DE69837287T3

DE69837287T3 - Herstellung von zellen für die produktion von biologischen produkten

Info

Publication number: DE69837287T3
Application number: DE69837287T
Authority: DE
Inventors: Rudi Duphar Inter BRANDS
Original assignee: Abbott Biologicals BV
Current assignee: Abbott Biologicals BV
Priority date: 1997-12-24
Filing date: 1998-12-17
Publication date: 2011-06-22
Anticipated expiration: 2018-12-18
Also published as: DK1060241T4; TR200001960T2; HK1030628A1; DE69842245D1; BR9814490A; UA72732C2; EP1801201A1; IL136736A; ATE507284T1; DE69837287T2; IL136736A0; ATE356197T1; CA2316739C; ES2365631T3; CN1283223A; SK285971B6; HUP0100538A3; NO329385B1; JP4478328B2; EP1060241A1

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft ein Verfahren zur Herstellung von Zellen zur Verwendung bei der Produktion von biologischen Produkten.
Für die Produktion biologischer Produkte auf beispielsweise Zelllinien ist die Herstellung großer Mengen von Zellen unter Verwendung eines Aufskalierungsverfahrens in Bioreaktoren nötig.
Das US-Patent Nr. 5 017 490 offenbart ein solches Aufskalierungsverfahren, welches insbesondere den Vorteil eines geringen Risikos einer Transfer-Kontamination vorsieht. Dieses Verfahren ist jedoch nicht für verankerungsabhängige Zellen geeignet (und folglich nicht für Zellen, die nur wachsen, wenn sie an einem Substrat fixiert sind) oder für Zellen, die in einem Substrat (z. B. in porösen Trägern) eingebettet sind.
Das US-Patent Nr. 4 644 912 offenbart ein Verfahren zur Herstellung von verankerungsabhängigen Zellen für die Herstellung von biologischen Produkten (z. B. Viren), ausgehend von einem Zell-Arbeits-Keim („cell working seed”) und mit nachfolgenden Passagierungen, die in Bioreaktoren mit zunehmenden aufeinander folgenden Volumina von 1 Liter, 5 Liter, 25 Liter, 150 Liter und zuletzt entweder in einem 1000-Liter-Bioreaktor oder in einer Mehrzahl von 150-Liter-Bioreaktoren durchgeführt werden. Zwischen jeglichen dieser Passagierungs-Schritte wurden die Zellen von ihren Trägern mit einer verdünnten Protease-Lösung freigesetzt. In der letzten Passagierung wurde die Impfung durch das Virus vorgenommen.
Wenn man durchschnittliche Zellzyklus-Zeiten von etwa 20–24 Stunden annimmt, können die Passagierungs-Intervalle etwa alle 3–5 Tage sein. Daher kann das gesamte Aufskalierungsverfahren für die Expansion der Zellen von einer MWCS (MWCS = manufacturer's working cell bank (Hersteller-Arbeitszellbank)) auf ausreichend große Kulturen mehrere Wochen dauern, je nach dem Volumen des letzten Bioreaktors.
Bei den obigen Verfahren zur Produktion von Zellen muss jede der ultimativen Produktions-Chargen aus den MWCS hergestellt werden. Für die Produktion großer Mengen biologischer Produkte ist es notwendig, mehrere parallele Kultur-Linien bis zu den größten Gefäß-Volumina zu verwenden. Ein solcher Produktionsvorgang ist folglich sehr zeitaufwändig und erfordert den Betrieb einer ganz beträchtlichen Anzahl von Bioreaktoren für die Herstellung der Zellen sowie für die Produktion der biologischen Produkte.
Es ist ein Ziel der vorliegenden Erfindung, einen viel rascheren Durchsatz bei der Herstellung von Zellen für die Produktion von biologischen Produkten vorzusehen
Demgemäß betrifft die vorliegende Erfindung ein Verfahren zur Herstellung von Zellen zur Verwendung bei der Produktion von biologischen Produkten durch Züchten von Zellen bis zu einem gewünschten Zellvolumen einer Präproduktions Charge, wonach in einem wiederholten diskontinuierlichen Prozess:

a) ein Teil der Zellen der Präproduktions-Charge für die Herstellung von mindestens einer Produktions-Charge verwendet wird, und
b) der übrige Teil der Zellen der Präproduktions-Charge als Keim für die Herstellung mindestens einer nachfolgenden Präproduktions-Charge verwendet wird,

