DE19814853A1

DE19814853A1 - Expressionssystem zur Produktion von Proteinen

Info

Publication number: DE19814853A1
Application number: DE19814853A
Authority: DE
Inventors: Rubert Pfaller; Johanna Hessing; Cornelis Van Den Hondel; Robertus Van Gorcom
Original assignee: Consortium fuer Elektrochemische Industrie GmbH
Current assignee: Consortium fuer Elektrochemische Industrie GmbH
Priority date: 1998-04-02
Filing date: 1998-04-02
Publication date: 1999-10-21
Also published as: EP1066393B1; JP3585840B2; JP2002510498A; DK1066393T3; US6551797B1; CA2324443A1; DE59901930D1; WO1999051757A1; ATE220104T1; CN1183255C; EP1066393A1; CN1303440A

Abstract

Die Erfindung betrifft ein Expressionssystem für die Produktion eines Proteins in einem filamentösen Pilz bestehend aus DOLLAR A a) einem Wirtsorganismus aus der Klasse der Basidiomyceten sowie DOLLAR A b) einem DNS-Vektor, der ein Selektionsmarkergen enthält, welches für ein Protein kodiert, das nach Transformation eines filamentösen Pilzes aus der Klasse der Basidiomyceten eine Selektion positiver Transformanten erlaubt und ausgewählt ist aus der Gruppe der Antibiotikaresistenzgene, die für Proteine kodieren, die die wachstumshemmende Wirkung von Antibiotika aufheben, gegen die der Wirtsorganismus nicht resistent ist, der Gene, die Proteine kodieren, die zu einer farbgebenden Reaktion befähigt sind und der Gene die einen genetischen Defekt des Wirtsorganismus (Auxotrophie) komplementieren, wobei die Expression des Selektionsmarkergens durch mindestens ein in Basidiomyceten aktives genetisches Regulationselement kontrolliert wird und DOLLAR A c) einem DNS-Vektor, der ein Gen enthält, welches für das zu produzierende Protein kodiert, wobei die Expression dieses Gens und ggf. auch die Sekretion des so produzierten Proteins durch ein in Basidiomyceten aktives genetisches Regulationselement kontrolliert wird, wobei DOLLAR A der DNS-Vektor, der ein Selektionsmarkergen enthält und der DNS-Vektor, der das Gen, welches für das zu produzierende Protein kodiert, auch als ein DNS-Vektor vorliegen können.

Description

Die Erfindung betrifft ein Expressionssystem zur Produktion von Proteinen in filamentösen Pilzen der Unterklasse der Basi diomyceten, seine Herstellung und seine Verwendung.

Zur Proteinproduktion sind verschiedene prokaryontische und eukaryontische Expressionssysteme bekannt. Beispiele pro karyontischer Expressionssysteme sind Escherichia coli und Bacillus subtilis. Die Methoden zur genetischen Manipulation dieser Organismen sind wohl etabliert. Spezifische Nachteile dieser Expressionssysteme sind die oft enttäuschend niedrige Produktionsrate vor allem eukaryontischer Proteine, die Fal tung der produzierten Protein derart, daß sie häufig nicht in aktiver Form vorliegen sowie vor allem auch das Fehlen der posttranslationalen Modifikation der exprimierten Proteine. Als fehlende posttranslationale Modifikation seien beispiels weise der fehlende Einbau prosthetischer Gruppen oder die feh lende Glykosilierung des zu exprimierenden Proteins genannt.

Diese Nachteile prokaryontischer Expressionssysteme können durch Verwendung eukaryontischer Expressionssysteme umgangen werden.

Zu den verbreiteten eukaryontischen Expressionssystemen mit breiter Anwendung gehören Zellkultursysteme sowohl von Säuger zellen wie auch Insektenzellen sowie eukaryontische Mikroorga nismen wie Hefen oder filamentöse Pilze. Während bei diesen Expressionssystemen das zu exprimierende Protein in der Regel in aktiver Form gebildet wird, ist die Produktionsrate vor al lem bei der Expression heterologer Proteine in vielen Fällen zu niedrig. Als Beispiel hierfür kann die Expression in der Hefe Saccharomyces cerevisiae oder in filamentösen Pilzen aus der Klasse der Ascomyceten dienen.

Hohe Produktionsraten in filamentösen Pilzen wie Aspergillus sind vor allem für die Expression homologer Proteine oder Proteine von filamentösen Pilzen der Klasse der Ascomyceten beschrieben. Die Expression heterologer Proteine gelingt oft nur mit geringen oder mäßigen Ausbeuten. WO 96/00290 z. B. be schreibt die heterologe Expression der Laccase LCC1 aus dem filamentösen Pilz der Klasse der Basidiomyceten, Polyporus pinsitus. Bei der Expression in Aspergillus, einem filamentö sen Pilz der Klasse der Ascomyceten, werden Ausbeuten bis zu 0,35 g/l in der Fermentation erzielt. Dies ist eine ver gleichsweise geringe Ausbeutesteigerung im Vergleich zur Pro duktionsleistung von 0,1-0,2 g/l eines vergleichbaren Wild typstammes in der Fermentation.

Speziell für Enzyme aus der Klasse der Basidiomyceten und hier vor allem der Weißfäulepilze besteht ein zunehmendes Interesse für industrielle Anwendungen. Als Beispiele seien genannt hy drolytische Enzyme wie Cellulasen, Hemicellulasen oder Lipasen oder aber auch Oxidoreduktasen wie Ligninperoxidasen, Mangan peroxidasen, Laccasen, Cellobiose-Chinon-Oxidoreductase oder Cellobiose-Oxidase. Potentielle Anwendungen für diese Enzyme bestehen z. B. bei der Holz- bzw. Zellstoffverarbeitung.

Eine unter anderem in Basidiomyceten vorkommende Enzymklasse, die für industrielle Anwendungen von großem Interesse ist, ist die Enzymklasse der Laccasen (p-Hydroxiphenoloxidase, EC 1.10.3.2.). Laccasen gehören zur Proteinfamilie der sogenann ten blauen Kupferproteine" und enthalten in der Regel vier Kupferionen, die in drei, Typ 1 bis Typ 3 bezeichneten Kupfer zentren angeordnet sind. Laccasen zeichnen sich weiter dadurch aus, daß es sich allgemein um sekretierte Proteine handelt und daß sie einen Glykosilierungsanteil von bis zu 10 bis 45% des Molekulargewichts enthalten können. Neben der Depolymerisie rung von makromolekularen Verbindungen wie Lignin können Lac casen auch die Polymerisierung vor allem aromatischer Verbin dungen katalysieren. Als Beispiel hierfür dient die Ligninbio synthese in Pflanzen, bei der in Pflanzen vorkommende Laccasen beteiligt sind. Technische Anwendungsmöglichkeiten für Lacca sen ergeben sich bei der Papierherstellung zur Delignifizierung von Zellstoff, bei Polymerisierungsreaktionen aller Art, z. B. bei der Abwasserbehandlung. Die Verwendung von Laccasen ist auch in der organischen chemischen Synthese bekannt, z. B. bei Kopplungsreaktionen oder der Seitenket tenoxidation von Aromaten. Für die technische Anwendung bei allen diesen Verfahren ist jedoch Voraussetzung, daß das Lac caseenzym kostengünstig und in größeren Mengen zur Verfügung gestellt werden kann.

Für verschiedene filamentöse Pilze aus der Klasse der Basi diomyceten wurden DNS-Vektoren beschrieben, die zur Transfor mation und Selektion von Transformanten geeignet sein sollen. Für den Basidiomyceten Phanerochaete chrysosporium wurde ein Verfahren zur homologen Transformation beschrieben (M. Alic et al. (1991) Curr. Genet. 19, 491-494). Für den Basidiomyceten Pleurotus ostreatus wurden DNS-Konstrukte für die Transforma tion beschrieben (K. Yanai et al. (1996) Biosci. Biotech. Bio chem. 60, 472-475). US 5362640 beschreibt DNS-Vektoren für die Transformation des Basidiomyceten Coriolus hirsutus. Eben so wird für die Transformation des Basidiomyceten Coriolus versicolor ein DNS-Vektor beschrieben (Y. Iimura et al. (1992) 5th International Conference on Biotechnology in the Pulp and Paper Industry, 427-431). Von keinem dieser Expressionssy steme aus der Klasse der Basidiomyceten ist bekannt, daß eine signifikante Steigerung der Expressionsrate für homologe oder heterologe Proteine erreicht worden ist.

Bekannte Expressionsvektoren, die genetische Regulationsele mente für die Expression in filamentösen Pilzen der Klasse der Ascomyceten enthalten, lassen sich nicht effizient in filamen tösen Pilzen der Klasse der Basidiomyceten exprimieren. Sie erlauben daher bei Transformation filamentöser Pilze der Klas se der Basidiomyceten nicht die Selektion positiver Transfor manten aufgrund z. B. erworbener Antibiotikaresistenz oder der Expression eines farbgebenden Indikatorproteins oder auf grund der Komplementation eines auxotrophen Gendefekts.

Die vorliegende Erfindung betrifft ein Expressionssystem für die Produktion eines Proteins in einem filamentösen Pilz be stehend aus

a) einem Wirtsorganismus aus der Klasse der Basidiomyceten sowie
b) einem DNS-Vektor, der ein Selektionsmarkergen enthält, wel ches für ein Protein kodiert das nach Transformation eines fi lamentösen Pilzes aus der Klasse der Basidiomyceten eine Se lektion positiver Transformanten erlaubt und ausgewählt ist aus der Gruppe der Antibiotikaresistenzgene, die für Proteine kodieren, die die wachstumshemmende Wirkung von Antibiotika aufheben, gegen die der Wirtsorganismus nicht resistent ist, der Gene, die Proteine kodieren, die zu einer farbgebenden Re aktion befähigt sind und der Gene die einen genetischen Defekt des Wirtsorganismus (Auxotrophie) komplementieren, wobei die Expression des Selektionsmarkergens durch mindestens ein in Basidiomyceten aktives genetisches Regulationselement kontrol liert wird und
c) einem DNS Vektor der ein Gen enthält, welches für das zu produzierende Protein kodiert wobei die Expression dieses Gens und ggf. auch die Sekretion des so produzierten Proteins durch ein in Basidiomyceten aktives genetisches Regulationselement kontrolliert wird, wobei
der DNS-Vektor, der ein Selektionsmarkergen enthält und der DNS-Vektor der das Gen welches für das zu produzierende Prote in kodiert auch als ein DNS-Vektor vorliegen können.

