JP6284159B2 - エリスロポエチン発現増強剤 - Google Patents
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Description
一般式(II)の化合物;
、及び、一般式(III);
で表される化合物、並びに、R3がOHのときそれらの医薬的に許容される塩からなる群(以下、これらを総称して「本件化合物群1」ということがある)から選択される1種又は2種以上の化合物を含む、エリスロポエチン発現増強剤に関する。
式(I−1);
式(I−1)(実施例で後述する化合物#4);
式(I−1’)(実施例で後述する化合物#1);
、一般式(ii);
、一般式(iii);
、一般式(iv);
、一般式(v);
、及び、式(vi)(実施例で後述する化合物#3);
以下に示す化合物の合成方法に用いる合成原料、反応試薬等は一般的な市販品である。また、反応溶媒、反応温度に関して特に記載のない場合は、通常その反応に利用される溶媒、温度で反応が行われる。また、反応は、アルゴン若しくは乾燥させた窒素雰囲気下で行われる。
4−フェニル−2−(4−クロロ−1H−インドール−3−イル)−4−オキソ−ブタン(化合物#1)は、インドールの代わりに4−クロロインドールを用いて、後述する化合物#20の合成方法により合成した。
4−(4−クロロフェニル)−2−(1H−インドール−3−イル)−4−オキソ−ブタン酸(化合物#2)及び3−(1H−インドール−3−イル)−1−オキソ−1−フェニル−ブタン(化合物#3)は、Sayed,G. H. et al, “Synthesis and reactions of some β-aroyl-α-(indol-3-yl)propionic acids” Journal of the Chemical Society of Pakistan,7(4), 263-72; 1985の記載の方法に従って合成した。
トランス−4−(4−フルオロフェニル)−4−オキソ−2−ブテン酸
トランス−4−(2,4−ジフルオロフェニル)−4−オキソ−2−ブテン酸
213.
トランス−4−(2,4−ジメチルフェニル)−4−オキソ−2−ブテン酸
インドール−3−酢酸(2.00g,11.42mmol)をメタノール(40ml)に溶かし、そこに塩化アセチル(0.5ml,6.688mmol)を一滴ずつ滴下し、室温で2時間撹拌した。TLCで反応終了を確認した後、飽和重曹水溶液を加え、反応を停止させ、酢酸エチル(50ml)で3回抽出した。有機層を飽和食塩水で2回洗浄し、無水硫酸ナトリウムで脱水した。溶媒を減圧留去した後、シリカゲルカラムクロマトグラフィー(ヘキサン:酢酸エチル=7:3)で精製し、インドール−3−酢酸 メチルエステルを得た。(2.14g,収率99%):1H NMR(400MHz,CDCl3):δ 8.13(s,1H),6.97(s,1H),7.59(d,J=7.7Hz,1H),7.23(d,J=7.9Hz,1H),7.10−7.19(m,2H),3.67(s,3H),3.76(s,2H);13C NMR(100MHz,CDCl3):δ 172.3,136.0,127.1,123.2,122.0,119.5,118.6,111.2,108.0,51.9,31.0;IR(neat):3410,1730,1458,1435,1337,1164,1095,1011cm−1;EI−MS:m/z[M+H]+ 189.
インドール−3−酢酸メチル(2.00g,10.57mmol)をジクロロメタン(30ml)に溶かし、そこにヨウ化テトラブチルアンモニウム(TBAI,30.0mg,0.081mmol)、30%水酸化ナトリウム水溶液(24ml)を加え、0℃に冷却した。反応液に塩化ギ酸メチル(1.96g,20.73mmol)を加え、0℃で2時間撹拌した。TLCで反応終了を確認した後、6N塩酸を加え、反応を停止させた。水(50ml)を加え、クロロホルム(50ml)で3回抽出し、有機層を飽和食塩水で2回洗浄し、無水硫酸ナトリウムで脱水した。溶媒を減圧留去した後、シリカゲルカラムクロマトグラフィー(ヘキサン:酢酸エチル=8:2)で精製し、N−メトキシカルボニルインドール−3−酢酸メチルを得た。(2.26g,収率87%):1H NMR(400MHz,CDCl3):δ 8.18(d,J=7.0Hz,1H),7.59(s,1H),7.53(d,J=7.7Hz,1H),7.35(t,J=7.5Hz,1H),7.27(t,J=7.4Hz,1H),4.00(s,3H),3.72(s,3H),3.71(s,2H);13C NMR(100MHz,CDCl3):δ 171.1,151.1,135.2,129.9,124.6,123.8,122.8,118.9,115.0,113.8,53.5,51.9,30.6;IR(neat):1746,1455,1382,1258,1164,1089,1018cm−1;EI−MS:m/z[M]+ 247.
2−(N−tert−ブトキシカルボニル−4−ピペリジニル)エタノール
2-1.28(m,2H),0.93−1.01(m,2H);13C NMR(100MHz,CDCl3):δ 178.8,169.3,136.2,126.5,122.3,122.0,119.5,119.1,113.3,111.4,46.7,43.1,42.0,35.7,34.2,32.5,31.6,29.7,21.3;IR (neat):3410,1699,1454,1271cm−1;FAB−MS:m/z[M+H]+ 329.
