JP7495695B2 - 幹細胞の免疫制御作用を調節する方法 - Google Patents

Description

本発明は、間葉系幹細胞（ＭＳＣ）の免疫抑制または免疫刺激活性を促進するための新規の方法に関する。

（政府との利害関係）
本発明は、国立衛生研究所からの助成金第ＧＭ８６６８８９、ＤＥ０１４９１３、およびＤＥ０１９９３２号の下での政府による支援、およびニュージャージー州科学技術委員会の幹細胞助成金（第ＮＪＣＳＴ－２０４２－０１４－８４号）によりなされた。

細胞療法は、診断的または予防的目的を含む任意の目的のため、およびたとえば再生医療、移植およびさらには癌などの任意の条件の生存細胞の投与を包含する。幹細胞は細胞療法において非常に大きな可能性を有すると考えられる。しかし、臨床環境におけるその効果的な使用は様々な理由により達成困難となっていた。

幹細胞は、それを他の細胞種と識別する２つの明確な特徴を有する。第１には、未分化でありかつその全般的特性の大きな変化を伴わずに長期間自己更新することができる。第２に、一定の生理学的または実験的条件下で、幹細胞は誘導されて多様な分化細胞種に分化することができる。従って、幹細胞は再生医療にとって大きな可能性を有している。主要な２種類の幹細胞：胚性幹細胞（ＥＳ）細胞および成体幹細胞がある。

成体幹細胞は、骨髄、筋肉、脂肪および脳と言った多くの成熟組織中に存在する。成体幹細胞の研究の大部分がＣＤ３４＋造血幹細胞に焦点を合わせているのに対し、別系統のＣＤ３４－線維芽球様間葉系幹細胞（ＭＳＣ）、特に骨髄に由来するものは、基礎および臨床研究者から重大な関心を集めている（Chen, et al.（2006）Immunol. Cell Biol. 84:413-421; Keating（2006）Curr. Opin. Hematol. 13:419-425; Pommey & Galipeau（2006）Bull. Cancer 93:901-907）。骨髄由来MSCは、軟骨、骨、筋肉および脂肪組織といったいくつかの異なる種類の組織に分化することが示されている（Barry & Murphy（2004）Int. J. Biochem. Cell Biol. 36:568-584; Le Blanc & Ringden（2006）Lancet 363:1439-1441）。

間葉系幹細胞は、再生医療および自己免疫障害に対して大きな可能性を有し、かつ肝線維症、糖尿病、ＧｖＨＤ、およびクローン病を含む多種類の疾患を治療する臨床試験において評価されている。ＭＳＣは、移植骨髄および胚性幹細胞または人工多能性幹（ｉＰＳ）細胞から分化した細胞の良好な生着を助ける。したがって、ＭＳＣの免疫抑制的挙動はそのような疾患と闘う上で有利な方法を提供することができる。

別の角度からみると、免疫系は腫瘍の発症および進行と戦う上で重要な役割を果たす。腫瘍は、常に免疫抑制的な微小環境を伴う。ＭＳＣは、腫瘍内へ特異的に遊走する固有の能力を有し、かつ抗腫瘍剤を送達するための腫瘍特異的ベクターとして提案されている。事実、ＭＳＣはＩ型インターフェロン、ＴＲＡＩＬ、ＩＬ－１２およびＬＩＧＨＴを含む多様な抗腫瘍因子を発現するよう遺伝子操作され、かつ動物モデルにおいて強力な抗腫瘍作用を有することが示されている。したがって、ＭＳＣガイド刺激効果を用いることによって抗腫瘍免疫応答を促進することは、さらなる癌治療のための大きな可能性を有する。

それによりＭＳＣが免疫応答、抑制または誘導を調節する根本的なインビボメカニズムはほとんど分かっていない。さらに重要なことに、ＭＳＣの臨床的作用は、宿主の生理学的および病理学的状態およびＭＳＣそれ自体が経験する微小環境に応じて著明に変化する。したがって、臨床環境においてＭＳＣの免疫調節作用を良好に用いるためのレジメンをさらに理解および開発するニーズが存在する。

本発明は、訓練されたＭＳＣ集団により免疫応答を抑制および誘導するための方法を記載する。本発明は、遺伝子操作されたＭＳＣを用いた新たな免疫アジュバント源も提供する。

治療的に用いるために、本発明の医薬組成物はキットとして提供することができる。本発明のキットは、医薬品として許容できる担体；分離間葉系幹細胞集団；分離ＩＦＮガンマ（ＩＦＮγ）；分離ＩＬ－１アルファ（ＩＬ－１α）；Ｉ型インターフェロン（ＩＦＮ－α（アルファ）、ＩＦＮ－β（ベータ）などのＩＦＮ－Ｉ）；トランスフォーミング成長因子ベータ（ＴＧＦβ）、線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ）、分離インターロイキン－１７Ａ（ＩＬ１７－Ａ）および腫瘍壊死因子（ＴＮＦ）を含む。他の態様においては、キットは免疫応答を減衰させ、かつ／または免疫応答を誘導または増強するための方法においてキットを用いるための指示を含むことができる。さらなる他の実施形態においては、キットは医薬品として許容できる担体、免疫抑制分子（ＮＯシンセターゼ（ｉＮＯＳ）／インドールアミン－２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）阻害剤など）の阻害剤、免疫応答を増強または抑制するための他のサイトカインまたは治療的製剤を含む。

本発明の１つの態様においては、分離精製されたＭＳＣ、ＩＦＮγおよびＩＬ－１７Ａを含む組成物は、医薬品として許容できる担体と混合して記載される。本発明は、医薬品として許容できる担体と混合された分離ＭＳＣ、ＩＦＮγ、ＴＮＦα、ＩＬ－１およびＩＬ－１７を含む組成物も提供する。

本発明の他の態様においては、免疫応答を調節するための方法は、ＩＦＮγおよびサイトカインＩＬ－１α；ＩＦＮ－Ｉ、ＴＧＦβ、ＦＧＦ、ＴＮＦαまたはＩＬ－１７およびその任意の組み合わせのうちいずれか１つによって処理されている分離ＭＳＣを含有する組成物の有効量を、対象の免疫応答を抑制するかまたは誘導するための治療を必要とする対象に投与することによって記載される。他の実施形態においては、そのような治療を受けていないか、または免疫を抑制するためにコルチコステロイドまたは非ステロイド性抗炎症薬を含む抗炎症薬を投与された対象と比較した、ＩＦＮγおよびサイトカインＩＬ－１α、β；ＴＮＦαまたはＩＦ－１７で処理されている分離ＭＳＣを含有する組成物の有効量を投与することによって対象における免疫抑制を促進する方法。

好ましい方法および材料は、本発明を例示することを意図し制限することを意図しない以下の実施例に記載される。当業者は、本願に記載のものと類似しているかまたは同等であり、かつ本発明の実践または試験において用いることができる方法および材料を認識するであろう。本発明のその他の性質および利点は、発明を実施するための形態および実施例から明らかになるであろう。

ＭＳＣによる免疫抑制が炎症促進性サイトカインによって誘導されることを示すグラフである。クローン化ＭＳＣに組換えサイトカイン（各２０ｎｇ／ｍＬ）の表示の組み合わせを８時間添加し、その後ＣＤ４＋Ｔ細胞芽球と１：２０（ＭＳＣ：Ｔ細胞）の比率で共培養し、さらに８時間後に増殖を評価した。数値は、種々のクローンを用いた３回の代表的実験からの５個のウェルの平均±ＳＤを表す。^＊ｐ＜０．００１。 ｉＮＯＳ欠損ＭＳＣがＤＴＨを増強することを示すグラフである。Ｃ５７ＢＬ／６マウスを、完全フロイントアジュバント中のＯＶＡを用いて尾根部注射により免疫した。第７日に、野生型またはｉＮＯＳ^－／－ＭＳＣ（２．５×１０^５細胞）を併用するかまたは併用せずに、凝集ＯＶＡ２００μｇによりマウスの足蹠を攻撃した。２４時間後に、ＤＴＨの指標として足蹠の厚さの増加を測定した。提示するデータは、３回の代表的実験の平均±ＳＤである。^＊ＯＶＡ単独に対してｐ＜０．００５。 ＭＳＣが炎症性サイトカインおよびＮＯ依存的にＧｖＨＤを防止することを示すグラフである。レシピエントマウス（Ｃ５７ＢＬ／６×Ｃ３Ｈ、Ｆ１）を致死量照射し、さらにＣ５７ＢＬ／６骨髄細胞＋脾細胞を静脈内注射した。骨髄移植後３および７日目に表示のＭＳＣをレシピエントに投与した。一部の野生型ＭＳＣ群に対しては、Ｌ－ＮＭＭＡ、抗ＩＦＮγまたはＴＮＦα、ＩＬ－１α、およびＩＬ－１βに対する３抗体カクテル（３Ａｂｓ）を腹腔内注射した。生存を連日１２週間モニタリングした。 リンパ腫ストローマ細胞（ＬＳＣ）がＮＯ依存的にリンパ腫の発症を促進することを示すグラフである。０日目に、３５５Ｂ細胞リンパ腫細胞株（Ｃ３Ｈ－ｇｌｄ／ｇｌｄバックグラウンド、０．５×１０^６個／マウス）をｇｌｄ／ｇｌｄマウス由来リンパ腫ストローマ細胞（Ｃ３Ｈバックグラウンド、Ｐ５、０．２５×１０^６個／マウス）と共に尾静脈内静注した。１４００Ｗ（ＮＯＳ阻害剤、０．１ｍｇ／マウス）を０、２、４、８、１２、１６、２０、２４、および２８日目に腹腔内注射した。マウスの生存はマウスの瀕死の時に記録した。 ＮＯＳ阻害剤のＩＦＮγとの組み合わせがマウスメラノーマ療法を促進することを示すグラフである。０日目に、Ｂ１６－Ｆ０メラノーマ細胞をＣ５７ＢＬ／６マウスに静脈内注射した（０．５×１０^６個／マウス）。４、８、１２、１６、２０日目に、ＩＦＮγ（２５０ｎｇ／マウス）および１４００Ｗ（ＮＯＳ阻害剤、０．１ｍｇ／マウス）を腹腔内注射によって投与した。マウスの生存はマウスの瀕死の時に記録した。 ＩＬ－１７Ａは、マウスＢＭ－ＭＳＣにおいてｍＲＮＡレベルでもタンパク質レベルでも炎症性サイトカイン誘導ｉＮＯＳ発現を大きく促進する。ＢＭ－ＭＳＣを表示のサイトカインで処理した。ｉＮＯＳ遺伝子発現はリアルタイムＰＣＲで測定した。 ＩＬ－１７ＡはＭＳＣ媒介免疫抑制効果を有意に促進した。ＭＳＣ細胞とＴ細胞ハイブリドーマＡ１．１細胞株を１：２０の比率で共培養した。共培養にＩＦＮγ＋ＴＮＦα、またはＩＬ－１７Ａ＋ＩＦＮγ＋ＴＮＦαを添加した。細胞増殖は、Ｏ．Ｄ．５７０ｎｍで示される細胞密度により測定した。 ＩＬ－１７ＡはｉＮＯＳ ｍＲＮＡの分解を阻害し、（Ａ）ＩＦＮγ＋ＴＮＦαおよびＩＦＮγ＋ＴＮＦα＋ＩＬ－１７Ａ処理群において、アクチノマイシンＤ処理後の種々の測定時においてｉＮＯＳ ｍＲＮＡの安定性を測定した。（Ｂ）ＩＦＮγおよびＴＮＦα処理後の種々の測定時におけるＩＬ－１７ＡのｉＮＯＳ発現促進効果。 （Ａ）始めにクローン化ＭＳＣを表示の組み合わせの組換えサイトカインＩＦＮγ、ＴＮＦα、ＩＬ－１７Ａ（各２ｎｇ／ｍＬ）で１２時間処理し、その後ＣＤ４^＋Ｔ細胞芽球と１：２０（ＭＳＣ：Ｔ細胞）の比率で共培養し、さらに１２時間後に^３Ｈチミジン取り込みにより増殖を評価した。（Ｂ）ＭＳＣまたはＲａｗ２６４．７（マクロファージ）におけるＩＬ－１７受容体ファミリーメンバーのｍＲＮＡ発現をＲＴ－ＰＣＲで検討した。ＮＣ：ＲＴなし。（Ｃ）クローン化ＭＳＣにおけるＩＬ－１７ＲＡの表面発現を免疫蛍光またはフローサイトメトリーで検出した。 （ＤおよびＥ）。始め１２時間、ＭＳＣをＩＬ－１７Ａ（１０ｎｇ／ｍＬ）を添加するかまたは添加せずにＩＦＮγおよびＴＮＦαで処理し、ＩＦＮγおよびＴＮＦαを種々のサイトカイン濃度で添加し、その後ＣＤ４^＋Ｔ細胞芽球（Ｄ）またはＴ細胞ハイブリドーマＡ１．１細胞（Ｅ）と１：２０の比率で１２時間共培養した。^３ＨＴｄｒ取り込みによりＴ細胞増殖を測定した。（Ｆ）始め１２時間、ＭＳＣを段階的な濃度のＩＬ－１７Ａを添加してＩＦＮγおよびＴＮＦα（２ｎｇ／ｍＬ）で処理し、その後Ｔ細胞ハイブリドーマＡ１．１細胞と１：１０の比率で１２時間共培養した。^３Ｈチミジン取り込みによりＴ細胞増殖を測定した。（Ｇ）ＭＳＣを新鮮Ｃ５７ＢＬ／６脾細胞＋抗ＣＤ３、抗ＣＤ２８およびＩＬ－１７Ａに対する抗体と共に１：２０または１：４０の比率（ＭＳＣ：脾細胞）で４８時間共培養し、その後^３Ｈチミジン取り込みにより細胞増殖を評価した。増殖値は、３回の代表的実験からの３つのウェルの平均±ＳＥＭを表す。 （ＡおよびＣ）ＭＳＣを炎症性サイトカインＩＦＮγ、ＴＮＦα、ＩＬ－１７Ａ（１０ｎｇ／ｍＬ）の種々の組み合わせを用いて１２時間培養し、その後ＲＮＡ抽出のために細胞を回収した。炎症性分子ｉＮＯＳ、ＩＬ－６、ＣＸＣＬ１（Ａ）およびケモカインＣＣＬ２、ＣＣＬ５、ＣＸＣＬ９、ＣＸＣＬ１０（Ｃ）のｍＲＮＡ発現レベルを定量的ＲＴ－ＰＣＲで検出した。（Ｂ）ＭＳＣを炎症性サイトカインＩＦＮγ、ＴＮＦα、ＩＬ－１７Ａ（１０ｎｇ／ｍＬ）の種々の組み合わせを用いて２４時間培養し、さらにｉＮＯＳのタンパク質レベルをウェスタンブロッティングで検出した。 （Ｄ）ＭＳＣに、Ｓｕｐ－ＣＤ３またはＩＬ－１７Ａに対する抗体で前処理したＳｕｐ－ＣＤ３を添加し、さらに１２時間後に細胞をＲＮＡ抽出のために回収した。ｉＮＯＳ、ＩＬ－６、ＣＸＣＬ１、ＣＣＬ２、ＣＣＬ５、ＣＸＣＬ９、およびＣＸＣＬ１０の発現を定量的ＲＴ－ＰＣＲで測定した。Ｓｕｐ－ＣＤ３：抗ＣＤ３および抗ＣＤ２８で活性化された脾細胞に由来する上清。（Ｅ）ＭＳＣをＳｕｐ－ＣＤ３またはＩＬ－１７Ａに対する抗体で前処理したＳｕｐ－ＣＤ３で処理し、さらに２４時間後にウェスタンブロッティングでｉＮＯＳのタンパク質レベルを評価した。ｍＲＮＡ発現値は、代表的な独立した３回の実験からの３つのウェルの平均±ＳＥＭを表す。ウェスタンブロッティングデータは代表的な３回の独立した実験によるものである。 （Ａ）Ａｃｔ１ノックダウンＭＳＣまたは対照ＭＳＣをＩＬ－１７Ａで種々の時間処理し、さらにＩκＢα、ＥＲＫ、ｐ６５、ＪＮＫのリン酸化レベルをウェスタンブロッティングで評価した。（Ｂ）Ａｃｔ１ノックダウンＭＳＣまたは対照ＭＳＣをＩＬ－１７Ａを添加するかまたは添加しないＩＦＮγおよびＴＮＦαで処理し（すべてのサイトカインは５ｎｇ／ｍＬで添加した）、ｉＮＯＳおよびＡｃｔ１のタンパク質レベルをウェスタンブロッティングで評価した。（Ｃ）ＭＳＣ（Ａｃｔ１ノックダウンまたは対照）を種々のサイトカインで１２時間処理し、さらにｉＮＯＳ発現を定量的ＲＴ－ＰＣＲで測定した。ｍＲＮＡ発現値は平均±ＳＥＭである。（Ｄ）ＭＳＣ（ＡＣｔ１ノックダウンまたは対照）を始めにＩＬ－１７Ａを添加するかまたは添加しないＩＦＮγおよびＴＮＦαで１２時間処理し（すべてのサイトカインは５ｎｇ／ｍＬで添加）、その後Ｔ細胞ハイブリドーマＡ１．１細胞と１：１０の比率で１２時間共培養した。Ａ１．１単独の増殖レベルを１００％として、^３ＨＴｄｒ取り込みによりＴ細胞増殖を測定した。 （Ａ）ＷＴ ＭＳＣまたはａｕｆ１^－／－ＭＳＣをＩＦＮγおよびＴＮＦαで、またはＩＬ－１７Ａと共に１２時間処理し（すべてのサイトカインは１０ｎｇ／ｍＬで添加）、さらにｉＮＯＳ、ＩＬ－６およびＣＸＣＬ１発現を定量的ＲＴ－ＰＣＲで測定した。ｍＲＮＡ発現値は、代表的な独立した３回の実験からの３つのウェルの平均±ＳＥＭを表す。（Ｂ）ＷＴ ＭＳＣをＩＦＮγおよびＴＮＦα（１０ｎｇ／ｍＬ）、または種々の濃度のＩＬ－１７Ａと共に処理し；ａｕｆ１^－／－ＭＳＣをＩＦＮγおよびＴＮＦα（１０ｎｇ／ｍＬ）、または１０ｎｇ／ｍＬのＩＬ－１７Ａと共に処理した。２４時間後、ウェスタンブロッティングによるｉＮＯＳの検出のために細胞を回収した。ウェスタンブロッティングは代表的な３回の独立した実験である。 （ＡおよびＢ）野生型（Ａ）またはａｕｆ１^－／－ＭＳＣ（Ｂ）を、ＩＬ－１７Ａを添加するかまたは添加しないＩＦＮγおよびＴＮＦαで６時間処理し（すべてのサイトカインは１０ｎｇ／ｍＬで添加）、さらにその後アクチノマイシンＤ（５μｇ／ｍＬ）を添加して転写を停止した。表示の測定時に、アクチノマイシンＤ添加時の発現レベルを１００％として、定量的ＲＴ－ＰＣＲによりｍＲＮＡレベルを測定した。ｍＲＮＡ発現値は、代表的な３回の独立した実験からの３つのウェルの平均±ＳＥＭを表す。 （Ａ）始めにＷＴ ＭＳＣまたはａｕｆ１^－／－ＭＳＣをＩＬ－１７Ａを添加するかまたは添加しないＩＦＮγおよびＴＮＦαで１２時間処理し（すべてのサイトカインは５ｎｇ／ｍＬで添加）、その後Ｔ細胞ハイブリドーマＡ１．１細胞と１：１０の比率で１２時間共培養した。Ａ１．１単独の増殖レベルを１００％として、^３ＨＴｄｒ取り込みによりＴ細胞増殖を測定した。（Ｂ）始め１２時間、ＷＴ ＭＳＣまたはａｕｆ１^－／－ＭＳＣをＩＬ－１７Ａ（１０ｎｇ／ｍＬ）を添加するかまたは添加しないＩＦＮγおよびＴＮＦαで処理し、ＩＦＮγおよびＴＮＦαは種々のサイトカイン濃度で添加し、その後Ｔ細胞ハイブリドーマＡ１．１細胞と１：１０の比率で１２時間共培養した。Ａ１．１単独の増殖レベルを１００％として、^３ＨＴｄｒ取り込みによりＴ細胞増殖を測定した。 （Ａ）ＡＬＴの血清レベルを測定した。（ｎ＝３～５マウス／群）。（Ｂ）肝組織内の単核球（ＭＮＣ）の絶対数の算出。 （Ｃ）フローサイトメトリーによりＣＤ３^＋ＣＤ４^＋およびＣＤ３^＋ＣＤ８^＋Ｔ細胞の絶対数を測定した。（Ｄ）ＣｏｎＡ投与８時間後の肝切片のＨ＆Ｅ染色。ａ．未処理マウス；ｂ．ＣｏｎＡ＋ＰＢＳ；ｃ．ＣｏｎＡ＋野生型ＭＳＣ；ｄ．ＣｏｎＡ＋ＩＦＮγ＋ＴＮＦα前処理野生型ＭＳＣ；ｅ．ＣｏｎＡ＋ＩＦＮγ＋ＴＮＦα＋ＩＬ－１７Ａ前処理野生型ＭＳＣ；ｆ．ＣｏｎＡ＋ａｕｆ１^－／－ＭＳＣ；ｇ．ＣｏｎＡ＋ＩＦＮγ＋ＴＮＦα前処理ａｕｆ１^－／－ＭＳＣ；ｈ．ＣｏｎＡ＋ＩＦＮγ＋ＴＮＦα＋ＩＬ－１７Ａ前処理ａｕｆ１^－／－ＭＳＣ。 Ｉ型インターフェロンおよびＦＧＦ－２は、減衰ＮＯ産生によりＭＳＣの免疫抑制作用をダウンレギュレートする。（Ａ）ＩＦＮ１型（ＩＦＮα）は、ＭＳＣにおいて、ＳＴＡＴ１およびＮＦκＢ経路の関連転写因子に影響することなくＩＦＮγ＋ＴＮＦα誘導ｉＮＯＳタンパク質発現を阻害する。（Ｂ）ＩＦＮ１型の添加：ＩＦＮαまたはβは、ＭＳＣ＋脾細胞＋抗ＣＤ３系におけるＭＳＣ媒介免疫抑制を著しく阻害した。（Ｃ）ＦＧＦ－２（ＦＧＦβ）は、ＭＳＣにおいてＩＦＮγ＋ＴＮＦαまたはＩＦＮγ＋ＩＬ－１βによって誘導されるＮＯ産生を阻害し、培養上清の硝酸含有量によって反映された。（Ｄ）ＦＧＦ－２の上清の添加は、ＭＳＣ＋脾細胞＋抗ＣＤ３系においてＭＳＣの免疫抑制作用を有意に減少した。 （Ａ）間葉系幹細胞（ＭＳＣ）における誘導型マウス一酸化窒素シンターゼ（ｉＮＯＳ）プロモーター駆動ヒトインドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）発現系の構築。（Ａ）プラスミド構築（Ｂ）ｉＮＯＳ^－／－ＭＳＣ、空ベクタートトランスフェクトおよびヒトＩＤＯトランスフェクトｉＮＯＳ^－／－ＭＳＣを、組換えマウス炎症性サイトカインＩＦＮγおよびＴＮＦαを用いて（＋）あるいは用いずに（－）刺激した。ヒトＩＤＯ発現はウェスタンブロッティングで測定した。 （Ａ）形質導入の効率を測定するために、フローサイトメトリーにより形質導入細胞をＧＦＰ発現について分析した。（Ｂ）ＭＳＣ－ＧＦＰおよびＭＳＣ－ＩＦＮαを５×１０^５／ｍＬで４８時間培養した。上清を回収し、ＩＦＮα ＥＬＩＳＡキット（ＰＢＬ、ニュージャージー州）によりＩＦＮα濃度を測定した。（Ｃ）形質導入細胞から放出されるＩＦＮαが何らかの生物学的機能を有するか試験するために、ＭＳＣ－ＧＦＰ、組換えＩＮＦα（ｅｂｉｏｓｉｅｎｃｅ，カリフォルニア州）またはＭＳＣ－ＩＮＦαの上清で処理したＭＳＣ－ＧＦＰおよびＭＳＣ－ＩＦＮαにおけるＨ－２Ｋｂの表面発現を、ＡＰＣ－Ｈ－２Ｋｂ（ｅｂｉｏｓｉｅｎｃｅ，カリフォルニア州）で染色した後、フローサイトメトリーで検討した。 （Ａ）ＭＳＣ－ＧＦＰまたはＭＳＣ－ＩＦＮα１×１０^６個を添加するかまたは添加しないＢ１６腫瘍細胞１×１０^６個をＣ５７ＢＬ／６マウスに筋肉内注射した。１２日後に腫瘍を摘出し、秤量した。（Ｂ）Ｂ１６細胞１×１０^６個を、種々の個数：１×１０^６（１：１）、１×１０^５（１：１０）、１×１０^４（１：１００）、１×１０^３（１：１０００）、１×１０２（１：１００００）のＭＳＣ－ＩＮＦαと共にまたはＭＳＣ－ＩＦＮαを添加せずに筋肉内注射した。１２日後に腫瘍を摘出し、秤量した。Ｃ．ＭＳＣ－ＩＦＮαを添加するかまたは添加しない１×１０^６個のＢ１６腫瘍細胞をＣ５７ＢＬ／６マウスに筋肉内注射した。腫瘍の接種後１００日間マウスの生存をモニタリングした。（ＤおよびＥ）Ｂ１６腫瘍細胞１×１０^６個をＣ５７ＢＬ／６マウスに筋肉内注射した。３日後（Ｄ）または４日後（Ｅ）、ＭＳＣ－ＧＦＰまたはＭＳＣ－ＩＦＮα１×１０^６個を筋肉内に接種した。腫瘍の接種の１２日後に腫瘍を摘出し、秤量した。Ｆ．Ｂ１６腫瘍細胞１×１０^６個をＣ５７ＢＬ／６マウスに筋肉内接種した。３日後、ＰＢＳ、５μｇ組換えＩＦＮαまたはＭＳＣ－ＩＦＮα１×１０^６個を筋肉内注射した。さらに９日後、腫瘍を摘出して秤量した。これらの実験は２から３回繰り返した。すべてのプロットについて誤差棒、平均±ｓ．ｄ．統計的有意性は対応のない両側スチューデントｔ検定によって評価した。 （Ａ）１×１０^６個のルシフェラーゼ標識ＭＳＣ－ＩＦＮαを、Ｂ１６細胞１×１０^６個と共にＣ５７ＢＬ／６マウスに筋肉内注射した。注射後Ｄ０、Ｄ３、Ｄ７、Ｄ１５およびＤ２１に、生体撮影でＭＳＣを検出した。簡単に述べると、マウスを麻酔し、Ｄ－ルシフェリン（キャリーパーライフサイエンス、マサチューセッツ州）１５０ｍｇ／ｋｇを撮影の１５分前に腹腔内投与した。Ｂｅｒｔｈｏｄ ＮＣ１００撮影システムによりＢＬＩデータを取得した。（Ｂ）ルシフェラーゼシグナル強度を算出し、提示した（誤差棒、平均±ｓ．ｄ．）。（Ｃ）ＭＳＣ－ＩＦＮα１×１０^６個を添加するかまたは添加しない１×１０^６個のＢ１６腫瘍細胞をＣ５７ＢＬ／６マウスに筋肉内注射した。１２日後に腫瘍を採取した。ＨＥおよびＫｉ－６７（アブカム、マサチューセッツ州）染色用に、腫瘍サンプルを１０％ホルマリンで１週間室温で固定し、パラフィン切片を作製した。ＴＵＮＥＬ測定のために腫瘍をＯＣＴに包埋し、速やかに凍結し、製造者のプロトコルにしたがって原位置細胞死検出キット（ロッシェ、スイス、バーゼル）を用いたＴＵＮＥＬ分析用の切片を作製した。 （Ａ）９６ウェルプレートにＢ１６細胞１０００個／ウェルを０ｎｇ／ｍＬ、１０ｎｇ／ｍＬまたは１００ｎｇ／ｍＬ組換えマウスＩＦＮαと共に播種した。３日後、ＣＣＫ８（同仁化学研究所、中国、上海）１０μＬで細胞を２時間インキュベートし、さらにＯ．Ｄ．（４５０ｎｍ）を測定した。（ＢおよびＣ）ＭＳＣ－ＧＦＰまたはＭＳＣ－ＩＦＮα１×１０^６個を添加するかまたは添加しないＢ１６腫瘍細胞１×１０^６個をＣ５７ＢＬ／６マウス（Ｂ）またはＮＯＤ－ＳＣＩＤ（Ｃ）マウスに筋肉内注射した。１２日後に腫瘍を摘出し、秤量した。（ＤおよびＥ）１×１０^５個、１×１０^４個のＭＳＣ－ＩＦＮαを添加したかあるいはＭＳＣ－ＩＦＮαを添加しないＢ１６腫瘍細胞１×１０^６個をＣ５７ＢＬ／６マウス（Ｄ）またはＮＯＤ－ＳＣＩＤ（Ｅ）マウスに筋肉内注射した。１２日後に腫瘍を摘出し、秤量した。（Ｆ）１×１０^４個のＭＳＣ－ＩＦＮαを添加したかあるいは添加しないＢ１６腫瘍細胞１×１０^６個をＣ５７ＢＬ／６マウスに注射した。ＮＫ細胞特異的枯渇抗体抗アシアロＧＭ１（和光純薬工業、日本、大阪）または溶媒対照を、腫瘍細胞接種の前日より４日毎に静脈内注射した。１２日後に腫瘍を摘出し、秤量した。（Ｇ）１×１０４個のＭＳＣ－ＩＦＮαを添加したかあるいは添加しないＢ１６腫瘍細胞１×１０^６個をＣ５７ＢＬ／６マウスまたはβ２ｍ欠損マウスに注射した。１２日後に腫瘍を摘出し、秤量した。これらの実験は２から３回繰り返した。すべてのプロットについて誤差棒、平均±ｓ．ｄ．統計的優位性は対のない両側スチューデントｔ検定によって評価した。