Als Antibiotikaresistenzgene geeignet sind vorzugsweise Gene, die Resistenz verleihen gegen ein Antibiotikum aus der Gruppe Hygromycin, Bialaphos, Kanamycin, Geneticin, Bleomycin, Oli gomycin, G418, Zeocin, Benomyl und Phleomycin.

Vorzugsweise können weiter Selektionsmarkergene verwendet wer den, die für Proteine kodieren, die zu einer farbgebenden Re aktion befähigt sind, z. B. das Glucuronidasegen oder das Gen für das grün fluoreszierende Protein (GFP).

Besonders geeignet sind Selektionsmarkergene, die einen gene tischen Defekt des Wirtsorganismus (Auxotrophie) komplementie ren können.

Für das erfindungsgemäße Expressionssystem bevorzugte Wirtsor ganismen aus der Klasse der Basidiomyceten sind monokaryonti sche Basidiomyceten.

Besonders bevorzugt stammt der Wirtsorganismen aus der Gattung Agaricus, Coriolus, Polyporus, Pleurotus, Phanerochaete, Schi zophyllum oder Trametes.

Insbesondere bevorzugt sind Wirtsorganismen der Art Trametes versicolor.

Der Wirtsorganismus im erfindungsgemäßen Expressionssystem zeichnet sich vorzugsweise dadurch aus, daß er aus der Klasse der Basidiomyceten stammt und einen genetischen Defekt im Stoffwechselmetabolismus (Auxotrophie) besitzt, aufgrund des sen einer oder mehrere für das Wachstum essentielle Stoffwech selmetaboliten nicht mehr synthetisiert werden können und der Wirtsorgansimus auf Minimalmedien ohne Zusatz dieses oder die ser Stoffwechselmetaboliten nicht mehr zum Wachstum befähigt ist.

Die Erfindung betrifft daher auch ein Expressionssystem wel ches dadurch gekennzeichnet ist, daß der Wirtsorganismus aus der Klasse der Basidiomyceten einen genetischen Defekt im Stoffwechselmetabolismus (Auxotrophie) besitzt, aufgrund des sen einer oder mehrere für das Wachstum essentielle Stoffwech selmetaboliten nicht mehr synthetisiert werden können und der Wirtsorganismus auf Minimalmedien ohne Zusatz dieses oder die ser Stoffwechselmetaboliten nicht mehr zum Wachstum befähigt ist und das Selektionsmarkergen derart ausgewählt ist, daß es den auxotrophen Gendefekt des Wirtsorganismus komplementiert.

Beispiele für Selektionsmarkergene, die einen auxotrophen Gen defekt im Wirtsorganismus komplementieren können, sind das OCT-Gen (kodiert für das Gen der Ornithin-Carbamoyltransfera se, US 5362640), das pyr G-Gen (kodiert für das Gen der Orotidin-5'-Phosphat Decarboxylase, Goosen et al., Curr. Ge net. (1987) 11, 499-503), das trpC Gen (kodiert für ein Gen, dessen trifunktionales Genprodukt Enzymaktivität für Phos phoribosyl-Anthranilsäureisomerase, Glutamin-Amidotransferase und Indol-Glycerinphosphatsynthase besitzt, Yelton et al., Proc Natl. Acad. Sci. USA (1984) 81, 1470-1474), oder das nia D Gen (kodiert für das Nitratreduktase Gen).

Besonders bevorzugt als Selektionsmarkergen ist das pyr G Gen, das für die Oritidin-5'-Phosphat Decarboxylase (ein Enzym des Uridinstoffwechsels) kodiert, und die Uridin Auxotrophie eines im pyr G Gen defekten Wirtsstammes komplementieren kann. Als Wirtsorganismus besonders bevorzugt ist dabei ein Basidiomyce tenstamm mit einem Defekt im pyr G Gen der für Uridin au xotroph ist.

Das pyr G Gen stammt bevorzugt aus einem Pilz aus der Klasse der Basidiomyceten, z. B. aus der Gattung Agaricus, Ooriolus, Polyporus, Pleurotus, Phanerochaete, Schizophyllum oder Trametes.

Bevorzugt geeignet für die Expression des pyr G Gens sind die Promotor- und Terminatorelemente für ein Glycerinalde hyd-3-Phosphat Dehydrogenasegen (GAPDH Gen) beispielsweise aus den filamentösen Pilzen der Klasse der Basidiomyceten, Schizo phyllum commune, Agaricus bisporus (das GAPDH Ag2 Gen), Pha nerochaete chrysosporium, Trametes versicolor oder für ein Laccase Gen, vorzugsweise das Laccase I Gen, bzw. das Laccase III Gen aus Trametes versicolor.

Insbesonders geeignet als Selektionsmarkergen für das erfin dungsgemäße Expressionssystem sind das Orotidin-5'-Phosphat Decarboxylasegen pyr G Gen vorzugsweise aus dem Basidiomyceten Schizophyllum commune oder aus dem Basidiomyceten Trametes versicolor.

Vorzugsweise wird die Expression des pyr G Gens aus dem Basi diomyceten Schizophyllum commune vom Promotor und ggf. Termi nator für das pyr G Gen aus Schizophyllum commune reguliert.

Vorzugsweise wird die Expression des pyr G Gen aus dem Basi diomyceten Trametes versicolor, vom Promotor und Terminator für das pyr G Gen aus Trametes versicolor reguliert.

Das erfindungsgemäße Expressionssystem eignet sich insbesonde re zur Expression eines Gens das für ein hydrolytisches Enzym z. B. aus der Gruppe der Cellulasen, Hemicellulasen und Lipasen oder aus der Gruppe der Oxidoreduktasen wie z. B. den Lignin peroxidasen, Manganperoxidasen, Laccasen, Cellobiose-Chinon- Oxidoreductase oder Cellobiose-Oxidase kodiert.

Insbesondere bevorzugt eignet es sich zur Expression eines Gens für eine Laccase.

Die Erfindung betrifft ferner einen DNS Vektor, der mindestens ein Selektionsmarkergen enthält, welches für ein Protein ko diert das nach Transformation eines filamentösen Pilzes aus der Klasse der Basidiomyceten eine Selektion positiver Trans formanten erlaubt, dadurch gekennzeichnet, daß das Selektions markergen ausgewählt ist aus der Gruppe der Antibiotikaresi stenzgene, die für Proteine kodieren, die die wachstumshem mende Wirkung von Antibiotika aufheben, gegen die der Wirtsor ganismus nicht resistent ist, der Gene, die Proteine kodieren, die zu einer farbgebenden Reaktion befähigt sind und der Gene die einen genetischen Defekt des Wirtsorganismus (Auxotrophie) komplementieren und daß das Selektionsmarkergen durch minde stens ein in Basidiomyceten aktives genetisches Regulationse lement kontrolliert wird.

Die erfindungsgemäßen DNS-Vektoren erlauben die Selektion po sitiver Transformanten aufgrund Komplementation eines auxotro phen Gendefekts im Wirtsorganismus bei Transformation filamen töser Pilze der Klasse der Basidiomyceten.

Insbesondere die Selektion von Transformanten des filamentösen Pilzes Trametes versicolor und in einer besonders bevorzugten Ausführung Transformanten von pyr G defizienten, auxotrophen Stämmen von Trametes versicolor wird ermöglicht durch die als bevorzugt geeignet genannten Gene zur Komplementation auxotro pher Gendefekte im Wirtsorganismus.

Die erfindungsgemäßen DNS-Vektoren eignen sich auch zur Ex pression von Genen die für Proteine kodieren in filamentösen Pilzen der Klasse der Basidiomyceten. Unter Genen die für Pro teine kodieren sind im Sinne der Erfindung auch die von den Strukturgenen abgeleiteten cDNS-Gene der Proteine zu verste hen. Bei den Proteinen kann es sich um für Basidiomyceten he terologe Proteine oder um für Basidiomyceten homologe Proteine handeln.

Der erfindungsgemäße DNS-Vektor enthält somit vorzugsweise auch mindestens ein Gen das für ein zu exprimierendes Protein kodiert.

Besonders bevorzugt enthält der erfindungsgemäße DNS-Vektor mindestens ein Gen das für ein hydrolytisches Enzym z. B. aus der Gruppe der Cellulasen, Hemicellulasen und Lipasen oder aus der Gruppe der Oxidoreduktasen wie z. B. den Ligninperoxidasen, Manganperoxidasen, Laccasen, Cellobiose-Chinon-Oxidoreductase oder Cellobiose-Oxidase kodiert.

Insbesondere bevorzugt enthält der erfindungsgemäße DNS-Vektor ein Gen für eine Laccase.

Ein für die Expression des proteinkodierenden Gens notwendiger Promotor kann von dem zu exprimierenden Gen stammen oder es kann auch der Promotor eines fremden Gens, mit dem kodierenden Bereich des zu exprimierenden Gens funktionell verknüpft, ver wendet werden.

Der erfindungsgemäße DNS-Vektor enthält somit vorzugsweise auch einen Promotor für die Expression des proteinkodierenden Gens.

Besonders bevorzugt enthält der erfindungsgemäße DNS-Vektor als Promotor für die Expression des proteinkodierenden Gens einen Promotor, der eine hohe Expressionsleistung gewährleistet.

Ein zu diesem Zweck bevorzugt verwendeter Promotor ist bei spielsweise der Promotor des Gens für das Protein Glycerinaldehyd-3-Phosphatdehydrogenase (GAPDH) beispielsweise aus der Gattung Trametes versicolor.

Der erfindungsgemäße DNS-Vektor enthält vorzugsweise auch ei nen Transkriptionsterminator für das proteinkodierende Gen.

Als Transkriptionsterminator kann der Terminator des zu expri mierenden proteinkodierenden Gens verwendet werden oder aber der Terminator eines fremden Gens. Bevorzugt wird der Trans kriptionsterminator aus dem Gen einer Laccase.

Die Expression der Proteine kann intrazellulär oder in Gegen wart einer funktionsfähigen Signalsequenz, zum Zweck der Se kretion, auch extrazellulär erfolgen.

Falls die Sekretion des exprimierten Proteins aus der Zelle erwünscht ist, enthält der erfindungsgemäße DNS-Vektor vor zugsweise eine funktionstüchtige Signalsequenz 5' vor dem pro teinkodierenden Gen. Darüberhinaus kann auch ein sogenannter Sekretionscarrier, funktionell mit dem 5'-Ende des proteinko dierenden Gens verknüpft, in dem erfindungsgemäßen DNS-Vektor enthalten sein.