α−4−アミノブチル−N−メトキシカルボニル−3−インドール酢酸 メチルエステル
α−[2−(2−アミノエトキシ)−エチル]−N−メトキシカルボニル−3−インドール酢酸 メチルエステル
α−(N−tert−ブトキシカルボニル−6−アミノ−1−ヘキシル)−α−(1−ナフチル)−酢酸 メチルエステル
N−tert−ブトキシカルボニル−6−アミノ−1−ヘキサノール
2−(N−tert−ブトキシカルボニル−2−アミノエトキシ)−エタノール
N−tert−ブトキシカルボニル−4−アミノ−1−ブタノール
2−エチル−1−ヨードブタン
3−メチル−1−ヨードペンタン
g,7.344mmol)をジクロロメタン(5.0ml)に溶かし、5分撹拌した後、ヨウ素(1.86g,7.328mmol)を加え、10分撹拌した。そこに3−メチル−1−ペンタノール(0.5g,5.672mmol)のジクロロメタン(2.0ml)溶液を滴下し、室温で1.5時間撹拌した。TLCで反応終了を確認した後、反応液をセライト濾過し、濾液に5%チオ硫酸ナトリウム水溶液を加えてヨウ素を除去した。有機層を飽和食塩水で2回洗浄し、無水硫酸ナトリウムで脱水した。溶媒を減圧留去した後、シリカゲルカラムクロマトグラフィー(ヘキサン:酢酸エチル=98:2)で精製し、3−メチル−1−ヨードペンタンを得た。(0.12mg,収率11%)
2−メチル−1−ヨードペンタン
4−フェニル−2−(1H−インドール−3−イル)−4−オキソ−ブタン酸
(化合物#20)
IR:(neat):3400,3055,1711,1677,1453cm−1;FAB−MS m/z[M+H]+ calcd for 294.1130(C18H16NO3),found 294.1143[M+H]+.
4,4,5,5,5−ペンタフルオロ−1−ヨードペンタン
3−(2−ヒドロキシ−1−エチル)−1,1‘−ビフェニル
α−(2−フェニル−1−エチル)−1−メトキシカルボニル−3−インドール酢酸 メチルエステル
2−シクロペンチル−1−ヨードエタン
シクロペンチルヨードメタン
N−メチル−3−インドール酢酸 メチルエステル
N−エチル−3−インドール酢酸 メチルエステル
N−プロピル−3−インドール酢酸 メチルエステル
N−ブチル−3−インドール酢酸 メチルエステル
N−ヘキシル−3−インドール酢酸 メチルエステル
N−ヘプチル−3−インドール酢酸 メチルエステル
α−(7−ブトキシ−1−ナフタレニル)−酢酸 エチルエステル
α−(7−ペントキシ−1−ナフタレニル)−酢酸 エチルエステル
5−(3,5−ジメトキシベンジルオキシ)−3−インドール酢酸 メチルエステル
5−メトキシ−3−インドール酢酸 メチルエステル
5−エトキシ−3−インドール酢酸 メチルエステル
5−(1−プロポキシ)−3−インドール酢酸 メチルエステル
5−(1−ブトキシ)−3−インドール酢酸 メチルエステル
Hep3B細胞は、低酸素条件下でエリスロポエチン産生が促進されるが、TNFαが存在するとかかる促進効果が抑制されることが知られている。そこで、本発明の化合物によるエリスロポエチン産生抑制の解除効果について検討するために、低酸素条件かつTNFα存在下で培養したHep3B細胞を用いて解析を行った。
12穴細胞培養プレートに1ウエルあたり3×106個のHep3B細胞を撒いた後、24時間正常酸素(20%O2)下で培養し、11種類の化合物(化合物#21〜25、及び33〜38)及びリコンビナントヒトTNFα(Roche社製)を、それぞれ3μM及び220μg/mlとなるようにRPMI1640通常培養液1に混和し、さらに24時間低酸素(1%O2)下で培養した後、培養液中に産生されたエリスロポエチンの濃度(mIU/ml)をヒトエリスロポエチンELISAキット(Bender MedSystems社製)を用いて測定した。なお、コントロールとして化合物非存在下でかつTNFα非存在下(ジメチルスルホキシド[DMSO]添加[1%])で培養したHep3B細胞(図1の「med[TNFα−]」)と、化合物存在下でかつTNFα(220μg/ml)存在下で培養したHep3B細胞(図1の「DMSO[TNFα+]」)を用いた。
Hep3B細胞において、TNFαにより低下したエリスロポエチンの濃度は、11種類の化合物(化合物#21〜25、及び33〜38)を加えることにより増加することが明らかとなった(図1)。この結果は、11種類の化合物(化合物#21〜25、及び33〜38)は、TNFα等のサイトカインなどによるエリスロポエチン産生を負に制御する経路を解除する効果を有することを示している。
続いて、本発明の化合物によるエリスロポエチン産生促進効果について検討するために、正常酸素条件下で培養したHep3B細胞を用いて解析を行った。
