JP2014509841A - 癌を治療するための組成物および方法 - Google Patents
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Abstract
Description
本出願は、2011年1月18日に出願された米国仮特許出願第61/433,731号の優先権を主張し、この仮特許出願は全体として参照により本明細書に組み入れられる。
卵巣癌は、婦人科癌による死亡の大多数の原因である。米国では2004年に、25,580例の新たな症例が診断され、16,090名の女性が卵巣癌で死亡した。
本発明は、上皮癌を含むがこれに限定されない癌を治療するための組成物および方法に関する。本発明は、キメラ抗原受容体(CAR)を発現するように形質導入されたT細胞の養子細胞移入の戦略に関する。CARとは、特異的な抗腫瘍細胞免疫活性を示すキメラタンパク質を生じるように、所望の抗原(例えば、腫瘍抗原)に対する抗体に基づく特異性とT細胞受容体活性化細胞内ドメインを組み合わせた分子である。
別段の規定がない限り、本明細書で用いられる技術用語および科学用語はすべて、本発明が属する技術分野の当業者によって共通して理解されている意味と同じ意味を有する。本明細書に記載されたものと同様または同等の任意の方法および材料を、本発明の試験のための実施において用いることができるが、好ましい材料および方法は本明細書に記載されるものである。本発明を説明および主張するにあたり、以下の専門用語が用いられる。
本発明は、いくつかある疾患の中でも特に癌を治療するための組成物および方法を提供する。癌は、血液悪性腫瘍、固形腫瘍、原発または転移性腫瘍であってよい。好ましくは、癌は上皮癌、言い換えれば癌腫である。より好ましくは、癌は上皮性卵巣癌である。本発明の組成物および方法を用いて治療可能な他の疾患には、ウイルス、細菌、および寄生虫感染症、ならびに自己免疫疾患が含まれる。
本発明は、細胞外および細胞内ドメインを含むキメラ抗原受容体(CAR)を提供する。細胞外ドメインは、さもなければ抗原結合部分と称される標的特異的結合エレメントを含む。細胞内ドメインまたはさもなければ細胞質ドメインは、共刺激シグナル伝達領域およびζ鎖部分を含む。共刺激シグナル伝達領域とは、共刺激分子の細胞内ドメインを含むCARの部分を指す。共刺激分子とは、抗原に対するリンパ球の効率的な応答に必要とされる、抗原受容体またはそれらのリガンド以外の細胞表面分子である。
1つの態様において、本発明のCARは、さもなければ抗原結合部分と称される標的特異的結合エレメントを含む。その部分の選択は、標的細胞の表面を規定するリガンドの種類および数に依存する。例えば、抗原結合ドメインは、特定の疾患状態と関連した標的細胞上の細胞表面マーカーとして作用するリガンドを認識するように選択され得る。よって、本発明のCAR中の抗原部分ドメインに対するリガンドとして作用し得る細胞表面マーカーの例には、ウイルス、細菌、および寄生虫感染症、自己免疫疾患、ならびに癌細胞と関連したものが含まれる。
膜貫通ドメインに関して、CARは、CARの細胞外ドメインに融合された膜貫通ドメインを含むように設計され得る。1つの態様では、CAR中のドメインの1つと天然で会合している膜貫通ドメインが用いられる。場合によっては、膜貫通ドメインは、受容体複合体の他のメンバーとの相互作用を最小限にするために、同じまたは異なる表面膜タンパク質の膜貫通ドメインへのそのようなドメインの結合を回避するように選択され得るか、またはアミノ酸置換によって改変され得る。
本発明のCARの細胞質ドメインまたはさもなければ細胞内シグナル伝達ドメインは、CARが挿入された免疫細胞の正常なエフェクター機能の少なくとも1つの活性化に関与する。「エフェクター機能」という用語は、細胞の特殊化した機能を指す。T細胞のエフェクター機能は、例えば、細胞溶解活性、またはサイトカインの分泌を含むヘルパー活性であってよい。よって、「細胞内シグナル伝達ドメイン」という用語は、エフェクター機能シグナルを伝達し、細胞に特殊化した機能を行うよう指示するタンパク質の部分を指す。通常は細胞内シグナル伝達ドメイン全体が使用され得るが、多くの場合、鎖全体を用いる必要はない。細胞内シグナル伝達ドメインの切断部分が用いられる範囲では、そのような切断部分がエフェクター機能シグナルを伝達する限り、これは無傷の鎖の代わりに使用され得る。よって、細胞内シグナル伝達ドメインという用語は、エフェクター機能シグナルを伝達するのに十分な、細胞内シグナル伝達ドメインのいかなる切断部分も含むことが意図される。
本発明は、細胞内ドメインの核酸配列に機能的に連結された抗原結合部分の核酸配列を含む、CARの配列を含むDNA構築物を包含する。本発明のCARにおいて使用され得る例示的な細胞内ドメインには、CD3-ζ、CD28、4-1BB等の細胞内ドメインが含まれるが、これらに限定されない。場合によって、CARは、CD3-ζ、CD28、4-1BB等の任意の組み合わせを含み得る。
望ましいCARを発現するようにT細胞を遺伝子改変する前であるか改変した後であるかにかかわらず、一般的に、例えば、米国特許第6,352,694号;第6,534,055号;第6,905,680号;第6,692,964号;第5,858,358号;第6,887,466号;第6,905,681号;第7,144,575号;第7,067,318号;第7,172,869号;第7,232,566号;第7,175,843号;第5,883,223号;第6,905,874号;第6,797,514号;第6,867,041号;および米国特許出願公開第20060121005に記載されている方法を用いて、T細胞を活性化して拡大することができる。
本発明は、レンチウイルスベクター(LV)が形質導入された細胞(例えば、T細胞)を包含する。例えば、LVは、特異的抗体の抗原認識ドメインと、CD3-ζ、CD28、4-1BB、またはこれらの任意の組み合わせの細胞内ドメインを組み合わせたCARをコードする。そのため、場合によって、形質導入されたT細胞はCAR媒介性T細胞応答を誘発し得る。
抗αFR scFv(MOv19)を、以下のプライマー:
(BamHIを下線表示)および
(NheIを下線表示)
を用いる780-bp MOv19断片のPCR増幅のための鋳型として使用した。
(NheIを下線表示)および
(機能的TCRζ含有分子用、SalIを下線表示)
を用いてPCRにより増幅した。
(XbaIを下線表示)および
(機能的TCRζ含有分子用、SalIを下線表示)と混合した。
CAR構築物はUniversity of Pennsylvaniaで開発され、臨床等級のベクターは、Dr. Larry Coutureの指示の下でCity of Hopeにおいてクローニングされ、製造される。臨床等級の操作されたT細胞は、University of PennsylvaniaのClinical Cell and Vaccine Production Facilityで製造される。培養の終了時に、細胞をバッグ中の注入用凍結媒質中で凍結保存する。各バッグは、注入等級の試薬を含む凍結媒質の一定分量(容積は用量に依存する)を含む。第1層の対象は、用量漸増アプローチを用いて、超音波ガイド下または手術中のいずれかでの直接的な腫瘍内注射により、α-FR CAR形質導入T細胞の単一用量を受けることができる。第2層の対象は、用量漸増アプローチを用いて、形質導入T細胞の分割用量静脈内注入(0日目、1日目、および2日目にそれぞれ10%、30%、および60%)を受ける。
ベクターを製造するために用いられるDNAは、アンピシリン選択下でLB培地中で増殖した大腸菌(E. coli)細胞から単離する。DNAは、その同一性および純度を保証するために、品質管理(QC)出荷試験を受ける。DNAを、外観(清澄および無臭)、260/280比(1.7〜2.0)、アガロースゲル電気泳動(≧90%スーパーコイル)、残存RNA(非検出/μg)、直鎖状プラスミドDNAまたは染色体DNA(非検出/μg)、制限酵素マッピング、エンドトキシン(<30 EU/mg)、および無菌性について試験する。
レンチウイルスベクターは、City of Hopeによって生成される。City of Hopeは、一方向性のGMP支持区域内部の2つの独立したクラス10,000製造室(AおよびB)からなる第I相/第II相cGMP製造施設を建設した。各部屋は、入口/更衣室エアロック、細胞拡大研究室、生産研究室、精製/緩衝液調製研究室、および出口/脱衣室エアロックからなる。各部屋は、HEPA供給および制御排気を備えた独立した空気処理装置を有する。部屋間および部屋内の圧力差は、温度および湿度と同様に調節される。環境状態およびGMP設備は、集中建物モニターシステムによりモニターされ、記録され、かつ警告される。あらゆる移行およびいかなる開放容器操作も、これらの部屋において一方向流動のクラス100フード内で行われる。
(Zufferey et al, 1997)に類似した系において、gag/pol、tat、rev、およびVSV-Gを提供する3種プラスミド生成系を用いて、一過性トランスフェクションによりウイルスベクターを生成する。唯一の重複領域は、パッケージングおよびgagおよびcppt/CTS配列内にある。後述するFDA指針に従って、RCL試験を行う。
医薬品および医薬部外品の製造管理および品質管理の基準(GMP)に従って、ウイルスベクターを精製する。ベクターを含む液体を細胞ファクトリーから注ぎ出し、プールし、次いで0.8/0.45ミクロン清澄フィルターを通して濾過清澄化する。清澄化された回収物を、クロマトグラフィーカラム中の陰イオン交換樹脂上に負荷する。イオン交換カラムを低塩濃度緩衝液で洗浄した後、半精製ベクターを0.7 M NaCl緩衝液で溶出する。
組換えまたは複製能を有するレンチウイルス(RCL)についての試験は、RCRの試験に関するFDA指針に従って行う。C8166細胞をベクター上清に曝露し、3週間継代する。培養上清を、ELISAによりp24産生について、およびPCRによって測定されるパッケージングDNAの持続または増殖数についてモニターする。指針に従うこれらのアッセイの試験物品は、培養上清の5%または300 mlのいずれか少ない方、および10×108個の生成終了(EOP)細胞である。試験は、Indiana UniversityのNational Gene Vector Laboratoriesで行われる。
Lentigen DMFに記載されているCity of Hope輸送SOPに従って、ベクターの第1ロットがUPENNに輸送される。その後のベクターロットの輸送は、どこでGMPロットが製造されるかに応じて、Omnia Biologics、Indiana University、またはLentigen Corporationから行われ得る。
ベクターの効力は、コピー数および/または導入遺伝子発現レベルによって測定される形質導入効率により、各細胞生成物において決定される。各ベクターロットは個別でありサイズが小さいため、この段階のこの研究のベクターについては、安定性モニタリング計画は導入されない。加えて、安定性試験計画は、CVPFが、それらの標準的なアッセイを用いた力価測定のために製造施設にベクターを送り返すことを必要とする。安定性試験への輸送段階の導入により、可変項目が導入される。