特に定義しない限り、本願で用いるすべての技術用語および学術用語は、本発明が属する技術に精通した者によって一般的に理解される意味と同じ意味であり、かつ以下に記載する意味を有すると理解される。本願に言及されるすべての刊行物および特許はその全文を参照文献として本願に援用する。矛盾する場合は、定義を含めて本願が制限する。さらに材料、方法および実施例は例示的であるのみであり、制限的であることを意図しない。

本願で用いる用語「約」は、特定の用語の＋または－５％までを意味する。

本願で用いる語句「～からほぼ構成される」は、他の有効成分または組成物、製剤または構造の基本的特性に実質的に影響することのできる他のあらゆる成分を除外するが、一般的に賦形剤を含むことを意味する。

本発明で用いる「有効量」は、対象において免疫応答を調節、減衰または誘導し（すなわちＴ細胞応答の抑制または免疫応答の促進）、それにより治療中の疾患または障害の少なくとも１つの徴候または症状を軽減するのに十分である幹細胞、サイトカイン、または両者を含有する治療組成物のその量を意味する。

本願で用いる用語「治療する」、「治療すること」または「治療」などは、そのような治療を必要とする患者に組成物を投与することによって達成される、疾患の徴候または症状を緩和することを意味する。そのような緩和は疾患の徴候または症状が出現する前に、さらにはその出現後にも発生することがあるので、予防的および積極的治療を包含する。さらに「治療する」、「治療すること」または「治療」は徴候または症状の完全な緩和または治癒を必要としない。細胞レベルでは、未処理細胞または対照または比較物質で処理した細胞と比較した、罹患または標的細胞集団の少なくとも１０％、２５％、５０％、７５％、８０％、８５％、９０％、９５％、または９９％の減少を含みうる。

本願で用いる、本発明の範囲内の用語「投与」または「投与すること」または「投与レジメン」は、本発明の個々の成分のいずれかまたは組み合わせの単回の治療的送達、または複数回または反復送達、または制御送達治療を含む。そのような用語は、局所、全身、血管内、筋肉内、腹腔内、血液脳幹門内、臓器特異的介入注射または他の様々な経路からなどの送達の様態を含むことをさらに意味する。

一般的に言って、本発明は、多発性硬化症、関節炎、狼瘡、敗血症、肝炎、肝硬変、パーキンソン病、慢性感染症、ＧｖＨＤ、およびさらには癌および固形腫瘍などの多様な疾患の予防および治療において、ＩＬ－１α、インターロイキンベータ（ＩＬ－１β）、ＴＮＦα、ＩＬ－１７Ａ、ＩＦＮ－Ｉ、ＴＧＦβ、ＦＧＦなどの炎症性サイトカインを用いてＭＳＣを前処理し、免疫抑制または免疫誘導作用などのその免疫調節作用を増強する組成物、方法、およびキットを記載する。

免疫抑制は、免疫応答時に産生される炎症性サイトカインによって誘発される。炎症性サイトカインの非存在下では、ＭＳＣはその免疫抑制特性を獲得しない。本願の少なくとも１つの態様は、免疫応答に向けて強力かつ長時間持続する阻害機能を達成するためにＭＳＣを初回刺激し、かつ訓練するための炎症性サイトカインの添加を記載する。そのような効果は、特に活性化Ｔ細胞の増殖、または活性化マクロファージおよび他の免疫細胞、ＩＦＮγまたはＴＮＦαなどの炎症性サイトカインの血清レベルを含む他の免疫応答パラメータによって顕在化することも可能である。

炎症性サイトカインの決定的な役割は、移植片対宿主病（ＧｖＨＤ）、実験的自己免疫性脳脊髄炎、自己免疫性肝炎、慢性感染症、肝硬変、肺硬変、および関節リウマチについてのインビボ研究によるものとなっている。本発明の少なくとも１つの態様においては、遺伝子操作されたＭＳＣは、ＮＯまたはＩＤＯの非存在下または減少におけるＭＳＣによる大量のサイトカインおよび成長因子の分泌によって、免疫応答を逆転的に増強できると記載される。したがって、本発明は免疫応答を制御するための強力な抑制および増強戦略を提供する。

本発明の少なくとも１つの態様は、（ｉ）細胞源から多能性前駆細胞を得ること、（ｉｉ）前記多能性細胞を適切な培地で培養すること、（ｉｉｉ）前記培地中の分化細胞から間葉系幹細胞を分離すること、（ｉｖ）前記の分離された間葉系幹細胞の少なくとも１つのサブセットをＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＩＬ－１７Ａ、ＴＧＦα、ＦＧＦ、ＩＦＮ－Ｉ（ＩＦＮα、β）、ＴＮＦαおよびその任意の組み合わせからなる群から選択される少なくとも１つの有効量のサイトカインで活性化することというプロセスによって得られる、初回刺激されたかまたは訓練された幹細胞集団に向けられる。本発明の１つの実施形態においては、そのようなプロセスによって作製されるこれらの訓練された幹細胞のサブセットは、それを必要する対象に投与されるとき、免疫応答を促進、増強、改善または誘導する。少なくとも１つの実施形態においては、対象は哺乳類、好ましくはヒト、または疾患を患うヒト患者である。他の実施形態においては、訓練された幹細胞の他のサブセットは目的の部位において免疫応答を抑制、減少または減衰することができる。

本発明の少なくとも１つの態様は、（ｉ）細胞源から多能性前駆細胞を得ること、（ｉｉ）前記多能性細胞を適切な培地で培養すること、（ｉｉｉ）前記培地中の分化細胞から間葉系幹細胞を分離すること、（ｉｖ）前記の分離された間葉系幹細胞の少なくとも１つのサブセットをＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＩＬ－１７Ａ、ＴＧＦα、ＦＧＦ、ＩＦＮ－Ｉ（ＩＦＮα、β）、ＴＮＦαおよびその任意の組み合わせからなる群から選択される少なくとも１つの有効量のサイトカインで活性化することという段階にしたがって初回刺激されたかまたは訓練された幹細胞の集団を作製するプロセスである。本発明の１つの実施形態においては、プロセスは最適なＭＳＣ特性を達成することができる特定の培地を用いる。他の実施形態においては、プロセスはすべての残留サイトカインが作製された訓練された幹細胞からほぼ分離されることを特徴とする濾過または抽出段階を含む。本願で用いる訓練された幹細胞は、本願に記載されたプロセスによって作製された幹細胞を意味しかつクローン、非クローン、または両種類の幹細胞からなることができる。少なくとも１つの実施形態においては、培地は低酸素である。

１つの実施形態においては、訓練された幹細胞のサブセットは目的の部位において免疫応答を抑制、減少または減衰することができる。他の実施形態においては、本発明は他の治療またはインターフェロンまたはワクチンといった生物学的レジメンの免疫抑制特性を遮断する医薬品試薬を記載する。他の実施形態においては、本発明は腫瘍随伴ＭＳＣの免疫抑制特性を遮断して癌などの免疫抑制性疾患に対する免疫を促進する組成物を記載する。したがって、ＭＳＣ訓練細胞は他の標準的な腫瘍免疫療法プロトコルに付属するかまたはこれと組み合わせて用いてストレス下の免疫応答を増強することができる。そのような免疫療法はワクチン、および遺伝子的、生物学的、および医薬品として修飾されたＭＳＣ、ワクチン、タンパク質または免疫アジュバントとしての遺伝子療法を用いた癌免疫療法を含むことができる。

本発明の他の態様において、（ａ）誘導型一酸化窒素シンターゼの阻害剤、インドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼの阻害剤、誘導型一酸化窒素シンターゼ（ｉＮＯＳ）欠損間葉系幹細胞集団、インドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）欠損間葉系幹細胞集団、またはその任意の組み合わせを含有する組成物の有効量を対象に投与することおよび（ｂ）一酸化窒素（ＮＯ）、インドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）、またはプロスタグランジンＥ２（ＰＧＥ２）のうち１つまたはそれ以上の産生を阻害することという段階にしたがって、それを必要とする対象において免疫応答を刺激するための方法が記載される。１つの実施形態において、

本発明の少なくとももう１つの態様は（ａ）分離された間葉系幹細胞集団であって：（ｉ）細胞源から多能性前駆細胞を得ること；（ｉｉ）前記多能性細胞を培地で培養して間葉系幹細胞の亜集団および分化細胞の亜集団を作製すること；（ｉｉｉ）前記培地において分化細胞から間葉系幹細胞を分離すること、（ｉｖ）前記の分離された間葉系幹細胞の少なくとも１つのサブセットをＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＴＧＦβ、ＦＧＦ、ＩＦＮ－Ｉ（ＩＦＮα、β）、ＴＮＦαおよびその任意の組み合わせからなる群から選択される少なくとも１つの有効量のサイトカインで活性化することという段階を含む方法によって作製される分離された間葉系幹細胞集団；および任意に（ｂ）医薬品として許容できる担体を含む組成物に向けられる。本発明のこの態様において、得られた組成物はそのような組成物を投与される対象の免疫応答を誘導する。他の実施形態においては、そのような組成物は拡大相において用いられるサイトカインのいずれもほとんど含まないことがある。本願で用いられる用語ほとんど含まないは、組成物の重量につき５％、４％、３％、２％、１％、０．５％、０．２５％または０．１％未満を有することを意味する。他の実施形態においては、細胞集団はさらにクローン化または非クローン化間葉系幹細胞、分化細胞、またはその混合物をさらに含みうる。

他の実施形態においては、ＭＳＣの活性化段階は、ＭＳＣの少なくとも１つのサブセットをＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＩＬ－１７Ａ、ＴＮＦα、およびその任意の組み合わせからなる群から選択される少なくとも１つの有効量のサイトカインに十分な時間提示して所望の免疫抑制特性を誘発することにより達成される。この実施形態においては、得られた組成物はそのような組成物を全身的にも局所的にも投与される対象において免疫応答を抑制または減衰する分離ＭＳＣを含む。他の実施形態においては、組成物はいずれの残留サイトカインもほとんど含まない。そのような実施形態においては、組成物は局所免疫Ｔ細胞増殖を抑制する。他の実施形態においては、細胞集団は、前記細胞集団の少なくとも５０％、６０％、７０％、７５％、８０％または９０％がクローン化ＭＳＣから作製されることを特徴とするクローン化または非クローン化間葉系幹細胞、分化細胞、またその混合物をもさらに含みうる。

本発明の他の態様においては、本発明者らはそれを必要とする患者において免疫応答を活性化、促進、増強または誘導するための方法であって、分離ＭＳＣ集団が（ａ）分離ＩＦＮγおよび（ｂ）ＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＴＧＦβ、ＦＧＦ、ＩＦＮ－Ｉ（ＩＦＮα、β）、ＴＮＦα、およびその任意の組み合わせからなる群から選択される少なくとも１つの有効量のサイトカインへの十分な時間の曝露によって初回刺激されるかまたは訓練されることを特徴とする方法を記載する。本願で用いる、本発明の範囲内の語句「十分な時間」は、ＭＳＣを訓練して所望の特性を呈するのに必要な時間を含む。そのような時間は、１２時間、２４時間、３６時間、４８時間、７２時間などを含む、少なくとも１時間から約４週間の範囲である。他の実施形態においては、細胞集団は、前記細胞集団の少なくとも５０％、６０％、７０％、７５％、８０％または９０％がクローン化ＭＳＣから作製されることを特徴とする、クローン化または非クローン化間葉系幹細胞、分化細胞、またその混合物をもさらに含みうる。

他の実施形態においては、分離ＭＳＣの集団は個別に、または分離ＩＦＮγおよび／または他のサイトカインとの混合物として投与される。少なくとも１つの他の実施形態においては、必要とする患者は自己免疫障害、アレルギー、敗血症、肝硬変、癌、ウイルス感染症および臓器移植のいずれか１つを患うことがある。

本発明の他の態様においては、免疫抑制を誘導する方法は（ｉ）骨髄などの細胞源から多能性前駆細胞を得ること、（ｉｉ）分化および多能性幹細胞を含むそのような細胞を適切な培地で培養すること、（ｉｉｉ）前記培地中の分化細胞から間葉系幹細胞を分離すること、（ｉｖ）前記の分離された間葉系幹細胞の少なくとも１つのサブセットをＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＩＬ－１７Ａ、およびＴＮＦαからなる群から選択される少なくとも１つのサイトカインに十分な時間曝露することにより活性化することという具体的プロセスによって得られる訓練された間葉系幹細胞集団を用いる。少なくとも１つの実施形態においては、間葉系幹細胞を活性化するのに用いられる培地は他のサイトカイン源のいずれもほとんど含まない。

好ましい実施形態においては、必要とする対象を治療する方法は、訓練された間葉系細胞を含有する組成物の有効量を治療対象の疾患に罹患した部位に局所投与することを含む。

本発明の他の態様は、前記間葉系幹細胞の少なくとも１つのサブセットにおいてＮＯシンターゼ（ｉＮＯＳ）、インドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）の発現を誘導する方法に向けられる。本発明のこの態様においては、治療部位においてＮＯ、ＩＤＯ代謝物の濃度を高めることで臨床転帰が改善される。

本発明の他の態様においては、ＭＳＣ集団は良好に形質導入されて機能的ＩＦＮαを放出する。少なくとも１つの実施形態においては、ＩＦＮα分泌ＭＳＣを用いる方法は癌を治療しかつ腫瘍の成長を抑制するために記載される。