12穴細胞培養プレートに1ウエルあたり3×106個のHep3B細胞を撒いた後、24時間正常酸素(20%O2)下で培養し、9種類の化合物(化合物#2、4、13〜15、及び17〜20)及びリコンビナントヒトTNFα(Roche社製)を、それぞれ3μM及び220μg/mlとなるようにRPMI1640通常培養液1に混和し、さらに24時間正常酸素(20%O2)下で培養した後、培養液中に産生されたエリスロポエチンの濃度(mIU/ml)をヒトエリスロポエチンELISAキット(Bender MedSystems社製)を用いて測定した。なお、コントロールとして化合物非存在で培養したHep3B細胞(図2の「Medium」及び「DMSO」)や、エリスロポエチンの転写促進因子HIF(Hypoxia inducible factor、低酸素応答転写因子)の活性化剤(3,4−ジヒドロキシ安息香酸;3,4−DHB[3μM]、及びCiclopirox olamine[シクロピロックス オラミン])存在下で培養したHep3B細胞(それぞれ図2の「3,4−DHB」及び「Cile」)や、エリスロポエチンの転写抑制因子GATA特異的な阻害剤(K7174[3μM])存在下で培養したHep3B細胞(図2の「K7174」)を用いた。
正常酸素(20%O2)条件下において、Hep3B細胞におけるエリスロポエチンの濃度は、9種類の化合物(化合物#2、4、13〜15、及び17〜20)により増加することが明らかとなった(図2)。この結果は、9種類の化合物(化合物#2、4、13〜15、及び17〜20)はエリスロポエチン産生促進効果を有することを示している。
続いて、本発明の化合物によるエリスロポエチン遺伝子プロモーターの転写活性促進効果について検討するために、ルシフェラーゼレポーターアッセイを行った。
[プラスミドベクター]
マウスエリスロポエチン遺伝子の5’上流転写調節領域のプロモーター活性ルシフェラーゼアッセイ用のプラスミドベクターHE-mPro-lucは、マウスエリスロポエチン遺伝子のエクソン1の翻訳開始点を起点として−571から+53bpの長さの領域を制限酵素XbaIとSacIで切り出し、ルシフェラーゼレポーターベクターpXP2(Nordeeen SK. BioTechniques. 6:454-453.1988)に挿入して作製した。
Hep3B細胞は24穴細胞培養プレートに1穴あたり10×104個の細胞数で調整して継代し、検鏡下で70〜80%の細胞密度となったHep3B細胞に対してルシフェラーゼレポーターアッセイ用のプラスミドDNAのトランスフェクションを施行した。トランスフェクション用の溶液組成は1穴あたりHE-mPro-luc 2μg、pRh-TK(Promega社製)50ng、Lipofectamine2000(Invitrogen社製)2μlをOptiMEM−I(GIBCO社製)100μlに混合してから室温で20分インキュベーションして調製し、無血清のOptiMEM−I培養液0.5mlでプレインキュベーションした24穴細胞培養プレートHep3B細胞に添加した後、37℃、5%CO2/20%O2の条件にて無血清かつ抗生物質添加無しで4時間インキュベーションした。その後、5種類の化合物(化合物#2、4、5、18、及び21)を10μMの濃度で添加したRPMI1640通常培養液1に交換し、さらに37℃、5%CO2/20%O2の条件で48時間インキュベートした。その後、培養液を無血清のPBS0.5mlに交換して細胞を穏やかに洗浄後PBSを吸引除去する作業を2回施行してから、passive lysis buffer(Promega社製)100μlを加えて20分室温にて混和し溶解した。なお、ネガティブコントロールとして化合物非存在(DMSO添加[1%])下で培養したHep3B細胞(図3の「20%O2/DMSO」)を用い、ポジティブコントロールとしてHIFの活性化剤(FG−4592[10μM])存在下で培養したHep3B細胞(図3の「20%O2/FG4592」)や、低酸素(1%O2)条件かつ化合物非存在(DMSO添加[1%])下で培養したHep3B細胞(図3の「1%O2/DMSO」)を用いた。
を用いてFire fly及びRenillaのルシフェラーゼ量を測定した。そして、Fire flyルシフェラーゼ量をRenillaルシフェラーゼ量で割ることにより、エリスロポエチン遺伝子の転写活性を算出した。
正常酸素(20%O2)条件下において、Hep3B細胞におけるエリスロポエチン遺伝子プロモーターの転写量は、5種類の化合物(化合物#2、4、5、18、及び21)により増加することが明らかとなった(図3)。また、かかる化合物による増加レベルに、統計学的な有意差(図3の「*」は「20%O2/DMSO」に対してp<0.05[t-test、両側検定]を示し、「**」は「20%O2/DMSO」に対してp<0.01[t-test、両側検定]を示す。)が認められた。この結果は、5種類の化合物(化合物#2、4、5、18、及び21)はエリスロポエチン遺伝子プロモーターの転写活性促進効果を有することを示すとともに、かかる効果は既存のHIFの活性化剤(FG−4592)による効果よりも優れていることも示している。
