WO2011021704A1 - 薬剤を植物体に取り込ませる方法 - Google Patents

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WO2011021704A1
WO2011021704A1 PCT/JP2010/064120 JP2010064120W WO2011021704A1 WO 2011021704 A1 WO2011021704 A1 WO 2011021704A1 JP 2010064120 W JP2010064120 W JP 2010064120W WO 2011021704 A1 WO2011021704 A1 WO 2011021704A1
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plant body
aggregate
plant
dispersion
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山口　正永
慎也 新居
佐藤　淳
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アース製薬株式会社
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    • A01N25/02—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators, characterised by their forms, or by their non-active ingredients or by their methods of application, e.g. seed treatment or sequential application; Substances for reducing the noxious effect of the active ingredients to organisms other than pests containing liquids as carriers, diluents or solvents
    • A01N25/04—Dispersions, emulsions, suspoemulsions, suspension concentrates or gels
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    • A01N25/30—Biocides, pest repellants or attractants, or plant growth regulators, characterised by their forms, or by their non-active ingredients or by their methods of application, e.g. seed treatment or sequential application; Substances for reducing the noxious effect of the active ingredients to organisms other than pests characterised by the surfactants

Definitions

  • the present invention relates to a method for incorporating a drug into a plant and a drug composition used in the method.
  • a mosquito coil As a means for controlling a pest by volatilizing a chemical, various methods have been conventionally known. For example, a mosquito coil, a mat type, a liquid type and a fan type electric mosquito trap, and a smoke agent can be mentioned. Since these means require a heating device, a blower, and other power sources and heat sources, there are problems such as high manufacturing costs and attention to handling.
  • Patent Document 1 a new means as shown in Patent Document 1 is being studied. That is, a chemical volatilization method is proposed in which a suspension of a chemical is sucked up by a cut flower without using an apparatus and a heat source, and the chemical is volatilized through the cut flower to control pests.
  • Patent Document 1 cannot obtain continuous volatilization of the drug, and is not practical. Moreover, even if it was made into a suspension using a hydrophilic solvent, it was difficult to separate and disperse the oil-soluble drug. In addition, hydrophilic solvents such as ethanol have a problem of causing phytotoxicity to plants. In addition, the technique involves immersing cut flowers in a suspension, and it has not been assumed at all through soil.
  • Patent Document 2 Non-Patent Document 1
  • the structural modification is performed for the purpose of enhancing the lipophilicity of the drug, there is a problem that effects such as insecticide and sterilization cannot be obtained sufficiently.
  • the method of promoting uptake into a plant by modifying the structure of the drug is a method that depends on the structure of the drug itself, which inevitably has a drawback in that the target pests and fungi are limited.
  • the drug is taken in from the roots through the soil, there is a problem that if the particle size of the drug is small, the drug tends to be adsorbed on the soil, and the drug does not reach the plant sufficiently and is not taken up.
  • the aggregate body is brought into contact with the plant body. It was found that by incorporating it into the body, the drug can be incorporated into the plant body with high efficiency, and the present invention was completed.
  • the present invention is as follows. 1. A method for incorporating a drug into a plant, comprising the following steps (1) and (2). (1) A step of obtaining a dispersion in which an aggregate in which the drug is encapsulated in an amphiphile and having a particle size of 100 nm or less is dispersed in an aqueous solvent (2) The dispersion obtained in step (1) is planted 1. Contacting at least a part of the body to incorporate the aggregate into the plant body 2. The method according to item 1 above, wherein in step (2), the dispersion is brought into contact with at least the root of the plant body. 3. 3. The method according to item 1 or 2, wherein step (2) is performed to produce a plant that volatilizes the drug. 4). 4.
  • a pharmaceutical composition for incorporating a drug into a plant body comprising a dispersion in which the drug is encapsulated in an amphiphilic substance and an aggregate having a particle size of 100 nm or less is dispersed in an aqueous solvent. 7). 7. The pharmaceutical composition according to item 6, which is used in the method according to any one of items 1 to 5.
  • the aggregate that encapsulates the drug in the amphiphile used in the method of the present invention is required to pass through the plant root, leaf and stem cuticle layers, root suberinized endothelium and inferior skin. It has lipophilicity and hydrophilicity required to dissolve in an aqueous solvent that is a migration solvent. Therefore, according to the method of the present invention, the drug can be efficiently taken into the plant body regardless of the nature and structure of the drug, and further, the drug can be volatilized continuously from the plant body. .
  • the smaller the particle size of the drug the stronger the adsorption to the soil.
  • the aggregate encapsulating the drug used in the present invention in the amphiphile has a small particle size of 100 nm or less.
  • FIG. 1 is a particle size distribution diagram of aggregates contained in the aggregate dispersion used in Example 1.
  • FIG. FIG. 2 is a diagram showing the results of analysis by gas chromatography of Example 1.
  • FIG. 3 is a diagram showing the results of analysis by gas chromatography of Example 1.
  • FIG. 4 is a diagram showing the results of analysis by gas chromatography of Example 1.
  • FIG. 5 is a diagram showing the results of analysis by gas chromatography of Example 1.
  • 6 is a diagram showing the results of analysis by gas chromatography of Example 2.
  • FIG. 7 is a diagram showing the results of analysis by gas chromatography of Example 2.
  • FIG. 8A is a diagram for explaining each plant used in Examples 4 and 5
  • FIG. 8B is a diagram for explaining each plant used in Examples 3 to 5.
  • FIG. 8 (c) is a diagram for explaining each plant used in Examples 1 and 4, and FIG. 8 (d) shows each plant used in Examples 4 and 5. It is a figure for demonstrating, FIG.8 (e) is a figure for demonstrating each plant body used in Example 5.
  • FIG. 9 is a diagram for explaining the experimental apparatus used in Examples 3-5.
  • 10 is a particle size distribution diagram of aggregates contained in the aggregate dispersion liquid used in Example 10.
  • FIG. 11 is a particle size distribution diagram of aggregates contained in the aggregate dispersion liquid used in Example 10.
  • FIG. 12 is a diagram for explaining the experimental apparatus used in Example 6.
  • FIG. 13 is a diagram showing the results of Example 6.
  • FIG. 14 is a diagram for explaining the experimental apparatus used in Reference Examples 1 to 3.
  • FIG. 15A is a diagram (plan view) for explaining the experimental apparatus used in Reference Examples 4, 6, and 7.
  • FIG. 15B is a diagram (perspective view) for explaining the experimental apparatus used in Reference Examples 4, 6, and 7.
  • FIG. 16 is a graph showing the results of Reference Example 4.
  • FIGS. 17A to 17C are diagrams for explaining each plant used in Reference Example 5.
  • FIG. FIG. 18 is a diagram for explaining the experimental apparatus used in Reference Example 5.
  • the method of the present invention is a method for incorporating a drug into a plant, comprising the following steps (1) and (2).
  • the dispersion obtained in step (1) is planted Step of bringing the aggregate into contact with at least a part of the body and taking it into the plant body
  • each step will be described in detail.
  • the drug is preferably a water-insoluble, slightly soluble or oil-soluble component.
  • active ingredients such as a pest control agent and a disinfectant, are mentioned suitably, for example.
  • the pest control agent include a pest repellent component and an insecticidal component. Pest control agents and fungicides can be mixed and used for pest control.
  • the drug may be the active ingredient itself or a mixture of a solid or liquid active ingredient with an auxiliary such as a solvent.
  • Pest repellent components include, for example, N, N-diethyl-m-toluamide, caran-3,4-diol (1S, 3S, 4S, 6R-caran-3,4-diol and 1S, 3R, 4R, 6R- Karan-3,4-diol, etc.), dimethyl phthalate, 2-ethyl-1,3-hexanediol, 2,3,4,5-bis ( ⁇ 2 -butylene) tetrahydrofurfural, di-n-propylisocinco Melonate, dibutyl succinate, diethyl mandelic acid amide, 2-hydroxyethyl octyl sulfide, 2- (2-hydroxyethyl) -1-piperidinecarboxylate 1-methylpropyl, geraniol, citronellal, eugenol and di-n-butyl succin And the like.
  • insecticidal component examples include allethrin, praretrin, enpentrin, resmethrin, imiprothrin, tetramethrin, tralomethrin, terrareslin, 1-ethynyl-2-fluoro-2-pentenyl 3- (2,2-dichlorovinyl) -2,2-dimethyl
  • examples thereof include cyclopropanecarboxylate, methofluthrin, transfluthrin, profluthrin, pyriproxyfen, fenitrothion, methoxadiazone, insecticidal essential oil and phytoncide.
  • disinfectant examples include triazimephone, metalaxyl, benomyl, carbendazim, fuberidazole, thiophanate, thiophanatemethyl, trialimol, hexaconazole, triflumizole, prochloraz, oxadixyl, dazomet, captan, captahol, quinometiownate And probenazole.
  • the drug is not particularly limited as long as it has the effect of the present invention, but preferably a drug that does not harm the plant body.
  • pest control agents for example, fragrances, deodorants, fragrances, essential oils, medical drugs and the like can be used.
  • a dispersion obtained by dispersing an aggregate in which an agent such as a fragrance and a deodorant is encapsulated in an amphiphilic substance is contacted with a plant body and placed indoors, the plant body Sustained effects are obtained by the chemicals taken up and volatilized.
  • a medical drug for example, when a dispersion liquid in which an aggregate containing menthol as a drug in an amphiphilic substance is dispersed in an aqueous solvent is brought into contact with the plant body and placed near the user, Relief of symptoms such as asthma and bronchitis can be expected by drugs volatilized from the body. Furthermore, by using an essential oil such as lavender as a drug, aromatherapy effects such as mental uplift and sedation can be expected from the similarly volatilized drug.
  • the amount of the drug used may be determined according to the target effect and the particle size of the aggregate, but is preferably 0.0001 to 10% by mass, more preferably 0.01 to 1% by mass with respect to the aqueous solvent. preferable.
  • One kind of a drug may be used alone, or a plurality of kinds may be used in combination.
  • amphiphile examples of the amphiphilic substance that can be used include polyhydric alcohols, various surfactants, clay minerals, gels, polymers, and lecithin.
  • polyhydric alcohol examples include dihydric alcohols such as ethylene glycol, propylene glycol, 1,3-butylene glycol and 3-methyl-1,3-butanediol, trihydric alcohols such as glycerin, sorbit and mannitol, etc.
  • dihydric alcohols such as ethylene glycol, propylene glycol, 1,3-butylene glycol and 3-methyl-1,3-butanediol
  • trihydric alcohols such as glycerin, sorbit and mannitol, etc.
  • Sugar alcohol is mentioned.
  • Nonionic surfactants include, for example, polyoxyethylene alkylphenyl, polyoxyethylene alkyl ether, fatty acid sorbitan ester, polyoxyethylene alkylphenyl ether, polyoxyethylene polyoxypropylene glycol, polyoxyethylene castor oil and polyoxyethylene Examples include hardened castor oil.
  • polyoxyethylene alkyl ether polyoxyethylene fatty acid sorbitan ester, polyoxyethylene alkylphenyl ether and polyoxyethylene hydrogenated castor oil are preferable.
  • anionic activator examples include phosphate, sulfate, sulfosuccinate and sulfonate.
  • Examples of the cationic activator include alkylamine salts and quaternary ammonium salts.
  • amphoteric activators examples include alkylamine oxides and alkylbetaines.
  • polymer examples include carboxymethyl cellulose and gum arabic.
  • amphiphiles are particularly preferred because they are less harmful to plants.
  • Other amphiphiles can also be used as long as they do not affect the plant body.
  • the addition amount of the amphiphile may be appropriately determined according to the particle size of the target aggregate.
  • the amount of amphiphile added may be 0.01 to 10 times the amount of drug.
  • the amount of amphiphile added can be increased in order to stabilize the dispersion and improve the spreading effect of the drug.
  • the amount is preferably 0.1 to 1000 times, more preferably 0.1 to 200 times the amount of the drug.
  • aqueous solvent for example, water and various buffer solutions are preferably used.
  • the buffer is preferably adjusted to pH 5 to 8, and for example, phosphate buffer, HEPES buffer, citrate buffer, and acetate buffer can be used.
  • the “aggregate” is a fine particle in which drug particles of an oily liquid or solid, or a mixture thereof are encapsulated in an amphiphilic substance.
  • the drug may be the active ingredient itself, or may be a mixture of a solid, crystalline, or liquid active ingredient with an auxiliary agent such as a solvent.
  • the drug is encapsulated in an amphiphilic substance, and the particle size is 100 nm or less.
