-
Die
Erfindung betrifft ein Verfahren zur Isolierung eines intestinalen
Proteins, das an der Resorption von Cholesterin im Darm beteiligt
ist, und die Fähigkeit
zum Binden von Hemmstoffen der Cholesterinabsorption.
-
Beim
Menschen liegen durchschnittlich etwa 50% des Cholesterins im Darmlumen
vor. Das intraluminale Cholesterin stammt vorwiegend aus der Nahrung
sowie der Gallenflüssigkeit.
Aus der Gallenflüssigkeit wird
pro Tag ca. 2 g Cholesterin abgesondert. Die intestinale Cholesterinabsorption
hängt stark
vom Vorliegen von Gallensalzen ab. So bewirkt eine Verabreichung
von Inhibitoren der Gallensalzwiederaufnahme bzw. von Gallensalz-Sequestriermitteln
eine Inhibierung der intestinalen Cholesterinabsorption.
-
Bei
der Behandlung von Lipidstörungen,
Artherosklerose und Herzkreislauferkrankungen ist die Inhibierung
der intestinalen Cholesterinabsorption ein wichtiges Ziel. Nach
der vorherrschenden Meinung in der Fachwelt erfolgt die intestinale
Cholesterinabsorption durch physikochemische Diffusion
-
Bekannt
sind eine Reihe von Beobachtungen im Zusammenhang mit dem Cholesterintransport,
die für die
Beteiligung eines Proteins sprechen. Die intestinale Cholesterinabsorption
unterliegt einer großen
individuellen Variabilität.
Biochemische Daten aus In-vitro-Versuchen
sprechen für
eine Beteiligung von Protein beim Cholesterinaustausch zwischen
kleinen unilamellaren Vesikeln und den Bürstensaumvesikeln des Darms.
Bei der intestinalen Absorption von Pflanzensterinen wie dem β-Sitosterin
und Campesterin, die sich lediglich hinsichtlich einer Methylgruppe
(β-Sitosterin) bzw.
einer Ethylgruppe (Campesterin) unterscheiden, konnten große Unterschiede
beobachtet werden. Unter anderem beim Menschen zeigte β-Sitosterin
eine Inhibierung der Cholesterinabsorption. Es gibt zwei hochwirksame
Verbindungsklassen, welche die intestinale Cholesterinabsorption
inhibieren, wenn eine luminale Verabreichung erfolgt. Die Verbindungen
sind zum einen von Saponin abgeleitete Verbindungen wie Tiquesid
und Pamaquesid, zum anderen bestimmte Derivate von 2-Azetidinonen.
Derivate von 2-Azetidinonen als Inhibitoren der Cholesterinabsorption
sind beschrieben in Clader et al., J. Med. Chem. 39, 3684–3693, 1996.
Absorption im Sinne dieser Erfindung soll Anlagerung eines Stoffes
an ein Protein und Transport dieses Stoffes mit Hilfe dieses Proteins
bedeuten.
-
Die
intestinale Absorption von Cholesterin trägt beträchtlich zur Serumcholesterinhomeostase
bei. Inhibitoren der intestinalen Cholesterinabsorption wie Ezetimib
oder Pamaquesid haben ihre Wirksamkeit als neue cholesterinsenkende
Mittel in klinischen Versuchen unter Beweis gestellt. Trotz enormer
wissenschaftlicher Anstrengungen sind ihre molekulare Wirkungsweise
sowie die Mechanismen der intestinalen Cholesterinabsorption immer
noch unbekannt, und sie werden kontrovers diskutiert. Im allgemeinen
geht man davon aus, daß Cholesterin
passiv durch Plasmamembranen und die Membranen der intestinalen
Bürstensaumzellen
diffundiert, es gibt jedoch zunehmend Hinweise auf ein proteinvermitteltes
Verfahren der intestinalen Cholesterinabsorption: die Cholesterinabsorption
zeigt starke Unterschiede zwischen Spezies, und strukturverwandte
Pflanzensterine wie β-Sitosterin
oder Campesterin mit vergleichbaren physikochemischen Eigenschaften
werden im Gegensatz zu Cholesterin nur schlecht absorbiert, wodurch
ein einfaches Diffusionsverfahren unwahrscheinlich wird. Das Vorhandensein
spezifischer Transportinhibitoren für Cholesterin, die 2-Azetidinone und
Steringlykoside mit sehr deutlichen Struktur-Aktivitäts-Beziehungen
deutet stark auf ein proteinvermitteltes Verfahren der intestinalen
Cholesterinabsorption hin.
-
Cholesterin
ist eine vielseitige Verbindung, die (in kleinen Mengen) lebenswichtig
für das
Funktionieren des menschlichen Körpers
ist. Es wird ausschließlich
von Tieren produziert; kein Pflanzenprodukt enthält Cholesterin, wenn nicht
während
der Verarbeitung ein tierisches Produkt wie Schmalz zugesetzt wurde.
Beim Menschen hat Cholesterin drei Hauptfunktionen. Es wird von
bestimmten Drüsen
zur Herstellung von steroid- oder cortisonähnlichen Hormonen einschließlich Sexualhormonen
verwendet. Es unterstützt
die Leber bei der Produktion von Gallensäuren, die wesentlich sind für die Verdauung
von Fetten. Last but not least ist es eine Hauptkomponente von Zellmembranen
und -strukturen, eine Art Baustein für Körpergewebe. Ohne Cholesterin
würde es
keine Säugetiere
geben.
-
Zu
Problemen mit Cholesterin kommt es, wenn der Körper über zu viel davon verfügt oder
es an den falschen Stellen ablagert. Herzkreislauferkrankungen treten
auf, wenn Cholesterin an der Innenseite der Wände der Koronararterien des
Herzens, den Hauptadern für
die Versorgung des Herzmuskelgewebes mit Sauerstoff, abgelagert
wird. Dort trägt
es zur Bildung fettiger, verhärteter
Blockierungen bei, die als Plaque bezeichnet werden. Diese Plaque-Bildung
wird verschiedentlich als Arteriosklerose, Verhärtung der Arterien und Arteriosklerose
bezeichnet. Cholesterin kann auch an anderen Stellen des Körpers in
den Arterien abgelagert werden, wo es zum Auftreten von Schlaganfällen (aufgrund
blockierter Arterien im Hirn) und peripherer Verschlußkrankheit
(aufgrund einer Arterienblockade in den Beinen) beitragen kann.
-
Für den Transport
durch den Körper
muß das
Cholesterin in speziellen, als Lipoproteine bezeichneten Molekülen verpackt
sein. Die Lipide, beziehungsweise die fettigen Cholesterinkomponenten,
sind in einem wasserlöslichen
Proteinmantel verpackt. Verschiedene Arten von Lipoproteinen mit
verschiedenen Lipoproteinen aus einer dynamischen Ökonomie
im Körper
transportieren Cholesterin zu einigen Geweben und entfernen es von
anderen. Die wichtigste cholesterintragende Verbindung im Körper ist
Lipoprotein niedriger Dichte („Low-Density Lipoprotein"), bzw. LDL-Cholesterin.
LDL wird häufig
als das „schlechte
Cholesterin" bezeichnet,
da es eine Schlüsselrolle
bei der Ablagerung von Cholesterin in den Arterien zu spielen scheint.
Es wird als „Low-Density" bezeichnet, da es
sehr wenig Protein, den dichtesten Bestandteil des Moleküls, aufweist
und hauptsächlich
aus Fetten besteht. Hohe Spiegel an LDL werden mit einem erhöhten Risiko
an koronarer Herzkrankheit in Verbindung gebracht. Lipoprotein hoher
Dichte („High-Density
Lipoprotein"), bzw.
HDL, wird häufig als „gutes
Cholesterin" bezeichnet,
da es dazu beizutragen scheint, Cholesterin von den Arterienwänden zu entfernen
und es für
die Ausscheidung zur Leber zu transportieren. Im Gegensatz zu LDL-Cholesterin
sind niedrige Spiegel an HDL mit einem erhöhten Risiko an koronarer Herzkrankheit
assoziiert, während
höhere Spiegel
an HDL gegen die Krankheit zu schützen scheinen.
-
Andere
Subtypen von Cholesterinpartikeln schließen Chylomikronen ein, die
bei der Verdauung von Fett von den Darmzellen produziert werden,
sowie Lipoprotein sehr niedriger Dichte („Very-Low-Density Lipoprotein") (VLDL), das von
der Leber als wichtige Vorstufe für die LDL-Cholesterin-Produktion
hergestellt wird. VLDL ist das wichtigste Lipoprotein für den Transport
von in der Leber produzierten Triglyceriden.