Bei dem Sekretionscarrier kann es sich um das Gen für ein se kretiertes Protein oder um das Fragment eines Gens für ein se kretiertes Protein handeln. Der Sekretionscarrier kann mit dem zu sekretierenden Protein funktionell so verknüpft sein, daß ein Fusionsprotein aus Sekretionscarrier und dem zu sekretie renden Protein entsteht. In einer anderen Ausführung ist die Verknüpfung von Sekretionscarrier und dem zu sekretierenden Protein so gestaltet, daß der Sekretionscarrier von dem zu se kretierenden Protein getrennt werden kann. Dies kann bei spielsweise bewerkstelligt werden durch Einfügung einer Erken nungssequenz für eine proteinspaltendes Enzym in die Verknüp fungsstelle zwischen Sekretionscarrier und zu sekretierendem Protein. Als Beispiel hierfür und sei genannt die Lysin-Argi nin Erkennungssequenz für die sogenannte KEX2-Protease und als Beispiel für einen Sekretionscarrier die Glucoamylase aus As pergillus niger (Contreras et al., Bio/Technology (1991) 9, 378-381, Broekhuijsen et al., J. of Biotechnology (1993) 31, 135-145).

DNS-Sequenzen, die anders als Transkriptionsterminatoren am 3'-Ende des proteinkodierenden Gens an der Expression und Se kretion des exprimierten Gens beteiligt sind, können ebenfalls in dem erfindungsgemäßen DNS-Vektor enthalten sein. Ein Bei spiel dafür liefert das Gen für die Laccase aus Neurospora crassa, dessen 3'-Ende die Sequenz für 13 Aminosäuren enthält, die während der Sekretion des Proteins entfernt werden und im reifen Protein nicht mehr enthalten sind (Germann et al., J. Biol. Chem. (1988) 263, 885-896).

Die Herstellung der erfindungsgemäßen DNS-Vektoren erfolgt mittels im Stand der Technik bekannter Verfahren. Verschiedene Möglichkeiten sind in den Beispielen dargelegt. Die dort be schriebenen Verfahren lassen sich vom Fachmann auf beliebige andere Vektoren, Resistenzgene, Regulationselemente und Struk turgene anwenden.

Die erfindungsgemäßen DNS-Vektoren eignen sich zur Herstellung von Pilzstämmen, die zur effizienten Expression und Sekretion von Proteinen befähigt sind.

Die Erfindung betrifft daher auch Verfahren zur Herstellung von Pilzstämmen, die zur effizienten Expression und Sekretion von Proteinen befähigt sind.

Dieses Verfahren ist dadurch gekennzeichnet, daß als Wirts stamm ein filamentöser Pilz aus der Klasse der Basidiomyceten mit einem auxotrophen Gendefekt verwendet wird, welcher mit tels an sich bekannter Verfahren mit einem DNS-Vektor der ein Gen zur Komplementation des auxotrophen Gendefekts im Wirts stamm besitzt, transformiert wird und aus dem Transformations ansatz die mit dem DNS-Vektor transformierten Klone durch Se lektion auf Komplementation des auxotrophen Gendefekts ausge wählt werden, wobei die Expression des Gens zur Komplementati on des auxotrophen Gendefekts im Wirtsstamm durch ein geneti sches Regulationselement kontrolliert wird, das in Basidiomy ceten aktiv ist.

Filamentöse Pilze aus der Klasse der Basidiomyceten, die als Wirt für die Genexpression verwendet werden können, gehören zur Gattung Phanerochaete, Agaricus, Pleurotus, Schizophyllum, Trametes, Coriolus oder Polyporus.

Bevorzugt als Wirt für die Genexpression ist ein monokaryonti scher Basidiomycet. Insbesondere bevorzugt ist ein Pilz aus der Gattung Trametes, Coriolus oder Polyporus.

Weiterhin ist es von Vorteil, wenn die genannten Wirtsstämme aus der Klasse der Basidiomyceten einen auxotrophen Gendefekt haben, der als Selektionsmarker zur Identifizierung positiver Transformanten verwendet werden kann. Verwendet werden können beispielsweise Wirtsstämme aus der Klasse der Basidiomyceten, die einen Gendefekt im OCT-Gen, im pyr G-Gen, im trpC Gen oder im nia D Gen haben.

Bevorzugt als Wirt für die Genexpression ist ein Pilz aus der Klasse der Basidiomyceten, der einen Defekt im pyr G-Gen hat.

Insbesondere bevorzugt für die Genexpression ist ein Wirt der Art Trametes versicolor, der einen Defekt im pyr G-Gen hat und für Uridin auxotroph ist.

Die Transformation von filamentösen Pilzen aus der Klasse der Basidiomyceten erfolgt nach Methoden, die dem Stand der Tech nik entsprechen. Zu diesen Methoden gehören die Transformation von Protoplasten nach der CaCl₂/PEG-Methode, die Transformati on durch Elektroporation oder die biolistische Transformation durch Beschuß mit DNS-haltigen Mikroprojektilen. Diese Verfah ren sind in Standardlehrbüchern beschrieben.

Beispielsweise wird das zu transformierende Gen in bekannter Art und Weise in einen erfindungsgemäßen DNS-Vektor kloniert und mittels der genannten Methoden in einen filamentösen Pilz aus der Klasse der Basidiomyceten eingebracht.

Das zu transformierende Gen kann aber auch in einen Expressi onsvektor ohne Selektionsmarkergen kloniert werden und zusam men mit einem den auxotrophen Gendefekt des Wirtsstammes kom plementierenden Vektor zur Erzeugung von Transformanten ver wendet werden (Cotransformation).

Bevorzugter Stamm für die Transformation ist ein filamentöser Pilz aus der Klasse der Basidiomyceten und hier vor allem aus der Gattung Trametes, Coriolus oder Polyporus. Bei dem betref fenden Stamm aus der Klasse der Basidiomyceten kann es sich dabei um einen monokaryontischen oder aber auch um einen di karyontischen Stamm handeln. In einer bevorzugten Ausführung handelt es sich um einen Uridin-auxotrophen Stamm, der einen Defekt im pyr G-Gen hat.

Besonders bevorzugt für die Transformation ist ein monokaryon tischer, Uridin-auxotropher, pyr G defizienter Stamm aus der Art Trametes versicolor.

Die Selektion positiver Transformanten erfolgt beispielsweise, indem Protoplasten nach der Transformation mit Vektor DNS auf einem Medium ausgebracht werden, welchem zur osmotischen Sta bilisierung der Protoplasten ein Zusatz wie z. B. Sorbitol, Mannitol oder Saccharose beigefügt ist und welches die Selek tion von Transformanten mit dem komplementierenden pyr G-Gen erlaubt.

In einer bevorzugten Ausführung der Erfindung wird in einem homologen System der filamentöse Pilz aus der Klasse der Basi diomyceten, Trametes versicolor, mit dem Gen einer Laccase aus Trametes versicolor transformiert. Dadurch wird eine Steige rung der Expressionsrate für die besagte Laccase erzielt, die die nach dem Stand der Technik erzielbare Produktionsrate in der Fermentation von 0,1 g Laccase/l Kulturmedium signifikant verbessert.

Vorzugsweise verwendet man dazu den Promotor der dem Laccase gen eigen ist oder den Promotor für ein stark exprimiertes Gen aus Trametes versicolor. Vorzugsweise verwendet man die Promo toren der Laccasegene I und III, deren Isolierung im 4. Bei spiel beschrieben wird. Von dem Laccase I Gen wird dabei vor zugsweise der in SEQ ID NO: 1 enthaltene Sequenzabschnitt von Base 1-1192 verwendet. Von dem Laccase III Gen wird vorzugs weise der in SEQ ID NO: 2 enthaltene Sequenzabschnitt von Base 1-547 verwendet. Den Promotor eines weiteren stark expri mierten Gens stellt der GAPDH Promotor für die Glycerinaldehyd-3-Phosphatdehydrogenase aus Trametes versico lor dar. Die Isolierung des GAPDH-Promotors wird im 5. Bei spiel beschrieben. Die GAPDH-Promotorsequenz entspricht dem in SEQ ID NO: 3, Base 1-1542 aufgeführten Sequenzabschnitt. Es zeigte sich das insbesondere der in SEQ ID NO: 3, Base 1365 bis bp 1542 sowie zu diesem Sequenzabschnitt homologe Sequen zen mit einer Homologie größer als 73% für die Expression geeignet sind. Vorzugsweise ist ferner noch mindestens einer der folgenden Sequenzabschnitte ebenfalls auf dem erfindungs gemäßen Regulationselement vorhanden:
SEQ ID NO: 3: Base 1005 bis bp 1123 sowie zu diesem Sequenzab schnitt homologe Sequenzen mit einer Homologie größer als 52%, oder
SEQ ID NO: 3: Base 817 bis bp 947 sowie zu diesem Sequenzab schnitt homologe Sequenzen mit einer Homologie größer als 44%, oder
SEQ ID NO: 3: Base 640 bis bp 728 sowie zu diesem Sequenzab schnitt homologe Sequenzen mit einer Homologie größer als 50%.

In der vorliegenden Erfindung beziehen sich alle erwähnten Ho mologiewerte auf Ergebnisse, die mit dem Computerprogramm "Wisconsin Package Version 9.1, Genetics Computer Group (GCG), Madison, Wisconsin" erhalten werden. Die Homologiebestimmung erfolgt durch eine Suche in der Datenbank mit dem Unterpro gramm "fasta" und den voreingestellten Werten (word size 6). Die ähnlichsten Sequenzen werden dann mit dem Unterprogramm "gap" auf Homologie untersucht. Hierbei werden die voreinge stellten Parameter "gap creation penalty 50" und "gap exten sion penalty 3" verwendet. Zusätzlich wurde mit dem Unterpro gramm "gap" und den oben genannten voreingestellten Parametern die in JP 09047289 offenbarte, aber noch nicht in einer Daten bank verfügbare Promotorsequenz des GAPDH-Gens aus Coriolus hirsutus auf Homologie untersucht.