  • the particle size of the aggregate is 100 nm or less, preferably 80 nm or less, and more preferably 60 nm or less. Moreover, usually 5 nm or more is preferable.
  • the particle size of almost the entire aggregate is 100 nm or less.
  • the particle size of the aggregate of 95% or more is preferably 100 nm or less.
  • the particle size of the aggregates within the above range, when the dispersion liquid in which the aggregates are dispersed in the soil is sprayed and the dispersion liquid and the plant body are brought into contact, the adsorption of the aggregates to the soil particles is prevented. In addition, the uptake of the drug from the roots of the plant can be promoted.
  • the particle size of the aggregate is measured with, for example, a particle size distribution measuring device Nanotrac UPA manufactured by Nikkiso Co., Ltd. as described later in the examples.
  • the particle size of the aggregate can be adjusted to a desired particle size by appropriately adjusting the stirring speed, the mixing ratio of the drug and the amphiphile, and the like.
  • the peripheral speed is preferably 5 to 50 m / s when a fill mix is used as the stirring device, and preferably 0.5 to 3 m / s when a stirrer is used.
  • a dispersion in which an association body in which a drug is encapsulated in an amphiphile and having a particle size of 100 nm or less is dispersed in an aqueous solvent can be obtained by known means, for example, a phase inversion emulsification method, a liquid crystal emulsification method, a PIT emulsification method, It can be prepared by a D-phase emulsification method, an ultrafine emulsification method using a solubilized region, a mechanical emulsification method, or the like.
  • a widely commercially available apparatus can be used for the preparation of the dispersion.
  • examples include a stirrer type such as a propeller and a magnetic stirrer, a mill type such as a ball mill, a bead mill and a roll mill, a high-speed shear type such as a homomixer and a fill mix, a collision type such as high-pressure jet, and an ultrasonic irradiation type.
  • the stirring condition is preferably a peripheral speed of 0.5 to 60 m / s, more preferably a peripheral speed of 1 to 50 m / s.
  • the stirring time is preferably 1 to 60 minutes, more preferably 3 to 20 minutes.
  • the temperature during stirring is preferably 20 to 80 ° C.
  • phase inversion emulsification method for example, while stirring an insoluble or hardly soluble drug in water, an amphiphilic substance is added and mixed, and an aqueous solvent is added thereto with stirring, and water droplets in oil (W / O)
  • W / O oil-in-water
  • O / W oil-in-water
  • additives may be added to the dispersion as necessary.
  • additives include plant growth regulators such as preservatives, gibberellins, fertilizer components, gelling agents, extenders, spreading agents, wetting agents, stabilizers, soaps, liquefied petroleum gas, dimethyl ether, fluorocarbon, etc.
  • plant growth regulators such as preservatives, gibberellins, fertilizer components, gelling agents, extenders, spreading agents, wetting agents, stabilizers, soaps, liquefied petroleum gas, dimethyl ether, fluorocarbon, etc.
  • propellant casein, gelatin, alginic acid, and carboxymethylcellulose.
  • silver thiocyanate aminooxyacetic acid, aminoethoxyvinylglycine, aminoisobutyric acid, isopropylideneaminooxyacetic acid ester, allocoronamic acid, cispropenylphosphonic acid, aminotriazole, 1-methylcyclopropene, guanidine chloride, sucrose , 8-hydroxyquinoline, citric acid, succinic acid, tartaric acid, water-soluble quaternary ammonium salt polysaccharide, water-soluble quaternary ammonium salt hydroxyalkyl polysaccharide, quaternary ammonium salt polymer, allyl isothiocyanate, etc. , Nutrients, ethylene scavengers, and the like, and preservatives composed of mixtures thereof.
  • the dispersion liquid in which the association body in which the drug is encapsulated in the amphiphile and having a particle diameter of 100 nm or less is dispersed in an aqueous solvent can be used as a dispersion liquid for incorporating the drug into the plant body.
  • This step is a dispersion of the aggregate obtained in the step (1).
  • the root, stem, and leaf of a plant body are preferable, a root and a leaf are more preferable, and a root is especially preferable.
  • Examples of the method of bringing the dispersion into contact with the plant include a method in which the roots or stems of the plant are brought into contact with the dispersion (for example, immersion), and a dispersion in artificial soil such as natural soil or polymer in which plants are planted. Treatment methods such as spraying, pouring and dropping.
  • an aggregate dispersion liquid to a leaf surface of a plant body by means, such as a spray and a brush.
  • the application amount in this case may be determined as appropriate depending on the type of the drug and the like, and the amount of the drug per 1 cm 2 of the leaf surface is exemplified by 10 to 100 ⁇ g.
  • the contact time between the aggregate dispersion and the plant body is not particularly limited, but is usually preferably 1 to 120 hours.
  • Plants used in the method of the present invention include, for example, gerbera, cineraria, deimorph oseca, dahlia, chrysanthemum, calendula, sunflower, sweet pea, yamafuji, pansy, radish, carnation, gypsophila, morning glory, rose, ume, bokeh, cherry blossom, snowy willow , Stock, habutton, daisy, statice, gentian, turkey, lily, teppo lily, black lily, octopus lily, tulip, alstroemeria, aloe, ornithogalum, hyacinth, gladiolus, freesia, iris, crocus, anizozans, narcissus, neline, amaryllis, , Periwinkle, primrose, cyclamen, primula, cymbidium, dendrobium, denfare, cattleya
  • the volatilization of the drug from the plant body means the volatilization of the drug from a part exposed on the ground other than the root of the plant body.
  • the drug taken into the plant by the method of the present invention is preferably volatilized from the whole plant, and more preferably volatilized from the leaves and stems of the plant.
  • the plant body that has incorporated the drug by the method of the present invention can be used as a plant body that volatilizes the drug in the space, that is, a medium for volatilizing the drug.
  • the plant can be volatilized indoors by, for example, installing the plant body in which the drug is taken up by the method of the present invention indoors. Thereby, for example, an effective pest control effect can be obtained.
  • the agricultural product when applying the method of the present invention to agricultural products, by bringing the dispersion in which the aggregate is dispersed in an aqueous solvent into contact with the plant body, the agricultural product can be made self-defense against harmful insects. Damage can be prevented.
  • d ⁇ dT-cyphenothrin Gokyrat-S (manufactured by Sumitomo Chemical Co., Ltd.) Metofluthrin: Eminence (Sumitomo Chemical Co., Ltd.) Transfluthrin: Biothrin (manufactured by Bayer CropScience) Profluthrin: Fairy Tail (manufactured by Sumitomo Chemical Co., Ltd.) Empentrin: Vaporthrin (Sumitomo Chemical Co., Ltd.) D-limonene: D-limonene (manufactured by Nippon Terpene Chemical Co., Ltd.) POE sorbitan monolaurate: Rheodor TW-L106 (manufactured by Kao Corporation) POE hydrogenated castor oil: Emanon CH-40 (manufactured by Kao Corporation) POE alkyl ether:
  • Example 1 ⁇ Preparation of test sample> According to the formulations 1 and 2 shown in Table 1, a dispersion (samples 1 and 2) was prepared in which an aggregate in which a drug (d ⁇ dT-cyphenothrin) was encapsulated in an amphiphile was dispersed in water. The particle size of the aggregate was adjusted by the mixing ratio of the drug and the amphiphile and the stirring conditions.
  • the dispersion was prepared using a stirrer [Tokyo Rika Co., Ltd., EYELA NZ-1200] under the conditions shown in Table 2.
  • the particle size of the aggregates contained in Samples 1 and 2 was measured with a particle size distribution analyzer Nanotrac UPA manufactured by Nikkiso Co., Ltd. The results are shown in Tables 3 to 5 and FIG. In Tables 3 and 4, the unit of the measured value of the particle diameter is “ ⁇ m”, but it can be converted to “nm” by multiplying the measured value by 1000.
  • specimens 1 and 2 were irrigated into the soil of the test plant.
  • a 20 cm total height of the genus Bleonia genus Sperflorens in a commercially available pot pot was used.
  • the irrigation treatment was performed using a Pasteur pipette so that the dispersion liquid was not directly applied to the plant body.
  • the amount of the aggregate dispersion of each specimen to be irrigated into the soil was 100 ml.
  • ⁇ Preprocessing> Grind the upper part of the plant body with a mixer, add 30 ml of acetonitrile, and stir until uniform with a juicer. (2) Ultrasonic extraction for 30 minutes, followed by paper filtration, acetonitrile is added to the residue, and ultrasonic extraction is performed for 30 minutes. (3) After paper filtration, the filtrate is made up to 100 ml with acetonitrile, 20 ml is taken into a centrifuge tube, and 10 ml of 0.5 M phosphate buffer and 10 g of sodium chloride are added. (4) After centrifugation (3000 rpm, 30 minutes), the oil phase is mounted on an ODS mini column (1000 mg), and the eluate is concentrated to dryness.
  • the analysis chart of Sample 1 having an aggregate particle size of 11.9 to 21.2 nm shows d ⁇ dT-cyphenothrin at the same retention time as the standard sample. The peak was confirmed, and it was found that the drug was incorporated into the plant body.
  • Example 2 ⁇ Preparation of test sample> Dispersions (specimens 3 to 5) in which aggregates in which an agent (transfluthrin or d ⁇ dT-cyphenothrin) is encapsulated in an amphiphile are dispersed in water according to formulations 3 to 5 shown in Table 6 was prepared. The particle size of the aggregate was adjusted by the amount of amphiphile added.
  • the dispersion was prepared using a stirrer [As One Co., Ltd., Magnetic Stirrer REXIM® RS-6D] under the conditions shown in Table 7.
  • the bottle mouth of the sample bottle 20 and the plant body 10 were covered with a tight aluminum foil 30 so that there was no gap. After 24 hours from the start of liquid absorption, the plants were analyzed by gas chromatography. The blank was made to absorb water and perform the same operation.
  • the sample preparation method for analysis and analysis conditions were the same as in Example 1.
  • FIGS. 1-10 An analysis chart by gas chromatography is shown in FIGS.
  • Example 3 ⁇ Preparation of test sample> According to the formulations 6 to 10 shown in Table 9, dispersions (specimens 6 to 10) were prepared in which aggregates in which a drug (at least one of metfurthrin and transfluthrin) was encapsulated in an amphiphile were dispersed in water. The particle size of the aggregate was adjusted by the amount of amphiphile added and the stirring conditions.
  • the dispersion was prepared according to the conditions shown in Table 10 according to Filmmix [Primix Co., Ltd. K. Fill mix].
  • Begonia sempaflorence (total height of about 20 cm in a commercially available pot) was used as a test plant body.
  • 20 female squids were used as test insects.
  • Sample 7 having an aggregate particle size of 167.5 to 972.3 nm and Sample 8 having an aggregate particle size of 121.5 to 308.4 nm have a knockdown rate of 0%. It was found that the coalescence was not taken up by the plant body.
  • Example 4 ⁇ Preparation of test sample> An aggregate dispersion (specimens 11 and 12) was prepared according to formulations 11 and 12 shown in Table 13 below. The particle size of the aggregate was adjusted by the amount of amphiphile added.
  • the particle size of the aggregates contained in the dispersions of the specimens 11 and 12 was measured with a particle size distribution analyzer Nanotrac UPA manufactured by Nikkiso Co., Ltd. The results are shown in Table 14.
  • Begonia sempaflorence (total height of about 20 cm in a commercially available pot) was used as a test plant body.
  • 20 female squids were used as test insects.
  • Root hydroponic treatment As shown in FIG. 8B, a 50 ml glass sample bottle 20 was filled with the aggregate dispersion. Subsequently, the plant body 10 was taken out from the pot pot, and the soil was washed off to expose the roots and inserted into the sample bottle 20. The bottle mouth of the sample bottle 20 and the plant body 10 were covered with a tight aluminum foil 30 so that there was no gap.
  • Irrigation treatment As shown in FIG.
  • the plant body 10 placed in a pot pot is placed in a 150 mm ⁇ 150 mm ⁇ 150 mm PET box 40 having a hole of ⁇ 50 mm on the top surface, The plant body 10 was passed through.
  • the aggregate dispersion liquid is applied with the brush 60 so that the leaf surface in the box 40 is sufficiently wetted, and is tightly sealed with the aluminum foil 30 so that there is no gap between the hole and the plant body 10 to isolate the upper and lower parts of the plant body. did.
  • the test insect was released into a 100 mm ⁇ 200 mm cage made of 16 mesh made of PET.
  • KT50 indicates the time (minutes) required for 50% of the pests to be knocked down
  • KT90 indicates the time (minutes) required for 90% of the pests to be knocked down.