-
Für die Bestimmung
des Risikos einer Herzkrankheit sind LDL und HDL der Schlüssel.
-
Angesichts
all der Belege dafür,
daß eine
fettreiche, cholesterinreiche Ernährung zu erhöhten Spiegeln an
Cholesterin im Blut beiträgt,
und daß ein
hoher Cholesterinspiegel im Blut ein definitiver Risikofaktor für Herzkrankheit
ist, könnte
es natürlich
erscheinen, anzunehmen, daß dieses
Risiko durch eine Absenkung des Cholesterinspiegels im Blut über die
Ernährung
oder auf eine andere Weise vermindert wird.
-
Kramer
et al. haben nun Bindungsproteine für die Cholesterinabsorption
zum Identifizieren von Inhibitoren des intestinalen Cholesterintransporters
offenbart (
WO 02/18432 ;
Kramer et al. (2000) FERS LETTERS, 487, 293–297, Nr. 2).
-
Die
vorliegende Beschreibung offenbart ein Verfahren zum Isolieren eines
Proteins, das an der intestinalen Cholesterinabsorption beteiligt
ist und bei dem es sich um das molekulare Proteintarget für Cholesterinabsorptionsinhibitoren
handelt. Es ist anzunehmen, daß ein
solches Verfahren einen großen
Nutzen bei therapeutischen Anstrengungen zur Kontrolle erhöhter Cholesterinspiegel
hat.
-
Dieses
Verfahren betrifft ein Verfahren zur Isolierung eines Proteins,
bei dem
- a] biologisches Material bereitzustellen
ist,
- b] das biologische Material aus a] mit einer photoreaktiven
2-Azetidinonverbindung, die radioaktiv markiert ist und die dazu
in der Lage ist, sich spezifisch an das Protein zu binden, inkubiert
wird,
- c] das biologische Material solubilisiert wird und die Zelltrümmer entfernt
werden,
- d] der Überstand
in ein Gerät
gegeben wird, das Weizenkeimlektin-Agarose enthält,
- e] das Eluat von der Weizenkeimlektin-Agarose aus d] auf eine
Hydroxylapatitsäule
gegeben wird, die mit einem Phosphatpuffergradienten eluiert wird,
- f] die radioaktiv markierten Fraktionen aus e] auf eine präparative
SDS-PAGE gegeben werden,
- g] die radioaktiv markierten Fraktionen gesammelt und möglicherweise
ausgefällt
werden.
-
Das
biologische Material wird vorzugsweise aus Darmgewebe oder aus Zellen
einer Kultur von Darmzellen oder idealen Bürstensaumzellen von einem Menschen,
einer Ratte, einer Maus oder einem Kaninchen entnommen.
-
Die
photoreaktiven 2-Azetidinonverbindungen weisen vorzugsweise die
folgende Struktur auf (Kramer, W. et al. (2000) FERS Letters 487,
293–297) Formel
I
wobei R ausgewählt
wird aus einer der folgenden Gruppen a) bis e)
-
Die
Synthese von Verbindungen der Formel I a, b und c wurde in
DE 10042447 A1 ,
die am 28. März 2002
veröffentlicht
wurde, offenbart. Die Synthese der Verbindungen der Formel I d und
e ist in den folgenden Beispielen beschrieben.
-
Eine
photolabile Gruppe in einem Molekül kann dazu verwendet werden,
kovalente Bindungen zu einem in unmittelbarer Nähe befindlichen Molekül, insbesondere
einem Protein, herzustellen. Zu diesem Zweck wird die Verbindung
mit der photolabilen Gruppe zuerst in unmittelbare Nähe des Moleküls gebracht,
zu dem die kovalente Verbindung hergestellt werden soll. Dies kann
beispielsweise durch einen anderen Teil der Verbindung geschehen,
der als spezifischer Inhibitor, vorzugsweise Inhibitor der Cholesterinabsorption,
eines Proteins fungiert. Nach dem In-Kontakt-Bringen der Verbindung
mit dem Molekül
wird mit UV-Licht bestrahlt. Durch die Bestrahlung mit UV-Licht
wird die photolabile Gruppe aktiviert und die Herstellung einer
kovalenten Verbindung mit dem wechselwirkenden Molekül, insbesondere
mit einem Protein, initiiert. Als photolabile Gruppe eignen sich
zum Beispiel Diazirin-, Azido- oder Carbonylfunktionen.
-
Zur
Bestrahlung kann eine herkömmliche
UV-Lampe, wie sie zum Beispiel zum Sichtbarmachen von Polynukleotiden
mit eingelagertem Ethidiumbromid oder zur Entkeimung von Laborflächen verwendet
wird, oder ein photochemischer Reaktor, der unter anderem von der
Firma „The
Southern Ultraviolet Company, Hamden, CT" erhältlich
ist, eingesetzt werden. Der Aufschluß der Zellen nach Bestrahlung
mit UV-Licht erfolgt unter Anwendung herkömmlicher Methoden. Hierzu zählen beispielsweise
wiederholtes Einfrieren und Wiederauftauen, die Behandlung der Zellen
mit Ultraschall, die Verwendung einer French-Presse oder die Zugabe eines
Detergens und von Enzymen. Die Fraktionierung der Proteine des Zellysats
kann beispielsweise durch Fällung
mit Ammoniumsulfat, durch differentielle Zentrifugation oder durch
Anwendung von chromatographischen Techniken ausgeführt werden.
Chromatographische Techniken, die sich für diesen Zweck eignen, sind beispielsweise
denaturierende oder nicht denaturierende Polyacrylamid-Gelelektrophorese
in einer oder zwei Dimensionen, die Hochdruckflüssigkeitschromatographie, die
Ionenaustauschchromatographie oder die Affinitätschromatographie. Diese Techniken
sind dem Fachmann geläufig
und werden beispielsweise ausführlich in „Current
Protocols in Protein Science";
John E. Caligan; Ben M. Dunn; Hidde L. Ploegh; David W. Speicher; Paul
T. Wingfield; Wiley and Sons; ISBNO-471-11184-8; abgehandelt.
-
Der
Nachweis eines Proteins nach der Fraktionierung erfolgt vorzugsweise
mittels der radioaktiven Markierung der Verbindung, die einen Inhibitor
der intestinalen Cholesterinabsorption und eine photolabile Gruppe
enthält.
Als radioaktives Isotop hierfür
kann beispielsweise 3H oder 14C
verwendet werden. Als Nachweismethode eignet sich zum Beispiel die
Erfassung des Proteins, welches eine Verbindung kovalent gebunden
enthält,
mittels eines zur Röntgenphotographie
verwendeten Filmmaterials, nachdem das Protein mit Hilfe einer Polyacrylamid-Gelelektrophorese
auf einem Polyacrylamidgel aufgebracht wurde. Andere geeignete Nachweismethoden
sind die Flüssigkeits-Szintillationszählung und
das Flachbett-Scanning.
-
Biologisches
Material besteht vorzugsweise aus Darmzellen. Die Darmzellen können zum
Beispiel durch Entnahme des Darms aus Tieren und anschließende Aufreinigung,
enzymatisches Aufbrechen des Bindegewebes und Suspendieren einzelner
Zellen in isotonischen Pufferlösungen
bereitgestellt werden. Darmgewebe, die sich für die Bereitstellung von Darmzellen
eignen, sind unter anderem die entsprechenden Teile von Tieren,
die nach der Schlachtung verbleiben. Darmzellen können auch
aus humanem Darmgewebe bereitgestellt werden, nachdem Teile des
Darms bei einer Operation erhalten wurden. Die Darmzellen können auch aus
Darmzellenkulturen bestehen, die für den Zweck der Erfindung durch
die Anwendung von Zellkulturtechniken bereitgestellt wurden. Bei
den Teilen von Darmzellen kann es sich um Organellen der Darmzellen
handeln. Organellen sind vorzugsweise Membranen der Darmzellen.
Membranen der Darmzellen lassen sich durch differentielle Zentrifugation
nach dem Aufbrechen dieser Zellen erhalten. Die Teile von Darmzellen
sind vorzugsweise auch Proteinfraktionen. Zur Bereitstellung von
Darmzellen oder Teilen von Darmzellen können Darmzellen, die vorzugsweise
aus Zellen aus dem Bürstensaum
des Darmgewebes von Säuger-Organismen bestehen,
verwendet werden.