Die Erfindung betrifft somit auch ein in Basidiomyceten akti ves Regulationselement welches dadurch gekennzeichnet ist, daß es den in SEQ ID NO: 1 enthaltenen Sequenzabschnitt von Base 1-1192 oder den in SEQ ID NO: 2 enthaltenen Sequenzabschnitt von Base 1-547 oder den in SEQ ID NO: 3, enthaltenen Se quenzabschnitt von Base 1365-1542 sowie zu diesem Sequenzab schnitt homologe Sequenzen mit einer Homologie größer als 73% umfaßt.

Vorzugsweise verwendet man Selektionsmedien, auf denen nur solche Transformanten von Trametes versicolor wachsen können, die mit einem funktionell exprimierten Selektionsmarkergen für das pyr G-Gen transformiert worden waren. Bevorzugt handelt es sich um ein im 2. Beispiel beschriebenes Minimalmedium in Ab wesenheit von Uridin, auf dem pyr G auxotrophe Stämme von Tra metes versicolor nicht mehr wachsen können, bzw. erst nach Zu satz von Uridin wieder wachsen können.

Die erfolgreiche Anwendung eines erfindungsgemäßen DNS-Vektors enthaltend das pyr G Gens als Selektionssystem ist abhängig von der effizienten Expression des Selektionsmarkergens in Trametes Transformanten. Für eine effiziente Expression sind entsprechende Expressionssignale notwendig.

In Trametes versicolor bewirken Expressionssignale aus Basi diomyceten mit überraschenderweise erheblich höherer Effizienz eine funktionelle Expression als die anderweitig verfügbaren Expressionssignale aus Ascomyceten. Deshalb stehen bei den er findungsgemäßen DNS Vektoren das pyr G Selektionsmarkergen vorzugsweise unter der Kontrolle von genetischen Regulationse lementen aus Basidiomyceten.

Vorzugsweise steht das pyr G-Gen unter der Kontrolle der ihm vorgeschalteten 5'-Promotorregion sowie der ihm nachgeschalte ten 3'-Terminatorregion. Ein DNS-Fragment, bei dem das pyr G- Gen aus Schizophyllum commune unter Kontrolle der Expressions signale des pyr G-Gens aus Schizophyllum commune steht, ist von Froeliger et al., Gene (1989) 83, 387-393 beschrieben. Weiterhin kann das pyr G-Gen unter der Kontrolle von Expressi onssignalen aus Basidiomyceten stehen, die verschieden von de nen des pyr G-Gens sind. Zu den Expressionssignalen, die diese Funktion erfüllen, gehören GAPDH-Promotoren filamentöser Pilze aus der Klasse der Basidiomyceten, wie z. B. Coriolus hirsutus, Phanerochaete chrysosporium, Agaricus bisporus oder Trametes versicolor, der OCT-Promotor aus Coriolus hirsutus, der Promo tor der Laccase I oder der Laccase III aus Trametes versicolor sowie der Terminator des GAPDH-Gens aus Agaricus bisporus oder die Terminatoren des Laccase I, bzw. Laccase III Gens aus Tra metes versicolor.

Besonders bevorzugt ist ein Vektor, der im 3. Beispiel be schrieben wird, bei dem das pyr G-Gen aus Schizophyllum commu ne unter Kontrolle der Expressionssignale des pyr G-Gens aus Schizophyllum commune steht.

Das pyr G-Gen kann jedes Gen sein, das für ein Protein mit der enzymatischen Aktivität einer Orotidin-5'-Phosphatdecarboxyl ase kodiert. Bevorzugt stammt das pyr G-Gen aus einem filamen tösen Pilz aus der Klasse der Basidiomyceten, wie z. B. Aga ricus bisporus, Phanerochaete chrysosporium, Coriolus hirsu tus, Polyporus pinsitus, Schizophyllum commune oder Trametes versicolor.

Besonders bevorzugt ist das pyr G-Gen aus Schizophyllum commu ne und Trametes versicolor.

Ferner betrifft die Erfindung Pilzstämme der Unterklasse der Basidiomyceten, die dadurch gekennzeichnet sind, daß sie einen erfindungsgemäßen DNS-Vektor enthalten.

Diese Pilzstämme sind zur effizienten Expression und Sekretion von Proteinen befähigt.

Insbesondere die filamentösen Pilze der Gattung Trametes, Co riolus und Polyporus zeigen eine stark erhöhte Expression und Sekretion von Proteinen.

Somit betrifft die Erfindung insbesondere auch filamentöse Pilze der Gattung Trametes, Coriolus und Polyporus, die da durch gekennzeichnet sind, daß sie einen erfindungsgemäßen DNS-Vektor enthalten.

Bei den exprimierten und sekretierten Proteinen kann es sich um heterologe Proteine oder aber um homologe Proteine handeln.

Vorzugsweise handelt es sich um eine Laccase. Solche Laccasen sind beispielsweise aus dem Stamm Trametes versicolor bekannt (Beispiele für Laccasegene sind das Gen für Laccase I: SEQ ID NO: 1, Base 1193-3312, oder das Gen für Laccase III: SEQ ID NO: 2, Base 548-2542).

Die Erfindung betrifft somit auch ein Verfahren zur Herstel lung von Proteinen welches dadurch gekennzeichnet ist, daß das erfindungsgemäße Expressionssystem in an sich bekannten Weise zur Proteinproduktion eingesetzt wird oder daß ein Pilzstamm der nach dem erfindungsgemäßen Verfahren hergestellt wurde in an sich bekannter Art und Weise kultiviert wird.

Solche Herstellungsverfahren sind beispielsweise bekannt aus CA: AN 96-203142, Eggert et al., Appl. Environ. Microbiol (1996) 62, 1151-1158, Martinez et al., Appl. Microbiol. Bio technol. (1994) 41, 500-504, oder WO 93/08272.

Die folgenden Beispiele dienen der weiteren Erläuterung der Erfindung. Die in den Beispielen verwendeten Standardmethoden zur Behandlung von DNS oder RNS, wie die Behandlung mit Re striktionsendonukleasen, DNS Polymerasen, Reverser Transkrip tase etc. sowie die Standardverfahren wie Transformation von Bakterien, Southern und Northern Analyse, DNS Sequenzierung, radioaktive Markierung, Screening und PCR-Technologie wurden, wenn nicht anders angegeben, durchgeführt wie vom Hersteller empfohlen oder wenn keine Herstelleranleitung vorhanden war entsprechend dem aus den Standardlehrbüchern bekannten Stand der Technik.

1. Beispiel Herstellung von Trametes Protoplasten und Regenerierung von Pilzkolonien

Für die Gewinnung von Protoplasten verwendet wurden die di karyotischen Stämme Trametes versicolor TV-1 (hinterlegt bei der DSMZ Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkultu ren GmbH, D-38124 Braunschweig unter der Nummer DSM 11523), Trametes versicolor 38070 (erhältlich von American Type Cultu re Collection, Rockville, MD 20852 USA) und der monokaryotische Stamm Trametes versicolor F2 100 (hinterlegt bei der DSMZ Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zell kulturen GmbH, D-38124 Braunschweig unter der Nummer DSM 11972). Mycel von Trametes versicolor wurde zuerst durch An zucht für 7 Tage bei 28°C auf Malzagarplatten (3% Malz Ex trakt, 0,3% Pepton aus Sojabohnenmehl, 1,5% Agar-Agar, pH 5,0) gewonnen. Von den Malzagarplatten wurden drei Stücke aus gestanzt und damit 100 ml steriles 1.5% Malzextrakt Medium (3% Malz Extrakt, 0,3% Pepton aus Sojabohnenmehl, pH 5,0) in 500 ml Erlenmeyerkolben, bzw. 125 ml des sterilen Mediums in 162 cm² Zellkulturgefäßen, angeimpft. Die Kultur wurde ohne Schütteln für 7 Tage bei 28°C inkubiert, bis die Kulturflüs sigkeit dicht mit einer Mycelmatte bewachsen war. Die Kultur flüssigkeit wurde abdekantiert und frisches Medium zugegeben (30 ml für das Mycel einer 100 ml Anzucht). Das Mycel wurde mit einem Ultra Turrax (9500 rpm, 4 min) homogenisiert und un ter Schütteln bei 100 rpm für weitere 18 h bei 28°C inkubiert.

Die auf diese Weise hergestellte Mycelsuspension wurde durch Zentrifugation für 5 min bei 1500 rpm (2000×g) geerntet und das dabei erhaltene Mycel dreimal durch suspendieren mit 0.1 M MgSO₄, 0,6 M Saccharose, 0,1 M Phosphat, pH 5,8 (OMT-Medium) und anschließendes Zentrifugieren gewaschen. Das isolierte My cel wurde gewogen und bis zur Behandlung mit lytischem Enzym bei 4°C aufbewahrt.

Protoplasten wurden folgendermaßen hergestellt: In einem ste rilen Erlenmeyerkolben wurde Mycelium eines Kolbens in 15 ml einer frisch hergestellten und sterilfiltrierten Lösung des lytischen Enzymgemisches Novozym 234 (3 mg/ml, Novo Nordisk, Bagsvaerd, Dänemark) in OMT-Medium suspendiert. Das in der En zymlösung resuspendierte Mycelium wurde bei geringer Drehzahl (80 rpm) auf einem Schüttelinkubator (Infors) für 1 bis 3 h bei 30°C inkubiert. Während der Inkubation wurde die Bildung der Protoplasten im Mikroskop beobachtet. Frei bewegliche Pro toplasten waren üblicherweise nach 1 h zu sehen. Der Endpunkt der Protoplastierung wurde durch visuelle Inspektion im Mikroskop bestimmt und die Protoplasten durch Filtration über Glaswolle in einem Glasfilter von restlichem Mycelium abge trennt. Die Glaswolle wurde sorgfältig mit eisgekühltem OMT- Medium gewaschen. Protoplasten wurden durch Zentrifugation der Suspension in einem sterilen Probengefäß isoliert (2000 rpm; 2500×g, 4°C, 10 min). Die weitere Bearbeitung der Zellen er folgte bei 4°C. Das Protoplastenpellet wurde durch suspendie ren in OMT-Medium gewaschen und durch Zentrifugation reiso liert. Bei Bedarf wurde der Waschschritt wiederholt. Die Kon zentration von Protoplasten wurde unter dem Mikroskop in einer Zählkammer bestimmt. Die Protoplastensuspension wurde für Ex perimente zur Protoplastenregenerierung oder für Transforma tionen auf eine Konzentration von 1×10⁸ Protoplasten/ml eingestellt.

