ES2281721T3 - Molecula de adn circular con origen de replicacion condicional, su procedimiento de preparacion y su utilizacion en terapia genica. - Google Patents
Molecula de adn circular con origen de replicacion condicional, su procedimiento de preparacion y su utilizacion en terapia genica. Download PDFInfo
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Abstract
Molécula de ADN de forma circular, útil en terapia génica, que comprende al menos una secuencia nucleica de interés, e igualmente las señales de regulación de su expresión que comprende una región promotora de la transcripción funcional en la célula o el organismo diana, así como una región situada en 3'' y que especifica una señal de fin transcripcional y un sitio de poliadenilación, caracterizada porque: a. la región que permite su replicación comprende un origen de replicación condicional procedente de un plásmido o de un bacteriófago cuya funcionalidad en una célula procariota hospedante requiere la presencia de al menos una proteína iniciadora de replicación específica de dicho plásmido o bacteriófago y extraña a dicha célula procariota hospedante, b. dicha molécula de ADN no incluye dicha proteína iniciadora de replicación, c. dicha molécula de ADN incluye un marcador de selección, y d. dicha molécula de ADN solo se replica en las células que pueden complementar dicha proteína iniciadora.
Description
Molécula de ADN circular con origen de
replicación condicional, su procedimiento de preparación y su
utilización en terapia génica.
La presente invención se refiere a una nueva
molécula de ADN con replicación condicional, utilizable en terapia
génica o para la producción de proteínas recombinantes.
La terapia génica consiste en corregir una
deficiencia o una anomalía introduciendo una información genética
en la célula o el órgano afectado. Esta información puede
introducirse bien sea in vitro en una célula extraída del
órgano y a continuación reinyectada en el organismo, bien sea in
vivo, directamente en el tejido considerado. Como se trata de
una molécula de elevado peso molecular y de carga negativa, el ADN
tiene dificultades para atravesar espontáneamente las membranas
celulares fosfolipídicas. Diferentes vectores se han pues utilizado
a fin de permitir la transferencia del gen: vectores virales por una
parte, vectores químicos y/o bioquímicos, naturales o sintéticos,
por otra parte.
Los vectores virales (retrovirus, adenovirus,
virus adenoasociados, ...) son muy eficaces, especialmente para el
paso de las membranas, pero presentan un cierto número de riesgos
tales como la patogenicidad, la recombinación, la replicación, la
inmunogenicidad,...
Los vectores químicos y/o bioquímicos permiten
evitar estos riesgos (como referencia, véase Behr, 1993, Cotten et
Wagner, 1993). Son por ejemplo cationes (fosfato de calcio,
DEAE-dextrano ...) que actúan formando precipitados
con el ADN, los cuales pueden ser "fagocitados" por las
células. Igualmente puede tratarse de liposomas en los cuales el
ADN se incorpora y que se fusionan con la membrana plasmática. Los
vectores sintéticos de transferencia de genes son generalmente
lípidos o polímeros catiónicos que complejan el ADN y forman con él
una partícula que lleva cargas positivas en superficie. Como
ejemplo ilustrativo de este tipo de vectores, se pueden citar
especialmente dioctadecilamidoglicilespermina (DOGS, Transfectam™) o
cloruro de
N-[1-(2,3-dioleiloxi)propil]-N,N,N-trimetilamonio
(DOTMA, Lipofectin™).
Sin embargo, la utilización de vectores químicos
y/o bioquímicos o de ADN desnudo implica la posibilidad de producir
cantidades importantes de ADN de pureza farmacológica. En efecto, en
las técnicas de terapia génica, el medicamento está constituido por
el mismo ADN y es esencial poder fabricar, en cantidades adaptadas,
los ADN que tengan propiedades apropiadas a un uso terapéutico en el
hombre.
En el caso de la vectorología no viral, son
plásmidos de origen bacteriano los que se utilizan. Los plásmidos
generalmente utilizados en terapia génica llevan (i) un origen de
replicación, (ii) un gen marcador tal como un gen de resistencia a
un antibiótico (kanamicina, ampicilina...) y (iii) uno o varios
transgenes con secuencias necesarias para su expresión
(activador(es), promotor(es), secuencias de
poliadenilación...).
Sin embargo, la tecnología actualmente
disponible no da entera satisfacción.
Por una parte, queda un riesgo de diseminación
en el organismo. Así una bacteria presente en el organismo puede,
con una baja frecuencia, recibir este plásmido. Esto tiene tantas
más probabilidades de pasar cuando se trata de un tratamiento de
terapia génica in vivo en el cual el DNA puede diseminarse en
el organismo del paciente y puede encontrarse en contacto con
bacterias que infecten este paciente o bien bacterias de la flora
comensal. Si la bacteria receptora del plásmido es una
enterobacteria, tal como E. coli, este plásmido puede
replicarse. Tal acontecimiento conduce entonces a la diseminación
del gen terapéutico. En la medida en que los genes terapéuticos
utilizados en tratamientos de terapia génica pueden codificar por
ejemplo una linfoquina, un factor de crecimiento, un antioncogen, o
una proteína cuya función falte en el hospedante y permite pues
corregir un defecto genético, la diseminación de ciertos de estos
genes podría tener efectos imprevisibles y preocupantes (por
ejemplo sí una bacteria patógena adquiere el gen de un factor de
crecimiento humano).
Por otra parte, los plásmidos utilizados
generalmente en terapia génica no viral poseen también un marcador
de resistencia a un antibiótico (ampicilina, kanamicina...). La
bacteria que adquiera tal plásmido tiene pues una ventaja selectiva
innegable ya que cualquier tratamiento antibioterápico, que utilice
un antibiótico de la misma familia que el que selecciona el gen de
resistencia del plásmido, va a conducir a la selección del plásmido
en cuestión. A esta consideración, la ampicilina forma parte de las
\beta-lactamas que es la familia de antibióticos
más utilizada en el mundo. La utilización de marcadores de selección
en las bacterias que no sean genes de resistencia a los
antibióticos será pues particularmente ventajosa. Evitaría la
selección de bacterias que hallan podido recibir un plásmido que
lleve tal marcador.
Es pues particularmente importante buscar como
limitar al máximo la diseminación de genes terapéuticos y de genes
de resistencia.
La presente invención tiene precisamente por
objetivo proponer nuevas moléculas de ADN, utilizables en terapia
génica o para la producción de proteínas recombinantes in
vitro, que solo se replican en células que pueden complementar
ciertas funciones de estos vectores no virales.
\newpage
La invención se refiere igualmente a un método
particularmente eficaz para la preparación de estas moléculas de
ADN.
Las moléculas de ADN reivindicadas tienen como
ventaja eliminar los riesgos asociados a una diseminación del
plásmido, tales como (1) la replicación y la diseminación, que
pueden implicar una sobreexpresión no controlada del gen
terapéutico, (2) la diseminación y la expresión de genes de
resistencia. La información genética contenida en las moléculas de
ADN según la invención comprende en efecto el(los)
gen(es) terapéutico(s) y las señales de regulación de
su expresión, un origen de replicación condicional funcional que
limita muy fuertemente el espectro del hospedante celular de este
plásmido, un marcador de selección de tamaño reducido de preferencia
diferente del gen que confiere la resistencia a un antibiótico y
llegado el caso, un fragmento de ADN que permite la resolución de
multímeros de plásmido. La probabilidad de que estas moléculas (y
entonces la información genética que contienen) sean transferidas a
un microorganismo, y mantenidas de manera estable, es muy
limitada.
Por último los vectores según la invención,
igualmente designados miniplásmidos en razón de su estructura
circular, de su tamaño reducido y de su forma superenrollada,
presentan las ventajas suplementarias siguientes: En razón de su
tamaño reducido con relación a los plásmidos derivados de ColE1
clásicamente utilizados, las moléculas de ADN según la invención
tienen potencialmente una mejor biodisponibilidad in vivo. En
particular, presentan capacidades de penetración y de distribución
celulares mejoradas. Así, es reconocido que el coeficiente de
difusión en los tejidos es inversamente proporcional al peso
molecular (Jain, 1987). Igualmente, a nivel celular, las moléculas
de elevado peso molecular tienen una peor permeabilidad a través de
la membrana plasmática. Además, para el paso del plásmido al
núcleo, indispensable para su expresión, el peso molecular elevado
es igualmente un inconveniente, los poros nucleares imponen un
límite de tamaño para la difusión hacia el núcleo (Landford et
al., 1986). La reducción de tamaño de las partes no terapéuticas
de la molécula de ADN (origen de replicación y gen de selección
especialmente) según la invención permite igualmente disminuir el
tamaño de las moléculas de ADN. La parte que permite la replicación
y la selección de este plásmido en la bacteria (1,1 kb) está
disminuido por un factor 3, contando por ejemplo 3 kb para el origen
de replicación y el marcador de resistencia de la parte del vector.
Esta disminución (i) de peso molecular y (ii) de carga negativa,
confiere a las moléculas de la invención capacidades mejoradas de
difusión y de biodisponibilidad tisulares, celulares y
nucleares.
Más precisamente, la presente invención se
refiere a una molécula de ADN en forma circular, útil en terapia
génica, que comprende al menos una secuencia nucleica de interés,
caracterizada porque la región que permite su replicación comprende
un origen de replicación cuya funcionalidad en una célula hospedante
requiere la presencia de al menos una proteína específica y extraña
a dicha célula hospedante.
Esta molécula de ADN puede presentarse en forma
mono o doble cadena y ventajosamente posee una forma
superenrollada.
En el sentido de la presente invención, las
células hospedantes utilizadas pueden ser de diversos orígenes.
Puede tratarse de células eucariotas o procariotas. Según un modo de
realización privilegiado de la invención, se trata de células
procariotas.
Clásicamente, la replicación de los plásmidos
bacterianos necesita la presencia de al menos una proteína
codificada por el hospedante celular de tipo ARN polimerasa, Rnasa,
ADN polimerasa...Por las razones ya expuestas anteriormente, no se
puede eximir totalmente, con este tipo de replicación, eventuales
riesgos de diseminación en el organismo tratado. Ventajosamente, la
funcionalidad del origen de replicación de la molécula de ADN según
la invención exige la presencia de una proteína específica y
extraña a la célula hospedante. Esta característica tiene por
interés reducir el espectro del hospedante del plásmido reivindicado
a cepas específicas que expresan esta proteína iniciadora. La
molécula de ADN, puesta a punto en el marco de la presente
invención, posee pues ventajosamente un origen de replicación
llamado condicional.
El origen de replicación condicional utilizado
según la presente invención puede provenir de plásmidos o
bacteriófagos, que comparten las características siguientes:
contienen en su origen de replicación secuencias repetidas, o
iterones y codifican al menos una proteína iniciadora de la
replicación (Rep) que les es específica. Como ejemplo, se pueden
citar los sistemas de replicación condicional de los plásmidos y
bacteriófagos siguientes:
\vskip1.000000\baselineskip
Según un modo de realización preferido de la
invención, el origen de replicación utilizado en las moléculas de
ADN reivindicadas procede de un plásmido natural de E. coli
llamado R6K.
Las funciones de replicación de R6K están
reagrupadas en un fragmento de ADN de 5,5 kpb (figura 1) que
comprende 3 orígenes de replicación \alpha, \beta y \gamma
(\gamma y \beta aseguran el 90% de la replicación) y un operón
que codifica las proteínas iniciadoras de replicación \pi y la
proteína Bis. La información genética mínima necesaria para el
mantenimiento de este plásmido con su número de copias
característico (15 copias por genoma) está contenida en dos
elementos: 400 pdb del ori \gamma y el gen pir, cuyo
producto es la proteína iniciadora \pi.
El ori \gamma puede estar dividido en dos
partes funcionales: la parte-núcleo y el elemento
activador (figura 1). La parte-núcleo, esencial
para la replicación contiene los iterones (7 repeticiones directas
de 22 pdb) donde se asocia la proteína x representada en SEQ ID Nº
1, y segmentos contiguos, dianas de proteínas del hospedante (IHF,
DnaA).
Según un modo preferido de la invención, el
origen de replicación del vector reivindicado está constituido en
todo o en parte por este origen de replicación \gamma del plásmido
R6k y más preferentemente en todo o en parte por la SEQ ID Nº 1 o
uno de sus derivados.