Insbesondere betrifft die vorliegende Erfindung ein Verfahren zur Herstellung von solchen verankerungsabhängigen Zellen zur Verwendung bei der Produktion von biologischen Produkten durch Züchten von Zellen bis zu einem gewünschten Zellvolumen einer Präproduktions-Charge, wonach in einem wiederholten diskontinuierlichen Prozess:

a) ein Teil der Zellen aus der Präproduktions-Charge transferiert wird, um für die Herstellung mindestens einer Produktions-Charge verwendet zu werden, und
b) der übrige Teil der Zellen der Präproduktions-Charge transferiert wird, um als Keim für die Herstellung mindestens einer nachfolgenden Präproduktions-Charge verwendet zu werden.

Bei einer bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird die erste Präproduktions-Charge mittels mindestens eines Passagierungsschritts aus einer Arbeits-Stammlösung hergestellt.
Gemäß der vorliegenden Erfindung sind die Zellen, die hergestellt werden, verankerungsabhängig. Es ist dann während des wiederholten Prozesses ratsam, jedes Mal, wenn ein Teil einer Charge zur Herstellung einer neuen Charge verwendet wird, eine zusätzliche Menge an Substrat zuzugeben. Bei einer bevorzugten Ausführungsform wird jedes Mal vor dem Zusetzen von Substrat wenigstens ein Teil der Zellen zuerst von seinem ursprünglichen Substrat freigegeben.
Wie hierin verwendet, bedeutet der Ausdruck „Produktions-Charge” eine Kultur von Zellen, die für die Produktion von biologischen Produkten verwendet wird.
Wie hierin verwendet, bedeutet der Ausdruck „PräproduktionsCharge” eine Kultur von Zellen, die im Verfahren gemäß der vorliegenden Erfindung zur Herstellung mindestens einer Produktions-Charge (wie oben definiert) und einer nachfolgenden Präproduktions-Charge verwendet wird.
Wie hierin verwendet, bedeutet der Ausdruck „biologisches Produkt” jede Substanz oder jeden Organismus, die/der aus einer Zellkultur erzeugt werden kann. Beispiele für „biologische Produkte” sind Viren und Proteine, wie Enzyme.
Wie hierin verwendet, bedeutet der Ausdruck „Arbeits-Stammlösung” eine Menge einer bestimmten Art von Zellen definierter Abstammung, die gelagert werden, um als Keim, von welchem alle Kulturen derselben Art von Zellen abstammen, verwendet zu werden.
Wie hierin verwendet, bedeutet der Ausdruck „verankerungsabhängige Zellen” Zellen, die für ihr korrektes Wachstum und/oder ihre Vermehrung an einem Substrat, wie hierin definiert, haften müssen.
Wie hierin verwendet, bedeutet der Ausdruck „Substrat” jedes teilchenförmige Material, das für die Befestigung von Zellen geeignet ist.
Wie hierin verwendet, bedeutet der Ausdruck „PassagierungsSchritt” eine Folge von Aktivitäten bei der Vermehrung und Produktion von Zellen, umfassend mindestens den Transfer einer geeigneten Menge von Zellen und einer geeigneten Menge von Kulturmedium in ein Produktionsgefäß, die Inkubation des Gefäßes bei Bedingungen, die günstig sind für das Wachstum und die Vermehrung der Zellen während einer Zeit, die für das wirksame Wachsen und die Vermehrung der Zellen ausreicht. Gegebenenfalls kann ein Passagierungs-Schritt die Trennung der Zellen vom Kulturmedium und/oder vom Substrat nach einer Zeit, die für ein wirksames Wachsen und die Vermehrung der Zellen ausreicht, umfassen.
Es ist für den Fachmann klar, dass das Verfahren gemäß der vorliegenden Erfindung sich wesentlich von Verfahren unterscheidet, die im Stand der Technik bekannt sind, wobei Zellen in einem kontinuierlichen Verfahren anstatt im vorliegenden diskontinuierlichen Verfahren erzeugt werden. Gemäß den Patentveröffentlichungen EP 0417531 und WO 89/08701 können kontinuierliche Kultur-Systeme auch für die Herstellung von Viren verwendet werden. Zuerst werden Zellen in einem ersten Bioreaktor gezüchtet, und nach Erreichen einer bestimmten Zelldichte werden Zellen kontinuierlich vom ersten Bioreaktor in einen zweiten Bioreaktor eingespeist. In diesem zweiten Bioreaktor werden Viren auf den Zellen gezüchtet, und danach werden diese Viren aus diesem zweiten Bioreaktor kontinuierlich abgezogen.