標的細胞生成物は、自己のCD3+自己Tリンパ球である。単回使用の閉鎖系使い捨てセットを使用する、Gambro Elutra上での向流遠心分離水簸による単球の枯渇により、白血球除去生成物からTリンパ球を濃縮する。0日目に、抗CD3/CD28 mAb被覆磁気ビーズによるTリンパ球の活性化により、αFR Tボディ製造過程を開始する。0日目に50%および1日目に50%という分割用量で、αFRベクターを添加する。ベクターの形質導入は、0日目〜3日目に起こる。3日目に、細胞を洗浄し、培地を交換する。培養物を、典型的には9〜12日間かけて拡大する。培養物の回収時に、細胞から磁気ビーズを枯渇させ、細胞を洗浄し、濃縮し、凍結保存する。
T細胞製造過程の0日目に、白血球除去回収により非動員末梢血白血球を得る。およそ10 Lを回収し、Baxter Amicus細胞分離装置またはその同等物において処理して、およそ5〜15×109個の白血球細胞の集団を得る。この生成物はCVPFに搬送し、そこで細菌および真菌培養ならびにフローサイトメトリーによる表現型検査のために試料を採取する。細胞数をCoulter Multisizer IIIで決定し、生存率をトリパンブルー排除アッセイにより試験する。次に、アフェレーシス生成物を、向流遠心力を使用してサイズおよび密度に基づいて細胞集団を分離するGambro Elutraで処理する。Elutraは閉鎖系で作動し、使い捨てのチューブセットの使用により、汚染のリスクがさらに最小限に抑えられる。Elutra分離後に回収されたリンパ球画分を、Baxter Cytomate、Cell Saver 5、またはCOBE 2991細胞処理装置を用いて混合し、洗浄する。Elutra後のリンパ球画分および単球画分において行うフローサイトメトリーにより、細胞生成物の組成(CD4+、CD8+、B細胞、およびマクロファージ等)を評価する。
培養の最終日に、Baxter Fenwal回収装置または同等のシステムを用いて、細胞を回収し濃縮する。回収装置によって細胞を処理する前および後に、抗CD3/CD28磁気マイクロビーズを除去するために、細胞生成物をBaxter MaxSepにかける。αFR CAR T細胞を凍結保存培地中に再懸濁する。速度制御冷凍庫を用いて、細胞をバッグ中で凍結する。凍結保存されたαFR CAR T細胞生成物を、≦-130℃のモニター付き冷凍庫中に貯蔵する。各注入バッグは、用量のサイズに応じて約10〜50 mLの細胞を含み得る。
αFR-CAR T細胞の出荷試験は、Clinical Cell and Vaccine Production Facilityにおける臨床試験のために製造された以前の類似の遺伝子療法細胞生成物と類似している(参照、June IND #6675、8568、12799、13911)。αFR-CAR T細胞は、細胞生存率(センチネルチューブ、≧70%)、%CD3+細胞(≧80%)、残存ビーズ数(≦100個ビーズ/300万個細胞)、エンドトキシン(<3.5 EU/ml;3.5 EU/mlという限界は以下の様式で導き出された:100 mlの最大容積において、100×106個/mlの凍結保存細胞濃度は1×1010個細胞の細胞用量に等しい。3.5×100=350 EU、平均的なヒト=70 kg、そのため限界は5 EU/kgである)、ベクターコピー数(≧0.2コピー/細胞)、αFR CAR発現(フローサイトメトリーにより≧20%発現)、VSV-G DNA(検出不能)、HIVgag DNAおよびp24タンパク質によるRCL(陰性)、マイコプラズマ(陰性)、ならびに細菌/真菌培養物(増殖なし)に基づいて試験し、出荷する。
レンチウイルスベクターは、それらのウイルスゲノムのDNAコピーを細胞DNAに組み込むことによって、細胞のDNAを永久的に変更する。よって、PBMCから単離されたDNAのPCRにより、これらの配列をインビボでモニターすることができる。CARキメラシグナル伝達ドメインとの間の接合領域を検出するPCRアッセイが開発され、その結果、遺伝子構築物を、天然に存在する内因性シグナル伝達鎖と識別することができる。これにより、各患者においてベクター改変細胞の持続性をモニターすることが可能になる。
安全目的のために、細胞当たりの平均培養コピー数は0.2〜5の範囲に限定される。ベクターは細胞のDNA中に安定に組み込まれるため、拡大後のコピー数は安定している。投薬後のインビボでのベクターコピーの検出は、ベクター改変細胞の拡大、輸送、および持続の結果として、時間と共に増加または減少し得る。
ヒトT細胞は、レンチウイルス形質導入後に、40〜50%が細胞表面scFv Mov19を発現した(図3)。MOv19-ζおよびBB-ζ形質導入T細胞は、FRα+腫瘍細胞と共培養した場合に、IFN-g、TNF-α、およびIL-2サイトカインの標的特異的放出ならびに細胞傷害性機能を示したのに対し、MOv19-ΔζまたはGFPを形質導入されたT細胞はそれらを示さなかった(図4)。インビボWinnアッセイにおいて、MOv19-ζ形質導入T細胞は、FRα+卵巣癌の増生を阻害することができた(図5および6)。対照的に、MOv19-ΔζまたはGFPを形質導入されたT細胞は、腫瘍成長に影響を及ぼさなかった(図5および6)。顕著なことには、MOv19 CARのインビボ抗腫瘍活性は、4-1BB(CD137)シグナル伝達の供給によって改善された(図6)。さらに、共刺激ドメインの取り込みにより、T細胞の持続性が増強され、この取り込みがインビボでの抗腫瘍有効性の改善と関連することが実証される(図7)。
記載されるレンチウイルスベクター送達系は、Tリンパ球に遺伝子を送達する上で非常に効率的である。本試験に提案されたTボディ構築物を使用する前臨床実験では、αFR CARとCD3ζおよび4-1BBシグナル伝達ドメインを発現するように形質導入されたCD4+ T細胞において、α-FR-CARタンパク質の>60%の形質導入効率が日常的に示された(図8B)。レンチウイルスベクターは、マウスレトロウイルスベクター形質導入効率と比較した場合の、それらの優れた遺伝子導入効率が周知である。
遺伝子導入系およびその搭載物のインビトロおよびインビボ有効性を実証するために、いくつかの前臨床研究を行った(図9)。形質導入T細胞の抗腫瘍能を調べるため、αFR陰性AE17細胞、AE17.FR(αFRを発現するように操作された誘導体)、および樹立されたヒト卵巣癌細胞株を用いて、標準的なクロム放出アッセイでエフェクター機能を測定した。αFR CARを形質導入されたT細胞は、AE17.FRを効率的に溶解させたが、親AE17細胞は死滅させなかった。重要なことには、αFR CAR形質導入T細胞は、αFRを発現する癌細胞に対しても高度に細胞傷害性を示し、ヒト卵巣癌SKOV3細胞株を死滅させた。TCR-ζと共に4-1BB(CD137)共刺激ドメインをタンデムでまたは3つ組で含めても、一般的に、αFR CAR TCR-ζのみを発現するT細胞を上回ってインビトロ細胞傷害性は増加しなかった。死滅は効率的であり、20時間の培養中に10:1のE:T比でプラトーの溶解が起こり(図10)、再方向づけられたT細胞が連続して死滅させる能力があることが示唆された。さらに、GFPまたは非関連のCD19-CARを形質導入されたT細胞は、同じ標的細胞に対して細胞傷害活性を示さなかったため、溶解は特異的であり、アロ反応性または非特異的溶解が排除された。その上、切断型TCR-ζ細胞内ドメインを発現するT細胞(αFR-Δz)もまた、αFR発現標的を死滅させることができず、無傷のTCR-ζシグナル伝達ドメインの必要性が実証された。CAR+ T細胞を一連の腫瘍細胞株と同時インキュベートし、分泌されたエフェクターサイトカインIFN-gの量を測定した。CAR+ T細胞はFRa+腫瘍株SKOV3およびA1847を認識し、非常に高レベルのIFN-gを分泌した。中程度レベルでFRaを発現するOVCAR3およびA2780と同時インキュベートした場合には、中程度レベルのIFN-gが観察された。FACS解析によりαFR発現について陰性であるC30およびPEO-1細胞株と同時インキュベートした場合には、低レベルのIFN-gが観察された(図9下部)。
αFR CAR構築物のインビボ抗腫瘍活性の最初の試験として、CAR発現T細胞(1×106個細胞/マウス)と混合した、ルシフェラーゼを発現するαFR+ヒト卵巣癌細胞株SKOV3(1×106個細胞/マウス)のs.c.注射により、Winnアッセイを行った。接種後10日ごとに動物を撮像して、腫瘍成長を評価し、「Living Image」ソフトウェア(Xenogen)を用いて、ルシフェラーゼ発現細胞からの光子放出を定量した。GFPまたはαFRCAR dz形質導入T細胞のいずれかで処置したマウスにおいて、腫瘍成長に対する影響は認められなかった(図11A)。これらの対照群では、動物は接種後およそ30日目に腫瘍を生じ始め、40日目までにすべての動物が腫瘍を生じた(図11B)。対照的に、αFR CAR-zまたはBBz保有T細胞を注射したマウスは、接種後30日目までに腫瘍増生を同等に阻害し、Winnアッセイにおいて無傷のTCR CD3ζシグナル伝達ドメインの必要性が実証された。しかしながら、さらなる10日後には、αFR CAR CD3ζ群のすべてのマウスが検出可能な腫瘍を有したのに対し(4/4)、BBz群の3/5のマウスのみが腫瘍を有した。これらの腫瘍は、CD3ζ群の腫瘍よりも実質的に小さい。これらのデータから、4-1BB(CD137)をFRα CARに含めることで、インビボでの抗腫瘍活性が増強され得たことが示される。
αFR-CAR構築物の潜在的抗腫瘍有効性をさらに探索するため、SKOV3 Luc腫瘍細胞を用いる異種移植モデルを開発した。0日目に、6〜12週齢の雌NOGマウスの腹側部に3×106個のSKOV3 Luc細胞をs.c.接種した。約1ヵ月して腫瘍が触知可能となった後、ヒト初代T細胞(使用されるCD4+ T細胞とCD8+ T細胞を1:1比で混合した)を活性化し、上記のように形質導入した。T細胞拡大の2週間後、腫瘍量が200〜300 mm3となった時点で、マウスをT細胞(約40%〜50%が導入遺伝子陽性)で処置した。T細胞注射の経路、用量、およびタイミングは、個々の図の説明文に示してある。ノギスで腫瘍の寸法を測定し、式V=1/2(長さ×幅2)、式中、長さは最大縦径であり、幅は最大横径である、を用いて腫瘍体積を算出した。腫瘍接種後40日目および45日目に、腫瘍保有マウスを20×106個のT細胞(約40%〜50%が導入遺伝子陽性)の腫瘍内注射で処置した。ヒトドナーを用いて、形質導入T細胞を作製した。細胞ベースの療法を受けなかった生理食塩水群のマウスはすべて、継続した腫瘍成長を示した。同様に、シグナル伝達欠損αFR CAR dzまたはGFP形質導入T細胞を受容したマウスも、T細胞移入時を超える、継続した腫瘍成長を示した。αFR CAR-z T細胞を受容したマウスは、3つの対照群すべてと比較して有意に異ならない緩徐な腫瘍成長を示した(図12 A、C)。αFR CAR BBz T細胞を受容したマウスは、他のすべての群と比較して迅速な腫瘍退縮を示し、4-1BBシグナル伝達がインビボで抗腫瘍反応の増強を媒介することが示唆された。