  • test insects should be knocked down in the specimen 12 having an aggregate particle size larger than 100 nm.
  • the particle size of the aggregate is 100 nm or less, when the aggregate is incorporated into the plant body, the drug incorporated into the plant body volatilizes from the plant body and exhibits a repellent effect. .
  • Example 5 ⁇ Preparation of test sample> According to the formulations 13 to 23 shown in Tables 16 to 17 below, aggregate dispersions (specimens 13 to 23) were prepared. The particle size of the aggregate was adjusted by the amount of amphiphile added.
  • the particle size of the aggregate contained in the aggregate dispersion liquid of Samples 13 to 23 was measured with a particle size distribution analyzer Nanotrac UPA manufactured by Nikkiso Co., Ltd. The results are shown in Tables 18 to 20 and FIGS. In Tables 18 and 19, the unit of the measured value of the particle size is “ ⁇ m”, but it can be converted to “nm” by multiplying the measured value by 1000.
  • the plant bodies shown in Tables 21 to 23 were used as test plant bodies. In addition, 20 female squids were used as test insects.
  • the aggregate dispersion was contacted by the methods shown in Tables 21-23.
  • the methods shown in Tables 21 to 23 are as follows: i) to vi).
  • i) Cut flower hydroponics As shown in FIG. 8A, a 50 ml glass sample bottle 20 was filled with the aggregate dispersion. The plant body 10 was taken out from the pot, cut at the lower end of the stem, and inserted into the sample bottle 20. The bottle mouth of the sample bottle 20 and the plant body 10 were covered with a tight aluminum foil 30 so that there was no gap.
  • Root hydroponic treatment As shown in FIG. 8B, a 50 ml glass sample bottle 20 was filled with the aggregate dispersion.
  • the plant body 10 in a pot pot is placed in a 150 mm ⁇ 150 mm ⁇ 150 mm PET box 40 having a hole of ⁇ 50 mm on the top surface, The plant body 10 was passed through.
  • the aggregate dispersion liquid is applied with the brush 60 so that the leaf surface in the box 40 is sufficiently wetted, and is tightly sealed with the aluminum foil 30 so that there is no gap between the hole and the plant body 10 to isolate the upper and lower parts of the plant body. did.
  • the test insect was released into a 100 mm ⁇ 200 mm cage made of 16 mesh made of PET.
  • KT50 indicates the time (minutes) required for 50% of the pests to knock down.
  • the drug is taken into the plant body and the drug is volatilized from the plant body by any of the root hydroponic treatment, soil treatment, and foliar treatment. . Moreover, the tendency for it to be hard to be absorbed when the aggregate particle size is large was confirmed in both soil treatment and foliar treatment.
  • Example 6 ⁇ Preparation of test sample> An aggregate dispersion (specimens 24 and 25) having the composition shown in Table 24 below was prepared. The particle size of the aggregate was adjusted by the amount of amphiphile added.
  • the particle size of the aggregates contained in the aggregate dispersion liquid of Samples 24 and 25 was measured with a particle size distribution measuring device Nanotrac UPA manufactured by Nikkiso Co., Ltd. The results are shown in Tables 25 to 26 and FIGS. In Table 25, the unit of the measured value of the particle size is “ ⁇ m”, but can be converted to “nm” by multiplying the measured value by 1000.
  • Dropping treatment The aggregate dispersion liquid was dropped into the stock of the test plant body in a shower.
  • Leaf surface treatment The aggregate dispersion was sprayed onto the leaf surface of the test plant body by spraying.
  • Irrigation treatment A bottle (ampule type 2 g ⁇ 4) filled with an aggregate dispersion was inserted in the vicinity of the root of the plant.
  • test insects 50 females of Aedes albopictus were used and ventilated 13 times per hour. The test was carried out at 27 to 29 ° C., and the test was completed because the test plant body had withered 3 days after the treatment.
  • Repellent rate (Number of landings without processing-Number of landings with sample processing) / Number of landings with no processing x 100
  • both specimens 24 and 25 showed high repellent effect by foliar treatment.
  • the repellent effect was sustained in the specimen 24 in which the drug was metfurthrin.
  • the aggregate dispersion liquid was dropped into the stock of the test plant body with a shower, the sample 25 in which the drug was transfluthrin had higher repellent efficacy.
  • Example 7 ⁇ Preparation of test sample> An aggregate dispersion (specimen 26) was prepared according to the formulation 26 shown in Table 31 below. The particle size of the aggregate was adjusted by the amount of amphiphile added.
  • the particle size of the aggregate contained in the aggregate dispersion of the specimen 26 was measured with a particle size distribution measuring device Nanotrac UPA manufactured by Nikkiso Co., Ltd. The results are shown in Table 32.
  • Begonia sempaflorence (total height of about 20 cm in a commercially available pot) was used as a test plant body.
  • a 50 ml glass sample bottle 20 was filled with the aggregate dispersion.
  • the plant body 10 was taken out from the pot, and the soil was washed off to expose the roots and inserted into the sample bottle 20.
  • the bottle mouth of the sample bottle 20 and the plant body 10 were covered with a tight aluminum foil 30 so that there was no gap.
  • the plant created in (1) above and a blower for space agitation (made by Earth Pharmaceutical Co., Ltd., roughly matted in a 150 mm x 150 mm x 150 mm PET box with a 50 mm hole in the top surface Instrument, 2.2 liters / second) was installed.
  • the following items were subjected to sensory evaluation by 25 panelists on the plant body that was immediately sealed and appeared at the top from the top hole.
  • the following blank is an example in which the above experiment was repeated except that only water was put into the sample bottle without using the aggregate dispersion of the specimen 26.
  • Example 3 was “fresher” and “citrus-based scent” compared to the blank. Therefore, it was found that when the aggregate dispersion of specimen 26 was brought into contact with the test plant body, the scent of D-limonene was recognized at a high rate.
  • ⁇ Efficacy test> As a test plant body, mugwort and giant peony were used, and the root part was cut off. A test plant body (100 g or 200 g) was immersed in each aggregate dispersion of specimens 27 to 29. Only the stem portion of the test plant was immersed in the aggregate dispersion.
  • a glass chamber measuring 70 cm long x 70 cm wide x 70 cm high was prepared, and the plant body was placed in a container as shown in FIG. 14 (no ventilation).
  • the container was filled with an aggregate dispersion of specimens 27-29.
  • a lid was formed with a food wrap (film) in order to prevent volatilization of the drug from the aggregate dispersion liquid over the entire opening of the container except for the portion where the test plant was placed in the container.
  • test plant was exposed to wind (2.2 liters / second) with a no-mat device using Earth Pharmaceutical Co., Ltd., and 17 female squids were released into the glass chamber, and the values of KT50 and KT90 were calculated. .
  • Table 34 The results are shown in Table 34.
  • KT50 indicates the time (minutes) required for 50% of the pests to be knocked down
  • KT90 indicates the time (minutes) required for 90% of the pests to be knocked down.
  • mosquito coils were used as a control.
  • the drug in the mosquito coil was dl ⁇ d-T80-alleslin (0.25%).
  • KT50 and KT90 of mosquitoes were confirmed under any conditions.
  • the result was highly effective.
  • medical agent from a plant body has volatilized more chemical
  • test plant treated by any one of the methods (1) to (3) was placed in the glass chamber used in Reference Example 1, and the same test as in Reference Example 1 was performed.
  • test plant body processed by the method of said (1) is the same as the reference example 1, except for the arrangement
  • a lid was formed on the entire pot opening with food wrap, except for the part of the plant placed in the pot.
  • test plant was exposed to wind (2.2 liters / second) with a no-mat device using Earth Pharmaceutical Co., Ltd., and 17 female squids were released into the glass chamber. After one day, KT50 and KT90. The value of was calculated. The results are shown in Table 35.
  • Reference Example 3 In Reference Example 2, the test plant subjected to soil and foliar treatment with the aggregate dispersion of specimen 28 was placed in a glass chamber, and after 5, 7, 10, 11, 14, 20, 25, 31 days, Then, 17 female squids were released, and KT50 and KT90 were calculated. The results are shown in Table 36 (note that KT50 and KT90 after one day are also shown in the same manner as in Reference Example 2).
  • the glass chamber was stored in a 25 ° C. draft.
  • Mugwort and Giant peony were used as test plant bodies.
  • the mass of the plant per pot was about 100 g.
  • 200 g of artificial soil (Horokoro Co., Ltd., horticultural soil) is put as soil, and 100 g of the test plant is planted, 2 pot tests (2 pots of 100 g of test plant per pot) Used).
  • this is referred to as a sample.
  • Test group 1 Spray the aggregate dispersion of specimen 30 on the leaves and soil of the sample by spraying, and leave it for one day.
  • Test group 2 50 ml of the aggregate dispersion of the specimen 31 is sprayed on the leaves and soil of the sample by spraying and left for one day.
  • Test group 3 50 ml of the aggregate dispersion of the specimen 32 is sprayed on the leaves and soil of the sample by spraying and left for one day.
  • Test group 4 Spray the aggregate dispersion of the specimen 33 on the leaves and soil of the sample by spraying, and leave it for one day.
  • Test group 5 50 ml of the aggregate dispersion of the specimen 31 is sprayed only on the soil of the sample by spraying and left for one day.
  • Test group 6 Spray the aggregate dispersion of the specimen 30 on the leaves and soil of the sample by spraying and leave it for 25 days.
  • Test group 7 Further, the aggregate dispersion of the specimen 31 is sprayed on the treated sample in the test group 5 only on the soil by spraying 50 ml (total 100 ml).
  • test group 6 the sample 30 was treated with 50 milliliters of the sample 30 and the sample was left for 25 days, but after 20 minutes, a high repellent effect was observed. Further, even when the aggregate dispersion was treated only on the soil as in the test sections 5 and 7, a sufficient effect was exhibited after about 30 minutes. Therefore, it turned out that the chemical
  • the aggregate dispersion As the aggregate dispersion, the aggregate dispersion (specimen 31) having the formulation 31 shown in Table 37 was used. In order to prevent chemical volatilization as shown in FIG. 17 (C), wrap and aluminum foil are used to spray 50 ml of the treatment liquid on the part indicated by the dotted line in FIG. 17 (B). The lower plant body surface and the pot part were covered, and only the part which the chemical
  • a glass chamber measuring 70 cm in length ⁇ 70 cm in width ⁇ 70 cm in height was prepared, and a specimen (plant) was placed in the approximate center of the glass chamber (no ventilation) as shown in FIG.
  • the sample was exposed to wind (1.4 liters / second) with an instrument made of Earth Pharmaceutical Co., Ltd. and no mat, and 17 female squids were released into the glass chamber, and the values of KT50 and KT90 were calculated. The results are shown in Table 39.
  • Reference Example 6 The same specimen (plant) as in Reference Example 5 was used. As shown in FIGS. 15A and 15B, a 12 tatami room with a ventilator was partitioned, and a blower (174 liters / second), the specimen (plant) produced in Reference Example 5, and a person were arranged. Fifty females of Aedes albopictus were released at the positions shown in FIGS. 15 (a) and (b).
  • the repellent effect at the start-up was slightly slow, but a high repellent effect was confirmed from about 30 minutes after the start of the test. It was thought that the repellent effect against mosquitoes was confirmed because the chemicals treated on the body surface of the plant body migrated to the other body surface of the plant body and volatilized.
  • the fragrance used in Formulation 35 is a mixture of 5.26 g of dl-camphor, 4.68 g of turpentine, 2.82 g of l-menthol, and 1.33 g of eucalyptus oil.
  • test plant bodies mini roses (Rosaceae) and rubinas (Leguminosae) were used.
  • a No. 5 pot 200 g of artificial soil (manufactured by Hanagokoro Co., Ltd., gardening soil) was added as soil, and the plant bodies were planted from the roots.
  • the specimen (plant body) treated with the aggregate dispersion liquid and the control were placed in a 20 cm long x 20 cm wide x 20 cm high box, respectively, and the odor was filled. The presence or absence of a difference in scent between the body) and the control was confirmed.
  • the three panelists evaluated that the smell was stronger than the control, and the three panelists evaluated that the smell of camphor was.