Für Regenerierungsexperimente wurden von der Protoplastensus pension Verdünnungsreihen hergestellt und auf Agarplatten aus plattiert, die 1.5% Malzextrakt, 0.1% Trypticase Pepton, 2% Glucose, 1.5% Agar und zur osmotischen Stabilisierung 0.4 M Mannitol enthielten. Auf diese Weise wurde der Anteil an über lebensfähigen Zellen bestimmt und getestet, ob die erhaltenen Protoplasten zu mycelartigem Wachstum regeneriert werden konn ten. Auf die gleiche Weise wurde auf osmotisch nicht stabili sierten Platten (ohne Mannitol) der Anteil an osmotisch stabi len Zellen (z. B. Mycelfragmente) bestimmt. Nach Inkubation bei 28°C für 7 Tage wurden die erhaltenen Kolonien gezählt. Der Anteil überlebensfähiger Zellen aus einer Reihe von Protopla stenpräparationen betrug ca. 0.5%. Diese Ergebnisse zeigen, daß von Trametes versicolor überlebensfähige und regenerierba re Protoplasten für Transformationsexperimente hergestellt werden können.

2. Beispiel Isolierung von pyr G-defizieriten Mutanten von Trametes versicolor

Auxotrophe Mutanten von Trametes versicolor mit einem Gende fekt im Pyrimidin Stoffwechsel (pyr-Mutanten) wurden in Anleh nung des in Boeke et al., Methods Enzymol. (1987) 154, 164- 175 beschriebenen Verfahrens isoliert. Als selektives Agens wurde die genotoxische Substanz 5-Fluor-Orotinsäure (FOA) ver wendet. Mutagenese von Trametes versicolor Protoplasten er folgte durch UV-Behandlung.

A: UV-Mutagenese

Für die Mutagenese verwendet wurde der im 1. Beispiel be schriebene monokaryontische Stamm Trametes versicolor F2 100. Protoplasten dieses Stammes wurden hergestellt wie im 1. Bei spiel beschrieben.

Für die Mutagenese wurde ein BioRad UV-Linker (5,8 W/cm², Ab stand von der UV-Quelle 16 cm) verwendet. Die Zahl der für die Mutagenese verwendeten Protoplasten betrug 8×10⁹. Protopla sten von Trametes versicolor wurden in einer Petrieschale vor gelegt und für verschieden lange Zeitabschnitte mit UV-Licht bestrahlt. Dabei stellte sich heraus, daß unter den beschrie benen Bedingungen eine Bestrahlung für 60 sec optimal für die nachfolgende Selektion auxotropher Mutanten war.

B: Selektion von Uridin auxotrophen Mutanten

Für die Selektion von Uridin auxotrophen Mutanten wurde fol gendes Minimalmedium (MM) verwendet:

Glucose	20 g/l
Agar	15 g/l
Kaliumdihydrogenphosphat	1 g/l
Magnesiumsulfat	0,5 g/l
Dinatriumhydrogenphosphat	0,1 g/l
Adenin	27,5 mg/l
DL- Phenylalanin	0,15 g/l
L-Asparagin	2,5 g/l
Thiamin	0,48 mg/l
Calciumchlorid	10 mg/l
Eisensulfat	10 mg/l
Kupfersulfat	2 mg/l
Zinksulfat	1 mg/l
Mangansulfat	1 mg/l
pH 5,0, mit Schwefelsäure eingestellt

Für die osmotische Stabilisierung von Protoplasten wurde das MM-Medium mit 0.6 M Saccharose supplementiert (MMS-Medium). Für Flüssiganzuchten wurde das MM-Medium ohne Agar hergestellt.

Zu Beginn wurde das MMS-Medium mit verschiedenen Konzentratio nen FOA sowie 10 mM Uridin supplementiert, um die Wachstumsei genschaften auf selektivem Medium für verschiedene Trametes stämme zu charakterisieren. Es stellte sich heraus, daß MMS- Medium mit 1,5 mg/ml FOA und 10 mM Uridin (selektives MMS) das Wachstum der untersuchten Trametesstämme vollständig unterdrückte.

Platten mit selektivem MMS wurden mit UV-mutagenisierten Pro toplasten (in Abschnitt A beschrieben) beimpft und 21 Tage bei 28°C inkubiert. Im Gegensatz zu nicht mutagenisierten Proto plasten wurde das Wachstum von 35 Kolonien beobachtet. Diese potentiellen pyr-defizienten Mutanten wurden, um den Uridin auxotrophen Phänotyp näher zu charakterisieren, auf MM-Plat ten, MM-Platten mit 10 mM Uridin und selektiven MM-Platten ausgebracht und das Wachstum zum Ausgangsstamm F2 100 vergli chen. Dabei zeigten von den 35 gepickten Kolonien drei Trame tesmutanten eindeutig einen pyr-defizienten Phänotyp. Dies ist in der Tabelle 1 dargestellt.

Tabelle 1

Wachstum von Trametes versicolor Mutanten auf verschiedenen MM-Medien

C: Identifizierung von pyr G-Mutanten

Die Mutagenese mit FOA kann entweder zu Mutanten im pyr F Gen (Orotsäure-Phosphoribosyltransferase) oder im gewünschten pyr G Gen (Orotodin-5'-Posphatdecarboxylase) führen. pyr G Mutan ten und pyr F Mutanten wurden differenziert durch Transforma tion mit dem pyr G Gen aus Schizophyllum commune (Plasmid pSCpyrG siehe 3. Beispiel).

Von den drei in Tabelle 1 aufgeführten pyr-defizienten Mutan ten konnten nach Transformation mit dem Plasmid pSCpyrG Kolo nien auf MM-Medium beobachtet werden. Dies deutet darauf hin, daß alle drei Mutanten defizient im pyr G Gen waren. Der pyr G-defiziente Trametes versicolor Stamm F2 100B11 ließ sich je doch mit einer ca. 10fach höheren Häufigkeit transformieren, so daß dieser Stamm für die weiteren Untersuchungen verwendet wurde.

Bei den Stämmen Trametes versicolor F2 100B11, F2 100B14 und F2 100B16 handelt es sich um die ersten bisher beschriebenen pyr G-defizienten Stämme von Trametes versicolor. Diese pyr G- defizienten Stämme können als Wirtsorganismen dienen für die bisher nicht beschriebene Transformation von Trametes versico lor und sind somit neue wertvolle Wirtsorganismen für die Pro teinexpression und Proteinsekretion in filamentösen Pilzen aus der Klasse der Basidiomyceten. Die Verwendung des Stammes F2 100B11 zu diesem Zweck wird in den folgenden Beispielen beschrieben.

3. Beispiel Transformation von pyr G auxotrophen Trametes versicolor Stäm men mit dem pyr G-Gen aus Schizophyllum commune A: Isolierung das pyr G Gene auf Schizophyllum commune

Die Isolierung und DNS-Sequenz des pyr G Gens aus Schizophyl lum commune (in der Publikation bezeichnet als URA1 Gen) ist beschrieben in Froeliger et al., Gene (1989) 83, 387-393. Mycelium von Schizophyllum commune (Stamm ATCC 44201, bezogen von der ATCC American Type Culture Collection, 12301 Parklawn Drive, Rockville, Maryland 20852-1776, USA) wurde in Malzex traktmedium hergestellt wie im 1. Beispiel für Trametes versi color beschrieben. Die Isolierung von chromosomaler DNS folgte ebenfalls der Methode für Trametes versicolor und wird im 4. Beispiel beschrieben. Das pyr G Gen wurde aus chromosomaler DNS von Schizophyllum commune durch PCR amplifiziert. Dazu wurden die Primer A und B verwendet (abgeleitet von der publi zierten Sequenz in Froeliger et al., Gene (1989) 83, 387- 393), mit denen neben dem kodierenden Bereich auch Promotor- und Terminatorsequenzen amplifiziert werden konnten.

PCR-Amplifikationen wurden entsprechend dem Stand der Technik nach den Angaben des Herstellers (PCR Kit von Stratagene) durchgeführt: Es wurden 200 ng chromosomaler S. commune DNS in einer 100 µl PCR Reaktion eingesetzt, die den vom Hersteller bereitgestellten Puffer enthielt und darüberhinaus 1,25 U Pfu Polymerase, je 0,2 mM der vier dNTPs (dATP, dCTP, cGTP, dTTP) und jeweils 100 pmol der Primer A und B. Die weiteren Bedin gungen zur spezifischen Amplifikation des gewünschten PCR-Pro dukts waren: 5 min bei 94°C, gefolgt von 25 Zyklen von 1 min bei 94°C, 1.5 min bei 50°C und 2.5 min bei 72°C sowie ab schließend 5 min bei 72°C. Das gewünschte PCR-Produkt von ca. 1.6 kb Größe wurde durch Agarose Gelelektrophorese gereinigt und in den PCR-Script SK(+) Vektor (Stratagene) kloniert und E. coli transformiert. Aus der Anzucht transformierter E. coli wurde das Plasmid isoliert. Von einem positiven Klon wurde durch DNS-Sequenzanalyse des Inserts bestätigt, daß das S. commune pyr G Gen amplifiziert worden war. Das Plasmid mit dem S. commune pyr G Gen wurde pSCpyrG (Fig. 1) bezeichnet.

B: Transformation von Trametes versicolor pyr G defizienten Stämmen

Protoplasten von T. versicolor F2 100B11 (siehe 2. Beispiel) wurden nach dem im 1. Beispiel beschriebenen Verfahren herge stellt. Dabei war das Anzuchtsmedium für den auxotrophen Stamm mit 10 mM Uridin supplementiert worden. Es wurde mit dem Vek tor pSCpyrG (beschrieben in Abschnitt A) transformiert.

Wie im 1. Beispiel beschrieben, wurden Protoplasten von Trame tes versicolor F2 100B11 hergestellt und in einer Endkonzen tration von 10⁸/ml suspendiert. In Inkubationsgefäßen von 12 ml Volumen wurden 0.1 ml Aliquots der Protoplasten mit je 10 µg DNS des Plasmids gemischt und 30 min auf Eis inkubiert. Da nach wurde langsam und unter wiederholtem mischen 1,25 ml ei ner PEG4000 Lösung zum Transformationsansatz gegeben. Nach weiteren 20 min Inkubation bei Raumtemperatur wurden die Reak tionsgefäße mit dem im 1. Beispiel beschriebenen OMT-Medium aufgefüllt, gemischt und 10 min bei 4°C bei 2000×g zentrifu giert. Die Pellets wurden resuspendiert und auf osmotisch sta bilisierten MMS-Platten ohne Uridin (beschrieben im 2. Bei spiel) ausplattiert. Die Platten wurden bei 28°C für 14 Tage inkubiert und auf Wachstum von Kolonien überprüft. Bei ver schiedenen Experimenten wurden Transformationsraten von 0,1-3 Transformanten/µg Plasmid DNS erzielt.

