DE29521620U1 - Fluoreszierende Marker und diese enthaltender Reagenzsatz - Google Patents
Fluoreszierende Marker und diese enthaltender ReagenzsatzInfo
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Description
TER MEER - STEINMEISTER & PARTNER PATENTANWÄLTE - EUROPEAN PATENT ATTORNEYS
Dr. Nicolaus ter Meer, Dipl.-Chem. Helmut Steinmeister, Dipl.-lng.
Peter Urner, Dipl.-Phys. Manfred Wiefausoh
Gebhard Merkle, Dipl.-lng. (FH)
Mauerkircherstrasse 45 Artur-Ladebeck-Strasse 51
D-81679 MÜNCHEN D-33617 BIELEFELD
Case: FA-59784-DE/BIR Me/tM/mr
12.09.1997
THE REGENTS OF THE UNIVERSITY OF CALIFORNIA
Office of Technology Licensing Suite 510, 2150 Shattuck Avenue
Berkeley, CA 94720-1620, U.S.A.
Abzweigung aus DE 195 81 489.4
Internationaler Anmeldetag: 30. Januar 1995, PCT/US95/01205 Priorität: 01. Februar 1994, 08/189,924, USA
EINFÜHRUNG
Das Gebiet der Erfindung betrifft fluoreszierende Marker und einen Reagenzsatz,
welcher mindestens zwei dieser Marker umfaßt.
Es besteht ein wachsendes Bedürfnis dafür, in der Lage zu sein, Komponenten
oder Bestandteile von Mischungen zu identifizieren und quantitativ zu bestimmen.
Je komplexer die Mischung ist, um so größer ist das Interesse, dazu in der Lage zu sein, gleichzeitig eine Vielzahl der vorhandenen Komponenten nachzuweisen.
Ein Beispiel für diese Situation ist die Sequenzierung von DNA, wo es er-
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THE REGENTS OF THE UNIVERSITY Case: FA-59784-DE/BIR
wünscht ist, mit einer Laserquelle bei einer einzigen Wellenlänge in wirksamer
Weise eine bis vier Fluoreszenz-markierte Komponenten anzuregen und eine Fluoreszenzsignalemission
bei einer Vielzahl von unterscheidbaren Wellenlängen zu erzeugen. Bei dieser Situation sollten die verschiedenen Marker (Sonden oder Labei)
die elektrophoretische Beweglichkeit der Sequenzen, an welche sie gebunden sind, nicht beeinträchtigen.
Derzeit werden vier Methoden für die automatisierte DNA-Sequenzierung angewandt:
(1) Die DNA-Fragmente werden mit einem Fluorphor markiert, wonach man die Fragmente in benachbarten Sequenzierungsbahnen laufen läßt (Ansorge
et al.. Nucleic Acids Res. 15 (1987), 4593-4602); (2) die DNA-Fragmente werden
mit vier verschiedenen Fluorophoren markiert und sämtliche Fragmente werden in einer einzigen Bahn elektrophoretisch getrennt und nachgewiesen (Smith et
al.. Nature 321 (1986), 674-679); (3) jedes der Dideoxynucleoside bei der Terminationsreaktion
wird mit einem unterschiedlichen Fluorophor markiert und die vier Gruppen von Fragmenten werden in der gleichen Bahn laufen gelassen
(Prober et al., Science 238 (1987), 336-341); oder (4) die Gruppen von DNA-Fragmenten
werden mit zwei verschiedenen Fluorophoren markiert und die DNA-Sequenzen mit den Farbstoffverhältnissen codiert (Huang et al.. Anal. Chem. 64
(1992), 2149-2154).
AU diese Methoden besitzen signifikante Nachteile. Die Methode 1 besitzt die
möglichen Probleme von unterschiedlichen Beweglichkeiten in den verschiedenen Bahnen sowie einen geringen Durchsatz. Die Methoden 2 und 3 machen es
erforderlich, daJ3 die vier Farbstoffe durch eine Laserquelle gut angeregt werden
und daj3 sie deutlich unterschiedliche Emissionsspektren besitzen. In der Praxis
ist essehr schwierig, zwei oder mehrere Farbstoffe zu finden, welche in wirksamer
Weise mit einem einzigen Laser angeregt werden können und die gut getrennte Fluoreszenzsignale emittieren.
Wenn man Farbstoffe auswählt, die deutlich Rot-verschobene Emissionsspektren
besitzen, werden deren Absorptionsmaxima ebenfalls in den roten Bereich bewegt, so daj3 sämtliche Farbstoffe nicht mehr in wirksamer Weise mit der gleichen
Laserquelle angeregt werden können. Weiterhin wird es in dem MaJ3e, in dem mehr unterschiedliche Farbstoffe ausgewählt werden, schwieriger, alle Farbstoffe
derart auszuwählen, daß sie die gleiche Beweglichkeitsverschiebung der mar-
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kierten Moleküle verursachen.
Es besteht daher ein wesentliches Interesse dafür, verbesserte Methoden zu
schaffen, mit denen ein Multiplexing der Proben möglich wird, so daß eine Vielzahl
der Bestanteile oder Komponenten in dem gleichen System und in einem einzigen Lauf bestimmt werden kann. Es ist weiterhin erwünscht, daJ3 jeder Marker
eine starke Absorption bei einer gemeinsamen Wellenlänge besitzt, eine hohe Quantenausbeute der Fluoreszenz aufweist, eine starke Stokes-Verschiebung
der Emission zeigt, daj3 die verschiedenen Emissionen unterscheidbar sind und
daj3 die Marker die gleiche Mobilitätsverschiebung verursachen. Es ist schwierig,
diese widersprüchlichen Ziele lediglich durch Markieren der Moleküle mit einem einzigen Farbstoff zu erreichen.