  • the fragrance of the plant body was clearly changed by treating the ground surface with the dispersion in which the aggregate containing the fragrance as a drug was dispersed, and the fragrance contained the component of the fragrance. It was thought that. Therefore, it turned out that a plant body takes in a fragrance

Abstract

　薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を得る工程および得られた分散液を植物体の少なくとも一部と接触させて、会合体を植物体に取り込ませる工程を含む、薬剤を植物体に取り込ませる方法。

Description

薬剤を植物体に取り込ませる方法
　本発明は、植物体に薬剤を取り込ませる方法および該方法に用いる薬剤組成物に関する。
　薬剤を揮散させて害虫を防除する手段としては、従来から種々のものが知られている。例えば、蚊取り線香、マット式、液体式およびファン式電気蚊取器並びに燻煙剤などが挙げられる。これらの手段は、加熱装置や送風装置、その他の電源や熱源を必要とすることから製造コストがかかり、取り扱いに注意が必要になるなどの問題点があった。
　このような状況の中、特許文献１に示されたような新たな手段が検討されている。即ち、装置および熱源などを用いることなく、薬剤の懸濁液を切花に吸い上げさせ、切花を通して薬剤を揮散させて害虫を防除する薬剤の揮散方法が提案されている。
　しかしながら、特許文献１の技術は薬剤の持続的な揮散を得ることはできず、実用性に乏しいものであった。また、親水性溶媒を用いて懸濁液としても、油溶性薬剤が分離してしまい分散させることは困難であった。また、エタノール等の親水性溶媒は植物体に薬害を与えるという問題もあった。さらに、当該技術は切花を懸濁液に浸漬させるもので、土壌を介することは全く想定していないものであった。
　一方、農業や園芸分野において、植物体に薬剤を取り込ませる技術について検討がなされている。例えば、浸透移行性薬剤は、根、葉および茎などを経て植物体に取り込まれてその効果を発現するが、植物体のクチクラ層、根のスベリン化した内皮および下皮などによって、薬剤の植物体への侵入が阻害されることが知られている。また、植物体に薬剤を取り込ませるためには、用いる薬剤の親油性が高く、また植物体内での移行に適した水に溶解可能であることが必要である。そのため、薬剤の分配係数（Ｌｏｇ　Ｐ）を考慮して、親油性および親水性のバランスを調整し、薬剤の構造設計を行うことで、薬剤に浸透移行性を発揮させるための研究開発がなされている（特許文献２、非特許文献１）。
日本国特開平１０－１８２３０５号公報 日本国特表２００７－５３４７１６号公報
農薬の生有機化学と分子設計：江藤守聡（１９８５）
　しかしながら、薬剤の親油性を高めることを目的として構造改変を行うと、殺虫、殺菌等の効果が充分に得られなくなるという問題がある。また、薬剤の構造改変により植物体への取り込みを促進する方法は、薬剤自体の構造に依存した方法であるため、必然的に対象となる害虫および菌などが限られるという欠点があった。さらに、土壌を介して根から薬剤を取り込ませる場合、薬剤の粒径が小さいと土壌に吸着される傾向が強く、薬剤が植物体に充分に到達せず、取り込まれないという問題がある。
　上記課題を鑑みて検討した結果、薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を植物体に接触させて当該会合体を植物体に取り込ませることにより、高い効率で薬剤を植物体に取り込ませることができることを見出し、本発明を完成させた。
　すなわち、本発明は、以下のとおりである。
１．以下の工程（１）および（２）を含む、薬剤を植物体に取り込ませる方法。
（１）薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を得る工程
（２）工程（１）で得られた分散液を植物体の少なくとも一部と接触させて、会合体を植物体に取り込ませる工程
２．工程（２）において、分散液を植物体の少なくとも根と接触させる前項１に記載の方法。
３．工程（２）が薬剤を揮散する植物体を製造するために行われる、前項１または２に記載の方法。
４．工程（２）が薬剤を植物体から揮散させるために行われる、前項１～３のいずれか１項に記載の方法。
５．薬剤が害虫防除剤である前項１～４のいずれか１項に記載の方法。
６．薬剤が両親媒性物質に内包され、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を含有する、植物体に薬剤を取り込ませるための薬剤組成物。
７．前項１～５のいずれか１項に記載の方法に用いる、前項６に記載の薬剤組成物。
　本発明の方法に用いる、薬剤を両親媒性物質に内包する会合体は、植物体の根、葉および茎のクチクラ層、根のスベリン化した内皮および下皮を通過するために必要とされる親油性、および移行溶媒である水系溶媒に溶解するために必要とされる親水性を有している。そのため本発明の方法によれば、薬剤の性質や構造に依らず、効率的に薬剤を植物体に取り込ませることができ、さらには植物体から当該薬剤を持続して揮散させることが可能となる。
　また、薬剤の粒径が小さいほど土壌への吸着が強まる傾向があるが、本発明に用いる薬剤を両親媒性物質に内包する会合体は、粒径が１００ｎｍ以下と小さいにもかかわらず、会合体を水系溶媒に分散させた分散液の状態で植物体と接触させることで、土壌に吸着されることなく薬剤が植物体（特に根）に到達し、取り込ませることができる。
図１は、実施例１で用いた会合体分散液に含有される会合体の粒度分布図である。 図２は、実施例１のガスクロマトグラフィーによる分析の結果を示す図である。 図３は、実施例１のガスクロマトグラフィーによる分析の結果を示す図である。 図４は、実施例１のガスクロマトグラフィーによる分析の結果を示す図である。 図５は、実施例１のガスクロマトグラフィーによる分析の結果を示す図である。 図６は、実施例２のガスクロマトグラフィーによる分析の結果を示す図である。 図７は、実施例２のガスクロマトグラフィーによる分析の結果を示す図である。 図８（ａ）は、実施例４、５で使用した各植物体を説明するための図であり、図８（ｂ）は、実施例３～５で使用した各植物体を説明するための図であり、図８（ｃ）は、実施例１、４で使用した各植物体を説明するための図であり、図８（ｄ）は、実施例４、５で使用した各植物体を説明するための図であり、図８（ｅ）は、実施例５で使用した各植物体を説明するための図である。 図９は、実施例３～５で使用した実験装置を説明するための図である。 図１０は、実施例１０で用いた会合体分散液に含有される会合体の粒度分布図である。 図１１は、実施例１０で用いた会合体分散液に含有される会合体の粒度分布図である。 図１２は、実施例６で使用した実験装置を説明するための図である。 図１３は、実施例６の結果を示す図である。 図１４は、参考例１～３で使用した実験装置を説明するための図である。 図１５（ａ）は、参考例４、６、７で使用した実験装置を説明するための図（平面図）である。図１５（ｂ）は、参考例４、６、７で使用した実験装置を説明するための図（斜視図）である。 図１６は、参考例４の結果を示すグラフである。 図１７（Ａ）～（Ｃ）は、参考例５で使用した各植物体を説明するための図である。 図１８は、参考例５で使用した実験装置を説明するための図である。
　以下、本発明をさらに詳細に説明する。本発明の方法は、以下の工程（１）および（２）を含む、薬剤を植物体に取り込ませる方法である。
（１）薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を得る工程
（２）工程（１）で得られた分散液を植物体の少なくとも一部と接触させて、会合体を植物体に取り込ませる工程
　以下、各工程に分けて詳述する。
（１）薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を得る工程
　この工程は、薬剤、両親媒性物質および水系溶媒を含む混合液を、攪拌等の方法で処理し、薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を得る工程である。
（薬剤）
　薬剤としては、水溶性ではない、微溶性及び油溶性の成分が好ましい。薬剤としては、例えば、害虫防除剤、殺菌剤などの活性成分が好適に挙げられる。害虫防除剤としては、例えば、害虫忌避成分および殺虫成分が挙げられる。害虫防除剤と殺菌剤を混合し、病害虫防除に用いることもできる。薬剤は、活性成分自体であってもよいし、固体や液状の活性成分を溶剤などの助剤と混合したものであってもよい。
　害虫忌避成分としては、例えば、Ｎ，Ｎ－ジエチル－ｍ－トルアミド、カラン－３，４－ジオール（１Ｓ，３Ｓ，４Ｓ，６Ｒ－カラン－３，４－ジオールおよび１Ｓ，３Ｒ，４Ｒ，６Ｒ－カラン－３，４－ジオール等）、フタル酸ジメチル、２－エチル－１，３－ヘキサンジオール、２，３，４，５－ビス（Δ２－ブチレン）テトラヒドロフルフラール、ジ－ｎ－プロピルイソシンコメロネート、コハク酸ジブチル、ジエチルマンデル酸アミド、２－ヒドロキシエチルオクチルスルフィド、２－（２－ヒドロキシエチル）－１－ピペリジンカルボン酸１－メチルプロピル、ゲラニオール、シトロネラール、オイゲノールおよびジ－ｎ－ブチルサクシネート等が挙げられる。
　殺虫成分としては、例えば、アレスリン、プラレトリン、エンペントリン、レスメトリン、イミプロトリン、テトラメトリン、トラロメトリン、テラレスリン、１－エチニル－２－フルオロ－２－ペンテニル　３－（２，２－ジクロロビニル）－２，２－ジメチルシクロプロパンカルボキシラート、メトフルトリン、トランスフルトリン、プロフルトリン、ピリプロキシフェン、フェニトロチオン、メトキサジアゾン、殺虫性精油およびフィトンチッド等が挙げられる。
　殺菌剤としては、例えば、トリアジメホン、メタラキシル、ベノミル、カルベンダジム、フベリダゾール、チオファネート、チオファネートメチル、トリアリモール、ヘキサコナゾール、トリフルミゾール、プロクロラズ、オキサディキシル、ダゾメット、キャプタン、カプタホール、キノメチオーナート、プロベナゾール等が挙げられる。
　薬剤としては、本発明の効果を奏するものであれば特に制限されないが、植物体に害を及ぼさないものが好ましい。また上述した病害虫防除剤の他に、例えば、芳香剤、消臭剤、香料、精油および医療用薬剤等を用いることができる。
　例えば、芳香剤および消臭剤などの薬剤を両親媒性物質に内包する会合体を水系溶媒に分散させた分散液を植物体に接触させて、屋内等に設置しておくと、植物体に取り込まれて揮散した薬剤により、持続的な効果が得られる。
　また、医療用薬剤として、例えば薬剤であるメントールを両親媒性物質に内包する会合体を水系溶媒に分散させた分散液を植物体に接触させて、使用者の近くに置いておくと、植物体から揮散した薬剤により喘息および気管支炎等の症状の緩和が期待できる。さらに薬剤としてラベンダー等の精油を用いることで、同様に揮散した薬剤により精神高揚や鎮静等のアロマテラピー効果が期待できる。
　薬剤の使用量は、目的とする効果および会合体の粒径に応じて決定すればよいが、水系溶媒に対して、０．０００１～１０質量％が好ましく、０．０１～１質量％がより好ましい。薬剤は一種を単独で用いてもよく、複数種を組み合わせて用いてもよい。
（両親媒性物質）
　両親媒性物質としては、例えば、多価アルコール、各種界面活性剤、粘土鉱物、ゲル、ポリマー、レシチン等を用いることができる。
　多価アルコールとしては、例えば、エチレングリコール、プロピレングリコール、１，３－ブチレングリコールおよび３－メチル－１，３－ブタンジオール等の２価アルコール、グリセリン等の３価アルコール、ソルビットおよびマンニット等の糖アルコールが挙げられる。
　ノニオン系界面活性剤としては、例えば、ポリオキシエチレンアルキルフェニル、ポリオキシエチレンアルキルエーテル、脂肪酸ソルビタンエステル、ポリオキシエチレンアルキルフェニルエーテル、ポリオキシエチレンポリオキシプロピレングリコール、ポリオキシエチレンヒマシ油およびポリオキシエチレン硬化ヒマシ油などが挙げられる。
　これらの中でも、ポリオキシエチレンアルキルエーテル、ポリオキシエチレン脂肪酸ソルビタンエステル、ポリオキシエチレンアルキルフェニルエーテルおよびポリオキシエチレン硬化ヒマシ油が好ましい。
　アニオン系活性剤としては、例えば、リン酸塩、硫酸塩、スルホコハク酸塩およびスルホン酸塩などが挙げられる。
　カチオン系活性剤としては、例えば、アルキルアミン塩および第４級アンモニウム塩などが挙げられる。
　両性活性剤としては、例えば、アルキルアミンオキシドおよびアルキルベタインなどが挙げられる。
　ポリマーとしては、例えば、カルボキシメチルセルロースおよびアラビアガムなどが挙げられる。