次に、全マウスにおいて、操作されたT細胞の持続性を判定した。最後の養子T細胞移入の4週間後である74日目に末梢血を採取し、CD4およびCD8 T細胞の存在について定量した。CD4+およびCD8+ T細胞カウントは、gfp、αFR CAR dz、およびCD3ζ群と比較して、IT、IP、およびIV経路によってBBz CAR+ T細胞を注射した後のマウスにおいて最も多かった(図13)。顕著なことには、BBz群におけるCD4+およびCD8+ T細胞のカウントはz群よりも有意に多かったのに対して(P<0.01)、z群における全T細胞カウントは、T細胞注射なしの生理食塩水群を含む他の対照群と類似している(p>0.05)。
4-1BBを含むαFR CARが、インビボにおいてT細胞の生存増強および抗腫瘍活性の増加を媒介することが示されたため、次に、αFR CAR抗腫瘍活性が抗原特異的であるかどうかを判定しようとした。同様に4-1BBシグナル伝達ドメインを含むCD19特異的CARを、異種移植モデルにおいて評価した。腫瘍確立後6週目、40日目および45日目に、腫瘍保有マウスを20×106個のT細胞(約40%〜50%が導入遺伝子陽性)の腫瘍内注射で処置した。処置後、αFR CAR BBz群において、腫瘍量の迅速な減少が観察された(図14A)。対照的に、GFPまたはCD19 CARを発現するT細胞で処置したマウスでは、腫瘍は徐々に成長した。よって、同様に4-1BB共刺激シグナル伝達ドメインを含むCD19 CARは抗腫瘍活性を示さなかったため(図14 A、B)、SKOV3腫瘍のαFR CAR BBzによる根絶は抗原特異的である。腫瘍内αFR CAR BBzで処置したマウスは、腫瘍内抗CD19群よりも有意により多くの(P<0.05)T細胞カウントを有し、腫瘍抗原がインビボにおいて、養子移入されたT細胞の拡大を駆動することが示唆された(図14.C)。
以前の実験において、CAR T細胞の局所注射が、インビボにおいて、確立された腫瘍の根絶をもたらすことが実証された。卵巣癌は、通常、腹膜腔に限局する疾患であるため、腹腔内モデルにおけるαFR特異的T細胞の抗腫瘍活性をさらに判定した。5×106個のSKOV3Luc細胞のIP接種は、30日後に、腹膜癌腫症を効率的に生じた(図15.C)。IVまたはIP経路による、CD19 CAR BBzを発現するT細胞の移入後1〜3週間以内に、腹水形成および重度腹膜癌腫症を示す腹部腫脹が観察された(図15.A)。これらのマウスは著しい血性腹水(5〜8 ml)および複数の結節性腹膜腫瘍を生じ、腹部膨張のために、T細胞注射後1〜3週間以内に安楽死させなければならなかった。αFR CAR BBzで処置したマウスはすべて、腹水を形成せず、生存増強を示した(図15B.)。SKOV3腫瘍を保有するマウスの60%(3/5)および40%(2/5)は、それぞれIPおよびIV経路によるαFR CAR BBz T細胞の移入後10週間まで生存し続ける。よって、αFR CAR BBz特異的T細胞は、腹膜癌腫症のSKOV3マウスモデルにおいて、腫瘍成長および腹水形成を阻害する。重要なことには、αFR CAR BBz特異的T細胞は生存時間を改善する。
時折、卵巣癌患者は、疾患進行中に、実質性肝転移もしくは肺転移によって明らかにされる侵攻性疾患を呈するか、または脳などの遠位部位への転移を起こす。卵巣癌の肺転移モデルを作製するため、0日目に、8〜12週齢のNOGマウスに2×106個のSKOV3 Luc細胞(200μl PBS中)をi.v.注射した。3日目に肺において腫瘍確立が証明された後、動物を3日目および8日目に、15×106個のαFR CAR BBz T細胞またはCD19 CAR BBz T細胞のいずれかの尾静脈注射で処置した(200μl PBS中)。この経路の腫瘍接種は、生物発光イメージングにより判断して、マウスの100%で進行性肺転移を確立した(図16.上部)。CD19 CAR T細胞処置マウスでは、すべての動物において腫瘍が徐々に成長した。対照的に、αFR CAR BBz特異的T細胞を注射すると、すべての処置動物(n=5)において肺転移の迅速な退縮が起こった(図16.14日目)。>2ヵ月の経過観察後、マウスの80%(4/5)は腫瘍再発の証拠がなかった。動物1匹は再発性肺転移を有し、70日目に安楽死させた。よって、αFR特異的T細胞の養子移入は、肺転移の退縮の可能性を提供する。
上記の研究により、インビボおよびインビトロで前記構築物の機能性が実証される。SKOV3、A1847、OVCAR3、C30、A2780、およびPEO-1などの複数のヒト卵巣癌細胞株が、インビトロ実験で用いられた(図9下部を参照されたい)。このアプローチはまた、ヒト卵巣癌細胞株SKOV3 Lucを用いる前臨床異種移植モデルにおいても行われた。インビトロ系と提案されるヒト治療との間の考えられる違いは、インビトロ実験が細胞株で行われ、細胞株がインビボでの腫瘍細胞を反映していない可能性があることである。
最終細胞生成物の0.2〜5というコピー数出荷規格が達成された。この規格は、レンチウイルスベクターで日常的に達成されるものを超えており、この数字は、大規模な挿入による不必要なリスクを最小限に抑えつつ、活性を示すと予測される範囲を示す。第1層については、最低用量として3×107個CAR T細胞/m2のI.T.単回注入を施行することができるに対して、第2層については、最低用量として3×108個CAR T細胞/m2の「分割用量」を用いて、I.V.注入によりCAR T細胞を投与することができる。フローサイトメトリーにより最終生成物を形質導入の割合について試験することができ、回収後および注入直後のベースラインで、形質導入細胞の数を記録することができる。
αFR構築物の形質導入のインビトロ効率を実証するデータに関しては、図8を参照されたく、動物データに関しては、図11、12、13、14を参照されたい。予備臨床試験における、レンチウイルスベクターを用いた、臨床規模での、レンチウイルスベクター技術を用いたCD3/28刺激自己T細胞の効率的な形質導入が実証された。提案される研究には、類似の方法を用いることもできる。
本研究に用いられるレンチウイルスベクターは、関心対象の導入遺伝子である単一タンパク質のみをコードする。そのため、導入遺伝子以外の他の遺伝子は、ベクターによって発現されない。以前のレンチウイルスベクター研究では、プロモーターとして天然LTRを用いる、条件的に複製するウイルスベクターを使用した。tatが存在しない場合、これらのプロモーターには非常に低い基礎活性があり、そのためHIV感染の状況以外では、隣接遺伝子へのリードスルーはほとんど予測されなかった。最初の形質導入細胞生成物に関して、処置された5名の患者において、挿入部位パターンの解析を行った。このベクターが、SINベクターを含む他のレンチウイルスベクターで観察されるのと類似のパターンで遺伝子に挿入されることが判明した。挿入位置は、レンチウイルスについて予測される通りであり、これは主に遺伝子リッチ領域に存在する(Levine et al, 2006の図3b)。転写活性のある遺伝子中に挿入されたベクターは、コード領域中に分布した。これらの知見は、レンチウイルスベクター形質導入T細胞を受容した患者において長期的に挿入部位パターンを評価する、より最近の出版物において確認された。組込み部位の選択は検出されず、癌または腫瘍抑制遺伝子の機能的修飾が存在しないことが示された。
導入遺伝子の発現は、T細胞において最適な導入遺伝子発現を有することが以前に示された遍在性哺乳動物ef-1αプロモーターの制御下にあり、そのためすべての形質導入細胞において発現が観察された。
エクスビボ製造過程の利点は、ベクターに曝露させる細胞を注意深く制御できる点である。結果として、αFR CAR構築物は、細胞処理中にベクターによって標的化された細胞においてのみ発現され得る。Tリンパ球は陰性選択によって単離されるため、形質導入中に、わずかな割合の単球およびB細胞が培養物中に存在し得る。単球は最終生成物中に存在しないが、わずかな割合のB細胞は残存し得る(<2%)。
293細胞および初代T細胞に、レンチウイルスベクター調製物を形質導入した。本ベクターは第3世代自己不活性化(SIN)ベクターであり、いかなるウイルスタンパク質も含まず、複製不能である。そのため、本ベクターを形質導入された細胞により、感染粒子は産生されない。
今日まで、HIV由来レンチウイルスベクターによって起こった腫瘍形成の報告はない。Montiniら(Montini et al., 2006)による最近の報告は、遺伝毒性に関して、SINレンチウイルスベクターの相対的生物安全性を支持する証拠を提供している。理論上、HIV由来レンチウイルスベクターが挿入性発癌を引き起こし得る可能性はあるが、今日まで、この理論を支持するデータは存在しない。
最初のレンチウイルスベクター臨床試験のために、広範な体内分布および生物毒性研究を行った。体内分布研究のため、合計192匹のマウスを、以下:注入媒質のみ(群1)、2千万個の偽形質導入ヒトT細胞(群2)、300,000個のベクター形質導入ヒトT細胞(群3)、または2千万個のベクター形質導入ヒトT細胞(群4)の0.3 ml尾静脈注射を受けるマウス48匹の4群に分割した。雄と雌のマウスは別々に試験した。2、15、30、91、および123日目にマウスを解析し、死亡率、臨床所見/身体検査、および体重を含む生存中パラメータについてマウスを評価した。この研究から、ベクター形質導入ヒトT細胞が、死亡率、臨床所見、または体重に影響を及ぼさないことが示された。いずれのマウスもT細胞腫瘍を生じなかった。ベクター配列の存在をPCRにより解析した。2日目および30日目には、群3および4からの試験したすべての組織において、ベクター配列が存在した。91日目では、4匹のマウスからの肺、肝臓、脾臓、および尾のみがベクターについて陽性であり、123日目では、ベクターは検出されなかった(表1)。
葉酸受容体-α(FRα)に特異的なキメラ抗原受容体(CAR)を発現するように操作されたヒトT細胞は、インビトロで上皮癌に対する強い抗腫瘍活性を示したが、インビボでは持続できず、腫瘍にホーミングできないという理由で、診療所ではそのような活性を示さなかった。本研究では、単独の(MOv19-ζ)、またはCD137(4-1BB)共刺激モチーフとタンデムで組み合わせた(MOv19-BBζ)T細胞受容体CD3ζ鎖シグナル伝達モジュールに結合しているFRα特異的scFv(MOv19)を含むCARを構築した。従来のMOv19-ζ CARまたは共刺激MOv19-BBζ CARを発現するように形質導入された初代ヒトT細胞は、インビトロでFRα+腫瘍細胞と共培養した場合に、様々な炎症性サイトカインを分泌し、細胞傷害機能を発揮した。しかしながら、確立された大きなFRα+ヒト癌を保有する免疫不全マウスにおいては、共刺激MOv19-BBζ CARを発現するヒトT細胞の移入のみが腫瘍退縮を媒介した。MOv19-BBζ CAR T細胞の注入は、転移性腹腔内、皮下、および肺関与ヒト卵巣癌のモデルにおいて、腫瘍退縮を媒介した。重要なことには、腫瘍反応はインビボにおけるヒトT細胞の選択的生存および腫瘍局在化と関連しており、共刺激MOv19-BBζ CAR T細胞を受容したマウスにおいてのみ観察された。T細胞の持続および抗腫瘍活性は主に抗原駆動性であった;しかしながら、CARによる抗原非依存的CD137シグナル伝達は、インビボにおいてT細胞の持続性を改善し、しかし抗腫瘍活性は改善しなかった。本明細書に記載される結果から、CD137共刺激シグナル伝達をタンデムに装備された抗FRα CARは、インビボで強力な抗腫瘍活性を提供するための従来のFRα T細胞標的化戦略を限定するT細胞の持続性および腫瘍局在化の問題を克服することが示される。