G. Posfai et al. (Nucleic Acids Res,
22(12): 2392-2398, 1994) describe un sistema
de escisión y amplificación in vivo a lo largo de los
segmentos de un genoma, que ofrecen una alternativa a la clonación
de ADN heterólogo. Cuando está escindido del genoma, la molécula de
ADN está caracterizada porque comprende:
1) una región que permite su replicación que
comprende un origen de replicación procedente de un plásmido o de
un bacteriófago cuya funcionalidad en una célula procariota
hospedante requiere la presencia de al menos una proteína
iniciadora de replicación específica de dicho plásmido o
bacteriófago y extraña a dicha célula procariota hospedante
(gamma-ori),
2) una molécula de ADN circular que no comprende
dicha proteína iniciadora de replicación (Pi),
3) una molécula de ADN que comprende un marcador
de selección (kanamicina), y
4) una molécula de ADN que sólo se replica en
las células que pueden complementar dicha proteína iniciadora (Fig.
1C).
5) una secuencia nucleica de interés, e
igualmente las señales de regulación de su expresión (promotor T7
ó SP6).
En el sentido de la presente invención, el
término derivado designa cualquier secuencia que difiere de la
secuencia considerada en razón de una degeneración del código
genético, obtenido por una o varias modificaciones de naturaleza
genética y/o química, así como cualquier secuencia que híbride con
estas secuencias o fragmentos de ellas y cuyo producto posee la
actividad indicada con respecto a la proteína iniciadora de la
replicación, \pi. Por modificación de naturaleza genética y/o
química, se puede entender cualquier mutación, sustitución,
deleción, adición y/o modificación de uno o varios residuos. El
término derivado comprende igualmente las secuencias homólogas a la
secuencia considerada, procedentes de otras fuentes celulares y
especialmente de células de origen humano, o de otros organismos, y
que poseen una actividad del mismo tipo. Tales secuencias homólogas
pueden obtenerse por experiencias de hibridación. Las hibridaciones
pueden realizarse a partir de bancos de ácidos nucleicos,
utilizando como sonda la secuencia nativa o un fragmento de esta, en
condiciones de astringencia convencionales (Maniatis et al.,
Cf técnicas generales de biología molecular), o, de preferencia, en
condiciones de astringencia elevadas.
El origen de replicación descrito anteriormente
que presenta la ventaja de ser de tamaño muy limitado, es funcional
únicamente en presencia de una proteína iniciadora específica, la
proteína Pi, producto del gen pir (SEQ ID Nº 2). Al poder
esta proteína actuar en trans, es posible disociar físicamente el
ori gamma del gen pir, que podrá ser introducido en el
genoma de la célula elegida como hospedante específico de estos
plásmidos. Mutaciones en \pi pueden alterar sus funciones
inhibidoras (Inuzuka et Wada, 1985) e implicar un aumento del
número de copias de los derivados de R6K, hasta más de 10 veces el
número de copias inicial. Estas sustituciones están todas incluidas
en un dominio de 40 aminoácidos, que parece pues responsable del
control por \pi del número de copias plasmídicas (figura 2).
Según un modo de realización ventajoso de la
presente invención, la proteína \pi, expresada en la célula
hospedante, resulta de la expresión del gen representado en SEQ ID
Nº 2 o uno de sus derivados tales como están definidos
anteriormente y más particularmente del gen pir 116 que comprende
una mutación con relación al gen pir. Esta mutación corresponde a
la sustitución de una prolina con una leucina. En este contexto, el
número de copias de los derivados de R6K es del orden de 250 copias
por genoma.
Además de un origen de replicación condicional
tal como está definido anteriormente, las moléculas de ADN
reivindicadas contienen una región que comprende uno (o varios)
gen(es) que permiten asegurar la selección de la molécula de
ADN en el hospedante elegido.
Puede tratarse de un marcador clásico de tipo
gen que confiere una resistencia a un antibiótico, tales como
kanamicina, ampicilina, cloranfenicol, estreptomicina,
espectinomicina, lividomicina u otros.
Sin embargo, según un modo de realización
privilegiado de la invención, esta región es diferente de un gen
que confiere una resistencia a un antibiótico. Así puede tratarse de
un gen cuyo producto es indispensable para la viabilidad del
hospedante considerado, en condiciones de cultivos definidos. Puede
ser por ejemplo:
- un gen que codifica un ARNt supresor, de
origen natural o sintético. Se trata más preferentemente de un ARNt
de codón ámbar (TAG).
- un gen cuyo producto es necesario para el
metabolismo de la célula, en ciertas condiciones de cultivo: gen
que interviene en la biosíntesis de un metabolito (aminoácido,
vitamina...), gen de catabolismo que permite asimilar una sustancia
presente en el medio de cultivo (fuente de nitrógeno o de carbono
particulares)...
Según un modo privilegiado de la invención, esta
región contiene una casete de expresión de un gen que codifica un
ARNt supresor de codones específicos. Este puede elegirse
especialmente entre los que codifican las bases Fenilalanina,
Cisteina, Prolina, Alanina e Histidina. Se trata más preferentemente
de un ARNt supresor de codones ámbar (TAG).
En este caso particular, el sistema utilizado
para seleccionar, en los hospedantes celulares, las moléculas de
ADN objeto de la presente invención incluyen dos elementos: 1) en la
molécula de ADN, un gen que codifica un ARN de transferencia
supresor del codón ámbar (TAG) que constituye el marcador de
selección, llamado gen (sup) y 2) un hospedante específico
en el cual uno de los genes, esencial en ciertas condiciones de
cultivo, contiene un codón ámbar TAG. Esta célula podrá crecer, en
las condiciones de cultivo para las cuales el producto del gen que
contiene el codón TAG es esencial, únicamente si el plásmido que
permite la expresión de sup está presente en la célula. Las
condiciones de cultivo constituyen pues la presión de selección de
la molécula de ADN. Los genes sup utilizados pueden ser de
origen natural (Glass et al., 1982) o provenir de
construcción sintética (Normanly et al., 1986; Kleina et
al., 1990).
Tal sistema ofrece una gran flexibilidad en la
medida en que, siguiendo el gen que incluye una mutación ámbar, es
posible determinar diferentes medios selectivos. En la bacteria
Lactococcus lactis, por ejemplo, el codón ámbar está
localizado en un gen de biosíntesis de purinas. Esto permite la
selección del plásmido portador del gen que codifica el ARNt
supresor cuando las bacterias se multiplican en la leche. Tal
marcador tiene la ventaja de ser de tamaño muy reducido y de no
contener secuencias "extrañas", que provengan de fagos o de
transposones.
Según un modo de realización particular de la
invención, la molécula de ADN comprende además un fragmento de ADN,
diana de recombinasas específicas del sitio, que permite la
resolución de multímeros de plásmidos.
Así, tal fragmento, introducido en una molécula
de ADN circular y cuyo origen de replicación es por ejemplo ori
gamma permite resolver los multímeros de tal plásmido. Tales
multímeros son especialmente observados cuando la molécula de ADN
se prepara en una cepa que lleva un alelo mutado de pir que
permite aumentar el número de copias de los derivados de R6K, como
pir-116.
Esta recombinación puede realizarse gracias a
diversos sistemas que implican la recombinación específica del
sitio entre secuencias. Más preferentemente, la recombinación
específica del sitio de la invención se obtiene por medio de
secuencias de recombinación intramolecular específica que son
capaces de recombinar entre ellas en presencia de proteínas
específicas, generalmente designada recombinasa. En este caso
preciso, se trata de las recombinasas XerC y XerD. Por esta razón,
las moléculas de ADN según la invención comprenden generalmente
además una secuencia que permite esta recombinación específica del
sitio. El sistema de recombinación específica presente en las
construcciones genéticas según la invención (recombinasas y sitio de
reconocimiento específico) puede ser de diferentes orígenes. En
particular, las secuencias específicas y las recombinasas utilizadas
pueden pertenecer a diferentes clases estructurales, y
especialmente a la familia resolvasa del transposón Tn3 ó a
la familia de la integrasa del bacteriófago lambda. Entre las
recombinasas que pertenecen a la familia del transposón Tn3,
se pueden citar especialmente la resolvasa del transposón Tn3
ó de los transposones, Tn21 y Tn522 (Stark et
al., 1992); la invertasa Gin del bacteriófago mu o también las
resolvasas de plásmidos, tal como la del fragmento par de
RP4 (Abert et al., Mol. Microbiol. 12 (1994) 131). Entre las
recombinasas que pertenecen a la familia de la integrasa del
bacteriófago \lambda, se pueden citar especialmente integrasa de
los fagos lambda (Landy et al., Science 197 (1997) 1147), P22
y \varphi80 (Leong et al., J. Biol. Chem. 260 (1985)
4468), HP1 de Haemophilus influenzae (Hauser et al.,
J. Biol. Chem. 267 (1992) 6859), integrasa Cre del fago P1,
integrasa del plásmido pSAM2 (EP 350341) o también FLP recombinasa
del plásmido 2 \mu y recombinasas XerC y XerD de E.
coli.
Preferentemente, las moléculas de ADN objeto de
la presente invención contienen el fragmento cer del plásmido
natural de E coli ColE1. El fragmento cer utilizado
es un fragmento HpaII de 382 pdb de ColE1 el cual ha mostrado que
permitía, en cis, la resolución de multímeros de plásmidos
(Summers et al., 1984; Leung et al., 1985). También
es posible utilizar un fragmento HpaII-TaqI de
tamaño más reducido (280 pdb) o un fragmento más pequeño (alrededor
de 220 pdb), comprendido en el fragmento HpaII, y que posee las
mismas propiedades (Summers and Sherratt, 1988). Esta resolución
pasa por una recombinación intramolecular específica, que hace
intervenir cuatro proteínas codificadas por el genoma de E
coli: ArgR, PepA, XerC y XerD (Stirling et al., 1988,
1989; Colloms et al., 1990; Blakely et al., 1993).
A esta consideración, es particularmente
ventajoso utilizar todo o parte del fragmento cer de ColE1 o
de uno de sus derivados tales como están definidos
anteriormente.
Según una variante de puesta en práctica, las
moléculas de ADN de la invención pueden comprender además una
secuencia capaz de interactuar específicamente con un ligando. De
manera preferencial, se trata de una secuencia capaz de formar, por
hibridación, una triple-hélice con un
oligonucleótido específico. Esta secuencia permite así purificar
las moléculas de la invención por hibridación selectiva con un
oligonucleótido complementario inmovilizado en un soporte (véase la
solicitud WO 96/18744). La secuencia puede posicionarse en cualquier
sitio de la molécula de ADN de la invención, siempre y cuando no
afecte la funcionalidad del gen de interés y del origen de
replicación.
Como molécula de ADN representativa de la
presente invención, se puede muy particularmente reivindicar el
plásmido pXL2774 y sus derivados. En el sentido de la invención se
entiende por derivado cualquier construcción que derive del pXL2774
y que incluya uno o varios genes de interés distintos del gen
luciferasa. Se pueden citar igualmente los plásmidos pXL3029 y 3030
que incluyen una casete de expresión de un gen terapéutico y una
secuencia capaz de interactuar específicamente con un ligando.
La presente invención se refiere igualmente a la
puesta a punto de un procedimiento, de construcciones de
hospedantes celulares específicas, particularmente eficaces para la
producción de estas moléculas de ADN terapéuticas.
Otro objetivo de la presente invención se
refiere a un procedimiento de producción de molécula de ADN circular
caracterizado porque se cultiva una célula hospedante que contiene
al menos una molécula de ADN tal como está definida anteriormente y
una proteína, expresada in situ o no, que condiciona la
funcionalidad del origen de replicación de dicha molécula de ADN,
específica y extraña a dicha célula hospedante, en condiciones que
permiten la selección de células hospedantes transformadas por
dichas moléculas de ADN.