本発明のさらなる他の実施形態においては、訓練された幹細胞集団は臨床環境における使用のための治療キットにおいて記載される。少なくとも１つの実施形態においては、治療キットはＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＩＬ－１７Ａ、ＩＦＮ－Ｉ、ＴＧＦβ、ＦＧＦ、ＴＮＦαおよびその任意の組み合わせなどの少なくとも１つのサイトカインをさらに含む。具体的な実施形態においては、治療キットを組み立て、免疫抑制または免疫促進を開始させるため適切な指示によって、そのような免疫応答のためにそれぞれ用いてもよい。１つの実施形態においては、キットは訓練されたＭＳＣ、ＩＦＮγおよび少なくとももう１つの第２のサイトカインからほぼ構成されるが、訓練されたＭＳＣの挙動を実質的に変化させるであろう他の有効成分はほとんど含まない。

１つの実施形態においては、免疫抑制のための治療キットは訓練された幹細胞集団、ＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＩＬ－１７Ａ、ＴＮＦαおよびその任意の組み合わせなどの少なくとも１つのサイトカインを含む。他の実施形態においては、免疫促進のための治療キットは訓練されたクローン化幹細胞集団、ＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＩＦＮ－Ｉ、ＴＧＦ、ＴＮＦαおよびその任意の組み合わせなどの少なくとも１つのサイトカインを含む。他の実施形態においては、サイトカインは分離型である。他の実施形態においては、キットを用いるための指示は所望の臨床転帰を開始させるための段階を明確に示す。

さらに他の実施形態においては、たとえば癌またはウイルス感染症などを患う必要とする患者において免疫応答を刺激するための方法が記載される。そのような実施形態においては、患者は誘導型一酸化窒素シンターゼの阻害剤、インドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼの阻害剤、誘導型一酸化窒素シンターゼ（ｉＮＯＳ）欠損間葉系胚細胞集団、インドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）欠損間葉系胚細胞集団またはその任意の組み合わせを含む組成物の有効量を投与される。好ましい実施形態においては、本方法は一酸化窒素（ＮＯ）、インドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）、またはプロスタグランジンＥ２（ＰＧＥ２）、１－ＭＴ、１４００Ｗ、Ｌ－ＮＭＭＡまたは他の適切な物質のうち１つまたはそれ以上の産生の阻害を引き起こす。この実施形態においては、上述のｉＮＯＳまたはＩＤＯ阻害剤は個別にまたは混合物として投与される。本発明のこの態様において、患者の状態は、本願に記載された訓練されたまたは初回刺激されたＭＳＣを含むレジメンを含む免疫療法のレジメン、または適応のインターフェロン、抗体、細胞療法または免疫応答を調節する他の療法による治療を含むことのできる他の免疫療法レジメンを受けた後である。

本発明の他の態様は、ＩＤＯタンパク質がマウスｉＮＯＳプロモーターの制御下でヒトＩＤＯ遺伝子によりコードされるアミノ酸配列からなり、それによりＭＳＣの免疫抑制機能が改善するヒトＩＤＯ発現マウスｉＮＯＳ欠損細胞の構築によって、ヒトまたはマウスＭＳＣを含む哺乳類ＭＳＣにおけるＩＤＯ活性を阻害するかまたは上昇させる試薬または薬剤をスクリーニングするための方法を記載する。本発明のこの態様は、特に免疫療法と組み合わせて、前記投与がＩＤＯ活性を制御し、それにより癌または感染症におけるＩＤＯの異常発現が関与する疾患を治療するよう、マウスｉＮＯＳプロモーターによって制御されるヒトＩＤＯ発現を有するマウスモデルにおいてＩＤＯ活性を亢進または阻害する試薬または薬剤をスクリーニングする方法を記載する。

ヒト間葉系胚細胞は、たとえば胎盤派生物または骨髄などの数多くの細胞源に由来することも、あるいは大腿骨等海綿骨片プラグを含む他の多くの細胞源から得ること、変性関節疾患の患者から人工股関節または膝関節置換術の際に得ること、および正常ドナーおよび将来の骨髄移植のために骨髄を採取した腫瘍患者から得た吸引骨髄から得ることも可能である。一般的には、採取された骨髄は採取骨髄源に応じて（すなわち骨片、末梢血などの有無）数多くの異なる間葉系分離プロセスによる細胞培養分離のために調製されるものの、分離プロセスに関与する決定的な段階は、分化のない間葉系幹細胞の成長のみならず、間葉系幹細胞のみの培養皿のプラスチックまたはガラス表面への直接接着を可能にする物質を含有する特別に調製された培地の使用である。

骨髄サンプル中に非常に微細な量で存在する所望の間葉系胚細胞の選択的接着および生存を可能にする培地を作製することにより、間葉系胚細胞を骨髄中に存在する他の細胞（すなわち赤血球および白血球、線維芽細胞、他の分化間葉系細胞）から分離することが可能である。他のヒトＭＳＣ源は臍帯、脂肪組織および歯根を含む。ＭＳＣは、骨、軟骨、脂肪、腱、神経組織、線維芽細胞および筋細胞を含む間葉系細胞系統の多様な細胞種に対する多能性始原細胞である。間葉系幹細胞は骨髄、血液（末梢血を含む）、骨膜および真皮、および中胚葉起源を有する他の組織などの組織から分離および精製することができる。この点で、これらの始原細胞は、通常は骨髄にたとえば非常に微細な量などで存在し、かつこれらの量は年齢と共に大きく低下するものの（すなわち比較的若い患者における１／１０，０００細胞から高齢患者では１／２，０００，０００と少ない）、ヒト間葉系幹細胞は多様な組織から分離することが可能であり、かつ特別な培地で培養する場合には基板に対する「接着性」と命名されたその選択的接着により精製することが可能であることが確認されている。

間葉系胚細胞は、典型的には特定のマーカーの発現または発現の欠如に基づいて同定される。たとえば、ＭＳＣはＣＤ３４－、ＣＤ１１ｂ、ＣＤ１１ｃ－、ＣＤ４５－、ＭＨＣクラスＩＩ、ＣＤ４４＋、Ｓｃａ－１＋、およびＭＨＣクラスＩｌｏｗである。さらに、ＭＳＣは多様な間葉系細胞型に分化するその能力によって同定することができる。インビトロ実験により、培養条件、添加剤、成長因子およびサイトカインでＭＳＣを正確に誘導して選択された間葉系細胞に発達させることができることが実証されている。たとえば、イソブチルメチルキサンチンまたはインスリンと組み合わせたデキサメタゾンまたはイソブチルメチルキサンチン、インスリンおよびインドメタシンの混合物は、ＭＳＣを脂肪細胞に分化させることが示されている。同様に、ＭＳＣは５－アザシチジンで刺激されるとき骨格筋細胞に分化することができる。１３－ＶＧＦは間葉系胚細胞を心筋細胞に分化させることが示されている。

本発明は何らかの具体的な方法で得られたＭＳＣの使用に限定されないものの、ＭＳＣは技術上許容される任意の方法論によって骨髄および臍帯から分離し、精製しかつ培養によって拡大することができる。骨髄細胞のプラグまたは吸引物（主として赤血球および白血球および非常に微細な量の間葉系胚細胞からなる）はシリンジ内を通過させられ、組織が単一細胞に解離させられる。好ましい実施形態においては、多能性始原細胞集団は骨髄、臍帯または脂肪組織などの適切な細胞源から得られ、さらに典型的にはグルタミンを含有する適切な培地において培養および拡大される。次に、間葉系胚細胞を同定しかつ分化細胞からＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＩＬ－１７Ａ、ＩＦＮ－Ｉ、ＴＧＦ、ＦＧＦ、ＴＮＦαおよびその任意の組み合わせからなる群から選択される少なくとも１つのサイトカインを含有する培地においてまたさらに拡大する。他の実施形態においては、クローン間葉系胚細胞を同定し、かつ分化細胞からＩＦＮγおよびＩＬ－１α、ＩＬ－１β、ＩＬ－１７Ａ、ＩＦＮ－Ｉ、ＴＧＦ、ＦＧＦ、ＴＮＦαおよびその任意の組み合わせからなる群から選択される少なくとも１つのサイトカインを含有する培地においてまたさらに拡大する。いずれかの場合において、そのような培地で拡大される間葉系胚細胞は特定の臨床環境において免疫応答を抑制または亢進するよう訓練およびプログラムされる。

１つの実施形態においては、万能性始原細胞は完全培地（例：１０％ウシ胎児血清を含有するＭＥＭ培地）などの適切な培地、および好ましくは低酸素の加湿雰囲気で培養される。細胞を培養皿に接着させるために培地は少なくとも１日交換しない。培地はその後３～４日に１回交換する。細胞が成長して集密化したならば、好ましくはトリプシンを用いて細胞を培養皿から剥がす。細胞は、トリプシンを除去または不活化した後に無血清培地で継代培養することができる。間葉系胚細胞を分離および培養するためのさらなる方法は、その全文を本願に参照文献として援用する米国特許出願第２００７０１６０５８３号および第２００７０１２８７２２号に提供される。ＭＳＣは臍帯のワルトン膠質から同様の方法を用いて分離することもできる。

１つの実施形態においては、本発明の分離された間葉系幹細胞は、一定の分化細胞を含む不均一な細胞集団のサブセットであることが可能である。他の実施形態においては、分離された間葉系幹細胞は訓練されたクローンＭＳＣのみを含有する均一な組成物である。他の実施形態においては、ＭＳＣはＭＳＣを濃縮した混合細胞集団であることが可能である。この点で、分離されたＭＳＣ集団は少なくとも約７５％のＭＣＳ、または少なくとも約８３％、８４％、８８％、８９％、９０％、９１％、９３％、９５％、９６％、９７％、または９８％のクローン化ＭＳＣから構成される一方で、残りは分化細胞、始原細胞、血球、または臨床的転帰を促進するような他の任意の適切な細胞を含むことができる。

有効量の、は対象において免疫応答を減衰し（すなわちＴ細胞応答の抑制）、それにより疾患または障害の少なくとも１つの徴候または症状を減少するのに十分であるＭＳＣおよびサイトカインのその量を意味する。

本発明にしたがって用いられる間葉系幹細胞は、優先度の順に、自己由来、同種異型または異種であり、かつ選択は治療の必要性の緊急度にほぼ依存する。

本発明のサイトカインは従来の精製法によって、組換え技術によって、または販売元から得ることができる。たとえば、インターフェロンガンマ（ＩＦＮγ）のアミノ酸配列はＧＥＮＢＡＮＫ受託番号第ＮＰ０００６１０号（ヒト）および第ＮＰ０３２３６３号（マウス）の下で提供される。ＩＦＮタンパク質の販売元は、たとえばＩＮＴＥＲＭＵＮＥ（カリフォルニア州ブリスベーン）およびペプロテック社（ニュージャージー州ロッキーヒル）などを含む。同様に、腫瘍壊死因子アルファ（ＴＮＦα、カケキシンまたはカケクチン）はＧＥＮＢＡＮＫ受託番号第ＮＰ０００５８５号（ヒト）および第ＮＰ０３８７２１号（マウス）の下で提供されかつＰｒｏＳｐｅｃ Ｂｉｏ（レホボート、イスラエル）およびペトロテック社などの販売元から市販されている。同様に、ヒトインターロイキン１－アルファ（ＩＬ１α）およびインターロイキン１－ベータ（ＩＬ１β）は、それぞれ受託番号第Ｐ０１５８３号および第Ｐ０１５８４号の下で知られ、かつＰｒｏＳｐｅｃ Ｂｉｏおよびペプロテック社などの販売元から入手できる。インターロイキン１７Ａ（ＩＬ１７Ａ）は受託番号第ＢＣ０６７５０５号（ヒト）および第ＮＭ０１０５５２号（マウス）の下で知られる。本発明にしたがって用いるとき、サイトカインは「分離され」、すなわち均一（１００％）またはほぼ均一（９０から９９％）である。具体的な実施形態においては、サイトカインは組換えサイトカインである。

インターロイキン１７Ａは主要な炎症性サイトカインの１つであり、主にＩＬ－１７産生ＣＤ４^＋Ｔ細胞（Ｔｈ１７）細胞によって産生され、炎症および自己免疫反応におけるその炎症促進性機能についてよく知られたサイトカインである。ＩＬ－１７Ａは、化学構造の異なる受容体複合体であるＩＬ－１７ＲＡおよびＩＬ－１７ＲＣを介してシグナルを伝導する。ＩＬ－１７Ａが結合すると、ＩＬ１７ＲＡはＩＬ－１７Ａ－誘導型シグナル伝導プロセスの重要な下流メディエーターであるＡｃｔ１を動員する。ＩＬ－１７Ａ誘導型シグナル伝導経路、および炎症性および自己免疫疾患におけるＩＬ－１７Ａの役割については多くのことが知られているものの、その細胞標的および作用の様態は未だに理解しにくい。

本発明はＩＬ－１７Ａを単独または他のサイトカインと組み合わせて用い、免疫抑制を引き起こす訓練されたＭＳＣを促進する。上述のＭＳＣおよびサイトカインは、たとえばこれによる治療を必要とする対象への投与に適した医薬組成物などの、組成物の形態であることができる。本発明の組成物は、非経口（例：皮下または筋肉内）または静脈内注射、静脈内点滴、特定臓器介入または局所適用を含む任意の従来法によって投与することができる。治療は単回投与またはある期間にわたる複数回投与から構成することができる。

医薬組成物は、典型的には少なくとも１つの許容できる担体を含有する。担体は、ＭＳＣおよびサイトカインと適合しかつそのレシピエントにとって有害でないという意味で「許容でき」なければならない。典型的には、担体はリン酸緩衝化食塩水などの適切な等張溶液、ＤＭＥＭ、アルブミンを含有するかあるいは含有しない生理食塩水、５％デキストロース水溶液、および／またはその混合物などの培地、および当業者に既知である他の適切な液状物であることが可能である。

治療的に用いるための好ましい実施形態においては、本発明の医薬組成物はキットとして提供することもできる。本発明のキットは医薬品として許容できる担体；分離ＩＦＮγ分離ＩＬ－１αで刺激または訓練された分離間葉系幹細胞集団；および分離ＩＬ１７Ａおよびさらに免疫応答を減衰するための方法でキットを用いるための指示のみを含むことができる。発明のこの態様において、キットのサイトカインコンポーネントによって刺激された細胞を投与することができる。キットは、たとえば注射によるなどの、細胞を投与する手段も任意に含みうる。１つの任意の実施形態においては、非経口投与に適した本発明の組成物は、１つまたはそれ以上の医薬品として許容できる無菌等張水性または非水性の溶液、懸濁液と組み合わせた、または使用の直前に溶解して抗酸化剤、無機塩類およびビタミン類、緩衝化剤、最終製剤を等張とする溶質の組み合わせを含みうる無菌注射溶液または分散剤とすることのできる無菌凍結乾燥粉末の形態の抗酸化剤をさらに含むことができる。

本発明は、分離クローン化ＭＳＣ集団、分離ＩＦＮγ、分離ＩＬ－１αまたはβ、および分離ＩＬ－１７を医薬品として許容できる担体と混合して含む組成物をさらに提供する。他の実施形態においては、本発明は、分離ＭＳＣ集団、分離ＩＦＮγ、分離ＴＮＦα、および分離ＩＬ－１７を医薬品として許容できる担体と混合して含む組成物を提供する。１つの実施形態においては、組成物は分離ＩＬ－１αまたはβも含む。そのようなキットの使用の方法は、ＭＳＣ、分離ＩＦＮγ、分離ＩＬ－１α、ＴＮＦα、および分離ＩＬ－１７Ａの有効量を治療を必要とする対象に投与し、それにより対象の免疫応答を減弱する段階にしたがって、免疫応答を減衰するために提供する。

本発明は、免疫応答を減衰するための方法であって、分離間葉系幹細胞、分離ＩＦＮγ、分離ＩＬ－１α、および分離ＩＬ－１７Ａの有効量を治療を必要とする対象に投与し、それにより対象の免疫応答を減衰することを含む方法を提供する。１つの実施形態においては、方法は分離ＴＮＦ－αをさらに含む。

他の実施形態においては、治療は多発性硬化症、関節炎、狼瘡、敗血症、肝炎、肝硬変、パーキンソン病、慢性感染症および移植片対宿主病に向けられる。他の実施形態においては、ＭＳＣは医薬組成物として提供され、ＭＳＣが投与の前にサイトカインカクテルと共に配合されることを特徴とする。他の実施形態においては、ＭＳＣおよびサイトカインは個別の成分として投与される。治療を必要とする対象は、有害な免疫応答に随伴する特定の疾患または障害を有する哺乳類（例：ヒト、サル、ネコ、イヌ、ウマなど）であることができる。具体的な実施形態においては、対象はヒトである。

有効性はｉＮＯＳ、ＩＤＯおよび／またはケモカイン発現をモニタリングすることによって判定することもできる。有害な免疫応答の減衰によって利益を受ける対象は、自己免疫障害（例：関節リウマチ、１型糖尿病、全身性エリテマトーデス、強皮症、ＧｖＨＤ、肝硬変または乾癬）、アレルギー（例：枯草熱）、または敗血症を有するかまたは有することが疑われる対象を含む。さらに、炎症は腫瘍の周囲の微小環境を調節して増殖、生存および遊走に寄与するので、一部の癌患者も本組成物から利益を受けうる。

臓器移植片および骨髄移植片においては、ドナー起源のＴ細胞はレシピエントのＭＨＣを認識しかつＧｖＨＤの発症をもたらすことがある。このしばしば致死的となる疾患は、多様な免疫抑制療法に反応しないことが多いが、免疫調節分子を標的とした新たな手法はＧｖＨＤを治療する際に大きな可能性を示す。ごく最近では、ＭＳＣは前臨床および臨床試験でＧｖＨＤの治療に効果が高いことが示されている。本願に提示する分析は、ＭＳＣ活性が炎症促進性サイトカインによる刺激後にＮＯまたはＩＤＯの産生によって媒介されることをさらに実証する。したがって、本発明の組成物は臓器移植またはＧｖＨＤの治療における使用を見いだす。

インビボでの適切な用量の判定は、本願に記載するＤＴＨおよびＧｖＨＤモデルなどの技術上許容できる動物モデルを用いて遂行することができる。しかし、本願は医師または獣医師の診療の下での治療を包含するので、治療の有効性の評価に基づき、対象ごとに異なることがある投与クール中の投与の量およびタイミングを調節することができる。さらに、医師または獣医師によって報告される患者における免疫応答の特定の段階において、治療を提供することができる。

本発明は、免疫療法を受ける対象に治療およびＮＯＳおよび／またはＩＤＯ阻害剤の有効量を投与することにより、癌の免疫療法の有効性を高めるための方法も提供する。具体的な実施形態においては、阻害剤は、たとえば本願に開示されるようなＩＤＯおよびｉＮＯＳ選択的阻害剤である。そのような阻害剤の有効量は、免疫療法実施時のＮＯ産生量および／またはＩＤＯ活性に、阻害剤を投与されない対象と比較して少なくとも５０％、６０％、７０％、８０％、９０％、９５％、または９７％の低下を提供する量である。具体的な実施形態においては、本方法はＩＤＯおよび／またはｉＮＯＳ選択的阻害剤を用いてインターフェロン投与（例：ＩＦＮγ）の治療的有効性を促進することを提供する。

本発明は、患者に投与する前にＭＳＣを炎症性サイトカインで修飾するための方法を提供する。この方法は、臨床環境におけるＭＳＣの有効性を劇的に高めるであろう。少なくとも１つの態様においては、要件としてＩＦＮγおよびＴＮＦα、ＩＬ－１αまたはＩＬ－１βのいずれかである他のサイトカインの共存による、ＭＳＣの免疫抑制作用におけるｉＮＯＳおよびケモカインの決定的な役割が記載される。他の実施形態においては、ＭＳＣは、炎症性サイトカインＩＦＮγおよびＴＮＦαが十分な免疫抑制を誘導するのに不十分である場合、免疫応答を促進するよう切り替わることが示されている。

少なくとも１つの実施形態において、ＭＳＣと炎症性サイトカインの間の相互作用のダイナミクスを変えるＩＬ－１７Ａの役割が記載される。本発明者らは、炎症性サイトカインＩＦＮγおよびＴＮＦαの低用量の存在下であっても、ＩＬ－１７ＡがＭＳＣの免疫抑制機能を促進することを発見している。従来の免疫応答を促進する役割とは異なり、本願に示すように、ＩＬ－１７ＡはＭＳＣの存在下で免疫抑制において重要な役割を果たす。したがって、一定の環境においては、ＩＬ－１７Ａの活性を遮断することで免疫応答を誘導または促進することができる。少なくとも１つの実施形態においては、ＩＬ－１７Ａの病態生理学的役割が記載される。

ＩＬ－１７Ａは炎症および自己免疫を促進する上で決定的である。当業者は、ＭＳＣにおいて免疫抑制を促進する際のＩＬ－１７Ａの役割が始めて立証されることを認識することができる。これまでＩＬ－１７Ａは、ＩＬ－１７Ａレベルが劇的に上昇する関節リウマチ（ＲＡ）、多発性硬化症（ＭＳ）および炎症性腸疾患（ＩＢＤ）を含む複数の自己免疫疾患において疾患の進行を悪化させると幅広く報告されている。さらに、疾患の進行はＩＬ－１７Ａが遺伝子的に除去されるかまたはＩＬ－１７Ａ遮断抗体が投与されると緩徐化する。

しかし、過去の報告でＩＬ－１７Ａが腸炎症性障害において防御的機能を有することが示唆されているので、ＩＬ－１７Ａは常に免疫応答を促進するわけではない。ＩＬ－１７Ａの遺伝子的除去または中和は、デキストラン硫酸ナトリウム（ＤＳＳ）誘導性腸炎モデルにおいて、実際に疾患の進行を悪化させることがある。そのような状況においては、当業者は、ＩＬ－１７ＡがＭＳＣの免疫抑制特性を促進することが、本発明の少なくとも１つの態様によって規定されると認識することができる。少なくとも１つの実施形態において、ＭＳＣはＩＬ－１７Ａがないと免疫応答を効果的に抑制しないことがあると想定される。