続いて、本発明の化合物によるエリスロポエチン遺伝子のmRNA発現量を増加させる効果について検討するために、定量PCR(Quantitative polymerase chain reaction;QT−PCR)による解析を行った。
上記実施例4でエリスロポエチン遺伝子プロモーターの転写活性促進効果が認められた5種類の化合物のうち、4種類の化合物(化合物#2、4、5、及び21)を選択し、かかる4種類の化合物を10μMの濃度で添加したRPMI1640通常培養液1で培養したHep3B細胞を6穴細胞培養プレートよりTriPure Isolation Reagent(Roche社製)を用いて全RNAを抽出した。なお、ネガティブコントロールとして化合物非存在(DMSO添加[1%])下で培養したHep3B細胞(図4の「20%O2/DMSO」)を用い、ポジティブコントロールとしてGATA特異的な阻害剤(K7174[10μM])存在下で培養したHep3B細胞(図4の「20%O2/K7174」)や、低酸素(1%O2)条件かつ化合物非存在(DMSO添加[1%])下で培養したHep3B細胞(図4の「1%O2/DMSO」)を用いた。
正常酸素(20%O2)条件下において、Hep3B細胞におけるエリスロポエチン遺伝子のmRNA発現量は、4種類の化合物(化合物#2、4、5、及び21)により増加することが明らかとなった(図4)。また、かかる化合物による増加レベルに、統計学的な有意差(図4の「*」は「O220%/DMSO0.1%」に対してp<0.05[t-test、両側検定]を示し、「**」は「20%O2/DMSO」に対してp<0.01[t-test、両側検定]を示す。)が認められた。なお、GAPDH(内部標準)遺伝子のmRNA発現量は、各サンプル間で変化は認められなかった。この結果は、4種類の化合物(化合物#2、4、5、及び21)はエリスロポエチン遺伝子のmRNA発現量を増加させる効果を有することを示すとともに、エリスロポエチン遺伝子プロモーターの転写活性促進効果を有する化合物は、エリスロポエチン遺伝子のmRNA発現量を増加させる効果を有することも示している。
24穴細胞培養プレートに1ウエルあたり1×104個のHep3B細胞を撒いた後、24時間正常酸素(20%O2)下で培養し、3種類の化合物(化合物#4、21、及び35)を、10μMとなるようにRPMI1640通常培養液1中に混和し、さらに24時間正常酸素(20%O2)下で培養した後、培養液中に産生されたHIF−αの濃度をTotal HIF-1 α Cell-Based ELISA Kit(R&D Systems, Inc. 社製)を用いて測定した。なお、ネガティブコントロールとして化合物非存在(DMSO添加[1%])下で培養したHep3B細胞(図5の「Control」)を用い、ポジティブコントロールとしてHIFの活性化剤(FG−4592[10μM]、DMOG[10μM]、Ciclopirox[シクロピロックス][10μM])存在下で培養したHep3B細胞(それぞれ図5の「FG」、「DMOG」、及び「Ciclo」)を用いた。
正常酸素(20%O2)条件下において、Hep3B細胞におけるHIF−α濃度は、3種類の化合物(化合物#4、21、及び35)により増加することが明らかとなった(図5)。また、かかる化合物による増加レベルに、統計学的な有意差(図5の「*」は「Control」に対してp<0.05[t-test、両側検定]を示す。)が認められた。この結果は、3種類の化合物(化合物#4、21、及び35)はHIF−α産生を増加させる効果を有することを示している。
6.化合物#1〜15、17〜31、及び34〜39がATP産生を増加させる効果を有することの確認
24穴細胞培養プレートに1ウエルあたり1×104個のHep3B細胞を撒いた後、24時間正常酸素(20%O2)下で培養し、36種類の化合物(化合物#1〜15、17〜31、及び34〜39)を、10μMとなるようにRPMI1640通常培養液1中に混和し、さらに3時間、6時間、又は24時間正常酸素(20%O2)下で培養した後、培養液中に産生されたATPの濃度を『細胞の』ATP測定試薬(東洋ビーネット社製)を用いてGloMa 96 Microplate Luminometer(Promega社製)により測定した。なお、ネガティブコントロールとして化合物非存在(DMSO添加[1%])下で培養したHep3B細胞(図6〜8の「DMSO」)を用い、ポジティブコントロールとしてHIFの活性化剤(FG−4592[10μM]、DMOG[10μM]、3,4−DHB[10μM]、及びシクロピロックス[10μM])存在下で培養したHep3B細胞(図6〜8のそれぞれ「FG」、「DMOG」、「34−DHB」、及び「Cyclo」)や、エリスロポエチンの転写抑制因子GATA特異的な阻害剤(K7174[10μM])存在下で培養したHep3B細胞(図6〜8の「K7174」)を用いた。