Die grundlegende Arbeitsmethode gemäß der vorliegenden Erfindung ist es, einen Mutter-Bioreaktor zu verwenden, von welchem der (die) Produktions-Bioreaktor(en) mit Zellen gespeist wird (werden). Die Zellen sind verankerungsabhängig, also müssen die Zellen vorzugsweise nach jedem Passagierungsschritt von ihren Substraten losgelöst werden.
Für diesen Zweck wurde eine Trypsinisierungsmethode auf großen Bioreaktoren entwickelt. Die Produktionszellen sind bis zu einer spezifischen und charakterisierten Passagierungszahl für eine so genannte ECB (ECB = Extended Cell Bank, erweiterte Zeltbank) definiert. Das beschriebene Verfahren ermöglicht eine Produktion mit hohem Durchsatz, da der Weg der Aufskalierung von WCS zu Produktionszellen sehr stark verkürzt werden kann und viel weniger Bioreaktoren notwendig sind, da keine parallelen Produktionslinien mehr benötigt sind.
Verschiedene Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung sind in 1 dargestellt.
Bei einer bevorzugten Ausführungsform werden die Zellen von einer Ampulle einer MWCS bis auf die Menge der ersten Präproduktions-Charge durch einen oder mehrere Passagierungsschritte expandiert. Die Größe des für eine solche Präproduktions-Charge verwendeten Bioreaktors kann von einem Arbeitsvolumen von mehreren Litern bis zu mehreren hundert Litern reichen. Danach wird ein Teil, z. B. 10–20% der so expandierten Zellen (z. B. Passagierung X) verwendet, um einen Bioreaktor für die Erzeugung einer nachfolgenden Präproduktions-Charge (mit der Passagierungszahl X + 1) wieder zu bestücken, während die Hauptmasse der Zellen in eine größere Bioreaktorgröße transferiert wird (Passagierung X oder X + 1), um die Produktion direkt zu starten oder ihn zuerst zu bestücken und danach die Produktion zu starten.
Bei klassischen Serienproduktionslinien ist die Anzahl der Verdopplung der aus den MWCS stammenden Zellen zum Zeitpunkt der Ernte innerhalb gewissen Grenzen im Voraus bekannt. Eine maximal zulässige Generationszahl wird für das Produktionssystem zu Beginn festgelegt.
Beim Verfahrengemäß der vorliegenden Erfindung kann die maximale Anzahl der Zellen-Passagierungen durch ECB definiert werden. Die Produktions-Passagierungsanzahl (die Anzahl der ZellPassagierungen, die vor der Erzeugung des biologischen Produkts verwendet werden) ist somit innerhalb der durch ECB gesetzten Grenzen irrelevant. Infolgedessen muss eine solche Höchstzahl an Passagierungen im Hinblick auf regelnde Beschränkungen eingehalten werden. Infolgedessen ist die bestimmte Charge der erzeugten biologischen Produkte das Endprodukt eines direkten Aufskalierungsweges.
Um zu verifizieren, ob die Spezifikationen der Zellen im Stadium der in Produktion befindlichen ECB ähnlich der MCB („Master Cell Bank”, Master-Zellbank) sind, muss man eine spezifische Validierung zu diesem Zweck hinsichtlich Wachstums-Charakteristika, Freiheit von hinzukommenden äußeren und endogenen Agentien in den verschiedenen Stadien, Karyologie-Isoenzym-Analyse usw. durchführen. Sobald die ECB vollständig charakterisiert ist, kann die Herstellung des Produkts mit Zellen in jeder beliebigen Passagierungs-Anzahl zwischen MCB und ECB gestattet werden, da angenommen werden kann, dass sich die Zellen inzwischen in ihren Spezifikationen nicht verändert haben. Infolgedessen können daher Tests an den MWCS auf Sterilitäts-Untersuchungen beschränkt werden. Dies ist ein besonderer Vorteil des Verfahrens gemäß der vorliegenden Erfindung.
Wenn die Höchstzahl der Passagierungen festgesetzt ist, kann man Zellen in jedem dazwischen liegenden Stadium verwenden. Dabei wäre es, um die für die Expansion der Zellen von MWCS zum Produktions-Bioreaktor benötigte Zeit weiter zu minimieren, vorteilhaft, einen Massen-Start („bulk start-up”) der Zellen zu ermöglichen. Dies kann z. B. auf eine der folgenden Weisen geschehen:

• die Zellen können bei einer bestimmten Passagierungs-Nummer während längerer Intervalle bei Umgebungstemperatur (17–32°C) geparkt werden und durch Anheben der Temperatur und Wechseln des Kulturmediums zu einem log-Expansionswachstum revitalisiert werden, oder
• die Zellen können in Masse gefroren werden (Temp < –80°C) und vor ihrem Transfer in einen Bioreaktor mit vorbestimmtem Volumen aufgetaut werden, wodurch der erforderte Aufskalierungsweg signifikant verringert wird.

Das Verfahren gemäß der vorliegenden Erfindung kann mit verankerungsabhängigen Zellen von Zellkulturen von Tieren durchgeführt werden. Geeignete Zellarten sind z. B. Hamsterzellen (CHO, BHK-1), Affenzellen (Vero), Rinderzellen (MDBK), Hundezellen (MDCK), Humanzellen (CaCo, A431) oder Hühnerzellen (CEF).
Als Bioreaktor gemäß der vorliegenden Erfindung kann eine einzelne Einheit oder eine Mehrzahl von Einheiten verwendet werden, beispielsweise gerührte Fermenter, Festbett-Fermenter, Fließbett-Fermenter, Airlift-Fermenter oder Hohlfaser-Reaktoren.
Die obigen Zellen können – und manche sollten sogar – gezüchtet werden, wenn sie an einem festen Träger fixiert sind, wie Mikro-Trägern oder Makro-Trägern in Suspension, beispielsweise in einem Festbett, einem Fließbett oder in Suspension, oder wie Hohlfasern. Die Zellen können auch in einem Träger (z. B. einem porösen Träger) eingebettet sein.
Im Laufe des Verfahrens gemäß der vorliegenden Erfindung bei Verwendung eines festen Trägers, müssen die Zellen von diesem festen Träger losgelöst werden. Dies kann mit jedem Verfahren, das für das Ablösen von Zellen von einem festen Träger geeignet ist, bewirkt werden. Vorteilhaft kann zu diesem Zweck eine proteolytische Enzymlösung verwendet werden. Gegebenenfalls können diesem enzymatischen Freisetzungsschritt ein oder mehrere vorbereitende Schritte vorangehen, z. B. durch Behandlung mit PBS und/oder EDTA, um die proteolytische Wirksamkeit zu verstärken, und/oder um die Menge des erforderlichen proteolytischen Enzyms zu verringern.
BEISPIEL 1
Zell-Ablösung und Abtrennung von den Trägern vor dem Transfer zum nächsten Bioreaktor
Verankerungsabhängige Zellen der MDCK (MDCK = Madin Darbt Canine Kidney (Madin Darbt Hundeniere) (Zelllinie)) wurden bei 37°C auf Cytodex-3-Mikroträgern (Pharmacia, Uppsala, Schweden) (5 g Träger/l) in einem gerührten 4-Liter-Bioreaktor („Mutter-Bioreaktor”) gezüchtet. Das Wachstumsmedium war EpiSerf (Life Technologies, Paisly, Schottland). Das Wachstum wurde bis zu einem Maximum von 5 × 10⁶ Zellen/ml Kultur fortgesetzt.