　上記両親媒性物質のうち植物体への害が少ないため、ノニオン系活性剤が特に好ましい。その他の両親媒性物質についても植物体への影響が起こらない範囲で用いることができる。
　両親媒性物質の添加量は、目的とする会合体の粒径に応じて適宜決定すればよい。両親媒性物質の添加量は薬剤量の０．０１～１０倍量であればよい。実際の使用時においては、分散液の安定化や薬剤の展着作用を向上させるために両親媒性物質の添加量を増量することができる。その場合には、薬剤に対して０．１～１０００倍量が好ましく、０．１～２００倍量がより好ましい。
（水系溶媒）
　水系溶媒としては、例えば、水および各種の緩衝液等が好ましく用いられる。緩衝液としては、ｐＨ５～８に調整されたものが好ましく、例えばリン酸緩衝液、ＨＥＰＥＳ緩衝液、クエン酸緩衝液および酢酸緩衝液等を使用できる。
（会合体）
　本明細書において、「会合体」とは、油性液体もしくは固体、またはその混合物の薬剤粒子が両親媒性物質に内包された微粒子である。
（薬剤）
　薬剤は、活性成分自体であってもよく、固体や結晶状、液状の活性成分を溶剤などの助剤と混合したものであってもよい。
　本発明の方法に用いる会合体は、薬剤が両親媒性物質に内包されており、粒径が１００ｎｍ以下である。会合体の粒径は、１００ｎｍ以下であり、８０ｎｍ以下が好ましく、６０ｎｍ以下がより好ましい。また、通常５ｎｍ以上が好ましい。
　本発明の目的とする効果を得るためには、ほぼ全体の会合体の粒径が１００ｎｍ以下であることが好ましい。具体的には、９５％以上の会合体の粒径が１００ｎｍ以下であることが好ましい。
　会合体の粒径を前記範囲とすることで、土壌に会合体を分散させた分散液を散布して、分散液と植物体とを接触させる場合、土壌粒子への会合体の吸着を防ぐことができるとともに、薬剤の植物の根からの取り込みを促進することができる。
　会合体の粒径は、実施例で後述するように、例えば、日機装（株）製の粒度分布測定装置ナノトラックＵＰＡなどで測定される。
　会合体の粒径は、攪拌速度、および薬剤と両親媒性物質の配合比等を適宜調整することにより、所望の粒径とすることができる。
　例えば、薬剤に対して１～３倍量の両親媒性物質を混合し、周速０．５～５０ｍ／ｓで撹拌しながら水系溶媒を添加することで目的とする粒径の会合体分散液を得ることができる。例えば、撹拌装置として、フィルミックスを用いた場合には周速５～５０ｍ／ｓとすることが好ましく、スターラーを用いた場合には０．５～３ｍ／ｓとすることが好ましい。
（分散液）
　薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液は、公知の手段、例えば、転相乳化法、液晶乳化法、ＰＩＴ乳化法、Ｄ相乳化法、可溶化領域を利用した超微細乳化法および機械乳化法等により調製することができる。
　分散液の調製には、広く市販されている装置を用いることができる。例えば、プロペラおよび磁石撹拌子などのスターラー型、ボールミル、ビーズミルおよびロールミルなどのミル型、ホモミキサーおよびフィルミックスなどの高速せん断型、高圧噴射などの衝突型、並びに超音波照射型などが挙げられる。
　攪拌の条件としては、周速０．５～６０ｍ／ｓが好ましく、周速１～５０ｍ／ｓがより好ましい。また、攪拌時間は、１～６０分が好ましく、３～２０分がより好ましい。攪拌時の温度は、２０～８０℃が好ましい。
　撹拌装置としてフィルミックスを使用することで、両親媒性物質の配合量が少ない場合でも、粒径分布の範囲の狭い安定した分散液を得ることができる。
　転相乳化法としては、例えば、水に不溶または難溶性の薬剤を攪拌しながら、両親媒性物質を加え混合し、そこに撹拌下で水系溶媒を添加し、油中水滴（Ｗ／Ｏ）型から水中油滴（Ｏ／Ｗ）型へと転相させることにより、薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を得ることができる。
（添加剤）
　分散液には、必要に応じて各種添加剤を添加してもよい。添加剤としては、例えば、防腐剤、ジベレリン等の植物生長調節剤、肥料成分、ゲル化剤、増量剤、展着剤、湿潤剤、安定剤、石けん類、液化石油ガス、ジメチルエーテル、フルオロカーボン等の噴射剤、カゼイン、ゼラチン、アルギン酸及びカルボキシメチルセルロース等が挙げられる。
　また、例えば、チオシアン酸銀、アミノオキシ酢酸、アミノエトキシビニルグリシン、アミノイソ酪酸、イソプロピリデンアミノオキシ酢酸エステル、アロコロナミン酸、シスプロペニルホスホン酸、アミノトリアゾール、１－メチルシクロプロペン、グアニジン塩化物、ショ糖、８－ヒドロキシキノリン、クエン酸、コハク酸、酒石酸、水溶性第４級アンモニウム化多糖類、水溶性第４級アンモニウム化ヒドロキシアルキル多糖類、第４級アンモニウム塩ポリマー、イソチオシアン酸アリル等の防腐剤、栄養剤およびエチレン捕捉剤等並びにこれらの混合物からなる保存剤等が挙げられる。
　薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液は、植物体に薬剤を取り込ませるための分散液として用いることができる。
（２）工程（１）で得られた分散液を植物体の少なくとも一部と接触させて、会合体を植物体に取り込ませる工程
　この工程は、工程（１）で得られた会合体の分散液（以下、会合体分散液ともいう）と植物体との接触させる部位としては、植物体の根、茎、葉が好ましく、根および葉がより好ましく、根が特に好ましい。
　分散液と植物体とを接触させる方法としては、例えば、植物体の根または茎を分散液に接触させる（例えば、浸漬）方法、植物を植えた天然土壌やポリマーなどの人工の土壌に分散液を散布、注入および滴下するなどの処理方法が挙げられる。
　また、植物体の葉面に会合体分散液をスプレーや刷毛等の手段によって塗布してもよい。この場合の塗布量は、薬剤の種類等により適宜決定すればよいが、葉面１ｃｍ２あたりの薬剤量として、例えば、１０～１００μｇが例示される。
　会合体分散液と植物体との接触時間は、特に制限されないが、通常１～１２０時間が好ましい。
　本発明の方法に用いる植物体としては、例えば、ガーベラ、サイネリア、デイモルフオセカ、ダリア、クリサンセマム、キンセンカ、ヒマワリ、スイートピー、ヤマフジ、パンジー、ナデシコ、カーネーション、カスミソウ、アサガオ、バラ、ウメ、ボケ、サクラ、ユキヤナギ、ストック、ハボタン、デージー、スターチス、リンドウ、トルコキキョウ、ユリ、テッポウユリ、スカシユリ、カノコユリ、チューリップ、アルストロメリア、アロエ、オーニソガラム、ヒヤシンス、グラジオラス、フリージア、アイリス、クロッカス、アニゴザンザス、スイセン、ネリネ、アマリリス、アリアケカズラ、ニチニチソウ、サクラソウ、シクラメン、プリムラ、シンビジウム、デンドロビウム、デンファレ、カトレア、パフィオペディルム、コチョウラン、オンシジウム、カランコエ、セントポーリア、グロキシニア、ホウセンカ、アネモネ、ラナンキュラス、ボタン、シャクヤク、ブライダルベール、カラー、ポトス、ディフェンバキア、アンスリウム、ゼラニウム、フクシア、ギョウリュウバイ、クチナシ、シダレヤナギ、ネコヤナギ、ハイビスカス、ポインセチア、ブーゲンビリア、ホンコンカポック、ゴム、ベゴニア、リュウゼツラン、ナンテン、ヒイラギナンテン、ツツジ、サツキ、アザレア、シャクナゲ、アジサイ、ツバキ、キク、スプレーギク、コギク、ルビナス、スズメノテッポウ、ヒメムカシヨモギ、オオアレチノギク、ヨモギ、セイタカアワダチソウ、ハマスゲ、ハルジオン、ヒメジョオン、ノゲシ、ナズナ、オオバコ、ギシギシ、ブタクサ、スギナ、スイバ、イヌタデおよびツメクサ等の花卉、観葉植物、雑草類および各種用園芸用植物や農作物が挙げられる。植物体としては、本発明の効果を奏するものであれば特に制限されない。
　本明細書における植物体からの薬剤の揮散とは、植物体の根以外の地上に露出している部位からの薬剤の揮散を意味する。
　本発明の方法により植物体に取り込まれた薬剤は、植物体の全体から揮散されることが好ましく、植物体の葉、茎から揮散されることがより好ましい。
　本発明の方法により薬剤を取り込んだ植物体は、空間に薬剤を揮散する植物体、すなわち、薬剤を揮散させるための媒体として用いることができる。
　本発明の方法により薬剤を取り込んだ植物体を、例えば屋内に設置することにより、屋内に薬剤を揮散させることができる。このことにより、例えば、有効な害虫防除効果を得ることができる。
　また、農作物に本発明の方法を適用する場合は、上記会合体を水系溶媒に分散させた分散液を植物体に接触させることにより、害虫に対して自衛し得る農作物とすることができ、害虫被害を防ぐことができる。
　以下、本発明を実施例によりさらに説明するが、本発明は下記例に制限されるものではない。
（試薬）
　以下に実施例で用いた試薬の商品名を記す。
　ｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリン：ゴキラート－Ｓ（住友化学(株)製）
　メトフルトリン：エミネンス（住友化学(株)製）
　トランスフルトリン：バイオスリン（バイエルクロップサイエンス(株)製）
　プロフルトリン：フェアリーテール（住友化学(株)製）
　エムペントリン：ベーパースリン（住友化学(株)製）
　Ｄ－リモネン：Ｄ－リモネン（日本テルペン化学(株)製）
　ＰＯＥソルビタンモノラウレート：レオドールＴＷ－Ｌ１０６（花王(株)製）
　ＰＯＥ硬化ヒマシ油：エマノーンＣＨ－４０（花王(株)製）
　ＰＯＥアルキルエーテル：アクチノールＦ－７（松本油脂製薬(株)製）
　ＰＯＥノニルフェニルエーテル：ブラウノンＮ５１０（青木油脂工業(株)製）
　ＰＯＥスチリルフェノールエーテル：ソルポールＴ－２０，Ｔ－１５(東邦化学工業(株)製）
　ラウリン酸ヘキシル：セチオールＡ（コグニスジャパン(株)製）
　プロピレングリコールモノメチルエーテル：ハイソルブＭＰ（東邦化学工業(株)製）
　なお、水はイオン交換水を用いた。
［実施例１］
〈試験検体の調製〉
　表１に示す処方１および２に従い、薬剤（ｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリン）が両親媒性物質に内包された会合体を水に分散させた分散液（検体１および２）を調製した。なお、会合体の粒径は、薬剤と両親媒性物質との配合比、および撹拌条件により調整した。
　分散液の調製は、表２に示す条件により、スターラー［東京理化機(株)、ＥＹＥＬＡ ＮＺ－１２００］を用いて行った。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000001
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000002
　検体１および２に含まれる会合体の粒径を、日機装（株）製の粒度分布測定装置ナノトラックＵＰＡで測定した。その結果を表３～５および図１に示す。なお、表３および４において、粒径の実測値の単位は「μｍ」となっているが、１０００を実測値に乗じることで、「ｎｍ」に換算することができる。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000003
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000004
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000005
〈会合体分散液と植物体との接触〉
　図８（ｃ）に示すように、検体１および２を供試植物体の土壌に灌注処理した。供試植物体としては、市販のポット鉢に入った、全高２０ｃｍ程度のシュウカイドウ科シュウカイドウ属ベゴニア・センパフローレンス（Ｂｅｇｏｎｉａ　Ｓｅｍｐｅｒｆｌｏｒｅｎｓ）を用いた。
　灌注処理は、パスツールピペットを用いて、植物体に分散液が直接かからないように行った。土壌に灌注処理する各検体の会合体分散液の量は、１００ｍｌとした。
〈植物体に取り込まれた薬剤量の測定〉
　前記潅注処理から６日後に、植物体の根より上部（検体の会合体分散液が直接接触していない部位）を、下記（１）～（６）の工程を順次行い、前処理したものをガスクロマトグラフィーにて下記分析条件にて分析した。
〈前処理〉
（１）植物体の根より上部をミキサーで粉砕し、アセトニトリルを３０ｍｌ加えてジューサーで均一になるまで撹拌する。
（２）３０分間超音波抽出後、ペーパーろ過し、残渣にアセトニトリルを加えて、超音波をかけて３０分間再抽出する。
（３）ペーパーろ過後、ろ液をアセトニトリルで１００ｍｌに定容し、２０ｍｌを遠沈管に分取して、０．５Ｍ　リン酸緩衝液　１０ｍｌ、塩化ナトリウム　１０ｇを添加する。
（４）遠心分離（３０００ｒｐｍ、３０分間）後、油相をＯＤＳミニカラム（１０００ｍｇ）にマウントし、溶出液を濃縮乾固する。
（５）３０％アセトン／ヘキサンに溶解し、ＳＡＸ／ＰＳＡミニカラム（５００ｍｇ／５００ｍｇ）にマウントする。
（６）溶出液を濃縮乾固し、全量を特級アセトン約１．５ｍｌで溶解して、分析試料とする。
〈ガスクロマトグラフィー分析条件〉
機器：島津製作所ガスクロマトグラフＧＣ－２０１４カラム：Ｊ＆ＷキャピラリーカラムＤＢ－１（３０ｍ×φ０．２５ｍｍ、膜厚０．２５μｍ）