本発明のさらなる他の態様においては、発明者らは、新規の細胞標的である間葉系幹細胞による免疫抑制を促進する上でのＩＬ－１７Ａの新たな機能を実証した。同様に、ｍＲＮＡ崩壊因子ＡＵＦ１によって付与される遺伝子発現の抑制を逆転することによりＩＬ－１７Ａがこれらの効果を発揮することが示されている。

本発明の少なくとも１つの実施形態では、肝臓障害を媒介する上でＴ細胞応答が中心的な役割を果たす、自己免疫性またはウイルス性劇症肝炎の病態生理学的プロセスを検討するために、マウスにおけるコンカナバリンＡ（「ＣｏｎＡ」）誘導性肝損傷を用いる。Ｔ細胞応答の抑制がＣｏｎＡ誘導性肝損傷を劇的に減衰することができ、かつ脂肪組織由来ストローマ細胞がＣｏｎＡ誘導性肝損傷を軽減することが示されているので；本発明者らは骨髄由来ＭＳＣを用いかつＭＳＣ媒介肝損傷治療を調節する上でのＩＬ－１７Ａの役割を検討した。したがって、本発明の少なくとも１つの態様は、ＩＬ－１７ＡがＭＳＣの免疫抑制作用を劇的に促進することができると規定する。

本発明は、ＭＳＣの免疫抑制能力が炎症性サイトカインによる刺激を必要とするので、ＭＳＣがＣｏｎＡ誘導性肝損傷の進行にわずかにのみ作用できるとさらに規定する。インビボではＣｏｎＡ投与後に多くのサイトカインを産生することができるものの、これらのサイトカインは短時間のみ高レベルにとどまり、かつその後投与された場合ＭＳＣを有効に刺激できない。したがって、未刺激ＭＳＣはＣｏｎＡ誘導性肝損傷を減衰する上で有効ではない。

このため、本発明の少なくとも１つの態様は、新規の細胞標的である間葉系幹細胞により免疫抑制を促進する上でのＩＬ－１７Ａの新たな新規の機能を提供する。ｍＲＮＡ崩壊因子ＡＵＦ１によって付与される遺伝子発現の抑制を逆転することによりＩＬ－１７Ａがこれらの効果を発揮することがさらに想定されている。本願に記載するように、ＩＬ－１７ＡはＭＳＣが媒介する免疫抑制を促進するための因子である。

一定の例においては、発明者らはそのような免疫抑制効果を、インビトロおよびインビボで正または負のいずれかに制御するニーズを確認している。１つの実施形態においては、発明者らは利用可能な成長因子およびサイトカインをスクリーニングし、その中で、ＭＳＣ媒介免疫抑制を著しくダウンレギュレートする２つの因子：Ｉ型インターフェロンおよび線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ－２）があることを確認した。

インターフェロン（ＩＦＮ）１型が宿主免疫にウイルスおよび他の細胞内感染を根絶させるサイトカインファミリーである一方、ＦＧＦ－２（ＦＧＦ－β、塩基性線維芽細胞増殖因子）は成長、抗アポトーシス、および分化活性を有するヘパリン結合タンパク質をコードする遺伝子のファミリーに属する。しかし、これら２つのサイトカインを免疫抑制の制御と関係づけた研究はない。Ｉ型インターフェロンおよび線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ－２）は、ＭＳＣ媒介性免疫抑制に対し、ｉＮＯＳ発現のダウンレギュレーションによって負の制御因子として作用する。本願に記載するように、発明者らはこれら２つの因子が、Ｔ細胞増殖に向けられたＭＳＣの免疫抑制作用を潜在的に阻害する可能性があることを確認した（図１６）。さらなる分析により、これらのサイトカインのいずれかの添加は、ｉＮＯＳタンパク質の発現およびＮＯ産生を著しく減少させることができたことが明らかとなった（図１７）。

以下の非制限的な実施例は、本発明をさらに例示するために提供される。

（材料と方法）
（マウス）
雄性Ｃ５７ＢＬ／６、Ｃ３Ｈ／ＨｅＪＣｒおよびＦ１（Ｃ５７ＢＬ／６×Ｃ３Ｈ）マウス、６～８週齢は米国国立癌研究所（メリーランド州フレデリック）に由来する。ＩＦＮγ－Ｒ１^－／－マウスおよびｉＮＯＳ^－／－マウスはジャクソン研究所（メリーランド州バーハーバー）に由来する。マウスはロバートウッドジョンソン医科大学動物施設で維持した。動物は実験ごとに年齢および性別でマッチングし、いずれも施設内動物実験委員会から承認された。

（試薬）
組換えＩＦＮγおよびマウスＴＮＦα、ＩＬ－１α、ＩＬ－１βに対するＴＮＦα、ＩＬ－１α、およびＩＬ－１βモノクローナル抗体、およびＣＣＲ５、ＦＩＴＣコンジュゲート抗マウスＣＤ１１ｂ、およびＰＥコンジュゲート抗マウスＦ４／８０はｅＢｉｏｓｃｉｅｎｃｅｓ（カリフォルニア州ラホーヤ）に由来する。組換えマウスＭ－ＣＳＦ、およびＩＬ－１０およびＴＧＦ－βに対する抗体はＲ＆Ｄシステムズ（ミネソタ州ミネアポリス）に由来する。抗ＩＦＮγはハーラン（インディアナ州インディアナポリス）に由来する。抗ＣＸＣＲ３はインビトロジェン（カリフォルニア州カールズバッド）に由来する。インドメタシン、１－メチル－ＤＬ－トリプトファン（１－ＭＴ）、およびＮＧ－モノメチル－Ｌ－アルギニン（Ｌ－ＮＭＭＡ）はシグマアルドリッチ（ミズーリ州セントルイス）に由来する。

（細胞）
ＭＳＣは６～１０週齢のマウスの脛骨および大腿骨の骨髄から作製した。１０％ＦＢＳ、２ｍＭグルタミン、１００Ｕ／ｍＬペニシリンおよび１００μｇ／ｍＬストレプトマイシン（いずれもインビトロジェン由来）を添加したαＭＥＭ培地で細胞を培養した。２４時間後に非接着性細胞を除去し、接着性細胞を３日おきに培地を補充しながら維持した。ＭＳＣクローンを得るために、集密状態の細胞を回収し、９６ウェルプレートに限定希釈によって播種した。次に、個々のクローンを選別および拡大した。細胞は５から２０継代で用いた。

Ｔ細胞芽球は、ＣＤ４^－／－Ｔ細胞サブセット分離キット（Ｒ＆Ｄシステムズ）を用いてネガティブセレクションにより精製したＣＴ４^＋Ｔ細胞から作製した。細胞（１×１０^６個／ｍＬ）をプラスチック結合抗ＣＤ３および可溶性抗ＣＤ２８で４８時間活性化した後、ＩＬ－２（２００Ｕ／ｍＬ）単独で４８時間培養した。すべてのＴ細胞培養は、１０％熱不活化ＦＢＳ、２ｍＭグルタミン、１００Ｕ／ｍＬペニシリン、１００μｇ／ｍＬストレプトマイシンおよび５０ｍＭβ－ＭＥを添加したＲＰＭＩ－１６４０培地（完全培地）で維持した。

プラスチック結合抗ＣＤ３で活性化した脾細胞（２×１０^６／ｍＬ）の４８時間培養から活性化脾細胞上清を回収した後、０．１μｍフィルターで濾過して凍結した。

（サイトカイン、ケモカインおよびＮＯの検出）
ルミネックテクノロジー（バイオプレックスシステム、バイオラッド、カリフォルニア州ハーキュリーズ）を用いて、マルチプレックスビーズアレイキット（インビトロジェン、カリフォルニア州カールズバッド）により培養上清を２０種類のサイトカインおよびケモカインについて測定した。ＩＦＮγはＥＬＩＳＡ（ＢＤバイオサイエンス、カリフォルニア州サンホゼ）で測定した。ＮＯは修飾グリース試薬（シグマ－アルドリッチ）を用いて検出した。簡単に述べると、すべてのＮＯ３を硝酸レダクターゼでＮＯ２に変換し、総ＮＯ２をグリース試薬で検出した（Miranda, et al.（2001）Nitric Oxide 5:62-71）。

（リアルタイムＰＣＲ）
ＲＮＥＡＳＹミニキットを用いて細胞ペレットからＲＮＡを分離した。ファーストストランドｃＤＮＡ合成は、ランダム６量体プライマーによるＳＥＮＳＩＳＣＲＩＰＴ ＲＴキットを用いて実施した（すべてのキットはキアゲン、カリフォルニア州バレンシアに由来）。目的の遺伝子のｍＲＮＡは、ＳＹＢＲグリーンマスターミックス（アプライドバイオシステムズ、カリフォルニア州フォスターシティ）を用いて、リアルタイムＰＣＲ（ストラタジーン（カリフォルニア州ラホーヤ）由来のＭＸ－４０００）により定量した。ｍＲＮＡの総量は、内因性ベータアクチンｍＲＮＡに対して正規化した。ｉＮＯＳについてのプライマー配列は：順方向５’－ＣＡＧ ＣＴＧ ＧＧＣ ＴＧＴ ＡＣＡ ＡＡＣ ＣＴＴ－３’（配列番号：１）；逆方向５’－ＣＡＴ ＴＧＧ ＡＡＧ ＴＧＡ ＡＧＣ ＧＴＴ ＴＣＧ－３’（配列番号：２）であった。他のプライマーはＲＴ２ ＰＲＯＦＩＬＥＲ．ＴＭ．ＰＣＲアレイマウスケモカイン＆受容体キット（スーパーアレイ、メリーランド州フレデリック）に由来した。

（化学走性分析）
化学走性は、報告に従い（Shi, et al. （1993） J. Immunol. Meth. 164:149-154）、ニューロプローブＣＨＥＭＯＴＸ化学走性システム（ニューロプローブ、メリーランド州ゲーサーズバーグ）で試験した。９６ウェルプレートの下部チャンバーにＩＦＮγ＋ＴＮＦα（各２０ｎｇ／ｍＬまたはＳｕｐ．ＣＤ３－ａｃｔ（１：２希釈）で刺激したＭＳＣ由来の上清を充填した。次にポリビニルピロリドンを含有しない孔径５μのポリカーボネート膜でその上を覆った。Ｔ細胞芽球（１．２５×１０^５）を上部チャンバーに加えた。３時間インキュベートした後、ＭＴＴ分析を用いて小孔を経て下部ウェルに遊走した細胞を定量した（Shi, et al. （1993）上に同じ）。化学走性指数は、培地単独に向かう遊走数と比較した、ＭＳＣに応答して遊走したＴ細胞芽球数の比率として算出した。

炎症性サイトカイン活性化ＭＳＣに向かうＴ細胞の遊走によって引き起こされる免疫抑制を同様の条件で検討した。ＭＳＣ（２×１０^４）を下部チャンバーに添加し、ＩＦＮγおよびＴＮＦα（各２０ｎｇ／ｍＬ）で２４時間刺激したかまたは刺激しなかった。次に、活性化Ｔ細胞芽球を上述のように上部チャンバーに添加した。ＩＬ－２を両チャンバーに添加した。３時間後、両チャンバーに^３Ｈ－チミジンをパルス添加し、６時間後に細胞増殖を評価した。

（ＧｖＨＤ誘導およびＭＳＣによる調節）
Ｃ５７ＢＬ／６×Ｃ３Ｈの８週齢Ｆ１マウスに致死線量（１３Ｇｙ）を照射し、２４時間後に、Ｃ５７ＢＬ／６親マウスより分離した有核骨髄細胞（５×１０^６）および脾細胞（５×１０^６）を、尾静脈注射により点滴した。骨髄移植より３および７日後、レシピエントに、Ｃ５７ＢＬ／６野生型、ＩＦＮγＲ１^－／－、またはｉＮＯＳ^－／－マウスに由来するＭＳＣ ０．５×１０^６個を尾静脈より投与した。一部の野生型ＭＳＣ群にも、ｉＮＯＳ阻害剤、ＮＧ－モノメチルＬ－アルギニン（Ｌ－ＮＭＭＡ、５００μｇ／マウス）、抗ＩＦＮγ（４００μｇ／マウス）、またはＴＮＦα、ＩＬ－１αおよびＩＬ－１βに対する３抗体のカクテル（各２００μｇ／マウス）を、初回のＭＳＣ投与の直後に開始して７日間連日腹腔内注射した。ネガティブコントロールとして、Ｆ１マウスにＦ１骨髄細胞を注射した。マウスのＧｖＨＤ徴候を連日観察し（衰弱、毛の乱れ、および円背）、また瀕死状態になった時点で安楽死させ、これにより生存期間を記録した。１４日目に様々な組織を採取し、５μｍパラフィン切片を作製し、ヘマトキシリン／エオシン（Ｈ＆Ｅ）で染色した。

（ＤＴＨ応答の誘導および組織学的分析）
Ｃ５７ＢＬ／６マウス（６～８週齢）を、５０μＬの完全フロイントアジュバントで乳化した卵白アルブミン（ＯＶＡ、５μＬ食塩水中１０μｇ）の尾根部注射により免疫した。５日後に、３０μＬ食塩水中の凝集ＯＶＡ２００μｇを右後足蹠に注射して誘発することによりＤＴＨを試験した。ネガティブコントロールとして左足蹠に食塩水３０μＬを注射した。２４時間後、ノギスを用いて抗原誘導足蹠厚増加を測定し、ＲおよびＬを右および左足蹠の厚さとし、（Ｒｉｍｍ－Ｌｉｍｍ）－（Ｒ．ｕｎｉｍｍ－Ｌ．ｕｎｉｍｍ）として算出した。

（統計解析）
有意性は対応のない両側スチューデントｔ検定または分散分析（ＡＮＯＶＡ）によって評価した。

（ＭＳＣの免疫抑制機能は炎症促進性サイトカインによって誘導される）
背景メカニズムを特定するため、マウスＭＳＣのクローンを用いた。これらのクローンの幹細胞特性は、その脂肪細胞または骨芽細胞への分化能およびその表面マーカー：ＣＤ３４；ＣＤ１１ｂ；ＣＤ１１ｃ；ＣＤ４５；ＭＨＣクラスＩＩ；ＣＤ４４^＋；Ｓｃａ－１^＋；ＭＨＣクラスＩｌ^ｏｗの発現によって定義した。本願に示すすべての結果は、少なくとも異なる３つのＭＳＣクローンを用いて再現された。

ＭＳＣによる免疫抑制の研究報告の大半は、そのＴ細胞増殖およびサイトカイン産生に対する作用に基づいているので、始めにＴ細胞芽球のＩＬ－２駆動性増殖に対するＭＳＣの作用を検討した。新鮮なＣＤ４^＋Ｔ細胞芽球は、脾細胞から抗ＣＤ３を用いた活性化とその後数日間のＩＬ－２を用いた拡大によって作製した（Devadas, et al. （2006） Immunity 25:237-247; Radvanyi, et al. （1996） Cell Immunol. 170:260-273）。Ｔ細胞芽球を、ＩＬ－２（２００Ｕ／ｍＬ）と共に１：２０の比率（ＭＳＣ：Ｔ細胞）で添加した。８時間後に^３Ｈ－Ｔｄｒ取り込みにより細胞増殖を評価した。驚くべきことに、これらのＴ細胞芽球のＩＬ－２駆動性増殖はＭＳＣの添加によって影響されなかった。ＭＳＣはＴハイブリドーマＡ１．１細胞の増殖にも影響しなかった。しかし、これらのＴ細胞芽球およびＴハイブリドーマ細胞は、ＴＣＲで再活性化しなければサイトカインを産生しなかった（Fotedar, et al.（1985）J. Immunol. 135（5）:3028-33）。したがって、Ｔ細胞サイトカインの不在下で、ＭＳＣはＴ細胞増殖を抑制できなかった。

サイトカインがＭＳＣの免疫抑制能力を誘導する可能性を検討するために、抗ＣＤ３の存在下でＭＳＣと新鮮脾細胞を段階的な比率で合わせることによってこれらの培養条件を再現した。この分析の結果より、ＭＳＣを１：６０（ＭＳＣ対脾細胞）と低比率で添加するとき、Ｔ細胞増殖が完全に阻止されることが示された。興味深いことに、ＭＳＣはその免疫抑制作用を発揮するために同系でなくともよい。５から２０継代の間のＭＳＣを用いてプラスチック結合抗ＣＤ３抗体および抗ＣＤ２８により活性化した精製ＣＤ４^＋またはＣＤ８^＋Ｔ細胞に対しても同様の作用が認められた。したがって、Ｔ細胞活性化時にＭＳＣとＴ細胞が共培養される条件下では、結果として生じるＴ細胞応答はＭＳＣによって強力に抑制され、Ｔ細胞産生サイトカインが役割を有する可能性があることが示された。種々のマウス系統から作製したＭＳＣクローンの免疫抑制能力も検討した。よりすぐれた分化能を示したクローンは免疫抑制に対して優れた能力を示すことが確認された。

活性化Ｔ細胞によって分泌されたサイトカインがＭＳＣによる免疫抑制の誘導の原因であるか判定するため、ＭＳＣのＴ細胞芽球との混合共培養（上述）に、抗ＣＤ３活性化脾臓の培養に由来する上清を添加した。その結果生じたＴ細胞増殖は大きく阻害された。ＭＳＣと共培養したＡ１．１細胞の増殖が活性化脾細胞上清の添加によって阻害されたことも確認された。これらの実験は、活性化Ｔ細胞産生物の一部がＭＳＣの免疫抑制を誘導するために必要とされることを示す。要因となるサイトカインを特定するために、共培養に添加する前に、活性化脾細胞上清を、様々なサイトカインに対する中和抗体で処理した。この分析より、抗ＣＤ３活性化脾細胞上清を添加しＭＳＣと共培養したＴ細胞芽球の増殖の阻害が、ＩＦＮγの中和によって完全に逆転されたことが示された。これらの結果より、ＩＦＮγがこのプロセスにおける重用なサイトカインとして意味づけられ、かつ一定の条件下でこの主要な炎症促進性サイトカインがその代わりに免疫抑制を媒介することがあることが判明した。

次に、活性化脾細胞上清の代わりに分離組換えＩＦＮγ（２０ｎｇ／ｍＬ）をＭＳＣ＋Ｔ細胞芽球またはＭＳＣ＋Ａ１．１細胞の混合共培養に添加することにより、ＩＦＮγの作用を直接試験した。驚くべき事に、ＩＦＮγ単独では免疫抑制を誘導しなかった。次に、いくつかの他の炎症促進性サイトカインを添加し（各２０ｎｇ／ｍＬ）、またＭＳＣとの共培養（ＭＳＣ：Ｔ細胞比率１：２０）におけるＴ細胞増殖の抑制を達成するためにはＴＮＦα、ＩＬ－１α、またはＩＬ－１βのＩＦＮγとの同時添加が必要であることが確認された（図１）。したがって、抗ＣＤ３活性化脾細胞上清によるＭＳＣの免疫抑制機能の誘導は、ＭＳＣに対してＴＮＦα；ＩＬ－１α；またはＩＬ－１βのいずれかと協同して作用するＩＦＮγによる可能性がある。ゆえに、ＩＦＮγが絶対的に必要とされる一方で、このサイトカイン単独では十分でなく；ＭＳＣにおける適切な免疫抑制シグナル伝導はＩＦＮγと他の３つのサイトカインのいずれかとの協同作用を必要とする。

ＴＮＦα；ＩＬ－１α；またはＩＬ－１βに対する中和抗体を、ＭＳＣとＴ細胞芽球の混合共培養に添加する前に、活性化脾細胞上清に個別にまたは同時に添加した。個々の抗体は効果がなかったものの、３つのサイトカインすべての同時的遮断により、Ｔ細胞増殖の阻害が完全に逆転された。ＧＭ－ＣＳＦ（顆粒球マクロファージコロニー刺激因子）およびＩＬ－６（インターロイキン－６）などの他のサイトカインは効果がなかった。本願のデータは、ＩＦＮと他の３つの炎症促進性サイトカインＴＮＦα、ＩＬ－１αまたはＩＬ－１βのいずれかとの組み合わせが、ＭＳＣがＴ細胞増殖を阻害する能力を誘導することの完全な原因になっていること、およびＴＮＦα、ＩＬ－Ｉα、およびＩＬ－ＩβがＩＦＮγと共に作用する際に互換的であることを示す。

ＭＳＣは、初期のＴ細胞活性化により生じるあるレベルのＩＦＮγレベルと遭遇しなければならないことが想定される。実際、ＣＤ６９発現の正常な上昇によって実証されるように、ＭＳＣはその抗ＣＤ３誘導性活性化の際に存在するときＴ細胞の初期応答に影響しないことが確認された。初期活性化後に脾細胞から放出されるＩＦＮγがＭＳＣの免疫抑制を誘導する上できわめて重要であるというさらなるエビデンスとして、ＩＦＮγ受容体１欠損マウス（ＩＦＮγＲ１^－／－）に由来するＭＳＣは免疫抑制能力がないことが確認された。これらのＩＦＮγＲ１^－／－ＭＳＣのクローンがいくつか誘導され（いずれも脂肪細胞および骨芽細胞様細胞に分化可能）、かつ試験した５つのクローンのいずれも抗ＣＤ３誘導脾細胞増殖を抑制することができず、ＩＦＮγがＭＳＣの免疫抑制機能の誘導において必須であるという理解を裏付けた。

これらの結果より、ＭＳＣのごく近傍にある細胞によるＩＦＮγおよび他のサイトカインの初期産生は、免疫抑制能力を誘導する上で決定的であることが示される。実際、抗ＩＦＮγ（２０μｇ／ｍＬ）も、この条件でのＭＳＣの抑制作用を完全に阻止した。さらに、ＴＮＦα、ＩＬ－１α、およびＩＬ－１βに対する抗体（各２０μｇ／ｍＬ）は個別には有効でないものの、活性化脾細胞上清に添加したときのその作用と同様に、３つの抗体すべてを同時に添加すると免疫抑制が阻止された。したがって、ＴＮＦα、ＩＬ－１α、およびＩＬ－１βと共に局所的に産生されるＩＦＮγの併用作用は、ＭＳＣを誘導して免疫抑制性とするのに十分である。

