Verfahren zur Herstellung einer antibiotischen Substanz In den letzten Jahren haben die von Erfolg be gleiteten Versuche, therapeutisch wertvolle Substan zen bei dem metabolischen Wachstum verschiedener Organismen zu erhalten, die Suche nach neuen und besseren Antibiotika, die bei Fermentationsprozessen entstehen, beschleunigt.
Der Wert von Antibiotika mit einem breiten Wirkungsspektrum, wie Penicillin, Streptomycin, Chlortetracyclin usw., ist anerkannt worden, und die Suche nach weiteren Substanzen dieser Art daraufhin stark intensiviert worden. Einen Gegenstand dieser Untersuchung bildet die Entwick lung von Antibiotika, die eine spezifischere Wirkungs weise zeigen bzw. die eine Aktivität gegenüber Orga nismen entwickeln, gegenüber denen die bisher ver fügbaren Antibiotika nur von begrenztem Wert sind.
Das Fehlen einer wirksamen Methode zur Behand lung von oberflächlichen und systemischen Mycosen ist bislang ein in der medizinischen Mycologie offen stehendes Problem, da es heute, wenn überhaupt, nur wenige antibiotische Substanzen gibt, die für diesen Zweck von allgemeinerem Wert sind.
Gegenstand der Erfindung ist nun ein Verfahren zur Herstellung einer neuen antibiotisch wirkenden Substanz, welche insbesondere auch gegen syste- mische Mycosen wirksam ist. Dieses Verfahren ist dadurch gekennzeichnet, dass man Streptomyces coelicolor var. aminophilus bei einer Temperatur zwi schen 15 und 40 in einem wässrigen Nährmedium, das assimilierbaren Stickstoff und Kohlenstoff ent hält, unter Belüftung kultiviert, das gebildete Mycel abtrennt, mit Wasser wäscht, danach mit einem Alkohol extrahiert,
den Alkoholextrakt zur Trockene eindampft, den dabei erhaltenen Rückstand mit Was ser aufnimmt und die wässrige Mischung der Ge friertrocknung unterwirft, wobei die antibiotische Substanz in Form eines gelben amorphen Rück standes erhalten wird. Das neue Antibiotikum, das nach dem Verfahren gemäss der Erfindung erhalten wird, hat sich sowohl in vitro als auch in vivo als wirksam erwiesen.
Es wird durch Kultivierung von Stämmen einer bis dahin unbekannten Streptomycesart erhalten, die bei der Culture Collection Section, Fermentation Division, des Northern Regional Research Laboratoriums des United States Department of Agriculture deponiert worden und infolgedessen auch dort erhältlich ist und der ständigen Sammlung von Kulturen von Mikro organismen unter der Bezeichnung NRRL 2390 einverleibt worden ist.
Der Mikroorganismus NRRL 2390 lässt sich wie folgt näher beschreiben: <I>1. Hauptmerkmale</I> a) Luftmycel: gelblichweiss bis gelblich; die Luft hyphen sind monopodial verzweigt, 0,4 m,tc Durch messer, wellig, selten in offenen Schlingen, keine wirklichen Spiralen (Luftmycel in der Mitte spärlich).
b) Die Konidien sind ellipsoidal und messen 0,3-0,4 mal 0,9-1,4 m,y.
c) Das vegetative Mycel ist verzweigt, 0,2 m,a Durchmesser.
d) Nichtchromogen.
e) Merkaptanähnlicher Geruch, besonders auf Glukose-Pepton-Medium. <I>2. Wachstumsmerkmale auf verschiedenen Medien</I> a) Nährstoff -Agar: schwaches weisses Luftmycel; gutes Wachstum eines grünlichgelben vegeta tiven Mycels; keine Bildung von löslichem Pigment.
b) Glukose-Pepton-Agar (Sabouraud): schwaches hellgelbes Luftmycel; gutes Wachstum eines grünlichgelben vegetativen Mycels; Bildung eines hellgrüngelben löslichen Pigmentes. c) Kartoffelschnitzel: schwaches, gelblichweisses Luft- mycel; gutes bis starkes Wachstum eines gelb lichen vegetativen Mycels; es wird eine braune Entfärbung am Ende des Schnitzels festgestellt; die Grösse des Schnitzels ist stark reduziert.