キャリアガス：Ｈｅ気化室温度
２８０℃カラム温度：５０℃（２ｍｉｎ）→１０℃／ｍｉｎ→２８０℃（１０ｍｉｎ）
検出器温度：３００℃注入モード　
スプリット比：－１（オート）制御モード　
線速度：４０ｃｍ／ｓｅｃ
　ガスクロマトグラフィーによる分析チャートを図２～５に示す。なお、ブランクは水を吸液させて同じ操作をしたものとした。
　図２～５に示す結果からわかるように、会合体の粒径が１１．９～２１．２ｎｍである検体１の分析チャートには、標準検体と同じ保持時間にｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリンのピークが確認され、薬剤が植物体に取り込まれたことが分かった。
　一方、会合体の粒径が４７６．６～１７１０．０ｎｍである検体２の分析チャートには、ｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリンのピークが確認されず、薬剤が植物体に取り込まれていないことが分かった。
［実施例２］
〈試験検体の調製〉
　表６に示す処方３～５に従い、薬剤（トランスフルトリンまたはｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリン）が両親媒性物質に内包された会合体を水に分散させた分散液（検体３～５）を調製した。なお、会合体の粒径は、両親媒性物質の添加量により調整した。
　分散液の調製は、表７に示す条件により、スターラー［アズワン（株）、マグネティックスターラーＲＥＸＩＭ ＲＳ－６Ｄ］を用いて行った。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000006
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000007
　検体３～５の分散液に含まれる会合体の粒径を、日機装（株）製の粒度分布測定装置ナノトラックＵＰＡで測定した。その結果を表８に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000008
〈会合体分散液と植物体との接触〉
　図８（ｂ）に示すように、５０ｍｌガラス製サンプル瓶２０に検体３～５の会合体分散液を充填した。続いて、ポット鉢から植物体１０を取り出し、土を洗い落として根をむき出しにしたものをサンプル瓶２０に挿入した。
　サンプル瓶２０の瓶口と植物体１０を隙間が無いようにきつくアルミホイル３０で覆った。吸液開始から２４時間後、植物体をガスクロマトグラフィーにて分析した。ブランクは水を吸液させて同じ操作をしたものとした。
　分析用試料調製方法、分析条件は実施例１と同様とした。
　ガスクロマトグラフィーによる分析チャートを図６および７に示す。
　図６に示すように、会合体の粒径が１２．８～５１．１ｎｍである検体３の分析チャートには、保持時間１７．５分付近に標準と同じトランスフルトリンのピークが確認された。なお、ブランクからはトランスフルトリンのピークは検出されなかった。この結果から、検体３の会合体分散液を植物体の根に接触させることによって薬剤が植物体へ取り込まれたことが分かった。
　また、図７に示すように、会合体の粒径が１２．８～５１．１ｎｍである検体４の分析チャートでは、保持時間２４分付近に標準と同じｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリンのピークが確認された。なお、ブランクからはｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリンのピークは検出されなかった。この結果から、検体４の会合体分散液を植物体の根に接触させることによって薬剤が植物体へ取り込まれたことが分かった。
　一方、図７に示すように、会合体の粒径が８１８．０～６５４０．０ｎｍである検体５の分析チャートには、ｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリンのピークが確認されなかった。この結果から、薬剤が植物体に取り込まれていないことが分かった。
　これらの結果から、本発明の方法によれば、ｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリンのように揮散性が低い薬剤でも、揮散性物質のトランスフルトリンと同様に植物体に取り込まれることが分かった。なお、参考値（蒸気圧）として、トランスフルトリン４．０×１０－６ｈＰａ（２０℃）、ｄ・ｄ－Ｔ－シフェノトリン＜１．３３×１０－７ｈＰａ（２０℃）であった。
［実施例３］
〈試験検体の調製〉
　表９に示す処方６～１０に従い、薬剤（メトフルトリンおよびトランスフルトリンの少なくとも一方）が両親媒性物質に内包された会合体を水に分散させた分散液（検体６～１０）を調製した。なお、会合体の粒径は、両親媒性物質の添加量および撹拌条件により調整した。
　分散液の調製は、表１０に示す条件により、フィルミックス［プライミクス（株）、Ｔ．Ｋ．フィルミックス］を用いて行った。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000009
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000010
　検体６～１０の分散液に含まれる会合体の粒径を、日機装（株）製の粒度分布測定装置ナノトラックＵＰＡで測定した。その結果を表１１に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000011
〈効力試験〉
　以下の（１）～（５）の手順により、検体６～１０の会合体分散液を植物体に接触させて、植物体に薬剤を取り込ませ、植物体から薬剤が揮散されるか否かを調べた。
　供試植物体として、ベゴニア・センパフローレンス（市販のポット鉢に入った全高２０ｃｍ程度のもの）を用いた。また、供試虫として、アカイエカの雌２０頭を用いた。
（１）図８（ｂ）に示すように、５０ｍｌガラス製サンプル瓶に会合体分散液を充填した。ポット鉢から植物体１０を取り出し、土を洗い落として根をむき出しにしたものをサンプル瓶２０に挿入した。サンプル瓶２０の瓶口と植物体１０を隙間が無いようにきつくアルミホイル３０で覆った。
（２）供試虫をポリエチレンテレフタレート（ＰＥＴ）製１６メッシュで作製した１００ｍｍ×２００ｍｍのケージに放った。
（３）図９に示すように、５００ｍｍ×５００ｍｍ×５００ｍｍのＰＥＴ製チャンバーに上記（１）で作成した植物体および供試虫を放ったケージを置いた。
（４）アース製薬（株）製おそとでノーマットの器具のみを空間撹拌用の送風機（２．２リットル／秒）として、チャンバー内に設置した。
（５）送風機を起動した後、直ぐにチャンバーを密閉し、４時間後のノックダウン率（％）を測定した。その結果を表１２に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000012
　また、会合体の粒径が１５．２～１２１．５ｎｍである検体６、会合体の粒径が１８．１～７２．３ｎｍである検体９、および会合体の粒径が１２．８～５１．１ｎｍである検体１０はノックダウン率が１００％であり、会合体が植物体に取り込まれ、植物体に取り込まれた薬剤が植物体から揮散して忌避効果を発揮することが分かった。
　一方、会合体の粒径が１６７．５～９７２．３ｎｍである検体７および会合体の粒径が１２１．５～３０８．４ｎｍである検体８は、ノックダウン率が０％であり、該会合体は植物体に取り込まれないことが分かった。
　会合体の最大粒径が１２１．５ｎｍである検体６は、ノックダウン率が１００％であるのに対し、会合体の最小粒径が１２１．５ｎｍである検体８はノックダウン率が０％であった。この結果から、植物体に薬剤が取り込まれて揮散させるための会合体の最大粒径の臨界点は、１２１．５ｎｍ付近であると予測された。また、検体６に含まれる会合体のうち、９８％は１００ｎｍ以下であった。このことから、全体の９５％以上の会合体の粒径が１００ｎｍ以下であれば、本発明の目的とする効果が発揮されると考えられる。
［実施例４］
〈試験検体の調製〉
　以下の表１３に示す処方１１および１２に従い会合体分散液（検体１１および１２）を調製した。なお、会合体の粒径は、両親媒性物質の添加量により調整した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000013
　検体１１および１２の分散液に含まれる会合体の粒径を、日機装（株）製の粒度分布測定装置ナノトラックＵＰＡで測定した。その結果を表１４に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000014
〈効力試験〉
　以下の（１）～（５）の手順により、検体１１または１２の会合体分散液を植物体に接触させて、植物体に薬剤を取り込ませ、植物体から薬剤が揮散されるか否かを調べた。
　供試植物体として、ベゴニア・センパフローレンス（市販のポット鉢に入った全高２０ｃｍ程度のもの）を用いた。また、供試虫として、アカイエカの雌２０頭を用いた。
（１）検体１１または１２の会合体分散液を植物体と接触させる方法として、下記のように、ａ）切花の状態で水耕処理（切花水耕処理）、ｂ）根の状態で水耕処理（根水耕処理）、ｃ）土壌処理（灌注処理）、ｄ）葉面処理の4通りを行なった。
　ａ）切花水耕処理：図８（ａ）に示すように、５０ｍｌガラス製サンプル瓶２０に会合体分散液を充填した。ポット鉢から植物体１０を取り出し、茎部下端で植物体を切断し、サンプル瓶２０に挿入した。サンプル瓶２０の瓶口と植物体１０を隙間が無いようにきつくアルミホイル３０で覆った。
　ｂ）根水耕処理：図８（ｂ）に示すように、５０ｍｌガラス製サンプル瓶２０に会合体分散液を充填した。続いて、ポット鉢から植物体１０を取り出し、土を洗い落として根をむき出しにしたものをサンプル瓶２０に挿入した。サンプル瓶２０の瓶口と植物体１０を隙間が無いようにきつくアルミホイル３０で覆った。
　ｃ）灌注処理：図８（ｃ）に示すように、天面にφ５０ｍｍの穴を開けた１５０ｍｍ×1５０ｍｍ×1５０ｍｍのＰＥＴ製ボックス４０内にポット鉢に入った植物体１０を設置し、穴に植物体１０を通した。植物体１０にかからないようポット鉢の土に３０ｍＬの会合体分散液をピペット５０で撒き、穴と植物体１０に隙間が無いようしっかりとアルミホイル３０で密閉して植物体上部と下部を隔離した。
　ｄ）葉面処理：図８（ｄ）に示すように、天面にφ５０ｍｍの穴を開けた１５０ｍｍ×１５０ｍｍ×１５０ｍｍのＰＥＴ製ボックス４０内にポット鉢に入った植物体１０を設置し、穴に植物体１０を通した。ボックス４０内の葉面が十分に濡れる程度に会合体分散液を刷毛６０で塗付し、穴と植物体１０に隙間が無いようしっかりとアルミホイル３０で密閉して植物体上部と下部を隔離した。
（２）供試虫をＰＥＴ製１６メッシュで作製した１００ｍｍ×２００ｍｍのケージに放った。
（３）図９に示すように、５００ｍｍ×５００ｍｍ×５００ｍｍのＰＥＴ製チャンバーに上記（１）で作成した植物体のいずれか、および供試虫を放ったケージを置いた。
（４）アース製薬（株）製おそとでノーマットの器具のみを空間撹拌用の送風機（２．２リットル／秒）として、チャンバー内に設置した。
（５）送風機を起動した後、直ぐにチャンバーを密閉し、一定時間ごとにノックダウンした供試虫数を確認した。その結果を表１５に示す。
　表１５において、ＫＴ５０とは５０％の害虫がノックダウンするのに要する時間（分）を示し、ＫＴ９０とは９０％の害虫がノックダウンするのに要する時間（分）を示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000015
　表１５に示すように、ａ）切花水耕処理した場合、検体１１および１２のいずれにおいても供試虫のノックダウンを確認したことから、切花水耕処理の場合、会合体の粒径によらずに薬剤が植物体に取り込まれ、植物体から薬剤が揮散されることが分かった。
　また、切花水耕処理以外の、ｂ）根水耕処理、ｃ）土壌処理およびｄ）葉面処理の場合、いずれも会合体の粒径が１００ｎｍより大きい検体１２では供試虫はノックダウンせず、会合体の粒径が１００ｎｍ以下である検体１１では、植物体に会合体が取り込まれることにより、植物体に取り込まれた薬剤が植物体から揮散して忌避効果を発揮することが分かった。
［実施例５］
〈試験検体の調製〉
　以下の表１６～１７に示す処方１３～２３に従い、会合体分散液（検体１３～２３）を調製した。なお、会合体の粒径は、両親媒性物質の添加量により調整した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000016
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000017
　検体１３～２３の会合体分散液に含まれる会合体の粒径を、日機装（株）製の粒度分布測定装置ナノトラックＵＰＡで測定した。その結果を表１８～２０および図１０～１１に示す。なお、表１８および１９において、粒径の実測値の単位は「μｍ」となっているが、１０００を実測値に乗じることで、「ｎｍ」に換算することができる。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000018
