DE60128461T2

DE60128461T2 - Verfahren zur herstellung von optisch aktiven beta-amino alkoholen

Info

Publication number: DE60128461T2
Application number: DE60128461T
Authority: DE
Inventors: Keiji Takaoka-shi SAKAMOTO; Shinji Takaoka-shi KITA; Kazuya Takaoka-shi TSUZAKI; Tadanori Takaoka-shi MORIKAWA; Sakayu Ukyo-ku Kyoto-shi SHIMIZU; Michihiko Sakyo-ku Kyoto-shi KATAOKA
Original assignee: Kyowa Pharma Chemical Co Ltd
Current assignee: Kyowa Pharma Chemical Co Ltd
Priority date: 2000-03-28
Filing date: 2001-03-02
Publication date: 2007-09-13
Anticipated expiration: 2021-03-03
Also published as: EP1273665A4; DE60128461D1; CN1420935A; KR100739361B1; KR20030022103A; EP1273665A1; ATE362543T1; CN1282746C; CA2404668A1; US20040091981A1; CZ20023202A3; WO2001073100A1; TWI245801B; EP1273665B1; AU2001236057B2; ES2284620T3; US6835559B2; AU3605701A

Description

Technisches Fachgebiet
Diese Erfindung bezieht sich auf ein Verfahren zum Herstellen optisch aktiver β-Aminoalkohole. Die Erfindung bezieht sich insbesondere auf ein Verfahren zum Herstellen optisch aktiver β-Aminoalkohole, die als Arzneimittel oder deren Zwischenprodukte von Nutzen sind.
Stand der Technik
Ephedrine sind seit altersher zum Zwecke der Transpiration, zur Senkung von Fieber und zur Linderung von Husten eingesetzt worden, und insbesondere d-Pseudoephedrin ist bekannt, eine entzündungshemmende Wirkung aufzuweisen. Eine pharmakologische Wirkung, wie z. B. Vasokonstriktion, Blutdruckerhöhung oder Transpiration, ist bekannt für 1-Ephedrin und diese wird in der Therapie als sympathomimetisches Agens verwendet. 1-Ephedrin wird ebenfalls in der Behandlung von bronchialem Asthma verwendet. Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols, einschließlich optisch aktiver Ephedrine, sind insbesondere in der Herstellung von Arzneimittel und deren Zwischenprodukten verwendbar.
In den herkömmlichen Verfahren zum Herstellen eines β-Aminoalkohols mit der gewünschten optischen Aktivität wurde ein Verfahren eingesetzt, bei welchem ein racemischer β-Aminoalkohol erhalten wird und dann eine spezifische optisch aktive Form mittels sterischer Trennung oder asymmetrischer Synthese, unter anderem, hergestellt wird.
Weil jedoch der racemische β-Aminoalkohol zwei asymmetrische Kohlenstoffatome in seinem Molekül aufweist, müssen komplizierte Schritte durchgeführt werden, um die spezifische optisch aktive Form zu erhalten. Gemäß Ger. (East) 13683 (27. August 1957) wurde beispielsweise optisch aktives Phenylacetylcarbinol aus Benzaldehyd durch eine Fermentation unter Verwendung von Hefe erzeugt und Erythro-1-2-methylamino-1-phenyl-1-propanol (d. h. 1-Ephedrin) konnte hergestellt werden, indem Methylamin reduktiv mit dem optisch aktiven Phenylacetylcarbinol kondensiert wurde.
Um Pseudoephedrin zu erhalten, kann die Herstellung beispielsweise wie in US-Patent Nr. 4,237,304 erfolgen: Ein Oxazolin wird unter Verwendung von Essigsäureanhydrid aus 1-Ephedrin, das durch das in Ger. (East) 13683 (27. August 1957) beschriebe Verfahren hergestellt wurde, gebildet und dann wird das Oxazolin bis zur Umsetzung in die Threo-Form (d. h. d-Pseudoephedrin) hydrolysiert.
Um Pseudoephedrin mit der gewünschten optisch aktiven Form 2-Methylamino-1-phenyl-1-propanon zu erzeugen, sind, wie oben erwähnt, Schritte notwendig, so dass zuerst Ephedrin in der optisch aktiven Erythro-Form herstellt wird und diese dann in die Threo-Form umgewandelt wird. Folglich entstehen die Probleme, dass die Anzahl der Schritte wächst, was zu Komplikationen führt, und sich die Ausbeute verringert.
Solange eine wesentliche Menge an Diastereomeren als Nebenprodukte während der Reduktion der anfänglichen Ketone erzeugt wird, ist ferner die Rückgewinnung von den Diastereomeren für ihre Verwendung als Ausgangsstoffe in der Herstellung von Pseudoephedrin schwierig, was ökonomisch nachteilig ist.
Gemäß dem Verfahren, das in der Veröffentlichung der JP 8-98697 A beschrieben ist, ist es ebenfalls möglich, ein optisch aktives 2-Amino-1-phenylethanolderivat aus einer 2-Amino-1-phenylethanolverbindung mit einem asymmetrischen Kohlenstoffatom in ihrem Molekül durch die Verwendung von einem spezifischen Mikroorganismus zu erzeugen. Der vorliegende Stand der Technik ist jedoch so, dass es kein effizientes Verfahren zur Herstellung eines β-Aminoalkohols mit zwei asymmetrischen Kohlenstoffatomen gibt.
Offenbarung von der Erfindung
Diese Erfindung ist in Anbetracht der oben angegebenen Umstände gemacht worden und zielt auf das Herstellen von β-Aminoalkoholen mit der gewünschten optisch Aktivität aus einer enantiomeren Mischung einer α-Aminoketonverbindung oder deren Salz in einer hohen Ausbeute und in einer hochselektiven Weise, mittels eines einfachen Verfahrens, während die Bildung von dastereomeren Nebenprodukten ausreichen verhindert wird.
Die vorliegenden Erfinder wiederholten ihre Studien sorgfältig, um das oben genannte Problem zu lösen; infolgedessen ist es herausgefunden worden, dass durch das Verwenden spezifischer Mikroorganismen lediglich ein Enantiomer aus dem Enantiomerengemisch einer α-Aminoketonverbindung oder deren Salz reduziert werden konnte, um nur die gewünschte Art aus den entsprechenden vier Arten von β-Aminoalkoholen in einer hohen Ausbeute und in einer hochselektiven Weise herzustellen. Dies führte zur Fertigstellung von der vorliegenden Erfindung.
Das Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkoholes gemäß dieser Erfindung ist insbesondere ein Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven p-Aminoalkohols, was dadurch gekennzeichnet ist, dass es wenigstens einem Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Morganella, der Gattung Microbacterium, der Gattung Sphingobacterium, der Gattung Nocardioides, der Gattung Mucor, der Gattung Absidia, der Gattung Aspergillus, der Gattung Penicillium, der Gattung Grifola, der Gattung Eurotium, der Gattung Ganoderma, der Gattung Hypocrea, der Gattung Helicostylum, der Gattung Verticillium, der Gattung Fusarium, der Gattung Tritirachium, der Gattung Mortierella, der Gattung Armtillariella, der Gattung Cylindrocarpon, der Gattung Klebsiella, der Gattung Aureobacterium, der Gattung Xanthomonas, der Gattung Pseudomonas, der Gattung Mycobacterium, der Gattung Sporobolomyces, der Gattung Sporidiobolus, der Gattung Amycola- topsis, der Gattung Coprinus, der Gattung Serratia, der Gattung Rhodococcus und der Gattung Rhodotorula gehören, gestattet ist, auf eine enantiomere Mischung von einem α-Aminoketon oder eines Salze davon mit der allgemeinen Strukturtormel (I) einzuwirken:
einzuwirken, wobei X gleich oder verschieden sein kann und für ein Element steht, das aus der Gruppe bestehend aus einem Halogenatom, Niederalkyl, Hydroxyl, optional geschützt mit einer Schutzgruppe, Nitro und Sulfonyl ausgewählt ist; n für eine ganze Zahl von 0 bis 3 steht; R¹ für Niederalkyl steht; R² und R³ gleich oder verschieden sein können und für ein Element stehen, das aus der Gruppe bestehend aus einem Wasserstoffatom und Niederalkyl ausgewählt ist; wobei Niederalkyl ein Alkyl mit ein bis sechs Kohlenstoffatomen ist; und "*" für ein asymmetrisches Kohlenstoffatom steht, um eine optisch aktive β-Aminoalkoholverbindung mit der gewünschten optischen Aktivität zu erzeugen, welche die allgemeine Strukturformel (II) hat:
wobei X, n, R¹, R², R³ und "*" wie vorher definiert sind.
Der Mikroorganismus gemäß dieser Erfindung ist vorzugsweise wenigstens ein Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu Morganella morganii, Micobacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nocardioides. simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillium fungicola var. fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumonlae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coralliformis, Sporidiobolus johnsonii, Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amycolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens, Rhodococcus erythropolis, Rhodococcus rhodochrous und Rhodotorula aurantiaca gehören.
Bei dieser Erfindung ist der Mikroorganismus vorzugsweise wenigstens ein Mikroorganismus ist, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Morganella, der Gattung Mycobacterium, der Gattung Sphingobacterium, der Gattung Nocardioides, der Gattung Mucor, der Gattung Absidia, der Gattung Aspergillus, der Gattung Penicillium, der Gattung Grifola, der Gattung Eurotium, der Gattung Ganoderma, der Gattung Hypocrea, der Gattung Helicostylum, der Gattung Verticillium, der Gattung Fusarium, der Gattung Tritirachium, der Gattung Mortierella, der Gattung Armillariella, der Gattung Cylindrocarpon, der Gattung Klebsiella, der Gattung Aureobacterium, der Gattung Xanthomonas, der Gattung Pseudomonas, der Gattung Mycobacterium, der Gattung Sporobolomyces, der Gattung Sporidiobolus und der Gattung Rhodo coccus gehören. Insbesondere ist es vorzugsweise ein Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu Morganella morganii, Myrobacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nocardioides simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillium fungicola var. fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumoniae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coralliformis und Sporidiobolus johnsonii gehören. Durch das Verwenden solcher Mikroorganismen neigen (1S,2S)-Aminoalkohole dazu, in einem einfachen Verfahren als die optisch aktiven β-Aminoalkohole, die durch die allgemeine Strukturformel (II) dargestellt sind, in hoher Ausbeute und in einer hochselektiven Weise erhalten zu werden.