（ＭＳＣによる免疫抑制は一酸化窒素を必要とする）
それによりサイトカイン曝露ＭＳＣによる免疫抑制がもたらされるメカニズムを特定するために、ＴＲＡＮＳＷＥＬＬシステムにおいてＭＳＣと共培養した抗ＣＤ３活性化脾細胞（ＭＳＣ：脾細胞１：２０）の反応を、多様な設定で検討した。ウェルの２つのチャンバーで透過性膜（孔径０．４μｍ膜）により分離されるとＭＳＣはＴ細胞増殖にほとんど影響せず、細胞膜タンパク質または他の局所作用因子がサイトカイン初回刺激ＭＳＣによるＴ細胞増殖の抑制にとって決定的であることを示す。最近の報告（Sato, et al.（2007）上に同じ）でＰＧＥ－２が必要とされるがＩＤＯは必要とされないことが示されたのに対し、ＰＧＥ－２は関与していないことが確認されている。事実、インドメタシン（１０μＭ、ＰＤＥ－２遮断剤）、抗ＩＬ－１０（２０μｇ／ｍＬ）、抗ＴＧＦβ（２０μｇ／ｍＬ）または１メチル－ＤＬ－トリプトファン（１－ＭＴ、１ｍＭ、ＩＤＯ阻害剤）によるＭＳＣによる免疫抑制への影響は認められないので、これらの因子は除外される。

高濃度の一酸化窒素（ＮＯ）はＴ細胞応答を阻害することが知られている。その発生源から迅速に拡散するが、活性型の濃度は約１００μｍ以内で低下する。したがって、ＮＯはそれを産生する細胞のごく近傍でのみ作用することが可能であり、これはＭＳＣによる免疫抑制を媒介する因子の予測された特徴と一致する。ＮＯがそのような役割を有するか判定するために、選択的ｉＮＯＳ活性阻害剤ＮＧ－モノメチル－Ｌ－アルギニン（Ｌ－ＮＭＭＡ）を用いてその産生を遮断した。抗ＣＤ３の存在下でＭＳＣと脾細胞の混合共培養に添加されると、Ｌ－ＮＭＭＡは正常な脾細胞増殖を完全に回復する。１４００ＷおよびＬ－ＮＡＭＥなどの他のｉＮＯＳ阻害剤も同じ効果を示した。さらに、ｉＮＯＳ欠損マウス（ｉＮＯＳ^－／－）に由来するＭＳＣは脾細胞増殖にほとんど影響がなかった。さらに、ｉＮＯＳ^－／－ＭＳＣ由来の５つのクローン（すべて脂肪細胞および骨芽細胞様細胞に分化することが可能）のいずれも免疫抑制性でなかった。これらの結果は、ＭＳＣがサイトカイン誘導に応答して産生するＮＯの活性はそのＴ細胞応答の抑制を媒介することを示す。

本願の分析は、ＭＳＣによる免疫抑制がＩＦＮγおよび炎症促進性サイトカインによって誘導され、かつＮＯによって媒介されることを示す。したがって、ＭＳＣはこれらのサイトカインへの曝露後にそのｉＮＯＳ発現をアップレギュレートし、かつＮＯを産生する可能性もあることが想定される。これを検討するために、ＭＳＣを活性化脾細胞上清で処理し、さらにｉＮＯＳ ｍＲＮＡのレベルをリアルタイムＰＣＲで測定しかつβ－アクチンと比較した。この分析の結果は、刺激より４時間後にＭＳＣにおけるｉＮＯＳが有意にアップレギュレートされ、高レベル発現が少なくとも４８時間維持されることを示した。刺激より１２時間後、ｉＮＯＳ ｍＲＮＡのレベルはβ－アクチンメッセージの７倍高く、極めて高い発現を示した。ＩＦＮγおよびＴＮＦα（各２０ｎｇ／ｍＬ）を同時に添加するとき同様の効果が確認された一方で、いずれかの単独は効果がなかった。

さらに、ＩＬ－１αおよびＩＬ－１βはこの点でもやはりＴＮＦαと互換的であった。抗ＣＤ３活性化脾細胞上清中で抗体を添加してサイトカイン活性を中和したところ、抗ＩＦＮγ単独またはＴＮＦα、ＩＬ－１α、およびＩＬ－１βに対する３つの抗体の組み合わせは、ＭＳＣによるｉＮＯＳのアップレギュレーションを阻止することが確認された。ＴＮＦα、ＩＬ－１αまたはＩＬ－１βに対する抗体を単独または２つ組み合わせて用いたところ、効果がなかった。したがって、免疫抑制を誘導する同じサイトカインはＭＳＣによるｉＮＯＳ発現の強力な誘導剤でもある。

サイトカイン処理ＭＳＣにおけるｉＮＯＳ発現が実際にＮＯ産生をもたらすか判定するために、２つの安定したＮＯ分解産物である硝酸（ＮＯ３）および亜硝酸（ＮＯ２）を、抗ＣＤ３活性化脾細胞上清で処理したＭＳＣに由来する調整培地中で測定した。処理後にＭＳＣによって産生されたＮＯ２の量は、ＮＯを大量に産生する細胞であることが知られているＣＤ１１ｂ^＋Ｆ４／８０^＋マクロファージを同様に処理したものからの産生量より、少なくとも１０倍高かった。これらの結果は、本願に記載する高レベルｉＮＯＳ ｍＲＮＡ発現と一致する。したがって、炎症促進性サイトカインに反応したＭＳＣのｉＮＯＳ発現のアップレギュレーションはＮＯ産生をもたらし、これはごく近傍でＴ細胞に作用することが可能である。

本試験においては、Ｔ細胞活性化によるかまたは外因性炎症性サイトカインが添加されるとき、Ｔ細胞は始めに細胞周期停止に入り、その後２４時間以内に細胞死する。ｉＮＯＳ阻害剤を用いる場合にはＴ細胞アポトーシスが認められないので、このアポトーシスはＮＯ依存性であることも確認された。ｉＮＯＳ^－／－またはＩＦＮγＲ１^－／－ＭＳＣを用いる場合もアポトーシスが存在しない。したがって、ＮＯ誘導性細胞周期停止およびＴ細胞のアポトーシスは、炎症性サイトカイン活性化ＭＳＣに媒介される免疫抑制のメカニズムの一部である。マクロファージにおいて炎症性サイトカイン誘導性ｉＮＯＳ発現における種間差が認められている（Schneemann & Schoedon. 2002）Nat. Immunol. 3（2）:102）。マウス、ラットおよびウシ由来のマクロファージにおいてはＮＯが炎症性サイトカインによって誘導されることが確認されたが、ヤギ、ウサギ、ブタおよびヒトマクロファージでは確認されていない（Schneemann & Schoedon （2002）上に同じ；Jungi, et al.（1996）Vet. Immunol. Immunopathol. 54:323-330）。したがって、マウスおよびヒト由来のＭＳＣによるＴ細胞増殖の阻害におけるＩＤＯおよびＮＯの役割は、並列比較によって分析される。Ｌ－ＮＭＭＡによるＮＯの阻害はマウスＭＳＣによる免疫抑制を完全に逆転したのに対し、ヒトＭＳＣによる末梢血単核球増殖の阻害は１－ＭＴによって逆転することが確認され、ＮＯを利用するマウスＭＳＣと比較して、ヒト由来のＭＳＣはＩＤＯを免疫抑制の主要なエフェクターとして利用することを示した（Ren G, Su J, Zhang L, Zhao X, Ling W, L'huillie A, Zhang J, Lu Y, Roberts AI, Ji W, Rabson AB, Shi Y. 間葉系幹細胞の媒介による免疫抑制のメカニズムにおける種間変動. Stem Cells 2009, 27:1954-1962）。

（ＭＳＣの化学誘引特性は炎症促進性サイトカインによって誘導される）
数件の研究において、インビボで、体細胞１００万個に対して１から５個と少数のＭＳＣによりＭＳＣによる有効な免疫抑制が達成され、その多くが数ヶ月間持続し、一部の例では免疫障害が完全に治癒した。ＭＳＣは組織に定着した後は移動せず、また免疫抑制はその発生源付近できわめて局所的にのみ作用するＮＯによって媒介されると考えると、この免疫抑制作用は意外である。サイトカイン誘導性ＭＳＣはその近傍に免疫細胞を誘引するメカニズムを有し、そこで局所的に高濃度のＮＯが標的Ｔ細胞に有効に作用する可能性があることが想定される。これを探索するため、ＭＳＣと脾細胞の共培養を鏡検下で経時的にモニタリングした。

脾細胞は抗ＣＤ３刺激時に紡錘型ＭＳＣに向かって活発に遊走することが確認された。対照的に、抗ＣＤ３刺激が存在しないと遊走は発生しなかった。脾細胞の生存能力は限られているので、刺激の非存在下でのＭＳＣに向かう運動の欠如はこれらの細胞がインビトロで健康度が低いことによるかもしれない。これを除外するため、活性化脾細胞上清で初回刺激したＭＳＣを、ＩＬ－２の非存在下でも良好に生存するＡ１．１Ｔハイブリドーマ細胞を誘引するその能力について検討した。これらの条件下で、経時的顕微動画撮影により共培養開始より１．５時間以内のＴ細胞のＭＳＣへの活発な遊走が明らかとなった。しかしＭＳＣを初回刺激しないと、Ｔ細胞のＭＳＣへの有効な移動はなかった。したがって、ＭＳＣが炎症促進性サイトカインに曝露された後にのみＭＳＣはＴ細胞の遊走を促進する。

ＭＳＣがＴ細胞を誘引することを可能とする上での様々なサイトカインの役割を検討するため、組換えサイトカインの様々な組み合わせによりＭＳＣを前処理し、さらにその結果として起こる、共培養中での事前活性化したＴ細胞の遊走を観察した。この分析により、ＭＳＣの免疫抑制機能を誘導した同じＴ細胞サイトカインの対（すなわちＩＦＮγとＴＮＦα；ＩＦＮγとＩＬ－１αまたはＩＦＮγとＩＬ－１β）がＭＳＣにＴ細胞を誘引させることが示された。同様に、特定のサイトカインの抗体中和を用い、活性化脾細胞上清で誘導したＭＳＣのＴ細胞増殖抑制に対するその効果と同じく、ＭＳＣへの遊走が抗ＩＦＮγ単独、またはＴＮＦα、ＩＬ－１αおよびＩＬ－１βの３つ同時の遮断によって阻止されることが確認された。したがって、ＭＳＣのサイトカイン誘導性免疫抑制機能は、ＮＯレベルが最も高いＭＳＣの近傍へのリンパ球の遊走に依存する可能性が高い。

（炎症促進性サイトカインはＭＳＣを誘導して免疫抑制にとって決定的であるサイトカインを産生させる）
サイトカインで初期刺激されたＭＳＣに対する活性化Ｔ細胞の堅牢な遊走は、ＭＳＣがケモカインなどの強力な化学誘引性物質を分泌することを示した。したがって、多様な条件下で培養されたＭＳＣによる白血球ケモカインの産生を、上清を測定することにより判定した。サイトカインを添加せずに単独で培養されたＭＳＣについては有意なサイトカイン産生は認められず、その生得的形態にあるＭＳＣはＴ細胞を誘引することができないという所見を実証した。しかし抗ＣＤ３活性化脾細胞と共培養したところ、ＭＳＣは、ＭＳＣ：脾細胞比率１：６０でのＣＸＣＬ－９（ＭＩＧ）１．５ｎｇ／ｍＬ（他の実験では１２ｎｇ／ｍＬ）およびＣＸＣＬ－１０（ＩＰ－１０）５０ｎｇ／ｍＬを含む数種類のケモカインを大量に産生した。これらは強力なＴ細胞特異的ケモカインであり；いずれのケモカインもインビトロにおいて単独でわずか１から１０ｎｇ／ｍＬの濃度で有意な化学走性を駆動することが示されている（Loetscher, et al. （1998） Eur. J. Immunol. 28:3696-3705; Meyer, et al.（2001）Eur. J. Immunol. 31:2521-2527）。ＣＸＣＬ－９およびＣＸＣＬ－１０の産生は、免疫抑制の誘導に対する効果と同様に、ＩＦＮγ単独、または３つのサイトカインＴＮＦα；ＩＬ－１α、およびＩＬ－１βすべての抗体中和によって阻害された。ケモカイン産生は、組換えＩＦＮγおよびＴＮＦα（各２０ｎｇ／ｍＬ）をＭＳＣ単独に添加することによって同様に誘導され、ＴＮＦαはやはりＩＬ－１αおよびＩＬ－１βと互換的であった。したがってこれらのサイトカインは、Ｔ細胞のＭＳＣへの化学走性を駆動する原因となる可能性が高い、ＭＳＣのケモカイン発現を誘導するのに十分である。これによって、一旦ＭＳＣのごく近傍に遊走したならば、活性化Ｔ細胞はＭＳＣによるさらなるケモカインの産生を誘導するサイトカインを分泌し、これによりさらに多くのＴ細胞をＭＳＣの近傍に誘引する正のフィードバックループを生成すると予測されるであろう。

ＭＳＣのケモカイン発現プロファイルを体系的に検討するために、未処理または抗ＣＤ３活性化脾細胞に由来する上清で処理したＭＳＣにおいてケモカインおよびその受容体をコードする８４種類の異なる遺伝子の発現を検討した。マウスケモカインおよび受容体ＲＴ２ ＰＲＯＦＩＬＥＲ．ＴＭ．ＰＣＲアレイキットを用いてリアルタイムＰＣＲにより総ＲＮＡを分析し、さらにケモカインｍＲＮＡレベルをβ－アクチンのそれと比較した（表１）。ヒトＭＳＣにおいて一部のヒトサイトカインの組み合わせも同様のケモカイン産生を誘導した。

（表１．活性化Ｔ細胞に由来する上清で処理されたＭＳＣにおけるケモカインおよび関連遺伝子の発現の誘導（β－アクチンは１×１０^７単位と定義））
ＭＳＣ（５ｍＬ完全培地中で１×１０^６／Ｔ－２５フラスコ）を未処理または活性化Ｔ細胞に由来する上清（最終体積の５０％）で１２時間刺激した。ケモカインおよびケモカイン受容体遺伝子発現はリアルタイムＰＣＲで測定した。

ＣＸ３ＣＬ－１（フラクタルカイン）およびＣＸＣＬ１３（ケモカイン（Ｃ－Ｘ－Ｃ）リガンド１３、ＢＣＡ－１）の低レベルを除き、未処理脾細胞上清に曝露したＭＳＣのｍＲＮＡレベルは有意でなかった。印象深いことに、活性化脾細胞上清によるＭＳＣの処理は、ＣＸＣＬ２（ケモカイン（Ｃ－Ｘ－Ｃ）リガンド２、Ｇｒｏβ）、ＣＸＣＬ５（ケモカイン（Ｃ－Ｃ）リガンド５、ＲＡＮＴＥＳ）、ＣＸＣＬ９（ケモカイン（Ｃ－Ｘ－Ｃ）リガンド９、ＭＩＧ）、ＣＸＣＬ１０（ケモカイン（Ｃ－Ｘ－Ｃ）リガンド１０、ＩＰ－１０）およびＣＣＬ７（ケモカイン（Ｃ－Ｃ）リガンド７、ＭＣＰ－３）などの一部のケモカインにおいて１００万倍以上の増加をもたらした。絶対的には、一部のケモカインはβ－アクチンの発現と同レベルかまたはそれより高いレベルにさえ達した。たとえば、ＣＸＣＬ１０はβ－アクチンの２倍のｍＲＮＡコピー数を示した。最も高く誘導されたケモカインは白血球化学遊走のきわめて強力な誘導物質であり、かつＭＳＣによる免疫抑制において重要な役割を果たす可能性が高い。事実、ＭＳＣにおいていずれも高く誘導されていたＴ細胞ケモカインＣＸＣＬ９、ＣＸＣＬ１０およびＣＸＣＬ１１の受容体であるＣＸＣＲ３（Lazzeri & Romagnani,（2005）Curr. Drug Targets Immune Endocr. Metabol. Disord. 5:109-118）の抗体遮断により、Ｔ細胞芽球のＭＳＣへの化学走性が阻害されかつその増殖の抑制が逆転されることが確認された。

炎症促進性サイトカインによって誘導されたＭＳＣ上清の化学走性駆動能力を直接検討するため、ＣＨＥＭＯＴＸ化学走性システム（ニューロプローブ）を用いた。このシステムは、ポリビニルピロリドン非含有ポリカーボネート膜（孔径５μｍ）で隔てられた上部および下部チャンバーより構成される。ＭＳＣ培養に由来する上清を下部チャンバーに入れ、また活性化ＣＤ４^＋またはＣＤ８^＋Ｔ細胞芽球をＩＬ－２の存在下で上部チャンバーに添加した。３時間後に化学走性を定量した。ＩＦＮγ＋ＴＮＦαまたはＩＦＮγ＋ＩＬ－１で処理したＭＳＣに由来する培養上清に反応して、ＣＤ４^＋Ｔ細胞によってもＣＤ８^＋Ｔ細胞によっても劇的な化学走性が発生することが確認された。活性化脾細胞によって調整された培地で処理されたＭＳＣに由来する上清でも同様の結果が得られた。

対照的に、未処理ＭＳＣまたは活性化脾細胞のみに由来するネガティブコントロール上清は、ＭＳＣを含まないＩＦＮγ＋ＴＮＦαの直接添加の場合と同様に、化学走性がなかった。重要なことは；２つの最も重要なＴ細胞特異的サイトカイン受容体であるＣＸＣＲ３およびＣＣＲ５に対する抗体は、特に両抗体が同時に添加された場合、この化学走性活性を遮断することが可能であったことである。サイトカイン活性化ＭＳＣは、Ｔ細胞を動員することに加えて骨髄由来樹状細胞、マクロファージおよびＢ細胞も動員する。

ＣＨＥＭＯＴＸシステムは、Ｔ細胞増殖の阻害における化学走性の役割を検討するためにも用いた。この測定においては、ＩＦＮγ＋ＴＮＦαを添加するかまたは添加せずにＭＳＣを下部ウェルに加え、またＴ細胞芽球（ＩＬ－２を添加）を上部ウェルに加えた。この条件においては、下部ウェルでＭＳＣにより産生されたケモカインは膜を経て下部ウェルへのＴ細胞遊走を誘導するはずであり、これによりＭＳＣによって産生されたＮＯが下部ウェルでＴ細胞の増殖を阻害した可能性もあった。３時間インキュベートした後、上部ウェルおよび下部ウェルに３Ｈ－チミジンをさらに６時間パルス添加し、さらに両ウェルの細胞を増殖の判定のために回収した。ＣＤ４^＋およびＣＤ８^＋Ｔ細胞芽球の増殖レベルは、いずれもＩＮＦγおよびＴＮＦαの存在下でＭＳＣによって有意に阻害された。ここでも、Ｔ細胞ケモカイン受容体ＣＸＣＲ３およびＣＣＲ５に対する遮断抗体はこの作用を有意に逆転した。これらのデータは、Ｔ細胞化学走性がＭＳＣの媒介による免疫抑制において非常に重要であることをさらに示す。

合わせて考えると、これらの結果は、ＭＳＣが免疫応答時に炎症促進性サイトカインに曝露すると、数種類のケモカイン、特にＴ細胞に特異的なケモカインを大量に産生するので、これがＭＳＣのごく近傍にＴ細胞を誘引し、ここで高濃度のＮＯがＴ細胞機能を抑制するよう作用することを示す。

（ＭＳＣによる遅延型過敏症（ＤＴＨ）および移植片対宿主病（ＧｖＨＤ）の予防は炎症性サイトカインおよびＮＯ産生に依存的である）
マウスの足蹠にＯＶＡ単独またはＯＶＡおよびｉＮＯＳ欠損または野生型マウス由来のＭＳＣを注射した。次にマウスの足蹠をＯＶＡで誘発し、その結果生じたＤＴＨ反応を足蹠浮腫により測定した。この分析の結果より、野生型ＭＳＣの投与によりＤＴＨ反応における炎症の軽減がもたらされることが示された。これと鋭く対照的に、ｉＮＯＳ欠損ＭＳＣは炎症を軽減しなかっただけでなく、実際にはＭＳＣを注射しなかった誘発マウスと比較してＤＴＨ反応を亢進した（図２）。足蹠の組織学的分析では、野生型ＭＳＣを同時注射した動物由来の皮膚では炎症指標の減少が示されたが、ｉＮＯＳ^－／－ＭＳＣを同時注射したマウスでは炎症部位における体液および白血球浸潤の増加が示された。この実験は、免疫応答の抑制におけるＮＯの必要性を実証しただけでなく、ＮＯ産生の非存在下においてＭＳＣ媒介化学走性が炎症を促進し、かつｉＮＯＳおよびＩＤＯの阻害剤を用いてワクチンの効力を高めたりあるいは腫瘍に対する有効な免疫応答を惹起したりするなどの局所免疫応答の増強に用いることも可能であることを示した。

ＭＳＣによる免疫抑制の特筆すべき作用の１つは、移植片対宿主病（ＧｖＨＤ）を抑制する能力である（Le Blanc, et al.（2004）上に同じ；Le Blanc & Ringden（2006）上に同じ）。ＭＳＣによるサイトカイン誘導性ＮＯ産生がインビボで免疫抑制をもたらすか検討するために、有核骨髄細胞５×１０^６個およびＣ５７ＢＬ／６マウス由来の脾細胞５×１０^６個を、致死線量を照射したＦ１（Ｃ５７ＢＬ／６×Ｃ３Ｈ）マウスに注射してマウスＧｖＨＤモデルを確立した。レシピエントポジティブコントロールマウスは１５日目と２２日目の間にいずれも広汎なＧｖＨＤ（衰弱、毛並みの乱れ、および円背）を発症した一方、同系Ｆ１骨髄を投与されたネガティブコントロールは罹患しなかった。