3、6、及び24時間培養した場合の結果をそれぞれ図6〜8に示す。Hep3B細胞におけるATP濃度は、36種類の化合物(化合物#1〜15、17〜31、及び34〜39)により増加し(図6〜8)、特に8種類の化合物(化合物#1〜8)による増加レベルは高いことが明らかとなった(図7)。この結果は、36種類の化合物(化合物#1〜15、17〜31、及び34〜39)はATP産生の増加効果を有し、特に8種類の化合物(化合物#1〜8)はかかる効果が高いことを示している。さらに、特にATP産生効果が高かった8種類の化合物(化合物#1〜8)を用いて、化合物の濃度を3μMで同様に検討を行ったところ、化合物#1〜8を3μMの濃度で用いた場合においても、同様にATP産生の増加効果が認められることが明らかとなった。
本発明の化合物による細胞毒性について検討するために、本発明の化合物存在下で細胞を培養したときの細胞生存率を測定した。
24穴細胞培養プレートに1ウエルあたり1×104個のHep3B細胞を撒いた後、24時間正常酸素(20%O2)下で培養し、化合物#4を、0.5、1、5、10、又は50μMとなるようにRPMI1640通常培養液1中に混和し、さらに24時間正常酸素(20%O2)下で培養した後、生細胞数をCell Counting Kit-8(同仁化学研究所社製)を用いて測定し、細胞の生存率を算出した。なお、コントロールとして化合物非存在(DMSO添加[1%])下で培養したHep3B細胞(図9の「DMSO」)や、HIFの活性化剤(DMOG[10μM]、及びシクロピロックス[10μM])存在下で培養したHep3B細胞(それぞれ図9の「DMOG」、及び「Ciclopirox」)を用いた。
100μMの化合物#4を用いて細胞培養した場合は、0.5μMの化合物#4を用いて細胞培養した場合と比べ、細胞生存率は約70%まで低下していたものの、1、5、及び10μMの化合物#4を用いて細胞培養した場合の細胞生存率は、0.5μMの化合物#4を用いて細胞を培養した場合とほとんど変わらなかった(図9)。なお、0.5μMの化合物#4を用いて細胞を培養した場合の細胞生存率は、化合物非存在(DMSO添加[1%])下で培養した場合の細胞生存率とほとんど同じであった。この結果は、本発明の化合物#4を少なくとも0〜10μMの濃度範囲で使用すれば、本発明の化合物による細胞毒性はほとんど認められないことを示している。
本発明の化合物の吸収能力について検討するために、本発明の化合物をモデル動物に投与し、血漿中の本発明の化合物の濃度を測定した。
[化合物の投与と投与後のマウスからの血漿の単離]
マウス(C57BL/6N 8W、オス、21-25g)3匹に化合物#4を尾静脈単投与し、投与して30分、1時間、及び6時間後に、各マウスを頚椎脱臼し、500μlを心臓採血した後、抗凝固薬(ヘパリン10μl)を添加し、遠心処理(12000rpm×20分、4℃)し、血漿を単離した。なお、コントロールとしてDMSO(57μl)を尾静脈単投与したマウスを用いた。
血漿中の化合物#4の濃度は、TSQ Quantum Ultra(Thermo Fisher Scientific社製)及びNANOSPACE SI-2(資生堂社製)から構成されるLC/MS/MSを用いて定量した。化合物#4や内標準物質として用いた2−メチル−5−([2−ナフチルアミノ]カルボニル)−3−チエニル)酢酸(以下、「内部標準化合物」という)の選択反応モニタリング(selected reaction monitoring;SRM)法の条件は、「m/z 311.1>116.0(collisionnergy, CE=24)」及び「m/z 324.1>280.0(CE=14)」である。分析カラムは「Xbridge C18(150 mm×2.1 mm i.d., 3.5 μm particle size)」を選択し、移動相には2.5mM酢酸アンモニウム及び2.5mM酢酸アンモニウム/メタノール(2.5/97.5[v/v])を流速200μl/分の2液グラジェントにて化合物を溶出した。化合物#4及び内部標準化合物は、それぞれ8.51及び9.00分に検出され(図10の上段)、一回の分析時間は15分であった。血漿試料(50μl)の前処理は、内部標準化合物(100ng/ml、50μl)及び0.1%ギ酸−アセトニトリル(200μl)による除タンパク法を用い、上清を窒素乾固させた後、水/メタノール(50/50[v/v])(50μl)に再溶解し、フィルターを通じた試料(1μl)をLC/MS/MSに導入し、血漿中の化合物#4の濃度(μg/ml)を定量した(図10の下段)。
少なくとも投与30分後には、血漿中に高いレベルで化合物#4が検出され、少なくとも投与6時間後まで化合物#4が検出された(図10の下段、「#4」)。他方、コントロールのDMSOを投与したマウスからは化合物#4は検出されなかった(図10の下段、「DMSO」)。この結果は、化合物#4を投与すると、効率よく体内に吸収されることを示している。