d) Rübenschnitzel: Wachstum in seiner Art ähnlich demjenigen auf Kartoffelschnitzel, jedoch lang samer.
e) Glukose-Calciummalat-NH4N03 Agar: schwaches, weisses Luftmycel; gutes Wachstum eines sehr hellgrünlichgelben vegetativen Mycels; es wird ein sehr helles grünlichgelbes, lösliches Pigment ge bildet.
f) Mannit-Calciummalat-Pepton-Agar: mässiges, hellgelbes Luftmycel; gutes Wachstum eines grünlichgelben vegetativen Mycels; es wird ein sehr helles, grünlichgelbes, lösliches Pigment ge bildet.
g) Glyzerin-NaN03 Agar: sehr schwaches Wachstum. h) Rohrzucker-NaN03 Agar: sehr schwaches Wachstum.
i) Kartoffel-Agar: mässiges Wachstum eines grün lichgräulichen vegetativen Mycels; es wird kein lösliches Pigment gebildet.
j) Kartoffel-Dextrose-Agar: schwaches, hellgelbes Luftmycel; mässiges Wachstum eines bräunlichen vegetativen Mycels; es wird kein lösliches Pigment gebildet.
k) Glukose-Hefeextrakt-Agar: mässiges, hellgrün liches Luftmycel; gutes Wachstum eines gelben vegetativen Mycels mit einem Stich ins grünliche; es wird ein grünlichgelbes, lösliches Pigment ge bildet.
L) Glyzerin-Asparagin-Agar: schwaches hellgelbes Luftmycel; gutes Wachstum eines gelblichen vege tativen Mycels, das dann bräunlich wird; es wird ein wenig rosafarbiges lösliches Pigment gebildet, das dann rötlichbraun wird.
m) Glukose-Asparagin-Agar: ähnliches Wachstum wie auf Glyzerin-Asparagin-Agar, mit der Aus nahme, dass nur sehr wenig rosafarbiges Pigment gebildet wird.
<I>3. Physiologische</I> Eigenschaften a) Lackmus-Milch: keine Koagulation; langsame Peptonisierung, in 30 Tagen fast klar; Bildung eines rötlichbraunen Ringes an der Oberfläche.
b) Gelatine: Verflüssigung der Rohrkulturen nach ungefähr 15 Tagen bei 301 C; keine Bildung eines löslichen Pigmentes.
c) Stärke: Hydrolyse.
d; Nitratreduktion: positiv. e) Indol-Produktion: negativ.
f) Kohlenstoff-Quellen-Ausnützung [Methode von Pridham und Gottlieb (1948)]: Verwertung von L-Arabinose und D-Mannit, Nichtverwertung von L-Rhamnose, Raffinose und Rohrzucker. g) Optimale Wachstums-Temperatur: 37, C, aber sonst kein nennenswerter Unterschied, ausgenom men für das Wachstumsmass, bei 25, 30 und 37 C.
h) Stickstoff-Quellen-Ausnützung: optimales Wachse tum bei Verwendung von organischen Stickstoff- Quellen und von anorganischen Nitraten.
<I>4. Antibiotische Eigenschaften</I> Der Mikroorganismus produziert ein Fungizides Antibiotika des Heptaen-Typs.
Streptomyces coelicolor ist eine Streptomyces-Art, welche Heptaen-Antibiotika produziert und zuerst von Müller im Jahre 1908 beschrieben worden ist. Der Organismus NRRL 2390 wurde mit dem ur sprünglichen Stamm von Müller verglichen und ebenso mit anderen Heptaen produzierenden Stäm men, einschliesslich der Organismen, welche die Anti biotika Candicidin und Ascosin produzieren. NRRL 2390 und diese Heptaen-Produzenten zeigen ähn liche Hauptmerkmale und Kultureigenschaften auf verschiedenen Medien, z.
B. das sehr schwache Wachstum, wie es auf Rohrzucker-Nitrat-Agar und Glyzerin-Nitrat-Agar beobachtet worden ist. Der Organismus NRRL 2390 gehört aus diesem Grunde zur Art Streptomyces coelicolor. Er unterscheidet sich von den anderen Haptaen produzierenden Stäm men dadurch, dass er nicht durch den spezifischen Phagus angegriffen wird, durch den alle anderen bekannten Stämme von Streptomyces coelicolor angegriffen werden.