Ferner ist der Mikroorganismus vorzugsweise wenigstens einen Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Amycolatopsis, der Gattung Coprinus, der Gattung Serratia und der Gattung Rhodotorula gehören. Insbesondere ist es vorzugsweise ein Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amycolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens und Rhodotorula aurantiaca gehören. Durch Verwenden dieser Mikroorganismen neigen (1R,2R)-Aminoalkohole dazu, in einem einfachen Verfahren als die optisch aktiven β-Aminoalkohole, die durch die allgemeine Strukturformel (II) dargestellt sind, in hoher Ausbeute und in einer hochselektiven Weise erhalten zu werden.
Noch weiter kann gemäß dieser Erfindung der Mikroorganismus in einem Medium kultiviert werden, zu welchem ein Aktivitätsinduktor mit der allgemeinen Strukturformel (III) hinzugegeben wurde:
wobei R⁴ für ein Niederalkyl steht; R⁵ und R⁶ gleich oder verschieden sein können und jeweils für ein Wasserstoffatom, Niederalkyl oder Acyl stehen; und Y für C=O oder CH-OH steht, wobei Niederalkyl ein Alkyl mit ein bis sechs Kohlenstoffatomen ist. Die Zugabe von solch einem Aktivitätsinduktor macht die Herstellung von einem optisch aktiven β-Aminoalkohol effektiver.
Kurze Beschreibung von den Abbildungen
Die 1A bis 1D sind Darstellungen, die die Strukturen von den nachfolgend beschriebenen optisch aktiven β-Aminoalkoholen zeigen, inklusive deren absoluter Konfigurationen.
1A zeigt einen β-Aminoalkohol in der (1S,2S)-Konfiguration, die gemäß dieser Erfindung erhalten wurde.
1B zeigt (1S,2S)-(+)-Pseudoephedrin, das gemäß dieser Erfindung erhalten wurde.
1C zeigt einen β-Aminoalkohol in der (1R,2R)-Konfiguration, der gemäß dieser Erfindung erhalten wurde.
1D zeigt (1R,2R)-(-)-Pseudoephedrin, das gemäß dieser Erfindung erhalten wurde.
Beste Art zum Ausführen der Erfindung
Die bevorzugten Ausführungsformen von dieser Erfindung werden nachfolgend im Detail beschrieben.
Das Verfahren zum Herstellen eines optischen aktiven β-Aminoalkohols gemäß dieser Erfindung ist ein Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols, das dadurch gekennzeichnet ist, dass es wenigstens einem Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Morganel la, der Gattung Microbacterium, der Gattung Sphingobacterium, der Gattung Nocardioides, der Gattung Mucor, der Gattung Absidia, der Gattung Aspergillus, der Gattung Penicillium, der Gattung Grifola, der Gattung Eurotium, der Gattung Ganoderma, der Gattung Hypocrea, der Gattung Helicostylum, der Gattung Verticillium, der Gattung Fusarium, der Gattung Tritirachium, der Gattung Mortierella der Gattung Armillarella, der Gattung Cylindrocarpon, der Gattung Klebsiella, der Gattung Aureobacterium, der Gattung Xanthomonas, der Gattung Pseudomonas, der Gattung Mycobacterium, der Gattung Sporobolomyces, der Gattung Sporidiobolus, der Gattung Amycolatopsis, der Gattung Coprinus, der Gattung Serratia, der Gattung Rhodococcus und der Gattung Rhodotorula gehören, gestattet ist, auf eine enantiomere Mischung, von einem α-Aminoketon oder eines Salze davon mit der allgemeinen Strukturformel (I) einzuwirken:
wobei X gleich oder verschieden sein kann und für ein Element steht, das aus der Gruppe bestehend aus einem Halogenatom, Niederalkyl, Hydroxyl, optional geschützt mit einer Schutzgruppe, Nitro und Sulfonyl ausgewählt ist; n für eine ganze Zahl von 0 bis 3 steht; R¹ für Niederalkyl steht; R² und R³ gleich oder verschieden sein können und für ein Element stehen, das aus der Gruppe bestehend aus einem Wasserstoffatom und Niederalkyl ausgewählt ist; wobei Niederalkyl ein Alkyl mit ein bis sechs Kohlenstoffatomen ist; und "*" für ein asymmetrisches Kohlenstoffatom steht, um eine optisch aktive β-Aminoalkoholverbindung mit der gewünschten optischen Aktivität zu erzeugen, welche die allgemeine Strukturtormel (II) hat:
wobei X, n, R¹, R², R³ und "*" wie vorher definiert sind.
Das Ausgangsmaterial, das in dem Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß dieser Erfindung verwendet wird, ist ein enantiomeres Gemisch von einer α-Aminoketonverbindung oder einem Salz dieser, welches die allgemeine Strukturformel (I) aufweist, wobei X gleich oder verschieden sein kann und für ein Element steht, das aus der Gruppe bestehend aus einem Halogenatom, Niederalkyl, Hydroxyl, optional geschützt mit einer Schutzgruppe, Nitro und Sulfonyl ausgewählt ist; n für eine ganze Zahl von 0 bis 3 steht; R¹ für Niederalkyl steht; R² und R³ gleich oder verschieden sein können und für ein Element stehen, das aus der Gruppe bestehend aus einem Wasserstoffatom und Niederalkyl ausgewählt ist; und "*" für ein asymmetrisches Kohlenstoffatom steht.
Die Substituentengruppe X, die in dem α-Aminoketon enthalten ist, wird nachfolgend beschrieben: Das Halogenatom schließt ein Fluoratom, ein Chloratom, ein Bromatom und ein Iodatom ein.
Die Niederalkyl-Gruppen sind Alkyle mit ein bis sechs Kohlenstoffatomen und schließt Methyl, Ethyl, Propyl, Isopropyl, Butyl, Isobutyl, s-Butyl, t-Butyl, Pentyl, Isopentyl, Hexyl und dergleichen ein. Diese können entweder eine gerade Kette oder verzweigte Strukturen annehmen und können als Substituenten ein Halogenatom, wie beispielsweise Fluor oder Chlor, Hydroxyl, Alkyl, Amino oder Alkoxy aufweisen.
Hinsichtlich der Schutzgruppe des Hydroxyl, das wahlweise mit einer Schutzgruppe geschützt ist, sind unter anderem zu erwähnen, eine Schutzgruppe, die bei einer Behandlung mit Wasser entfernt werden kann, eine Schutzgruppe, die durch Hydrierung entfernt werden kann, eine Schutzgruppe, die durch einen Lewis-Säure-Katalysator oder Thiourea entfernt werden kann. Die Schutzgruppen schließen ein Acyl, das optional mit einem Substituenten versehen ist, Silyl, das optional mit einem Substituenten versehen ist, Alkoxyalkyl, Niederalkyl, das optional mit einem Substituenten versehen ist, Benzyl, p-Methoxybenzyl, 2,2,2-trichlorethoxycarbonyl, Allyloxycarbonyl, Trityl und dergleichen.
Die Acylgruppen enthalten Acetyl, Chloracetyl, Dichloracetyl, Pivaloyl, Benzoyl, p-Nitrobenzoyl und dergleichen; diese können ebenfalls einen Substituenten, wie beispielsweise Hydroxyl, Alkyl, Alkoxy, Nitro, einen Halogenatom oder dergleichen aufweisen. Die Silylgruppen schließen ein Trimethylsilyl, t-Butyldimethylsilyl, Triarylsilyl und dergleichen; diese können ebenfalls einen Substituenten, wie beispielsweise Alkyl, Aryl, Hydroxyl, Alkoxy, Nitro, ein Halogenatom oder dergleichen aufweisen. Die Alkylgruppen schließen ein Methoxymethyl, 2-Methoxyethoxymethyl und dergleichen. Die Niederalkylgruppen enthalten Alkyle mit einem bis sechs Kohlenstoffatomen: zu erwähnen sind Methyl, Ethyl, Propyl, Isopropyl, Butyl, Isobutyl, s-Butyl, t-Butyl, Pentyl, Isopentyl, Hexyl und dergleichen. Diese können entweder eine gerade Kette oder verzweigte Strukturen annehmen und können einen Substituenten, wie beispielsweise ein Halogenatom (einschließlich Fluor und Chlor), Hydroxyl, Alkyl, Amino oder Alkoxy haben.
Das X kann Nitro oder Sulfonyl sein und insbesondere Methylsulfonyl ist unter anderem zu erwähnen.
Des Weiteren ist die Nummer n von X eine ganze Zahl von 0 bis 3, vorzugsweise 0.
R¹ steht in der allgemeinen Strukturformel (I) für Niederalkyl. Solche Niederalkyle sind Alkyle mit ein bis sechs Kohlenstoffatomen: zu erwähnen sind Methyl, Ethyl, Propyl, Isopropyl, Butyl, Isobutyl, s-Butyl, t-Butyl, Pentyl, Isopentyl, Hexyl und dergleichen. Diese können eine gerade Kette oder verzweigte Strukturen annehmen.
R² und R³ stehen für ein Wasserstoffatom oder Niederalkyl. Die Niederalkyle sind Alkyle mit ein bis sechs Kohlenstoffatomen: zu erwähnen sind: Methyl, Ethyl, Propyl, Isopropyl, Butyl, Isobutyl, s-Butyl, t-Butyl, Pentyl, Isopentyl, Hexyl und dergleichen. Diese können eine gerade Kette oder verzweigte Strukturen annehmen.
Die Salze von der α-Aminoketonverbindung schließen ein, die Salze von anorganischen Säuren, wie beispielsweise Chlorhydrat, Sulfat, Nitrat, Phosphat und Carbonat und die Salze von organischen Säuren, wie beispielsweise Acetat und Citrat.