-
Als
Säuger-Organismen,
aus denen diese Darmzellen gewonnen werden, können vorzugsweise Mensch, Affe,
Rind, Schwein, Ratte, Maus, Kaninchen, Hamster oder eine andere
Wirbeltierspezies ausgewählt
werden, wobei diese Aufzählung
nicht einschränkend
gilt. Diese Zellen können
durch Präparation
von Zellsuspensionen aus dem Bürstensaumgewebe
des Darms solcher Organismen bereitstellt werden. Geeignetes Material
des Darms erhält
man zum Beispiel durch operative Eingriffe. Andere Quellen können sich
aus übriggebliebenen
Teilen von Tieren nach Schlachtungen ergeben. Ebenso geeignet sind
Zellen einer Darmzellinie. Das Darmgewebe kann zur Herstellung geeigneter
Zellpräparationen
einer Enzymbehandlung zur Freisetzung von Einzelzellen unterworfen
und anschließend
differentiell zentrifugiert werden. Die auf diese Wiese erhaltenen
Zellen oder Organellen werden anschließend in geeigneten wäßrigen Medien
aufgenommen. Diese wäßrigen Medien
können
Puffersubstanzen, Salze, Proteine und darüber hinaus Hilfsstoffe enthalten.
-
Dieses
Verfahren betrifft außerdem
ein Verfahren zur Isolierung eines Bindungsproteins für Cholesterinabsorptionsinhibitoren,
die an der intestinalen Cholesterinabsorption beteiligt sind, bei
dem
- a] biologisches Material bereitzustellen
ist,
- b] das biologische Material aus a] mit einem photoreaktiven
Inhibitor der Cholesterinaufnahme, der radioaktiv markiert ist oder
mit einem Biotin-Tag versehen ist, inkubiert wird,
- c] das biologische Material aus b] solubilisiert wird und die
Zelltrümmer
entfernt werden,
- d] der Überstand
chromatographischen Prozeduren unterzogen wird oder auf Streptavidin-Agarose
gegeben wird,
- e] das Eluat auf eine SDS-PAGE aufgetragen wird,
- f] Proteine, die in einem Größenbereich
von 140 bis 150 kDa laufen, ausgeschnitten, eluiert und möglicherweise
rückgefaltet
werden.
-
Das
biologische Material wird vorzugsweise aus Darmgewebe oder aus Zellen
einer Kultur von Darmzellen oder idealen Bürstensaumzellen von einem Menschen,
einer Ratte, einer Maus oder einem Kaninchen entnommen.
-
Der
Inhibitor der Cholesterinaufnahme, der mit einem Biotin-Tag versehen
ist, hat vorzugsweise die folgende Struktur:
-
Die
Erfindung betrifft nun ein aufgereinigtes 145-kDa-Protein, erhältlich durch
ein Verfahren, bei dem
- a] Darmzellen bereitzustellen
sind,
- b] die Darmzellen aus a] mit einer photoreaktiven 2-Azetidinonverbindung,
die radioaktiv markiert ist und die dazu in der Lage ist, sich spezifisch
an das Protein zu binden, inkubiert werden,
- c] die Darmzellen solubilisiert werden und die Zelltrümmer entfernt
werden,
- d] der Überstand
in ein Gerät
gegeben wird, das Weizenkeimlektin-Agarose enthält,
- e] das Eluat von der Weizenkeimlektin-Agarose aus d] auf eine
Hydroxylapatitsäule
gegeben wird,
- f] die radioaktiv markierten Fraktionen aus e] auf eine präparative
SDS-PAGE gegeben werden,
- g] die radioaktiv markierten Fraktionen gesammelt und möglicherweise
ausgefällt
werden;
oder erhältlich
durch ein Verfahren, bei dem - a] Darmzellen
bereitzustellen sind,
- b] die Darmzellen aus a] mit einem photoreaktiven Inhibitor
der Cholesterinaufnahme, der radioaktiv markiert ist oder mit einem
Biotin-Tag versehen ist, inkubiert werden,
- c] die Darmzellen aus b] solubilisiert werden und die Zelltrümmer entfernt
werden,
- d] der Überstand
auf Streptavidin-Agarose gegeben wird,
- e] das Eluat auf eine SDS-PAGE aufgetragen wird,
- f] Proteine, die in einem Größenbereich
von 140 bis 150 kDa laufen, ausgeschnitten, eluiert und möglicherweise
rückgefaltet
werden,
und insbesondere wie in den Ansprüchen beschrieben
wird.
-
Das
Protein ist möglicherweise
glykosyliert.
-
Die
Molekulargewichte der Proteine werden mit einem bestimmten Ungenauigkeitsbereich
angegeben, was auf das angewendete SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophoreseverfahren
zurückzuführen ist,
jedoch auch bei anderen, entsprechenden Verfahren bekannt ist. Die
Schwankungen bei den Molekulargewichten liegen im Bereich von bis
zu +/– 10%.
Die angegebenen Werte stellen den Mittelwert mehrerer Experimente
dar. In dem Fall des Proteins mit dem angegebenen Molekulargewicht
von 145 kDa erfolgte die Bestimmung des Molekulargewichts in 10
unabhängig
voneinander ausgeführten
Experimenten durch SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophorese,
wodurch man einen Mittelwert von 145,3 kDa mit einer Standardabweichung
von +/– 7,55
kDa erhielt.
-
Geeignete
Verfahren zum Überprüfen der
Glykosylierung findet der Fachmann ausführlich in „Carbohydrate Biotechnology
Protocols, Methods in Biotechnology, 10 (1999) Humana Press, ISBN
0-89603-563-8, Herausgeber C. Gucke" beschrieben.
-
Die
Erfindung betrifft weiterhin einen von einem erfindungsgemäßen Protein
und einer Verbindung mit der folgenden Struktur gebildeten Komplex.
-
-
Die
Erfindung betrifft außerdem
ein Verfahren zur Aufreinigung eines 145-kDA-Proteins, bei dem
- a] Darmzellen bereitzustellen sind,
- b] die Darmzellen aus a] mit einer photoreaktiven 2-Azetidinonverbindung,
die radioaktiv markiert ist und die dazu in der Lage ist, sich spezifisch
an das Protein zu binden, inkubiert werden,
- c] die Darmzellen solubilisiert werden und die Zelltrümmer entfernt
werden,
- d] der Überstand
in ein Gerät
gegeben wird, das Weizenkeimlektin-Agarose enthält,
- e] das Eluat von der Weizenkeimlektin-Agarose aus d] auf eine
Hydroxylapatitsäule
gegeben wird,
- f] die radioaktiv markierten Fraktionen aus e] auf eine präparative
SDS-PAGE gegeben werden,
- g] die radioaktiv markierten Fraktionen gesammelt und möglicherweise
ausgefällt
werden,
und ein Verfahren zur Aufreinigung eines 145-kDa-Proteins, bei dem - a] Darmzellen bereitzustellen sind,
- b] die Darmzellen aus a] mit einem photoreaktiven Inhibitor
der Cholesterinaufnahme, der radioaktiv markiert ist oder mit einem
Biotin-Tag versehen ist, inkubiert werden,
- c] die Darmzellen aus b] solubilisiert werden und die Zelltrümmer entfernt
werden,
- d] der Überstand
auf Streptavidin-Agarose gegeben wird,
- e] das Eluat auf eine SDS-PAGE aufgetragen wird,
- f] Proteine, die in einem Größenbereich
von 140 bis 150 kDa laufen, ausgeschnitten, eluiert und möglicherweise
rückgefaltet
werden,
und insbesondere wie in den Ansprüchen beschrieben
wird.
-
Die
Erfindung betrifft weiterhin eine pharmazeutische Zusammensetzung,
enthaltend ein erfindungsgemäßes Protein
und pharmazeutisch unbedenkliche Verbindungen und/oder Exzipienten
zur Formulierung eines Medikaments. Solche Substanzen sind allgemein
bekannt und werden beispielsweise in Remingtons Pharmaceutical Sciences,
fünfte
Auflage, von Mack Publishing Company, beschrieben.
-
Die
Erfindung schließt
auch die Verwendung eines erfindungsgemäßen Proteins zur Herstellung
einer pharmazeutischen Zusammensetzung zur Behandlung einer Krankheit,
die mit erhöhten
Cholesterinspiegeln in Zusammenhang steht, ein. Solche Krankheiten
sind zum Beispiel Obesitas, Arteriosklerose, Bluthochdruck, Herzversagen
und andere. Ein Cholesterinspiegel von 199 mg/dL wird als erhöht betrachtet.