Más preferentemente, la proteína que condiciona
la funcionalidad del origen de replicación de la molécula de ADN
está expresada in situ a partir de un gen correspondiente. El
gen que codifica la proteína iniciadora de la replicación puede
llevar un replicón anexo, compatible con los derivados del origen de
replicación condicional utilizado o bien introducido en el genoma
de la célula-hospedante por recombinación, gracias a
un transposón, un bacteriófago o cualquier otro vector. En el caso
particular de que el gen que expresa la proteína esté colocado en
un replicón anexo, este último contiene igualmente una región
promotora de la transcripción funcional en la célula, así como una
región situada en 3', y que especifica una señal de fin
transcripcional. En lo que se refiere a la región promotora, puede
tratarse de una región promotora naturalmente responsable de la
expresión del gen considerado cuando este es susceptible de
funcionar en la célula. Puede tratarse igualmente de regiones de
origen diferente (responsables de la expresión de otras proteínas, o
incluso sintéticas). Especialmente, puede tratarse de secuencias
promotoras de genes procariotas o bacteriófagos. Por ejemplo, puede
tratarse de secuencias promotoras procedentes del genoma de la
célula.
Como genes que codifican la proteína iniciadora
de la replicación, podrían ser utilizados bien sea genes salvajes,
bien sea alelos mutados que permiten obtener un número de copias
aumentado de plásmidos (o derivados) específicos de la proteína
iniciadora que condiciona la funcionalidad del origen de replicación
utilizado en la molécula de ADN.
Tales mutantes han sido descritos especialmente
para los plásmidos R6K (Inuzuka and Wada, 1985; Greener et al.,
1990), Rts1 (Terawaki and Itoh, 1985; Terawaki et al., 1990;
Zeng et al., 1990), F (Seelke et al., 1982; Helsberg
et al., 1985; Kawasaki et al., 1991), RK2 (Durland
et al., 1990; Haugan et al., 1992, 1995), pSC101 (Xia
et al., 1991; Goebel et al., 1991; Fang et al.,
1993).
En el caso particular de que la molécula de DNA
utilizada posea un origen de replicación que derive del plásmido
R6K, la proteína iniciadora es o deriva de la proteína \pi de este
mismo plásmido. Es particularmente ventajoso expresar una forma
mutada de esta proteína capaz de aumentar especialmente el número de
copias iniciales. Para eso, el gen integrado a nivel de la célula
hospedante está de preferencia representado por todo o parte de la
secuencia representada en SEQ ID Nº 2 o uno de sus derivados y más
preferentemente por el gen pir116. La mutación asociada,
corresponde a la sustitución de una prolina con una leucina. Según
un modo de realización particular de la invención, este gen pir116
es directamente incorporado en el genoma de la célula
hospedante.
Ventajosamente, uno de los genes del hospedante
celular específico, indispensable en las condiciones de cultivo
elegidas contiene un codón específico, reconocible por el ARNt
supresor seleccionado a nivel de la molécula de ADN. Según un modo
privilegiado de la invención, se trata de un codón ámbar TAG. En
este caso particular, la célula podrá crecer, en las condiciones de
cultivo para las cuales el producto del gen que contiene el codón
TAG es esencial, únicamente si el plásmido que permite la expresión
de sup está presente en la célula hospedante. Las
condiciones de cultivo constituyen pues la presión de selección de
la molécula de ADN.
De preferencia, el gen que incluye el codón
ámbar es un gen que interviene en la biosíntesis de un aminoácido,
la arginina. Este gen, argE, codifica una
N-acetilornitinasa (Meinnel et al., 1992) e
incluye en este caso un codón TAG que corresponde a una mutación
puntual Gln-53 (CAG) -> TAG; la presión de
selección del plásmido que lleva el gen sup está entonces
asegurada por cultivo en medio mínimo M9 (Maniatis et al.,
1989). Sin embargo este podría ser también, por ejemplo, un gen de
biosíntesis de una vitamina, de una base nucleica o bien un gen que
permita utilizar una fuente de carbono o de nitrógeno particular o
cualquier otro gen cuya funcionalidad sea indispensable para la
viabilidad celular en las condiciones de cultivo elegidas.
La célula hospedante se elige de preferencia
entre las cepas E. coli y representada más preferentemente
por la cepa E. coli XAC-1.
Según un modo de realización particular de la
invención, la célula hospedante utilizada en el procedimiento
reivindicado es una célula de la cepa E. coli
XAC-1, que comprende en su genoma el gen pir116 y
transformada por el plásmido pXL2774 o uno de sus derivados.
Según una variante ventajosa de la invención, la
célula hospedante utilizada en el procedimiento reivindicado es una
célula procariota en la cual el gen endA1 o un gen homólogo se
inactiva. El gen endA codifica la endonucleasa I de E.
coli. Esta enzima periplásmica posee una actividad de corte no
específico del ADN doble cadena (Lehman, I.R., G. G. Roussos and E.
A. Pratt (1962) J. Biol. Chem. 237: 819-828;
Wright M. (1971) J. Bacteriol. 107: 87-94).
Un estudio realizado sobre diferentes cepas de Escherichia
coli (salvaje o endA) ha mostrado que la degradación del
ADN plasmídico incubado en los extractos de estas cepas bacterianas
existía en las cepas endA+ pero no en los mutantes
endA (Wnendt S. (1994) BioTechniques 17:
270-272). La calidad del ADN plasmídico aislado de
cepas endA+ o de mutantes endA ha sido estudiada por
la sociedad Promega utilizando su sistema de purificación
(Shoenfeld, T., J. Mendez, D. Storts, E. Portman, B. \ding{61}
Patterson, J. Frederiksen and C. Smith. 1995. Effects of bacterial
strains carrying the endA1 genotype on DNA quality isolated
with Wizard plasmid purification systems. Promega notes 53). Su
conclusión es la siguiente: la calidad del ADN preparado a partir de
mutantes endA es globalmente mejor que la del ADN preparado
en las cepas endA+ ensayadas.
La calidad de las preparaciones de ADN
plasmídico está pues afectada por cualquier contaminación por esta
endonucleasa (degradación del ADN a más o menos largo plazo).
La deleción o la mutación del gen endA
puede considerarse sin problema en la medida en que los mutantes que
ya no presentan esta actividad endonucleasa se comportan
globalmente como las bacterias salvajes (Dürwald, H. And H.
Hoffmann-Berling (1968) J. Mol. Biol. 34:
331-346).
El gen endA1 puede ser inactivado por mutación,
deleción total o parcial, ruptura, etc. La inactivación del gen
endA de la cepa de E. coli elegida para producir los
plásmidos pCOR puede más particularmente realizarse transfiriendo,
gracias al bacteriófago P1, la deleción
\DeltaendA::Tc^{R} descrita por Cherepanov y Wackernagel
(Cherepanov, P P. and W. Wackernagel. 1995. Gene disruption in
Escherichia coli: Tc^{R} and Km^{R} cassettes wit the
option of Flp-catalyzed excision of the
antibiotic-resistance determinant. Gene
158:9-14) o en intercambio de alelo salvaje
presente en el genoma de la bacteria de interés con un alelo mutado
o suprimido de endA y esto por recombinación homóloga. La
utilización de este tipo de cepa en el marco de la presente
invención permite ventajosamente mejorar la calidad del ADN
producido.
La invención se refiere igualmente a cualquier
célula recombinante que contenga una molécula de ADN tal como está
definida anteriormente. Puede tratarse de célula de orígenes
diversos, de tipo eucariótico, procariótico...
Estas células se obtienen por cualquier técnica
conocida por el experto que permita la introducción de dicho
plásmido en una célula dada. Puede tratarse especialmente de
transformación, electroporación, conjugación, fusión de protoplastos
o cualquier otra técnica conocida por el experto.
Las moléculas de ADN según la invención pueden
utilizarse en cualquier aplicación de vacunación o de terapia
génica y celular, para la transferencia de un gen a un organismo, un
tejido o una célula dada, o para la producción de proteínas
recombinantes in vitro.
\newpage
En particular, pueden utilizarse para una
administración directa in vivo, o para la modificación de
células in vitro o ex vivo, en vista de su
implantación a un paciente.
A esta consideración, otro objetivo de la
presente invención se refiere a cualquier composición farmacéutica
que comprenda al menos una molécula de ADN tal como está definida
anteriormente. Esta molécula puede estar o no asociada a un vector
químico y/o bioquímico de transfección. Puede tratarse especialmente
de cationes (fosfato de calcio, DEAE-dextrano,...),
de liposomas. Los vectores sintéticos asociados pueden ser lípidos o
polímeros catiónicos. Se pueden citar como ejemplos de tales
vectores DOGS (Transfectam™) o DOTMA (lipofectin™).
Las composiciones farmacéuticas según la
invención pueden formularse en vista a administraciones por vía
tópica, oral, parenteral, intranasal, intravenosa, intramuscular,
subcutánea, intraocular, transdermica, etc. De preferencia, el
plásmido reivindicado se utiliza bajo una forma inyectable o en
aplicación. Puede mezclarse con cualquier vehículo
farmacéuticamente aceptable para una formulación inyectable,
especialmente para una inyección directa a nivel del sitio a
tratar. Puede tratarse en particular de disoluciones estériles,
isotónicas, o de composiciones secas, especialmente liofilizadas,
que, por adición según el caso de agua esterilizada o de suero
fisiológico, permiten la constitución de disoluciones inyectables.
Puede tratarse especialmente de tampones Tris o PBS diluidos en
glucosa o cloruro de sodio. Una inyección directa en la región
afectada del paciente es interesante ya que permite concentrar el
efecto terapéutico a nivel de los tejidos afectados. Las dosis
utilizadas pueden adaptarse en función de distintos parámetros, y
especialmente en función del gen, del vector, del modo de
administración utilizado, de la patología referida o también de la
duración del tratamiento buscado.
Las moléculas de ADN de la invención pueden
incluir uno o varios genes de interés, es decir uno o varios ácidos
nucleicos (ADNc, ADNg, ADN sintético o semisintético, etc) cuya
transcripción y eventualmente traducción en la célula diana generen
productos que tengan un interés terapéutico, vacunal, agronómico o
veterinario.
Entre los genes de interés terapéutico, se
pueden citar más particularmente los genes que codifican enzimas,
derivados sanguíneos, hormonas, linfoquinas: interleuquinas,
interferones, TNF, etc (FR 9203120), factores de crecimiento,
neurotransmisores o sus precursores o enzimas de síntesis, factores
tróficos: BDNF, CNTF, NGF, IGF, GMF, aFGF, bFGF, NT3,NT5, etc;
apolipoproteínas : ApoAI, ApoAIV, ApoE, etc (FR 9305125), distrofina
o una minidistrofina (FR 9111947), genes supresores de tumores:
p53, Rb, Rap1A, DCC, k-rev, etc (FR 9304745), genes
que codifican factores implicados en la coagulación: Factores VII,
VIII, IX, etc, genes suicidas: Timidina-quinasa,
citosina-desaminasa, etc; o también todo o parte de
una inmunoglobulina natural o artificial (Fab, ScFv, etc), un ARN
ligando (WO 91/19813) etc. El gen terapéutico puede ser igualmente
un gen o una secuencia antisentido, cuya expresión en la célula
diana permite controlar la expresión de genes o la transcripción de
ARNm celulares. Tales secuencias pueden ser transcritas por
ejemplo, en la célula diana, en ARN complementarios de ARNm
celulares y bloquear así su traducción en proteína, según la
técnica descrita en la patente EP 140308.
El gen de interés puede ser también un gen
vacunal, es decir un gen que codifica un péptido antigénico, capaz
de generar en el hombre o el animal una respuesta inmunitaria, con
vistas a la realización de vacunas. Puede tratarse especialmente de
péptidos antigénicos específicos del virus de epstein barr, del
virus HIV, del virus de la hepatitis B (EP 185573), del virus de la
pseudo-rabia, o también específicos de tumores (EP
259212).