Die α-Aminoketone können ohne Weiteres durch Halogenisierung (z. B. Bromierung) des α-Kohlenstoffs von dem entsprechenden 1-Phenylketonderivates und Substituieren des Halogens, beispielsweise eines Broms durch ein Amin synthetisiert werden (Ger. (East) 11, 332, 12. März 1956).
Der Mikroorganismus gemäß dieser Erfindung ist es, welcher auf die enantiomere Mischung von dem α-Aminoketone mit der allgemeinen Strukturformel (I) oder eines Salzes davon einwirkt. Solch ein Mikroorganismus ist ein Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Morganella, der Gattung Microbacterium, der Gattung Sphingobacterium, der Gattung Nocardioides, der Gattung Mucor, der Gattung Absidia, der Gattung Aspergillus, der Gattung Penicillium, der Gattung Grifola, der Gattung Eurotium, der Gattung Ganoderma, der Gattung Hypoc rea, der Gattung Helicostylum, der Gattung Verticillium, der Gattung Fusarium, der Gattung Tritirachium, der Gattung Mortierella, der Gattung Armillariella, der Gattung Cylindrocarpon, der Gattung Klebsiella, der Gattung Aureobacterium, der Gattung Xanthomonas, der Gattung Pseudomonas, der Gattung Mycobacterium, der Gattung Sporobolomyces, der Gattung Sporidiobolus, der Gattung Amycolatopsis, der Gattung Coprinus, der Gattung Serratia, der Gattung Rhodococcus und der Gattung Rhodotorula gehören. insbesondere schließt ein bevorzugter Mikroorganismus Morganella morganii IFO 3848, Microbacterium arborescens IFO 3750, Sphingobacterium multivorum IFO 14983, Nocardioides simplex IFO 12069, Mucor ambiguus IFO 6742, Mucor javanicus IFO 4570, Mucor fragilis IFO 6449, Absidia lichtheimi IFO 4009, Aspergillus awamori IFO 4033, Aspergillus niger IFO 4416, Aspergillus oryzae IFO 4177, Aspergillus oryzae IAM 2630, Aspergillus candidus IFO 5468, Aspergillus oryzae var. oryzae IFO 6215, Aspergillus foetidus var. acidus IFO 4121, Penicillium oxalicum IFO 5748, Grifola frondosa IFO 30522, Eurotium repens IFO 4884, Ganoderma lucidum IFO 8346, Hypocrea gelatinosa IFO 9165, Helicostylum nigricans IFO 8091, Verticillium fungicola var. fungicola IFO 6624, Fusarium roseum IFO 7189, Tritirachium oryzae IFO 7544, Mortierella isabellina IFO 8308, Armillariella mellea IFO 31616, Cylindrocarpon sclerotigenum IFO 31855, Klebsiella pneumoniae IFO 3319, Aureobacterium esteraromaticum IFO 3751, Xanthomonas sp. IFO 3084, Pseudomonas putida IFO 14796, Mycobacterium smegmatis IAM 12065, Mycobacterium diernhoferi IFO 14797, Mycobacterium vaccae IFO 14118, Mycobacterium phlei IFO 13160, Mycobacterium fortuitum IFO 13159, Mycobacterium chlorophenolicum IFO 15527, Sporobolomyces salmonicolor IFO 1038, Sporobolomyces coralliformis IFO 1032, Sporidiobolus johnsonii IFO 6903, Amycolatopsis alba IFO 15602, Amycolatopsis azurea IFO 14573, Amycolatopsis coloradensis IFO 15804, Amycolatopsis orientalis lurida IFO 14500, Amycolatopsis orientalis orientalis IFO 12360, IFO 12362, IFO 12806, Coprinus rhizophorus IFO 30197, Serratia marcescens IFO 3736, Rhodococcus erythropolis IFO 12540, Rhodococcus erythropolis MAK-34, Rhodococcus rhodochrous IFO 15564, Rhodococcus rhodochrous IAM 12126, Rhodotorula aurantiaca IFO 0951 oder dergleichen ein.
Die Verwendung von solchen Mikroorganismen gemäß dieser Erfindung erlaubt die Herstellung von den entsprechenden optisch aktiven β-Aminoalkoholverbindungen mit der allgemeinen Strukturformel (II), wobei die besagte Verbindung die gewünschte optische Aktivität aufweist.
In der allgemeinen Strukturformel (II) sind X, n, R¹, R², R³ und * gleich wie die in der allgemeinen Strukturformel (I). Ferner schließen die β-Aminoalkohole mit der gewünschten optischen Aktivität (1S,2S)-Aminoalkohol, (1S,2R)-Aminoalkohol, (1R,2S)-Aminoalkohol und (1R,2R)-Aminoalkohol ein.
In dieser Erfindung ist der Mikroorganismus wenigstens einem Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Morganella genus, der Gattung Myrobacterium, der Gattung Sphingobacterium, der Gattung Nocardioides, der Gattung Mucor, der Gattung Absidia, der Gattung Aspergillus, der Gattung Penicillium, der Gattung Grifola, der Gattung Eurotium, der Gattung Ganoderma, der Gattung Hypocrea, der Gattung Helicostylum, der Gattung Verticillium, der Gattung Fusarium, der Gattung Tritirachium, der Gattung Mortierella, der Gattung Armillariella, der Gattung Cylindrocarpon, der Gattung Klebsiella, der Gattung Aureobacterium, der Gattung Xanthomonas, der Gattung Pseudomonas, der Gattung Mycobacterium, der Gattung Sporobolomyces, der Gattung Sporidiobolus und der Gattung Rhodococcus gehören. Insbesondere ist der Mikroorganismus vorzugsweise ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu Morganella morganii, Microbacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nacardioides simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillium fungicola var. fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumoniae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coralliformis, Sporidiobolus johnsonii, Rhodococcus erythropolis und Rhodococcus rhodochrous gehören. Durch Verwenden solcher Mikroorganismen neigen (1S,2S)-Aminoalkohole dazu, in einem einfachen Verfahren als die optisch aktiven β-Aminoalkohole, die durch die allgemeine Strukturformel (II) dargestellt sind, in hoher Ausbeute und in einer hochselektiven Weise erhalten zu werden.
Des Weiteren ist der Mikroorganismus in dieser Erfindung vorzugsweise wenigstens ein Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Amycolatopsis, der Gattung Coprinus, der Gattung Serratia und der Gattung Rhodotorula gehören. Insbesondere ist der Mikroorganismus besonders bevorzugt, ein Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amycolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens, Rhodococcus erythropolis, Rhodococcus rhodochrous und Rhodotorula aurantiaca gehören. Durch Verwenden dieser Mikroorganismen neigen (1R,2R)-Aminoalkohole dazu, in einem einfachen Verfahren als die optisch aktiven β-Aminoalkohole, die durch die allgemeine Strukturformel (II) dargestellt sind, in hoher Ausbeute und in einer hochselektiven Weise erhalten zu werden.
Des Weiteren schließen die Mikroorganismen gemäß dieser Erfindung (1S,2S)-Aminoalkoholerzeugende Bakterien, die selektiv die (1S,2S)-Form unter den optisch aktiven β-Aminoalkoholverbindungen erzeugen und (1R,2R)-Aminoalkohol erzeugende Bakterien, die selektiv die (1R,2R)-Form unter den optisch aktiven β-Aminoalkoholverbindung erzeugen, ein.
Dadurch, dass man die Wirkung von den (1S,2S)-Aminoalkohol erzeugenden Bakterien zulässt, kann man beispielsweise d-Threo-2-methylamino-1-phenylpropanol (d-Pseudoephedrin), d-Threo-2-dimethylamino-1-phenylpropanol (d-Methylpseudoephedrin), (1S,2S)-α-(1-Aminoethyl)-benzylalkohol (d-Norpseudoephedrin), (1S,2S)-1-(p-Hydroxyphenyl)-2-methylamino-1-propanol, (1S,2S)-α-(1-Aminoethyl)-2,5-dimethoxy-benzylalkohol, (1S,2S)-1-(m-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol, (1S,2S)-1-(p-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol, (1S,2S)-1-Phenyl-2-ethylamino-1-propanol, (1S,2S)-1-Phenyl-2-amino-1-butanol und (1S,2S)-1-Phenyl-2-methylamino-1-butanol erhalten. Dadurch, dass man die Wirkung von den (1R,2R)-Aminoalkoholerzeugende Bakterien zulässt, kann man beispielsweise 1-Threo-2-methylamino-1-phenylpropanol (l-Pseudoephedrin), 1-Threo-2-dimethylamino-1-phenylpropanol (1-Methylpseudoephedrin), (1R,2R)-α-(1-Aminoethyl)-benzylalkohol (l-Norpseudoephedrin), (1R,2R)-1-(p-Hydroxyphenyl)-2-methylamino-1-propanol, (1R,2R)-α-(1-Aminoethyl)-2,5-dimethoxy-benzylalkohol, (1R,2R)-1-(m-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol, (1R,2R)-1-(p-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol, (1R,2R)-1-Phenyl-2-ethylamino-1-propanol, (1R,2R)-1-Phenyl-2-amino-1-butanol und (1R,2R)-1-Phenyl-2-methylamino-1-butanol erhalten.
Zusätzlich kann das erhaltene (1S,2S)-1-(m-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol invertiert werden, um (1R,2S)-1-(m-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol (Metaraminol) herzustellen.
Unter den Mikroorganismen, die gemäß dieser Erfindung verwendet werden, sind diejenigen, welchen IFO-Zulassungsnummern zugeteilt worden sind, beschrieben in der "Kulturenliste, 10. Ausgabe (1966)", die vom Institut für Fermentation (IFO) (gemeinnützige Organisation) herausgegeben wurde und die bei der IFO erhältlich sind. Die Mikroorganismen, welchen eine IAM-Zulassungsnummer zugeteilt worden ist, sind beschrieben im "Katalog der Stämme, 1993", herausgegeben vom Institut für molekulare und zelluläre Biowissenschaften, Allgemeines Zentrum für Zellen und funktionelle Polymere, Universität von Tokyo und sind bei deren Aufbewahrungseinrichtungen erhältlich. Des Weiteren ist Rhodococcus erythropolis MAK-34 ein neuer Mikroorganismus, der aus der Natur isoliert wurde und der beim Nationalen Institut für Biowissenschaften und Human-Technologie, Nationales Institut für angewandte Wissenschaft und Technologie, METI, mit Sitz in 1-3, Higashi 1-Chome, Tsukuba, Ibaraki, JAPAN (Postleitzahl: 305-8566) als FERM BP-7451 (Datum der ursprünglichen Hinterlegung: 15. Februar 2001) hinterlegt wurde.