Die vorliegende Erfindung schafft Zusammensetzungen und Verfahren zur Analyse
einer Mischung unter Verwendung einer Vielzahl von fluoreszierenden Markern (Sonden oder Label). Zur Erzeugung der Marker werden Paare oder Familien
von Fluorophoren an ein Grundgerüst gebunden, insbesondere ein Nucleinsäure-Grundgerüst,
wobei eines der Mitglieder der Familien bei etwa der gleichen Wellenlänge angeregt wird. Durch Ausnutzen des Phänomens der Energieübertragung
wird erreicht, daß die anderen Mitglieder einer jeden Familie bei einer nachweisbar unterschiedlichen Wellenlänge emittieren. Der Bereich der Abstände
zwischen den Donor- und Akzeptor-Chromophoren wird derart ausgewählt, daj3 eine wirksame Energieübertragung erreicht wird. Weiterhin werden gemeinsam
verwendete Marker derart ausgewählt, daß sie in einem Trennsystem ungefähr
die gleiche Mobilität besitzen. Dies wird dadurch erreicht, daJ3 man die Mobilität
der markierten Einheit verändert, indem man den Abstand zwischen den zwei oder mehreren Mitgliedern der Familie der Fluorophore variiert und Marker
mit der gleichen Mobilität auswählt. Die vorliegende Erfindung findet insbesondere
Anwendung bei Sequenzieren, wo die Fluorophore an universale oder andere Primer gebunden werden und unterschiedliche Fluorophor-Kombinationen für
die unterschiedlichen Dideoxynucleoside verwendet werden. Es werden auch Reagenssätze (Kits) von Marker-Kombinationen geschaffen.
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KURZE BESCHREIBUNG DER ZEICHNUNGEN
Fig. 1 verdeutlicht die Absorptions- und Emissionsspektren von FAM-3-TAM in
IxTBE;
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Fig. 2 zeigt ein CE-Elektropherogramm von FAM-3-TAM. Die Probe wurde
durch typische Kapillarelektrophorese-DNA-Sequenzierungsbedingungen mit einer Anregung bei 488 nm analysiert. Die grüne Spur ist das in
dem grünen Kanal (525 nm) nachgewiesene Fluoreszenzsignal, während die rote Spur das in dem roten Kanal (590 nm) nachgewiesene Fluoreszenzsignal
darstellt. Beide Kanäle werden gleichzeitig nachgewiesen;
Fig. 3 zeigt die Darstellung des Absorptions- und Emissionsspektrums von
FAM-4-ROX in IxTBE;
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Fig. 4 zeigt ein CE-Elektropherogramm von FAM-4-ROX. Die Probe wurde unter
typischen Kapillarelektrophorese-DNA-Sequenzierungsbedingungen mit einer Anregung bei 488 nm analysiert. Die grüne Spur ist das im
grünen Kanal (525 nm) nachgewiesene Fluoreszenzsignal, während die rote Spur das in dem roten Kanal (590 nm) nachgewiesene Fluoreszenzsignal
betrifft. Beide Kanäle werden gleichzeitig nachgewiesen;
Fig. 5 zeigt ein CE-Elektropherogramm von FAM-4-ROX und ROX-Primern. Die
beiden Primer werden in gleichen Konzentrationen in 80 % Formamid vermischt und in die Kapillare injiziert. Die Fluoreszenzsignale werden
bei einer Anregung bei 476 nm gleichzeitig in den grünen und roten Kanälen nachgewiesen;
Fig. 6 zeigt ein CE-Elektropherogramm einer Mischung aus FAM-3-ROX, FAM-4-ROX
und FAM-10-ROX und verdeutlicht die Abhängigkeit der Mobilität
vom Abstand zwischen Donor und Akzeptor. Die Probe wurde unter typischen Kapillarelektrophorese-DNA-Sequenzierungsbedingungen
bei einer Anregung von 488 nm analysiert; und
Fig. 7 zeigt einen Vergleich der Mobilitätsverschiebung unterschiedlicher
Farbstoffprimer an M13 mp 18 A-Fragment-DNA-Proben.
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BESCHREIBUNG SPEZIFISCHER AUSFUHRUNGSFORMEN
Es werden neue fluoreszierende Marker, Kombinationen von fluoreszierenden
Markern und deren Verwendung bei Trennungssystemen, welche die Trennung einer Vielzahl von Komponenten umfassen, bereitgestellt. Insbesondere umfassen
die fluoreszierenden Marker Paare von Fluorophoren, welche, mit einer Ausnahme, gemäß der die Fluorophore die gleichen sind, unterschiedliche Fluorophore
mit überlappenden Spektren umfassen, wobei die Donoremission die Akzeptorabsorption
überlappt, so daß sich eine Energieübertragung von dem angeregten Fluorphor auf das andere Mitglied des Paares ergibt. Es ist nicht wesentlich,
daß der angeregte Fluorophor tatsächlich fluoresziert, da es genügt, daß der angeregte Fluorophor dazu in der Lage ist, die Anregungsenergie in wirksamer
Weise zu absorbieren und sie in wirksamer Weise auf den emittierenden Fluorophor
zu übertragen.
Die Donor-Fluorophore der verschiedenen Familien von Fluorophoren können
gleichartig oder verschieden sein, sind jedoch dazu in der Lage, in wirksamer Weise
durch eine einzige Lichtquelle mit enger Bandbreite, insbesondere eine Laserquelle,
angeregt zu werden. Die Donor-Fluorophore besitzen eine signifikante Absorption von im allgemeinen mindestens etwa 10 %, vorzugsweise mindestens etwa
20 % des Absorptionsmaximums innerhalb von 20 nm voneinander, im allgemeinen innerhalb 10 nm und noch allgemeiner innerhalb 5 nm voneinander. Die
emittierenden oder Akzeptor-Fluorophore werden so ausgewählt, daß sie in der Lage sind, die Energie von den Donor-Fluorophoren aufzunehmen und Licht zu
emittieren, welches unterscheidbar und nachweisbar unterschiedlich ist. Demzufolge
ist man in der Lage, zwischen den Komponenten der Mischung, an die die verschiedenen Marker gebunden worden sind, zu unterscheiden. Im allgemeinen
emittieren die Marker bei Emissionsmaxima, die um mindestens 10 nm, vorzugsweise
mindestens 15 nm und noch bevorzugter mindestens 20 nm voneinander
getrennt sind.