抗FRαキメラ免疫受容体の構築
キメラ免疫受容体骨格構築物は、以前に記載されているように作製した(Carpenito et al., 2009, Proc Natl Acad Sci USA 106:3360-65)。抗FRα scFv配列は、FRαに対するモノクローナル抗体であるMOv19(Miotti et al., 1987, Int J Cancer 39: 297-303;Figini et al., 1998, Cancer Res 58(5):991-6)から導出された。MOv19 scFvは十分に特徴づけされており(Figini et al., 2009, Cancer Immunol Immunother 58(4):531-46;Melani et al., 1998, Cancer Res 58: 4146-54)、以下のプライマー:
(Bam-HIを下線表示)および
(Nhe-Iを下線表示)を用いて増幅し、その後CAR骨格ベクターにクローニングした。scFv PCR産物をBamHIおよびNheIエンドヌクレアーゼで消化し、ゲル精製してから、pRRL-SIN-CMV-eGFP-WPRE(Dull et al., 1998, J Virol 72(11):8463-71)に基づく、CMVプロモーターベースの第3世代自己不活性化レンチウイルス発現ベクターであるpCLPSベクターに連結した。抗CD19-BBζ CAR構築物は以前に記載されている(Milone et al., 2009, Mol Ther 17:1453-64)。高力価レンチウイルスベクターを生成し、以前に記載されているように26,000 rpmでの3時間の超遠心により10倍濃縮した(Parry et al., 2003, J Immunol 171:166-74)。
レンチウイルスパッケージングは、ATCCから購入した不死化正常胎児腎臓293T細胞株において行った。免疫ベースのアッセイに使用されるヒト細胞株には、樹立されたヒト卵巣癌細胞株、SKOV3、A1847、OVCAR3、C30、およびPEO-1が含まれる。生物発光アッセイ用に、標的癌細胞株をホタルルシフェラーゼ(fLuc)を発現するようにトランスフェクトし、生物発光イメージングによる抗生物質選択陽性発現により濃縮した。特異性対照については、マウス悪性中皮腫細胞株、AE17を、FRαを発現するようレンチウイルスで形質導入した(AE17.FRα)。ヒト赤白血病細胞株であるCD19発現K562(CD19+ K562)細胞を入手した(Milone et al., 2009, Mol Ther 17:1453-64)。293T細胞および腫瘍細胞株は、10%(v/v)加熱非働化FBS、2 mM L-グルタミン、100μg/mLペニシリン、および100 U/mLストレプトマイシンを補充したRPMI-1640(Invitrogen)中で維持した。すべての細胞株を、マイコプラズマ汚染について日常的に試験した。
University of PennsylvaniaのHuman Immunology Coreから購入した初代ヒトCD4+およびCD8+ T細胞は、健常ボランティアドナーから白血球除去後に陰性選択によって単離された。標本はすべて、大学施設内倫理委員会によって承認されたプロトコールの下で回収され、各ドナーから書面によるインフォームドコンセントが得られた。T細胞は、完全培地(10%加熱非働化FBS、100 U/mLペニシリン、100μg/mL硫酸ストレプトマイシン、10 mmol/L HEPES補充したRPMI 1640)中で培養し、以前に記載されたように(Levine et al., 1997, J Immunol 159:5921-30)、抗CD3および抗CD28モノクローナル抗体(mAb)被覆ビーズ(Invitrogen)で刺激した。活性化の12〜24時間後、T細胞におよそ5〜10の感染効率でレンチウイルスベクターを形質導入した。インビボ実験に使用されるCD4+ T細胞とCD8+ T細胞を1:1比で混合し、活性化し、形質導入した。ヒト組換えインターロイキン-2(IL-2;Novartis)を50 IU/mLの最終濃度になるよう1日おきに添加し、0.5×106〜1×106個細胞/mLの細胞密度を維持した。増殖動態学、およびMultisizer 3 Coulter Counter(Beckman Coulter)の使用による細胞サイズ測定の両方により判定して、T細胞が静止するようであった場合には、機能アッセイの前に、導入遺伝子発現細胞の頻度が等しくなるように、操作されたT細胞培養物を調整した。
以下のMAbを表現型解析に使用した: APC-Cy7マウス抗ヒトCD3;FITC抗ヒトCD4;APC抗ヒトCD8;PE抗ヒトCD45。いずれのmAbもBD Biosciences PharMingenから購入した。T細胞移入実験において、後眼窩採血により末梢血を採取し、ヒトCD45、CD4、およびCD8 T細胞の存在について染色した。ヒトCD45+集団にゲートをかけた後、製造業者の説明書に記載されているように、既知数の蛍光ビーズを含むTruCountチューブ(BD Biosciences)を用いて、CD4+およびCD8+サブセットを定量した。FRαの細胞表面発現は、Mov18/ZEL抗体(Enzo Life Sciences)により検出した。FRα特異的CAR発現は、Jackson ImmunoResearchから購入したPE結合ヤギ抗マウスIgG F(ab')2(マウス起源のscFvに特異的)により検出した。細胞内染色については、細胞を固定し、透過処理し、PE結合抗Bcl-XL抗体(Southern Biotech)で染色した。すべての解析において、アイソタイプ一致対照Abを使用した。フローサイトメトリーデータは、FlowJoソフトウェアによって解析した。
96ウェル丸底プレートにおいて3つ組で、最終容積200μlのT細胞培地中、ウェル当たり1×105個のT細胞と1×105個の標的細胞を共培養することにより、サイトカイン放出アッセイを行った。20〜24時間後、製造業者の説明書(Biolegend)に従ってELISAキットを用いて、共培養上清をIFN-γの存在についてアッセイした。値は3つ組ウェルの平均値を表す。IL-2、IL-4、IL-10、TNF-αサイトカインは、製造業者の説明書(BD Biosciences)に従って、サイトカインビーズアレイを用いてフローサイトメトリーにより測定した。
細胞ベースの生物発光アッセイのため、96ウェルマイクロプレート(BD Biosciences)を用いて、5×104個のホタルルシフェラーゼ発現(fLuc+)腫瘍細胞を、異なる比率の形質導入T細胞の存在下において完全培地で培養した。37℃で18〜20時間インキュベートした後、各ウェルに、1μl D-ルシフェリンを再懸濁した50μl DPBS(0.015 g/ml)を満たし、Xenogen IVIS Spectrumを用いて撮像した。腫瘍細胞生存率の割合を、実験試料の平均発光からバックグラウンドを差し引いたものを、アッセイに使用したインプット数の標的細胞の平均発光からバックグラウンドを差し引いたもので除し、これに100をかけたものとして算出した。データはすべて、3つ組ウェルの平均値として表す。51Cr放出アッセイは、記載されている通りに行った(Johnson et al., 2006, J Immunol 177(9):6548-59)。標的細胞を、100μCi 51Crで37℃にて1.5時間標識した。標的細胞をPBSで3回洗浄し、105個生細胞/mLでCM中に再懸濁し、96ウェルV底プレートの各ウェルに100μLを添加した。エフェクター細胞をCMで2回洗浄し、所与の比率でウェルに添加した。プレートを速やかに遠心分離して細胞を定着させ、5% CO2インキュベーター中で37℃にて4または8時間インキュベートし、その後上清を回収し、1450 Microbeta液体シンチレーションカウンター(Perkin-Elmer)を用いてカウントした。特異的溶解の割合を、(実験−自発的溶解/最大−自発的溶解)かける100として算出した。gfp標的細胞溶解アッセイのため、形質導入T細胞を5×104個のgfp発現AE17またはAE17.FRα細胞と様々なエフェクター対標的比で24時間共培養し、蛍光顕微鏡下で撮影した。標的細胞溶解は、gfp標識接着腫瘍細胞の減少を撮像することによって示された。
マウス試験は、本明細書に詳述される変更を加えて、以前に記載された通りに(Catpenito et al., 2009, Proc Natl Acad Sci USA 106:3360-5、Milone et al., 2009, Mol Ther 17:1453-64)行った。動物はすべて、Stem Cell and Xenograft Core of the Abramson Cancer Center、University of Pennsylvaniaから入手した。8〜12週齢のNOD/SCIDγ鎖-/-(NSG)マウスを、University of Pennsylvania IACUC承認プロトコールの下で、組織内で無病原体条件下で飼育し、取り扱い、維持した。卵巣癌モデルの確立のために、0日目に、6〜12週齢の雌NSGマウスの腹側部に3×106個のSKOV3 fLuc+細胞をs.c.接種した。約1ヵ月して腫瘍が触知可能となった後、ヒト初代T細胞(使用されるCD4+ T細胞とCD8+ T細胞を1:1比で混合した)を活性化し、本明細書の他所に記載されるように形質導入した。T細胞拡大の2週間後、腫瘍量が約200〜300 mm3となった時点で、マウスをT細胞で処置した。T細胞注射の経路、用量、およびタイミングは、本明細書の他所に示してある。ノギスで腫瘍の寸法を測定し、式V=1/2(長さ×幅2)、式中、長さは最大縦径であり、幅は最大横径である、を用いて腫瘍体積を算出した。腫瘍成長を評価するため、T細胞移入の前およびその後ほぼ毎週、動物を撮像した。すべてのインビボ実験について、「Living Image」ソフトウェア(Xenogen)を用いて、fLuc+細胞からの光子放出を定量した。サイズ測定および免疫組織化学的検査のため、最初のT細胞投与のおよそ40日後に、安楽死させた後直ちに腫瘍を切除した。卵巣癌の腹腔内モデルのため、8〜12週齢のNSGマウスに5×106個のSKOV3 fLuc+細胞をi.p.注射した。腹腔接種の30日後に、十分に確立されたSKOV3腫瘍を保有するマウスを群に分割し、処置した。マウスが苦痛を感じ、瀕死となった時点で、マウスを屠殺し剖検した。肺転移は、雌NSGマウスの尾静脈に2×106個のSKOV3 fLuc+細胞を注射することにより確立した。3日目に肺において腫瘍確立が証明された後、動物を3日目および8日目に、操作されたT細胞の尾静脈注射で処置した。腫瘍進行の程度をモニターするため、マウスを毎週または隔週で撮像し、マウスの体重を測定した。いずれのモデルにおいても、処置前に4〜5匹のマウスを群ごとにランダムに割り付けた。