-
Die
Erfindung betrifft außerdem
die Verwendung eines erfindungsgemäßen Proteins zum Identifizieren einer
die Cholesterinwiederaufnahme inhibierenden Verbindung, bei der
- a] biologisches Material bereitzustellen ist,
das das erfindungsgemäße Protein
enthält,
- b] eine Verbindung bereitgestellt wird,
- c] das Protein aus a] und die Verbindung aus b] miteinander
in Kontakt gebracht werden,
- d] die Menge an von dem biologischen Material aus c] aufgenommenem
Cholesterin bestimmt wird,
- e] das Ergebnis aus d] mit dem Ergebnis aus einem Kontrollexperiment,
bei dem die Cholesterinaufnahme von biologischem Material der gleichen
Spezies und/oder Gewebespezifität
wie das Protein aus a], das jedoch nicht mit einer Verbindung von
b] in Kontakt gebracht wurde, verglichen wird,
- f] die Ergebnisse aus e] auf eine Verbindung weisen, die die
Cholesterinaufnahme inhibiert, wenn eine reduzierte Cholesterinaufnahme
von Zellen, die mit einer Verbindung aus b] in Kontakt gebracht
wurden, bestimmt wird.
-
Die
Verbindung wird zum Beispiel durch chemische Synthese bereitgestellt.
Die Verbindung kann Teil einer Kollektion chemischer Verbindungen
sein, wie die, die aus der Lagerung und Katalogisierung der chemischen
Verbindungen von abgeschlossenen Syntheseprogrammen („Verbindungsbibliotheken") hervorgeht. Die
Verbindung kann in anderen Fällen
durch einen Mikroorganismus, insbesondere ein Bakterium, einen Pilz oder
eine Tier- oder
Pflanzenspezies, produziert worden sein (Naturstoffe). Bei den Naturstoffen
kann die Bereitstellung auch durch Isolieren aus dem entsprechenden
Organismus erfolgen. Das In-Kontakt-Bringen eines Proteins mit einer Verbindung
findet in den meisten Fällen
in wäßrigen Lösungen statt,
denen ein gewisser Anteil eines Lösungsmittels wie zum Beispiel
Dimethylsulfoxid oder Ethanol zugemischt wurde. Die wäßrigen Lösungen können auch
Puffersubstanzen, Ionen oder stabilisierende Zusätze wie Proteine, Glycerin
oder andere enthalten. Bestimmte konstante Bedingungen, zum Beispiel
hinsichtlich der Temperatur, des pH-Wertes, der ionischen Bedingungen,
der Konzentration des Proteins oder der Verbindung, oder des Volumens,
können
vorteilhaft für
das In-Kontakt-Bringen
sein. So kann es beispielsweise bevorzugt sein, die Temperatur während des
In-Kontakt- Bringens
konstant auf 37°C
zu halten. Die Bestimmung der Bindung der Verbindung an das Protein
nach der Durchführung
des In-Kontakt-Bringens erfolgt zum Beispiel durch in Wechselwirkung
mit Cholesterin oder Cholesterinadsorptionsinhibitoren, die auf
andere Weise radioaktiv markiert sind, wobei man die Verdrängung des
Cholesterins oder der Cholesterinabsorptionsinhibitoren als Maß für die Affinität der Verbindung
für das
Protein nimmt.
-
Beispiele
-
Synthese von 5-(2-Oxohexahydrothieno[3,4-d]imidazol-6-yl)pentansäre-[2-(4-azidophenyl)-1-(4-{4-[3-(3-hydroxy-3-phenylpropyl)-2-(4-methoxyphenyl)-4-oxo-azetidin-1-yl]phenylcarbamoyl}butylcarbamoyl)ethyl]amid
-
Die
Zahlen 1 bis 14 in der folgenden Passage beziehen sich auf das allgemeine
Reaktionsschema von 1
-
Synthese des mit einem Biotin-Tag versehenen
photoreaktiven Cholesterininhibitors 5-(2-Oxohexahydrothieno[3,4-d]imidazol-6-yl)pentansäre-[2-(4-azidophenyl)-1-(4-{4-[3-(3-hydroxy-3-phenylpropyl)-2-(4-methoxyphenyl)-4-oxoazetidin-1-yl]phenyloarbamoyl}butylcarbamoyl)ethyl]amid
-
Die
Zahlen 1 bis 14 in der folgenden Passage, die die Synthese des mit
einem Biotin-Tag versehenen photoreaktiven Cholesterininhibitors
betrifft, beziehen sich auf die Reaktionsschemata von
1 und
2. 3-[5-(tert.-Butyldimethylsilanyloxy)-5-phenylpentanoyl]-4-phenyloxazolidin-2-on
(1)
-
30
g 3-(5-Hydroxy-5-phenylpentanoyl)-4-phenyloxazolidin-2-on werden
in 50 ml DMF gelöst.
Nach der Zugabe von 14,3 g Imidazol und 19 g tert.-Butyldimethylsilylchlorid
in 25 ml DMF wird der Ansatz bei Raumtemperatur gerührt, bis
alle Komponenten in Lösung
gegangen sind (2–4
h). Die Reaktionslösung
wird eingedampft, und nach Zugabe von Wasser wird mit Essigsäureethylester
extrahiert. Nach dem Trocknen der organischen Phase über Magnesiumsulfat
und Eindampfen erhält
man Verbindung 1: C26H35NO4Si (453,6) MS (ESI+)
476 (M+Na+).
-
(4-Methoxybenzyliden)-(4-nitrophenyl)amin
(2)
-
50
g (370 mmol) Anisaldehyd in 160 ml Isopropanol werden mit 51 g (370
mmol) para-Nitroanilin versetzt. Nach 2 h bei 80°C fällt das Produkt aus. Die Reaktionsmischung
wird auf Raumtemperatur abgekühlt und
filtriert. Der Rückstand
wird mit Isopropanol gewaschen. Nach dem Trocknen erhält man 62,9
g an Produkt 2 (Ausbeute 66%) in Form von gelben Kristallen: C
14H
13N
2O
3 (257,27). 3-{5-(tert.-Butyldimethylsilanyloxy)-2-[(4-methoxyphenyl)-(4-nitrophenylamino)methyl]-5-phenylpentanoyl}-4-phenyloxazolidin-2-on
(3)
-
5,4
g (12,0 mmol) an Produkt 1 und 6,2 g (24 mmol) an Produkt 2 in 135
ml Methylenchlorid werden bei 10°C
mit 8 ml Diisopropylethylamin versetzt, und 4,8 ml Trimethylsilylchlorid
werden tropfenweise zugegeben. Nach 1 h werden bei –10°C 14 ml einer
einmolaren Lösung
von Titantetrachlorid in Methylenchlorid zugetropft. Es wird 3 h
bei –10°C gerührt und
weitere 12 h bei –30°C ohne Rühren stehengelassen.
Anschließend werden
8 ml Essigsäureethylester
und 140 ml einer 7%igen wäßrigen Lösung von
Weinsäure
zugesetzt, und es wird weitere 2 h bei Raumtemperatur gerührt. Nach
Zugabe von 50 ml einer 20%igen wäßrigen Lösung von Natriumhydrogensulfid
wird eine weitere Stunde lang gerührt und mit Methylenchlorid
extrahiert. Die organische Phase wird über Magnesiumsulfat getrocknet,
eingedampft und durch Chromatographie an Kieselgel/Essigsäureethylester/Heptan
= 1/3 → 1/1
aufgereinigt. Man erhält
6,3 g (74%) an Produkt 3 in Form einer hellgelben, festen Verbindung:
C
40H
47N
3O
7Si (709,92) MS (ESI
+)
710 (M+H
+). 3-[3-(tert.-Butyldimethylsilanyloxy)-3-phenylpropyl]-4-(3-methoxyphenyl)-1-(4-nitrophenyl)azetidin-2-on
(4)
-
Eine
6,1 g (8,6 mmol) an Produkt 3, 7,3 ml Bistrimethylsilylacetamid,
0,5 g Tetrabutylammoniumchlorid und 100 ml tert.-Butylmethylether
enthaltende Mischung wird unter einer Argonatmosphäre 10 h
bei Raumtemperatur gerührt.