Im allgemeinen absorbieren die Donor-Fluorophore im Bereich von etwa 350 bis
800 nm und noch allgemeiner im Bereich von etwa 350 bis 600 nm oder 500 bis 750 nm, während die Akzeptor-Fluorophore Licht im Bereich von etwa 450 bis
1000 nm, im allgemeinen im Bereich von etwa 450 bis 800 nm emittieren. Wie nachfolgend noch erläutert werden wird, kann mehr als ein Paar von absorbieren-
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den Molekülen angewandt werden, so daß man drei oder mehr Moleküle einsetzen
kann, wobei die Energie bei höheren Wellenlängen von einem Molekül zum nächsten übertragen wird, um in dieser Weise den Wellenlängenunterschied zwischen
der Absorption und der beobachteten Emission im starkem Maße zu vergrößern. 5
Die beiden Fluorophore sind über ein Grundgerüst oder eine Kette, im allgemeinen
eine Polymerkette, verbunden, wobei der Abstand zwischen den beiden Fluorophoren
variiert werden kann. Die physikalischen Grundlagen der Auslegung der Marker sind so, daj3 die Übertragung der optischen Anregung von dem Donor
auf den Akzeptor von der Beziehung 1 /R^ abhängt, worin R für den Abstand zwischen
den beiden Fluorophoren steht. Somit muß der Abstand derart ausgewählt werden, daß sich eine wirksame Energieübertragung gemäß dem gut bekannten
Foerster-Mechanismus von dem Donor zu dem Akzeptor ergibt. Somit kann der Abstand zwischen den beiden Fluorophoren, der durch die Anzahl der Atome in
der die beiden Fluorophore trennenden Kette bestimmt wird, in Abhängigkeit von der Art der Kette variiert werden. Man kann unterschiedliche Ketten oder Grundgerüste
verwenden, beispielsweise Nucleinsäuren, sowohl DNA als auch RNA, modifizierte Nucleinsäuren, beispielsweise solche, bei denen Sauerstoffatome
durch Schwefel, Kohlenstoff oder Stickstoff, Phosphate durch Sulfat oder Carboxylat
etc. ersetzt sind. Polypeptide, Polysaccharide, verschiedene Gruppen, die
stufenweise angefügt werden können, wie difunktionelle Gruppen, beispielweise Halogenamine oder dergleichen. Die Fluorophore können durch geeignete Funktionalisierung
der verschiedenen, den Marker bildenden Blöcke substituiert sein, wobei der Fluorophor je nachdem, auf dem zur Bildung des Markers verwendeten
Block vorliegen oder später angefügt werden kann. Man kann unterschiedliche herkömmliche chemische Verfahren anwenden, um sicherzustellen, daß
der geeignete Abstand zwischen den beiden Fluorophoren erreicht wird.
Die Molekulargewichte der Marker (Fluorophore plus Grundgerüst, an die siegebunden
sind) betragen im allgemeinen mindestens etwa 250 Dalton und nicht mehr als etwa 5.000 Dalton, im allgemeinen nicht mehr als etwa 2.000 Dalton.
Das Molekulargewicht des Fluorophors liegt im allgemeinen im Bereich von etwa
250 bis 1.000 Dalton, wobei die Molekulargewichte der Akzeptor-Donor-Paare auf unterschiedlichen Markern, die gemeinsam verwendet werden, im allgemeinen
um nicht mehr als etwa 20 % differieren. Die Fluorophore können im Inneren der Kette, an den Enden oder einer an einem Ende und der andere an einer Innen-
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position gebunden sein. Die Fluorophore können derart ausgewählt werden, daJ3
sie aus einer ähnlichen chemischen Familie stammen, wie Cyaninfarbstoffe, Xanthene
oder dergleichen. Somit kann man die Donoren aus der gleichen chemischen Familie, jedes Donor-Akzeptor-Paar aus der gleichen chemischen Familie
oder jeden Akzeptor aus der gleichen Familie auswählen.
Die erfindungsgemäJ3en Marker finden insbesondere Anwendung bei verschiedenen
Trennungsmethoden, wie der Elektrophorese, der Chromatographie oder dergleichen, bei denen man darauf abzielt, optimierte spektroskopische Eigenschäften,
hohe Empfindlichkeit und einen vergleichbaren Einfluß der Marker auf
das Wanderungsverhalten der zu analysierenden Komponenten vorliegen zu haben. Von besonderem Interesse ist die Elektrophorese, wie die Gelelektrophorese,
die Kapillarelektrophorese etc. Beispiele für chromatographische Methoden sind
die HPLC-Chromatographie, die Affinitätschromatographie, die Dünnschichtchromatographie,
die Papierchromatographie und dergleichen.
Es hat sich gezeigt, daJ3 der Abstand zwischen den beiden Fluorophoren die Beweglichkeit
des Markers beeinflußt. Demzufolge kann man unterschiedliche Farbstoffpaare verwenden und durch Variation des Abstands zwischen den verschiedenen
Farbstoffpaaren, innerhalb eines Bereichs, der noch eine gute Energieübertragung
ermöglicht, eine im wesentlichen konstante Beweglichkeit oder Mobilität der Marker sicherstellen. Die Mobilität steht zu dem spezifischen Abstand
nicht in Beziehung, so daß die Wirkung des Abstands auf die Mobilität eines besonderen Markers empirisch bestimmt werden muj3. Jedoch kann man aufgrund
der Flexibilität des Abstands der Fluorophore in den Markern durch Synthese einiger unterschiedlicher Marker mit unterschiedlichen Abständen und
unterschiedlichen Farbstoffpaaren eine Familie von fluoreszierenden Markern schaffen, welche eine gemeinsame Anregung, eine starke und unterscheidbare
Emission und im wesentlichen eine gemeinsame Mobilität besitzen. Im allgemeinen unterscheidet sich die Mobilität der Marker voneinander um nicht mehr als
etwa 20 %, vorzugsweise nicht mehr als etwa 10 % und noch bevorzugter nicht mehr als etwa 5 %, wenn sie für eine besondere Trennung eingesetzt werden. Die
Mobilität kann im allgemeinen dadurch bestimmt werden, daß man die Trennung der Marker als solche durchführt oder die Trennung der Marker, die an ein gemeinsames
Molekül gebunden sind, welches für die besondere Trennung wesentlich ist, beispielsweise ein Nucleinsäuremolekül der geeigneten Größe, wenn die
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angestrebte Anwendung die Sequenzierung ist.