腫瘍成長はまた、生物発光イメージング(BLI)によりモニターした。BLIはXenogen IVIS画像システムを用いて行い、動物体内のfLuc発現細胞から放出された光子を、Living Imageソフトウェア(Xenogen)を用いて定量した。簡潔に説明すると、SKOV3 fLuc+腫瘍細胞を保有するマウスに、PBS中に懸濁したD-ルシフェリン(150 mg/kg保存液、マウス体重10グラムにつき100μLのD-ルシフェリン)を腹腔内注射し、5〜10分後、イソフルラン麻酔下で撮像した。Living Imageを用いて、光強度を表す擬似カラー画像(青色、最も弱い;赤色、最も強い)を作成した。BLI知見は、剖検で確認した。
マウスをCO2吸入によって安楽死させ、腫瘍をTissue-Tek O.C.T.コンパウンド中に回収し、-80℃で凍結した。ヒトCD3染色には、標準的なストレプトアビジン西洋ワサビ免疫ペルオキシダーゼ法を使用した。一次抗体および二次抗体は、10%正常ヤギ血清を含む緩衝液中に希釈した。7μm凍結切片を、冷アセトン中で4℃にて5分間固定し、Dako(Carpentaria, CA)のペルオキシダーゼブロッキングシステムで10分間ブロッキングした。連続したインキュベーションは、以下を含んだ:10%正常ヤギ血清(室温(RT)で30分);1:100希釈の一次ウサギ抗ヒトCD3モノクローナル抗体(Thermo Scientific RM-9107)(RTで45分);1:200希釈の二次ビオチン化ヤギ抗ウサギ抗体(RTで30分);ストレプトアビジン-ビオチン化西洋ワサビペルオキシダーゼ複合体試薬(Dako)(RTで30分);および各インキュベーション後の緩衝液中での3回の5分間洗浄。次に切片をDakoからの色素原DAB plusにRTで5分間曝露し、ヘマトキシリンで対比染色し、脱水し、清澄化し、封入した。
腫瘍量(腫瘍体積、光子カウント)については、二元配置反復測定ANOVAにより統計解析を行った。形質導入T細胞の絶対数、サイトカイン分泌、および特異的細胞溶解の差を評価するには、スチューデントのt検定を使用した。ログランク検定を用いることにより、カプラン・マイヤー生存曲線を比較した。統計的計算には、GraphPad Prism 4.0(GraphPad Software)を使用した。P<0.05を有意とみなした。
マウス抗ヒトFRα特異的scFv MOv19は、FRαに対するその高い結合親和性に基づいて選択された(108〜109 M-1;参照、Miotti et al., 1987, Int J Cancer 39:297-303;Melani et al., 1998, Cancer Res 58:4146-54;Figini et al., 1998, Cancer Res 58:991-6)。FRα CAR構築物は、MOv19 scFv、これに連結されたCD8αヒンジおよび膜貫通領域、それに続く単独の(MOv19-ζ)、またはCD137細胞内シグナル伝達モチーフとタンデムに並んだ(MOv19-BBζ)CD3ζシグナル伝達部分からなった(図18A)。CD3ζシグナル伝達の寄与を評価するために、切断型CD3ζ細胞内ドメインを含むシグナル欠損FRα特異的CAR(MOv19-Δζ)を設計した。タンデムに並んだCD3ζおよびCD137シグナル伝達モチーフを含む抗CD19 CAR(抗CD19-BBζ)を、抗原特異的対照として使用した(Milone et al., 2009, Mol Ther 17:1453-64)。CAR構築物を、導入遺伝子発現がサイトメガロウイルスプロモーターから駆動されるpCLPSレンチウイルスベクターにサブクローニングした。臨床適用のために確立された遺伝子導入技術を用いて、レンチウイルスベクターを初代ヒトT細胞に効率的に形質導入して、抗FRα CARを発現させた(図18B)。すべてのアッセイにおいて、フローサイトメトリーにより評価されるT細胞形質導入効率を、すべての構築物についておよそ50%に平衡化した。
卵巣癌は高頻度でFRαを発現するため(Miotti et al., 1987, Int J Cancer 39:297-303)、様々なレベルで表面FRαを発現する一連の樹立されたヒト卵巣癌細胞株(SKOV3、A1847、およびOVCAR3)をアッセイに選択した(図18C)。2つの卵巣癌株、C30およびPEO-1は、FRαについて陰性であった。MOv19-BBζ CARまたはMOv19-ζ CARを発現する形質導入T細胞は、FRα+腫瘍株を認識し、高レベルのIFN-γを分泌したが、FRα-株で刺激した場合にはそのようなことはなかった(図18D)。FRα特異的CAR T細胞はまた、FRα+癌細胞で刺激した場合に、高レベルのIL-2およびTNF-α、ならびに低レベルではあるが検出可能なレベルのIL-4およびIL-10を分泌した(図24)。MOv19 CARは、初代ヒトCD4+ T細胞およびCD8+ T細胞の両方で機能した。いずれの場合にも、特異的刺激後に、MOv19-BBζ T細胞はMOv19-ζ T細胞よりも多くのIFN-γを分泌した。CD19-BBζ CARは、表面CD19抗原を発現するように操作されたK562細胞と同時インキュベートした場合を除き、IFN-γを産生せず、MOv19-Δζ CARを発現するヒトT細胞は、FRα+癌細胞で刺激した場合にサイトカインを分泌せず(図18D)、抗原特異性およびCD3ζシグナル伝達が、T細胞におけるCAR活性に必要であることが示された。
インビトロにおけるCAR機能活性は、インビボにおける形質導入ヒトT細胞の抗腫瘍能を適切に予測することはできない。確立された大きな癌の異種移植モデルにおいて、FRα CAR構築物の抗腫瘍有効性を評価した。免疫不全NOD/SCID/IL-2Rγcnull(NSG)マウスの腹側部に、ホタルルシフェラーゼ(fLuc)がトランスフェクトされたFRα+ SKOV3ヒト卵巣癌細胞をs.c.接種し、腫瘍接種後(p.i.)40日目および45日目に、腫瘍のサイズが250 mm3またはそれ以上となった時点で、CAR+ T細胞の腫瘍内(i.t.)注射を行った。生理食塩水、MOv19-Δζ CAR T細胞、またはgfp T細胞を受容したマウスの腫瘍は、ノギスベースのサイズ測定および生物発光イメージング(BLI)により測定して、T細胞移入時を超えて進行した(図19Aおよび図19B)。MOv19-ζ T細胞を受容したマウスでは、最後の評価時点(最初のT細胞投与の38日後)において、3つの全対照群と比較して腫瘍成長は緩やかに遅れた(P=0.027)。対照的に、MOv19-BBζ T細胞のi.t.注射を受けたマウスは、MOv19-ζ T細胞よりも有意に優れた(P<0.001)迅速な腫瘍退縮を経験し、CD137シグナルの取り込みによって、インビボでの全体的な抗腫瘍活性が増強されることが示された。i.v.、i.p.注射またはi.t.経路によって送達されるMOv19-BBζ形質導入T細胞で処置した腫瘍保有マウスは、腫瘍退縮を経験した(図19C)。MOv19-BBζ T細胞のi.v.またはi.p.注入後、抗腫瘍活性はやはり観察されたが、i.t.送達と比較して退縮はおよそ7日間遅れ、このことから、局所注射が最適であるが、全身注入されるCAR T細胞も、養子移入においてインビボで強力な抗腫瘍効果を媒介するのに二義的に使用(marginalize)できることが示された。
いかなる特定の理論によって拘束されることも望まないが、養子T細胞療法後の、移入された腫瘍反応性T細胞の持続性は、腫瘍退縮と高度に相関すると考えられる(Robbins et al., 2004, J Immunol 173:7125-30)。本明細書の他所に記載される実験において、最後のT細胞投与の3週間後に腫瘍保有マウスから末梢血を採取し、持続性ヒトCD4+およびCD8+ T細胞について定量した(図19D)。CD4+およびCD8+ T細胞カウントは、gfp、MOv19-Δζ、およびMOv19-ζ処置群と比較して、i.t.、i.p.、またはi.v.投与経路によって送達されるかにかかわらず、MOv19-BBζ CAR T細胞を受容したマウスにおいて最も多かった。顕著なことには、i.v.注射によってMOv19-BBζ CAR T細胞を受容したマウスにおけるヒトT細胞カウントは、対応するMOv19-ζ CAR群におけるヒトT細胞カウントよりも有意に多く(P<0.01)、インビボでのT細胞生存におけるCD137の役割が示された。i.v.、i.t.、またはi.p.注射によりMOv19-BBζ CAR T細胞を受容したマウス間では、i.v.注射群において細胞が少ない傾向があったにもかかわらず、T細胞持続性のレベルに有意差はなかった(P=0.2)。MOv19-ζ処置群における全T細胞カウントは、ヒトT細胞注射の非存在下において生理食塩水を受容したマウスを含む他の対照群と統計的に類似しており(図26;P>0.05)、抗原特異性単独ではインビボにおけるT細胞維持に十分ではないことが示唆された。循環MOv19-ζ CAR CD8+ T細胞は、MOv19-Δζ CAR細胞(P=0.026)またはgfp細胞(P=0.013)よりもより多くの数で持続したため、これは主に不十分なCD4+ T細胞持続性に起因した。最後のMOv19-BBζ CAR T細胞投与の4週間後、血中で持続しているヒトT細胞の絶対数は、各群の腫瘍量と逆相関した(図26;r=-0.78)。腫瘍BLIの結果は、切除された残存腫瘍のサイズと一致した(図27)。いかなる理論によって拘束されることも望まないが、MOv19-ζと比較したMOv19-BBζ CAR T細胞の持続性の増強は、一部には、抗原刺激後の抗アポトーシスBcl-XLタンパク質発現の上方制御増加に起因するようであった(図26)。よって、腫瘍退縮は、インビボにおける操作されたヒトT細胞の安定した持続性と関連し、CD137共刺激の供給によって支持された。