Es wurde beobachtet, dass der Organismus NRRL 2390 gegen den Angriff dieses Phagus widerstandsfähig ist.
Der Organismus ist deshalb als neue und bisher nicht beobachtete Variation der Art Streptomyces coelicolor anzusehen. Der Variationsname amino- philus ist gewählt worden, weil dieser besondere Organismus eine organische Stickstoff-Quelle be nötigt. NRRL 2390 soll daher als Streptomyces coelicolor var. aminophilus bezeichnet werden.
Der Organismus wächst in einem wässrigen Kulturmedium, das eine Quelle für assimilierbaren Stickstoff, Kohlenhydrat und Mineralsalze enthält, schnell. Ein typisches Beispiel für ein solches Nähr medium ist eines, das aus 17,5 g dehydratisiertem Penassay Broth ( Bacto ) pro Liter hergestellt wird. Die wässrige Brühe wird in der Weise hergestellt, dass man den Nährstoff dem Wasser in dem angegebenen Verhältnis zufügt und die Fermentationsbrühe sterili siert, indem man sie im Autoklaven 45 Minuten auf 12l erhitzt.
Das Wachstum des Mikroorganismus findet unter Belüftung und submers statt. Das Ober flächenwachstum ist auch befriedigend. Das Nähr medium enthält pro 17,5-g-Einheiten 1,5 g Beef- Extrakt ( Bacto ), 1,5g Bacto-Hefe-Extrakt, 5,0 g Pepton ( Bacto ), 1,0 g Dextrose ( Bacto ), 3,5 g Natriumchlorid, 3,68g Dikaliumphosphat und 1,32 g Monokaliumphosphat. Das erfindungsgemässe Verfahren wird im einzel nen zweckmässig wie folgt durchgeführt:
Das Nähr medium wird mit einer Schüttelkultur des Organis mus, die in einem Erlenmeyer-Kolben bei Raumtem peratur vier Tage gewachsen ist, wobei 100 cm33 des oben genannten wässrigen Nährmediums verwendet wurden, beimpft. Die beimpfte Brühe ist klar, bern steinfarbig und das Wachstum der Kultur zeigt sich an der Bildung von kleinen Partikelchen in dem Kolben. Die Fermentierung findet in Anwesenheit von Luft statt und wird nach der Beimpfung mit der Schüttelkultur gewöhnlich 10 Tage durchgeführt, und zwar vorzugsweise bei etwa 20 . Die Temperatur wird bei konstantem Rühren durch die Einführung von steriler Luft auf dem gewünschten Wert gehalten.
Die Zuführungsgeschwindigkeit der Luft wird so eingestellt, dass gerade kein Schäumen verursacht wird, und die Luft kann mit einer Geschwindigkeit zwischen 0,5-2 Vol. Luft pro Vol. Brühe pro Minute zugeführt werden. Übermässiges Schäumen kann mit Antischaummitteln, wie Pflanzenölen, über wunden werden.
Nach zehntägigem Wachstum wird der Inhalt der Fermentierungsbehälter filtriert, um das Mycel von der Flüssigkeit abzutrennen. Die erzeugte aktive Substanz befindet sich in dem Mycel. Sie wird in der Weise isoliert, dass man das Mycel mit Wasser wäscht, um das inerte wasserlösliche Material daraus zu entfernen und dann das restliche Material mit einem Lösungsmittel, wie Methanol oder Butanol, extrahiert. Durch dieses Extraktionsverfahren wird das aktive fungizide Material von dem Mycel ge trennt. Es weist eine leicht basische Reaktion auf.
Die Extraktion des Mycels erfolgt gewöhnlich in mehreren Stufen, um eine maximale Ausbeute an aktiver fungizider Substanz zu erzielen. Es ist vor teilhaft, wenn man die Zellen des Mycels vor der Extraktion zum Platzen bringt. Bei der mehrstufigen Extraktion hat es sich erwiesen, dass etwa 5 Extrak tionsstufen gewöhnlich ausreichend sind, um den grössten Teil der aktiven Substanz abzutrennen. Für die Menge Mycel, die man aus 20 Litern fermentier tem Nährmedium erhält, werden in jeder der getrenn ten Extraktionsstufen etwa 1,5-2 Liter Methanol verwendet.