Man kann eine große Vielzahl von fluoreszierenden Farbstoffen verwenden. Diese
Farbstoffe fallen in verschiedenartige Klassen, wobei Kombinationen von Farbstoffen,
die der gleichen Klasse oder unterschiedlichen Klassen angehören, eingesetzt werden können. Eingeschlossen hierin sind Farbstoffe, wie die Xanthenfarbstoffe,
beispielsweise Fluoresceine und Rhodamine, Cumarine, beispielsweise Umbelliferon, Benzimidfarbstoffe, beispielsweise Hoechst 33258, Phenanthridinfarbstoffe,
beispielsweise Texas Red, und Ethidiumfarbstoffe, Acridinfarbstoffe,
Cyaninfarbstoffe, wie Thiazolorange, Thiazolblau, Cy 5 und Cyfr, Carbazolfarbstoffe,
Phenoxazinfarbstoffe, Porphyrinfarbstoffe, Chinolinfarbstoffe oder dergleichen. Somit können die Farbstoffe im ultravioletten, sichtbaren oder infraroten
Bereich absorbieren. In der Mehrzahl der Fälle besitzen die fluoreszierenden Moleküle ein Molekulargewicht von weniger als etwa 2 kDalton und im allgemeinen
weniger als etwa 1,5 kDalton.
Der Energiedonor sollte einen starken molaren Absorptionskoeffizienten bei der
angestrebten Anregungswellenlänge besitzen, der wünschenswerterweise größer
als 10^, vorzugsweise größer als etwa 10^ cm" 1 M'l ist. Das Anregungsmaximum
des Donors und das Emissionsmaximum des Akzeptors (Fluoreszor) sind um mindestens 15 nm oder mehr getrennt. Das spektrale Überlappungsintegral zwischen
dem Emissionsspektrum des Donor-Chromophors und dem Absorptionsspektrum des Akzeptor-Chromophors und der Abstand zwichen den Chromophoren
werden derart ausgewählt, daß die Wirksamkeit der Energieübertragung von dem Donor auf den Akzeptor sich von 20 bis 100 % erstreckt.
DieTrennung von Donor undAkzeptor auf der Grundlage der Anzahl der Atome in
der Kette variiert in Abhängigkeit von der Art des Grundgerüsts, davon, ob es starr oder flexibel ist oder ob es Ringstrukturen oder nicht-cyclische Strukturen
oder dergleichen umfaßt. Im allgemeinen liegt die Anzahl der Atome in der Kette (wobei die Atome in den Ringstrukturen als die niedrigste Zahl von Atomen der
Seite des Rings, der in die Kette eingeschlossen ist, gerechnet wird) unterhalb etwa
200, im allgemeinen unterhalb etwa 150 Atomen, vorzugsweise unterhalb etwa 100 Atomen, wobei die Art des Grundgerüsts die Wirksamkeit der Energieübertragung
zwischen Donor und Akzeptor beeinflußt.
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Wenngleich im allgemeinen Paare von Fluorophoren verwendet werden, können
sich auch Situationen ergeben, bei denen bis zu vier unterschiedliche, im allgemeinen
nicht mehr als drei unterschiedliche Fluorophore, die an das gleiche Grundgerüst gebunden sind, Anwendung finden. Durch die Verwendung mehrerer
Fluorophore kann man die Stokes-Verschiebung in starkem MaJ3e vergrößern,
so daJ3 man die Anregung im sichtbaren Wellenlängenbereich bewirken und die
Emission im infraroten Wellenlängenbereich im allgemeinen unterhalb etwa 1.000 nm und allgemeiner unterhalb etwa 900 nm erreichen kann. Der Nachweis
von Licht im infraroten Wellenlängenbereich besitzt viele Vorteile, da es keine Beeinflussung
durch sich aus dem anregenden Licht ergebendem Raman- und Rayleigh-Licht
unterliegt. Um die Mobilität konstant zu halten, kann man die gleiche Anzahl von Fluorophoren auf den Markern verwenden, die eine Vielzahl des gleichen
Fluorophors aufweisen, welche der Anzahl der Fluorophore auf Markern mit unterschiedlichen Fluorophoren zur Erzeugung einer groj3en Stokes-Verschiebung
entspricht.
Die vorliegende Erfindung findet insbesondere Anwendung bei Nucleinsäureketten,
welche Nucleinsäureketten als Primer beim Sequenzieren, der Polymerasekettenreaktion,
insbesondere für das Sizing, oder andere Systeme, bei denen Primer für die Nucleinsäureverlängerung verwendet werden und angestrebt wird,
zwischen den verschiedenen Komponenten der Mischung in Abhängigkeit von den besonderen Markern zu unterscheiden. Beispielsweise kann man beim Sequenzieren
universale Primer verwenden, wobei fürjedes der bei der Ausdehnung während des Sequenzierens verwendeten verschiedenen Dideoxynucleoside ein
unterschiedliches Paar von Fluorophoren eingesetzt wird.
Es ist eine große Vielzahl von Nucleosiden erhältlich, welche funktionalisiert sind
und bei der Synthese eines Polynucleotide verwendet werden können. Durch Synthese
der vorliegenden Nucleinsäure-Marker kann man die spezifischen Stellen definieren, an denen die Fluorophore vorhanden sind. Man kann im Handel erhältliche
Syntheseeinrichtungen unter Anwendung üblicher Verfahrensweisen anwenden, so daß man irgendeine Sequenz erhalten kann, bei der das Paar der
Fluorophore den geeigneten Abstand aufweist.