MOv19-BBζ CAR抗腫瘍活性が抗原特異的であるかどうかを判定するため、同様にCD137シグナル伝達ドメインを含む抗CD19特異的CAR(Milone et al., 2009, Mol Ther 17:1453-64)を用いて比較実験を行った。2回のi.t. T細胞注射を受けた、確立されたs.c. SKOV3 fLuc+腫瘍を有するNSGマウスは、迅速な腫瘍退縮を経験したのに対して、gfpまたはCD19-BBζ CARを発現するT細胞で処置したマウスでは腫瘍は徐々に成長し(図20A)、腫瘍退縮の機構としてアロ反応性が排除された。MOv19-BBζ T細胞を受容したマウスは、抗CD19 CARまたはgfp群のマウスよりも有意により多くのヒトCD4+およびCD8+ T細胞カウントを有し(図20B;P=0.009)、これにより、腫瘍抗原認識が、養子移入されたT細胞の生存をインビボにおいて駆動することが示された。興味深いことに、T細胞の持続性は、gfp T細胞よりも抗CD19-BBζ CAR T細胞を受容したマウスにおいて再現性よく高く(P=0.012)、CAR T細胞の持続が、一部には、scFvと抗原との結合を必要としないCD137駆動性の過程を介して促進され得ることが示唆された。それにもかかわらず、試験した最後の時点でさえ(73日目)、抗CD19-BBζ CAR群とgfp群との間で腫瘍対照において統計的差異はなく(P=0.065)、抗原特異性の非存在下における持続性は、腫瘍反応を媒介するには不十分であることが示される。この方向で、MOv19-BBζ T細胞を投与された腫瘍保有マウスの血中のCAR発現T細胞の頻度は、CD19-BBζ CAR T細胞を受容したマウスにおいて観察される頻度よりも、統計的に有意ではないものの高かった(図20C;P=0.08)。しかしながら、T細胞カウントの増加と相まって、注入1ヵ月後に持続している循環CAR+ T細胞の総数は、MOv19-BBζ T細胞を受容したマウスにおいて有意により多かった(76±13個細胞/μL;P=0.013);CD19-BBζ CARおよびgfp群のマウスは、それぞれ12±4個細胞/μLおよび0±0個細胞/μLというカウントの、わずかな〜検出不可能なCAR+ T細胞の持続性を有した(図20D)。処置動物の血中のMOv19-BBζ T細胞の持続性が増加したことと一致して、免疫組織化学的解析から、i.v. T細胞投与の6週間後の、退行性SKOV3病変におけるヒトCD3+ T細胞の強い蓄積が明らかになった(図21)。抗CD19-BBζ CARまたはgfp形質導入T細胞を受容したマウスから同じ時点で切除された腫瘍では、CD3+ T細胞はほとんど検出されなかった。
進行卵巣癌は、時には胸膜区画に転移拡散する、通常は腹膜腔に限局する疾患である。より生理学的に関連した区画に局在化する腫瘍に対するFRα特異的T細胞の機能活性を評価するため、進行性のi.p.転移性癌の異種モデルを確立した。SKOV3 fLuc+細胞をi.p.接種されたNSGマウスは、p.i. 30日目に容易に明白である腹膜癌腫症を効率的に発症し、この時点でMOv19-BBζまたは対照抗CD19-BBζ CAR T細胞療法を施行した(図22A)。T細胞移入の3週間以内に、対照抗CD19-BBζ CAR T細胞を受容したすべてのマウスが、腹部の膨張、およそ5〜8 mL量の著しい血性腹水、および複数の結節性腹膜腫瘍を生じ、腫瘍に関連した腹部膨張のために安楽死させなければならなかった(図22Bおよび図22C)。これと比較して、MOv19-BBζ CAR T細胞で処置したマウスは、腹部の膨張も腹水も生じず、腫瘍関連生存の著明な増強を示し(P=0.0002)、MOv19-BBζ CAR群では腫瘍関連死亡の事例はなかった(図22C)。MOv19-BBζで処置したマウスを安楽死させた時点で、腫瘍量は最小〜なしであったが、活性化ヒトリンパ球の異種移入後にNSGマウスで発生するGVHD(King et al., 2009, Clin Exp Immunol 157:104-18)と適合する苦痛の徴候のために、マウスは安楽死を必要とした。それでもなお、MOv19-BBζ CARで処置したマウスでは、i.v.注射による最後のT細胞注入後52日およびi.p.経路では68日という生存期間中央値が観察され、これに対して抗CD19-BBζ CAR T細胞群ではそれぞれ9日および12日であった(MOv19-BBζ i.p.対抗CD19-BBζ i.p.、P=0.0023;MOv19-BBζ i.v.対抗CD19-BBζ i.v.、P=0.0025;図22D)。i.p.またはi.v.経路によるMOv19-BBζ CAR細胞での処置の2ヵ月後、腫瘍接種されたマウスのそれぞれ60%(5匹のうち3匹)および40%(5匹のうち2匹)が生存し続けた。
CARは、非MHC拘束性様式で細胞表面決定基と結合する抗原特異的抗体の高い親和性および特異性と、Tリンパ球の強力なエフェクター機能を兼ね備える(Gross et al., 1989, Proc Natl Acad Sci USA 86:10024-8)。腫瘍関連抗原を認識するCARを用いた初代ヒトリンパ球の遺伝的再標的化は、治療のための腫瘍反応性T細胞の作製を目指した頑強でかつ迅速な手段を提供する。今日まで、CARベースの治療法は、インビトロでは強力なエフェクター活性が再現性よく実証されるにもかかわらず、有望であるが多くの場合に限界のある臨床活性を示してきた(Park et al., 2007, Mol Ther 15:825-33;Pule et al., 2005, Mol Ther 12:933-41;Kochenderfer et al., 2010, Blood 116:4099-102;Till et al., 2008, Blood 112:2261-71;Kershaw et al., 2006, Clin Cancer Res 12: 6106-15)。有効な養子T細胞療法は、抗腫瘍活性のみならず、注入された腫瘍反応性T細胞のインビボでの拡大および持続を必要とする(Robbins et al., 2004, J Immunol 173:7125-30)。本明細書に記載される実験は、Mov19-scFvベースのCARにCD137(4-1BB)共刺激シグナル伝達ドメインを導入することにより、インビボにおける限定されたCAR T細胞持続性および腫瘍活性の主要な問題(Kershaw et al., 2006, Clin Cancer Res 12: 6106-15)に対処した。
癌治療のためのCAR T細胞を開発する上での主要な課題は、注入後の細胞の持続性を増強して、腫瘍部位へのCAR T細胞の輸送を最適化するベクター設計を同定することである。本研究設計は、ベクター設計の変化が、卵巣癌の以前の研究(Hwu et al., 2006, Clinical Cancer Research, 12(20): 6106-6115)と比較して、CAR T細胞の生存を改善するという仮説を試験する。抗α-FRキメラ抗原受容体(CAR) T細胞を受容する、卵巣癌を有する対象における、抗α-FR CARを形質導入された(CAR) T細胞の投与の安全性、認容性、および実行可能性を判定するための第I相研究を、本明細書に記載する。プロトコール模式図を図28に示す。参加の時点で対象をスクリーニングし、対象の適格性を判定する。スクリーニングの4〜6週間以内に、すべての適格性基準を満たす対象に対してアフェレーシスを行い、CAR T細胞を製造するための末梢血単核細胞(PBMC)を得る。PBMCからT細胞を精製し、抗αFR scFvを形質導入し、インビトロで拡大し、次にその後の投与のために凍結する。
研究薬物は、α-FRに対する特異性を有する細胞外一本鎖抗体(scFv)と、細胞内TCRz鎖および4---1BBシグナル伝達ドメインからなるキメラ抗原受容体(CAR)を発現するように操作された自己T細胞である。CAR構築物が開発され、MOv19---BBζ CARを保有する臨床等級のpELNSレンチウイルスベクターが既に製造されている。CAR T細胞を注入用凍結媒質中で凍結保存し、バッグ1つまたは2つのいずれかで投与する。各バッグは、バッグ当たり、適正な数の自己T細胞と共に、以下の注入等級の試薬(% v/v):31.25 plasmalyte-A、31.25デキストロース(5%)、0.45 NaCl、7.50までのDMSO、1.00デキストラン40、5.00ヒト血清アルブミンを含む凍結媒質の一定分量(容積は用量に依存する)を含む。
3×107個のCAR T細胞/m2(2.5×107個の最小許容用量および3.5×107個の最大許容用量)
1×108個のCAR T細胞/m2(8×107個の最小許容用量および1.2×108個の最大許容用量)
3×108個のCAR T細胞/m2(2.6×108個の最小許容用量および3.4×108個の最大許容用量)
CAR T細胞は生産施設で調製され、注入細胞の出荷基準(例えば、細胞純度、無菌性、ベクターの平均コピー数/細胞等)が満たされるまで、生産施設から出荷されない。出荷され次第、細胞は診療所に搬送される。CAR形質導入T細胞を含むバッグ(50〜100 ml容量)は、University of Pennsylvaniaでモニター付きの-150℃冷凍庫中に血液バンク条件下で貯蔵する。注入バッグは、必要時まで冷凍庫中で貯蔵する。
形質導入T細胞は、生産施設から診療所の幹細胞ユニットへドライアイス上で輸送され、そこで生成物の封が切られる。形質導入T細胞は、研究看護師/コーディネーターによって、診療所の患者のベッドサイドまで輸送される。注入は、診療所の個室で行う。細胞は、36℃〜38℃に維持した水浴を用いて、バッグ1つずつとしてベッドサイドで融解する。細胞がちょうど融解するまで、バッグをやさしく揉む。凍結した凝集塊が容器中に残っていないことを確認する。CAR T細胞生成物が、損傷したもしくは漏出しているバッグを有すると思われるか、または別の方法で損なわれていると思われる場合には、これは注入せずに、生産施設に戻す。
CAR T細胞は、1) 生成物の誤ったラベル付け;2) 患者の状態により注入/注射が禁止される、および3) 対象が注入/注射を拒絶するを含むがこれらに限定されない種々の理由で、生産施設に戻す必要がある場合がある;いかなる未使用の生成物も、処分のために生産施設に戻す。
T細胞注入後の副作用には、一過性の発熱、悪寒、倦怠感、および/または嘔気が含まれる。CAR T細胞の注入前に、対象に、経口によりアセトアミノフェン650 mgおよび経口またはIVにより塩酸ジフェンヒドラミン25〜50 mgを前投薬することが推奨される。これらの投薬は、必要に応じて6時間ごとに繰り返すことができる。アセトアミノフェンによって軽減されない患者の発熱が続く場合には、一連の非ステロイド性抗炎症薬を処方してもよい。ヒドロコルチゾン、プレドニゾン、プレドニゾロン(Solu-Medrol)、またはデキサメタゾン(Decadron)などの全身性糖質コルチコイドはT細胞に有害作用を及ぼす可能性があるため、生命を脅かす緊急事態の場合を除き、いかなる時にも、患者にこれを投与しないことが推奨される。急性注入反応にコルチコステロイドが必要とされる場合には、ヒドロコルチゾン100 mgの初回用量が推奨される。
融解後およそ10〜40分以内に、細胞を注入する。形質導入T細胞は、三方活栓を備えた18ゲージのラテックスフリーY型輸血セットを通して、1分当たりおよそ10 mL〜20 mlの流速で急速静脈内注入により3日間連続して投与する。投薬は重力注入によって行う。重力による注入速度が遅すぎる場合には、活栓を通して50 mLシリンジ中に形質導入T細胞薬物生成物を引き出し、必要な速度で手動で注入する。注入期間はおよそ15分である。CAR T細胞の1つまたは2つのバッグを氷上でベッドサイドに運び、細胞を冷却しながら対象に投与する。各注入バッグには、以下:「自己使用に限る」を含むラベルが添付されている。加えて、ラベルは、対象の頭文字、生年月日、および研究番号などの、少なくとも2つの特有の識別子を有する。注入前に、2名の個体が、対象の存在下でこの情報すべてを独立して検証し、そこでその情報が参加者と正確に一致することを確認する。