Nach dem Ende der Umsetzung werden 5 ml Essigsäure unter Kühlen mit Eis langsam zugesetzt,
und die Mischung wird eingedampft. Der Rückstand wird durch Chromatographie
an Kieselgel (Essigsäureethylester/Heptan
= 1/2) aufgetrennt. Man erhält
3,3 g (70%) an Produkt 4 in Form einer hellgelben Verbindung in
fester Form: C
31H
38N
2O
5Si (546,74) MS
(ESI
+) 547,3 (M+H
+). 1-(4-7minophenyl)-3-[3-(tert.-butyldimethylsilanyloxy)-3-phenylpropyl]-4-(3-methoxyphenyl)azetidin-2-on
(5)
-
3,0
g (5,5 mmol) an Produkt 4 in 50 ml Essigsäureethylester und 1,0 g Palladium
auf Aktivkohle (10%) werden unter Verwendung eines Autoklaven unter
einer Wasserstoffatmosphäre
von 5 bar 2 h miteinander umgesetzt. Die Reaktionslösung wird
filtriert, eingedampft und durch Chromatographie an Kieselgel (Methylenchlorid/Methanol
= 10/1) aufgetrennt. Man erhält
2,4 g (86%) an Produkt 5 in Form einer farblosen Verbindung in fester
Form: C
31H
40N
2O
3Si (516,76) MS
(ESI
+) 517,4 (M+H
+). 1-(4-Aminophenyl)-3-(3-hydroxy-3-phenylpropyl)-4-(3-methoxyphenyl)azetidin-2-on
(6)
-
15
ml einer 2 N wäßrigen Salzsäure werden
zu 2,3 g an Produkt 5 in 20 ml Tetrahydrofuran gegeben, und es wird
2 h gerührt.
Der Ansatz wird mit einer wäßrigen Lösung von
Natriumhydrogencarbonat versetzt und mit Essigsäureethylester extrahiert. Die
organische Phase wird über
Magnesiumsulfat getrocknet, eingedampft und durch Chromatographie
an Kieselgel (Essigsäureethylester/Heptan
= 1/1 → 1/0)
aufgereinigt. Man erhält
1,1 g an Produkt 6 in Form einer farblosen Verbindung in fester
Form: C
25H
26N
2O
3 (402,50) MS (ESI
+) 403,2 (M+H
+). (4-{4-[3-(3-Hydroxy-3-phenylpropyl)-2-(4-methoxyphenyl)-4-oxoazetidin-1-yl]phenylcarbamoyl}butyl)carbaminsäure-9H-fluoren-9-ylmethylester
(8)
-
0,8
g (2,0 mmol) an Produkt 6 und 1,35 g (4,0 mmol) an 5-(Fmoc-Amino)valeriansäure 7 (Fluka)
werden in 15 ml DMF (Dimethylformamid) gelöst. Schrittweise wird folgendes
zugesetzt: 4,8 g an TOTU (Fluka), 1,6 g an Oxim (Hydroxyiminocyanoessigsäureethylester;
Fluka) und 5,5 ml an NEM (4-Ethylmorpholin). Nach 1 h bei Raumtemperatur
wird der Ansatz mit 100 ml Essigsäureethylester verdünnt und
dreimal mit Wasser gewaschen. Die organische Phase wird über MgSO4
getrocknet, filtriert und eingedampft. Der Rückstand wird durch Flash-Chromatographie
(Essigsäureethylester/n-Heptan
2:1) aufgereinigt. Man erhält
0,58 g (41%) an Produkt 8 in Form einer amorphen, festen Verbindung:
C
45H
45N
3O
6 (723,8) MS (ESI
+)
724,4 (M+H
+). 5-Aminopentansäure-{4-[3-(3-hydroxy-3-phenylpropyl)-2-(4-methoxyphenyl)-4-oxoazetidin-1-yl]phenyl}amid (9)
-
570
mg (0,78 mmol) an Produkt 8 und 0,8 ml Diethylamin werden in 5 ml
DMF (Dimethylformamid) gelöst.
Nach 1 h bei Raumtemperatur wird eingedampft. Der Rückstand
wird durch Flash-Chromatogräphie (Methylenchlorid/Methanol/konz.
Ammoniak 30:10:3) aufgereinigt. Man erhält 220 mg (56%) an Produkt
9 in Form einer amorphen, festen Verbindung: C
30H
35N
3O
4 (501,63)
MS (ESI
+) 502,3 (M+H
+). [2-(4-Azidophenyl)-1-(4-{4-[3-(3-hydroxy-3-phenylpropyl)-2-(4-methoxyphenyl)-4-oxoazetidin-l-yl]phenylcarbamoyl}butylcarbamoyl)ethyl]carbaminsäure-9H-fluoren-9-ylmethylester
(11)
-
200
mg (0,40 mmol) an Produkt 9 und 340 mg (0,79 mmol) an Fmoc-p-Azido-Phe-OH
10 (Bachem) werden in 4 ml DMF (Dimethylformamid) gelöst und gemäß der Darstellung
von Produkt 8 umgesetzt. Man erhält
300 mg (82%) an Produkt 11 in Form einer amorphen, festen Verbindung:
C
54H
53N
7O
7 (912,07) MS (ESI
+) 912,5
(M+H
+) 5-[2-Amino-3-(4-azidophenyl)propionylamino]pentansäure{4-[3-(3-hydroxy-3-phenylpropyl)-2-(4-methoxyphenyl)-4-oxoazetidin-1-yl]phenyl}amid
(12)
-
300
mg (0,33 mmol) an Produkt 11 und 0,8 ml Diethylamin werden in 4
ml DMF (Dimethylformamid) gelöst
und gemäß der Darstellung
von Verbindung 9 umgesetzt. Man erhält 42 mg (19%) an Verbindung
12 in Form einer amorphen, festen Verbindung: C
39H
43N
7O
5 (689,82)
MS (ESI
+) 690,3 (M+H
+). 5-(2-Oxohexahydrothieno[3,4-d]imidazol-6-yl)pentansäure-[2-(4-azidophenyl)-1-(4-{4-[3-(3-hydroxy-3-phenylpropyl)-2-(4-methoxyphenyl)-4-oxoazetidin-1-yl]phenylcarbamoyl}butylcarbamoyl)ethyl]amid
(14)
-
40
mg (0,058 mmol) an Verbindung 12 und 60 mg D-biotinyl-N-hydroxysuccinimid 13 (Bachem)
werden in 0,5 ml DMF (Dimethylformamid) gelöst. Nach 1 h bei Raumtemperatur
wird eingedampft. Der Rückstand wird
durch Flash-Chromatographie (Methylenchlorid/Methanol/konz. Ammoniak
30:5:1) aufgereinigt. Man erhält
29 mg (55%) an Verbindung 14 in Form einer amorphen, festen Verbindung:
C49H57N9O7S (912,12) MS (ESI+)
916,6 (M+H+).
-
Photoaffinitätsmarkierung und Bindungsstudien:
-
Vesikel
aus dem Bürstensaumgewebe
des Dünndarms
von Kaninchen wurden mittels dem Fachmann bekannten Methoden isoliert
(Kramer et al. J. Biol. Chem. 268, 18035–18046 (1993)). Die Photoaffinitätsmarkierung
unter Verwendung einer radioaktiv markierten Verbindung der Formel
I a), oder der Formel I b) oder Formel I c) oder der Formel I d)
oder der Formel I e) der vorliegenden Erfindung wurde in einem photochemischen
Reaktor des Typs Rayonet RPR-100 (erhältlich von der Firma „The Southern
Ultraviolet Company, Hamden, CT")
durchgeführt.
Die Bürstensaummembranvesikel
davon (100 bis 200 μg
Protein) wurden 5 min mit einer der Verbindungen bei 20°C im Dunkeln
in einem Volumen von 200 μl
in 10 mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert 7,4), 100 mM NaCl, 100 mM Mannit
inkubiert. Anstelle der Bürstensaumvesikel
können
auch Organellen, insbesondere Membranen, aus diesen verwendet werden.
Für diese
gilt das im folgenden ausgeführte entsprechend.
Nach der Inkubation im Dunkeln wurde 20 Sekunden lang bzw. 60 Sekunden
lang mit UV-Licht von 254 nm bestrahlt. Die Bürstensaumvesikel wurden anschließend zweimal
mit dem genannten Puffer gewaschen. Die Proteine wurden mittels üblicher
Techniken wie beispielsweise Versetzen mit Ethanol, Zugabe eines
Salzes oder Detergens, Erhitzen, wiederholtes Einfrieren und Wiederauftauen
oder einer anderen geeigneten und dem Fachmann bekannten Methode
gefällt
und durch SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophorese
aufgetrennt. Die radioaktiv markierten Proteine konnten durch LSC
oder Fluorgraphie nachgewiesen werden. Die Affinität der markierten
Proteine aus dem Bürstensaumgewebe
für die
Verbindungen lag in einem Bereich von 1 bis 100 nM.