Wenn unterschiedliche Primer bei der PCR verwendet werden, kann jeder der Primer
erfindungsgemäß markiert werden, so daß es ohne weiteres möglich ist, die
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Anwesenheit derTarget-Sequenz, die für jeden der verschiedenen Primer komplementär
ist, nachzuweisen. Weitere Anwendungen ergeben sich bei der Identifizierung von Isozymen unter Verwendung von spezifischen Antikörpern, bei der Identifizierung
von Lectinen unter Verwendung unterschiedlicher Polysaccharide und dergleichen.
Wie bereits angegeben worden ist, finden die in Rede stehenden Marker insbesondere
Anwendung beim Sequenzieren. Beispielsweise kann man universale Primer
herstellen, wobei der Primer irgendeiner der universalen Primer ist, der durch Binden der beiden Fluorophore an den Primer modifiziert worden ist. So sind verschiedene
handelsübliche Primer erhältlich, wie Primer aus pUC/M13, RgtlO, Rgt 11 und dergleichen. Siehe auch Sambrook et al. Molecular Cloning: A Laboratory
Manual, 2. Aufl., CSHL (1989), Sektion 13. Die DNA-Sequenzen werden in einem geeigneten Vektor geklont, welcher eine Primer-Sequenz aufweist, die an die
zu sequenzierende Sequenz gebunden ist. Es werden unterschiedliche 2',3'-ddNTP
verwendet, so daj3 die Termination an unterschiedlichen Stellen erfolgt in
Abhängigkeit von dem besonderen ddNTP, welches in der Kettenverlängerung vorhanden ist. Durch Verwendung der in Rede stehenden Primer wird jedes
ddNTP mit einem bestimmten Marker assoziiert. Nach der Extension mit dem KIenow-Fragment
können die sich ergebenden Fragmente dann in einer einzigen Bahn durch Elektrophorese oder in einer einzigen Kapillare durch Elektrophorese
getrennt werden, wobei man das endständige Nucleotid durch die Fluoreszenz des Markers nachweisen kann.
Man kann die in Rede stehenden Marker auch mit Immunkomplexen verwenden,
bei denen die Liganden oder Rezeptoren, beispielsweise Antikörper, markiert werden können, um die verschiedenen Komplexe oder Mitglieder der Komplexe
nachzuweisen. Wenn die Liganden bei der Trennungsmethode die gleiche Wanderungsfähigkeit
besitzen, kann man zur Bestimmung der Anwesenheit eines oder mehrerer solcher Liganden die verschiedenen Antikörper mit den unterschiedlichen
Markern, die bei unterschiedlichen Wellenlängen fluoreszieren, markieren, so daj3 sie auch dann nachweisbar sind, wenn sich eine Überlappung der Zusammensetzungen
bei der Trennung ergibt.
Es werden Reagenssätze oder Kits geschaffen, welche Kombinationen von Markern,
im allgemeinen mindestens zwei, umfassen. Jeder der Marker besitzt das
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Akzeptor-Donor-Paar, im allgemeinen mit vergleichbaren Grundgerüsten, wobei
die Marker längs des Grundgerüsts in der Weise getrennt sind, daj3 sich eine vergleichbare
Mobilität bei der anzuwendenden Trennungsmethode ergibt. Jeder der Marker in einer Gruppe, die gemeinsam verwendet werden sollen, absorbiert
etwa die gleiche Wellenlänge und emittiert bei unterschiedlichen Wellenlängen. Jeder der Marker in der Gruppe besitzt etwa die gleiche Wirkung auf die Mobilität
bei der Trennungsmethode als Ergebnis einer Variation der Anordnung der unterschiedlichen
Fluorophore längs des Grundgerüsts.
Die Reagenssätze umfassen im allgemeinen bis zu etwa sechs, allgemein bis zu etwa
vier unterschiedliche Marker, die zueinander passen, können jedoch auch zwei oder mehr Sätze von aufeinander angepaßten Markern mit zwei bis sechs unterschiedlichen
Markern umfassen.
Von besonderem Interesse sind Marker mit einem Nucleinsäure-Grundgerüst,
wobei die Marker im allgemeinen mindestens etwa 10 Nucleotide und nicht mehr
als etwa 50 Nucleotide, im allgemeinen nicht mehr als etwa 30 Nucleotide aufweisen.
Die Marker können auf den Nucleotiden vorliegen, welche zu der komplementären Sequenz hybridisieren, oder können von diesen Nucleotiden getrennt
vorliegen. Die Fluorophore sind im allgemeinen über eine geeignete Verbindungskette
von etwa 2 bis 20, allgemein 4 bis 16 Atomen in der Kette an das Nucleotid gebunden. Die Kette kann eine Vielzahl von funktionellen Gruppen aufweisen,
insbesondere Non-oxocarbonylgruppen, insbesondere Ester- und Amid-, Amino-,
Oxygruppen und dergleichen. Die Kette kann aliphatisch, alicyclisch, aromatisch,
heterocyclisch oder eine Kombination davon sein und umfaßt im allgemeinen Kohlenstoff-, Stickstoff-, Sauerstoff-, Schwefelatome oder dergleichen in
der Kette.
Die gesamte Nucleinsäuresequenz kann zu der 5'-Primersequenz komplementär
sein oder kann lediglich zu dem 3'-Abschnitt der Sequenz komplementär sein. Im allgemeinen sind mindestens etwa 4 Nucleotide vorhanden, allgemeiner mindestens
etwa 5 Nucleotide, welche bezüglich der zu kopierenden Sequenz komplementär sind. Die Primer werden mit der zu kopierenden Sequenz in dem geeigneten
Plasmid kombiniert, welches die Primersequenz am 3'-Ende des zu kopierenden
Strangs aufweist und zugesetztes dNTP mit einer geringen Menge des geeigneten ddntp. Nach der Extension kann die DNA isoliert und zur Trennung auf
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ein Gel oder eine Kapillare übertragen werden.