試験の開始前に、患者はインフォームドコンセントに署名する。スクリーニング手順はアフェレーシスの4〜6週間以内に行い、これには以下のものが含まれる:
・組み入れ/除外基準の審査
・ECOG一般状態<2の確認
・腫瘍量の評価:胸部、腹部、および骨盤のCTスキャンを含め、診療の基準通りに実施。来診前の4週間以内に行われている場合には、繰り返す必要はない。
・身体検査(バイタルサイン、身長および体重、病歴および薬歴を含む)
・併用薬の審査
・血液学的検査:全血球計算(CBC)、分画、血小板、プロトロンビン時間(PT)、および部分トロンボプラスチン時間(PTT)
・血清生化学検査:BUN、クレアチニン、電解質、およびグルコース;カルシウム、マグネシウム、リン酸、SGOT、SGPT、アルカリホスファターゼ、LDH、総ビリルビン、尿酸、総タンパク質量、およびアルブミン
・ウイルス学的検査(スクリーニング);HIV-1、2、HTLV-1/2、B型肝炎(HbsAg、α-HBc)、C型肝炎(αHCV)
・血清CA-125
・尿検査
・EKG(生後6週まで、施設の外部で実施可能)
・VSV-G抗体応答およびヒト抗マウス抗体(HAMA)
・CT/MRI(生後6週まで、施設の外部で実施可能)
・研究用採血
アフェレーシスセンターにおいて、約10〜15リットルのアフェレーシス手順を実施する。この手順中に、CAR T細胞用のPBMCを得る。1回の白血球除去から、CAR T細胞を製造するための少なくとも50×109個の白血球細胞を回収することが目的である。FDA遡及要件および研究のためのベースライン血液白血球も同様に得て、凍結保存する。いかなる特定の理論にもとらわれないが、細胞生成物は、およそ4週間後に出荷の準備ができると予測される。T細胞の目標数に達しない場合には、研究過程中に反復アフェレーシスが勧められ得る。
対象は、-5日目〜-3日目に、静脈内シクロホスファミド(300 mg/m2/dを3日間)および静脈内フルダラビン(30 mg/m2/dを3日間)による外来患者前処置リンパ枯渇化学療法を1過程受ける。これは、十分に許容される外来患者投与計画である。処置する医師の判断で、シクロホスファミド250 mg/m2/dおよびフルダラビン25 mg/m2/dまでの用量低下が可能である。
対象は個室で注入を受ける。本明細書の他所に記載されるように、細胞を患者のベッドサイドで融解する。各注入の期間がおよそ10〜15分となるように、融解された細胞を、許容される速さの注入速度で投与する。混合を促進するために、Yアダプターを用いて細胞を同時に投与する。注入前および注入20分後に、ベースラインCAR T細胞レベルを測定するための血液試料を採取する。本明細書の他所に記載されるように、対象に注入および前投薬する。バイタルサイン(体温、呼吸速度、脈拍、および血圧)が良好でかつ安定するまでの少なくとも2時間の間15分ごとに、これらのバイタルサインをモニターして、注入後少なくとも2時間の間、対象を観察する。T細胞注入の前および15分後、ならびにその後観察期間が完了するまで15分ごとに、肺評価の手段として、血中酸素のパルス酸素測定を使用する。
T細胞注入前の0、1、および2日目に、対象に対して以下のことを行う:
・ECOG一般状態
・身体検査(バイタルサイン、体重、ConMedおよび有害事象評価を含む)。
・血液学的検査:CBC、分画および血小板、プロトロンビン時間(PT)、ならびに部分トロンボプラスチン時間(PTT)。
・血清生化学検査:BUN、クレアチニン、電解質、グルコース、カルシウム、SGOT、SGPT、アルカリホスファターゼ、総ビリルビン、総タンパク質量、アルブミン。
・尿検査:尿タンパク:クレアチニン(UPC)比を測定するための、ランダム尿タンパク、ランダム尿クレアチニン。UTIの非存在下で+1を超えるタンパク尿を有する対象において、24時間尿タンパクを測定する。
・血清CA-125
・血清HAMAおよびVSV-Gレベル
・研究用採血
・ECOG一般状態
・身体検査(バイタルサイン、体重、ConMedおよび有害事象評価を含む)。
・血液学的検査:CBC、分画および血小板、プロトロンビン時間(PT)、ならびに部分トロンボプラスチン時間(PTT)。
・血清生化学検査:BUN、クレアチニン、電解質、グルコース、カルシウム、SGOT、SGPT、アルカリホスファターゼ、総ビリルビン、総タンパク質量、アルブミン。
・尿検査:尿タンパク:クレアチニン(UPC)比を測定するための、ランダム尿タンパク、ランダム尿クレアチニン。UTIの非存在下で+1を超えるタンパク尿を有する対象において、24時間尿タンパクを測定する。
・EKG
・血清HAMAおよびVSV-Gレベル
・研究用採血
対象は、第1治療サイクル中の以下の時点:-5日目(リンパ枯渇前)、0日目(T細胞注入前)、各T細胞注入の15分後および2時間後、次に7日目まで毎日、次に再度9、11、14、18、25日目に、次にEOSまで2週間ごとに1回において、CAR T細胞の存在および安全性を評価するため、ならびに免疫学的データの収集のために、約100 mlの瀉血(赤キャップ2本および緑キャップ3本)を受けるよう求められる。
以下のように、約58日目に特定のモニタリング試験および手順を完了する:
・ECOG一般状態
・身体検査(バイタルサイン、体重、ConMedおよび有害事象評価を含む)。
・血液学的検査:CBC、分画および血小板、プロトロンビン時間(PT)、ならびに部分トロンボプラスチン時間(PTT)。
・血清生化学検査:BUN、クレアチニン、電解質、グルコース、カルシウム、SGOT、SGPT、アルカリホスファターゼ、総ビリルビン、総タンパク質量、アルブミン、LDH、マグネシウム、リン酸、尿酸。
・血清CA-125
・腫瘍量の評価:胸部、腹部、および骨盤のCT/MRIスキャン
・EKG
・対象は、免疫モニタリングのために約200 mlの瀉血を受ける(緑キャップ5本および赤キャップ2本)。C
・CT/MRI
本研究の一次エンドポイントには、以下のものが含まれる:
・安全性:研究処置の第1日目からEOSまでのいずれかの時点における、研究処置に「もしかしたら」、「おそらく」、または「明確に」関連する研究関連有害事象(前述のいくらかの例外はあるが、≧グレード3の徴候/症状、実験毒性、および臨床事象と定義される)の発生をモニターする。
・実行可能性:実行可能性は、ベクター形質導入効率に関する出荷基準を満たしていない、製造された生成物の数と定義される。T細胞の純度、生存率、および無菌性を判定する(「製造不良」と定義される)。
本研究の主要な二次エンドポイントには、以下のものが含まれる:
・CAR T細胞の持続性および生着:投薬後、CAR T細胞の生着を、PBMC中のベクターコピー数に関するDNA PCRによって評価する。血中の抗α-葉酸受容体CAR T細胞の数を、各T細胞注入の約15分後、2時間後、次に7日目まで毎日、次に再度9、11、14、18、25日目に、次に研究終了時まで2週間ごとに1回行うRT-PCRによって測定する。安全性プロファイル、ならびに循環および腫瘍生検標本におけるCAR T細胞の生着について用量レベルを比較することにより、最適生物学的用量(OBD)を規定する;OBDは、許容可能な毒性プロファイルを有して、28日目に最も高い生着を有する。
・臨床的有効性:シクロホスファミド/フルダラミンによるリンパ枯渇後にCAR T細胞で処置した患者の免疫関連応答、無進行生存、全生存、および無進行期間の分布を判定する。
・腫瘍免疫およびα-葉酸受容体発現に及ぼすCAR T細胞の効果を、研究所アッセイを用いて判定する。
・CAR+ T細胞の持続性、生着、表現型、および機能:FRα CAR+ T細胞は、PE結合ヤギ抗マウスIgG F(ab')2(Jackson ImmunoResearch)を用いたフローサイトメトリーによって、容易に同定される。末梢血中のCAR+ T細胞を長期的に定量する(投薬後約15分、24時間、48時間、72時間、7、14、21、および28日目、ならびに6、8、12、16週目、および6ヵ月ごと。加えて、CAR+ T細胞の持続性について試験するための獲得的高感度法である、PBMC中のベクターコピー数に関するDNA定量的(q)PCRによって、CAR+ T細胞を検出する。CAR+ T細胞の表現型解析には、記憶細胞マーカー(CCR7、CD62L、CD45RA、CD27、CD28、Fas等)対エフェクター細胞マーカー(CD45R0、CCR6、CD25、CD38、HLADR、GITR、PD1等)の詳細な調査が含まれる。CAR+ T細胞はまた、IL-7受容体CD127およびIL-15受容体α発現についても表現型判定する。PHA-イオノマイシンまたは同族抗原によるエクスビボ刺激後の、細胞内サイトカイン(INFγ、TNFα、IL-2、IL-17、IL-4、TGFβ、IL-10)、グランザイム、CD137、およびCD107aの調査は、移入後のインビボ極性化および機能の詳細かつ長期的な特徴づけを提供する。腫瘍生検標本中のCAR+ T細胞の存在をDNA qPCRによって定量し、ベースラインおよび研究終了時のFRαタンパク質発現と相関させる。
・CAR免疫原性:HAMAによるCAR T細胞に対する宿主免疫応答の発生およびVSV-G ELISAを評価し、CAR+ T細胞の生着と相関させる。
・腫瘍微小環境に及ぼすCAR+ T細胞の効果:免疫組織化学的検査により、詳細な白血球サブセット浸潤物解析を行い、多重qPCRおよび/またはAffymetrixアレイにより、腫瘍微小環境の包括的免疫解析を行う。
・用量最適化:安全性プロファイル、ならびに循環および腫瘍生検標本におけるCAR+ T細胞の生着について用量レベルを比較することにより、OBDを規定する;OBDは、許容可能な毒性プロファイルを有して、28日目に最も高い生着を有する。
抗腫瘍活性は、二次試験エンドポイントして報告される。本試験の目的は、CAR T細胞の臨床開発の早期に、IV投与経路を用いたこれらの細胞の持続性および生着を判定することである。応答および進行は、本研究において、新規な免疫関連応答基準を用いて評価する。
進行性疾患の免疫関連応答基準(irRC)を用いた腫瘍評価における直径の積和は、新たな測定可能病変の寄与を組み入れる。irRC基準を用いた評価ごとの腫瘍量の各純変化率は、古い病変と、出現した場合には新たな病変の両方のサイズおよび増殖動態学を説明する(Wolchok et al., 2009, Clinical Cancer Research, 15(23): 7412-7420;Hoos et al,, 2010, Journal of the National Cancer Institute, 102(18): 1388-1397;Hodi, 2010, New England Journal of Medicine, 363(13): 1290)。
・ir完全寛解(irCR):すべての指標病変の完全な消失。