Als Mikroorganismen, die bei dieser Erfindung verwendet wurden, können alle Wildtypstämme, Mutantenstämme und rekombinante Stämme verwendet werden, die mittels der Techniken der Zelltechnik (cell engineering), wie beispielsweise Zellfusion, oder durch Techniken der Gentechnik (genetic engineering), wie beispielsweise Genmanipulationen, erlangt werden, solange diese ein Mikroorganismus sind, der dazu in der Lage ist, auf eine enantiomere Mischung einer α-Aminoketonverbindung mit der allgemeinen Strukturformel (I) einzuwirken und die entsprechenden optisch aktiven β-Aminoalkohole der allgemeinen Strukturformel (II) zu erzeugen.
Es gibt keine bestimmten Einschränkungen hinsichtlich der verschiedenen Bedingungen bei der Kultivierung der Mikroorganismen, und die üblicherweise angewendeten Verfahren können durchgeführt werden, wobei Bakterien, Pilze und Hefe in entsprechend geeigneten Medien kultiviert werden. Normalerweise können flüssige Medien verwendet werden, die Kohlenstoffquellen, Stickstoffquellen und andere Nährstoffe enthalten. Jede Quelle kann als Kohlenstoffquelle des Mediums verwendet werden, solange die Mikroorganismen diese verwerten können. Insbesondere können Zucker, wie beispielsweise Glukose, Fruktose, Saccharose, Dextrin, Stärke und Sorbitol; Alkohole, wie beispiels weise Methanol, Ethanol und Glycerol; organische Säuren, wie beispielsweise Fumarsäure, Citronensäure, Essigsäure und Propionsäure und deren Salze; Kohlenwasserstoffe, wie beispielsweise Paraffin; und Gemische der oben Genannten verwendet werden. Jede Quelle kann als Stickstoffquelle des Mediums verwendet werden, solange die Mikroorganismen diese verwerten können. Insbesondere können Ammoniumsalze von anorganischen Säuren, wie beispielsweise Ammoniumchlorid, Ammoniumsulfat und Ammoniumphosphat; die Ammoniumsalze von organischen Säuren, wie beispielsweise Ammoniumfumarat und Ammoniumcitrat; die Salze von Salpetersäure, wie beispielsweise Natriumnitrat und Kaliumnitrat; Stickstoff enthaltende anorganische oder organische Verbindungen, wie beispielsweise Fleischextrakt, Hefeextrakt, Malzextrakt und Pepton; und Mischung der oben Genannten verwendet werden. Nährstoffquellen, welche in normalen Kulturen verwendet werden, können ebenfalls adäquat zugegeben werden, und enthalten anorganische Salze, die Salze von Spurenelemente (englisch: minute metal) oder Vitaminen. Es können ebenfalls Substanzen für die Induktion der Aktivität von einem Mikroorganismus, eine Puffersubstanz, welche das Konstanthalten des pH-Wertes bewirkt, oder dergleichen dem Medium zugesetzt werden.
Die Substanzen zum Induzieren der Aktivität von einem Mikroorganismus enthält einen Aktivitätsinduktor mit der allgemeinen Strukturformel (III):
wobei R⁴ für Niederalkyl steht; R⁵ und R⁶ gleich oder verschieden sein können und jeweils für ein Wasserstoffatom, Niederalkyl oder Acyl stehen; Y für C=O oder CH-OH steht, wobei Niederalkyl ein Alkyl mit ein bis sechs Kohlenstoffatomen ist.
Die Niederalkyl- und Acylgruppen enthalten die Gruppen, die oben beschrieben wurden. Die bevorzugten Aktivitätsinduktoren enthalten insbesondere 1-Amino-2-propanol, 1-Amino-2-hydroxybutan, 1-Acetylamino-2-propanol, 1-Methylamino-2-propanol, 1-Amino-2-oxopropan, 2-Amino-3-hydroxybutan und dergleichen. Wenn asymmetrische Kohlenstoffatome in diesen Verbindungen vorhanden sind, können die Verbindungen sowohl in optisch aktiver Form als auch als Racemate vorliegen und können entsprechend ausgewählt werden. Die Zugabe von diesen Aktivitätsinduktoren zum Medium induziert die Aktivität der Mikroorganismen und die anschließende Herstellung von optisch aktiven β-Aminoalkoholen, welche mit einer höheren Effektivität, verglichen mit dem Fall, in dem keine Zugabe erfolgt, abläuft. Die Aktivitätsinduktoren können individuell verwendet werden oder sie können als ein Gemisch von mehreren Induktoren verwendet werden. Die Zugabemengen von solchen Aktivitätsinduktoren liegt Wünschenswerterweise bei 0,01 bis 10 Gew.-%, bezogen auf das Medium.
Die Kultivierung von Mikroorganismen kann unter Bedingungen durchgeführt werden, die für deren Wachstum geeignet sind. Insbesondere kann dies bei einem pH-Wert des Mediums von pH 3–10 erfolgen, vorzugsweise pH 4–9, und bei einer Temperatur von 0-50 °C, vorzugsweise 20–40 °C. Die Kultivierung von Mikroorganismen kann unter aeroben Bedingungen oder anaeroben Bedingungen durchgeführt werden. Die Dauer der Kultivierung liegt vorzugsweise bei 10 bis 150 Stunden und sollte für den entsprechenden Mikroorganismus geeignet festgelegt werden.
Das Reaktionsverfahren in der Herstellung von β-Aminoalkoholen gemäß dieser Erfindung ist nicht insofern genau einzuschränken, als es ein Verfahren ist, bei dem die Mikroorganismen auf die enantiomere Mischung von der α-Aminoketonverbindung mit der allgemeinen Strukturformel (I) oder einer Mischung daraus einwirken, um die entsprechende optisch aktive β-Aminoalkoholverbindung mit der allgemeinen Strukturtormel (II) herzustellen. Der Reaktion wird gestartet, indem Bakterienzellen, die mit Puffer oder Wasser als eine wässrige Lösung gewaschen wurden, mit dem anfänglichen α-Aminoketon gemischt werden.
Die Reaktionsbedingungen können aus einem Bereich ausgewählt werden, in dem die Bildung von der optischen aktiven β-Aminoalkoholverbindung mit der allgemeinen Strukturformel (II) nicht beeinträchtigt wird. Die Menge von den Bakterienzellen ist vorzugsweise 1/100- bis 1000-fach, und besonders vorzugsweise 1/10- bis 100-fach der Menge des racemischen Aminoketons. Die Konzentration von dem racemischen Aminoketon, welches das Substrat ist, liegt vorzugsweise bei 0,01 bis 20 %, und insbesondere vorzugsweise bei 0,1 bis 10 %. Ferner ist der pH der Reaktionslösung vorzugsweise bei pH 5 bis pH 9 und insbesondere vorzugsweise bei pH 6 bis pH 8; die Reaktionstemperatur ist vorzugsweise 10 bis 50 °C und besondere vorzugsweise 20 bis 40 °C. Des Weiteren ist die Reaktionszeit vorzugsweise 5 bis 150 Stunden und sollte für den entsprechenden Mikroorganismus geeignet festgelegt werden.
Um die Reaktion effizienter durchzuführen, können Zucker (z. B. Glukose), organische Säuren (z. B. Essigsäure) und Energiesubstanzen (z. B. Glycerol) zugegeben werden. Diese können entsprechend alleine verwendet werden oder können als Mischung verwendet werden. Die Zugabemenge ist vorzugsweise 1/100- bis 10-fach der Menge des Substrates. Coenzyme oder dergleichen können ebenfalls zugegeben werden. Coenzyme, wie beispielsweise Nicotinamidadenindinucleotid (NAD), reduziertes Nicotinamidadenindinucleotid (NADH), Nicotinamidadenindinucleotidphosphat (NADP) und reduziertes Nicotinamidadenindinucleotidphosphat (NADPH) können alleine verwendet werden oder als eine Mischung der Vorangenannten. Die Zugabemenge ist vorzugsweise 1/1000- bis 1/5-fach der Menge des racemischen Aminoketons. Zusätzlich zu diesen Coenzymen können ebenfalls Coenzym-regenerierende Enzyme, wie beispielsweise Glucose-dehydrogenase, zugegeben werden; und deren Level liegt vorzugsweise bei 1/100- bis 10-fach der Menge des racemischen Aminoketons. Des Weiteren können Zucker (z. B. Glukose), organische Säuren (z. B. Essigsäure) und Energiesubstanzen (z. B. Glycerol), Coenzyme, Coenzym-regenerierende Enzyme und Substrate für die Coenzym-regenerierenden Enzyme entsprechend für die Verwendung kombiniert werden. Diese Substanzen werden in Bakterienzellen natürlich angereichert, allerdings, wo deren Zugabe, wie gefordert, die Reaktionsrate und Ausbeute erhöhen kann, können diese geeignet ausgewählt werden.
Ferner, kann die Racemisierung von den nicht reagierten α-Aminoketonisomeren beschleunigt werden und deren Umwandlung in das Enantiomer, das als Substrat für die Mikroorganismen dient, kann effektiver umgesetzt werden, wenn ein bestimmtes Salz so zugegeben wird, dass die Reaktionslösung wie oben beschrieben ist und es der Reaktionslösung gestattet ist, bei diesen Bedingungen zu reagieren. Dies führt zu der Herstellung des objektiven Aminoalkohols in einer hohen Ausbeute von 50 % und mehr, bezogen auf das Ausgangsmaterial.