Generalmente, en las moléculas de ADN de la
invención, el gen de interés terapéutico, vacunal, agronómico o
veterinario contiene igualmente una región promotora de la
transcripción funcional en la célula o el organismo diana, así como
una región situada en 3', y que especifica una señal de fin
transcripcional y un sitio de poliadenilación. En cuanto a la
región promotora, puede tratarse de una región promotora
naturalmente responsable de la expresión del gen considerado cuando
este es susceptible de funcionar en la célula o el organismo
referidos. Puede tratarse igualmente de regiones de origen
diferente (responsables de la expresión de otras proteínas, o
incluso sintéticos). Especialmente, puede tratarse de secuencias
promotoras de genes eucariotas o virales. Por ejemplo, puede
tratarse de secuencias promotoras procedentes del genoma de la
célula diana. Entre los promotores eucariotas, se puede utilizar
cualquier promotor o secuencia derivada que estimule o reprima la
transcripción de un gen de forma específica o no, inductible o no,
fuerte o débil. Puede tratarse en particular de promotores
ubicuitarios (promotor de los genes HPRT, PGK,
\alpha-actina, tubulina, etc), promotores de los
filamentos intermedios (promotor de los genes GFAP, desmina,
vimentina, neurofilamentos, queratina, etc), promotores de genes
terapéuticos (por ejemplo el promotor de los genes MDR, CFTR, Factor
VIII, ApoAI, etc), promotores específicos de tejidos (promotor del
gen piruvato-quinasa, vilina, proteína intestinal de
enlace de los ácidos grasos, \alpha-actina del
músculo liso, etc) o también promotores que responden a un estimulo
(receptor de las hormonas esteroides, receptor del ácido retinoico,
etc). Igualmente, puede tratarse de secuencias promotoras
procedentes del genoma de un virus, tal como por ejemplo los
promotores de los genes E1A y MLP de adenovirus, promotor precoz
del CMV, o también promotor del LTR del RSV, etc. Además, estas
regiones promotoras pueden estar modificadas por adición de
secuencias de activación, de regulación, o que permiten una
expresión tejido-específico o mayoritaria.
Por otra parte, el gen de interés puede incluir
igualmente una secuencia señal que dirija el producto sintetizado a
las vías de secreción de la célula diana. Esta secuencia señal puede
ser la secuencia señal natural del producto sintetizado, pero
igualmente puede tratarse de cualquier otra secuencia señal
funcional, o de una secuencia señal artificial.
Según el gen de interés, las moléculas de ADN de
la invención pueden utilizarse para el tratamiento o la prevención
de numerosas patologías, que incluyen enfermedades genéticas
(distrofia, fibrosis cística, etc), enfermedades neurodegenerativas
(alzheimer, parkinson, ALS, etc), cánceres, patologías asociadas a
desórdenes de la coagulación o a dislipoproteinemias, patologías
asociadas a infecciones virales (hepatitis, SIDA, etc), o en los
campos agronómico y veterinario, etc.
Por otra parte, la presente invención se refiere
igualmente a la utilización de moléculas de ADN con replicación
condicional para la producción de proteínas recombinantes. Las
bacterias pueden utilizarse para producir proteínas de orígenes
diversos, eucariotas o procariotas. Entre las bacterias, E.
coli constituye el organismo de elección para la expresión de
genes heterólogos en razón de su fácil manipulación, del número
importante de sistemas de expresión disponibles y de las cantidades
importantes de proteínas que se pueden obtener. Se entiende que el
sistema de la invención es utilizable en otros organismos, estando
determinado el tropismo por la naturaleza del origen de
replicación, como está indicado anteriormente. Para esta
utilización, la secuencia nucleica de interés comprende una región
codificante bajo el control de señales de expresión apropiadas al
hospedante elegido, en particular un hospedante procariota. Puede
tratarse por ejemplo de los promotores Plac, Ptrp, PT7, Ptrc, Ptac,
PL, PR, secuencia Shine-Dalgamo, etc. (este conjunto
constituye la casete de expresión), La secuencia de ácido nucleico
de interés puede ser cualquier secuencia que codifica una proteína
que presente un interés en los campos de la farmacia, de la
agroalimentación, de la química o de la agroquímica. Puede tratarse
de un gen de estructura, de una secuencia de ADN complementaria, de
una secuencia sintética o semisintética, etc.
La casete de expresión puede introducirse en el
vector con replicación condicional objeto de la invención, que
constituye así un vector con replicación condicional que permite la
expresión de proteínas de interés en E. coli. Este vector
presenta varias ventajas: no utilización de antibiótico para
seleccionar en la bacteria (menor coste, no necesidad de estudio en
cuanto a la presencia en el producto final de antibiótico o de
productos derivados potencialmente tóxicos), probabilidad
prácticamente nula de diseminación del plásmido en la naturaleza
(origen de replicación condicional), fermentación posible en medio
totalmente definido. Los ejemplos presentados muestran las
propiedades ventajosas de estos vectores condicionales para la
producción de proteínas recombinantes.
La presente invención estará más completamente
descrita con la ayuda de los ejemplos que siguen.
Figura 1: Organización funcional de la región de
R6K implicada en la replicación.
Figura 2: Organización de los campos funcionales
de la proteína \pi del plásmido R6K.
Figura 3: Representación del protocolo de
introducción del gen pir en el genoma de E. coli XAC1.
Figura 4: Esquema de construcción de los
vectores pXL2666, 2730 y 2754.
Figura 5: Construcción del pXL2774.
Figura 6: Cinética de crecimiento y de
producción en fermentador de 2 L.
Figura 7: Cinética de crecimiento y de
producción en fermentador de 800 L.
Figura 8: Construcción del pXL3056.
Figura 9: Visualización de la proteína aFGF
producida por E. coli
XAC-1pir-116
(pXL3056+PT7pol23)
después de inducción. Los extractos celulares totales desnaturalizados se depositan en gel de poliacrilamida
12,5%-SDS. M: marcador de masa molecular (Biorad, Low range). Cada banda está identificada por una flecha y una cifra que indica su masa en kDaltons. 1: XAC-1pir-116 (pXL3056+pUC4K) no inducido; 2: XAC-1pir-116 (pXL3056+pUC4K) inducido a 42ºC; 3: XAC-1-pir-116 (pXL3056+PT7pol23) clon 1, no inducido; 4: XAC-1pir-116 (pXL3056+PT7pol23) clon 1, inducido a 42ºC; 5: XAC-1pir-116 (pXL3056+PT7pol23) clon 2, no inducido; 6: XAC-1-pir-116 (pXL3056+PT7pol23) clon 2, inducido a 42ºC; t1:1 \mug de aFGF purificado, t4: 4 \mug de aFGF purificado.
después de inducción. Los extractos celulares totales desnaturalizados se depositan en gel de poliacrilamida
12,5%-SDS. M: marcador de masa molecular (Biorad, Low range). Cada banda está identificada por una flecha y una cifra que indica su masa en kDaltons. 1: XAC-1pir-116 (pXL3056+pUC4K) no inducido; 2: XAC-1pir-116 (pXL3056+pUC4K) inducido a 42ºC; 3: XAC-1-pir-116 (pXL3056+PT7pol23) clon 1, no inducido; 4: XAC-1pir-116 (pXL3056+PT7pol23) clon 1, inducido a 42ºC; 5: XAC-1pir-116 (pXL3056+PT7pol23) clon 2, no inducido; 6: XAC-1-pir-116 (pXL3056+PT7pol23) clon 2, inducido a 42ºC; t1:1 \mug de aFGF purificado, t4: 4 \mug de aFGF purificado.
Figura 10: Esquema de construcción de los
vectores pXL3029 y pXL3030.
Se han utilizado los medios completos LB, 2XTY y
SOC, el medio mínimo M9 (Maniatis et al., 1989). Los medios
gelosas se han obtenido por adición de 15 g de agar Difco. Además,
si es necesario, estos medios se suplementan con antibióticos,
ampicilina o kanamicina, a las concentraciones respectivas de 100
mg/l y de 50 mg/l. Los sustratos cromógenos X-Gal y
X-Gluc se han utilizado a la concentración de 40
mg/l.
Las cepas de E. coli, los plásmidos y los
bacteriófagos utilizados se han identificado respectivamente en los
ejemplos a continuación.
El aislamiento de ADN bacteriano (plasmídico,
genómico) y fágico (forma replicativa de M13), las digestiones por
las endonucleasas de restricción, las uniones de fragmentos de ADN,
la electroforesis en gel de agarosa (en tampón TBE) y otras
técnicas estándares se han realizado siguiendo las recomendaciones
de los proveedores, para la utilización de enzimas, o de
conformidad con los protocolos descritos en "Molecular Cloning: a
Laboratory Manual" (Maniatis et al., 1989).
Los marcadores de tamaño de ADN utilizados
durante las electroforesis son los siguientes: escala 1kpb (BRL)
para los fragmentos lineales y el marcador de ADN superenrollado
(Stratagène) para los plásmidos no digeridos.
La secuenciación se realizó según la técnica de
Sanger (Sanger et al., 1977) adaptada al método automatizado
que utiliza dideoxinucleótidos fluorescentes y la Taq ADN polimerasa
(PRISM Ready Reaction DyeDideoxy Terminator Cycle Sequencing Kit,
Applied Biosystems).
Los oligodesoxinucleótidos utilizados
(designados por "seq+nº", véase a continuación) han sido
sintetizados en el sintetizador "Applied Biosystems 394 DNA/RNA
Synthesizer" por el método de las fosforamiditas, utilizando
grupos protectores \beta-cianoetilos (Sinha et
al., 1984). Después de la síntesis, los grupos protectores se
eliminan por tratamiento con amoniaco. Dos precipitaciones con
butanol permiten purificar y concentrar el oligonucleótido (Sawadogo
et al., 1991).
Las reacciones de PCR (Saïki et al.,
1985) se realizaron en las condiciones siguientes, en un volumen
total de 100 \mul. La mezcla reaccionante comprende 150 ng
de ADN genómico de la cepa a estudiar, 1 \mug de cada uno de los
2 oligonucleótidos-iniciadores
(24-mer), 10 \mul de tampón 10XPCR, cuya
composición es la siguiente "500 mM KCl, 0,1% de gelatina, 20 mM
MgCl_{2}, 100 mM Tris-HCl pH 7,5", y 2,5
unidades de Taq ADN polimerasa (Amplitaq
Perkin-Elmer). Las condiciones de PCR, en el
aparato Perkin-Elmer Cetus DNA Thermal Cycler, son
las siguientes: 2 minutos a 91ºC, 30 ciclos sucesivos de
desnaturalización (1 min a 91ºC), de hibridación (2 min. a 42ºC) y
de elongación (3 min a 72ºC), y por último 5 min a 72ºC. Los
productos así obtenidos, digeridos o no por una enzima de
restricción, se analizaron por electroforesis en gel de agarosa.
El análisis de diferentes especies plasmídicas
para las ADN topo-isomerasas se realizó según el
protocolo siguiente: Las enzimas, purificadas en su laboratorio, se
incubaron durante 1 hora a 37ºC. Las mezclas reaccionantes (volumen
total: 40 \mul) tienen la composición siguiente: 150 ng de
plásmido, 300 ng de ADN topo-isomerasa I, ó 150 ng
de ADN girasa de E. coli, ó 160 ng de ADN
topo-isomerasa IV de S. aureus y 20 \mul de
tampón específico de cada enzima. La composición de estos tampones
está indicada a continuación:
para la ADN topo-isomerasa I: 50
mM Tris-HCl pH 7.7, 40 mM KCl, 1mM DTT, 100
\mug/ml SAB, 3 mM MgCl_{2},1 mM EDTA;
para la ADN topo-isomerasa IV:
60 mM Tris-HCl pH 7.7, 6 mM MgCl_{2}, 10 mM DDT,
100 \mug/ml SAB, 1,5 mM ATP, 350 mM glutamato de potasio;
para la ADN girasa: 50 mM
Tris-HCl pH 7.7, 5 mM MgCl_{2},1,5 mM ATP, 5, mM
DDT,100 \mug/ml SAB, 20 mM KCl.
Se realizó en rutina según el método TSB
(Transformation and Storage Buffer) descrito por Chung et Miller
(1998). Para una cepa como TG1 (Gibson et al. 1984), la
eficacia de transformación obtenida fue del orden de
10^{5}-10^{6} transformantes por \mug de pUC4K
(Vieira et Messing, 1982). Cuando fue necesaria una eficacia de
transformación más elevada, las bacterias se transformaron por
electroporación según el protocolo preconizado por el fabricante
del electroporador Biorad. Este método permite alcanzar eficacias de
10^{8} a 10^{10} transformantes por \mug de pUC4K.
