinsäuren gemäß Anspruch 14.
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