骨髄移植後にＦ１マウスにＭＳＣを投与したところ（３日目および７日目に静脈内注射したドナーマウス由来細胞０．５×１０６個）ＧｖＨＤからの有意な防禦があり；ＭＳＣを投与したマウスはいずれも少なくとも３３日間、一部は７５日以上生存した。対照的に、ｉＮＯＳ^－／－またはＩＦＮγＲ１^－／－マウスに由来するＭＳＣを投与したＦ１マウスは、未投与陽性対照と生存に違いがなかったので、防禦されなかった（図３）。このＩＦＮγＲ１またはｉＮＯＳ欠損ＭＳＣによる防禦の欠如は、ＩＦＮγおよびＮＯ産生がインビボでのＭＳＣを介した免疫抑制にとって必須であることを示す。

インビトロの結果から、ＩＦＮγがＴＮＦα、ＩＬ－１α、またはＩＬ－１βの３つのサイトカインのうちいずれか１つと共に作用してＭＳＣの免疫抑制機能を誘導することが示されたので、ＭＳＣを介したＧｖＨＤからの防禦におけるこれらのサイトカインの役割を検討した。野生型ＭＳＣ注入後に、マウスにこれらのサイトカインまたはＬ－ＮＭＭＡに対する中和抗体を７日間注射し、そしてＧｖＨＤを発症させた。抗ＩＦＮγおよびＬ－ＮＭＭＡのいずれもＭＳＣの媒介によるＧｖＨＤからの防禦の有意な反転を引き起こしたが（図３）、ネガティブコントロールマウスはこれらの投与に対応した有害効果を示さなかった。

ＴＮＦα、ＩＬ－１α、およびＩＬ－１βに対する３抗体カクテルの作用はより劇的でなく、統計的有意差に達しなかった（図４）。この結果はＩＦＮγおよびＮＯの産生をさらに暗示したが、他のサイトカインについては疑わしかった。しかし、ＴＮＦαおよびＩＬ－１は、ＩＦＮγと協同してＭＳＣによる免疫抑制を誘導するほか、ＧｖＨＤの正常な病因論における重要な因子でもあると認識することは重要である。実際に、ＴＮＦαまたはＩＬ－１のいずれかの中和はＧｖＨＤの重症度を低下させることができると報告されている（Hattori, et al.（1998）Blood 91:4051-4055; McCarthy, et al.（1991）Blood 78:1915-1918）。したがって、ＧｖＨＤからの防禦がこれらの抗体によってより大きく逆転されないことが多少期待される。

骨髄移植の１４日後に、これらのマウスに由来する様々な臓器における炎症の重症度の組織学的検査も検討した。観察された白血球浸潤の程度は生存成績と良好に相関し；ＧｖＨＤ誘導マウスは肝臓、肺および皮膚においてリンパ球数の増加を示したのに対し、ＭＳＣを投与したマウスではそれらはほとんどみられなかった。さらに、ＭＳＣによる防禦は抗ＩＦＮγおよびＬ－ＮＭＭＡによってほぼ完全に逆転されたのに対し、ＴＮＦα、ＩＬ－１αおよびＩＬ－１１に対する３抗体カクテルはより効果が低かった。これらのＧｖＨＤ実験の結果、さらにはＤＴＨ試験の結果を合わせると、インビボでのＭＳＣの媒介による免疫抑制におけるＩＦＮγおよびＮＯに対する役割が明確に示される。

（腫瘍由来ＭＳＣ様リンパ腫ストローマ細胞は免疫抑制性である）
リンパ腫の腫瘍細胞は接着性でないので、ｐ５３＋／－マウスに発症したリンパ腫から腫瘍ストローマ細胞を分離することが可能である。これらの細胞は、インビトロで継代してさらに脂肪細胞および骨芽細胞様細胞に分化することができることが確認された。興味深いことに、骨髄由来ＭＳＣと同様に、これらの腫瘍ストローマ細胞も免疫抑制性でありかつ抗ＣＤ３活性化脾細胞の増殖を有効に阻害することができる。抗ＩＦＮγＩＮＦγおよびｉＮＯＳ阻害剤は免疫抑制効果を逆転することができたので、この免疫抑制効果もＩＦＮγ＋ＴＮＦαおよびＮＯ依存性である。

（リンパ腫ストローマ細胞（ＬＳＣ）はＮＯ依存的にリンパ腫の発症を促進する）
リンパ腫ストローマ細胞の腫瘍成長に対する作用を検討するために、３５５Ｂ細胞リンパ腫細胞株（Ｃ３Ｈ－ｇｌｄ／ｇｌｄバックグラウンド、０．５×１０^６個／マウス）をｇｌｄ／ｇｌｄマウス由来リンパ腫ストローマ細胞（Ｃ３Ｈバックグラウンド、Ｐ５、０．２５×１０^６個／マウス）と同時に注射した。ストローマ細胞の同時注射によって死亡率が有意に上昇したことが確認された。興味深いことに、１４００Ｗ（ＮＯＳ阻害剤、０、２、４、８、１２、１６、２０、２４、および２８日目に０．１ｍｇ／マウス）の投与は当該作用を有意に逆転した（図４）。したがって、腫瘍ストローマ細胞は腫瘍の成長を有意に促進することが可能であった。

（ＮＯＳ阻害剤とＩＦＮγの組み合わせはマウスメラノーマ療法を促進する）
腫瘍ストローマ細胞が産生するＮＯの腫瘍免疫療法に対する役割を検討するために、０日目にＢ１６－Ｆ０メラノーマ細胞をＣ５７ＢＬ／６マウスに注射した（０．５×１０^６個／マウス）。４、８、１２、１６、２０日目に、ＩＦＮγ（２５０ｎｇ／マウス）または１４００Ｗ（ＮＯＳ阻害剤、０．１ｍｇ／マウス）を腹腔内注射により投与した。マウスの生存はマウスの瀕死の時に記録した。複合療法はマウスの生存能力を劇的に高めることが確認された（図５）。したがって、ＩＦＮγは腫瘍の発症において二重の役割を有し；一方は何らかの抗血管新生因子を産生するかまたは何らかの血管新生因子の産生を阻止することにより腫瘍の発症を防止することであり、もう一方はＮＯ、ＩＤＯまたはＰＧＥ２などの因子を産生することによって腫瘍ストローマまたは他の環境細胞による免疫抑制を誘導することである。このため、ＮＯ、ＩＤＯまたはＰＧＥのうち１つまたはそれ以上の阻害は癌の治療を劇的に促進することができる。したがって、サイトカイン、ワクチン接種、抗体、樹状細胞、またはＴ細胞によるものなどの免疫療法を用いて癌を治療する場合、腫瘍ストローマ細胞は、大半の症例でこれらの治療が腫瘍を完全に根絶することが不可能な原因となっているかもしれない。ｉＮＯＳおよびＩＤＯに対する阻害剤と免疫療法の複合使用は、腫瘍を根絶するための有効な方法を提供する可能性もある。

（マウス骨髄間葉系幹細胞（ＢＭ－ＭＳＣ）においてＩＬ－１７ＡはＩＦＮγおよびＴＮＦαと協同して免疫抑制エフェクター分子ｉＮＯＳの高度発現を誘導する）
マウスＭＳＣ媒介性免疫抑制は炎症性サイトカインに依存する。これらのサイトカインがないと、炎症性サイトカインＩＦＮγとＴＮＦαまたはＩＬ－１が存在しない限りＭＳＣは免疫抑制効果を持たず、ＭＳＣは刺激されて免疫抑制エフェクターである一酸化窒素（ＮＯ）を発現し、これは誘導型ＮＯシンターゼ（ｉＮＯＳ）および数種類のヘルパー分子－ケモカインおよび接着分子によって触媒される。ケモカインおよび接着分子はＴ細胞および他の免疫細胞をＭＳＣの近傍に保持し、ここで大量のＮＯが免疫細胞の機能を抑制する。

インビボ炎症性環境は、我々が先に言及した３種類のサイトカインに加えて多様な種類の炎症性サイトカインおよび成長因子を含有するので、組織損傷を有する部位におけるＭＳＣの原位置機能は、個別の微小環境ニッチにおいて多様なサイトカインによる影響を受けるはずであり、本発明者らは他のサイトカイン、特に自己免疫疾患および組織損傷において高レベルで発現するサイトカインを検討した。

検討した数種類のサイトカインのうち、ＩＬ－１７ＡはＩＮＦγおよびＴＮＦαの存在下でｉＮＯＳ発現を大きく促進することが確認された。ＩＬ－１７Ａは多くの病的条件において認められる非常に重要な炎症促進性サイトカインであるが、ＭＳＣの生物学に対してどのように影響するかはほとんど知られていない。図６に示すように、ｍＲＮＡおよびタンパク質のいずれのレベルにおいても、ＩＬ－１７ＡはｉＮＯＳの発現を大きく促進した。この所見は、ＩＬ－１７Ａのさらなる添加が、ＭＳＣの免疫抑制作用を促進するための潜在的な戦略となる可能性があることを示す。

（ＩＬ－１７ＡはＴ細胞増殖に対するＢＭ－ＭＳＣ媒介性免疫抑制を促進する）
ＩＬ－１７Ａ促進性ｉＮＯＳ発現が機能的であるか否か検討するため、ＭＳＣ－Ｔ細胞共培養系を実施してＭＳＣの免疫抑制活性を評価した。図７に示すように、ＩＦＮγおよびＴＮＦαの添加によってサイトカイン濃度依存的にＴ細胞増殖を低下させることが可能であった。印象深い事に、ＩＬ－１７Ａの添加はＭＳＣのＴ細胞増殖に対する抑制を促進した。したがって、ＩＬ－１７ＡはＭＳＣ媒介性免疫抑制の促進において機能的である。

（材料と方法）
（試薬とマウス）
組換えマウスＩＦＮγ、ＴＮＦα、ＩＬ－１７Ａ、およびＩＬ－１７Ａに対する抗体はｅＢｉｏｓｃｉｅｎｃｅｓ（カリフォルニア州ラホーヤ）に由来した。組換えマウスＩＬ－２はＲ＆Ｄシステムズ（ミネソタ州ミネアポリス）に由来した。β－アクチン、ＧＡＰＤＨ、ｉＮＯＳ、ｐ－ＩκＢα、ｐ－Ｐ６５、ｐ－ＪＮＫ、およびｐ－ＥＲＫ１／２に対する抗体はセル・シグナリング・テクノロジー（マサチューセッツ州ダンバーズ）に由来した。Ａｃｔ１に対する抗体はサンタクルーズバイオテクノロジー（テキサス州ダラス）に由来した。ＰＭＳＦおよびアクチノマイシンＤはシグマアルドリッチ（ミズーリ州セントルイス）より購入した。

Ｃ５７ＢＬ／６マウスは、動物施設において水および飼料を適宜与え、特定の病原体のない条件下で維持した。すべての動物プロトコルは当施設の動物実験委員会によって承認される。

（細胞）
ＭＳＣは実施例１に記載のプロトコルを用いて作製した。簡単に述べると、６～８週齢の野生型またはａｕｆ１－／－マウスの脛骨および大腿骨骨髄を採取した。１０％ＦＢＳ、２ｍＭグルタミン、１００Ｕ／ｍＬペニシリンおよび１００μｇ／ｍＬストレプトマイシン（完全培地、いずれもインビトロジェン（カリフォルニア州カールズバッド）由来）を添加したＤＭＥＭ培地で細胞を培養した。２４時間後にすべての非接着性細胞を除去し、接着性細胞を維持した。２～３日おきに培地を交換した。ＭＳＣクローンを得るために、集密状態の細胞を回収し、９６ウェルプレートに限定希釈によって播種した。次に、個々のクローンを選別および拡大した。ＭＳＣは、それぞれの分化条件下において脂肪細胞および骨細胞に分化することが可能であった。細胞は１５継代の前に用いた。

Ｔ細胞芽球はＣ５７ＢＬ／６マウスから分離した未処理脾細胞から作製し、さらに１０％熱不活化ＦＢＳ、２ｍＭグルタミン、１００Ｕ／ｍＬペニシリン、１００μｇ／ｍＬストレプトマイシンおよび５０μＭβ－ＭＥを添加したＲＰＭＩ－１６４０培地で培養した。抗ＣＤ３および抗ＣＤ２８で脾細胞（１×１０^６個／ｍＬ）を４８時間活性化し、さらに回収し、上清を濾過（０．１μｍ）して凍結した。その後細胞をＩＬ－２（２００Ｕ／ｍＬ）単独で４８時間培養した。

（増殖試験）
Ｔ細胞増殖を試験するため、凍結により培養を停止させる６時間前に、３Ｈ－チミジン０．５μＣｉを９６ウェルプレートの各ウェルに添加した。その後プレートを解凍し、細胞を回収し、さらに取り込まれた３Ｈ－Ｔｄｒをワラックマイクロベータシンチレーションカウンター（パーキンエルマー、マサチューセッツ州ウォルサム）で分析した。

（メッセンジャーＲＮＡ崩壊分析）
メッセンジャーＲＮＡ崩壊分析を原則的に実施した。ＭＳＣをサイトカインの組み合わせで６時間インキュベートした。アクチノマイシンＤ（ＡｃｔＤ）を最終濃度５μｇ／ｍＬで培地に添加して転写を停止した。ＡｃｔＤ添加後の様々な測定時に、総ＲＮＡの抽出のため細胞を回収した。

各測定時におけるｉＮＯＳ、ＣＸＣＬ１、ＣＣＬ２、ＣＸＣＬ１０およびＩＬ－６ ｍＲＮＡレベルを定量的ＲＴ－ＰＣＲで測定し、β－アクチンｍＲＮＡレベルに対して正規化した。各測定時に残留していたｍＲＮＡの百分率をＡｃｔＤ添加後の時間に対してプロットした。非線形回帰により一次崩壊定数ｋを算出した。式ｔ１／２＝ｌｎ２／ｋにより関連するｍＲＮＡ半減期、ｔ１／２を算出した。

（ＲＮＡ分離および遺伝子発現分析）
ＲＮＡｐｒｅｐピュアセル／バクテリアキットで総ＲＮＡを分離した。ファーストストランドｃＤＮＡ合成はｃＤＮＡ合成キットで実施した。ｍＲＮＡレベルは、ＳＹＢＲグリーンマスターミックスを用いて定量的ＲＴ－ＰＣＲ（７９００ＨＴ；アプライドバイオシステムズ、カリフォルニア州フォスターシティ）により測定し、β－アクチンｍＲＮＡレベルに対して正規化した。順方向および逆方向プライマーのペアの配列は以下の通りである：
ｉＮＯＳ、順方向５’－ＣＡＧＣＴＧＧＧＣＴＧＴＡＣＡＡＡＣＣＴＴ－３’および逆方向５’－ＣＡＴＴＧＧＡＡＧＴＧＡＡＧＣＧＴＴＴＣＧ－３’；
β－ａｃｔｉｎ：順方向５’－ＣＣＡＣＧＡＧＣＧＧＴＴＣＣＧＡＴＧ－３’および逆方向５’－ＧＣＣＡＣＡＧＧＡＴＴＣＣＡＴＡＣＣＣＡ－３’；
ＩＬ－６：順方向５’－ＧＡＧＧＡＴＡＣＣＡＣＴＣＣＣＡＡＣＡＧＡＣＣ－３’および逆方向５’－ＡＡＧＴＧＣＡＴＣＡＴＣＧＴＴＧＴＴＣＡＴＡＣＡ－３’；
ＣＸＣＬ１：順方向５’－ＣＴＧＣＡＣＣＣＡＡＡＣＣＧＡＡＧＴＣ－３’および逆方向５’－ＡＧＣＴＴＣＡＧＧＧＴＣＡＡＧＧＣＡＡＧ－３’；
ＣＣＬ２：順方向５’－ＴＣＴＣＴＣＴＴＣＣＴＣＣＡＣＣＡＣＣＡＴＧ－３’および逆方向５’－ＧＣＧＴＴＡＡＣＴＧＣＡＴＣＴＧＧＣＴＧＡ－３’；
ＣＣＬ５：順方向５’－ＴＴＴＣＴＡＣＡＣＣＡＧＣＡＧＣＡＡＧＴＧＣ－３’および逆方向５’－ＣＣＴＴＣＧＴＧＴＧＡＣＡＡＡＣＡＣＧＡＣ－３’；
ＣＸＣＬ９：順方向５’－ＡＧＴＧＴＧＧＡＧＴＴＣＧＡＧＧＡＡＣＣＣＴ－３’および逆方向５’－ＴＧＣＡＧＧＡＧＣＡＴＣＧＴＧＣＡＴＴ－３’；
ＣＸＣＬ１０：順方向５’－ＴＡＧＣＴＣＡＧＧＣＴＣＧＴＣＡＧＴＴＣＴ－３’および逆方向５’－ＧＡＴＧＧＴＧＧＴＴＡＡＧＴＴＣＧＴＧＣＴ－３’。

（ウェスタンブロッティング分析）
細胞を氷冷ＰＢＳで２回洗い、回収し、さらにプロテアーゼ阻害剤カクテル（ロッシェ、ニュージャージー州ナットリー）およびＰＭＳＦ（シグマ）を含有するＲＩＰＡバッファー（ミリポア、カリフォルニア州テメキュラー）中で３０分間氷上で溶解した。ライセートを１６，０００ｇで１５分間の遠心分離により清澄化した。ブラッドフォードアッセイ（バイオラッド、カリフォルニア州ハーキュリーズ）により上清のタンパク質濃度を測定した。

タンパク質サンプルを５×ＳＤＳ装填バッファー（２５０ｍＭ Ｔｒｉｓ－ＨＣｌ、ｐＨ６．８、１０％ＳＤＳ、０．５％ブロモフェノールブルー、５０％グリセロール、５％β－メルカプトエタノール）で希釈し、１０％ＳＤＳポリアクリルアミドゲルで分画化した。タンパク質をニトロセルロース膜（ワットマン社、ニュージャージー州クリフトン）にエレクトロブロッティングし、ＴＢＳＴ（１５０ｍＭ ＮａＣｌ、５０ｍＭ Ｔｒｉｓ－ＨＣｌ、ｐＨ７．５、０．０５％Ｔｗｅｅｎ２０）に溶解した５％脱脂粉乳中で１時間室温でインキュベートした。一次抗体を用いてブロッティング膜を４℃で一晩インキュベートし、ＴＢＳＴで広範囲に洗浄し、ＨＲＰコンジュゲート二次抗体（セル・シグナリング）を用いて室温で１．５時間インキュベートし、再度ＴＢＳＴで洗浄した。ブロッティング膜は、製造者の提供する指示に従い化学発光試薬（ミリポア、マサチューセッツ州ビルリカ）で現像した。

（ＩＬ－１７Ａ受容体の免疫蛍光検出）
培養したＭＳＣを始めにＰＢＳで洗い、さらに氷冷メタノールを用いて－２０℃で１０分間固定した。０．３％Ｔｒｉｔｏｎ Ｘ－１００ＰＢＳ溶液で１０分間インキュベートした後、５％ＢＳＡを用いて細胞を室温で１時間ブロッキングし、さらに一次抗体である抗ＩＬ－１７ＲＡ（サンタクルーズ）を用いて４℃で一晩インキュベートした。ＰＢＳで洗浄した後、アレクサフルオロ５９４コンジュゲートヤギ抗ウサギ二次抗体およびＤＡＰＩ（インビトロジェン）を用いて細胞を室温で１時間インキュベートした。その後細胞を撮影前にＰＢＳで洗浄した。

（マウスのＣｏｎＡ誘導型肝損傷）
Ｃ５７ＢＬ／６マウス（８～１０週齢）にＣｏｎＡ（ベクターラボ、カリフォルニア州バーリンゲーム）のＰＢＡ溶液を１５ｍｇ／ｋｇで静脈内注射して肝損傷を誘導した。野生型マウスまたはａｕｆ１－／－マウスに由来するＭＳＣ（５×１０５）を、ＩＬ－１７Ａの存在下または非存在下でＩＦＮγ、ＴＮＦαを用いて、または用いずに１２時間処理し（各サイトカインにつき１０ｎｇ／ｍＬ）、次にＣｏｎＡを投与したマウスに３０分間静脈内投与した。さらに７．５時間後にマウスを安楽死させ、血清および肝組織を採取した。血清アラニンアミノトランスフェラーゼ（ＡＬＴ）検出によりＡＬＴ活性を測定した。ホルマリン固定肝組織学切片をヘマトキシリンとエオシン（Ｈ＆Ｅ）で染色した。

（肝単核球分離およびフローサイトメトリー分析）
肝単核球（ＭＮＳ）を４０％／７０％グラジエントで精製し、染色バッファー（ＰＢＳ、３％ＦＣＳ）中で抗ＣＤ３－ＰＥ、抗ＣＤ４－ＰｅｒＣＰ／Ｃｙ５．５、および抗－ＣＤ８ａ－ＡＰＣ（ｅＢｉｏｓｃｉｅｎｃｅｓ）により４℃で３０分間染色した。クローン化ＭＳＣにおけるＩＬ－１７ＲＡの表面発現を検出するために、細胞を抗ＩＬ－１７ＲＡ－ＰＥ（ｅＢｉｏｓｃｉｅｎｃｅｓ）で染色し、ＦＡＣＳ Ｃａｌｉｂｕｒフローサイトメーター（ベクトンディッキンソン、カリフォルニア州サンホゼ）でフローサイトメトリーにより分析した。

（統計分析）
非線形回帰および統計分析は、ＰＲＩＳＭｖ５ソフトウェア（グラフパッドソフトウェア社）を用いて実施した。サンプル間の比較は対応のないｔ検定により実施した。ｐ＜０．０５の差を有意とみなした。（^＊、ｐ＜０．０５；^＊＊、ｐ＜０．０１；^＊＊＊、Ｐ＜０．００１）。