-
Tiere und Membranpräparationen:
-
Männliche,
weiße
New Zealand-Kaninchen mit einem Gewicht von 4–5 kg (Harlem Winkelmann, Borchem,
Deutschland) wurden auf Altronin®-Standarddiät C 2023
(Altronin®,
Lage, Deutschland) ad libitum gehalten. Bürstensaummembranvesikel aus
dem Magen, Duodenum, Jejunum, Ileum, Cecum, Colon, Rectum und der
Niere wurden nach dem Mg2+-Ausfällungsverfahren
gewonnen. Rattenlebermikrosomen und Rattenadipocytenmembranen wurden
nach Standardverfahren erhalten.
-
Inhibierung der Cholesterinabsorption:
-
Die
intestinale Cholesterinabsorption wurde gemäß einer Modifikation des Zilversmit/Hughes-Verfahrens
bestimmt. Männliche
NMRI-Mäuse
(Charles River Deutschland GmbH, Salzfeld, Deutschland), die regelmäßig Futter
(Altronin®,
Lage, Deutschland) erhielten, wurden 12 h nüchtern gehalten. 0,5 ml einer
Lösung
von 0,5% Methylcellulose/5% Solutol (BASF, Ludwigshafen, Deutschland)
als Vesikel mit oder ohne 3 mg des betreffenden Cholesterinabsorptionsinhibitors
wurden den Tieren jeweils mittels einer Schlundsonde zugeführt, gefolgt
von 0,25 ml einer Intralipid®-Lösung (Pharmacia & Upjohn, Erlangen,
Deutschland), die 0,24 μCi [14C]Cholesterin und 0,25 μCi [3H]Sitosterol
enthielt. Die Tiere (fünf
Mäuse pro
Gruppe) wurden in Stoffwechselkäfigen
gehalten, und die Fäzes
wurden gesammelt. Nach 24 h wurden die Tiere getötet, und die Radioaktivität in den
Fäzes und
der Leber wurde durch Verbrennungsanalyse bestimmt.
-
Solubilisierung des 145-kDa-Bindungsproteins
für Cholesterinabsorptionsinhibitoren:
-
Bürstensaummembranvesikel
aus dem Dünndarm
von Kaninchen wurden nach der Photoaffinitätsmarkierung mehrmals mit 10
mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert
7,4)/300 mM Mannit gewaschen. Das auf diese Weise erhaltene Pellet
wurde zu einer Proteinkonzentration von 1 mg/ml 60 min bei 4°C in 10 mM
Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert 7,4)/75 mM KCl/5 mM MgCl2/1
mM EGTA/1 mM DTT/1% (w/v) n-Octylglucosid/1% Triton X-100/1% (w/v)
(„Solubilisierungspuffer") gelöst. Alternativ
dazu konnten die Membranproteine zu einer Proteinkonzentration von
10 mg/ml mit 1% SDS in 10 mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert 7,4) bei
4°C 10 min
solubilisiert werden, gefolgt von einer 1:10-Verdünnung mit
10 mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert 7,4)/1% n-Octylglucosid. Nach dem Zentrifugieren
wurden die die solubilisierten Membranproteine enthaltenden Überstände gemischt
und mit den entsprechenden Puffern für die Chromatographie, die
1% n-Octylglucosid als Detergens enthielten, verdünnt.
-
Aufreinigung des radioaktiv markierten
145-kDa-Bindungsproteins
für Cholesterinabsorptionsinhibitoren
nach der Photoaffinitätsmarkierung
mit dem photoreaktiven 2-Azetidinon C-1:
-
Photoaffinitätsmarkierung
-
8
Proben von Bürstensaummembranvesikeln
aus dem Ileum von Kaninchen (250 μg
Protein) wurden im Dunkeln bei 20°C
30 min mit 66 nM (0,3 μCi)
[3H]C-1 in 10 mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert
7,4)/100 mM NaCl/100 mM Mannit inkubiert. Nach 30 s Bestrahlen bei
254 nm in einem mit 4 RPR 2537 Å-Lampen
ausgestatteten photochemischen Rayonet RPR 100-Reaktor (The Southern
Ultraviolet Company, Hamden, CT, USA) wurden die Proben gesammelt,
und nach dem Zentrifugieren wurden die Membranvesikel in 2 ml 10
mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert
7,4)/300 mM Mannit resuspendiert und 20 min bei 20°C zentrifugiert.
Diese Vorschrift wurde dreimal wiederholt. Das auf diese Weise erhaltene
Pellet wurde mit 2 ml „Solubilisierungspuffer" solubilisiert. Nach
dem Zentrifugieren wurde ein 40-μl-Aliquot
des Überstands
abgenommen und durch SDS-PAGE und anschließendes Slicing des Gels auf
Einbau von Radioaktivität
in Membranproteine analysiert.
-
Weizenkeimlectin-Affinitätschromatographie
-
Der Überstand
mit den solubilisierten Membranproteinen wurde zu 0,5 ml Weizenkeimlektin-Agarosegel
gegeben. Nach 30 min bei 20°C
wurden die Perlen abzentrifugiert und dreimal mit 2 ml 10 mM Tris/Hepes-Puffer
(pH-Wert 7,4)/100
mM NaCl/100 mM Mannit/1% (w/v) n-Octylglucosid gewaschen. Absorbierte
Proteine wurden mit 4 Portionen von 2 ml 10 mM Tris/Hepes-Puffer
(pH-Wert 7,4)/100
mM NaCl/100 mM Mannit/300 mM N-Acetyl-D-glucosamin eluiert; in allen Eluaten
wurden die Aktivitäten
von Aminopeptidase N und Sucrase gemessen, und aus 100-μl-Aliquots
der jeweiligen Fraktionen wurde das Protein ausgefällt und
durch SDS-PAGE analysiert.
-
Hydroxylapatit-Chromatographie
-
Die
N-Acetylglucosamin-Eluate der Weizenkeimlektin-Chromatographie wurden 10fach mit 10
mM Natriumphosphatpuffer (pH-Wert 7,4)/1% (w/v) n-Octylglucosid verdünnt und
auf eine Hydroxylapatitsäule (Höhe 10 cm,
Durchmesser 1 cm) aufgetragen, wobei mit 10 mM Natriumphosphatpuffer
(pH-Wert 7,4)/1% (w/v) n-Octylglucosid
mit einer Geschwindigkeitskonstante von 0,25 ml/min äquilibriert
und 1-ml-Fraktionen gesammelt wurden. Im Anschluß wurden die Proteine wie folgt
eluiert: 10 ml 10 mM Natriumphosphatpuffer (pH-Wert 7,4)/1% (w/v) n-Octylglucosid gefolgt
von den folgenden Phosphatgradienten: 15 ml mit 10 bis 250 mM, 15
ml mit 250 bis 700 mM und 10 ml mit 700 bis 1000 mM Phosphat. In
den Fraktionen wurde jeweils die Aktivität von Aminopeptidase N und
Sucrase und die Radioaktivität
bestimmt. Aus den einzelnen Fraktionen wurden jeweils 100 μl abgenommen
und das Protein wurde ausgefällt,
worauf sich SDS-PAGE mit anschließender Bestimmung der Verteilung
der radioaktiv markierten Proteine durch Schneiden des Gels in 2
mm dicke Scheiben anschloß.
-
Präparative SDS-Gelelektrophorese
-
Die
das radioaktiv markierte 145-kDa-Protein enthaltenden Fraktionen
wurden gesammelt, und das Protein wurde mit Chloroform/Methanol
ausgefüllt.
Nach dem Auflösen
in SDS-Probenpuffer (62,5 mM Tris/HCl (pH-Wert 6,8) 2% SDS/5%/2-Mercaptoethanol
(10% Glycerin/0,001% Bromphenol Blau wurde die Probe zentrifugiert,
und der klare Überstand
wurde auf das Trenngel eines präparativen
7,5% SDS-Gels (Durchmesser 28 mm; Länge des Trenngels: 5 cm) aufgetragen.