C: Reinigung dar Transformanten

Mycel der erhaltenen Transformanten wurde gepickt und durch ausplattieren auf frische Platten mit MM-Medium gereinigt. Da bei wurde das Inokulum punktförmig in der Mitte der Platte aufgebracht. Nach Inkubation für 7 bis 14 Tagen bei 28°C konn te radiales Mycelwachstum beobachtet werden. Dieser Reinigungsvorgang wurde wiederholt, wobei das Mycel für das Inokulum vom Rand der ersten Reinigungsplatte entnommen wurde. MM-Platten wurden dann erneut mit Inokulum der zweiten Reini gungsplatte inokuliert und bei 28°C inkubiert, bis die Platten vollständig mit Mycel bewachsen waren.

D: Analyse dar Transformanten

Transformanten von Trametes versicolor mittels Southernblot Analyse auf die Integration des Plasmids pSCpyrG untersucht. Dazu wurde von verschiedenen Transformanten und als Kontrolle dem pyr G defizienten Stamm F2 100B11 Zellmycel in Flüssigkul tur hergestellt (siehe 1. Beispiel, Malzextraktmedium, mit 10 mM Uridin versetzt). Von dem isolierten Mycel wurde chromoso male DNS isoliert wie nachfolgend im 4. Beispiel für beschrie ben.

Von den untersuchten Stämmen wurden je 1 µg der chromosomalen DNS und 100 ng des Plasmids pSCpyrG durch einen Doppelverdau mit Not I und Eco RI geschnitten, anschließend durch Agarose Gelelektrophorese getrennt, auf Nylonfilter (Qiagen) geblottet und mit einer radioaktiv markierter DNS-Sonde hybridisiert, die spezifisch für das pyr G Gen aus Schizophyllum commune war.

Die DNS-Sonde wurde vorbereitet, indem das Plasmid pSCpyrG durch einen Doppelverdau mit Not I und Eco RI geschnitten und das dabei entstandene 1,4 kb lange DNS-Fragment des pyr G Gens durch präparative Gelelektrophorese isoliert wurde. Das 1,6 kb lange pyr G-spezifische DNS-Fragment wurde mit α-[32]P-dATP radioaktiv markiert ("Random Priming" Kit, Boehringer Mann heim). Freie Radioaktivität wurde durch Chromatographie über Sephadex G25 (Pharmacia) abgetrennt. Die spezifische Aktivität der radioaktiv markierten DNS-Sonde betrug 1×10⁷ cpm/µg DNS. Die Hybridisierungstemperatur für die auf Nylonfilter geblot tete DNS mit der radioaktiv markierten DNS-Sonde betrug 60°C. Ansonsten wurden die in der Fachliteratur beschriebenen Bedin gungen für Southernblots eingehalten. Southernblots wurden durch Autoradiographie ausgewertet. Dabei konnte das 1,6 kb lange pyr G-spezifische DNS-Fragment nur in den Transforman ten, nicht jedoch in dem Uridin-auxotrophen Stamm F2 100B11 nachgewiesen werden. Dieses Ergebnis bestätigt, daß bei der Transformation des Uridin-auxotrophen Stammes Trametes versi color F2 100B11 das Plasmid pSCpyrG in das Genom integriert worden war und zur produktiven Expression des Selektions markergens pyr G führte, wodurch die Uridin Auxotrophie dieses Stammes komplementiert wurde. Überraschenderweise wurde dabei auch erstmals festgestellt, daß die Expressionssignale des pyr G Gens aus dem Basidiomyceten Schizophyllum commune auch in Trametes versicolor funktionsfähig sind.

4. Beispiel Klonierung von T. versicolor Laccase Genen A: Herstellung einer chromosomalen Genbank auf Trametes versicolor

Genomische DNS von T. versicolor wurde aus dem Mycel einer Schüttelkolbenkultur isoliert. 1 g Mycel von T. versicolor wurden in Gegenwart von flüssigem Stickstoff mit Mörser und Pistill zu einem feinen Pulver zerrieben. Das Pulver wurde in einem sterilen Probengefäß aufgenommen und sofort mit 5 ml Extraktionslösung (0.1 M Tris-HCl, pH 8.0, 0.1 M EDTA, 0.25 M NaCl, 0.6 mg/ml Proteinase K) und 0.5 ml einer 10% (w/v) Na triumlauroylsarcosinlösung versetzt. Nach Incubation bei 50°C für mindestens 2 h wird das Gemisch mit 0.85 ml 5 M NaCl und 0.7 ml einer 10% (w/v) CTAB-Lösung in 0.7 M NaCl versetzt und 30 min bei 65°C inkubiert. Nach Zugabe von 7 ml eines Chloro form-Isoamylalkoholgemisches (24 : 1) wird der Ansatz geschüt telt und die beiden Phasen durch Zentrifugation getrennt. Die wässrige Phase wird entfernt und chromosomale DNS durch Zugabe von 0.6 Volumenanteilen Isopropanol gefällt. Die gefällte DNS wird anschließend über eine Säule (Qiagen Genomic Tip) gerei nigt. Auf diese Weise konnten aus 16 g Mycel 0,5 mg chromoso male DNS isoliert werden.

Zur Herstellung der chromosomalen Genbank wurden 90 µg chromo somale DNS von Trametes versicolor TV-1 in einem Partialverdau mit Sau 3A geschnitten und durch Agarose Gelelektrophorese aufgetrennt. Die chromosomalen DNS-Fragmente wurden im Größen bereich von 5-20 kb und größer 20 kb isoliert und jeweils in mit Bam HI vorgeschnittene Lambda-Phagen kloniert (Stratagene Klonierungssystem). Von der 5-20 kb DNS-Fraktion wurden 4×10⁴ Phagen/µg Vektor-DNS und von der DNS-Fraktion größer 20 kb wurden 5×10⁴ Phagen/µg Vektor-DNS erhalten. Die Phagen wurden durch Infektion des E. coli Stammes XL-1 Blue MRF' amplifiziert.

B: Isolierung einer Laccase-spezifischen DNA Sonde

Eine DNS-Sonde zur Isolierung von Laccasegenen wurde durch PCR-Amplifikation aus T. versicolor genomischer DNS mit dege nerierten Primern erzeugt. Die degenerierten Primer wurden an hand eines Sequenzvergleichs bekannter Laccasegene konstru iert. Es wurden die Aminosäuresequenzen der in der EMBL Gen datenbank enthaltenen Laccasegene von Neurospora crassa, Co riolus hirsutus, Phlebia radiata, Agaricus bisporus und eines nicht näher charakterisierten filamentösen Pilzes aus der Un terklasse der Basidiomyceten verglichen. Durch den Sequenzver gleich konnten vier Peptide mit einer Länge von 5 bis 7 Ami nosäuren identifiziert werden, die in allen Laccasen vollstän dig konserviert waren. Unter Berücksichtigung degenerierter Codons wurden diese Peptide in DNS zurück übersetzt, um dege nerierte Primer herzustellen. Die Primer hatten die folgenden Sequenzen:

Primer E und F enthielten im 5'-Bereich eine Bam H1 Schnitt stelle (unterstrichen) und daran angeschlossen jeweils die entsprechende degenerierte Laccasesequenz.

PCR-Amplifikationen wurden entsprechend dem Stand der Technik nach den Angaben des Herstellers (PCR Kit von Perkin Elmer) durchgeführt: In einer ersten PCR Reaktion wurden 200 ng chro mosomaler T. versicolor DNS in einer 100 µl PCR Reaktion ein gesetzt, die den vom Hersteller bereitgestellten Puffer ent hielt und darüberhinaus 1,25 U Taq Polymerase, 1,25 mM MgCl₂, je 0,2 mM der vier dNTPs (dATP, dCTP, cGTP, dTTP) und jeweils 100 pmol der Primer C und D. Die weiteren Bedingungen zur spe zifischen Amplifikation des gewünschten PCR-Produkts waren: 5 min bei 94°C, gefolgt von 7 Zyklen von 0.5 min bei 94°C, 1 min bei 40°C und 2.5 min bei 60°C sowie 30 Zyklen von 0.5 min bei 94°C, 1 min bei 50°C und 2.5 min bei 72°C. 1 µl der ersten PCR-Reaktion wurden in einer zweiten PCR-Reaktion eingesetzt, die darüberhinaus 1,25 U Taq Polymerase, 1,25 mM MgCl₂, je 0,2 mM der vier dNTPs und jeweils 100 pmol der Primer E und F ent hielt. Die weiteren Bedingungen zur spezifischen Amplifikation des gewünschten PCR-Produkts waren: 5 min bei 94°C, gefolgt von 7 Zyklen von 0.5 min bei 94°C, 1 min bei 40°C und 2.5 min bei 60°C sowie 30 Zyklen von 0.5 min bei 94°C, 1 min bei 50°C und 2.5 min bei 72°C. Es wurde ein PCR-Produkt von ca. 1,1 kb erhalten. Das PCR-Produkt wurde durch Agarose Gelelektrophore se gereinigt, mit dem Restriktionsenzym Bam HI geschnitten und in einen mit Bam HI geschnittenen pUC18 Vektor kloniert und E. coli transformiert. Aus der Anzucht transformierter E. coli wurde das Plasmid isoliert. DNS-Sequenzanalyse vom 5'- und 3'-Ende bestätigte, daß es sich bei dem klonierten DNS-Frag ment um das Fragment eines Laccasegens handelte.

Zur Vorbereitung der DNS-Sonde für das Screening von Laccase genen wurde das Laccase-spezifische PCR-Fragment durch Behand lung mit Bam HI ausgeschnitten, über Agarose Elektrophorese isoliert und mit α-[32]P-dATP radioaktiv markiert ("Random Priming" Kit, Boehringer Mannheim). Freie Radioaktivität wurde durch Chromatographie über Sephadex G25 (Pharmacia) abge trennt. Die spezifische Aktivität der radioaktiv markierten DNS-Sonde betrug 1×10⁷ cpm/µg DNS.