Die zu verwendenden Reagenssätze oder Kits umfassen mindestens zwei der in
Rede stehenden Marker, welche derart aufeinander angepaßt sind, daj3 sie im wesentlichen
die gleiche Absorption des Donor-Moleküls, unterschiedliche Emissionsspektren
und im wesentlichen die gleiche Mobilität besitzen. Im allgemeinen beträgt bei einsträngigen Nucleinsäuren der Abstand zwischen den Fluorophorenetwa
1 bis 15, allgemeiner 1 bis 12 undvorzugsweiseetwa2bis 10 Nucleoside.
10
10
Die folgenden Beispiele dienen der weiteren Erläuterung der Erfindung, ohne sie
jedoch einzuschränken.
Experimentelles
15
15
Auslegung und Synthese von mit Energie-Übertraguns-Fluoreszenzfarbstoffen
markierten Oligonucleotid-Markern für die Genanalyse
Man synthetisiert Deoxyoligonucleotide (mit einer Länge von 12 Basen) mit der
Sequenz S^GTnTCCCAGTC-S1, welche aus dem universalen Primer M13 ausgewählt
ist, mit Donor-Akzaptor-Fluorophor-Paaren, die mit unterschiedlichen Abständen
voneinander getrennt sind. Insbesondere enthält das 12-mer eine modifizierte
Base, welche durch die Verwendung von 5'-Dmiethoxytrityl-5-[N-(trifluoracetylaminohexyl)-3-acrylimido3-2'-deoxyuridin,3'-[{2-Cyanoethyl)-(N,N-diisopropyDI-phosphoramidit
(Amino-Modifizierungsmittel C6 dT) (Struktur 1) eingeführt worden ist, welche in der C-5-Position eine Verbindungskette (Linker) mit
primärem Amin aufweist.
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Case: FA-59784-DE/BIR
DMTO-^1
0-P-N(JPr)2
0-CH2CH2CN
Struktur 1. Amino-Modifizierungsmittel C6 dT
Der Donor-Farbstoff wird an das 5'-Ende des Oligomers gebunden und der Akzeptor-Farbstoff
wird an die primäre Aminogruppe an dem modifizierten Tgebunden. Die Abstände zwischen Donor und Akzeptor werden durch Variieren der Position
des modifizierten T in dem Oligomer geändert. Die Primer werden als D-N-A bezeichnet,
worin D für den Donor, A für den Akzeptor und N für die Anzahl der Basen zwischen D und A stehen. In sämtlichen hergestellten Primern handelt es sich
bei D um den Farbstoff FAM, ein Fluorescein-Derivat, der Firma Applied Biosystems
Inc. ("ABI"), während als A die Farbstoffe TAM oder ROX der Firma ABI eingesetzt
werden, welches beide Rhodamin-Derivate sind. Als repräsentatives Beispiel
ist im folgenden die Struktur von FAM-3-TAM dargestellt (Struktur 2).
HO.
Farn: abs, 495 &tgr;&igr;&tgr;&eegr;; em, 525 mn
&Zgr;— NH—(CH^i— NH-C=O
Struktur 2. FAM-3-TAM
Die Vorteile des hierin beschriebenen Ansatzes der Energieübertragung sind darin
zu sehen, daj3 (1) mit einer Anregung bei 488 nm eine große Stokes-Verschiebung
und wesentlich stärkere Fluoreszenzsignale erzeugt werden können und daJ3 (2) die Mobilität der Primer durch Variation der Abstände zwischen dem Do-
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nor und dem Akzeptor derart eingestellt werden können, daJ3 die gleiche Mobilität
erreicht wird. Das sichtbare Spektrum von FAM-3-TAM besitzt sowohl die Absorption
von FAM (495 nm) und von TAM (560 nm), wobei jedoch mit einer Anregung bei 488 nm annähernd die gesamte Emission von T ausgeht mit einem Maximum
bei 579 nm (Fig. 1). Dies verdeutlicht die wirksame Fluoreszenzenergieübertragung
von FAM auf TAM. Dies kann auch dadurch verdeutlicht werden, daj3 man den Primer durch eine Kapillarelektrophorese (CE)-Säule führt und den
Nachweis in roten und grünen Kanälen bewirkt. Mit einem FAM- und TAM-markierten Primer tritt annähernd die gesamte Emission in dem roten Kanal (590 nm)
auf (Fig. 2), was daraufhinweist, daß die Energie von dem Donor FAM annähernd
vollständig auf den Akzeptor TAM übertragen worden ist, wodurch sich eine Stokes-Verschiebung
von 91 nm ergibt. Die Beobachtung eines einzigen Peaks weist daraufhin, daJ3 der Primer rein ist. Das gleiche Ergebnis ergibt sich mit FAM-4-ROX,
welcher eine noch größere Stokes-Verschiebung von 114 nm erzeugt (Fig. 3
und 4). Man beobachtet eine Verstärkung der Fluoreszenzsignale bei den Energieübertragungs-Primern
im Vergleich zu Primern, die mit einem einzigen Farbstoff markiert worden sind, wobei in diesem Fall ein ABI ROX-Primer in dergleichen
Konzentration wie FAM-4-ROX (durch UV gemessen) in die gleiche Kapillare
injiziert worden ist. Es ist ersichtlich, daJ3 das sich ergebende Fluoreszenzsignal
von FAM-4-ROX mehr als 10-mal größer ist als das des ROX-Primers (Fig. 5).