（結果：ＩＬ－１７ＡはＭＳＣの免疫抑制作用を促進する）
本実施例は、ＭＳＣの免疫抑制機能が生得的ではなく、炎症促進性サイトカインにより濃度依存的に誘導されることを規定する。ＭＳＣに対する免疫抑制作用を可能とするためにＩＦＮγと他の３つの炎症性サイトカイン－ＴＮＦα、ＩＬ－１α、またはＩＬ－１β－のうち１つの組み合わせが必要とされる。ＩＦ－１７Ａは、多様な炎症性および自己免疫疾患の病因論におけるその決定的役割で知られた多面発現性炎症促進性サイトカインである。興味深いことに、ＩＬ－１７Ａはいくつかのサイトカインと協同し、炎症に必要とされる遺伝子発現プログラムを促進することも知られている。したがって、本発明者らはＩＬ－１７Ａが至適濃度に満たないＩＦＮγおよびＴＮＦαと協同してＭＳＣの免疫抑制特性を誘導することが可能か検討した。

低濃度（各２ｎｇ／ｍＬ）の組換えサイトカインＩＦＮγ、ＴＮＦα、およびＩＬ－１７Ａの様々な組み合わせを用いて、ＭＳＣを１２時間培養し；ＣＤ４^＋Ｔ細胞芽球を１：２０の比率（ＭＳＣ：Ｔ細胞）でＩＬ－２と同時に培養に加え、さらにＴ細胞増殖を^３Ｈ－チミジン取り込みで評価した（Ｔ細胞芽球はＩＬ－２の存在下で増殖するが、さらなるＴＣＲ活性化がなければサイトカインを産生しないことが指摘される）。その後、３つのサイトカインのいずれか単独ではＭＳＣにおいて免疫抑制を誘導することができないと結論づけられた。

ＭＳＣは始めに表示の組み合わせの組換えサイトカインＩＦＮγ、ＴＮＦα、ＩＬ－１７Ａ（各２ｎｇ／ｍＬ）で１２時間処理し、その後ＣＤ４^＋Ｔ細胞芽球と１：２０の比率（ＭＳＣ：Ｔ細胞）で共培養し、さらに１２時間後に^３Ｈチミジン取り込みにより増殖を評価した。したがって、Ｔ細胞増殖はＩＦＮγおよびＴＮＦαの存在下で抑制され、かつこの抑制はＩＦ－１７Ａによって著しく促進することが可能であり（図９Ａ）、強力な炎症促進性サイトカインＩＬ－１７Ａの新規免疫調節機能が実証された。

次に、ＭＳＣまたはＲａｗ２６４．７（マクロファージ）におけるＩＬ－１７受容体ファミリーメンバーのｍＲＮＡ発現をＲＴ－ＰＣＲで検討した。ＮＣ：ＲＴなし。このように、ＩＬ－１７ＲＡおよびＩＬ－１７ＲＣを経たＩＬ－１７Ａシグナルは、ＭＳＣにおける両受容体の発現がＲＴ－ＰＣＲによって確認され（図９Ｂ）、ここではマウスマクロファージ細胞株Ｒａｗ２６４．７をポジティブコントロールとして用い；間接免疫蛍光顕微鏡検査およびフローサイトメトリーによりＩＬ－１７ＲＡの細胞表面発現も確認された（図９Ｃ、それぞれ上および下パネル）。

炎症性サイトカインの濃度は炎症反応の種々のステージで異なるので、ＩＬ－１７促進免疫抑制に対するＩＦＮγおよびＴＮＦαの濃度依存性をさらに検討した。表示の濃度のＩＦＮγおよびＴＮＦαを用い、ＩＬ－１７Ａ１０ｎｇ／ｍＬを添加してまたは添加せずにＭＳＣを培養した。次に、ＭＳＣをＣＤ４^＋Ｔ細胞芽球またはＡ１．１Ｔ細胞ハイブリドーマと共培養してＴ細胞増殖に対する作用を評価した。ＩＬ－１７Ａは、それぞれ１～２ｎｇ／ｍＬと低いＩＦＮγおよびＴＮＦα濃度で、ＭＳＣのＴ細胞に対する免疫抑制作用を促進することができた。

ＩＬ－１７Ａは、ＩＦＮγおよびＴＮＦαの高濃度（すなわち１０～２０ｎｇ／ｍＬ）においてもなお免疫抑制を改善したが、効果はより曖昧であった。しかし、ＭＳＣを段階的な濃度のＩＬ－１７Ａを添加してＩＦＮγおよびＴＮＦα（２ｎｇ／ｍＬ）で１２時間処理し、その後Ｔ細胞ハイブリドーマＡ１．１細胞と１：１０の比率で１２時間共培養した。したがって、低濃度のＩＦＮγおよびＴＮＦα（各２ｎｇ／ｍＬ）、Ｔ細胞増殖の劇的な低下を誘発するには０．５ｎｇ／ｍＬと少量のＩＬ－１７Ａで十分であった（ｐ＜０．０５；図９Ｆ）。

この所見は、Ｔ細胞が分泌する炎症性サイトカインに応じてＭＳＣが活性化一次脾細胞の増殖を抑制できることを規定する。Ｔ細胞の活性化は、ＩＬ－１７Ａを含む多くのサイトカインの産生をもたらす。ＩＬ－１７ＡがＭＳＣの免疫抑制効果に寄与することを確認するために、ＩＬ－１７Ａに対する抗体を用いてＭＳＣ活性化脾細胞共培養系においてこれを中和した。活性化脾細胞の増殖はＭＳＣによって著しく阻害されたものの、ＩＬ－１７Ａに対する抗体の添加時にこの阻害は部分的に逆転され、すなわち抗体の存在下で増殖が増加した（図９Ｇ）。抗体の至適効果はＭＳＣ：脾細胞比率が１：４０で発生した。ＭＳＣ：脾細胞比率１：２０では、逆転はより曖昧であるもののなお統計的に有意であった（ｐ＜０．０１）。これらの結果を合わせて考えると、ＩＬ－１７Ａは、特により低濃度のＩＦＮγおよびＴＮＦαにおいて培養されるとき、ＭＳＣの免疫抑制作用を促進することが可能であることが示される。

（ＩＬ－１７Ａは炎症性サイトカインと協同してＭＳＣの免疫調節遺伝子の発現を誘導する）
一酸化窒素（ＮＯ）およびケモカインは、協調的に作用し、ＭＳＣの免疫抑制作用を媒介する重要な分子である。ＭＳＣのケモカインおよびｉＮＯＳ遺伝子は、ＩＦＮγおよびＴＮＦαによって誘導される。しかし、ＩＬ－１７ＡはＩＦＮγおよびＴＮＦαで培養したＭＳＣによる免疫抑制を促進した（図９Ｄ、９Ｅ）。その後、ＩＬ－１７ＡがＩＮＦγおよびＴＮＦαと協同してＭＳＣのｉＮＯＳおよびケモカインの発現を誘導することを示すよう、この試験を設計した。この仮説を検討するために、ＩＦＮγ、ＴＮＦαおよび／またはＩＬ－１７Ａの様々な組み合わせを用いてＭＳＣ集団を培養し、さらに選択した免疫調節遺伝子の発現に対する作用を評価した。

サイトカインの単一または２つの組み合わせで培養したＭＳＣと比較すると、ＩＦＮγ、ＴＮＦα、およびＩＬ－１７Ａの添加はｉＮＯＳ、ＩＬ－６，およびＣＸＣＬ１の発現をｍＲＮＡレベルで劇的に上昇させ（図１０Ａ）；ウェスタンブロッティング分析によりｉＮＯＳタンパク質レベルの上昇も確認された（図１０Ｂ）。しかし、ＭＳＣの免疫抑制作用において中心的な役割を果たすＣＣＬ５、ＣＣＬ２、ＣＸＣＬ９、ＣＸＣＬ１０などの他のケモカインの発現は、いずれもＩＬ－１７Ａの添加によって影響されなかった（図１０Ｃ）。

遺伝子発現に対する作用がＩＬ－１７Ａによるものであることを確認するため、抗ＣＤ３および抗ＣＤ２８活性化脾細胞に由来する上清を用い、ＩＬ－１７Ａに対する中和抗体の存在下または非存在下でＭＳＣを培養した。抗ＩＬ－１７Ａの上清への添加によりｉＮＯＳ、ＩＬ－６、およびＣＸＣＬ１遺伝子発現の誘導が阻止されたが、ＣＣＬ２、ＣＣＬ５、ＣＸＣＬ９、またはＣＸＣＬ１０には影響しなかった。（図１０Ｄ、１０Ｅ）。Ａｃｔ１ノックダウンＭＳＣを用いたＩＬ－１７Ａのシグナル伝導の遮断により、こうした結論がさらに立証された。

アダプタータンパク質Ａｃｔ１のＩＬ－１７ＲＡへの動員は、ＩＬ－１７Ａ依存的シグナル伝達と関連付けられる。ＩκＢα、ＥＲＫ、ｐ６５、ＪＮＫのリン酸化はこれらのＡｃｔ１ノックダウンＭＳＣで減衰されるので（図１１Ａ）、ＩＬ－１７ＡはＡｃｔ１ノックダウンＭＳＣにおけるＩＦＮγ＋ＴＮＦα誘導によるｉＮＯＳ発現をアップレギュレートすることができなかった（図１１Ｂ、１１Ｃ）。その一方、Ａｃｔ１の非存在下では、ＭＳＣにおけるＩＬ－１７Ａによる免疫抑制の促進もみられなかった（図１１Ｄ）。それゆえ、遺伝子発現に対する効果はＩＬ－１７Ａによるものであった。これらのデータを合わせると、ＩＬ－１７ＡがＩＦＮγおよびＴＮＦαと協同し、ＭＳＣの免疫抑制機能に寄与する遺伝子の発現を誘導できることが示された。

（ＩＬ－１７ＡはＲＮＡ結合タンパク質ＡＵＦ１によって課される遺伝子発現の抑制を逆転する）
ｉＮＯＳおよび多くのサイトカイン／ケモカインをコードするメッセンジャーＲＮＡは速やかに分解され、これはｍＲＮＡおよびタンパク質のいずれに対しても量の増加を制限する。シグナル伝達経路の活性化は、特に免疫応答時には、これらのｍＲＮＡを安定化してその発現を増加させる。実際、ＩＬ－１７Ａが多くの炎症メディエーター遺伝子の発現を誘導する主なメカニズムは、そのｍＲＮＡを安定化させることによる。数多くのタンパク質が、通常は３’－ＵＴＲにおいて、特異的なＲＮＡ配列と結合しかつＲＮＡを迅速な分解の標的とする。ＡＵリッチ領域（ＡＲＥ）はそのようなｍＲＮＡ分解配列のファミリーの１つを含む。ＡＲＥと結合してそれを内部に持つｍＲＮＡの調節発現を誘発するタンパク質は数多い。これらのタンパク質はＡＵＦ１、ＨｕＲ、ＫＳＲＰ、ＴＩＡ－１／ＴＩＡＲ、およびＴＴＰを含む。これらのタンパク質の標的の一部は、ｉＮＯＳ、ＩＬ－６、およびＣＸＣＬ１をコードするＡＲＥ－ｍＲＮＡを含む。ＡＲＥ結合タンパク質ＡＵＦ１は、ｉＮＯＳおよびＩＬ－６ ｍＲＮＡと結合してその分解を制御する４つのアイソフォーム―ｐ３７、ｐ４０、ｐ４２、およびｐ４５―を含む。したがって、ＡＵＦ１はｉＮＯＳおよびサイトカイン／ケモカインｍＲＮＡの発現を制限するよう作用すること、およびＩＬ－１７ＡがＡＵＦ１のこの活性を遮断し、これにより遺伝子発現を増加させるという仮説が立てられた。

このようにして、ａｕｆ１^－／－マウスおよび野生型マウスの骨髄に由来するＭＳＣの間で、サイトカイン誘導による遺伝子発現を比較した。これまでのようにサイトカインの組み合わせを用いてＩＬ－１７Ａを添加するかまたは添加せずに細胞を培養した。野生型ＭＳＣではｉＮＯＳ、ＩＬ－６、およびＣＸＣＬ１ ｍＲＮＡのレベルが非常に低いことが常であった一方で、ＩＬ－１７Ａの添加（ＩＦＮγおよびＴＮＦαと同時）によりこれらのｍＲＮＡのレベルの有意な上昇が誘導された（図１２Ａ；ｐ＜０．００１）。対照的に、これら３つのｍＲＮＡのレベルはＩＦＮγ＋ＴＮＦαで培養したａｕｆ１^－／－ＭＳＣの方がはるかに高く、またＩＬ－１７Ａの添加はｍＲＮＡレベルにほとんど影響しなかった（すなわちＩＬ－１７Ａはその量を２倍未満増加させた）。同様に、ＩＦＮγおよびＴＮＦαは、ａｕｆ１^－／－ＭＳＣにおいて、野生型と対照的に、ＩＬ－１７Ａを必要とすることなくｉＮＯＳタンパク質を最大限に誘導するのに十分であった（図１２Ｂ、レーン７および８をレーン５と比較されたい）。

ＡＵＦ１およびＩＬ－１７Ａの遺伝子発現に対する作用を考慮すると、ｍＲＮＡ安定化の度合い、および通常であればＩＬ－１７Ａを必要とする遺伝子発現の増大を提供するには、ＡＵＦ１単独のノックアウトで十分である可能性があった。野生型およびａｕｆ１^－／－ＭＳＣをＩＦＮγ＋ＴＮＦαを用いてＩＬ－１７Ａを添加するかまたは添加せずに培養した。６時間後にＡｃｔＤを添加して転写を停止させた。

様々な測定時においてＲＮＡを細胞から分離し、個々のｍＲＮＡのレベルを測定してＲＮＡ崩壊動態を評価した。野生型ＭＳＣにおいては、ｉＮＯＳ、ＩＬ－６、およびＣＸＣＬ１ ｍＲＮＡは半減期がそれぞれ４．３±１．４時間、０．７±０．１時間、および０．５９±０．０８時間と比較的不安定であり；ＩＬ－１７Ａは３つのｍＲＮＡのすべてに対して２倍の安定化をもたらした（図１３Ａ；それぞれについてｐ＜０．０５）。ＩＬ－１７Ａに反応しなかったＣＣＬ２およびＣＸＣＬ１０ ｍＲＮＡは（図１３Ｃ参照）、予想されるように、ＩＬ－１７Ａによって安定化されなかった（図１３Ａ；両ｍＲＮＡについてＩＬ－１７Ａの有無にかかわらずｔ１／２＝約２時間）。

野生型ＭＳＣとは対照的に、ＡＵＦ１のノックアウトはｉＮＯＳ、ＩＬ－６、およびＣＸＣＬ１ ｍＲＮＡを強力に安定化した（図１３Ｂ；ｉＮＯＳとＩＬ－６についてはｔ１／２＞１０時間；ＣＸＣＬ１についてはｔ１／２＝４．３±０．６時間）。ＩＬ－１７ＡはｉＮＯＳおよびＩＬ－６ ｍＲＮＡの半減期に影響しなかったが（図１３Ｂ）、その一方でＣＸＣＬ１ ｍＲＮＡを少なくとも２倍安定化した（図１３Ｂ；ｔ１／２＞１０時間に対してＩＬ－１７Ａなしで４．３±０．６時間；考察を参照）。これらのｍＲＮＡ崩壊データは、（ｉ）ＡＵＦ１は通常ＭＳＣのｉＮＯＳ、ＩＬ－６、およびＣＸＣＬ１ ｍＲＮＡの分解を促進しかつＩＬ－１７Ａはその安定化を引き起こすこと；（ｉｉ）ＡＵＦ１のノックアウトによるこれらのｍＲＮＡの安定化は、野生型ＭＳＣにおけるｍＲＮＡに対するＩＬ－１７Ａの安定化効果の強度に匹敵すること；および（ｉｉｉ）ＡＵＦ１ノックアウトはｉＮＯＳ／ケモカイン遺伝子発現を誘導するためのＩＬ－１７Ａの必要性を取り除くとみられることを示した。したがって、ＡＵＦ１は、ＭＳＣ遺伝子発現に対するその作用、およびおそらくは次に検討する最終的な免疫抑制を誘発するために、そこを経てＩＬ－１７Ａが作用しなければならない制御点として作用しうる。

（インビトロでのＭＳＣの免疫抑制に対するＡＵＦ１の作用）
ＡＵＦ１ノックアウトがＩＬ－１７Ａを必要とすることなくケモカイン遺伝子発現を誘導したと考えると（図１２および１３を参照）、ＩＦＮγ＋ＴＮＦα単独でａｕｆ１^－／－ＭＳＣを培養することは、３つのサイトカインすべてを用いて培養された野生型ＭＣＳの免疫抑制活性を表現型模写するのに十分であろうという仮説が立てられる。この仮説を検討するため、野生型およびａｕｆ１^－／－ＭＳＣを、ＩＬ－１７Ａを添加してあるいは添加せずにＩＦＮγ＋ＴＮＦαを用いて培養した後、Ｔ細胞増殖の分析のためにＡ１．１Ｔ細胞ハイブリドーマと共培養した。ＩＬ－１７Ａは、添加しないで培養した細胞と比較して、野生型ＭＳＣの免疫抑制活性を増加させたが；しかしＩＦＮγ＋ＴＮＦαはａｕｆ１^－／－ＭＳＣの最大免疫抑制活性を誘導するのに十分であり、かつＩＬ－１７Ａは免疫抑制効果をさらに亢進させることはなかった（図１４Ａ、１４Ｂ）。これらの結果を合わせて考えると、ＡＵＦ１はｉＮＯＳおよびサイトカイン／ケモカイン遺伝子発現を制限するという所見と一致し；ＩＬ－１７Ａはこれらの作用を逆転してＭＳＣによる免疫抑制を促進する。

（ＩＬ－１７Ａは、ＣｏｎＡ誘導型肝損傷を患うマウスにおけるＭＳＣの治療効果をＡＵＦ１依存的に促進する）
次に発明者らは、野生型およびａｕｆ１^－／－ＭＳＣによるインビボ免疫抑制に対するＩＬ－１７Ａの作用を検討した。マウスのＣｏｎＡ誘導型肝損傷は、主としてＴ細胞を介する自己免疫性肝炎のインビボモデルにおいて十分に説明されている。先の結果より、ＩＬ－１７Ａはインビトロ系においてＭＳＣの免疫抑制作用を劇的に促進できることが示されているので、マウスにおけるＣｏｎＡ誘導型肝損傷を治療する際に、ＩＬ－１７ＡがＭＳＣによりすぐれた治療効果を可能とするこができるであろうと予想された。したがって、始めにＩＬ－１７Ａの存在下または非存在下でＩＦＮγ＋ＴＮＦαを用いてまたは用いずに野生型およびａｕｆ１^－／－ＭＳＣを１２時間処理し、次に３０分前にＣｏｎＡ注射を受けたマウスに静脈内注射した。未処理またはＩＦＮγ＋ＴＮＦα前処理した野生型ＭＳＣと比較して、ＩＦＮγ＋ＴＮＦαおよびＩＬ－１７Ａで前処理した野生型ＭＳＣは、血清ＡＬＴ活性および肝壊死および炎症を鋭く減少させ、肝損傷を相当改善することが可能であった（図１５Ａ、１５Ｄ）。しかしａｕｆ１^－／－ＭＳＣについては、ＩＬ－１７を必要とすることなく、ＩＦＮγ＋ＴＮＦα前処理のみでＣｏｎＡ誘導型肝損傷に対する最大治療効果を誘発するであろう（図１５Ａ、１５Ｄ）。ＩＦＮγ＋ＴＮＦαにＩＬ－１７Ａを添加して前処理した野生型ＭＳＣ、またはＩＬ－１７Ａを添加してあるいは添加せずにＩＦＮγ＋ＴＮＦαで前処理したａｕｆ１^－／－ＭＳＣを投与されたマウスでは、血清ＡＬＴ活性のパターンと一致して、肝臓の単核球、さらにはＣＤ３^＋ＣＤ４^＋およびＣＤ３^＋ＣＤ８^＋Ｔ細胞浸潤も劇的に減少した（図１５Ｂ、１５Ｃ）。したがって当業者は、ＩＦＮγ＋ＴＮＦαとＩＬ－１７Ａで同時に前処理したＭＳＣを利用することによるＣｏｎＡ誘導性肝損傷を治療する上での新しい新規の治療法を認識することができ、かつＩＬ－１７Ａの効果はＡＵＦ１依存的に発揮される。

（ＩＬ－１７ＡはｍＲＮＡの安定性を高めることによりｉＮＯＳ発現を促進した）
ＩＬ－１７ＡがどのようにＭＳＣによるｉＮＯＳ発現および免疫抑制を促進するかというメカニズムを検討するために、サイトカイン誘導下でのｉＮＯＳのＲＮＡ安定性を試験した。図１６Ａに示すように、ＩＦＮγ＋ＴＮＦα処理群におけるｉＮＯＳ ｍＲＮＡの崩壊半減期は約２．５時間であった。興味深いことに、ＩＬ－１７Ａの添加は検討した測定時内でｉＮＯＳ ｍＲＮＡを完全に保護した。

哺乳類においては、炎症タンパク質をコードするｍＲＮＡの多くは、その３’非翻訳領域に存在するＡＵリッチ領域（ＡＲＥ）によって不安定化された可能性がある。迅速なｍＲＮＡ分解は、これらのｍＲＮＡを伴うＡＲＥ結合タンパク質（ＡＵＢＰ）に随伴して発生する。ＡＲＥ／ポリ（Ｕ）－結合／分解因子１であるＡＵＦ１は最もよく特性解析されたＡＵＢＰの１つであり、多くのＡＲＥ－ｍＲＮＡと結合して分解を媒介する。ＭＳＣにおけるＩＬ－１７Ａ媒介性ｉＮＯＳ過剰発現において指摘された所見に対し、ＡＵＦＩは決定的であることが疑われる。