C: Isolierung chromosomaler Laccasegene

Es wurde die im Abschnitt A beschriebene chromosomale Genbank von Trametes versicolor TV-1 verwendet. Das Screening nach ge nomischen Laccase Genen wurde nach dem Stand der Technik durchgeführt. In einer ersten Screeningrunde wurden Zellen von E. coli XL-1 Blue MRF' auf 10 Petrieschalen zuerst kulti viert und dann mit 50 000 Phagen der chromosomalen Genbank (5- 20 kb Fraktion, siehe 4. Beispiel) pro Petrieschale infiziert. Nach Inkubation bei 37°C über Nacht wurden die neu gebildeten Phagen auf Nylonfilter (Stratagene) transferiert. Die Filter wurden dann entsprechend den Empfehlungen des Herstellers mit der radioaktiv markierten Laccase-spezifischen Sonde (siehe Abschnitt B) hybridisiert. Die Hybridisierungstemperatur be trug 45°C in einem Hybridisierungspuffer mit 50% Formamidge halt. Positive Klone wurden gepickt und durch Wiederholung des Screeningverfahrens gereinigt. Nach drei Runden der Vereinze lung wurden bei dem Screening 20 stark hybridisierende Pha genklone isoliert, die nach einer Vorschrift des Herstellers (Stratagene) durch "in vivo excision" in den pBK CMV Vektor (Stratagene) umkloniert wurden. Analyse der Klone durch Verdau mit Restriktionsendonucleasen und DNS-Sequenzierung ergab, daß es sich bei 15 der 20 Klone um Laccaseklone handelte. Es wur den zwei verschiedene Laccaseklone erhalten. Die beiden Lacca segene erhielten die Bezeichnung Laccase I und Laccase III. Die Plasmide mit den beiden Laccasegenen wurden als pLac100 (SEQ ID No: 1) und pLac300 (SEQ ID No: 2) bezeichnet. Beide Laccasegene enthielten neben der Sequenzinformation für das Strukturgen (kodierender Bereich) auch Sequenzinformation in der Region 5' vor dem ATG-Startkodon (Promotorbereich) sowie Sequenzinformation in der Region 3' nach dem Stopkodon (Termi natorbereich). Es handelt sich hierbei um neue genetische Re gulationselemente für Trametes versicolor, die für die Her stellung von DNS-Vektoren zur Genexpression in filamentösen Pilzen aus der Klasse der Basidiomyceten verwendet werden kön nen. Tabelle 2 gibt einen Überblick über die entsprechenden Sequenzbereiche in SEQ ID No: 1 (Laccase I Gen) und SEQ ID No: 2 (Laccase III Gen).

Tabelle 2

Genetische Elemente in SEQ ID No: 1 und SEQ ID No: 2

5. Beispiel Klonierung des T. versicolor GAPDH-Gens A. Isolierung einer GAPDM DNS-Sonde auf Trametes versicolor

Es wurde der Stamm Trametes versicolor TV-1 (siehe 1. Bei spiel) verwendet. Anzucht von TV-1 und Isolierung von chromo somaler DNS erfolgte wie im 1. Beispiel, bzw. 4. Beispiel beschrieben.

Anhand der publizierten DNS-Sequenzen des GAPDH-Gens aus Pha nerochaete chrysosporium (M. C. Harmsen et al. (1992), Curr. Genet. 22, 447-454) und des GAPDH-Gens aus Coriolus hirsutus (JP 9-47289) wurden Primer zur PCR-Amplifikation eines GAPDH- spezifischen Genfragments konstruiert. Die Primer hatten die folgenden DNS-Sequenzen:

PCR-Amplifikationen wurden entsprechend dem Stand der Technik durchgeführt: In einer PCR Reaktion wurden 200 ng chromosoma ler Trametes versicolor DNS in einer 100 µl PCR Reaktion ein gesetzt, die den vom Hersteller bereitgestellten Puffer ent hielt und darüberhinaus 1,25 U Taq Polymerase, 1,25 mM MgCl₂, je 0,2 mM der vier dNTPs (dATP, dCTP, cGTP, dTTP) und jeweils 100 pmol der Primer G und H. Die weiteren Bedingungen zur spe zifischen Amplifikation des gewünschten PCR-Produkts waren: 5 min bei 94°C, gefolgt von 7 Zyklen von 0.5 min bei 94°C, 1 min bei 47°C und 1 min bei 72°C sowie 30 Zyklen von 0.5 min bei 94°C, 1 min bei 50°C und 1 min bei 72°C. Es wurde ein PCR-Pro dukt von ca. 0,43 kb erhalten.

Das PCR-Produkt wurde durch Agarose Gelelektrophorese gerei nigt, in den Vektor PCR-Script SK(+) (Stratagene) kloniert und E. coli transformiert. Aus der Anzucht transformierter E. coli wurde das Plasmid isoliert. DNS-Sequenzanalyse vom 5'- und 3'-Ende bestätigte, daß es sich bei dem klonierten DNS-Frag ment um das Fragment des P. chrysosporium GAPDH-Gens handelte. Zur Vorbereitung der DNS-Sonde für das Screening von Laccase genen wurde das Laccase-spezifische PCR-Fragment durch Behand lung mit Not I und Eco RI ausgeschnitten, über Agarose Elek trophorese isoliert und mit α-[32]P-dATP radioaktiv markiert ("Random Priming" Kit, Boehringer Mannheim). Freie Radioakti vität wurde durch Chromatographie über Sephadex G25 (Phar macia) abgetrennt. Die spezifische Aktivität der radioaktiv markierten DNS-Sonde betrug 1×10⁷ cpm/µg DNS.

B: Isolierung eines chromosomalen GAPDM-Gens aus T. versicolor

Es wurde die im Abschnitt A des 4. Beispiels beschriebene chromosomale Genbank von Trametes versicolor TV-1 verwendet. Das Screening nach dem chromosomalen GAPDH-Gen wurde nach dem Stand der Technik durchgeführt. In einer ersten Screeningrun de wurden Zellen von E. coli XL-1 Blue MRF' auf 10 Petriescha len zuerst kultiviert und dann mit 50 000 Phagen der Genbank (5-20 kb Fraktion, siehe 4. Beispiel) pro Petrieschale infi ziert. Nach Inkubation bei 37°C über Nacht wurden die neu ge bildeten Phagen auf Nylonfilter (Stratagene) transferiert. Die Filter wurden dann entsprechend den Empfehlungen des Herstel lers mit der radioaktiv markierten GAPDH-spezifischen Sonde (siehe Abschnitt A) hybridisiert. Die Hybridisierungstempera tur betrug 58°C. Die Waschtemperatur betrug 58°C. 28 positive Klone wurden gepickt. Von diesen wurden 10 Klone durch Wieder holung des Screeningverfahrens gereinigt. Nach drei Runden der Vereinzelung wurden bei dem Screening 9 stark hybridisierende Phagenklone isoliert, die nach einer Vorschrift des Herstellers (Stratagene) durch "in vivo excision" in den pBK CMV Vektor (Stratagene) umkloniert wurden. Analyse der Klone durch Verdau mit Restriktionsendonucleasen und DNS-Sequenzie rung ergab, daß es sich bei allen neun Klonen um GAPDH-Klone handelte. Anhand einer Restriktionsanalyse konnten die neun Klone in 6 Klassen eingeteilt werden. Vom Klon mit dem größten GAPDH-Genfragment, bezeichnet als pGAPTV (SEQ ID NO: 3), wurde die DNS-Sequenz des verfügbaren kodierenden Bereiches (SEQ ID NO: 3, bp 1543-2387) und ca. 1,5 kb der Promoterregion 5' vor dem ATG Startkodon (SEQ ID NO: 3, bp 1-1542) bestimmt.

6. Beispiel Funktionelle Verknüpfung des GAPDH-Promotors mit dem Gen dar Laccase III A: Klonieren des Laccase III Gens in den pBluescript Vektor

Für die weitere Bearbeitung wurde das Laccase III Gen aus pLac300 in den Vektor pBluescript umkloniert. Dazu wurde das Laccase III Gen als 3,5 kb Spe I - Sma I Fragment aus dem im 4. Beispiel erhaltenen pBK CMV Vektor isoliert und in den mit Spe I und Sma I vorgeschnittenen pBluescript Vektor subklo niert. Das dabei entstandene 6,5 kb Plasmid wurde pLac301 ge nannt. pLac301 enthielt zur Verknüpfung mit dem GAPDH-Promoter eine, vom pBluescript stammende Not I Schnittstelle, über die mit dem 3'-Ende des GAPDH-Promoters eine funktionelle Verknüp fung erstellt werden konnte (siehe Abschnitt B dieses Bei spiels).

B: Funktionelle Verknüpfung des ATG Translationsstartkodons des Laccase III Gens mit dem GAPDH-Promotor

Die 1,5 kb lange Promotorregion des im 4. Beispiel isolierten GAPDH-Gens wurde aus pGAPTV (SEQ ID NO: 3, siehe 5. Beispiel) als Not I - BsplU11 I Fragment isoliert. Dabei stammte die Not I Schnittstelle aus dem pBK CMV Vektoranteil und die BsplU11 I Schnittstelle vom Start ATG-Kokon des GAPDH Gens.

Vektor pLac301 wurde mit Not I und partial mit BsplU11 I ge schnitten und das 6 kb große Vektorfragment, das um den 0,55 kb großen Promotoranteil des Laccase III Gens verkürzt worden war, isoliert.

Das 1,5 kb lange Not I - BsplU11 I GAPDH Promotorfragment wur de mit dem 6 kb großen Not I - BsplU11 I Vektorfragment von pLac301 ligiert und in E. coli transformiert. Aus der Anzucht transformierter E. coli wurde das Plasmid isoliert. Positive Klone wurden durch Restriktionsanalyse und DNS-Sequenzierung überprüft. Der 7,5 kb lange Vektor, in dem das Laccase III Strukturgen funktionell mit dem Promotor des GAPDH-Gens ver knüpft worden war, wurde pLac3gap (Fig. 2) bezeichnet. In pLac3gap war die GAPDH-Promotorregion über eine Bsplu11 I Schnittstelle funktionell mit dem Translationsstart ATG-Kodon des Laccase III Gens verknüpft.

C: Einbau des Selektionsmarkergens pyr G in den Vektor pLac3gap

Zur Vorbereitung wurde in den Vektor pSCpyrG in die vom Poly linker des pCR-Script SK(+) Vektors stammende Eco RI Schnitt stelle eine zusätzliche Not I Schnittstelle eingebaut. Dazu wurde der Adaptor A mit der folgenden Sequenz verwendet.