Die Extraktion führt man am besten in der Weise aus, dass man Mycel in Mischung mit Metanol einige Stunden bei Raumtemperatur rührt, und das Mycel von dem Methanol unter Benutzung eines geeigneten Filters, beispielsweise eines gesin terten Glasfilters, abfiltriert. Methanolfiltrate kön nen unter partiellem Vakuum eingedampft werden, und der gelbliche amorphe Rückstand wird in destil liertem Wasser aufgenommen. Die erhaltenen wäss- rigen Mischungen unterwirft man der Gefriertrock nung.
Die rohen pulverförmigen Fraktionen, die nach der Lyophilisierung erhalten werden, werden gewöhn lich miteinander vereinigt, wenn sie getrennt ver dampft und lyophilisiert worden waren, und sie kön nen weiter durch Chromatographierung gereinigt werden, um die Fraktionen grösster Aktivität abzu trennen.
Für die Chromatographierung benutzt man als Lösungsmittel am besten eine Mischung von 25 cm3 eines Gemisches von 3 Teilen normalem Propanol auf 1 Teil Wasser, 5 cm3 redestilliertem Benzol und 1 cm-3 Eisessig. Die gewünschte Fraktionierung erhält man bei Benutzung einer Absorptionskolonne, die mit Holzcellulose beigefüllt ist, der seinerseits in die Kolonne in Form einer Aufschlämmung in dem ge nannten Lösungsmittel eingeführt und dann an Ort und Stelle dicht gepackt wird.
Eine ausgezeichnete Trennung erreicht man in einer Apparatur, deren Absorptionskolonne einen Durchmesser von 22,2 cm hat, und in der die aufgeschlämmte Cellulose zu einer Höhe von 14 cm gepackt ist. Bis zur Verwen dung wird die Cellulose in der Kolonne mit dem Lösungsmittel während der ganzen Zeit feucht ge halten.
Um die gewünschte Fraktionierung durchzuführen, wird das vereinigte lyophilisierte Material mit Wasser verrührt, dann filtriert, und das zurückbleibende feste Material mit Wasser gewaschen, bis das Filtrat mit Silbernitrat keinen Niederschlag mehr gibt. Der Rückstand wird an der Luft getrocknet, auf die Ab sorptionskolonne gebracht, und das Lösungsmittel langsam durch den auf der Cellulose ruhenden Rück stand geschickt, und dann durch die Kolonne wan dern gelassen. Die unten aus der Kolonne austretende Lösung wird in Abständen von 30 Min. gesammelt, wobei gewöhnlich etwa 3-5 cm3 aufgefangen wer den.
Die auf diese Weise erhaltene Fraktion mit der grössten Aktivität wies eine Aktivität von mehr als<B>10000</B> E.jmg gegenüber einem Standard von 1000 E./mg für die vereinigten Materialien auf (nephelometrische Bestimmung). Bei der Unter suchungsmethode wurde C. albicans M 63 als Test organismus benutzt. Als Einheit wurde diejenige Aktivität gewählt, die in einem Mikrogramm des Ansatzes Nr. 5 dieses Materials enthalten ist.
Ein charakteristisches Infrarot-Absorptions-Spek- trum des aktiven Fungizids und Antibiotikums, das auf dem Salzfenster des Infrarotapparates verdampft wurde, ist in Fig. 1 dargestellt.
Dieses Infrarot- Absorptions-Spektrum zeigt eine OH- oder NH- Absorptionsbande bei etwa 3,5,u, eine CH-Bande bei etwa 3,4 ,u und eine Amidfunktion bei etwa 6,4 ,it. Ein charakteristisches Ultraviolett-Absorptions-Spek- trum ist in Fig. 2 dargestellt.
Die neue fungizide und antibiotische Substanz, die nach dem beschriebenen Fermentationsprozess erhalten wird, hat sich in vivo gegenüber Sporo- trichum-schenkii-Infektionen bei intrapaperitonealer Applikation als wirksam erwiesen. Dosierungen von 10-20 mg/kg Körpergewicht sind ausreichend.
Die minimale Inhibitionskonzentration der fungi- ziden Substanz in pg/cm3, die gegenüber bestimmten Organismen benötigt wird, ist in der nachfolgenden Tabelle aufgezeichnet.