Die Zellen wurden durch Trypsinisierung in einer Trypsin-EDTA-Lösung (Life Technologies, Paisly, Schottland) von den Trägern abgelöst.
Nach dem Setzen der Träger wurden 80% der abgelösten Zellen in 3 andere Bioreaktoren ähnlicher Größe transferiert. All diesen letzteren „Produktions”-Bioreaktoren wurden zuvor Träger (Zell-Substrat) zugegeben. Man ließ die Zellen die Träger wieder besiedeln und verwendete sie danach zur Produktion in diesen Produktions-Bioreaktoren.
Man ließ den Rest der Zellen im „Mutter-Bioreaktor” die übrigen Cytodex-3-Träger wieder besiedeln, und die Zellen wurden auf die gewünschte Zelldichte gezüchtet.
BEISPIEL 2
Zell-Ablösung ohne Abtrennung von den Trägern vor dem Transfer zum nächsten Bioreaktor
Das Züchten von Zellen erfolgte wie in Beispiel 1 beschrieben, jedoch werden nach Trypsinisierung 80% der abgelösten Zellen einschließlich der Träger in die 3 Produktions-Bioreaktoren transferiert. Außerdem wurden geeignete Träger in alle Bioreaktoren zugegeben.
BEISPIEL 3
Zell-Ablösung ohne Abtrennung von den Trägern nach dem Transfer zum nächsten Bioreaktor
Das Züchten von Zellen erfolgte wie in Beispiel 1 beschrieben, jedoch wurden 80% der noch anhaftenden Zellen in einen Bioreaktor ähnlicher Größe transferiert, welcher danach direkt für die Produkterzeugung verwendet wurde.
Die übrigen Zellen an den Mikro-Trägern im Mutter-Fermenter wurden danach durch Trypsinisierung abgelöst, wonach man neue Träger zugab und die Zellen die Substrate wieder besiedeln ließ.
BEISPIEL 4
Beginn mit in Masse gefrorenen Zellen
Bei diesem Versuch wurde ein Teil der Kultur verwendet, um den Mutter-Fermenter und einige Tochter-Fermenter erneut zu chargieren, und ein Teil der Kultur wurde zum Gefrieren von Zellen in Masse verwendet.
In Masse gefrorene Zellen (insgesamt 14,4 × 10⁸ Zellen) wurden in eine Start-Kultur in einem 3-Liter-Mutter-Fermenter, enthaltend 5 g Cytodex pro Liter und EpiSerf-Medium, geimpft, und danach bei 37°C inkubiert. Restliche Kryo-Konservierungsmittel wurden durch einen Medium-Wechsel am Tag 1 entfernt.
Am Tag 2 wurde die Trypsinisierung durchgeführt, 50% der Zellen wurden in Masse gefroren, und die übrigen Zellen wurden auf Mikro-Träger in einem nachfolgenden Fermenter geimpft.
Aus Tabelle 1 kann abgeleitet werden, dass die Zellen tatsächlich mit normaler Geschwindigkeit zwischen Tag 2 und 3 weiterwachsen.
Am Tag 4 wurde der Inhalt des Mutter-Fermenters mit Trypsin losgelöst und auf neue Mikro-Träger (10 g/l) in zwei anderen Fermentern neben dem Mutter-Fermenter wieder chargiert.