Vektor pSCpyrG wurde mit Eco RI linearisiert und mit alkali scher Phosphatase 5'-dephosphoryliert. Anschließend wurde der linearisierte pSCpyrG Vektor mit verschiedenen Konzentrationen des Adaptors A ligiert und E. coli transformiert. Positive Klone wurden durch Verdau der isolierten Plasmid DNS mit Not I identifiziert, wobei durch Einführung einer zweiten Not I Schnittstelle das 1,6 kb große Fragment des Schizophyllum com mune Genfragments freigesetzt wurde. Dieser Vektor wurde pSCpyrG-Not genannt.

Der Vektor pSCpyrG-Not wurde mit Not I behandelt und das dabei freigesetzte 1,6 kb große pyr G Fragment durch Agarose Gele lektrophorese isoliert.

Der Vektor pLac3gap wurde mit Not I linearisiert und das 7,5 kb große Fragment anschließend mit alkalischer Phosphatase be handelt, um die 5'-Phosphatgruppen abzuspalten.

Das 1,6 kb große pyr G Fragment wurde in den mit Not I linea risierten und dephosphorylierten pLac3gap kloniert, E. coli transformiert und von positiven E. coli Transformanten die Plasmid DNS isoliert. Positive Transformanten enthielten das 1,6 kb pyr G Genfragment. Durch Restriktionsanalyse wurden Klone identifiziert, bei denen die Orientierung des pyr G Se lektionsmarkergens gleich wie die des Laccase III Gens war. Der Vektor von 9,1 kb Länge, der neben dem Laccase III Gen auch das pyr G Selektionsmarkergen enthielt, wurde pL3GpyrG (Fig. 3) bezeichnet.

7. Beispiel Überproduktion von Laccase III in Trametes versicolor A. Transformation von T. versicolor

Protoplasten von T. versicolor wurden nach dem in Beispiel 1 beschriebenen Verfahren hergestellt und mit dem im 6. Beispiel beschriebenen Vektor pL3GpyrG transformiert.

Wie im 2. Beispiel beschrieben, wurden Protoplasten des pyr G- defizienten Stammes Trametes versicolor F2 100B11 hergestellt und in einer Endkonzentration von 10⁸/ml suspendiert. In Inku bationsgefäßen von 12 ml Volumen wurden 0.1 ml Aliquots der Protoplasten mit 10 µg DNS des Plasmids pL3GpyrG und 30 min auf Eis inkubiert. Danach wurde langsam und unter wiederholtem mischen 1,25 ml einer PEG4000 Lösung zum Transformationsansatz gegeben. Nach weiteren 20 min Inkubation bei Raumtemperatur wurden die Reaktionsgefäße mit dem im 2. Beispiel beschriebe nen OMT-Medium aufgefüllt, gemischt und 10 min bei 4°C bei 2000×g zentrifugiert. Die Pellets wurden resuspendiert und auf osmotisch stabilisiertem MM-Medium ohne Uridin (beschrieben im 2. Beispiel) ausplattiert. Die Platten wurden bei 28°C für 14 Tage inkubiert und auf Wachstum von Kolonien überprüft. Bei verschiedenen Experimenten wurden Transformati onsraten von 0,5-3 Transformanten/µg Plasmid DNS erzielt.

B: Reinigung der Transformanten

Mycel der erhaltenen Transformanten wurden gepickt und durch ausplattieren auf frische Platten mit MM-Selektionsmedium ohne Uridin gereinigt. Dabei wurde das Inokulum punktförmig in der Mitte der Platte aufgebracht. Nach Inkubation für 7 bis 14 Ta gen bei 28°C konnte radiales Mycelwachstum beobachtet werden. Dieser Reinigungsvorgang wurde wiederholt, wobei das Mycel für das Inokulum vom Rand der ersten Reinigungsplatte entnommen wurde. Selektivplatten wurden dann erneut mit Inokulum der zweiten Reinigungsplatte inokuliert und nachdem die Platten vollständig mit Mycel bewachsen waren, wurde die Laccasepro duktion in Schüttelkolbenanzuchten überprüft.

C: Anzucht im Schüttelkolben

Für die Anzucht im Schüttelkolben wurden 2 cm² Mycel aus einer voll bewachsenen Platte ausgestochen, steril zerkleinert und damit eine Vorkultur von 50 ml (in einem 250 ml Erlenmeyerkol ben) Malzextrakt-Medium (siehe 1. Beispiel) beimpft. Die Vor kultur wurde 6 Tage bei 28°C unter Schütteln bei 120 rpm inku biert. Am sechsten Tag wurde die Vorkultur mit einem Ultra Turrax für 30 sec bei 9500 rpm homogenisiert und damit 250 ml Hauptkulturmedium (Zusammensetzung siehe MM-Medium im 1. Bei spiel) in einem 1 l Erlenmeyerkolben beimpft. Die Hauptkultur wurde dann wieder bei 28°C unter Schütteln bei 120 rpm inku biert. Die Laccaseproduktion wurde ab dem zweiten Tag der An zucht täglich gemessen. Laccaseaktivität wurde photometrisch mit dem Substrat ABTS (2,2'-Azino-bis(3-Ethyl-Benzthiazolin-6- Sulfonsäure) bei 420 nm gemessen. Extinktionskoeffizient von ABTS bei 420 nm ε₄₂₀: 3,6×10⁴ [l× Mol^-1×cm^-1]). Dabei ent sprach 1 U Laccaseaktivität dem Umsatz von 1 µmol ABTS/min bei 37°C und einem pH von 4,5. Das Maximum der Laccaseproduktion in Schüttelkolbenanzuchten wurde 8-10 Tage nach Beginn der Hauptkultur erreicht. Tabelle 3 zeigt einen Vergleich ver schiedener Transformanten mit dem nicht transformierten Aus gangsstamm Tramates versicolor F2 100. Für den nicht transfor mierten Stamm F2 100 wurde darüberhinaus die Laccaseproduktion nach Induktion mit dem in der Literatur beschriebenen Induktor 2,5-Xylidin (Yaver et al., Applied and Environmental Microbio logy (1996) 62, 834-841) bestimmt. Wie aus Tabelle 3 zu er sehen, ist die Laccaseproduktion im Schüttelkolben bei den be sten Transformanten des Stammes F2 100 gegenüber dem nicht transformierten Ausgangsstamm um den Faktor 12 (ohne Indukti on), bzw. um den Faktor 5 (mit Induktion) erhöht.

Tabelle 3

Claims

1. Expressionssystem für die Produktion eines Proteins in ei nem filamentösen Pilz bestehend aus

2. Expressionssystem nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß der Wirtsorganismus aus der Klasse der Basidiomyceten ein monokaryontischer Basidiomycet ist.

3. Expressionssystem nach einem der Ansprüche 1 oder 2, da durch gekennzeichnet, daß der Wirtsorganismus ausgewählt ist aus der Gruppe der Gattungen Trametes, Polyporus und Coriolus.

4. Expressionssystem nach Anspruch 3, dadurch gekennzeichnet, daß der Wirtsorganismus einen Defekt im Orotidin-5'-Phosphat Decarboxylasegen (pyr G-Gen) hat und für Uridin auxotroph ist und das Selektionsmarkergen ein pyr G-Gen ist.

5. Expressionssystem nach einem der Ansprüche 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, daß das in Basidiomyceten aktive genetische Regulationselement aus der Klasse der Basidiomyceten ausge wählt ist aus der Gruppe der Promotor- und Terminatorelemente für ein Glycerinaldehyd-3-Phosphat Dehydrogenasegen (GAPDH Gen), und der Promotor- und Terminatorelemente für das Laccase Gene.

6. Expressionssystem nach einem der Ansprüche 1 bis 5, dadurch gekennzeichnet, daß das zu exprimierende Protein eine Laccase ist.

7. DNS Vektor, der mindestens ein Selektionsmarkergen enthält, welches für ein Protein kodiert das nach Transformation eines filamentösen Pilzes aus der Klasse der Basidiomyceten eine Se lektion positiver Transformanten erlaubt, dadurch gekennzeich net, daß das Selektionsmarkergen ausgewählt ist aus der Gruppe der Antibiotikaresistenzgene, die für Proteine kodieren, die die wachstumshemmende Wirkung von Antibiotika aufheben, gegen die der Wirtsorganismus nicht resistent ist, der Gene, die Proteine kodieren, die zu einer farbgebenden Reaktion befähigt sind und der Gene die einen genetischen Defekt des Wirtsorga nismus (Auxotrophie) komplementieren und daß das Selektions markergen durch mindestens ein in Basidiomyceten aktives gene tisches Regulationselement kontrolliert wird.

8. In Basidiomyceten aktives Regulationselement welches da durch gekennzeichnet ist, daß es den in SEQ ID NO: 1 enthalte nen Sequenzabschnitt von Base 1-1192 oder den in SEQ ID NO: 2 enthaltenen Sequenzabschnitt von Base 1-547 oder den in SEQ ID NO: 3, enthaltenen Sequenzabschnitt von Base 1365-1542 sowie zu diesem Sequenzabschnitt homologe Sequenzen mit einer Homologie größer als 73% umfaßt.

9. Verfahren zur Herstellung von Pilzstämmen, die zur effizi enten Expression und Sekretion von Proteinen befähigt sind da durch gekennzeichnet, daß als Wirtsstamm ein filamentöser Pilz aus der Klasse der Basidiomyceten mit einem auxotrophen Gende fekt verwendet wird, welcher mittels an sich bekannter Verfah ren mit einem DNS-Vektor der ein Gen zur Komplementation des auxotrophen Gendefekts im Wirtsstamm besitzt, transformiert wird und aus dem Transformationsansatz die mit dem DNS-Vektor transformierten Klone durch Selektion auf Komplementation des auxotrophen Gendefekts ausgewählt werden, wobei die Expression des Gens zur Komplementation des auxotrophen Gendefekts im Wirtsstamm durch ein genetisches Regulationselement kontrol liert wird, das in Basidiomyceten aktiv ist.

10. Verfahren zur Herstellung von Proteinen, dadurch gekenn zeichnet, daß ein Expressionssystem nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 6 in an sich bekannten Weise zur Protein produktion eingesetzt wird oder daß ein Pilzstamm nach An spruch 9 in an sich bekannter Art und Weise kultiviert wird.