Die Salze zur Beschleunigung der Racemisierung von den nicht reagierten α-Aminoketonen können die Salze von einer schwachen Säure sein, wie beispielsweise Acetate, Tartrate, Benzoate, Citrate, Malonate, Phosphate, Carbonate, p-Nitrophenolate, Sulfate und Borate. Vorzugsweise werden zum Beispiel Phosphate (z. B. Natriumdihydrogenphosphat, Kaliumdihydrogenphosphat und Ammoniumdihydrogenphosphat), Carbonate (z. B. Natriumcarbonat, Natriumhydrogencarbonat, Kaliumcarbonat und Ammoniumcarbonat), Citrate (z. B. Natriumcitrat, Kaliumcitrat und Ammoniumcitrat) verwendet. Gemische dieser können ebenfalls verwendet werden und es werden Wünschenswert erweise Puffer mit pH 6,0–8,0 zugegeben, um eine Endkonzentration von 0,01 bis 1 M zu erhalten. Im Fall von Phosphat werden beispielsweise Natriumdihydrogenphosphat und Natriummonohydrogenphosphat Wünschenswerterweise in einem Verhältnis von 9:1 bis 5:95 gemischt.
Die optisch aktiven α-Aminoalkohole, die bei der Reaktion hergestellt werden, können mittels herkömmlicher Trennungs-/Reinigungsmittel aufgereinigt werden. Zum Beispiel können, direkt aus der Reaktionslösung oder nachdem die Bakterienzellen abgetrennt wurden, optisch aktive β-Aminoalkohole erhalten werden, indem diese normalen Aufreinigungsverfahren eingesetzt werden, wie beispielsweise einer Membrantrennung oder Extraktion mit einem organischen Lösungsmittel (beispielsweise Toluol und Chloroform), Säulenchromatografie, Konzentrierung bei Unterdruck, Destillation, Rekristallisierung und Kristallisierung.
Die optische Aktivität den optisch aktiven β-Aminoalkoholen, die so hergestellt wurden, kann durch Hochleistungsflüssigchromatografie (HPLC) bestimmt werden.
Beispiele
Diese Erfindung wird ausführlicher anhand von Beispielen beschrieben; jedoch soll der Umfang von dieser Erfindung nicht aus diese Beispiele beschränkt sein.
(Herstellungsbeispiel 1) Herstellung von dl-2-Methylamino-1-phenyl-1-propanon
Brom (51,6 ml) wurde tropfenweise zu einer Mischung von 1-Phenyl-1-propanon (134 g), Natriumcarbonat (42 g) und Wasser (200 ml) zugegeben und die Reaktion wurde bei 70 °C und 3 Stunden durchgeführt, um ein Reaktionsgemisch herzustellen. Zu dem Reaktionsgemisch wurde 40 % wässrige Monomethylaminlösung (350 ml) zugegeben. Nach einer Reaktion bei 40 °C für 1 Stunde wurde das Reaktionsprodukt in Chloroform (1 l) extrahiert. Das Reaktionsprodukt in der Chloroformschicht wurde dann mit verdünnter Salzsäure (100 ml) extrahiert und Aktivkohle (3 g) wurde zu der flüssigen Schicht hinzugegeben und es wurde filtriert. Das Filtrat wurde konzentriert, um dl-2-Methylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (89 g) zu erhalten.
(Beispiel 1) Herstellung von d-(1S,2S)-Pseudoephedrin
Microbacterium arborescens IFO 3750 wurde in ein Medium (5 ml), das 1 % Glucose, 0,5 % Pepton und 0,3 % Hefeextrakt enthält, inokuliert und eine Schüttelkultur wurde bei 30 °C für 48 Stunden durchgeführt. Nachdem die Kulturlösung zentrifugiert wurde, um die Bakterienzellen zu erhalten, wurden die Zellen in ein Teströhrchen platziert. Zu diesem wurden 0,1 M Natriumphosphatpuffer (pH 7,0, 1 ml) hinzugegeben und es wurde suspendiert. Hierzu wurde dl-2-Methylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (1 mg) hinzugegeben und es wurde eine Reaktion unter ständigem Schütteln bei 30 °C für 24 Stunden durchgeführt. Nach der Reaktion wurde die Reaktionslösung zentrifugiert, um die Bakterienzellen zu entfernen und der Überstand wurde auf eine HPLC aufgegeben, um optisch aktives Pseudoephedrin zu erhalten: μ Bondapakphenyl, hergestellt von Waters Inc.; Durchmesser von 4 mm; Länge von 300 mm; Eluent-0,05 M Natriumphosphatpuffer (enthaltend 7 % Acetonitril); pH 5,0; Durchflussgeschwindigkeit von 0,8 ml/min; und Detektion bei Licht einer Wellenlänge von 220 nm.
Die absolute Konfiguration und die optische Reinheit wurden bestimmt mittels HPLC (Säule Sumichiral AGP, hergestellt von Sumika Chemical Analysis Service; Durchmesser von 4 mm; Länge von 150 mm; 0,03 M Natriumphosphatpuffer; pH 7,0; Durchflussgeschwindigkeit von 0,5 ml/min; und Detektion bei Licht einer Wellenlänge von 220 nm). Demzufolge wurde selektiv nur d-Pseudoephedrin erhalten, wie in Tabelle 1 gezeigt ist.
Die hergestellten Mengen werden alle nachfolgend in bezug auf die Menge des umgesetzten Hydrochlorids dargestellt.
(Beispiele 2 bis 12) Herstellung von d-(1S,2S)-Pseudoephedrin
Mit Ausnahme, dass die in Tabelle 1 gezeigten Mikroorganismen anstelle von Microbacterium arborescens IFO 3750 verwendet wurden, wurde optisch aktives Pseudoephedrin auf die gleiche Weise wie in Beispiel 1 erhalten. Dementsprechend wurde selektiv nur d-Pseudoephedrin erhalten, wie in Tabelle 1 gezeigt ist.
Tabelle 1
(Beispiele 13 bis 37) Herstellung von d-(1S,2S)-Pseudoephedrin
Mit Ausnahme, dass die in Tabelle 2 gezeigten Mikroorganismen anstelle von Microbacterium arborescens IFO 3750 verwendet wurden, wurde optisch aktives Pseudoephedrin auf die gleiche Weise wie in Beispiel 1 erhalten. Die erzeugten Mengen und optischen Reinheiten von Pseudoephedrin sind in Tabelle 2 gezeigt.
Tabelle 2
(Beispiel 38) Herstellung von d-(1S,2S)-Pseudoephedrin
Morganella morganii IFO 3848 wurde in ein Medium inokuliert, das 1 % Glucose, 0,5 % Pepton und 0,3 % Hefeextrakt enthält, und eine Schüttelkultur wurde aerob bei 30 °C für 48 Stunden durchgeführt. Im Anschluss wurde die kultivierte Lösung (5 ml) zentrifugiert, um die Bakterienzellen zu erhalten, die Zellen wurden an Luft getrocknet und die entstandenen, getrockneten Bakterienzellen wurden in 1 ml 0,05 M Tris-Salzsäure-Puffer (pH 7,5) suspendiert. Zu den oben genannten Suspension aus den getrockneten Bakterienzellen wurden Glukose (50 mg), Glucosedehydrogenase (0,2 mg), NADP (0,6 mg), NAD (0,6 mg) und dl-2-Methylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (10 mg) hinzuge geben und es wurde bei 28 °C und bei 300 Upm geschüttelt. Nach dem Reagierenlassen für 48 Stunden wurde die hergestellte Menge und die optische Aktivität von Pseudoephedrin in der Reaktionslösung mittels HPLC auf die gleiche Weise wie in Beispiel 1 gemessen. Demzufolge wurde selektiv nur d-Pseudoephedrin erhalten, wie in Tabelle 3 gezeigt ist.
Tabelle 3
(Beispiel 39) Herstellung von d-(1S,2S)-Pseudoephedrinhydrochlorid
Mycobacterium smegmatis IAM-12065 wurde in ein Medium inokuliert, das 1 % Glukose, 0,5 % Pepton und 0,3 % Hefeextrakt enthält, und eine Schüttelkultur wurde aerob bei 30 °C für 48 Stunden durchgeführt. Nachdem die Kulturlösung (1 l) zentrifugiert wurde, um die Bakterienzellen zu erhalten, wurden die Zellen in 50 ml Wasser suspendiert und nach der Zugabe von dl-2-Methylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (0,5 g) wurde bei 30 °C und 150 Upm geschüttelt. Einhundert Stunden nach dem Start des Schüttelns waren 7,0 g/l von d-Pseudoephedrin in der Reaktionslösung hergestellt. Nachdem die Reaktionslösung zentrifugiert wurde, um die Bakterienzellen zu entfernen, wurde der pH-Wert auf pH 12 oder größer durch Zugabe von Natriumhydroxid eingestellt. Methylenchlorid (100 ml) wurde zu dieser Reaktionslösung hinzugegeben und das Reaktionsprodukt wurde extrahiert. Das Lösungsmittel würde entfernt, Salzsäure wurde hinzugefügt und dann wurde durch Konzentrierung bis zur Trockenheit ein Hydrochloridsalz erhalten. Das Hydrochloridsalz wurde durch Zugabe von Ethanol aufgelöst und die weitere Zugabe von Ether kristallisierte das Reaktionsprodukt aus. Dementsprechend wurde d-Pseudoephedrinhydrochlorid erhalten. Die entstandenen d-Pseudoephedrinkristalle (0,32 g) wurden mittels HPLC analysiert (Säule Sumichiral AGP, hergestellt von Sumika Chemical Analysis Service; Durchmesser von 4 mm; Länge von 150 mm; 0,03 M Natriumphosphatpuffer; pH 7,0; Durchflussgeschwindigkeit von 0,5 ml/min; Detektion bei Licht der Wellenlänge von UV 220 nm) und es eine optische Aktivität von 100 % gefunden.