Für die erfolgreiche Anwendung der mit Donor-Akzeptor-Fluorophoren markierten
Primer beim DNA-Sequenzieren ist es wesentlich, daß die Primer die gleiche Mobilitäts-Verschiebung der DNA-Fragmente ergeben und unterschiedliche FIuoreszenzsignale
zeigen. Es hat sich gezeigt, daß die Mobilität der Primer von dem Abstand zwischen Donor und Akzeptor abhängt (Fig. 6). FAM-4-ROX, FAM-3-ROX
und FAM-IO-ROX wurden auf einer Kapillare getrennt und in den roten und
grünen Kanälen nachgewiesen. Im Fall von FAM-IO-ROX verringert der vergrößerte
Abstand zwischen den Farbstoffen die Menge der Energieübertragung, was zu annähernd gleichen Signalen in beiden Kanälen führt. In dem Maß, in dem der
trennende Abstand verringert wird, nimmt das Ausmaß der Energieübertragung zu, was durch das verringerte relative grüne Signal verdeutlicht wird. FAM-3-ROX
und FAM-4-ROXzeigenjeweils eine ausgezeichnete Energieübertragung, jedoch
sind ihre Mobilitäten deutlich verschieden, was die Möglichkeit eröffnet, die Mobilitätsverschiebung durch Variieren des Abstands gezielt einzustellen. Um
eine genaue Anpassung der Mobilität zweier Primer mit unterschiedlichen Emis-
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sionsspektren zu erreichen, wurden auch FAM-3-FAM, FAM-4-FAM und FAM-10-FAM
hergestellt. In einer Bibliothek von hergestellten Primern (FAM-N-FAM,
FAM-N-TAM, FAM-N-ROX) hat sich gezeigt, daß A-Endgruppen aufweisende sequenzierende
Fragmente, die mit FAM-IO-FAM und FAM-3-R0X unter Verwendung
von Sequenase 2 hergestellt worden sind, sehr ähnliche Mobilitätsverschiebungen zeigen (Fig. 7), was ihr Potential für die DNA-Sequenzanalyse verdeutlicht.
Die Emissionen von FAM-10-FAM bzw. FAM-3-ROX liegen bei 525 nm bzw.
605 nm. Die Raman-Signale von Wasser sind bei diesen beiden Wellenlängen zu
vernachlässigen. Somit ergibt sich ein dramatisch gesteigertes Signal/Untergrund-Verhältnis.
I. Herstellung von 12-mer Oligonucleotiden, weiche ein modifiziertes T und einen
FAM-Marker an der 5'-Stellung besitzen
Die folgenden drei Primer wurden mit einer DNA-Synthetisiereinrichtung Modell
394 der Firma ABI im 0,2 &mgr;&Mgr;&ogr;&Igr;-Ma.ßstab hergestellt:
1 FAM-5'-GTn*TCCCAGTC-3'
(CH)2(CO)-NH-(CH2)O-NH2
2 FAM-5'-GTTTT*CCCAGTC-3'
(CH)2(CO)-NH-(CH2)O-NH2
3 FAM-5'-GTTrTCCCAG1*C-3'
" (CHMCO)-NH- (CH2)^NH2
Die modifizierte Base T*, die eine Amino-Verbindungskette aufweist, wird unter
Verwendung des Amino-Modifizierungsmittels C6 dT Phosphoramidite (Glen Research)
an der definierten Position eingeführt und FAM wird unter Verwendung von 6-FAM-Amidite (ABI) in der letzten Stufe der Synthese eingeführt. Nachdem
die Basensequenzen vollständig sind, werden die Oligonucleotide mit 1 ml konzentrierter
NH4OH von dem festen Träger (CPG) abgespalten. Die Aminoschutzgruppen
an den Basen (A, G, C und T*) werden durch Erhitzen der NH^OH-Lösung
während 4 Stunden auf ö5°C entfernt. Die Analyse durch Kapillarelektrophorese
zeigt, daß die Oligomere zu etwa 80 % rein waren und sie wurden direkt in dem nächsten Farbstoff-Kupplungsschritt eingesetzt.
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II. Befestigung des zweiten Fluoreszenzfarbstoffs an die Amino-Verbindungskette
der Oligomeren 1. 2 und 3
Als repräsentatives Beispiel ist das Reaktionsschema zur Kupplung des zweiten
Farbstoffs (TAM) an das Oligomer im folgenden dargestellt:
^f0 /TAM
1 + N-O-C
(CH)2(CO)-NH-(CH2)S-NH2 k^ H
Na2CO3ZNaHCO3 pH-9
DMSO
FAM-5M3TITTCCCAGTC-3'
(CH)2(CO)-NH-(CH2)^NH-C-TAM
FAM-3-TAM
Die mit FAM markierten Oligonucleotide (1, 2 und 3) werden über Nacht bei
Raumtemperatur in 40 &mgr;&idiagr; 0,5 M eines Na2CO3/NaHCO3-Puffers mit dem etwa
150-fachen Überschuß von entweder TAM-NHS-Ester, ROX-NHS-Ester oder FAM-NHS-Ester in 12 &mgr;&idiagr; DMSO inkubiert. Der nicht umgesetzte Farbstoff wird
durch Grö.ßenausschlu.ß-Chromatographie auf einer Sephadex G-25-Säule entfernt.
Die mit den beiden Farbstoffen markierten Oligonucleotide wurden dann durch 6 M Harnstoff-TBE, 20 % Acrylamidgel-Elektrophorese (40 cmx 0,8 cm) gereinigt.
Die reinen Primer wurden von dem Gel gewonnen und mit einer Oligonucleotid-Purification
Cartridge entsalzt. Die Kapillargelelektrophorese zeigt, daj3 die Reinheit der Primer
>99 % beträgt.