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000019
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000020
〈効力試験〉
　以下の（１）～（５）の手順により、検体１３～２２の会合体分散液を植物体に接触させて、植物体に薬剤を取り込ませ、植物体から薬剤が揮散されるか否かを調べた。
　供試植物体として、表２１～２３に示す植物体を用いた。また、供試虫として、アカイエカの雌２０頭を用いた。
（１）表２１～２３に示す方法により、会合体分散液を接触させた。表２１～２３に示す方法は、下記のｉ）～ｖｉ）の通りである。
　ｉ）切花水耕処理：図８（ａ）に示すように、５０ｍｌガラス製サンプル瓶２０に会合体分散液を充填した。ポット鉢から植物体１０を取り出し、茎部下端で植物体を切断し、サンプル瓶２０に挿入した。サンプル瓶２０の瓶口と植物体１０を隙間が無いようにきつくアルミホイル３０で覆った。
　ｉｉ）根水耕処理：図８（ｂ）に示すように、５０ｍｌガラス製サンプル瓶２０に会合体分散液を充填した。続いて、ポット鉢から植物体１０を取り出し、土を洗い落として根をむき出しにしたものをサンプル瓶２０に挿入した。サンプル瓶２０の瓶口と植物体１０を隙間が無いようにきつくアルミホイル３０で覆った。
　ｉｉｉ）土壌および草に処理：植物体および土壌の両方に会合体分散液を散布した。
　ｉｖ）土壌処理：図８（ｅ）に示すように、植物体１０にかからないようポット鉢の土に会合体分散液をピペットで撒き、土壌と植物体１０に隙間が無いようしっかりとアルミホイル３０で密閉して植物体と土壌とを隔離した。園芸土壌としては、自然応用科学(株)製「花と野菜の培養土」を用い、赤玉土としては、自然応用科学(株)製赤玉土小粒を用いた。
　ｖ）吸水ポリマー処理：図８（ｅ）に示すように、植物体１０にかからないようポット鉢の土に会合体分散液をピペットで撒き、吸水ポリマーと植物体１０に隙間が無いようしっかりとアルミホイル３０で密閉して植物体と土壌とを隔離した。吸水ポリマーとしては、住友精化(株)製アクアコークＴＷＢを用いた。
　ｖｉ）葉面処理：図８（ｄ）に示すように、天面にφ５０ｍｍの穴を開けた１５０ｍｍ×１５０ｍｍ×１５０ｍｍのＰＥＴ製ボックス４０内にポット鉢に入った植物体１０を設置し、穴に植物体１０を通した。ボックス４０内の葉面が十分に濡れる程度に会合体分散液を刷毛６０で塗付し、穴と植物体１０に隙間が無いようしっかりとアルミホイル３０で密閉して植物体上部と下部を隔離した。
（２）供試虫をＰＥＴ製１６メッシュで作製した１００ｍｍ×２００ｍｍのケージに放った。
（３）図９に示すように、５００ｍｍ×５００ｍｍ×５００ｍｍのＰＥＴ製チャンバーに上記（１）で作成した植物体のいずれか、および供試虫を放ったケージを置いた。
（４）アース製薬（株）製おそとでノーマットの器具のみを空間撹拌用の送風機（２．２リットル／秒）として、チャンバー内に設置した。
（５）送風機を起動した後、直ぐにチャンバーを密閉し、一定時間ごとにノックダウンした供試虫数を確認した。その結果を表２１に示す。
　表２１～２３において、ＫＴ５０とは５０％の害虫がノックダウンするのに要する時間（分）を示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000021
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000022
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000023
　表２１～２３に示す結果から、粒径が１００ｎｍ以下であり、薬剤を両親媒性物質に内包した会合体を分散させた会合体分散液を植物体に接触させることにより、薬剤が植物体に取り込まれ、植物体から薬剤が揮散されることが分かった。一方、会合体の粒径が１００ｎｍを超えると、植物体に薬剤が取り込まれにくいことが分かった。
　植物体の処理方法としては、根水耕処理、吸水ポリマー処理および土壌処理のいずれも効力があり、特に、吸水ポリマーに処理した場合には高い害虫防除効力が得られた。
　会合体分散液を接触させる植物体の部位としては、根水耕処理、土壌処理および葉面処理のいずれによっても、薬剤が植物体に取り込まれ、植物体から薬剤が揮散されることが分かった。また、会合体の粒径が大きいと吸収されにくい傾向が、土壌処理および葉面処理のいずれにおいても確認された。
　なお、植物体の種類により、効力の違いが見られたが、各植物体の吸水量の違いなど固体差があるためだと考えられる。
［実施例６］
〈試験検体の調製〉
　以下の表２４に示す組成の会合体分散液（検体２４および２５）を調製した。なお、会合体の粒径は、両親媒性物質の添加量により調整した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000024
　検体２４および２５の会合体分散液に含まれる会合体の粒径を、日機装（株）製の粒度分布測定装置ナノトラックＵＰＡで測定した。その結果を表２５～２６および図１０および１１に示す。なお、表２５において、粒径の実測値の単位は「μｍ」となっているが、１０００を実測値に乗じることで、「ｎｍ」に換算することができる。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000025
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000026
〈効力試験〉
　図１２に示すように、４畳空間に、マウスケージに入れたマウス一匹を誘引源として設置し、検体２４または２５の会合体分散液８ｇ（１００ｇ／ｍ２相当）を下記ｉ）～ｉｖ)の処理方法で処理した、３５４ｍｍ×２３４ｍｍバットの土壌に供試植物体４株植え、マウスケージに入れたマウス一匹を誘引源として設置し、４畳空間にて試験した。
　ｉ）土壌処理（対照）：供試植物体の株元に植物体にかからないよう土に会合体分散液をピペットで撒いた。
　ｉｉ）滴下処理：供試植物体の株元に会合体分散液をシャワーにて滴下した。
　ｉｉｉ）葉面処理：供試植物体の葉面に、会合体分散液をスプレーにて噴霧した。
　ｉｖ）灌注処理：植物の根近傍に会合体分散液を充填したボトル（アンプルタイプ２ｇ×４本）を挿入した。
　供試虫として、ヒトスジシマカの雌５０頭を用い、１時間につき１３回換気した。試験は２７～２９℃にて実施し、処理３日後で供試植物体が枯れてきたため、試験を終了した。
　供試虫のマウスへのランディング数を計測し、次式にて忌避率を算出した。その結果を表２８～３２および図１３に示す。
　　忌避率＝
（無処理時のランディング数－検体処理時のランディング数）／無処理時のランディング数×１００
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000027
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000028
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000029
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000030
　表２７～３０および図１３に示すように、灌注処理の場合、薬剤がメトフルトリンである検体２４、および薬剤がトランスフルトリンである検体２５のいずれも、忌避効果は処理３時間後から低下し、効果の持続も処理後３日間程度であった。
　また、検体２４および２５のいずれにおいても、葉面処理により、高い忌避効力を示した。
　供試植物体を用いずに土壌処理した場合は、薬剤がメトフルトリンである検体２４の方が、忌避効果が持続した。また、供試植物体の株元に会合体分散液をシャワーにて滴下処理した場合、薬剤がトランスフルトリンである検体２５の方が、忌避効力が高くなった。
［実施例７］
〈試験検体の調製〉
　以下の表３１に示す処方２６に従って、会合体分散液（検体２６）を調製した。なお、会合体の粒径は、両親媒性物質の添加量により調整した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000031
　検体２６の会合体分散液に含まれる会合体の粒径を、日機装（株）製の粒度分布測定装置ナノトラックＵＰＡで測定した。その結果を表３２に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000032
〈効力試験〉
　以下の（１）～（５）の手順により、検体２６の会合体分散液を植物体に接触させて、植物体に薬剤を取り込ませ、植物体から薬剤が揮散されるか否かを調べた。
　供試植物体として、ベゴニア・センパフローレンス（市販のポット鉢に入った全高２０ｃｍ程度のもの）を用いた。
（１）図８（ｂ）に示すように、５０ｍｌガラス製サンプル瓶２０に会合体分散液を充填した。ポット鉢から植物体１０を取り出し、土を洗い落として根をむき出しにしたものをサンプル瓶２０に挿入した。サンプル瓶２０の瓶口と植物体１０を隙間が無いようにきつくアルミホイル３０で覆った。
（２）天面にφ５０ｍｍの穴を開けた１５０ｍｍ×１５０ｍｍ×１５０ｍｍのＰＥＴ製ボックス内に上記（１）で作成した植物体および空間撹拌用の送風機（アース製薬（株）製、おそとでノーマット器具、２．２リットル／秒）を設置した。
（３）送風機を起動した後、直ぐに密閉し、天面の穴から上部に出ている植物体について、パネラー２５名により下記項目の官能評価を行った。
　なお、以下のブランクとは、検体２６の会合体分散液を用いずにサンプル瓶に水のみを入れたこと以外は、上記実験を繰り返した例である。
　その結果、検体２６の会合体分散液を供試植物体に接触させた結果とブランクで違いはあると回答したパネラーは２４名（９６％）であった。
　また、その違いについてパネラーに質問したところ、２１名（８４％）のパネラーが、実施例３のほうがブランクに比べて「爽やか」「柑橘系の香りがする」と回答した。したがって、検体２６の会合体分散液を供試植物体に接触させた場合、高い割合でＤ－リモネンの香りが認識されることが分かった。
　この結果から、本発明の方法によれば、薬剤がＤ－リモネンのような精油成分である場合にも、薬剤が植物体に取り込まれて、植物体から薬剤が揮散されることが分かった。
［参考例１］
〈試験検体の調製〉
　以下の表３３に示す処方２７～２９に従い、会合体分散液（検体２７～２９）を調製した。なお、会合体の粒径は、両親媒性物質の添加量により調整した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000033
〈効力試験〉
　供試植物体として、ヨモギ、オオアレチノギクを用い、根の部分を切り取った。検体２７～２９の各会合体分散液に、供試植物体（１００ｇまたは２００ｇ）を浸漬した。なお、供試植物体の茎部分のみを会合体分散液に浸漬した。
　一日放置後、縦７０ｃｍ×横７０ｃｍ×高さ７０ｃｍのガラスチャンバーを用意し、図１４のように植物体を容器の中に配置した（換気無し）。なお、容器には、検体２７～２９の会合体分散液を充填した。
　供試植物体の容器への配置部分を除き、容器の開口部全体に、会合体分散液からの薬剤の揮散を防ぐため、食品用ラップ（フィルム）にて蓋を形成した。
　供試植物体にアース製薬（株）製おそとでノーマットの器具により風（２．２リットル／秒）を当て、ガラスチャンバー内にアカイエカのメス１７頭を放ち、ＫＴ５０、ＫＴ９０の値を算出した。その結果を表３４に示す。
　ここで、ＫＴ５０とは５０％の害虫がノックダウンするのに要する時間（分）、ＫＴ９０とは９０％の害虫がノックダウンするのに要する時間（分）を示す。
　なお、対照としては、蚊取線香を用いた。蚊取線香中の薬剤はｄｌ・ｄ－Ｔ８０－アレスリン（０．２５％）であった。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000034
　表３４に示すように、いずれの条件でも蚊のＫＴ５０、ＫＴ９０が確認された。検体２８の会合体分散液を用いた場合に効力が高い結果となった。さらに、植物体の質量に応じて効力に差が出たことより、植物体からの薬剤の揮散面積の多い方が、より多くの薬剤を揮散していると考えられた。
［参考例２］
　参考例１と同様の２００ｇの供試植物体を用いた。ただし、根の除去は行なわなかった。参考例１における検体２８の会合体分散液を用い、植物体２００ｇに対し、次の（１）～（３）の処理を行った。
（１）根水耕処理：根のみを検体に浸漬する。
（２）土壌および葉面処理：植物体を鉢（５号、直径１５ｃｍ）に植え替え、土（人工土壌２００ｇ；花ごころ社製、園芸の土）と葉に検体１００ミリリットルを全体にスプレーで散布する。
（３）土壌処理：植物体を鉢（５号、直径１５ｃｍ）に植え替え、土（人工土壌２００ｇ；花ごころ社製、園芸の土）のみに検体１００ミリリットルを全体にスプレーで散布する。