Las células utilizadas fueron fibroblastos
murinos NIH 3T3, sembradas el día anterior en placas de 24 pocillos,
con una densidad de 50000 células por pocillo. El medio de cultivo
utilizado fue el medio DMEM, que contiene 4,5 g/l de glucosa,
completado con 10% de suero de ternera fetal y 1% de disoluciones de
glutamina 200 mM y de antibióticos (estreptomicina 5.10^{3} u/ml,
penicilina 5.10^{3} \mug/ml) (Gibco). El ADN plasmídico (1
\mug en 25 \mul de NaCl 9\textperthousand) se mezcló, volumen
a volumen, con una suspensión de lipofectante. Cuatro relaciones
"cargas del lipofectante/cargas del ADN" se ensayaron: 0, 3, 6
y 9. Estas relaciones se calcularon considerando que 1 \mug de
ADN plasmídico lleva 3,1 nmoles de cargas negativas y que el
lipofectante incluye 3 cargas positivas por molécula. Después de un
contacto de 10 minutos que permite la formación del complejo
ADN/lípido, 50 \mul de mezcla ADN-lipofectante se
introdujeron en las células en medio de cultivo sin suero (500
\mul). Las células se aclararon previamente 2 veces con este mismo
medio. La inhibición de la transfección por el suero se evitó así.
Después de incubación (2 horas a 37ºC en incubador con CO_{2}),
se adicionó al medio 10% de suero de ternera fetal. A continuación
las células se pusieron a incubar durante 24 horas.
Se efectuó 24 horas después de la transfección.
La luciferasa cataliza la oxidación de la luciferina, en presencia
de ATP, de Mg^{2+} y de O_{2}, con producción concomitante de un
fotón. La emisión total de luz, medida con un luminómetro, es
proporcional a la actividad luciferasa de la muestra. Los reactivos
utilizados están suministrados por Promega (Luciferase assay
system) y utilizados según el protocolo aconsejado. Después de la
lisis de las células, la fracción insoluble de cada extracto se
eliminó por centrifugación. La determinación se efectuó en 5 \mul
de sobrenadante, diluido o no en el tampón de lisis de las
células.
Se efectuó según el método BCA (Pierce)
utilizando ácido bicinconínico (Wiechelman et al., 1988). La
escala-patrón de SAP se realizó en el tampón de
lisis (cf III-B-4). Las muestras a
determinar y las de la escala se pretrataron, volumen a volumen,
con iodoacetamida 0,1 M/tampón Tris 0,1 M pH 8,2, durante 1 hora a
37ºC. Este tratamiento permite evitar la interferencia, durante la
determinación, del agente reductor (DTT) presente en el tampón de
lisis. La lectura de la determinación se efectúo a 562 nm.
La cepa utilizada fue la cepa E. coli
XAC-1 (Normanly et al; 1980). Ventajosamente,
el gen argE de esta cepa incluye una mutación
Glutamina-53 (CAG) en el codón ámbar (TAG) (Meinnel
et al., 1992). El gen argE pertenece al operón divergente
argECBH y codifica una enzima de biosíntesis de la arginina, la
N-acetilornitasa. XAC-1 no puede
pues sintetizar la arginina y, como consecuencia, crece en medio
mínimo. Esta auxotrofia será eliminada si la cepa contiene un
plásmido que permita la expresión de un RNAt supresor. Entonces será
posible, por cultivo en medio mínimo, seleccionar las bacterias que
lleven tal plásmido. Para permitir la replicación de los plásmidos
derivados de R6K, ha sido necesario introducir, por recombinación
homóloga, el gen pir en el genoma de XAC-1. El gen
pir (salvaje o mutado) se introduce en el locus uidA por intercambio
entre el gen uidA salvaje y una copia interrumpida por el gen pir
(o pir-116). El gen uidA codifica una
\beta-glucuronidasa, enzima de hidrólisis de los
\beta-glucurónidos. Este gen puede inactivarse sin
problema ya que no es esencial para el crecimiento en los medios
sintéticos clásicos, en los cuales los
\beta-glucurónidos no se utilizan. Además, la
actividad \beta-glucuronidasa puede seguirse
gracias a un sustrato cromógeno, el X-Gluc, cuya
hidrólisis libera un pigmento azul.
Hemos utilizado una estrategia que implica un
solo hospedante bacteriano y que minimiza las modificaciones del
genoma de la cepa de interés. El fago M13mp10 (Messing et Vieira;
1982) se utilizó como vector-suicida (Blum et
al., 1989). Una mutación ámbar en el gen II, esencial para la
replicación, reduce el espectro del hospedante de este M13 en las
cepas, tal como TG1 (sup E), que producen un ARNt supresor de
ámbar; no se podrá pues replicar en las cepas de E. coli
sup+, como XAC-1.
Las casetes BamHI de 3,8 kpb, que
contienen el gen de resistencia a la kanamicina de Tn5 y
_uidA::pir o pir-116, se purificaron,
respectivamente, a partir de M13wm34 y 33 (Metcalf et al;
1994). Se clonaron en M13mp10 linealizado por BamHI. Los
clones recombinantes se seleccionaron por extensión en medio gelosa
LB +Km, después de electroporación en TG1 de las mezclas de unión.
La conformidad de los clones obtenidos se mostró por análisis del
perfil de restricción y por secuenciación de la región
correspondiente a la mutación pir-116.
La estrategia adoptada y los diferentes ensayos
implicados se presentan en la figura 3.
La cepa XAC-1 se transformó por
electroporación con 10, 100 ó 2000 ng de cada RF
(mp10-_uidA::pir o pir-116). Un tercio de cada mezcla
de expresión se extendió sobre cajas LB que contenían kanamicina y
se incubaron la noche a 37ºC. Los fagos mp10-_uidA::pir o
pir-116 no pueden replicarse en la cepa XAC-1
(sup+). El marcador Km^{R} solo se puede pues mantener por
integración en el genoma de la bacteria, vía una recombinación
homóloga con la copia salvaje del gen uidA. Los resultados
de las electroporaciones de XAC-1 se presentan en la
tabla 1. La eficacia de transformación obtenida fue de 4.10^{9}
transformantes por \mug de pUC4K.
\vskip1.000000\baselineskip
En las condiciones ensayadas, el número de
integrantes crece de forma no lineal con la cantidad de ADN.
Conociendo la eficacia de transformación y el tamaño de los RF
(11,7 kpb), se puede tener una idea aproximativa de la proporción
de recombinación. Considerando el punto de 100 ng, se obtiene una
frecuencia de recombinación del orden de 10^{-6}.
El segundo ensayo de recombinación será
seleccionado a continuación por la resistencia de las cepas al
desoxicolato (Doc^{R}).
Para hacerlo, se pusieron en cultivo 5
integrantes de cada construcción en medio 2XTY adicionado con 0,2%
de desoxicolato de sodio. Aparecieron dos poblaciones distintas.
Ciertos clones dieron una turbidez bien visible después de
alrededor de 8 horas a 37ºC (dos clones para la construcción
pir y tres para la construcción pir-116). Los otros
clones dieron un cultivo denso solamente después de la noche a 37ºC.
Estaban casi todos Km^{s}, como se esperaba. Para cada uno de los
electroporantes estudiados, 50 descendientes Km^{s} fueron
estriados en LB adicionado de X-Gluc. Después de 48
horas a 37ºC, los clones UidA^{+} estaban azul pálido mientras
que los que habían sufrido un reemplazamieno de alelo (caso nº 1,
figura 3), quedaron blancos en este medio (UnidA^{-}). La tabla 2
resume el análisis de los fenotipos de los recombinantes dobles
obtenidos.
De 18 a 30% de los dobles recombinantes
sufrieron un reemplazamiento de alelo.
\vskip1.000000\baselineskip
A fin de asegurarse del carácter Pir+ de las
cepas obtenidas por doble recombinación, hemos transformado tres
clones de cada construcción por pBW30 (Metcalf et al., 1994).
La obtención de transformantes para todas las cepas ensayadas
permitió mostrar la funcionalidad de los genes pir y
pir-116 integrados en el genoma de XAC-1. En
las mismas condiciones, no se obtuvo ningún transformante con la
cepa parenteral XAC-1. Hemos seguido el estudio de 2
clones XAC-1pir (B y C) y 2 clones
XAC-1pir-116 (E y D).
Para confirmar el reemplazamiento de alelo,
hemos controlado por amplificación por PCR las regiones genómicas
de una parte y de otra del locus uidA. Cada pareja de
oligonucleótidos está constituida de un oligonucleótido que
corresponde a una región interna de pir y de un segundo
oligonucleótido que corresponde a una región, próxima de
uidA cromosómica, pero no comprendida en el fragmento que
sirvió en la recombinación. La secuencia de este último
oligonucleótido se determinó gracias a la secuencia ECOUIDAA de
Genbank (número de acceso: M14641). Así hemos podido verificar el
posicionamiento exacto del gen pir en el genoma de la
bacteria. La naturaleza de los fragmentos amplificados, cuyo tamaño
está conforme al que se podía prever, se confirmó por digestión con
MluI.
Hemos construido vectores que incluyen el ori
\gamma de R6K y el gen de resistencia a la kanamicina (pXL2666).
La observación de multímeros de pXL2666 en la cepa BW19610
(pir-116) 5 (Metcalf et al; 1993 nos llevó a estudiar
el efecto del fragmento cer de ColE1 sobre este fenómeno. A
continuación introdujimos en el vector ori
\gamma-Km^{R}-cer (pXL2730) la casete de
expresión del ARNt supresor Fenilalanina (sup Phe). Este
vector, pXL2760, sirve de base en la construcción de vectores
utilizables en terapia génica.
En el primer plásmido construido, pXL2666, el
gen de resistencia a la kanamicina proviene de pUC4K (Vieira et
Messing; 1982) y el origen de replicación, contenido en el fragmento
EcoRI-BamHI de 417 pdb, proviene del
vector-suicida pUT-T7pol (Herrero
et al; 1990) (figura 4). La transferencia de pXL2666 a las
cepas BW19094 y 19610 (Metcalf et al; 1994) permitió mostrar
que la cantidad de plásmido está muy aumentada en una cepa
pir-116, con relación al mismo plásmido en una cepa
pir. Sin embargo, el análisis por electroforesis de los
plásmidos no digeridos muestra que este aumento corre parejo con la
aparición de algunas formas multiméricas. Probablemente, este
fenómeno esté relacionado con una recombinación intermolecular entre
las múltiples copias del plásmido. También hemos construido pXL2730
clonando en pXL2666 el fragmento cer del plásmido natural de
E. coli ColE1, el cual ha mostrado que permite, en
cis, la resolución de dímeros de plásmidos (Summers and
Sherrat, 1984). El fragmento utilizado corresponde a un fragmento
HpaII de 382 pdb de ColE1 (Leung et al., 1985). D
contiene un sitio de recombinación intermolecular específico;
implicado únicamente, al ser funcional, proteínas del hospedante de
las cuales las recombinasas XerC y XerD, y los factores accesorios
ArgR y PepA (Stirling et al., 1988, 1989; Colloms et
al., 1990). Para asegurarse que los efectos observados son
debidos al fragmento cer, hemos construido también el
plásmido control pXL2754 en el cual el fragmento cer está
reducido de 165 pdb. Esta deleción se ha mostrado como supresora de
la acción de cer en la resolución de los multímeros (Leung
et al., 1985). Las diferentes etapas de clonación que
conducen a la construcción de estos plásmidos se presentan en la
figura 4.
El análisis por electroforesis de los diferentes
plásmidos construidos ha permitido la detección de diversas
especies plasmídicas, variables según las cepas utilizadas. El
tamaño de los plásmidos no digeridos se evalúo con relación al
marcador de ADN superenrollado. En la cepa pir (BW19094), los
plásmidos pXL2666, 2754 y 2730 están casi por completo en forma
monomérica. Las bandas por debajo de cada banda principal
corresponden a diferentes topo-isómeros,
ligeramente menos superenrollados, como lo confirma el perfil
observado después de la acción de la ADN girasa con pXL2730.
En el caso de la cepa pir-116 (BW19610),
los perfiles son diferentes: se ha observado con los plásmidos
pXL2666 y 2754 diferentes especies que van del monómero a los
multímeros (2, 3 ó 4 unidades), siendo la forma mayoritaria el
dímero. Después de la digestión por EcoRI, solo se encontró
el ADN plasmídico lineal; estas especies plasmídicas corresponden
bien sea a multímeros de plásmidos, bien sea a
topo-isómeros diversos. Sin embargo, el tamaño de
las formas está determinado después del marcador de ADN
superenrollado siendo un producto entero de este del plásmido
monómero, es bastante probable que se trate de multímeros. La
formación de multímeros es muy probablemente imputable a la
mutación pir-116, aunque las dos cepas BW19094 y BW19610 no
sean estrictamente isogénicas (BW19610 es recA). El perfil
obtenido con pXL2730 es diferente: aunque formas multiméricas sean
aún visibles, la forma mayoritaria es la forma monomérica. El
fragmento cer puede pues facilitar la resolución de los
multímeros de plásmido que hemos construido y esto de forma
independiente de recA, en BW19610.