(Beispiel 40) Herstellung von d-(1S,2S)-Methylpseudoephedrin
Mycobacterium smegmatis IAM-12065 wurde in ein Medium inokuliert, das 1 % Glukose, 0,5 % Pepton und 0,3 % Hefeextrakt enthält, und eine Schüttelkultur wurde aerob bei 30 °C für 48 Stunden durchgeführt. Die Kulturlösung (1 l) wurde filtriert, um die Bakterienzellen zu erhalten, die erhaltenen daraus resultierenden Zellen wurden mit Wasser gewaschen und Wasser wurde hinzugefügt, um 50 ml von einer Suspension zu bilden. Zu der Suspension wurden 100 mg von 2-Dimethylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (2 g/l) hinzugegeben und bei 30 °C und 150 Upm für 48 Stunden geschüttelt. Nachdem die Reaktionslösung mittels HPLC analysiert wurde (Säule Sumichiral AGP, hergestellt von Sumika Chemical Analytical Center; Durchmesser von 4 mm; Länge von 150 mm; 0,03 M Natriumphosphatpuffer; pH 7,0; Durchflussgeschwindigkeit von 0,5 ml/min; Detektion bei Licht der Wellenlänge von UV 220 nm), wurde herausgefunden, dass 0,23 g/l d-(1S,2S)-Methylpseudoephedrin hergestellt wurden und dessen optische Aktivität 77 % war.
(Beispiel 41) Herstellung von 1-(1R,2R)-Pseudoephedrin
Amycolatopsis alba IFO 15602 wurde in ein Medium inokuliert, das 1 % Glukose, 0,5 % Pepton und 0,3 % Hefeextrakt enthält, und eine Schüttelkultur wurde aerob bei 30 °C für 48 Stunden durchgeführt. Die Kulturlösung (5 ml) wurde zentrifugiert, um die Bakterienzellen zu erhalten. Nachdem die Zellen in 1 ml von 0,1 M Natriumphosphat (pH 7,0) suspendiert wurden und dl-2-Methylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (1 mg) dieser Suspension hinzugefügt wurde, wurde eine Reaktion bei 30 °C und Schütteln bei 150 Upm für 48 Stunden durchgeführt wurde. Als die Reaktionslösung mittels HPLC analysiert wurde (Säule Sumichiral AGP, hergestellt von Sumitomo Chemical Analytical Center Co. Ltd.; Durchmesser von 4 mm; Länge von 150 mm; 0,03 M Natriumphosphatpuffer; pH 7,0; Durchflussgeschwindigkeit von 0,5 ml/min; Detektion bei UV-Licht der Wellenlänge 220 nm), wurde herausgefunden, dass selektiv l-Pseudoephedrin hergestellt wurde. Das Ergebnis ist in Tabelle 4 gezeigt.
(Beispiele 42 bis 46) Herstellung von 1-(1R,2R)-Pseudoephedrin
Abgesehen davon, dass die Mikroorganismen, die in Tabelle 4 gezeigt sind, anstelle von Amycolatopsis alba IFO 15602 verwendet wurden, wurde optisch aktives Pseudoephedrin auf die gleiche Weise wie in Beispiel 41 erhalten. Dementsprechend wurde selektiv nur l-Pseudoephedrin erhalten, wie in Tabelle 4 gezeigt ist.
Tabelle 4
(Beispiele 47 und 48) Herstellung von l-(1R,2R)-Pseudoephedrin
Abgesehen davon, dass die Mikroorganismen, die in Tabelle 5 gezeigt sind, anstelle von Amycolatopsis alba IFO 15602 verwendet wurden, wurde optisch aktives Pseudoephedrin auf die gleiche Art wie in Beispiel 41 erhalten. Die hergestellten Mengen und die optischen Reinheiten von l-Pseudoephedrin sind in Tabelle 5 dargestellt.
Tabelle 5
(Beispiel 49) Herstellung von l-(1R,2R)-Pseudoephedrin
Coprinus rhizophorus IFO 30197 wurde in ein Medium inokuliert, das 1 % Glukose, 0,5 Pepton und 0,3 % Hefeextrakt enthält, und eine aerobe Kultur wurde bei 30 °C für 48 Stunden durchgeführt. Nachdem diese Kulturlösung (5 ml) zentrifugiert wurde, um die Bakterienzellen zu erhalten, wurden die Zellen an Luft getrocknet und die entstandenen, getrockneten Bakterienzellen wurden in 1 ml von 0,05 M Tris-Salzsäure-Puffer (pH 7,5) suspendiert. Zu diesem wurden Glukose (50 mg), Glucosedehydrogenase (0,2 mg), NADP (0,6 mg), NAD (0,6 mg) und dl-2-Methylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (10 mg) zugegeben. Die Reaktion wurde bei 28 °C unter Schütteln bei 300 Upm für 48 Stunden durchgeführt. Die Reaktionslösung wurde mittels HPLC analysiert (Säule Sumichiral AGP, hergestellt von Sumika Chemical Analysis Service; Durchmesser von 4 mm; Länge von 150 mm; 0,03 M Natriumphosphatpuffer; pH 7,0; Durchflussgeschwin digkeit von 0,5 ml/min; Detektion bei Wellenlänge von UV 220 nm). Die herstellten Mengen und die optischen Aktivitäten von Pseudoephedrin wurden bestimmt. Demzufolge wurde selektiv nur l-Pseudoephedrin erhalten, wie in Tabelle 6 gezeigt ist.
Tabelle 6
(Beispiel 50) Herstellung von (1S,2S)-1-(p-Hydroxyphenyl)-2-methylamino-1-propanol
Der Stamm Rhodococcus erythropolis MAK-34 wurde in einem Medium (5 ml), das 1 % Saccharose, 0,5 % in Wasser eingeweichten Mais (com steep liquor), 0,1 % Kaliumdihydrogenphosphat, 0,3 % Dikaliumhydrogenphosphat und 0,1 % 1-Amino-2-propanol enthält, bei 30 °C für 48 Stunden unter Schütteln kultiviert. Die Bakterienzellen wurden entweder durch Zentrifugation oder Filtration geerntet. Zu diesen wurde eine adäquate Menge an Wasser 1 M Phosphatpuffer (0,2 ml; pH 7,0), Glukose (10 mg) und racemisches 1-(p-Hydroxyphenyl)-2-methylamino-1-propanonhydrochlorid (1 mg) hinzugegeben und das Ganze wurde gemischt. Ein Milliliter wurde geschüttelt zur Reaktion bei 30 °C für 48 Stunden. Die Reaktionslösung wurde entweder zentrifugiert oder filtriert. Der Überstand wurde mittels HPLC analysiert (μ Bondapakphenyl, hergestellt von Waters Inc.; Durchmesser von 4 mm; Länge von 300 mm; Eluent-0,05 M Natriumphosphatpuffer (enthaltend 7 % Acetonitril); pH 6,5; Durchflussgeschwindigkeit von 0,8 ml/min; Detektion bei einer Wellenlänge von UV 220 nm). Demzufolge wurde es bestätigt, dass 0,6 mg/ml Threo-1-(p-hydroxyphenyl)-2-methylamino-1-propanolhydrochlorid hergestellt wurde. Um die optische Reinheit von dem Produkt zu bestimmen, wurde die Probe mittels HPLC analysiert (Sumichiral OA-4900, hergestellt von Sumika Chemical Analysis Service; E-luent:Hexan:Dichlorethan:Methanol:Trifluoressigsäure = 240:140:40:1; Durchflussgeschwindigkeit von 1 ml/min; Detektion bei einer Wellenlänge von UV 254 nm). Dementsprechend wurde es herausgefunden, dass (1S,2S)-1-(p-Nydroxyphenyl)-2-methyl-amino-1-propanol in einer optischen Reinheit von 100 % erhalten wurde.
(Beispiele 51 bis 54) Herstellung von optisch aktivem 1-(p-hydroxyphenyl)-2-methylamino-1-propanol
Abgesehen davon, dass die Mikroorganismen, die in Tabelle 7 genannt sind, anstelle von Rhodococcus erythropolis Stamm MAK-34 verwendet wurden und den in der Tabelle genannten Kultivierungsbedingungen gefolgt wurde, wurde die Reaktion in der gleichen Weise bei wie Beispiel 50 durchgeführt und optisch aktives 1-(p-Hydroxyphenyl)-2-methylamino-1-propanol wurde erhalten. Die Ergebnisse sind in Tabelle 7 gezeigt. In allen Fällen wurde die optisch aktive Verbindung effizient erhalten.
Die Kulturbedingungen, die in den Tabellen 7–9 angeführt sind, sind wie folgt:
Kulturbedingungen 1: Ein Mikroorganismus wurde in ein Medium (20 ml) inokuliert, das 1 % Glukose, 0,5 % Pepton und 0,3 % Hefeextrakt (pH 7,0) enthält, und die Kultur wurde bei 30 °C für 48 Stunden unter Schütteln bei 150 Upm durchgeführt.
Kulturbedingungen 2: Ein Mikroorganismus wurde in ein Medium (20 ml, pH 6,0) inokuliert, das 5 % Malzextrakt und 0,3 % Hefeextrakt enthält, und die Kultur wurde bei 30 °C für 48 Stunden unter Schütteln bei 150 Upm durchgeführt.
Tabelle 7
(Beispiel 55) Herstellung von (1S,2S)-2-Ethylamino-1-phenyl-1-propanol
Rhodococcus erythropolis Stamm MAK-34 wurde in einem Medium (5 ml), das 1 % Saccharose, 0,5 % in Wasser eingeweichten Mais, 0,5 % Kaliumdihydrogenphosphat, 0,3 % Dikaliumhydrogenphosphat und 0,1 % 1-Amino-2-propanol enthält, unter Schütteln bei 30 °C für 48 Stunden kultiviert. Die Bakterienzellen wurden entweder durch Zentrifugation oder Filtration geerntet. Zu diesen wurde eine adäquate Menge von Wasser, 1 M Phosphatpuffer (0,2 ml, pH 7,0), Glukose (10 mg) und racemisches 2-Ethylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (1 mg) hinzugefügt und diese wurden gemischt. Ein Milliliter wurde für eine Reaktion bei 30 °C für 48 Stunden geschüttelt. Die Reaktionslösung wurde entweder zentrifugiert oder filtriert. Der Überstand wurde mittels HPLC analysiert (μ Bondaspherephenyl, hergestellt von Waters Inc.; Durchmesser von 4 mm; Länge von 150 mm; Eluent-0,05 M Natriumphosphatpuffer (enthaltend 7 % Acetonitril); pH 6,5; Durchflussgeschwindigkeit von 0,8 ml/min; Detektion bei einer Wellenlänge von UV 220 nm). Dementsprechend wurde bestätigt, dass 0,47 mg/ml Threo-2-ethylamino-1-phenyl-1-propanolhydrochlorid hergestellt wurde. Um die optische Reinheit des Produktes zu bestimmen, wurde die Probe mittels HPLC analysierte (Säule OD, hergestellt von Daicel Chemical Industries Ltd.; Durchmesser von 4,6 mm; Länge von 250 mm; Eluent-Hexan: Isopropanol: Diethylamin = 90:10:0,1; Durchflussgeschwindigkeit von 1 ml/min; Detektion bei Wellenlänge von UV 254 nm). Demzufolge wurde gefunden, dass das Produkt (1S,2S)-2-Ethylamino-1-phenyl-1-propanol (optische Reinheit: 100 %) ist.