・ir部分寛解(irPR):すべての指標病変およびすべての新たな測定可能病変の2つの最大垂直直径の積和の、ベースラインに対する50%またはそれ以上の減少(すなわち、腫瘍量の変化率)。注記:新たな測定可能病変の出現は、全腫瘍量に組み入れるが、SPDが最下点時のSPDと比較して≧25%増加するまで、自動的に進行性疾患と見なされない。
・ir安定疾患(irSD):進行性疾患の非存在下で、irCRおよびirPRの基準を満たさない。
・ir進行性疾患(irPD):最下点時のSPDと比較した場合の、腫瘍量の変化率の少なくとも25%の増加(すなわち、すべての指標病変およびあらゆる新規病変の積和をとる)。
・ir完全寛解(irCR):すべての非指標病変の完全な消失。
・ir部分寛解(irPR)またはir安定疾患(irSD):非指標病変はPRの定義において考慮されず、これらの用語は当てはまらない。
・ir進行性疾患(irPD):腫瘍量の変化率が25%増加しない限り/増加するまで、非指標病変の数またはサイズの増加は進行性疾患を構成しない(すなわち、指標病変の最下点時のSPDは必要量だけ増加する)。
新規病変は、それ自体およびそれだけでは進行性疾患と見なされない。しかしながら、全腫瘍量へのそれらの寄与はSPDに含まれ、これは次に腫瘍応答のirRC基準に送り込まれる。よって、新たな非測定可能病変によって、いかなる対象も本研究から打ち切られることはない。
irRCを用いた全体応答は、これらの基準に基づく:
・免疫関連完全寛解(irCR):完全寛解の文書化の日から少なくとも4週間にわたる、すべての腫瘍病変(新たな測定可能/非測定可能病変を伴わない、指標および非指標)の完全な消失。
・免疫関連部分寛解(irPR):すべての指標病変の2つの最大垂直直径の積和を測定し、SPDベースラインとして記録する。その後の各腫瘍評価時点で、すべての指標病変および新たな測定可能病変の2つの最大垂直直径の積和を合計して、免疫応答直径積和(irSPD)を提供する。以前のSPDベースラインと比較した、irSPDのベースラインに対する50%またはそれ以上の減少を、免疫部分寛解(irPR)と見なす。
・免疫関連安定疾患(irSD):irSDは、進行性疾患の非存在下で、免疫完全寛解および免疫部分寛解の基準を満たすことができないことと定義される。
・免疫関連進行性疾患(irPD):難しい症例では、連続した画像診断によってPDを確認することが推奨される。以下のうちのいずれかが進行性疾患を構成する:
○指標病変について算出されたベースラインSPDを上回る、すべての指標病変の積和の少なくとも25%の増加。
○指標病変について算出されたベースラインSPDを上回る、すべての指標病変および新たな測定可能病変の積和(irSPD)の少なくとも25%の増加。
研究が終了した時点で、患者は、ASGTおよびFDAによって示される長期経過観察(LTFU)の最近の指針に従って、最長15年間まで長期経過観察を受ける。LTFUは、注入後の最初の5年間は6ヵ月に1回の来診、およびその後は、血中にベクター改変細胞がもはや検出されない場合には、1年に1回の来診を必要とする。来診は、採血および身体検査を含む。
研究薬剤を受容した対象の、細胞療法臨床試験後の経過観察データ収集は、FDA指針に従って最長15年までである。患者が、scFvキメラ受容体を形質導入された、検出可能な細胞を有する限り、毒性、免疫応答、および任意の長期有害事象について、患者を追跡する。細胞療法に応答した多くの患者はまた、DFSの延長を有し得るが、遅発性再発のリスクもある。目的は、CAR T細胞で処置されたすべての患者を、少なくとも、疾患のために代替治療が必要となる、および/または患者に注入細胞による毒性のリスクがもはやなくなる(すなわち、生着の喪失)まで、無期限に追跡することである。よって、1) 患者にリスクのある限り(検出可能な形質導入T細胞の喪失が証明されるまで)、生着に関して;2) 疾患進行が起こるまで、DFSに関して;3) 死亡時まで、生存に関して、または4) 患者が臨床データ収集に関する同意を取り下げるまで、データ収集を継続する。
ヒト化C4 scFVを含む完全ヒト抗FR CARを構築した。ヒト化抗FR CARを発現するように初代ヒトT細胞を形質導入したところ、ヒト化抗FR CARは形質導入T細胞の表面上に効率的に発現された(図29)。形質導入および非形質導入T細胞を、卵巣癌細胞または乳癌細胞と一晩共培養した。形質導入T細胞は、FR発現細胞株と共培養した場合にIFN-γを分泌したが、非形質導入T細胞は分泌しなかったため、ヒト化抗FR CAR形質導入T細胞はインビトロでFR発現細胞株を認識した。FRをほとんど発現しない細胞株(A2780およびC30)は、形質導入T細胞によって認識されなかった(図29)。
Claims (41)
- α-葉酸受容体(FRα)結合ドメインの核酸配列および4-1BB(CD137)共刺激ドメインの核酸配列を含む、キメラ抗原受容体(CAR)をコードする単離された核酸配列。
- CD3ζシグナル伝達ドメインの核酸配列をさらに含む、請求項1記載の単離された核酸配列。
- CARがSEQ ID NO: 13またはSEQ ID NO: 22のアミノ酸配列を含む、請求項1記載の単離された核酸配列。
- SEQ ID NO: 1またはSEQ ID NO: 20の核酸配列を含む、請求項1記載の単離された核酸配列。
- FRα結合ドメインが抗体またはそのFRα結合断片である、請求項1記載の単離された核酸配列。
- FRα結合断片がFabまたはscFvである、請求項5記載の単離された核酸配列。
- FRα結合ドメインが腫瘍抗原に結合し、腫瘍抗原がFRαである、請求項1記載の単離された核酸配列。
- 腫瘍抗原が上皮性悪性腫瘍と関連している、請求項7記載の単離された核酸配列。
- 腫瘍抗原が固形腫瘍と関連している、請求項7記載の単離された核酸配列。
- FRα結合ドメインがSEQ ID NO: 15またはSEQ ID NO: 23のアミノ酸配列を含む、請求項1記載の単離された核酸配列。
- FRα結合ドメインがSEQ ID NO: 3またはSEQ ID NO: 21の核酸配列によってコードされる、請求項1記載の単離された核酸配列。
- 4-1BB共刺激ドメインがSEQ ID NO: 18のアミノ酸配列を含む、請求項1記載の単離された核酸配列。
- 4-1BB共刺激ドメインがSEQ ID NO: 6の核酸配列によってコードされる、請求項1記載の単離された核酸配列。
- CD3ζシグナル伝達ドメインがSEQ ID NO: 19のアミノ酸配列を含む、請求項2記載の単離された核酸配列。
- CD3ζシグナル伝達ドメインがSEQ ID NO: 7の核酸配列によってコードされる、請求項2記載の単離された核酸配列。
- 膜貫通ドメインの核酸配列をさらに含む、請求項1記載の単離された核酸配列。
- FRα結合ドメインおよび4-1BB共刺激ドメインを含む、単離されたキメラ抗原受容体(CAR)。
- CD3ζシグナル伝達ドメインをさらに含む、請求項17記載の単離されたCAR。
- SEQ ID NO: 13またはSEQ ID NO: 22のアミノ酸配列を含む、請求項17記載の単離されたCAR。
- FRα結合ドメインが抗体またはそのFRα結合断片である、請求項17記載の単離されたCAR。
- FRα結合断片がFabまたはscFvである、請求項20記載の単離されたCAR。
- FRα結合ドメインが腫瘍抗原に結合し、腫瘍抗原がFRαである、請求項17記載の単離されたCAR。
- 腫瘍抗原が上皮性悪性腫瘍と関連している、請求項22記載の単離されたCAR。
- 腫瘍抗原が固形腫瘍と関連している、請求項22記載の単離されたCAR。
- FRα結合ドメインがSEQ ID NO: 15またはSEQ ID NO: 23のアミノ酸配列を含む、請求項17記載の単離されたCAR。
- 4-1BB共刺激ドメインがSEQ ID NO: 18のアミノ酸配列を含む、請求項17記載の単離されたCAR。
- CD3ζシグナル伝達ドメインがSEQ ID NO: 19のアミノ酸配列を含む、請求項18記載の単離されたCAR。
- 膜貫通ドメインをさらに含む、請求項17記載の単離されたCAR。
- キメラ抗原受容体(CAR)をコードする単離された核酸配列を含む遺伝子改変T細胞であって、該単離された核酸配列が、FRα結合ドメインの核酸配列および4-1BB共刺激ドメインの核酸配列を含む、遺伝子改変T細胞。
- キメラ抗原受容体(CAR)をコードする単離された核酸配列を含むベクターであって、該単離された核酸配列が、FRα結合ドメインの核酸配列および4-1BB共刺激ドメインの核酸配列を含む、ベクター。
- 以下の段階を含む、対象において抗腫瘍免疫を提供するための方法:キメラ抗原受容体(CAR)をコードする単離された核酸配列を含む遺伝子改変T細胞の有効量を対象に投与する段階であって、ここで、該単離された核酸配列が、FRα結合ドメインの核酸配列および4-1BB共刺激ドメインの核酸配列を含み、それによって対象において抗腫瘍免疫を提供する、段階。
- 単離された核酸配列がCD3ζシグナル伝達ドメインの核酸配列をさらに含む、請求項31記載の方法。
- 共刺激ドメインが存在することでT細胞生存が増強される、請求項31記載の方法。
- 共刺激ドメインが存在することで対象における抗腫瘍免疫の有効性が増加する、請求項31記載の方法。
- 対象が哺乳動物である、請求項31記載の方法。
- 対象がヒトである、請求項31記載の方法。
- 以下の段階を含む、対象において細胞集団または組織に対するT細胞媒介性免疫応答を刺激するための方法:キメラ抗原受容体(CAR)をコードする単離された核酸配列を含む遺伝子改変T細胞の有効量を対象に投与する段階であって、ここで、該単離された核酸配列が、FRα結合ドメインの核酸配列および4-1BB共刺激ドメインの核酸配列を含み、それによって対象においてT細胞媒介性免疫応答を刺激する、段階。
- 以下の段階を含む、対象において卵巣癌を治療するための方法:キメラ抗原受容体(CAR)をコードする単離された核酸配列を含む遺伝子改変T細胞の有効量を対象に投与する段階であって、ここで、該単離された核酸配列が、FRα結合ドメインの核酸配列および4-1BB共刺激ドメインの核酸配列を含み、それによって対象において卵巣癌を治療する、段階。
- 以下の段階を含む、対象において癌を治療するための方法:キメラ抗原受容体(CAR)をコードする単離された核酸配列を含む遺伝子改変T細胞の有効量を対象に投与する段階であって、ここで、該単離された核酸配列が、FRα結合ドメインの核酸配列および4-1BB共刺激ドメインの核酸配列を含み、それによって対象において癌を治療する、段階。
- 以下の段階を含む、卵巣癌と診断された対象において遺伝子操作T細胞の持続的集団を生成する方法:キメラ抗原受容体(CAR)をコードする単離された核酸配列を含む遺伝子改変T細胞の有効量を対象に投与する段階であって、ここで、該単離された核酸配列が、FRα結合ドメインの核酸配列および4-1BB共刺激ドメインの核酸配列を含み、遺伝子操作T細胞の持続的集団が、対象において投与後少なくとも1ヵ月間持続する、段階。
- 遺伝子操作T細胞の持続的集団が、ヒトにおいて投与後少なくとも3ヵ月間持続する、請求項40記載の方法。
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