本発明の化合物によるインビボでのエリスロポエチン産生促進効果について検討するために、本発明の化合物を投与したマウスを用いて解析を行った。
4種類の化合物(化合物#4、5、21、及び35)(10mg/100μlDMSO)10μlとコーン油190μlとの混和液(200μl)を調製し、かかる混和液(200μl)をマウス(C57BL/6N 8W、オス、21-25g)1匹あたり、毎日15〜18時の間にゾンデを用いて経口投与し、かかる投与を7日間連続して行った。なお、コントロールとしてコーン油やDMSO及びコーン油を経口投与したマウスの他、未投与のマウスを用いた。
マウス血中におけるエリスロポエチン量は、コーン油のみ、又はDMSOとコーン油を投与した場合(それぞれ図11Aの「コーン油」、「DMSO+コーン油」)や未投与の場合(図11Aの「ノーマル」)と比べ、4種類の化合物(化合物#4、5、21、及び35)を投与した場合(図11Aの「#4、5、21、及び35」)、増加することが明らかとなった。この結果は、4種類の化合物(#4、5、21、及び35)はインビボでエリスロポエチン産生促進効果を有することを示すとともに、上記実施例において、エリスロポエチン産生促進効果をインビトロで検証した結果を支持している。
本発明の化合物がインビボでエリスロポエチン産生促進効果を有することが確認されたので、本発明の化合物による赤血球産生促進効果について検討した。
化合物#4(1mg)を、200μlCMC(カルボキシメチルセルロース)に混和した化合物#4混和液(1mg/200μlCMC)をマウス(C57BL/6N 8W、オス、21-25g)1匹あたり、毎日15〜18時の間にゾンデを用いて経口投与し、かかる投与を7日間連続して行った(n=3)。なお、コントロールとしてCMCを経口投与したマウスを用いた(n=3)。
マウスのHct値(%PCV)は、コントロールのCMCのみを投与した場合、42.7±1.78(平均値±標準偏差)であったのに対して、化合物#4を投与した場合、47.7±0.816と増加していた(図11Bの左図)。また、マウスの血液中のヘモグロビン濃度(g/dL)は、コントロールのCMCのみを投与した場合、14.5±0.604(平均値±標準偏差)であったのに対して、化合物#4を投与した場合、16.2±0.286と増加していた(図11Bの右図)。この結果は、化合物#4は赤血球産生促進効果を有することを示している。
上述のとおりエリスロポエチンは、虚血臓器障害に対する保護作用を有することが知られており、虚血臓器障害の一つとして、肝臓の虚血による腎機能障害が知られている。そこで、本発明の化合物、すなわちエリスロポエチン産生促進効果が認められたものが、肝臓の虚血障害を改善し、肝機能を改善する可能性を考え、本発明の化合物による肝臓の機能改善効果について検討した。
化合物#4(10mg/100μlDMSO)10μl及び化合物#4(20mg/100μlDMSO)15μlを、それぞれコーン油190μl及び185μlに混和した低濃度(5μg/ml)化合物#4及び高濃度(15μg/ml)化合物#4混和液(200μl)を調製し、かかる混和液(200μl)をマウス(C57BL/6N 8W、オス、21-25g)1匹あたり、毎日15〜18時の間にゾンデを用いて経口投与し、かかる投与を7日間連続して行った(n=4)。なお、コントロールとしてDMSOを経口投与したマウスを用いた(n=4)。
低濃度(5μg/ml)及び高濃度(15μg/ml)の化合物#4の投与によりマウス血漿中におけるエリスロポエチン濃度が上昇することが確認された(図12の左図)。また、血漿中のGOT及びGPT濃度は、化合物#4の投与により低下することが明らかとなった(それぞれ図12の中央図、右図)。この結果は、化合物#4は肝機能改善効果を有することを示している。
上述のとおりエリスロポエチンは、虚血臓器障害に対する保護作用を有することが知られており、虚血臓器障害の一つとして、脳虚血による脳血管障害が知られている。そこで、本発明の化合物、すなわちエリスロポエチン産生促進効果が認められたものについて、脳虚血障害改善効果を検討するために、MCA(middle cerebral artery;中大脳動脈)閉塞モデルマウス(8−12週齢のC57BL/6マウス[22−30g])を用いて解析を行った。
[本発明の化合物の投与方法とMCA閉塞モデルマウスの作製]
虚血4時間前のマウスに、2種類の化合物(化合物#4及び35)(40mg/kgマウス体重)を腹腔内投与した(n=1)。なお、コントロールとしてvehicle(DMSO)を投与した(n=1)。マウスに4%ハロタン及び酸素を麻酔導入し、ケタミン(40mg/kg)及びキシラジン(4mg/kg)を30分間隔で腹腔内投与することにより麻酔維持を行った。全身麻酔導入後、顕微鏡下に総頚動脈分岐部を露出した。先端をシリコンコーティングした6-0ナイロン糸を内頚動脈から中枢側にむけて挿入し、前交通動脈まで先端を到達させ、さらに総頚動脈を結紮することにより中大脳動脈への血流を遮断した。30分の虚血負荷後、ナイロン糸を抜去し、総頚動脈の結紮を解除して再灌流を誘導した。