　前記（１）～（３）のいずれかの方法で処理した供試植物体を参考例１で使用したガラスチャンバーに入れ、参考例１と同様の試験を行なった。
　なお、前記（１）の方法で処理した供試植物体は、参考例１と同様に、植物体の容器への配置部分を除き、容器の開口部全体に、会合体分散液からの薬剤の揮散を防ぐために、食品用ラップにて蓋を形成した。
　また、前記（２）および（３）の方法で処理した供試植物体についても、植物体の鉢への配置部分を除き、鉢開口部全体に、食品用ラップにて蓋を形成した。
　供試植物体にアース製薬（株）製おそとでノーマットの器具により風（２．２リットル／秒）を当て、ガラスチャンバー内にアカイエカのメス１７頭を放ち、一日間経過後、ＫＴ５０、ＫＴ９０の値を算出した。その結果を表３５に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000035
　表３５に示すように、根水耕処理、土壌および葉面処理、並びに土壌処理のいずれにおいても、植物体に薬剤が取り込まれ、薬剤が植物体から揮散して、忌避効果を発揮していることが確認された。
［参考例３］
　参考例２において、検体２８の会合体分散液で土壌および葉面処理した供試植物体をガラスチャンバーに入れ、５、７、１０、１１、１４、２０、２５、３１日後に、ガラスチャンバー内にアカイエカのメス１７頭を放ち、ＫＴ５０、ＫＴ９０を算出した。その結果を表３６に示す（なお参考例２と同様に１日後のＫＴ５０、ＫＴ９０も併せて示した）。
　なお、ガラスチャンバーは、２５℃ドラフト内に保存した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000036
　表３６に示すように、処理後１０日目から効力が落ち始め、３１日後ではＫＴ値がかなり低下したが、蚊に対する効力は失われていなかった。また、屋内においては、少なくとも１ヶ月程度は蚊に対する忌避効果が持続することが分かった。
［参考例４］
　表３７に示す処方３０～３３に従い会合体分散液（検体３０～３３）を調製した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000037
　供試植物体として、ヨモギ、オオアレチノギクを用いた。１鉢あたりの植物体の質量は約１００ｇであった。５号の鉢に、土壌として人工土壌（花ごころ社製、園芸の土）を２００ｇ入れ、供試植物体を１００ｇ分植え、それを２鉢試験（１鉢当り供試植物体１００ｇを２鉢使用）で使用した。以下、これをサンプルという。
　効力試験は、下記のような試験区１～７により行った。
　試験区１：検体３０の会合体分散液をサンプルの葉と土に５０ミリリットルをスプレーで散布し、一日放置する。
　試験区２：検体３１の会合体分散液をサンプルの葉と土に５０ミリリットルをスプレーで散布し、一日放置する。
　試験区３：検体３２の会合体分散液をサンプルの葉と土に５０ミリリットルをスプレーで散布し、一日放置する。
　試験区４：検体３３の会合体分散液をサンプルの葉と土に５０ミリリットルをスプレーで散布し、一日放置する。
　試験区５：検体３１の会合体分散液をサンプルの土のみに５０ミリリットルをスプレーで散布し、一日放置する。
　試験区６：検体３０の会合体分散液をサンプルの葉と土に５０ミリリットルをスプレーで散布し、２５日間放置する。
　試験区７：試験区５の処理済サンプルに、さらに検体３１の会合体分散液を土にのみ５０ミリリットル（計１００ミリリットル）スプレーで散布する。
　図１５（ａ）および（ｂ）に示すように、換気装置つきの１２畳の部屋を仕切り、送風装置（１７４リットル／秒）、各試験区のいずれかのサンプル、人を配置した。ヒトスジシマカのメス５０頭を図１５の位置で放した。人の両手、両足にランディングした蚊の数をカウントした（服は着たまま）。コントロール（各試験区のサンプルを使用しない試験）を基準（忌避率０％）にし、ヒトスジシマカの忌避率［忌避率（％）＝（１－サンプルを設置した場合の蚊のランディング数／コントロールの蚊のランディング数）×１００］を経過時間ごとに算出した。結果を表３８および図１６に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000038
　表３８および図１６に示すように、試験区１～４は、検体３０～３３の会合体分散液をサンプルの葉と土に処理したものであり、即効性が認められた。また、薬剤としてプロフルトリンを用いた例が、立ち上がりの忌避率が高い結果となった。プロフルトリンの方がメトフルトリンと比べ、揮散性が高い為、このような結果となったと考えられた。
　試験区６は検体３０の会合体分散液をサンプルの葉と土に５０ミリリットル処理し、２５日間放置したサンプルを使用したものであるが、２０分間後には、高い忌避効果が見られた。また試験区５および７のように土だけに会合体分散液を処理した場合でも、３０分程度時間が経てば、十分な効果を発揮した。したがって、土壌に処理した薬剤が植物体に取り込まれ、放出されていることが分かった。
［参考例５］
　植物体として、ヨモギ、オオアレチノギクを用いた。１本あたりの植物体の質量は約１００ｇであった。図１７（Ａ）に示すように、５号の鉢に、土壌として人工土壌（花ごころ社製、園芸の土）を２００ｇ入れ、該植物体２本を根から植えた。
　会合体分散液としては、表３７に示す処方３１の会合体分散液（検体３１）を用いた。図１７（Ｂ）の点線部で示した部位に処理液５０ミリリットルをスプレーで散布し、一日放置し、図１７（Ｃ）に示すように、薬剤の揮散を防ぐために、ラップとアルミホイルで下部の植物体表面および鉢部分を覆い、植物体において薬剤が触れていない部分のみを露出させ、検体（植物体）とした。
　縦７０ｃｍ×横７０ｃｍ×高さ７０ｃｍのガラスチャンバーを用意し、図１８のように検体（植物体）をガラスチャンバー内の略中央に配置した（換気無し）。
　検体にアース製薬（株）製おそとでノーマットの器具により風（１．４リットル／秒）を当て、ガラスチャンバー内にアカイエカのメス１７頭を放ち、ＫＴ５０、ＫＴ９０の値を算出した。結果を表３９に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000039
　表３９に示すように、蚊のＫＴ５０、ＫＴ９０が確認された。参考例５では、図１７（Ｂ）に示すように植物体の下部のみにしか薬剤を処理しておらず、試験時には、図１７（Ｃ）に示すように薬剤の触れていない植物体の上部しか空間内に露出させなかった。よって、植物体の体表面に処理した薬剤が他の体表面へ移行して揮散したことにより、蚊に対するノックダウンが確認されたと考えられた。
［参考例６］
　参考例５と同じ検体（植物体）を用いた。図１５（ａ）および（ｂ）に示すように、換気装置つきの１２畳の部屋を仕切り、送風装置（１７４リットル／秒）、参考例５で作製した検体（植物体）、人を配置した。ヒトスジシマカのメス５０頭を図１５（ａ）および（ｂ）に示す位置で放した。
　人の両手、両足にランディングした蚊の数をカウントした（服は着たまま）。コントロール（未処理の検体で試験）を基準（忌避率０％）にし、ヒトスジシマカの忌避率［忌避率（％）＝（１－検体を設置した場合の蚊のランディング数／コントロールの蚊のランディング数）×１００］を経過時間ごとに算出した。結果を表４０に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000040
　表４０に示すように、立ち上がりの忌避効果は若干遅かったが、試験開始後３０分前後から高い忌避効果が確認された。植物体の体表面に処理した薬剤が、植物体の他の体表面へ移行して揮散した為、蚊に対する忌避効果が確認されたと考えられた。
［参考例７］
〈試験検体の調製〉
　表４１に示す組成の処方３４の会合体分散液（検体３４）１０ｇを固体担体であるパーライト５０ｇに含浸させた。当該処理したパーライトを４０℃で８時間乾燥させた後、５０ｇを人工土壌（花ごころ社製、園芸の土）１５０ｇと混合した。
当該固体担体を配合した人工土壌２００ｇを５号の鉢に入れ、オオアレチノギク、ヨモギ（各２本、１００ｇ）を植え、水５０ミリリットルを処理したものを検体（植物体）とした。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000041
　図１５（ａ）および（ｂ）に示すように、換気装置つきの１２畳の部屋を仕切り、送風装置（１７４リットル／秒）、上記作製した検体（植物体）、人を配置した。ヒトスジシマカのメス５０頭を図１５（ａ）および（ｂ）に示す位置で放した。人の両手、両足にランディングした蚊の数をカウントした（服は着たまま）。コントロール〔未処理の検体（植物体）で試験〕を基準（忌避率０％）にし、ヒトスジシマカの忌避率［忌避率（％）＝〔１－検体（植物体）を設置した場合の蚊のランディング数／コントロールの蚊のランディング数〕×１００］を経過時間ごとに算出した。結果を表４２に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000042
　表４２に示すように、立ち上がりの蚊に対する忌避効果は若干低かったが、試験開始後３０分前後から忌避効果は高くなり、１時間後にはほぼ１００％忌避した。
　このことから、固体担体に薬剤を処理したものを土に配合した場合でも、薬剤を根から吸い上げ、植物体表面から揮散し、蚊を忌避できることが分かった。
［参考例８］
〈試験検体の調製〉
　以下の表４３に示す組成の会合体分散液（検体３５）を調製した。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000043
　処方３５に使用した香料は、ｄｌ－カンフル５．２６ｇ、テレビン油４．６８ｇ、ｌ－メントール２．８２ｇ、ユーカリ油１．３３ｇを混合したものである。
　供試植物体として、ミニバラ（バラ科）およびルビナス（マメ科）を用いた。５号の鉢に、土壌として人工土壌（花ごころ社製、園芸の土）を２００ｇ入れ、該植物体をそれぞれ根から植えた。
　土面全体に１００ミリリットルの検体３５の会合体分散液をスプレーで散布した。尚、植物体の鉢への配置部分を除き、土面および鉢全体を食品用ラップとアルミホイルで覆い、布テープで隙間を完全に塞いだ。
　表４３に記載の処方のうち、香料を除いた処方で作製した溶液を用いて同様に植物体に散布したものをコントロールとした。
　一日放置後、縦２０ｃｍ×横２０ｃｍ×高さ２０ｃｍのボックスに会合体分散液で処理した検体（植物体）およびコントロールをそれぞれ置き、においを充満させた後、パネラー８人により、検体（植物体）とコントロールとの香りの違いの有無を確認した。
　パネラー８人全てが、検体３５の会合体分散液を接触させたミニバラおよびルビナスのいずれも、コントロールと比較して明らかに香質、香気の違いを感じると評価した。
　具体的には、検体３５の会合体分散液を接触させたミニバラに関しては、３人のパネラーがコントロールと比べてにおいが強くなったと評価し、３人のパネラーがカンフルの香りがすると評価した。
　そして、検体３５の会合体分散液を接触させたルビナスに関しては、３人のパネラーがコントロールと比べて強いにおいを感じると評価した。
　以上の結果から、薬剤として香料を内包する会合体を分散させた分散液を土面に処理することにより、植物体の香質が明らかに変わっており、香質の中に香料の成分が含まれていると考えられた。したがって、植物体が香料成分を根から取り込み、葉や茎から揮散させることがわかった。
　本発明を詳細にまた特定の実施態様を参照して説明したが、本発明の精神と範囲を逸脱することなく様々な変更や修正を加えることができることは当業者にとって明らかである。
　本出願は、２００９年８月２１日出願の日本特許出願２００９－１９２４０９に基づくものであり、その内容はここに参照として取り込まれる。
　１０　植物体
　２０　サンプル瓶
　３０　アルミホイル
　４０　ボックス
　５０　ピペット
　６０　刷毛

Claims (7)

  1. 　以下の工程（１）および（２）を含む、薬剤を植物体に取り込ませる方法。
    （１）薬剤が両親媒性物質に内包された、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を得る工程
    （２）工程（１）で得られた分散液を植物体の少なくとも一部と接触させて、会合体を植物体に取り込ませる工程
  2. 　工程（２）において、分散液を植物体の少なくとも根と接触させる請求項１に記載の方法。
  3. 　工程（２）が薬剤を揮散する植物体を製造するために行われる、請求項１または２に記載の方法。
  4. 　工程（２）が薬剤を植物体から揮散させるために行われる、請求項１～３のいずれか１項に記載の方法。
  5. 　薬剤が害虫防除剤である請求項１～４のいずれか１項に記載の方法。
  6. 　薬剤が両親媒性物質に内包され、粒径が１００ｎｍ以下である会合体を水系溶媒に分散させた分散液を含有する、植物体に薬剤を取り込ませるための薬剤組成物。
  7. 　請求項１～５のいずれか１項に記載の方法に用いる、請求項６に記載の薬剤組成物。
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