A fin de descartar la hipótesis según la cual
las formas observadas en las cepas que llevan el alelo
pir-116 serán topo-isomerasas particulares,
cada preparación de plásmido se sometió a la acción de ADN
topo-isomerasas. Las actividades de las diferentes
enzimas, en las condiciones experimentales fueron las siguientes:
relajamiento del ADN por la ADN topo-isomerasa I de
E. coli, superenrollamiento negativo del ADN relajado por la
ADN girasa de E. coli, y desenredamiento de los ADN
entrelazados y relajamiento del ADN superenrollado por la ADN
topo-isomerasa IV de S. aureus. La acción de
la ADN topo-isomerasa IV permitió mostrar que las
formas plasmídicas de elevado peso molecular no resultan del
enredamiento de varias moléculas de plásmidos; en este caso,
entonces deben ser convertidas en la especie monomérica. La
funcionalidad del enzima está evidentemente controlada en una
preparación de ADN de quinetoplastos, compuesta de moléculas de ADN
enredadas (no mostrado). La actividad de relajamiento es también
visible ya que se obtienen especies que migran menos que en los
testigos no tratados. La acción de la ADN girasa permitió convertir
los topoisómeros ligeramente relajados en la especie más
superenrollada extraída de la bacteria (monómero o dímero
principalmente). Además, permitió verificar que los ADN preparados
están mayoritariamente en forma superenrollada. Las muestras así
tratadas permiten confirmar los resultados anteriores en cuanto a
las especies mayoritarias para cada construcción. La ADN
topo-isómerasa I tiene bien relajado el ADN pero de
forma parcial. Esto podría ser debido al hecho de que los plásmidos
estudiados no incluyen más que unas pocas zonas de cadena sencilla,
con las cuales esta enzima se relaciona preferentemente (Roca,
1995).
Hemos utilizado la casete de expresión del gen
del ARNt supresor sintético (Phe) (Kleina et al., 1990). Este
introduce en la cadena polipeptídica en formación una Fenilalanina
en respuesta a un codón TAG. Además, permite la producción en
XAC-1 de una proteína ArgE suficientemente activa
para permitir un buen crecimiento en medio carente en arginina. En
el plásmido pCT-2-F (Normanly et
al., 1986), sup Phe se expresa de manera constitutiva a
partir de un promotor sintético derivado de la secuencia del
promotor del gen lpp de E. coli, P_{lpp}. Al
principio de este gen, la parada de la transcripción está asegurada
por el terminador sintético del operón rrnC de E.
coli, T_{rmC} (Normanly et al., 1986). Las
diferentes etapas de clonación están indicadas en la figura 5.
Las diferentes subclonaciones se realizaron en
XAC-1. La funcionalidad de la casete de expresión
del ARNt supresor está así controlada gracias a la actividad
\beta-galactosidasa de esta cepa que solo existe
si hay supresión del codón ámbar del gen
lacZ_{u}_{118am}. La última etapa consiste en la
introducción de la casete de expresión de sup Phe en
pXL2730. Los resultados obtenidos con el fragmento cer
(B-1-b) nos han hecho elegir este
plásmido antes que pXL2666. Hemos conservado el gen de resistencia a
la kanamicina por facilidades de clonación posterior, especialmente
para disponer de un localizador de la diana suplementario durante la
clonación final (perdida de Km^{R}).
A fin de ensayar la validez en terapia génica
del sistema de producción de ADN plasmídico, hemos introducido en
pXL2760 un gen informador, utilizable en las células eucariotas.
Hemos utilizado el gen luc que codifica la luciferasa de
Photinus pyralis ya que el ensayo de medida de
bioluminiscencia es muy sensible, lineal en una amplia escala y el
ruido de fondo debido a la actividad endógena de las células
eucariotas es muy débil. El gen luc está bajo control de las
secuencias promotoras-amplificadoras de un gen
precoz del citomegalovirus humano (promotor CMV) que permite una
expresión con proporción elevada. En 3' de luc se encuentra
una región no traducida, que proviene del virus SV40, que contiene
la señal de poliadenilación (poli(A)+). Después de una
clonación intermedia que permite aumentar el número de sitios de
restricción disponibles, la casete "promotor
CMV-luc-poli(A)+" se introdujo en el vector mínimo
ori \gamma-cer-sup Phe (pXL2760) en lugar
del marcador Km^{R}. El plásmido que resultó se llamó pXL2774. La
figura 6 recoge las diversas etapas de clonación. Las mezclas de
uniones se transformaron por electroporación en XAC-1pir-116.
La incubación que permite a las bacterias la expresión de los
marcadores de selección se efectúa en medio rico (medio SOC); fue
pues necesario lavar las células dos veces con medio M9 antes de la
extensión. Esto permitió eliminar el medio residual que habría
implicado un ruido de fondo del cultivo en medio mínimo.
El medio elegido para extender las células
electroporadas fue el medio mínimo M9, que permitió seleccionar las
bacterias que expresan un ARNt supresor y entonces la presencia de
nuestros plásmidos. La adición de X-Gal permite,
por la coloración azul, visualizar la expresión del ARNt supresor.
Las cajas se analizaron después de alrededor de 20 horas a 37ºC. La
ausencia de colonias en el testigo sin ADN nos aseguró que la
selección fue correcta, incluso con siembras densas. Todos los
clones examinados por restricción (8) llevan un plásmido, que
corresponde al perfil esperado. El plásmido así construido, pXL2774,
se preparó a partir de un clon cultivado en un litro de medio
líquido M9 (alrededor de 18 horas a 37ºC), por una técnica que
recurre entre otras cosas a un intercambio de iones (kit Promega,
MegaPreps). La cantidad de ADN recogida fue de 2 mg.
La capacidad de pXl2774 para transfectar células
eucariotas y permitir la expresión de la luciferasa se evalúo por
transfección en los fibroblastos murinos NIH 3T3. El vector elegido
como referencia fue el plásmido pXL2622 (se trata del plásmido pGL2
de Promega cuyo promotor SV40 se reemplazó por el promotor CMV) que
lleva la misma casete de expresión de la luciferasa que pXL2774,
pero en un replicón diferente. Es un derivado de ColE1, de 6,2 kpb,
que lleva el gen de resistencia a la ampicilina. Este plásmido nos
sirvió de testigo. Las actividades luciferasa (expresada en RLU, o
unidades relativas de luminiscencia) están indicadas en la tabla
3.
Los mejores resultados se obtuvieron con una
relación "cargas lipofectante/cargas ADN" de 6; en estas
condiciones, pXL2622 y 2774 parecen equivalentes.
El carácter no replicativo de los plásmidos
derivados de R6K tipo pCOR se verificó por una experiencia de
electroporación en E. coli JM109
(Yanisch-Perron et al., 1985) de los
plásmidos pUC4K (ori ColEI- Km^{R}, (Vieira et Messing, 1982) y
pXL2730 (ori gamma de R6K-Km^{R}, véase el ejemplo
2). El electroporador utilizado fue Gene Pulser Biorad y las
células JM109 electrocompetentes se prepararon y utilizaron según el
protocolo del fabricante (Bacterial
electro-transformation and pulse controller
instruction manual. catalog number 165-2098).
Las células electrotransformadas se extendieron
en medio LB adicionado de kanamicina (50 mg/l) e incubadas la noche
a 37ºC. Los resultados obtenidos se presentan a continuación.
\newpage
Estos resultados muestran que hay como mínimo 5
log de diferencia entre la eficacia de transformación de un
derivado de ColEI (pUC4K) con relación a un derivado de R6K
(pXL2730) en una cepa que no expresa el gen pir. En una cepa pir+
como XAC-1pir-116, la eficacia de
electrotransformación de plásmidos derivados de R6K alcanza o
sobrepasa clásicamente los 108 transformantes/por \mug de
plásmido.
Producción en E. coli
XAC-1pir-116 (ejemplo 1), de un
plásmido mínimo, pXL2774; Este plásmido comprende los elementos
siguientes: ori R6K-cer-tRNAamsupPhe
y una casete de expresión del gen informador luc bajo control del
promotor CMV (ejemplo 3). Se ha desarrollado un procedimiento con
alta productividad para la producción de este tipo de plásmidos.
\bullet Composición del medio definido
utilizado para los cultivos inoculo (g/l):
Na_{2}HPO_{4} 6, KH_{2}PO_{4} 3, NaCl
0,5, NH_{4}Cl 1, NH_{4}H_{2}PO_{4} 3, glucosa 5, MgSO_{4},
7H_{2}O 0,24, CaCl_{2}, 2H_{2}O 0,015, tiamina HCl 0,010.
\bullet Composición del medio complejo
utilizado para los cultivos en retroalimentación (g/l):
KH_{2}PO_{4} 8, K_{2}HPO_{4} 6,3, Na_{2}HPO_{4} 1,7,
(NH_{4})_{2}SO_{4} 0,74, NH_{4}Cl_{2} 0,12,
extracto de levadura 3, glucosa 2, MgSO_{4}, 7H_{2}O 2,4 g/l,
CaCl_{2}, 2H_{2}O 0,015, tiamina 0,010, disolución de sales (Fe,
Mn, Co, Zn, Mo, Cu, B, Al).
\bullet Composición del medio definido para
los cultivos en retroalimentación medio idéntico al medio complejo
pero el extracto de levadura se reemplazó por 2,5 g/l de
NH_{4}Cl.
\vskip1.000000\baselineskip
Estudios en fermentadores de 2 litros (Setric
France) que contenían 1l de medio se realizaron con el fin de
definir las condiciones óptimas de crecimiento y de producción de
ADN plasmídico. El fermentador se sembró con 80 ml de un cultivo
inoculo procedente del principio de la fase estacionaria de
crecimiento.
Durante la fermentación, el pH se controló y
ajustó automáticamente entre 6,9 y 7,0 con amoniaco al 10% (p/v);
la temperatura se mantuvo a 37ºC; la aireación se fijó a 75 l/h (1,1
vvm) bajo una presión de 0,2 bares y el oxígeno disuelto se
controló a 40% de la saturación de aire por retroacción en la
velocidad de agitación y, si fuese necesario, por enriquecimiento
con oxígeno puro.
Todos los parámetros (pH, temperatura,
agitación, OD, O_{2} y CO_{2} en los gases efluentes) se
recogieron y se calcularon en línea por intermedio de una interfase
HP3852 conectada a un Hewlett-Packard 9000.
La composición de base del medio de alimentación
fue la siguiente: fuente de carbono 50%, sulfato de magnesio 0,7%,
tiamina 0,02%, para el medio complejo, se añadió extracto de
levadura a una concentración comprendida de preferencia entre 5 y
10%.
A fin de adaptar las condiciones de cultivo a
los fermentadores de 800 litros, se realizaron secuencias de
producción que incluyen dos cultivos inoculo sucesivos, a escala del
laboratorio: inoculo I en erlenmeyer agitado e inoculo II en
fermentador de 2 litros (cultivos discontinuos), seguido por un
cultivo de producción en retroalimentación, en fermentador de 7
litros.
Diferentes condiciones de cultivo se estudiaron
en medio complejo, en medio definido, y a diferentes proporciones
de crecimiento. En todos los casos, después de un cultivo inicial
discontinuo de la cepa bacteriana y consumo de la fuente de
carbono, el medio de alimentación se añadió al fermentador gracias a
una bomba peristáltica acoplada a un perfil de adición
pre-programado. Este perfil se dedujo de
experiencias anteriores en las cuales la proporción de alimentación
retroalimenta bien sea a la proporción de oxígeno disuelto, bien sea
a la proporción de crecimiento constante.
Además, de forma que se extrapolen sin
dificultad las condiciones de fermentación de 2 litros a un
fermentador de 800 l sin sobreoxigenación del medio, la demanda
máxima de oxígeno al final del cultivo se fijó en
2,5-3 mM/min. Para ello, la proporción de
crecimiento del microorganismo se redujo, si fuese necesario, por
acción en el caudal de alimentación de la carga complementaria.