Die Elektrophorese wurde bei 500 V (40 mM, 6 W) durchgeführt, und
das Eluat wurde in 1,5-ml-Fraktionen fraktioniert. 150-μl-Aliquots
der einzelnen Fraktionen wurden für die Analyse der Proteinzusammensetzung
durch SDS-PAGE verwendet.
-
Aufreinigung des 145-kDa-Bindungsproteins
für Cholesterinabsorptionsinhibitoren
durch Streptavidin-Biotin-Affinitätschromatographie:
-
10
Proben von Bürstensaummembranvesikeln
aus dem Ileum vom Kaninchen (200 μg
Protein) wurden im Dunkeln bei 20°C
30 min mit 200 μM
des mit einem Biotin-Tag versehenen Cholesterininhibitors C-4 in 10
mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert 7,4)/100 mM NaCl/100 mM Mannit inkubiert
und anschließend
in einem mit 4 RPR 2537 Å-Lampen
ausgestatteten photochemischen Rayonet RPR-100-Reaktor 30 s bei
254 nm bestrahlt. Nach dem Sammeln wurden die Vesikel dreimal mit
2 ml Tris/Hepes-Puffer
(pH-Wert 7,4)/300 mM Mannit gewaschen. Das letztlich erhaltene Pellet
wurde bei 4°C
1 h in 2 ml „Solubilisierungspuffer” suspendiert. Nach
dem Zentrifugieren wurde der klare Überstand mit 0,5 ml Streptavidin-Agaroseperlen
gemischt und 2 h bei 4°C
gerührt.
Nach dem Zentrifugieren wurden die Perlen bei 4°C 10 min mit 2 ml 10 mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert 7,4)/300 mM
Mannit/1% n-Octylglucosid/4 mM PMSF/4 mM Iodacetamid/4 mM EDTA inkubiert
und anschließend
zentrifugiert. Diese Vorschrift wurde zweimal wiederholt, und die
Proteine wurden dann mit 3 Portionen von jeweils 2 ml des obigen
Puffers mit 5 mM Biotin von den Streptavidin-Agaroseperlen eluiert.
Von allen Eluaten wurden Aliquots für die Bestimmung der enzymatischen
Aktivität
von Aminopeptidase N und Sucrase und zur Analyse durch SDS-PAGE
abgenommen. Für
die Endaufreinigung der das kovalent modifizierte 145-kDa-Bindungsprotein
für Cholesterinabsorptionsinhibitoren
enthaltenden Biotineluate wurde eine wie oben beschriebene präparative
SDS-Gelelektrophorese durchgeführt.
-
Enzymatische Fragmentierung:
-
Das
nach den beiden Vorschriften isolierte 145-kDa-Protein wurde mit Chloroform/Methanol
ausgefällt und
in 3 μl
Tris/HCl-Puffer (pH-Wert 6,8)/6,2 SDS/0,5% 2-Mercaptoethanol/0,0005%
Bromphenol Blau aufgenommen. Die enzymatische Fragmentierung erfolgte
durch Zugabe von 5 μl
einer frisch hergestellten Lösung von
Chymotrypsin (35 ng/ml) in dem obigen Puffer und 1 h Inkubieren
bei 30°C.
Die Reaktion wurde durch die Zugabe von 4 mM EDTA/4 mM PMSF/4 mM
Iodacetamid enthaltendem SDS-Probenpuffer und 5minütiges Erhitzen
auf 95°C
gestoppt, worauf sich SDS-PAGE auf Tris/Tricin-Gelen anschloß.
-
SDS-Gelelektrophorese
-
SDS-PAGE
wurde in vertikalen Plattengelen (20 × 17 × 0,15 cm) mit einem LE 2/4-Elektrophorese system
(Amersham Pharmacia Biotech, Freiburg, Deutschland) mit Gelkonzentrationen
von 7–10,5%
in einem Verhältnis
von 97,2% Acrylamid und 2,8% N,N-Methylenbisacrylamid
oder für
analytische Zwecke in vorgegossenen Novex-Gelen (4–12%, 12%
oder 15%, Invitrogen (Groningen, Niederlande) unter Verwendung eines Xcell
II-Elektrophoresesystems von Novex durchgeführt. Die elektrophoretische
Auftrennung von Peptidfragmenten erfolgte in Tris/Tricin-Gelen (Objekt
16,5%) gemäß Schäggre & Jagow. Nach der
Elektrophorese wurden die Gele in 12,5% Trichloressigsäure fixiert
und anschließend
mit Serva Blue R 250 angefärbt.
Zur Bestimmung der Verteilung der Radioaktivität wurden individuelle Gelbahnen
in 2-mm-Stücke geschnitten,
das Protein wurde mit 250 μl
Gewebesolubilisierer Biolute S hydrolysiert und einer Flüssigszintillationszählung unter Verwendung
von 4 ml Quickszint 501-Szintillator unterzogen.
-
Solubilisierung des 145-kDa-Bindungsproteins
für Cholesterinabsorptionsinhibitoren:
-
Eine
Vorbedingung für
die Aufreinigung des 145-kDa-Bindungsproteins
für Cholesterinabsorptionshemmer
ist eine ausreichende Solubilisierung dieses integralen Membranproteins
in nicht-denaturiertem Zustand. Solubilisierungsexperimente mit
verschiedenen Detergentien zeigten, daß mit SDS etwa 80–90% und mit
Zwittergent 9–13
etwa 60% des photomarkierten Proteins solubilisiert werden konnten,
während
sich mit CHAPS, NP-40, Digitonin und Triton-X-114 keine signifikante
Solubilisierung erzielen ließ.
1%ige Lösungen nichtionischer
Detergentien wie Triton-X-100, n-Octylglucosid,
Decylmaltosid, Dodecylmaltosid oder Cholesterinhemisuccinat/Dodecylmaltosid
in 10 mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert 7,4)/300 mM Mannit führte lediglich
zu einer teilweisen Solubilisierung des 145-kDa-Proteins, wodurch seine Aufreinigung
behindert wurde. Schließlich
wurde gefunden, daß zwei
Protokolle 60–80%
Solubilisierung des 145-kDa-Proteins liefern, was eine Aufreinigungsvorschrift
ermöglicht:
a) Solubilisierung mit 1% SDS mit anschließendem Verdünnen mit 1% n-Octylglucosid
auf einer Ausgangskonzentration von 0,1% SDS/1% n-Octylglykosid.
b) Solubilisierung mit 10 mM Tris/Hepes-Puffer (pH-Wert 7,4)/75
mM KCl/5 mM MgCl2/1 mM EGTA/1 mM DTT/1%
Triton X-100/1% n-Octylglucosid
(„Solubilisierungspuffer"). Mit der Solubilisierungsvorschrift
war eine erfolgreiche Fraktionierung der Bürstensaummembranproteine nach
chromatographischen Vorschriften möglich.
-
Design der mit einem Biotin-Tag versehenen
2-Azatidinon-Photoaffinitätssonde:
-
Für eine Aufreinigung
des Target-Proteins für
Cholesterinabsorptionsinhibitoren in einem Schritt wurde die biotinhaltige
photolabile Gruppe N-(Biotinyl)-4-azidophenylalanin über einen
Spacer in der para-Position des N-Phenyl- oder Benzylaminorings
der 2-Azetidinon-Cholesterinabsorptionsinhibitoren gebunden. Aus
den Struktur-Aktivitäts-Beziehungen
ging hervor, daß diese
Position eine beträchtliche
chemische Modifizierung unter Beibehaltung der in-vivo-Potenz für die Inhibierung
der Cholesterinabsorption im Darm erlaubt. Nach der Verabreichung
des mit einem Biotin-Tag
versehenen Photoaffinitätsmarkers
C-4 an NMRI-Mäuse
war die Cholesterinabsorption im Darm in dosisabhängigerweise
gehemmt, was auf eine biologische Wirksamkeit des mit dem Biotin-Tag
versehenen photolabilen Cholesterinabsorptionsinhibitors hindeutet,
welche Vorbedingung für die
Identifizierung des/der an der Cholesterinabsorption im Darm beteiligten
Proteins/Proteine durch diese Probe ist. Die Photoaffinitätsmarkierung
von Bürstensaummembranvehikeln
aus dem Dünndarm
von Kaninchen mit dem Azidobenzoylderivat [3H]C-1
in Gegenwart von zunehmenden Konzentrationen des mit einem Biotin-Tag
versehenen Cholesterininhibitors C-4 führte zu einer konzentrationsabhängigen Abnahme
des Ausmaßes
der Markierung des 145-kDa-Proteins, was auf eine spezifische Wechselwirkung
von C-4 mit dem 145-kDa-Bindungsprotein
für Cholesterinabsorptionsinhibitoren
in der Bürstensaummembran
der Enterocyten des Dünndarms
hindeutet.