Am Tag 5 zeigte sich, dass die Plattierungseffizienz etwa 85% betrug. Tabelle 1

Tag	3-Liter-Mutter-Fermenter	3-Liter-Fermenter	3-Liter-Fermenter
Tag	Zellen × 100.000/ml	Zellen × 100.000/ml	Zellen × 100.000/ml
0	NOD
1	6,6
2	14
3	15,5
4	30
5	5,6	10	10
Plattierungseffizienz	85%	85%	85%

BEISPIEL 5
Transfer aus kleinem Mutter-Fermenter in großen Produktions-Fermenter
Die Zellen wurden in 65-Liter- und 550-Liter-Fermentern (50 Liter bzw. 250 Liter Arbeitsvolumen) unter Verwendung einer Mikro-Trägerdichte von 5 g Cytodex pro Liter auf einen großen Maßstab aufskaliert. Wie aus Tabelle 2 ersichtlich ist, werden 90% der gesamten Zellen aus einer 50-Liter-Fermenter-Kultur mit 800.000 Zellen/ml in einen Groß-Fermenter transferiert, von welchen Zellen sich 69% als lebensfähig erwiesen.
Dasselbe wurde im 50-Liter-Mutter-Fermenter festgestellt; etwa 69% der sich wiedervermehrenden Zellen erwiesen sich als lebensfähig.
Die Vorgangsweise war wie folgt:
Am Tag 0 ließ man die Träger in der 50-Liter-Kultur sich setzen, wonach der Überstand (Kulturmedium) entfernt und durch PBS ersetzt wurde. Der Gehalt des Fermenters wurde 5–15 Minuten lang bewegt. Der Überstand wurde nach dem Sich-Wieder-Setzen der Träger entfernt. Dieser Schritt kann nötigenfalls wiederholt werden.
Danach wurde dieser Schritt mit PBS/EDTA (0,4 Gramm EDTA/Liter PBS) wiederholt. Wiederum wurde die Kultur 5–15 Minuten lang bewegt, die Träger wurden sich setzen lassen, der Überstand wurde entfernt, und der PBS/EDTA-Schritt wurde wiederholt, bis die Zellen abgerundet worden waren und für eine Ablösung mit Trypsin bereit waren.
Dann wurde Trypsin (0,025% Endkonzentration) zum PBS/EDTA zugegeben und 5–15 Minuten lang inkubiert. Danach wurde entweder der Zellen enthaltende Überstand (nach dem Absetzen von nun „nackten Trägern) transferiert (wie in Beispiel 9), oder die Mischung von Zellen plus Trägern wurde transferiert (insgesamt 80% der Gesamtmischung).
Nach dem Transfer der Zellen in den 550-Liter-Fermenter ließ man den Rest der Zellen (folglich, 10% der lebensfähigen Zellen) die im Fermenter noch vorhandenen Träger wieder besiedeln, nachdem der 50-Liter-Fermenter wieder mit Kulturmedium befüllt worden war.

Etwa 70% der Zellen erwiesen sich als lebensfähig. Tabelle 2

Tag	50-Liter-Kultur	250-Liter-Kultur
Tag	Zellen × 100.000/ml	Zellen × 100.000/ml
0	8 (400 × 10⁸ Gesamtzellen)	1,1 (275 × 10⁸ lebensfähige Zellen)
1		0,8
2		2,9
³		3,4
4		8,9
5		18,0