III. Herstellung von DNA-Sequenzierungsfragmenten mit FAM-3-ROX und FAM-1Q-FAM
Unter Verwendung von Sequenase 2.0 (USB) wurden M13mpl8 DNA-Sequenzierungsfragmente
mit A-Endgruppen hergestellt. Es wurden zwei Bindungslösungen in 600 &mgr;&Igr;-Fläschchen hergestellt: (1) 10 &mgr;&idiagr; Reaktionspuffer, 40 &mgr;&idiagr; einsträngiger
M 13mp 18-DNA und 6 &mgr;&idiagr; FAM-3-R0X; (2) 6 &mgr;&idiagr; Reaktionspuffer, 20 &mgr;&idiagr; einsträngiger
M 13mp 18-DNA und 3 &mgr;&idiagr; FAM-IO-FAM. Jedes Fläschchen wurde während 5
Minuten auf 65°C erhitzt und dann während 30 Minuten auf Raumtemperatur ab-
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THE REGENTS OFTHE UNIVERSITY Case: FA-59784-DE/BIR
kühlen gelassen und anschließend während 20 Minuten auf Eis gestellt, um sicherzustellen,
daj3 die kürzeren Primer vollständig zu der Matrize hybridisiert worden sind. Dann gibt man zu jedem auf Eis stehenden Fläschchen 3 &mgr;&idiagr; DTT, 20
&mgr;&idiagr; der ddA-Terminationsmischung und 12 &mgr;&idiagr; verdünnte Sequenase 2.0. Man inkubiert
die Reaktionsmischungen anfänglich während 20 Minuten bei 200C und
dann während weiterer 20 Minuten bei 37°C. Man unterbricht die Reaktion durch
Zugabe von 50 &mgr;&idiagr; 50 mM EDTA, 40 &mgr;&idiagr; 4 M NH4OH und 300 &mgr;&idiagr; 95 % EtOH. Man vermischt
die Lösungen gut und stellt während 20 Minuten auf Eis. Man entsalzt die Fragmente zweimal mit 75 %-iger kalter EtOH, trocknet im Vakuum und löst in 4
&mgr;&idiagr; 95 %-igem (V/V) Formamid und 50 mM EDTA. Man erhitzt die Probe während 3
Minuten zur Denaturierung der DNA und stellt dann bis zur Injektion der Probe in
das Kapillarelektrophoresegerät auf Eis. Die elektrokinetische Injektion wird während 30 Sekunden bei 10 kV durchgeführt.
Aus den obigen Ergebnissen ist ersichtlich, daJ3 man verwandte Zusammensetzungen,
beispielsweise mit zwei Fluorophoren funktionalisierte Polynucleotide derart einstellen kann, daß sich unterschiedliche Emissionswellenlängen bei hohen
Emissionsquantenausbeuten ergeben bei im wesentlichen der gleichen Anregungs-Lichtabsorption
und Mobilität. In dieser Weise können Mischungen von Komponenten unabhängig voneinander analysiert werden, wenn die unterschiedlichen
Komponenten mit Markern, welche unterschiedliche Fluoreszenz-Emissionsbanden aufweisen, unterschiedlich markiert werden können. Weiterhin
können die Zusammensetzungen ohne weiteres hergestellt und für eine Vielzahl von Anwendungszwecken eingesetzt werden und zeigen eine gute Stabilität
und verbesserte Fluoreszenzeigenschaften.
Sämtliche in diese Beschreibung genannten Veröffentlichungen und Patentanmeldungen
sind hierin so als Referenz eingefügt, als wenn jede einzelne Veröffentlichung oder Patentanmeldung spezifisch und individuell als Referenz anzufügen
angegeben worden wäre.
Wenngleich die obige Erfindung aus Gründen der Klarheit und des Verständnisses
im Detail durch Erläuterung und mit Beispielen beschrieben worden ist, ist für den Fachmann ersichtlich, daß im Lichte der Lehre der vorliegenden Erfindung
bestimmte Änderungen und Modifizierungen gemacht werden können, ohne daß der Geist oder der Umfang der beigefügten Ansprüche verlassen wird.
Claims (10)
1. Fluoreszierender Marker gekennzeichnet durch mindestens zwei an ein polymeres
Grundgerüst gebundene Fluorophore, wobei mindestens ein Fluorophor an die endständige End-Grundeinheit des polymeren Grundgerüsts gebunden ist
und der (die) andere(n) Fluorophor(e) an eine nicht-endständige Monomereneinheit
des polymeren Grundgerüsts gebunden ist (sind) und der endständig gebundene Fluorophor mit dem (den) anderen Fluorophor(en) in Energieübertragungsbeziehung
steht.
2. Marker nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß die Fluorophore
einen Donor- und einen Akzeptor-Fluorophor umfassen, wobei der Donor Licht im Wellenlängenbereich von 350 bis 800 nm absorbiert und der Akzeptor Licht im
Wellenlängenbereich von 450 bis 1000 nm emittiert.
3. Marker nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, daj3 der Unterschied
zwischen den Emissionsmaxima der Donor- und Akzeptor-Fluorophore 100 nm nicht übersteigt.
4. Marker nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daJ3 der Abstand zwischen
dem Paar der Fluorophoren etwa 2 bis 20 Monomereinheiten des polymeren Grundgerüsts beträgt.
5. Marker nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daj3 die Monomereneinheiten
des polymeren Grundgerüsts eine aus der Purine, Pyrimidine und hybridisierende Analoge davon umfassenden Gruppe ausgewählte Base umfassen.
6. Marker nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daJ3 das polymere
Grundgerüst ein Oligonucleotid ist.
7. Marker nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daJ3 das polymere
Grundgerüst eine Peptid-nucleinsäure ist.
8. Marker nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daj3 die Fluorophore
einen Donor- und Akzeptor-Fluorophor umfassen und der Donor-Fluorophor an
TER MEER - STEINMEISTER & PARTNER - 19 ■
THE REGENTS OF THE UNIVERSITY Case: FA-59784-DE/BIR 12.09.1997
1 das 5'-Ende des Oligonucleotids gebunden ist.
9. Marker nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daJ3 die Fluorophore
einen Donor- und einen Akzeptor-Fluorophor umfassen und der 5 Akzeptor-Fluorophor an das 5'-Ende des Oligonucleotids gebunden ist.
10. Reagenzsatz, dadurch gekennzeichnet, daJ3 er mindestens zwei
fluoreszierende Marker gemäß mindestens einem der Ansprüche 1 bis 9 10 umfaj3t.
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