EMI0004.0001
ATCC <SEP> Minimale <SEP> Inhibitionskonzentration <SEP> in <SEP> pg/cm3
<tb> Nr. <SEP> Name <SEP> Tage
<tb> 1 <SEP> 2 <SEP> 3 <SEP> 4 <SEP> 5 <SEP> 6 <SEP> 7 <SEP> 8 <SEP> 9
<tb> 9197 <SEP> Aspergillus <SEP> fumigatus <SEP> K.W. <SEP> 31,2 <SEP> 31,2 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> 10124 <SEP> Aspergillus <SEP> flavus <SEP> K.W. <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> 10522 <SEP> Gliocladium <SEP> vermoeseni <SEP> K.W. <SEP> K.W. <SEP> K.W. <SEP> K.W. <SEP> 7,8 <SEP> 15,6 <SEP> 15,6 <SEP> 31,2 <SEP> 62,5
<tb> <B>1</B>0216 <SEP> Microsporum <SEP> audouini <SEP> K.W. <SEP> 7,8 <SEP> 7,8 <SEP> 7,8 <SEP> 62,5 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> 8138 <SEP> Microsporum <SEP> canis <SEP> K.W.
<SEP> 62,5 <SEP> 62,5 <SEP> 62,5 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> 10215 <SEP> Microsporum <SEP> gypseum <SEP> K.W. <SEP> 62,5 <SEP> 62,5 <SEP> 62,5 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> 8506 <SEP> Penicillium <SEP> citrinum <SEP> K.W. <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> 9533 <SEP> Trichophyton <SEP> mentogrophytes <SEP> KM. <SEP> K.W. <SEP> 7,8 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> 9129 <SEP> Trichophyton <SEP> mentagrophytes <SEP> K.W.
<SEP> 31,2 <SEP> 31,2- <SEP> 31,2 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> 9471 <SEP> Alphalosporium <SEP> spinosum <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250' <SEP> 250
<tb> 6676 <SEP> Hypomyces <SEP> rosellus <SEP> 1,9 <SEP> 3,9 <SEP> 7,8 <SEP> 7,8 <SEP> 7,8
<tb> 9275 <SEP> Gilocladium <SEP> fimbriatum <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> 10195 <SEP> Chaetomium <SEP> cochlioides <SEP> 7,8 <SEP> 62,5 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125
<tb> 9095 <SEP> Myrothecium <SEP> verrucaria <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> <B>10226</B> <SEP> Cryptococcus <SEP> neoformans <SEP> 1,9 <SEP> 3,9 <SEP> 3,9 <SEP> 7,8 <SEP> 7,8
<tb> 4414 <SEP> Cryptococcus <SEP> neoformans <SEP> 3,9 <SEP> 3,9 <SEP> 31,2 <SEP> 125 <SEP> 125
<tb> (K.W.
<SEP> = <SEP> Kein <SEP> Wachstum <SEP> während <SEP> der <SEP> Untersuchung)
EMI0004.0002
TCC <SEP> Minimale <SEP> Inhibitionskonzentration <SEP> in <SEP> pg/cm3
<tb> Name <SEP> Tage
<tb> Nr.