再灌流24時間後にマウスを頸椎脱臼の後、断頭し脳を摘出した。大脳と小脳の境界より厚さ2mmの大脳冠状切片を5枚作製した。大脳冠状切片をPBSで1.5%希釈したTTC溶液に37℃で20分間反応させることにより、TCC染色を行った。染色後デジタルカメラで大脳冠状切片の画像を取得した。
化合物#4及び35を投与したMCA閉塞モデルマウスの脳においては、TTC染色されない細胞死した組織を示す領域、すなわち脳梗塞巣の体積は、DMSOを投与したMCA閉塞モデルマウスにおける脳梗塞巣の体積と比べ、減少していることが明らかとなった(図13)。この結果は、化合物#4及び35は、脳梗塞などの脳虚血障害を改善する効果を有することを示している。
慢性腎臓病、虚血性腎症、糖尿病性腎症等の腎障害においては、腎臓が虚血状態にあることが知られている。また、上述のとおり、本発明の化合物は脳虚血障害を改善する効果を有することが認められた。そこで、次に本発明の化合物による腎保護効果について検討した。具体的には、シスプラチン存在下でヒト腎臓由来細胞株(HK−2)を培養した場合に、本発明の化合物による細胞毒性の解除効果について検討した。
HK−2細胞を96穴細胞培養プレートに5×103個/ウエルで撒いた後、一晩培養し、シスプラチン及び化合物#4を、それぞれ30μM及び各種濃度(30、10、3、1、0.3、0.1、0.03、0.01、及び0.003μM)となるようにDMEM/F12通常培養液中に混和し、さらに24時間培養した後、キット(Cell counting kit-8、同仁化学研究所製)を用い、生細胞中のミトコンドリア脱水素酵素によるホルマザン色素への変換をOD450mmの吸光度を測定することにより検出し、生細胞の割合を解析した。なお、コントロールとして、シスプラチン非存在下で培養したHK−2細胞(図14の「シスプラチン−」)や、シスプラチン(30μM)存在下及び化合物#4非存在下で培養したHK−2細胞(図14の「シスプラチン+」)を用いた。
化合物#4は、少なくとも1〜300μMの濃度でシスプラチンによるHK−2細胞死を有意に抑制し、特に30μM前後の濃度の化合物#4を用いた場合、効率よく細胞死を抑制できることが明らかとなった(図14)。この結果は、化合物#4は、シスプラチンなどの薬物による腎毒性の解除効果、すなわちかかる薬物からの腎保護効果を有することを示している。
本発明の化合物によるインスリン分泌促進効果について検討するために、ラ氏島由来細胞株(ISN−1e)を用いてATP産生量を解析した。
ISN−1e細胞を96穴細胞培養プレートに2×105個/ウエルで撒いた後、一晩培養し、化合物#4を、各種濃度(10、3、1、0.3、0.1、及び0.03μM)となるようにRPMI1640通常培養液2中に混和し、さらに3時間培養した後、培養液中に産生されたATPの濃度を『細胞の』ATP測定試薬(東洋ビーネット社製)を用いてGloMa 96 Microplate Luminometer(Promega社製)により測定した。なお、コントロールとして、化合物非存在下(DMSO添加[1%])で培養したISN−1e細胞(図16の「control」)や、HIFの活性化剤(FG−4592[10、3、1、0.3、及び0.1μM])存在下で培養したISN−1e細胞を用いた。
化合物#4は、少なくとも0.03〜10μMの濃度でISN−1e細胞内のATP濃度を有意に(コントロールに対して2倍以上)上昇させることが明らかとなった(図16)。ラ氏島においては細胞内のATP濃度の上昇はインスリン分泌を促進することが知られており、このことから化合物#4は、ラ氏島細胞のインスリン分泌刺激効果を有することを示すとともに、かかる効果により糖尿病を改善できる可能性を示唆している。
本発明の化合物は、低酸素条件下でサイトカイン(TNFα)によるエリスロポエチン産生を負に制御する経路を解除する効果を有することや(実施例2参照)、脳虚血障害を改善する効果を有すること(実施例12参照)が明らかとなった。かかる結果から、本発明の化合物は虚血・低酸素状態を改善し、酸化ストレスを減弱(抑制)する作用を有するのではないかと考えた。そこで、Leigh細胞の酸化ストレスによる細胞死を抑制する効果について検討するために、グルタチオン合成阻害剤BSOで処理したLeigh細胞を、化合物#2、4、5、21及び35存在下で培養し、細胞生存率を測定した。