Como muestra la Tabla 4, se obtuvieron muy
buenos resultados a la vez en medio complejo y en medio definido,
bien sea a escala del laboratorio o a escala de un fermentador de
800 litros; las cinéticas de crecimiento y de producción de ADN
plasmídico son además del todo comparables (cf. figuras 6 y 7).
Los resultados globales resaltan que:
- el cambio de escala del fermentador de 2
litros al de 800 litros puede efectuarse sin ningún problema,
- el oxígeno consumido está fuertemente
correlacionado con la biomasa producida (1,08 g 0,2 g de biomasa
producida),
- el plásmido es estable durante al menos 50
generaciones sin presión de selección,
- se puede obtener una biomasa elevada, superior
a 40 g de células secas/litro, en medio complejo,
- la producción de ADN plasmídico alcanza los
100 mg de ADN superenrollado/l de medio,
- existe una muy buena correlación entre la
producción de ADN y la biomasa: se puede estimar la producción en
(1mg de ADN plasmídico/unidad de DO, o bien 2,7 mg de ADN
plasmídico/g de biomasa), y esto sea cual sea la duración de la
fermentación,
- la utilización de un medio definido permite
también alcanzar una biomasa (30 g de células secas/l) y una
producción de ADN plasmídico (100 mg/l) elevadas, y esto sin ninguna
perdida de productividad.
La capacidad del plásmido mínimo pXL2774 para
transfectar diferentes líneas celulares se ensayó in vitro,
tanto en células de origen humano como de origen murino. El plásmido
pXL2784 se utilizó como testigo. Contiene la misma casete de
expresión eucariota (promotor
CMV-luciferasa-poliA) que pXL2774
pero es un derivado de ColE1 de 6,4 kb que comprende el gen que
confiere la resistencia a la kanamicina en E. coli.
Las células ensayadas fueron las siguientes.
\vskip1.000000\baselineskip
Las condiciones de transfección fueron las
siguientes:
J-1: Siembra de las células a la
densidad de 100000 células por pocillo de 2 cm^{2} (placa de 24
pocillos) en medio DMEM (Dulbecco''s modified Eagle Medium)
suplementado con 10% de suero de ternera fetal (SVF).
J-3: Transfección de las
células, por 10 \mul de una disolución de transfección que
contiene: 0,5 \mug de ADN, 150 mM, NaCl, 5% glucosa y 3 nmoles de
lipofectante RPR120535 por \mug de ADN, en 250 \mul de medio de
cultivo, adicionado o no de 10% de SVF. Después de una incubación de
2 horas, el medio se reemplazó con 500 \mul de medio DMEM
adicionado de 10% de SVF.
J-4: Renovación del medio de
cultivo
J-5: Lavado de las células con
PBS después lisis con 100 \mul de tampón de lisis Promega (Promega
Cell Lysis Buffer E153 A). La determinación de la actividad
luciferasa se efectúo en un luminómetro Lumat LB 9501 (Berthold) en
10 \mul de lisado, con una duración de integración de 10 segundos.
El reactivo utilizado fue el de Promega (Promega Luciferase Assay
Substrate). Los resultados, recogidos en las tablas siguientes,
están expresados en RLU (Relative Lights Unit) por 10 \mul de
lisado (media de medición en 4 pocillos). Los coeficientes de
variación (CV) están también indicados.
Los resultados de transfecciones en ausencia de
suero se presentan a continuación.
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
\newpage
Los resultados de transfecciones en presencia de
suero (10%) se presentan a continuación:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
Estos resultados hacen resaltar la capacidad de
pXL2774 para transfectar, in vitro, de forma eficaz
diferentes tipos celulares de origen tanto murino como humano. La
expresión del gen informador luc permitió mostrar que su eficacia
de transfección es al menos tan buena como la de un plásmido
"clásico", derivado de ColEI, que lleva la misma casete de
expresión de la luciferasa.
El ADN plasmídico desnudo en disolución en
"glucosa 5%, NaCl 150 mM", se inyectó en el músculo tibial
craneal del ratón OF1. Los músculos se quitaron 7 días después de
la inyección, se picaron, se homogeneizaron en 750 \mul de tampón
de lisis (Cell Lysis Buffer Promega E153A) después se centrifugaron
a 20000 ¥ g durante 10 minutos.
La determinación de la actividad luciferasa se
realizó en 10 \mul de sobrenadante después de la adición de 50
\mul de reactivo (Promega Luciferase Assay Substrate). La lectura
se efectúo en el luminómetro Lumat LB9501 (Berthold) con una
duración de integración de 10 segundos.
Los resultados se presentan en la Tabla a
continuación.
Estos resultados indican que un plásmido con
replicación condicional como pXL2774 es muy capaz de transfectar
células musculares de ratón in vivo y esto con una eficacia
comparable, incluso superior a la de un plásmido "clásico",
derivado de ColE1, que lleva la misma casete de expresión del gen de
la luciferasa.
El modelo fue el siguiente:
- Ratón de tipo Swiss/desnudo hembras
adultas
-Tumores experimentales inducidos después de la
inyección de 107 células 3T3 HER2 por vía subcutánea a nivel del
costado.
- La inyección de la mezcla de transfección se
realizó 7 días después de la inyección de las células.
Disoluciones inyectadas: El ADN es primero
solubilizado en el tampón. Después de la adición de todos los
productos, la mezcla contiene, además del ADN, NaCl (150 mM) y
D-Glucosa 5% en agua o tampón HEPES 5 mM.
- Dos días después de la inyección, el tejido
tumoral se quitó, se pesó después se picó y se homogeneizó en 750
\mul tampón de lisis (Promega Cell Lysis Buffer E153 A). Después
de la centrifugación (20000 g durante 10 minutos), se tomaron 10
\mul de sobrenadante que permitieron la evaluación de la actividad
luciferasa. Esta actividad se determinó por medición de la emisión
luminosa total obtenida después de la mezcla con 50 \mul de
reactivo (Promega Luciferase Assay Substrate) en un luminómetro
Lumat LB 9501 (Berthold) con una duración de integración de 10
segundos.
La actividad resultante se expresó en RLU
(Relative Lights Units) estimada en la totalidad del sobrenadante de
lisis tumoral.
Estos resultados indican que un plásmido con
replicación condicional, como pXL2774, es muy capaz de transfectar
células musculares de ratón in vivo y esto con una eficacia
al menos comparable con la de un plásmido "clásico", derivado
de ColE1, que lleva la misma casete de expresión del gen de la
luciferasa.
Estas diferentes experiencias han permitido
demostrar que los plásmidos con replicación condicional, y más
particularmente pXL2774, presentan efectivamente las características
de transfección de células animales indispensables en una
utilización en terapia génica. Más precisamente, se ha mostrado:
1) la capacidad de pXL2774 de transfectar
eficazmente, in vitro, diferentes tipos celulares, de origen
humano o murino;
2) la capacidad de pXL2774 de transfectar, in
vivo, el músculo del ratón;
3) la capacidad de pXL2774 de transfectar, in
vivo, células tumorales implantadas en el ratón.
Las experiencias de electrotransformación, de
fermentación y de transfección han permitido pues validar los
plásmidos con replicación condicional como vector utilizables en
terapia génica mostrando:
i) que no se replican de forma detectable en una
cepa de E. coli que no expresa el gen pir (origen de
replicación condicional)
ii) que pueden ser producidos a una escala
compatible con una producción industrial, en un medio que puede ser
totalmente definido y que no contiene antibióticos;
iii) que estos plásmidos pueden transfectar,
in vitro y sobretodo in vivo células de mamíferos.
A fin de mostrar que es factible tal enfoque,
hemos construido un vector de expresión según los criterios
descritos anteriormente (ejemplos 2 y 3). Este vector, pXL3056,
contiene:
1) la parte bacteriana que comprende el origen
de replicación condicional (ori gamma), el fragmento cer de ColE1 y
el gen que asegura la selección en la bacteria (sup).
2) la casete de expresión, basada en el sistema
descrito por Studier (Studier et al., 1990), comprende el
promotor del gen 10 del bacteriófago T7, el operador lacO, el gen
que codifica el aFGF 154 (acidic Fibroblast Growth, factor o
factores de crecimiento ácido de los fibroblastos, forma que incluye
154 aminoácidos) (Jaye et al., 1986), terminador TF del
facteriofago T7. Esta casete de expresión es idéntica a la que está
presente en el plásmido pXL2434 descrita en la solicitud
WO96/08572.
La construcción de pXL3056 se presenta en la
figura 8. El fragmento Eco RI-BgIII de pXL2434
(1,1kb) que contiene la casete de expresión de aFGF se clonó en el
vector con replicación condicional pXL2979 (fragmento purificado de
1,1 kb) en los sitios BgIII y EcoRI para generar pXL3056.
pXL2979 resulta de la unión de 3 fragmentos: i)
fragmento AccI-XbaI de pXL2730 (0,8 kb, que aporta
ori gamma y cer) ii) fragmento NarI-SaII de pXL2755
(0,18 kb , que aporta el gen sup Phe) iii) fragmento
SaII-SpeI de pXL2660 (1,5 kb que aporta el gen que
confiere la resistencia a la kanamicina).
pXL2660 resulta de la clonación del fragmento
PstI de 1,2 kb de pUC4K (Vieira et Messing, 1982) en pMTL22
(Chambers et al., 1988) linealizado por PstI.
El plásmido pXL3056 se introdujo por
transformación en la cepa
XAC-1pir-116. La cepa resultante se
transformó a continuación con el plásmido PT7pol23 (Mertens et
al., 1995), a 30ºC. A fin de expresar el gen de interés bajo
control del promotor T7, la bacteria debe contener, en su genoma,
sobre un plásmido o un bacteriófago, una casete que permita la
expresión del ARN polimerasa del bacteriófago T7. En el ejemplo
descrito, hemos utilizado el plásmido PT7pol23, compatible con los
derivados de R6K tal como pXL3056, y que permite la expresión
inductible para la temperatura del ARN polimerasa bacteriófago T7.
Sin embargo también se puede considerar lisogenizar la cepa
XAC-1pir-116 por lambda D3 (Studier
et al., 1990) a fin de conservar solo un plásmido e inducir
la producción de la ARN polimerasa de T7 antes por IPTG que por la
temperatura.
La cepa
XAC-1pir-116 (pXL3056 + PT7pol23) se
cultivó a 30ºC, en medio mínimo M9 adicionado de 0,2% de
casaminoácidos (DIFCO) y de kanamicina (25 \mug/ml), hasta una
densidad óptica de 600 nm de 0,6-1. A continuación
la mitad del cultivo se colocó a 42ºC (inducción de la ARN
polimerasa de T7) mientras que la otra mitad se dejó a 30ºC
(testigo negativo). La misma experiencia se realizó con la cepa
XAC-1pir-116 (pXL3056 + pUC4K) que
constituye un testigo de expresión del aFGF en ausencia de ARN
polimerasa de T7.
Los resultados obtenidos se presentan en la
figura 9. Muestran que la producción de aFGF es comparable o
superior a la observada con BL21(DE3) (pXL2434) (WO96/08572)
lo que muestra bien los potenciales de los plásmidos con
replicación condicional para la expresión de proteínas recombinantes
in vitro, especialmente en E. coli.
Este ejemplo describe la construcción de
vectores con replicación condicional según la invención que
contienen un ácido nucleico que codifica una proteína p53. Estos
vectores son utilizables para restaurar una actividad de tipo p53
en las células deficientes (mutadas, eliminadas), tal como
especialmente las células tumorales.
La casete de expresión eucariota contiene los
siguientes elementos:
1) promotor precoz CMV "immediate early"
(posiciones -522 a +72) seguido de la secuencia líder del gen de la
timidina-quinasa del virus herpes simple tipo I
(posición -60 a +1 del gen, haciendo referencia a la secuencia del
articulo McKnight, S. \ding{61} L. (1980) Nucleic Acids Res.
8: 5949-5964);
2) un ácido nucleico que codifica la proteína
p53 salvaje o para una variante de p53 tal como está descrito en la
demanda PCT/FR96/01111 (variante V325K = V325 con una secuencia
Kozak en el ATG);
3) la secuencia de poliadenilación poliA de
SV40
Estos elementos se colocaron en forma de un
fragmento AscI-XbaI en el vector pCOR pXL2988 entre
los sitios BssHII y SpeI. pXL2988 es idéntico al
pXL279 (ejemplo 7.1) excepto la presencia de un elemento
suplementario, una secuencia capaz de formar una triple hélice de
ADN compuesta de 17 veces el trinucleótido GAA, colocada al lado del
origen de replicación gamma.