BEISPIEL 6
Analog zu Beispiel 5, jedoch wurden 80% der Kultur der Träger-gebundenen Zellen vom Mutter-Bioreaktor in den Produktionsbioreaktor transferiert. Die Produktion wurde nach Zugabe von Virus begonnen.
Die 20% der Zellen und Träger, die im Mutter-Bioreaktor verblieben, wurden trypsinisiert und abgelöst, und nach Zugabe von neuem Substrat in den Mutter-Bioreaktor ließ man die Zellen den Mutter-Bioreaktor wieder besiedeln, während die Produktion im physisch getrennten Produktions-Bioreaktor weitergeht.
BEISPIEL 7
Großmaßstäbliche Kultur, ausgehend von in Masse gefrorenen Zellen
In Masse gefrorene Zellen wurden aufgetaut und in einem 10-Liter(Arbeitsvolumen)-Fermenter (Cytodex Träger-Dichte 5 g/l; Kulturmedium EpiSerf) mit einer Inokulationsdichte von 1 × 10⁶ Zellen/ml geimpft. Nach dem Anhaften wurde das Kulturmedium ersetzt, um restliche Kryo-Schutzmittel zu entfernen.
Nach dem Tag 1 war die Menge der lebensfähigen Zellen, die an den Trägern haftete, 0,45 × 10⁶ Zellen/ml, welche von da an zu wachsen begannen. Bei einer Dichte von 2,8 × 10⁶ Zellen/ml wurden die Zellen von ihren Trägern durch Trypsinisierung losgelöst, und 80% wurden in einen 50-Liter(Arbeitsvolumen)-Fermenter transferiert (Träger 5 g/l).
Wie aus Tabelle 3 ableitbar, war am Tag 1 die Menge der lebensfähigen Zellen nach dem Gefrieren der Zellen in einer Masse etwa 45%.

Von der Gesamtmenge der transferierten Zellen war die Lebensfähigkeit nach Loslösen mit Trypsin 71,4%. Tabelle 3

Tag	Zeltdichte (× 10⁶11) in:
Tag	10-Liter-Fermenter	50-Liter-Fermenter
0	1,0
1/2	0,45
3/4	1,3
5	2,6
6	2,8 (280 × 10⁸ insgesamt)
6	0,6 (60 × 10⁸ insgesamt)	0,28 (140 × 10⁸ insgesamt)
⁷		0,4 (200 × 10⁸ insgesamt)

Claims

Verfahren zur Herstellung von Zellen zur Verwendung bei der Produktion von biologischen Produkten durch Züchten von Zellen bis zu einem gewünschten Zellvolumen einer Präproduktions-Charge, wonach in einem wiederholten diskontinuierlichen Prozess: a) ein Teil der Zellen der Präproduktions-Charge für die Herstellung von mindestens einer Produktionscharge verwendet wird, und b) der übrige Teil der Zellen der Präproduktions-Charge als Keim für die Herstellung mindestens einer nachfolgenden Präproduktions-Charge verwendet wird, wobei die Zellen verankerungsabhängige Zellen sind, die für ihr Wachstum und/oder ihre Vermehrung an einem Substrat befestigt sein müssen.
Verfahren nach Anspruch 1, wobei im wiederholten, diskontinuierlichen Prozess: a) ein Teil der Zellen aus der Präproduktions-Charge transferiert wird, um für die Herstellung von mindestens einer Produktions-Charge verwendet zu werden, und b) der übrige Teil der Zellen der Präproduktions-Charge transferiert wird, um als Keim für die Herstellung mindestens einer nachfolgenden Präproduktions-Charge verwendet zu werden.
Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, dass eine erste Präproduktions-Charge mittels mindestens eines Passagierungsschritts aus einer Arbeits-Stammlösung hergestellt wird.
Verfahren nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, dass die Zellen auf dem Substrat gezüchtet werden und vor jedem Transferschritt die Zellen vom Substrat freigegeben werden.
Verfahren nach Anspruch 1–4, dadurch gekennzeichnet, dass das biologische Produkt, an dem ein Interesse besteht, ein Virus ist.