(Beispiele 56 bis 58) Herstellung von (1R,2R)-2-Ethylamino-1-phenyl-1-propanol
Abgesehen davon, dass die in Tabelle 8 gezeigten Mikroorganismen anstelle Rhodococcus erythropolis Stamm MAK-34 verwendet wurden und die in der Tabelle genannten Kulturbedingungen befolgt wurden, wurde die Reaktion auf die gleiche Weise wie in Beispiel 55 durchgeführt und (1R,2R)-2-Ethylamino-1-phenyl-1-propanol wurde erhalten. Die Ergebnisse sind in Tabelle 8 gezeigt.
Tabelle 8
(Beispiele 59 bis 61) Herstellung von optisch aktivem 1-(m-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol
Die in Tabelle 9 aufgelisteten Mikroorganismen wurden in einem Medium (5 ml) bei 30 °C für 48 Stunden unter den entsprechenden Bedingungen geschüttelt kultiviert. Die Bakterienzellen wurden entweder durch Zentrifugation oder Filtration geerntet. Zu diesen wurde eine angemessene Menge von Wasser, 1 M Phosphatpuffer (0,2 ml, pH 7,0), Glukose (10 mg) und racemisches 1-(m-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanonhydrochlorid (1 mg) zugegeben und diese wurden gemischt. Ein Milliliter wurde geschüttelt für eine Reaktion bei 30 °C für 48 Stunden. Diese wurde entweder zentrifugiert oder filtriert. Der Überstand wurde mittels HPLC analysiert (μ Bondapakphenyl, hergestellt von Waters Inc.; Durchmesser von 4 mm; Länge von 300 mm; Eluent-0,05 M Natriumphosphatpuffer (enthaltend 7 % Acetonitril); pH 6,5; Durchflussgeschwindigkeit von 0,8 ml/min; Detektion bei Wellenlänge von UV 220 nm). Dementsprechend wurde es bestätigt, dass threo-1-(m-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol hergestellt wurde. Um die optische Reinheit von dem Produkt zu bestimmen, wurde die Probe mittels HPLC analysiert (Crownpak CR+, hergestellt von Daicel Chemical Industries Ltd.; Perchlorsäure, pH 2,0, 1,0 ml/min, UV 254 nm). Demzufolge wurde optisch aktiver 1-(m-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol in seiner sterischen Konfiguration, die in Tabelle 9 gezeigt ist, gefunden.
Tabelle 9
(Beispiel 62) Herstellung von (1R,2R)-1-(p-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol
Amycolatopsis alba IFO-15602 wurde kultiviert unter Kulturbedingungen 1, und die Bakterienzellen wurden entweder durch Zentrifugation oder Filtration geerntet. Zu diesen wurde eine angemessene Menge von Wasser, 1 M Phosphatpuffer (0,2 ml, pH 7,0), Glukose (10 mg) und racemisches 1-(p-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanonhydrochlorid (1 mg) hinzugefügt und diese wurden gemischt. Ein Milliliter wurde für die Reaktion bei 30 °C für 48 Stunden geschüttelt. Dieses wurde entweder zentrifugiert oder filtriert. Der Überstand wurde mittels HPLC analysiert (μ Bondapakphenyl, hergestellt von Waters Inc.; Durchmesser von 4 mm; Länge von 300 mm; Eluent-0,05 M Natriumphosphatpuffer (enthaltend 7 % Acetonitril); pH 6,5; Durchflussgeschwindigkeit von 0,8 ml/min; Detektion bei einer Wellenlänge von UV 220 nm). Demzufolge wurde es bestätigt, dass 0,03 mg/ml Threo-1-(p-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanolhydrochlorid produziert wurden. Um die optische Reinheit von dem Produkt zu bestimmen, wurde die Probe mittels HPLC normal analysiert (Crownpak CR+, hergestellt von Daicel Chemical Industries Ltd.; Perchlorsäure, pH 2,0, 1,0 ml/min, UV 254 nm). Demzufolge wurde gefunden, dass das Produkt (1R,2R)-1-(p-Hydroxyphenyl)-2-amino-1-propanol (optische Reinheit: 82 %) ist.
(Beispiel 63) Herstellung von (1S,2S)-1-Phenyl-2-amino-1-butanol
Helicostylum nigricans IFO-8091 wurde unter Kulturbedingungen 1 kultiviert. Die Bakterienzellen wurden entweder durch Zentrifugation oder Filtration geerntet. Zu diesen wurde eine adäquate Menge von Wasser, 1 M Phosphatpuffer (0,2 ml, pH 7,0), Glukose (10 mg) und racemisches 1-Phenyl-2-amino-1-butanonhydrochlorid (1 mg) hinzugegeben und diese wurden gemischt. Ein Milliliter wurde für eine Reaktion bei 30 °C für 48 Stunden geschüttelt. Die Reaktionslösung wurde entweder zentrifugiert oder filtriert. Der Überstand wurde mittels HPLC analysiert (μ Bondaspherephenyl, hergestellt von Waters Inc.; Durchmesser von 4 mm; Länge von 150 mm; Eluent-0,05 M Natriumphosphatpuffer (enthaltend 7 % Acetonitril); pH 6,5; Durchflussgeschwindigkeit von 0,8 ml/min; Detektion bei einer Wellenlänge von UV 220 nm). Demzufolge wurde gefunden, dass 0,62 mg/ml Threo-1-phenyl-2-amino-1-butanolhydrochlorid hergestellt wurden. Um die optische Reinheit von dem Produkt zu bestimmen, wurde die Probe mittels HPLC analysiert (OD von Daicel Chemical Industries Ltd.; Durchmesser von 4,6 mm; Länge von 250 mm; Hexan:Isopropanol: Diethylamin = 90:10:0,1; 1 ml/min; UV 254 nm). Entsprechend wurde gefunden, dass das Produkt (1S,2S)-1-Phenyl-2-amino-1-butanol ist.
(Beispiel 64) Herstellung von (1R,2R)-1-Phenyl-2-amino-1-butanol
Amycolatopsis orientalis IFO-12806 wurde unter den Kulturbedingungen 1 kultiviert und auf gleiche Weise wie in Beispiel 63 konnte 0,21 mg/ml (1R,2R)-1-Phenyl-2-amino-1-butanol hergestellt werden.
(Beispiel 65) Der Effekt der Zugabe von Induktor (1)
1-Amino-2-hydroxypropanon wurde zu dem Medium 1 (Tabelle 10) hinzugefügt, so dass eine Konzentration von 5 g/l erhalten werden konnte. Fünf Milliliter wurden dann in ein Teströhrchen gefüllt. Mit einem Silikonstopfen wurde dieses in einem Autoklaven bei 121 °C für 30 Minuten sterilisiert. Die Mikroorganismen, die in Tabelle 11 aufgelistet sind, wurden in dieses Medium und in ein Medium ohne Zugabe des Induktors inokuliert; und dann wurden diese unter Schütteln bei 300 Upm bei 30 ° für 48 Stunden kultiviert. Die Kultur (0,5 ml) wurde bei 10000 G für 20 Minuten zentrifugiert. Die Bakterienzellen, welche durch Entfernen von dem Überstand erhalten wurden, wurden durch Zugabe von Wasser suspendiert, um eine gleichmäßige Suspension zu präparieren. Zu diesem wurde Wasser, Puffer und dl-2-Methylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (10 mg) hinzugefügt, 1 ml bildend. Der eine Milliliter wurde in einem Teströhrchen eingefüllt und eine Reaktion fand statt unter Schütteln bei 150 Upm und bei 30 °C für 12 Stunden. Nach der Reaktion wurden die Bakterienzellen mittels Zentrifugation entfernt und der Über stand wurde auf eine HPLC aufgegeben, wobei die hergestellte Menge von Pseudoephedrin bestimmt wurde (HPLC-Bedingungen: μ Bondapakphenyl, hergestellt von Waters Inc.; Durchmesser von 4 mm; Länge von 300 mm; Eluent-0,05 M Natriumphosphatpuffer (enthaltend 7 % Acetonitril); pH 6,5; Durchflussgeschwindigkeit von 0,8 ml/min; Detektion bei einer Wellenlänge von UV 220 nm).
Wie die Ergebnisse in Tabelle 11 zeigen, zeigten die hergestellten Mengen von Pseudoephedrin einen erheblichen Anstieg, wenn die Kultivierung unter Zugabe von dem Induktor durchgeführt wurde, verglichen mit der Kultivierung ohne Zugabe von dem Induktor.