これを検討するために、ＭＳＣにおいてＡＵＦ１をｓｉＲＮＡによりノックダウンし、さらにＩＬ－１７Ａを添加するかまたは添加せずにＩＦＮγ＋ＴＮＦαで処理した。ＩＬ－１７Ａは野生型ＭＳＣにおいてｉＮＯＳ発現を著しく誘導したのに対し、ＡＵＦ１の欠如はこの効果を大きく阻止し、ＭＳＣのＩＬ－１７Ａ媒介性ｉＮＯＳ発現におけるＡＵＦ１の重要性を示した。このように、ＩＬ－１７ＡはＭＳＣにおいてｉＮＯＳ ｍＲＮＡを安定化させることができ、このことは臨床環境でＭＳＣ媒介療法を効果的に促進する新規の方法を提供する。

（Ｉ型インターフェロンおよび線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ－２）は、ＭＳＣ媒介性免疫抑制に対し、ｉＮＯＳ発現のダウンレギュレーションを通じて負の制御因子として作用する）
上述のように、ＩＬ－１７ＡはＭＳＣ媒介性免疫抑制を促進するための潜在的因子となる可能性もある。しかし多くの場合、そのようなインビトロおよびインビボ免疫抑制作用は正または負のいずれかに調節する必要がある。入手可能な成長因子およびサイトカインをスクリーニングし、２つの因子：Ｉ型インターフェロンおよび線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ－２）がＭＳＣ媒介性免疫抑制を著しくダウンレギュレートすることを確認した。

これら２つの因子は、Ｔ細胞増殖に向けられたＭＳＣの免疫抑制作用を潜在的に阻害する可能性がある（図１６）。さらなる分析により、これらのサイトカインのいずれかの添加によって、ｉＮＯＳタンパク質の発現およびＮＯ産生を著しく減少させることができたことが明らかとなった（図１７）。

これらの所見は、ＭＳＣ媒介性免疫抑制を負に調節する方法を実証する。したがって、Ｉ型インターフェロンおよびＦＧＦに対する抗体を用いてＭＳＣの免疫抑制作用を増強することができる。

（ヒトＩＤＯ発現マウスｉＮＯＳ－／－細胞の構築（ヒト化ＩＤＯ ＭＳＣ））
ＭＳＣ媒介性免疫抑制には種間変動があり：ＮＯはマウスＭＳＣに対するエフェクター分子であるのに対し、ヒトおよび霊長類ＭＳＣはインドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）を抑制的エフェクター分子として利用する。

マウスＭＳＣは炎症性サイトカイン刺激後にインドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）を発現しないので、マウス系でＩＤＯの生物学的役割を検討するのは困難である。この問題を回避するために、マウスｉＮＯＳプロモーターの制御の下で、マウスｉＮＯＳ－／－ＭＳＣをヒトＩＤＯ遺伝子でトランスフェクトした。これにより、マウスＭＳＣにおいて炎症性サイトカイン刺激時のＩＤＯの発現が可能となった。安定的なヒトＩＤＯ発現マウスｉＮＯＳ－／－ＭＳＣは成功裏に作製されており、マウス炎症性サイトカインによる刺激の下で高いＩＤＯ発現が確認されている。これらのヒト化ＩＤＯ ＭＳＣにより、ＩＤＯがマウスＭＳＣにおいて免疫抑制的であることがインビトロおよびインビボで示された。ヒト化ＩＤＯマウスはｉＮＯＳ－／－マウスから作製された。

ヒトＩＤＯ遺伝子は、薬理学、癌治療をさらに研究しまた免疫応答および免疫関連病因論を評価するために、正常マウスにおいてマウスｉＮＯＳ遺伝子を置換するためにも用いられ、そのような場合においてＩＤＯの発現はマウスｉＮＯＳ遺伝子の制御メカニズムによって制御され、その一方でｉＮＯＳ遺伝子は発現停止させられる。

（ＭＳＣ集団に形質導入して機能的ＩＦＮαを放出させること）
この実施例において、発明者らはＧＦＰをコードするレンチウイルスをＭＳＣに形質導入するか（ＭＳＣ－ＧＦＰ）、またはＧＦＰをマウスＩＦＮαと同時に形質導入した（ＭＳＣ－ＩＦＮα）。フローサイトメトリー上でのＧＦＰ発現によって示されるように、９０％を超える細胞が良好に形質導入された（図１８Ａ）。ＭＳＣ－ＧＦＰおよびＭＳＣ－ＩＦＮαの間で形態および増殖率に明らかな変化は認められなかった。ＭＳＣ－ＩＦＮαのＩＮＦ産生レベルを検討するために、５×１０５個／ｍＬで４８時間培養したＭＳＣの上清中でＩＦＮαのレベルを定量した（図１８Ｂ）。

ＥＬＩＳＡ分析により、ＭＳＣ－ＩＦＮαの上清中には１９ｎｇ／ｍＬのＩＦＮαがあったのに対し、同じ条件で培養したＭＳＣ－ＧＦＰの上清中ではＩＦＮαが検出されなかったことが示された。ＭＳＣ－ＩＦＮαによって放出されたＩＦＮαが生物学的機能を有するか試験するため、ＭＳＣ表面のＭＨＣ Ｉ分子Ｈ－２Ｋｂの発現をフローサイトメトリーで評価した。ＩＦＮαはＨ－２Ｋｂの発現レベルを上昇させる。

図１８Ｃは、ＭＳＣ固有の特性である、ＭＳＣ－ＧＦＰにおいてＨ－２Ｋｂの発現が低いことを説明する。しかし驚くべきことに、ＭＳＣ－ＧＦＰにおけるＨ－２Ｋｂ発現は組換えＩＦＮαによる処理後に劇的に上昇した。ＭＳＣ－ＩＦＮαの上清で処理した細胞上でも、同様なＨ－２ｂ発現の上昇が認められた。それに対応して、ＭＳＣ－ＩＮＦαにおけるＨ－２Ｋｂ表面発現もＩＦＮαで処理したＭＳＣ－ＧＦＰのそれと同様のレベルまで上昇した。これらのデータは、ＭＳＣ－ＩＦＮαが生物学的機能を有するＩＦＮαを産生したことを実証した。

（ＭＳＣ－ＩＦＮαはインビボで強力な抗腫瘍作用を示した）
インビボで腫瘍成長に対するＭＳＣ－ＩＮＦαの作用を検討するために、マウスＢ１６メラノーマモデルを用いた。この系においては、すべての細胞およびマウスはＣ５７ＢＬ／６バックグラウンドにあった。１×１０^６個のＢ１６メラノーマ細胞を、単独かまたはＭＳＣ－ＧＦＰまたはＭＳＣ－ＩＦＮαのいずれか１×１０６個と同時に筋肉内接種し、さらに１２日後に腫瘍を摘出して秤量した。ＭＳＣ－ＩＦＮαが腫瘍成長を完全に停止させた一方で、ＭＳＣ－ＧＦＰは腫瘍成長をわずかに促進したことが予想外に確認された（図１９Ａ）。ＭＳＣ－ＩＦＮαの効力を検討するために、１×１０^６個のＢ１６メラノーマ細胞と種々の個数のＭＳＣ－ＩＮＦαを動物に注射した。驚くべきことに、１×１０^４個のＭＳＣ－ＩＦＮα（ＭＳＣ－ＩＦＮα：Ｂ１６の比率＝１：１００）であってもなおインビボで腫瘍成長を強力に阻止することができた（図１９Ｂ）。さらに、腫瘍細胞を単独接種したマウスはすべて３０日以内に死亡したのに対し、腫瘍細胞をＭＳＣ－ＩＮＦＩと同時に投与されたマウスのほぼ半数は１００日以上生存した（図１９Ｃ）。

ＭＳＣ－ＩＦＮα細胞をＢ１６メラノーマ細胞接種の３または４日後に注射した場合も、腫瘍成長は有効に阻害された（図１９Ｄおよび１９Ｅ）。ＭＳＣ－ＩＦＮαの抗腫瘍能を組換えＩＦＮαと比較するために、Ｂ１６細胞の接種の３日後に組換えＩＦＮα５μｇ（５０，０００Ｕ）または１×１０^６個のＭＳＣ－ＩＮＦαを有するマウス。我々のインビトロ分析に基づき、我々は注射した１×１０６個のＭＳＣ－ＩＦＮα細胞が１日にわずか１９ｎｇ前後のＩＮＦαを産生すると大まかに推定する。これは注射した組換えＩＦＮα ５μｇをはるかに下回った。発明者らはこの低いＩＦＮα産生量であっても（注射した組換えＩＦＮαの量の２５０分の１）、ＭＳＣ－ＩＦＮαが組換えＩＮＦαよりもさらに強力な抗腫瘍作用を有したことを確認したので、この所見は有意である（図１９Ｆ）。ＩＦＮαの繰り返し投与はインビボで強力な抗腫瘍作用をさらに発揮した（追加の図１８）。これらのデータは、ＩＦＮαを分泌するＭＳＣがインビボで非常に強力な抗腫瘍活性を有することを明確に実証した。

（ＭＳＣは腫瘍内に残存し、腫瘍細胞増殖を低下させかつ腫瘍細胞アポトーシスを誘導した）
ＭＳＣ－ＩＦＮαの強力な抗腫瘍作用のメカニズムをさらに検討するために、インビボで投与されたＭＳＣ－ＩＦＮαの運命を追跡した。このため、ＭＳＣ－ＩＦＮαをルシフェラーゼで標識し、ＢｅｒｔｈｏｄＮＣ１００撮影システムを使用する生体撮影技術でその活性をインビボモニタリングした。

Ｂ１６細胞と同時に注射されると、ＭＳＣ－ＩＮＦαは腫瘍内にのみ２週間にわたって残存するとともに徐々に減少した（図２０Ａおよび２０Ｂ）。ＭＳＣ－ＩＦＮαの強力な抗腫瘍効果を考慮すると（ＭＳＣ－ＩＦＮα：Ｂ１６＝１：１００の比率でもなお有効）、ＳＣ－ＩＦＮαは腫瘍内部にとどまり、低いものの有効な濃度のＩＦＮαを腫瘍内で少なくとも２週間持続的に局所分泌すると考えられる。

当業者は、組換えＩＦＮαのインビボ投与についての短い半減期および高用量の必要性に対するこの効果の優位性を認識することができる。腫瘍を組織学的に検討すると、Ｂ１６＋ＭＳＣ－ＩＦＮα群では大量のリンパ球浸潤が認められた。

ＭＳＣ－ＩＦＮαは、Ｋｉ－６７陽性細胞の比率の減少によって示されるように腫瘍細胞の増殖を阻害し、かつＴＵＮＥＬ分析で示されるように腫瘍細胞のアポトーシスを増加させた（図２０Ｃ）。

（ＭＳＣ－ＩＮＦαの抗腫瘍活性はほぼ免疫依存性であった）
インビトロでの組換えＩＦＮαの腫瘍成長に対する直接的作用を検討した。組換えＩＮＦαは高濃度であってもＢ１６メラノーマ細胞を僅かにに阻害するのみであることが確認された（ＭＳＣ－ＩＦＮαによって産生される１９ｎｇ／ｍＬと比較して最高１００ｎｇ／ｍＬ）（図２１Ａ）。したがって、ＭＳＣ－ＩＮＦαによってインビボで認められた完全な腫瘍成長阻害を考慮し、発明者らは腫瘍成長の直接阻害に追加して関与する他のメカニズムがあるはずであると推測した。

ＭＳＣ－ＩＦＮαの抗腫瘍作用において免疫系が何らかの役割を果たすか検討するため、Ｂ１６メラノーマ細胞を単独で、またはＭＳＣ－ＧＦＰまたはＭＳＣ－ＩＦＮαのいずれかと共に、野生型または免疫不全ＮＯＤ－ＳＣＩＤマウスに対して同時に投与し、さらにこれらのマウスにおける腫瘍成長を比較した。野生型マウスにおいてはＭＳＦ－ＩＦＮαが腫瘍成長を完全に阻害した一方で（図２１Ｂ）、免疫不全マウスにおいてはＭＳＣ－ＩＦＮαの腫瘍阻害作用が大幅に無効化された（図２１Ｃ）。ＭＳＣ－ＩＦＮαの抗腫瘍作用における免疫系の役割をより明確に分析するために、直接的腫瘍阻害の寄与を最小化するよう、より少ない個数のＭＳＣ－ＩＦＮαをＢ１６腫瘍細胞と共に注射した。少ない個数のＭＳＣ－ＩＦＮα（腫瘍細胞の１／１００）を用いたところ、野生型マウスでは腫瘍の成長はなお有効に阻害されたが（図２１Ｄ）；しかし免疫不全マウスにおいてはこの効果は完全に消失した（図２１Ｅ）。

次に発明者らは、抗アシアロＢＭ１抗体によってＮＫ細胞を枯渇させることにより、ＮＫ細胞がＭＳＣ－ＩＦＮαの抗腫瘍作用に関与しているか検討した。驚くべきことに、腫瘍成長は対照マウスにおいて有効に阻害されたが；しかしこの阻害はＮＫ細胞枯渇抗体を投与されたマウスにおいて大きく逆転された（図２１Ｆ）。ＣＤ８＋Ｔ細胞欠損マウスであるβ２ｍノックアウトマウスにおけるＭＳＣ－ＩＦＮαによる腫瘍成長の阻害の減少によって示されるように、ＣＤ８＋Ｔ細胞もＭＳＣ－ＩＮＦαの抗腫瘍作用に寄与した（図２１Ｇ）。これらのデータより、ＭＳＣ－ＩＦＮαの抗腫瘍効果においては、腫瘍細胞に対するその直接的な効果に加えて免疫系が決定的であることが明確に示された。

本試験においては、正常マウスにおいてＩＦＮαはＭＳＣを介して腫瘍内に送達された。そのような免疫適格マウスにおいては，ＩＦＮαは遠隔の抗腫瘍免疫を経てその効果を発揮することが確認された。正常マウスにおいては少数のＩＦＮα分泌ＭＳＣであっても１００倍の腫瘍細胞の成長を阻害する能力を有していたが、免疫不全マウスにおいては有していなかった。さらに、ＮＫ細胞およびＣＤ８＋Ｔ細胞のいずれもＩＮＦα分泌ＭＳＣのインビボ抗腫瘍作用において重要な役割を果たすことが示された。

ＩＮＦαがＭＳＣの免疫抑制を克服した可能性がある。したがってＩＮＦαは、ＩＮＦγおよびＴＮＦαによって誘導されたＭＳＣの免疫抑制特性を有効に逆転すると想定される。腫瘍内のＭＳＣ－ＩＮＦαの長期的な存在は、ＩＮＦαでみられたような頻繁な注射を回避した。ＭＳＣ－ＩＮＦαによって分泌される低いながらも有効なレベルのＩＮＦαは、何らかの副作用を引き起こす可能性が低い。当業者は、免疫刺激因子を発現するよう操作されたＭＳＣが、将来の腫瘍療法にとって大きな可能性を有することを認識することができる。

本発明は具体的な実施形態を参照して記載されている一方で、以下の請求項に定義される本発明の範囲から逸脱することなく本発明の変更および変法を解釈することができる。

Claims (7)

1. 免疫応答を促進、増強、又は刺激するための組成物であって、
   分離間葉系幹細胞の集団；
   分離されたインターフェロンガンマ（ＩＦＮγ）；
   インターロイキン－１アルファ（ＩＬ－１α）、インターロイキン－１ベータ（ＩＬ－１β）、インターロイキン－１７Ａ（ＩＬ－１７Ａ）、腫瘍壊死因子アルファ（ＴＮＦα）、Ｉ型インターフェロン（ＩＦＮ－Ｉ）、トランスフォーミング成長因子ベータ（ＴＧＦβ）、及び線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ）から成る群から選択される少なくとも１つのサイトカインであって、前記少なくとも１つのサイトカインがＩＬ－１７Ａを含み；及び
   インドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）阻害剤であって１－メチル－ＤＬ－トリプトファン（１－ＭＴ）である前記ＩＤＯ阻害剤、を含む前記組成物。
   
2. 免疫応答を促進、増強、又は刺激するための組成物であって、
   分離間葉系幹細胞の集団であって前記分離間葉系幹細胞の集団がインドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）欠損間葉系幹細胞であり；
   分離されたインターフェロンガンマ（ＩＦＮγ）；
   インターロイキン－１アルファ（ＩＬ－１α）、インターロイキン－１ベータ（ＩＬ－１β）、インターロイキン－１７Ａ（ＩＬ－１７Ａ）、腫瘍壊死因子アルファ（ＴＮＦα）、Ｉ型インターフェロン（ＩＦＮ－Ｉ）、トランスフォーミング成長因子ベータ（ＴＧＦβ）、及び線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ）から成る群から選択される少なくとも１つのサイトカインであって、前記少なくとも１つのサイトカインがＩＬ－１７Ａを含み；及び
   ＩＤＯ阻害剤、を含む前記組成物。
   
3. 免疫抑制性疾患に対する免疫を促進するための組成物であって、
   分離間葉系幹細胞の集団；
   インターロイキン－１アルファ（ＩＬ－１α）、インターロイキン－１ベータ（ＩＬ－１β）、インターロイキン－１７Ａ（ＩＬ－１７Ａ）、腫瘍壊死因子アルファ（ＴＮＦα）、Ｉ型インターフェロン（ＩＦＮ－Ｉ）、トランスフォーミング成長因子ベータ（ＴＧＦβ）、及び線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ）から成る群から選択される少なくとも１つのサイトカインであって、前記少なくとも１つのサイトカインがＩＬ－１７Ａを含み；
   少なくとも１つのインドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）阻害剤であって、前記ＩＤＯ阻害剤が１－メチル－ＤＬ－トリプトファン（１－ＭＴ）を含み；及び
   医薬品として許容できる担体、を含む前記組成物。
   
4. 免疫抑制性疾患に対する免疫を促進するための組成物であって、
   分離間葉系幹細胞の集団であって前記分離間葉系幹細胞の集団がインドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）欠損間葉系幹細胞であり；
   インターロイキン－１アルファ（ＩＬ－１α）、インターロイキン－１ベータ（ＩＬ－１β）、インターロイキン－１７Ａ（ＩＬ－１７Ａ）、腫瘍壊死因子アルファ（ＴＮＦα）、Ｉ型インターフェロン（ＩＦＮ－Ｉ）、トランスフォーミング成長因子ベータ（ＴＧＦβ）、及び線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ）から成る群から選択される少なくとも１つのサイトカインであって、前記少なくとも１つのサイトカインがＩＬ－１７Ａを含み；
   少なくとも１つのＩＤＯ阻害剤；及び
   医薬品として許容できる担体、を含む前記組成物。
   
5. 免疫治療と組み合わされて使用される免疫アジュバントであって、
   分離間葉系幹細胞の集団；
   インターフェロンガンマ（ＩＦＮγ）、インターロイキン－１アルファ（ＩＬ－１α）、インターロイキン－１ベータ（ＩＬ－１β）、インターロイキン－１７Ａ（ＩＬ－１７Ａ）、腫瘍壊死因子アルファ（ＴＮＦα）、Ｉ型インターフェロン（ＩＦＮ－Ｉ）、トランスフォーミング成長因子ベータ（ＴＧＦβ）、及び線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ）から成る群から選択される少なくとも１つのサイトカインであって、前記少なくとも１つのサイトカインがＩＬ－１７Ａを含み；
   少なくとも１つのインドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）阻害剤であって、前記ＩＤＯ阻害剤が１－メチル－ＤＬ－トリプトファン（１－ＭＴ）を含み；及び
   医薬品として許容できる担体、を含む前記免疫アジュバント。
   
6. 免疫治療と組み合わされて使用される免疫アジュバントであって、
   分離間葉系幹細胞の集団であって前記分離間葉系幹細胞の集団がインドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）欠損間葉系幹細胞であり；
   インターフェロンガンマ（ＩＦＮγ）、インターロイキン－１アルファ（ＩＬ－１α）、インターロイキン－１ベータ（ＩＬ－１β）、インターロイキン－１７Ａ（ＩＬ－１７Ａ）、腫瘍壊死因子アルファ（ＴＮＦα）、Ｉ型インターフェロン（ＩＦＮ－Ｉ）、トランスフォーミング成長因子ベータ（ＴＧＦβ）、及び線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ）から成る群から選択される少なくとも１つのサイトカインであって、前記少なくとも１つのサイトカインがＩＬ－１７Ａを含み；
   少なくとも１つのＩＤＯ阻害剤；及び
   医薬品として許容できる担体、を含む前記免疫アジュバント。
   
7. 免疫を促進するための組成物の作製方法であって、
   （ｉ）多能性前駆細胞を培地内で培養して間葉系幹細胞の拡大亜集団と分化細胞の亜集団を作製すること；
   （ｉｉ）前記培地中で分化細胞より間葉系幹細胞を分離すること；
   （ｉｉｉ）前記の分離された間葉系幹細胞のサブセットの少なくとも１つをインターフェロンガンマ（ＩＦＮγ）、インターロイキン－１アルファ（ＩＬ－１α）、インターロイキン－１ベータ（ＩＬ－１β）、インターロイキン－１７Ａ（ＩＬ－１７Ａ）、腫瘍壊死因子アルファ（ＴＮＦα）、Ｉ型インターフェロン（ＩＦＮ－Ｉ）、トランスフォーミング成長因子ベータ（ＴＧＦβ）、及び線維芽細胞増殖因子（ＦＧＦ）から成る群から選択される少なくとも１つのサイトカインで処理し、前記少なくとも１つのサイトカインがＩＬ－１７Ａを含むこと；及び
   （ｉｖ）前記分離された間葉系幹細胞のサブセットを少なくとも一つのインドールアミン２，３－ジオキシゲナーゼ（ＩＤＯ）阻害剤で処理することであって、前記ＩＤＯ阻害剤が１－メチル－ＤＬ－トリプトファン（１－ＭＴ）を含むこと、
   という段階を含む前記作製方法。
   
   
   
   
   

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