24穴細胞培養プレートに1ウエルあたり4×104個のLeigh細胞を撒いた後、24時間培養し、グルタチオン合成阻害剤BSO(L-Buthionine sulphoximine)(Sigma-Aldrich社製)を、500μlとなるように培養液中に混和した。BSO存在下で24時間培養した後、5種類の化合物(化合物#2、4、5、21及び35)を、10μMとなるように培養液中に混和した。上記5種類の化合物存在下で4日間培養した後、生細胞数をCell Counting Kit-8(同仁化学研究所社製)を用いて測定し、細胞の生存率を算出した(図17の「BSO+#2」、「BSO+#4」、「BSO+#5」、「BSO+#21」、「BSO+#35」)。なお、コントロールとして、化合物及びBSO非存在で培養したLeigh細胞(図17の「cell only」)や、化合物非存在で培養したLeigh細胞(図17の「BSO」)や、HIFの活性化剤(FG−4592[10μM])存在下で培養したLeigh細胞(図17の「BSO+FG4592」)や、ATP産生促進剤(コエンザイムQ10[1μM])存在下で培養したLeigh細胞(図17の「BSO+CoQ10」)や、抗酸化物質(α−リポ酸[1μM])存在下で培養したLeigh細胞(図17の「BSO+αLA」)を用いた。
5種類の化合物(化合物#2、4、5、21及び35)は、BSOによるLeigh細胞の細胞死を効率よく抑制できることが明らかとなった(図17)。この結果は、5種類の化合物(化合物#2、4、5、21及び35)が、Leigh脳症等のミトコンドリア病患者の酸化ストレスによる細胞死を抑制できることを示しており、本発明の化合物がLeigh脳症等のミトコンドリア病を治療できることを示唆している。
Claims (17)
- 以下の一般式(I);
、一般式(II);
、及び、一般式(III);
で表される化合物、並びに、R3がOHのときそれらの医薬的に許容される塩からなる群から選択される1種又は2種以上の化合物を含む、エリスロポエチン発現増強剤。 - 炎症性サイトカインによるエリスロポエチン発現抑制の解除作用、及び/又は、エリスロポエチン発現促進作用を有することを特徴とする請求項1に記載のエリスロポエチン発現増強剤。
- 炎症性サイトカインがTNFαであることを特徴とする請求項2に記載のエリスロポエチン発現増強剤。
- 化合物が、以下の式(I−1)、(I−1’’’)、(I−1’’’’)、(I−1’’’’’)、(I−2)、(I−2’)、(I−2’’)、(I−2’’’)、(I−3)、(I−3’’)、(I−3’’’)、(I−3’’’’)、(II−1)、(II−1’)、(II−2)、(III−1)、(III−1’)、(III−1’’)、(III−1’’’)、(III−2)、又は(III−2’)で表される化合物若しくはそれらの医薬的に許容される塩であることを特徴とする請求項1〜3のいずれかに記載のエリスロポエチン発現増強剤。
式(I−1);
- 請求項1〜4のいずれかに記載のエリスロポエチン発現増強剤を含むことを特徴とする貧血の治療・予防薬。
- 請求項1〜4のいずれかに記載のエリスロポエチン発現増強剤を含むことを特徴とする虚血による肝臓障害の機能改善剤。
- 以下の一般式(I);
を含むことを特徴とする肝機能改善剤。 - 以下の式(I−1)及び式(I−1’’’’)で表される化合物並びにそれらの医薬的に許容される塩からなる群から選択される1種又は2種以上の化合物を含むことを特徴とする請求項7に記載の肝機能改善剤。
- 請求項1〜4のいずれかに記載のエリスロポエチン発現増強剤を含むことを特徴とする虚血障害改善剤。
- 請求項1〜4のいずれかに記載のエリスロポエチン発現増強剤を含むことを特徴とする虚血による腎臓障害の改善剤。
- 以下の一般式(I);
を含むことを特徴とする腎保護剤。 - 以下の式(I−1)及び式(I−1’’’’)で表される化合物並びにそれらの医薬的に許容される塩からなる群から選択される1種又は2種以上の化合物を含むことを特徴とする請求項11に記載の腎保護剤。
- 以下の一般式(I);
、一般式(II);
、及び、一般式(III);
で表される化合物、並びに、R 3 がOHのときそれらの医薬的に許容される塩からなる群から選択される1種又は2種以上の化合物を含む、インスリン分泌促進剤。 - 以下の式(I−1)及び式(I−1’’’’)で表される化合物並びにそれらの医薬的に許容される塩からなる群から選択される1種又は2種以上の化合物を含むことを特徴とする請求項13に記載のインスリン分泌促進剤。
- 以下の一般式(I);
、一般式(II);
、及び、一般式(III);
で表される化合物、並びに、R3がOHのときそれらの医薬的に許容される塩からなる群から選択される1種又は2種以上の化合物を含む、ミトコンドリア病の治療剤。 - 化合物が、以下の式(I−1)、(I−1’’’)、(I−1’’’’)、(I−2)又は(III−1)で表される化合物若しくはそれらの医薬的に許容される塩であることを特徴とする請求項15に記載のミトコンドリア病の治療剤。
式(I−1);
- 以下の式(I−1’)、(I−1’’)、(I−2)、(I−2’’)、(I−2’’’)、(I−3)、(I−3’)、(II−2)、又は(III−1)で表される化合物若しくはそれらの医薬的に許容される塩。
式(I−1’);
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