Tabelle 10
Tabelle 11
(Beispiel 66) Der Effekt der Zugabe von Induktor (2)
Rhodococcus erythropolis MAK-34 wurde in 5 ml von einem Medium (pH 7,0) inokuliert, das 1,0 % Saccharose, 0,5 % in Wasser eingeweichten Mais, 0,1 % Dikaliumhydrogenphosphat, 0,3 % Kaliumdihydrogenphosphat, 0,01 % p-Aminobenzoesäure und jeden Induktor enthält; und eine Schüttelkultur wurde durchgeführt bei 30 °C über 48 Stunden. Nachdem die Kultur zentrifugiert wurde, um die Bakterienzellen zu erhalten, wurden die Bakterienzellen in ein Teströhrchen platziert und durch Zugabe von 1,0 ml von 0,2 M Natriumphosphatpuffer (pH 7,0) resuspendiert. Hierzu wurde dl-2-Methylamino-1-phenyl-1-propanonhydrochlorid (10 mg) und Glukose (20 mg) hinzugegeben und die Reaktion wurde unter Schütteln bei 30 °C für 16 Stunden durchgeführt. Nach der Reaktion wurde die Reaktionslösung zentrifugiert, um die Bakterienzellen zu entfernen, und der Überstand wurde auf eine HPLC aufgegeben, um optisch aktives Pseudoephedrin herzustellen (μ Bondaspherephenyl, hergestellt von Waters Inc.; Durchmesser von 4 mm; Länge von 150 mm; Eluent: 7 % Acetonitril-0,05 M Natriumphosphatpuffer (pH 6,5); Durchflussgeschwindigkeit von 0,8 ml/min; Detektion bei einer Wellenlänge von 220 nm). Wie in Tabelle 12 gezeigt ist, zeigt die Produktion erheblich höhere Werte als dies ohne die Zugabe von dem Induktor der Fall ist.
Tabelle 12
(Vergleichsbeispiel 1)
Abgesehen davon, dass Brettanomyces anomalus IFO 0642 anstelle von Microbacterium arborescens IFO 3750 verwendet wurde, wurde die Herstellungsreaktion von Pseudoephedrin auf die gleiche Art wie in Beispiel 1 angewendet. Jedoch, kein reduziertes Produkt wurde erhalten.
(Vergleichsbeispiel 2)
Abgesehen davon, dass Candida guilliermondii IFO 0566 anstelle von Microbacterium arborescens IFO 3750 verwendet wurde, wurde die Herstellungsreaktion von Pseudoephedrin auf die gleiche Art wie in Beispiel 1 angewendet. Jedoch, kein reduziertes Produkt wurde erhalten.
(Vergleichsbeispiel 3)
Abgesehen davon, dass Schizosaccharomyces pombe IFO 0358 anstelle von Microbacterium arborescens IFO 3750 verwendet wurde, wurde die Herstellungsreaktion von Pseudoephedrin auf die gleiche Art wie in Beispiel 1 angewendet. Jedoch, kein reduziertes Produkt wurde erhalten.
(Vergleichsbeispiel 4)
Abgesehen davon, dass Bacillus subtilis IFO 3037 anstelle von Microbacterium arborescens IFO 3750 verwendet wurde, wurde die Herstellungsreaktion von Pseudoephedrin auf die gleiche Art wie in Beispiel 1 angewendet. Jedoch, kein reduziertes Produkt wurde erhalten.
Industrielle Anwendbarkeit
Wie oben beschrieben, gestattet es das Verfahren zum Herstellen von optisch aktivem β-Aminoalkohol gemäß dieser Erfindung, den β-Aminoalkohol mit der gewünschten optischen Aktivität aus einer enantiomeren Mischung einer α-Aminoketonverbindung oder einem Salz dieser in einer hohen Ausbeute sowie in einer hochselektiven Weise mittels eines einfachen Verfahrens herzustellen, während die Erzeugung von diastereomeren Nebenprodukten ausreichend vermieden wird.
Dementsprechend ermöglicht es diese Erfindung unter anderem Pseudoephedrine mit der gewünschten optischen Aktivität in einer hohen Ausbeute sowie in einer hochselektiven Weise herzustellen und ist somit wertvoll für die Herstellung von Arzneimitteln und deren Zwischenprodukten.

Claims

Ein Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols, das Verfahren umfassend, dass es wenigstens einem Mikroorganismus, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Morganella genus, der Gattung Microbacterium, der Gattung Sphingobacterium, der Gattung Nocardioides, der Gattung Mucor, der Gattung Absidia, der Gattung Aspergillus, der Gattung Penicillium, der Gattung Grifola, der Gattung Eurotium, der Gattung Ganoderma, der Gattung Hypocrea, der Gattung Helicostylum, der Gattung Verticillium, der Gattung Fusarium, der Gattung Tritirachium, der Gattung Mortierella, der Gattung Armillariella, der Gattung Cylindrocarpon, der Gattung Klebsiella, der Gattung Aureobacterium, der Gattung Xanthomonas, der Gattung Pseudomonas, der Gattung Mycobacterium, der Gattung Sporobolomyces, der Gattung Sporidiobolus, der Gattung Amycolatopsis, der Gattung Coprinus, der Gattung Serratia, der Gattung Rhodococcus und der Gattung Rhodotorula gehören, gestattet ist, auf eine enantiomere Mischung von einem α-Aminoketon oder eines Salzes davon mit der allgemeinen Strukturformel (I) einzuwirken:
wobei X gleich oder verschieden sein kann und für ein Element steht, das aus der Gruppe bestehend aus einem Halogenatom, Niederalkyl, Hydroxyl, optional geschützt mit einer Schutzgruppe, Nitro und Sulfonyl ausgewählt ist; n für eine ganze Zahl von 0 bis 3 steht; R¹ für Niederalkyl steht; R² und R³ gleich oder verschieden sein können und für ein Element stehen, das aus der Gruppe bestehend aus einem Wasserstoffatom und Niederalkyl ausgewählt ist; wobei Niederalkyl ein Alkyl mit ein bis sechs Kohlenstoffatomen ist; und "*" für ein asymmetrisches Kohlenstoffatom steht, um eine optisch aktive β-Aminoalkoholverbindung mit der ge wünschten optischen Aktivität zu erzeugen, welche die allgemeine Strukturformel (I) hat:
wobei X, n, R¹, R², R³ und "*" wie vorangestellt definiert sind.
Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß Anspruch 1, wobei der Mikroorganismus wenigstens ein Mikroorganismus ist, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu Morganella morganii, Mycobacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nocardioides. simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillium fungicola var. fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumoniae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterium smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coralliformis, Sporidiobolus johnsonii, Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amycolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens, Rhodococcus erythropolis, Rhodococcus rhodochrous und Rhodotorula aurantiaca gehören.
Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß Anspruch 1, wobei der Mikroorganismus wenigstens ein Mikroorganismus ist, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Morganella, der Gattung Mirobacterium, der Gattung Sphingobacterium, der Gattung No cardioides, der Gattung Mucor, der Gattung Absidia, der Gattung Aspergillus, der Gattung Penicillium, der Gattung Grifola, der Gattung Eurotium, der Gattung Ganoderma, der Gattung Hypocrea, der Gattung Helicostylum, der Gattung Verticillium, der Gattung Fusarium, der Gattung Tritirachium, der Gattung Mortierella, der Gattung Armillariella, der Gattung Cylindrocarpon, der Gattung Klebsiella, der Gattung Aureobacterium, der Gattung Xanthomonas, der Gattung Pseudomonas, der Gattung Mycobacterium, der Gattung Sporobolomyces und der Gattung Sporidiobolus gehören; und der β-Aminoalkohol mit der allgemeinen Strukturformel (II) (1S,2S)-Aminoalkohol ist.
Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß Anspruch 3, wobei der Mikroorganismus wenigstens ein Mikroorganismus ist, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu Morganella morganii, Micobacterium arborescens, Sphingobacterium multivorum, Nocardioides simplex, Mucor ambiguus, Mucor javanicus, Mucor fragilis, Absidia lichtheimi, Aspergillus awamori, Aspergillus niger, Aspergillus oryzae, Aspergillus candidus, Aspergillus oryzae var. oryzae, Aspergillus foetidus var. acidus, Penicillium oxalicum, Grifola frondosa, Eurotium repens, Ganoderma lucidum, Hypocrea gelatinosa, Helicostylum nigricans, Verticillium fungicola var fungicola, Fusarium roseum, Tritirachium oryzae, Mortierella isabellina, Armillariella mellea, Cylindrocarpon sclerotigenum, Klebsiella pneumoniae, Aureobacterium esteraromaticum, Xanthomonas sp., Pseudomonas putida, Mycobacterum smegmatis, Mycobacterium diernhoferi, Mycobacterium vaccae, Mycobacterium phlei, Mycobacterium fortuitum, Mycobacterium chlorophenolicum, Sporobolomyces salmonicolor, Sporobolomyces coralliformis und Sporidiobolus johnsonii gehören.
Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß Anspruch 1, wobei der Mikroorganismus wenigstens einen Mikroorganismus ist, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu der Gattung Amycolatopsis, der Gattung Coprinus, der Gattung Serratia und der Gattung Rhodotorula gehören; und der optisch aktive β-Aminoalkohol der allgemeinen Strukturformel (II) (1R,2R)-Aminoalkohol ist.
Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß Anspruch 5, wobei der Mikroorganismus wenigstens ein Mikroorganismus ist, der ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Mikroorganismen, die zu Amycolatopsis alba, Amycolatopsis azurea, Amycolatopsis coloradensis, Amycolatopsis orientalis lurida, Amycolatopsis orientalis orientalis, Coprinus rhizophorus, Serratia marcescens und Rhodotorula aurantiaca gehören.
Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß einem der Ansprüche 1-6, wobei der Mikroorganismus in einem Medium kultiviert wird, welchem ein Aktivitätsinduktor mit der allgemeinen Strukturformel (III) hinzugefügt wurde;
wobei R⁴ für Niederalkyl steht; R⁵ und R⁶ gleich oder verschieden sein können und jeweils für ein Wasserstoffatom, Niederalkyl oder Acyl stehen; und Y für C=O oder CH-OH steht, wobei Niederalkyl ein Alkyl mit ein bis sechs Kohlenstoffatomen ist.
Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß Anspruch 1, wobei der Mikroorganismus Rhodococcus erythropolis MAK-34 ist und der β-Aminoalkohol mit der allgemeinen Strukturfonnel (II) (1S,2S)-Aminoalkohol ist.
Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß Anspruch 1, wobei der Mikroorganismus Rhodococcus erythropolis IFO 12540 ist und der β-Aminoalkohol mit der allgemeinen Strukturformel (II) (1R,2R)-Aminoalkohol ist.
Verfahren zum Herstellen eines optisch aktiven β-Aminoalkohols gemäß Anspruch 1, wobei der Mikroorganismus Rhodococcus rhodochrous ist und der β-Aminoalkohol mit der allgemeinen Strukturformel (II) (1R,2R)-Aminoalkohol ist.