-
Aufreinigung des mit dem tritiummarkierten
2-Azetidinon-Cholesterinabsorptionsinhibitor
C-1 photomarkierten 145-kDa-Bindungsproteins:
-
Das
photomarkierte 145-kDa-Bindungsprotein befindet sich in einem Molekulargewichtsbereich,
in dem in hohen Mengen vorliegende Membranproteine der Bürstensaummembranen
wie der Sucrase/Isomaltase-Komplex oder Aminopeptidase N auf den
SDS-Gelen wandern, weshalb eine vollständige Abtrennung von diesen
Proteinen für
die Sequenzbestimmung Voraussetzung ist. Durch die biochemische
Untersuchung wurde das 145-kDa-Protein
als ein glykosiliertes integrales Membranprotein identifiziert,
bei dem die Molekülmasse
bei einer Deglykosilierung mit N-Glykanase von 145 kDa auf 110 kDa
fiel. Es wurden daher verschiedene Lektine als putative Liganden
für die
Affinitätschromatographie
untersucht. Mit Weizenkeimlektin-Agarose ließ sich eine vollständige Retardierung
des photomarkierten 145-kDa-Proteins
erzielen, während
70–80%
der enzymatischen Aktivität
von Sucrase und Aminopeptidase N eluiert wurden. Mit N-Acetylglucosamin
konnte die gesamte Menge an radioaktiv markiertem 145-kDa-Protein
zusammen mit 30–50%
der Aminopeptidase N- und der Sucrase-Aktivität eluiert werden. Insgesamt
wurde eine 4–5fache
Anreicherung des 145-kDa-Bindungsproteins für Cholesterinabsorptionsinhibitoren
erzielt. Für
eine weitere Aufreinigung wurde eine Reihe verschiedener Vorschriften
ausgewertet. Ionenaustauschchromatographie auf Mono-Q- oder Mono-S-Säulen hatte
eine vollständige
Abtrennung von Sucrase/Isomaltase, jedoch nur eine teilweise Abtrennung
von Aminopeptidase N, zur Folge, während durch metallchelatisierende
Affinitätschromatographie
keine klare Trennung erzielt werden konnte. Durch Hydroxylapatit-Chromatographie
ließ sich
eine starke Anreicherung des 145-kDa-Proteins und eine Abtrennung
von Sucrase und Aminopeptidase N erzielen. Ein optimiertes Phosphatgradientprofil
führte
zu einer nahezu vollständigen
Abtrennung des 145-kDa-Proteins
von anderen Membranproteinen; das 145-kDa-Protein wurde bei hohen Phosphatkonzentrationen
eluiert und war frei von signifikanten enzymatischen Aktivitäten von
Sucrase oder Aminopeptidase N. Die abschließende Aufreinigung wurde durch
präparative
SDS-PAGE der Eluate
aus der Hydroxylapatit-Chromatographie erreicht. Die geschätzte Menge
an reinem 145-kDa-Protein
betrug 1–3%
des auf die Hydroxylapatitsäule
aufgetragenen Materials, was darauf hindeutet, daß ein Anreicherungsfaktor
von > 150 < 500fach bezogen
auf die Bürstensaummembranen und
von 2500–10
000fach bezogen auf das Enterocyten-Gesamtprotein erzielt wurde.
-
Aufreinigung des 145-kDa-Bindungsproteins
für Cholesterinabsorptionsinhibitoren
durch Streptavidin-Biotin-Affinitätschromatographie
nach der Photoaffinitätsmarkierung
mit einem mit einem Biotin-Tag
versehenen photolabilen Cholesterinabsorptionsinhibitor
-
Bürstensaummembranvehikel
aus dem Dünndarm
von Kaninchen wurden mit 200 μM
C-4 inkubiert, wobei durch Bestrahlung mit ultraviolettem Licht
bei 254 nm quervernetzt wurde. Nach dem Solubilisieren wurden die
die mit einem Biotin-Tag versehenen 2-Azetidinon-Cholesterinabsorptionsinhibitoren enthaltenden,
kovalent modifizierten Proteine mit Streptavidinperlen extrahiert.
Nach intensivem Waschen wurden gebundene Proteine mit einer 10 mM
Lösung
von Biotin eluiert und durch SDS-PAGE analysiert. Von den Streptavidinperlen
wurde hauptsächlich
ein Protein mit einem Molekulargewicht von 145 kDa zurückgehalten,
während keine Proteine
nachweisbar waren, wenn nicht mit ultraviolettem Licht bestrahlt
wurde, was darauf hindeutet, daß ein 145-kDa-Protein
das Hauptbindungsprotein für
den mit einem Biotin-Tag versehenen photolabilen Cholesterinabsorptionsinhibitor
C-4 ist. Die Biotinextrakte aus den Streptavidinperlen enthielten
keine nachweisbaren enzymatischen Aktivitäten an Sucrase/Isomaltase oder
Aminopeptidase N, was darauf hindeutet, daß das eluierte 145-kDa-Protein
wahrscheinlich eine einzelne Proteineinheit darstellt, die durch
die kovalente Bindung des mit einem Biotin-Tag versehenen Cholesterinabsorptionsinhibitors
modifiziert wurde. Durch das Vorhandensein von 200 μM anderer
Cholesterinabsorptionsinhibitoren wie Ezetimibe während der
Photomarkierung mit C-4 wurde die Menge an mit Streptavidinperlen
extrahierbarem 145-kDa-Protein herabgesetzt, was auf eine direkte
Konkurrenz von Cholesterinabsorptionsinhibitoren mit C-4 um identische
Bindungsstellen hindeutet; im Gegensatz dazu hatten Substrate für andere
Nährstofftransporte
aus dem Darm für
Gallensäuren,
Fettsäuren,
Glucose, Oligopeptide oder Aminosäuren keinen Einfluß auf die
Menge an extrahierbarem 145-kDa-Protein. Wurden diese Markierungsexperimente
mit Zellmembranen von verschiedenen Organen durchgeführt, so
zeigte sich, daß nur
durch das Markieren von Bürstensaummembranvehikeln
aus dem Dünndarm
von Kaninchen – Duodenum,
Jejunum und Ileum – ein
145-kDa-Protein extrahiert werden konnte, während nach der Markierung von
Bürstensaummembranvehikeln
aus dem Magen, Caecum, Kolon, Rektum, der Niere, der Leber oder
Adipocyten kein 145-kDa-Protein durch Streptavidinperlen zurückgehalten
wurde. Das 145-kDa-Bindungsprotein konnte also nur aus den anatomischen
Stellen aufgereinigt werden, an denen eine intestinale Cholesterinabsorption
stattfindet, d. h. dem Duodenum, dem Jejunum und dem Ileum. Die
durch Weizenkeimlektin- und
Hydroxylapatit-Chromatographie und durch Streptavidin-Biotip-Affinitätschromatographie
aufgereinigten 145-kDa-Proteine sind auf SDS-Gelen ununterscheidbar.
Nach der enzymatischen Fragmentierung mit Chymotrypsin wurden nahezu
identische Peptidmuster mit einer Reihe von Peptiden im Molmassenbereich
von 4–35
kDa erhalten, was darauf hindeutet, daß die durch die beiden Ansätze aufgereinigten 145-kDa-Proteine
identisch sind und vorwiegend, wenn nicht sogar ausschließlich, nur
eine Proteineinheit enthalten.
-
1:
Teil 1 eines Reaktionsschemas für
die Synthese von 5-(2-Oxohexahydrothieno[3,4-d]imidazol-o-yl)pentansäure-[2-(4-azidophenyl)-1-(4-{4-[3-(3-hydroxy-3-phenylpropyl)-2-(4-methoxyphenyl)-4-oxoazetidin-1-yl]phenylcarbamoyl}butylcarbamoyl)ethyl]amid
(14)
-
2:
Teil 2 eines Reaktionsschemas für
die Synthese von 5-(2-Oxohexahydrothieno[3,4-d]imidazol-6-yl)pentansäure-[2-(4-azidophenyl)-1-(4-{4-[3-(3-hydroxy-3-phenylpropyl)-2-(4-methoxyphenyl)-4-oxoazetidin-1-yl]phenylcarbamoyl}butylcarbamoyl)ethyl]amid
(14)