Los plásmidos resultantes se llamaron pXL3029 y
3030 (Figura 10).
La funcionalidad de estas construcciones se
verificó in vitro en células p53-SAOS2 en
cultivo por medición de la actividad del activador transcripcional
de p53 o p53 superWT.
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Vieira, and J. Messing (1985) Gene
33:103-119 13.
(1) INFORMACIONES GENERALES:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- SOLICITANTE:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- NOMBRE: GENCELL S.A.
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- CALLE: 78-82, calle Léon Geffroy
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- CIUDAD: VITRY-SUR-SEINE
\vskip0.500000\baselineskip
- (E)
- PAIS: FRANCIA
\vskip0.500000\baselineskip
- (F)
- CÓDIGO POSTAL: 94400
\vskip0.500000\baselineskip
- (G)
- TELÉFONO: 0158932712
\vskip0.500000\baselineskip
- (H)
- FAX: 0158933007
\vskip0.800000\baselineskip
- (ii)
- TÍTULO DE LA INVENCIÓN: Molécula de ADN circular con origen de replicación condicional, su procedimiento de preparación y su utilización en terapia génica.
\vskip0.800000\baselineskip
- (iii)
- NÚMERO DE SECUENCIAS: 6
\vskip0.800000\baselineskip
- (iv)
- FORMA DESCIFRABLE POR ORDENADOR:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- TIPO DE SOPORTE: Cinta
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- ORDENADOR: IBM PC compatible
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- SISTEMA DE EXPLOTACIÓN: PC-DOS/MS-DOS
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- PROGRAMA: PatentIn Release # 1.0, Version # 1.30 (OEB)
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIONES PARA LA SEQ ID Nº 1:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 389 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: nucleótido
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- NÚMERO DE CADENAS: simple
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- CONFIGURACIÓN: lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCION DE LA SECUENCIA: SEQ ID Nº 1:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIONES PARA LA SEQ ID Nº 2:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 960 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: nucleótido
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- NÚMERO DE CADENAS: simple
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- CONFIGURACIÓN: lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLÉCULA: ADNc
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCION DE LA SECUENCIA: SEQ ID Nº 2:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIONES PARA LA SEQ ID Nº 3:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD: 24 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: nucleótido
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- NÚMERO DE CADENAS: simple
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- CONFIGURACIÓN: lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLECULA: ADNc
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCION DE LA SECUENCIA: SEQ ID Nº 3:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipGACCAGTATT ATTATCTTAA TGAG
\hfill24
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIONES PARA LA SEQ ID Nº 4:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD : 24 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: nucleótido
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- NÚMERO DE CADENAS: simple
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- CONFIGURACIÓN : lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLECULA: ADNc
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCION DE LA SECUENCIA: SEQ ID Nº 4:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipGTATTTAATG AAACCGTACC TCCC
\hfill24
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIONES PARA LA SEQ ID Nº 5:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD : 24 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: nucleótido
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- NÚMERO DE CADENAS: simple
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- CONFIGURACIÓN : lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLECULA: ADNc
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCION DE LA SECUENCIA: SEQ ID Nº 5:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipCTCTTTTAAT TGTCGATAAG CAAG
\hfill24
\vskip1.000000\baselineskip
(2) INFORMACIONES PARA LA SEQ ID Nº 6:
\vskip0.800000\baselineskip
- (i)
- CARACTERÍSTICAS DE LA SECUENCIA:
\vskip0.500000\baselineskip
- (A)
- LONGITUD : 24 pares de bases
\vskip0.500000\baselineskip
- (B)
- TIPO: nucleótido
\vskip0.500000\baselineskip
- (C)
- NÚMERO DE CADENAS: simple
\vskip0.500000\baselineskip
- (D)
- CONFIGURACIÓN : lineal
\vskip0.800000\baselineskip
- (ii)
- TIPO DE MOLECULA: ADNc
\vskip0.800000\baselineskip
- (xi)
- DESCRIPCION DE LA SECUENCIA: SEQ ID Nº 6:
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
\hskip-.1em\dddseqskipGCGACGTCAC CGAGGCTGTA GCCG
\hfill24
Claims (28)
1. Molécula de ADN de forma circular, útil en
terapia génica, que comprende al menos una secuencia nucleica de
interés, e igualmente las señales de regulación de su expresión que
comprende una región promotora de la transcripción funcional en la
célula o el organismo diana, así como una región situada en 3' y que
especifica una señal de fin transcripcional y un sitio de
poliadenilación,
caracterizada porque:
- a.
- la región que permite su replicación comprende un origen de replicación condicional procedente de un plásmido o de un bacteriófago cuya funcionalidad en una célula procariota hospedante requiere la presencia de al menos una proteína iniciadora de replicación específica de dicho plásmido o bacteriófago y extraña a dicha célula procariota hospedante,
- b.
- dicha molécula de ADN no incluye dicha proteína iniciadora de replicación,
- c.
- dicha molécula de ADN incluye un marcador de selección, y
- d.
- dicha molécula de ADN solo se replica en las células que pueden complementar dicha proteína iniciadora.
2. Molécula de ADN según la reivindicación 1,
caracterizada porque dicho origen de replicación condicional
procede de un plásmido o bacteriófago que posee un origen de
replicación, representado por varios iterones, y que codifica al
menos una proteína específica, que condiciona la funcionalidad de su
origen de replicación.
3. Molécula de ADN según la reivindicación 1 ó
2, caracterizada porque el origen de replicación condicional
puede proceder de los plásmidos o bacteriófagos siguientes RK2, R6K,
R1, pSC101, Rtsl, F, RSF1010, P1, P4, lambda, Phi82 y Phi 80.
4. Molécula de ADN según una de las
reivindicaciones 1 a 3, caracterizada porque dicho origen de
replicación procede del plásmido bacteriano R6K.
5. Molécula de ADN según una de las
reivindicaciones anteriores, caracterizada porque dicho
origen de replicación está constituido en todo o parte por el origen
de replicación \gamma del plásmido R6K.
6. Molécula de ADN según una de las
reivindicaciones anteriores, caracterizada porque la proteína
\pi, producto del gen pir (SEQ ID Nº 2) introducido en el
genoma de la célula hospedante, permite la replicación de la
molécula de ADN en dicha célula hospedante.
7. Molécula de ADN según la reivindicación 6,
caracterizada porque la proteína \pi expresada en la célula
hospedante, resulta de la expresión de un derivado del gen
pir, y más particularmente del gen pir116.
8. Molécula de ADN según una cualquiera de las
reivindicaciones anteriores, caracterizada porque el marcador
de selección se puede elegir entre un gen que confiere una
resistencia a un antibiótico y un gen cuyo producto es indispensable
para la viabilidad del hospedante considerado, en condiciones de
cultivo definido.
9. Molécula de ADN según una de las
reivindicaciones anteriores, que comprende además una secuencia
capaz de interactuar específicamente con un ligando.
10. Molécula de ADN según la reivindicación 9,
caracterizada porque la secuencia capaz de interactuar
específicamente con un ligando es una secuencia capaz de formar, por
hibridación, una triple hélice con un oligonucleótido
específico.
11. Molécula de ADN según la reivindicación 10,
caracterizada porque la secuencia se puede colocar en
cualquier sitio de la molécula de ADN, en cuanto que no afecte la
funcionalidad del gen de interés y del origen de replicación.
12. Molécula de ADN según una cualquiera de las
reivindicaciones anteriores, caracterizada porque se trata
del plasmido pxL2774 y sus derivados, dicho plasmido pxL2774
comprende una casete "promotor
CMV-luc-poli(A)+"
introducido sobre el vector mínimo
ori\gamma-cer-sup Phe.
13. Procedimiento de producción de molécula de
ADN de forma circular según una de las reivindicaciones 1 a 12,
caracterizado porque se cultiva una célula hospedante que
contiene al menos:
- a.
- una molécula de ADN según una de las reivindicaciones 1 a 12 que comprende un origen de replicación cuya funcionalidad en la célula hospedante requiere la presencia de al menos una proteína iniciadora de replicación específica y extraña a dicha célula hospedante, y,
\newpage
- b.
- dicha proteína, expresada in situ o no, que condiciona la funcionalidad de dicho origen de replicación, específico o extraño a dicha célula hospedante,
en condiciones que permitan la selección de
células hospedantes transformadas por dichas moléculas de ADN.
14. Procedimiento según la reivindicación 13,
caracterizado porque el gen que codifica la proteína
iniciadora de la replicación se presenta en un replicón anexo o
incorporado en el genoma de dicha célula.
15. Procedimiento según la reivindicación 13 ó
14, caracterizado porque se trata de una molécula de ADN que
incorpora un origen de replicación tal como está definido en las
reivindicaciones 4 a 5 y porque dicha proteína es la proteína \pi
del plásmido R6K o difiere de esta proteína por modificación de su
secuencia codificante o constituye un fragmento de esta proteína
todo ello teniendo la misma actividad.
16. Procedimiento según la reivindicación 15,
caracterizado porque la proteína \pi o uno de sus derivados
se expresa in situ a partir del gen pir representado en SEQ
ID Nº 2 o cualquier secuencia diferente de SEQ ID Nº 2 en razón de
una degeneración del código genético, o cualquier secuencia que
híbrida con estas secuencias o fragmentos de estas presentes en la
célula hospedante y cuyo producto posee la actividad de la proteína
específica iniciadora de la replicación.
17. Procedimiento según la reivindicación 16,
caracterizado porque la proteína se expresa a partir del gen
pir 116 incorporado en el genoma de dicha célula.
18. Procedimiento según una de las
reivindicaciones 13 a 17, caracterizado porque uno de los
genes indispensables en las condiciones de cultivo elegidas, de la
célula hospedante, contiene un codón específico, reconocible por el
ARNt supresor seleccionado a nivel de la molécula de ADN.
19. Procedimiento según la reivindicación 18,
caracterizado porque este gen contiene un codón ámbar
TAG.
20. Procedimiento según una de las
reivindicaciones 13 a 19, caracterizado porque la célula se
elige entre las cepas de E. coli.
21. Procedimiento según una de las
reivindicaciones 13 a 20, caracterizado porque la célula
procede de la cepa E. coli XAC1.
22. Procedimiento según una de las
reivindicaciones 13 a 21, caracterizado porque utiliza la
cepa E. coli XAC 1, que integra en su genoma el gen pir
116.
23. Célula recombinante transformada por al
menos una molécula de ADN según una de las reivindicaciones 1 a
12.
24. Célula recombinante según la reivindicación
23 de tipo eucariótico o procariótico.
25. Composición farmacéutica que comprende una o
varias molécula(s) de ADN según una de las reivindicaciones 1
a 12.
26. Molécula de ADN según una de las
reivindicaciones 1 a 12 como medicamento.
27. Utilización de una molécula de ADN según una
de las reivindicaciones 1 a 12 para la fabricación de un medicamento
para la producción de proteínas recombinantes in vivo.
28. Molécula según la reivindicación 26 para la
fabricación de un medicamento para el tratamiento o la prevención de
numerosas patologías, que incluyen enfermedades genéticas
(distrofia, fibrosis cística, etc.), enfermedades neurodegenerativas
(alzheimer, parkinson, ALS, etc.), cánceres, patologías relacionadas
con los trastornos de la coagulación o con las dislipoproteinemias,
patologías relacionadas con las infecciones (hepatitis, SIDA).
Applications Claiming Priority (2)
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---|---|---|---|
FR9510825 | 1995-09-15 | ||
FR9510825A FR2738842B1 (fr) | 1995-09-15 | 1995-09-15 | Molecule d'adn circulaire a origine de replication conditionnelle, leur procede de preparation et leur utilisation en therapie genique |
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ES04016978T Expired - Lifetime ES2281721T3 (es) | 1995-09-15 | 1996-09-13 | Molecula de adn circular con origen de replicacion condicional, su procedimiento de preparacion y su utilizacion en terapia genica. |
ES06017245T Expired - Lifetime ES2357098T3 (es) | 1995-09-15 | 1996-09-13 | Molécula de adn circular con origen de replicación condicional, su procedimeinto de preparación y su utilización en terapia génica. |
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