<tb> 1 <SEP> 2 <SEP> 3 <SEP> 4 <SEP> 5 <SEP> 6 <SEP> 7
<tb> 9366 <SEP> Debaryomyces <SEP> marylandi <SEP> 1,9 <SEP> 62,5 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> 9947 <SEP> Endomycopsis <SEP> fibuliger <SEP> 0,9 <SEP> 3,9 <SEP> 7,8 <SEP> 7,8 <SEP> 7,8
<tb> 7601 <SEP> Fusarium <SEP> oxysporum <SEP> 3,9 <SEP> 62,5 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> 808 <SEP> Fusarium <SEP> vasinfectum <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> 8567 <SEP> Saccharomyces <SEP> fragilis <SEP> 31,2 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> 0632 <SEP> Kloeckera <SEP> africana <SEP> 15,6 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125
<tb> 8170 <SEP> Hansenula <SEP> anomala <SEP> 0,9 <SEP> 15,
6 <SEP> 125 <SEP> 250
<tb> 0212 <SEP> Sporotrichum <SEP> schenkii <SEP> 3,9 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> M63 <SEP> Candida <SEP> albicans <SEP> 3,9 <SEP> 7,8 <SEP> 31,2 <SEP> <B>31,2</B>
<tb> Sporotrichum <SEP> schenkii <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> Ashbya <SEP> gossypii <SEP> 0,9 <SEP> 0,9 <SEP> 0,9 <SEP> 0,9 <SEP> 1,9 <SEP> 3,9 <SEP> 3,9
<tb> Trichosporum <SEP> giganteum <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> Trichosporum <SEP> cutaneum <SEP> 7,8 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> Penicillium <SEP> gladiolo <SEP> 62,5 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> Aspergillus <SEP> clavatus <SEP> 15,6 <SEP> 62,5 <SEP> <B>1</B>25 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> Aspergillus <SEP> clavatus <SEP> 0,9 <SEP> 62,
5 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> Aspergillus <SEP> niger <SEP> 62,5 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> Aspergillus <SEP> parasiticus <SEP> 15,6 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> Streptomyces <SEP> vinezuelae <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> Streptomyces <SEP> lavendulae <SEP> 62,5 <SEP> 62,5 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125
<tb> Streptomyces <SEP> antibioticus <SEP> 62,5 <SEP> 62,5 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125 <SEP> 125
<tb> Candida <SEP> macedoniensis <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> Candida <SEP> stellatoidea <SEP> 0,9 <SEP> 3,9 <SEP> 7,8 <SEP> 15,6 <SEP> 62,5 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> Candida <SEP> macedoniensis <SEP> 31,
2 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500 <SEP> 500
<tb> Alternaria <SEP> porri <SEP> 1,9 <SEP> 7,8 <SEP> 7,8 <SEP> 15,6 <SEP> 31,2 <SEP> 31,2 <SEP> 250
<tb> Altemaria <SEP> radicina <SEP> 1,9 <SEP> 3,9 <SEP> 15,6 <SEP> 31,2 <SEP> 31,2 <SEP> 62,5 <SEP> 62,5
<tb> Epidemophyton <SEP> floccosium <SEP> 1,9 <SEP> 3,9 <SEP> 3,9 <SEP> 3,9 <SEP> 3,9 <SEP> 3,9 <SEP> 3,9
<tb> Mucor <SEP> parasiticus <SEP> 62,5 <SEP> 62,5 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> M61 <SEP> Candida <SEP> stellatoidea <SEP> 1,95 <SEP> 3,9 <SEP> 3,9 <SEP> 7,81
<tb> M62 <SEP> Candida <SEP> krusei <SEP> 1,95 <SEP> 62,5 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> M63 <SEP> Candida <SEP> albicans <SEP> 3,9 <SEP> 7,81 <SEP> 7,81 <SEP> 15,
62
EMI0005.0001
TCC <SEP> Minimale <SEP> Inhibitionskonzentration <SEP> in <SEP> yg/cm3
<tb> Name <SEP> Tage
<tb> Nr.
<tb> 1 <SEP> 2 <SEP> 3 <SEP> 4 <SEP> 5 <SEP> 6 <SEP> 7
<tb> M30 <SEP> Streptomyces <SEP> griseus <SEP> 0,03 <SEP> 62,5 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> M20 <SEP> Penicillium <SEP> chrysoginum <SEP> 0,97 <SEP> 1,95 <SEP> 125 <SEP> 250
<tb> <B>M160</B> <SEP> Sporotrichum <SEP> schenkii <SEP> 0,48 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> M200 <SEP> Hormodendrum <SEP> pedrosoi <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> M240 <SEP> Sporobolomyces <SEP> salmonicolor <SEP> 3,9 <SEP> 125 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> M260 <SEP> Cryptococcus <SEP> neoformans <SEP> 0,48 <SEP> 0,97 <SEP> 0,97 <SEP> 1,95
<tb> M270 <SEP> Allescheria <SEP> boydii <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250
<tb> M50 <SEP> Saccharomyces <SEP> cerevisiae <SEP> 1,
95 <SEP> 250 <SEP> 250 <SEP> 250 Um Anhaltspunkte für die chemische Struktur des fungiziden Antibiotikums zu erhalten, wurden folgende Identitätsteste durchgeführt: Identitätstest Resultat Ninhydrin positiv Vanillin und HCl positiv Molisch negativ Cuanibo (oxydiertes Nitroprussid) negativ Aromatische Nitro- oder Aminogruppen negativ