DE69826294T2 - Waschmittelzusammensetzungen mit mannanase und protease - Google Patents

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Description

  • GEBIET DER ERFINDUNG
  • Die vorliegende Erfindung betrifft Waschmittelzusammensetzungen, umfassend eine Mannanase und eine Protease.
  • HINTERGRUND DER ERFINDUNG
  • Die Wirksamkeit eines Waschmittelproduktes wird durch eine Reihe von Faktoren bewertet, einschließlich der Fähigkeit, Schmutz zu entfernen, und der Fähigkeit, die Wiederablagerung von Schmutz oder Abbauprodukten des Schmutzes auf den Artikeln in der Wäsche zu verhindern. Deshalb umfassen Waschmittelzusammensetzungen heutzutage eine komplexe Kombination von wirksamen Bestandteilen, die bestimmte spezifische Anforderungen erfüllen. Insbesondere umfassen aktuelle Waschmittelformulierungen generell Waschmittelenzyme, die Nutzen für Reinigung und Textilpflege bereitstellen.
  • Flecken/Verschmutzungen durch Lebensmitteln und Kosmetik stellen den Großteil der verbraucherrelevanten Flecken/Verschmutzungen dar und umfassen oft Lebensmittelzusatzstoffe wie Verdickungsmittel/Stabilisatoren. So sind Hydrokolloid-Gummistoffe und Emulgatoren häufig verwendete Lebensmittelzusatzstoffe. Der Begriff „Gummi" bezeichnet eine Gruppe industriell nützlicher Polysaccharide (langkettiges Polymer) oder ihre Derivate, die in warmem oder kaltem Wasser zu viskosen Lösungen, Dispersionen oder Gelen hydratisieren. Gummistoffe werden in natürliche und modifizierte unterteilt. Natürliche Gummistoffe umfassen Meeresalgenextrakte, Pflanzenextrudate, Gummistoffe aus Samen oder Wurzel und Gummistoffe obtained by mikrobieller Gärung. Modifizierte (halbsynthetische) Gummistoffe umfassen Cellulose- und Stärkederivate und bestim mte synthetische Gummistoffe wie Niedermethoxylpektin, Propylenglycolalginat und Carboxymethyl- und Hydropropyl-Guargummi (Gums in Encyclopedia Chemical Technology 4. Ausgabe, Bd. 12. S. 842–862, J. Baird, Kelco division of Merck). Siehe auch Carbohydrate Chemistry for Food Scientists (Eagan Press – 1997) von R. L. Whistler und J. N. BeMiller, Kap. 4, S. 63–89, und Direct Food Additives in Fruit Processing von P. Laslo, Bioprinciples and Applications, Kapitel II, S. 313–325 (1996), Technomie publishing. Einige dieser Gummistoffe, wie Guargummi (E412), Johannisbrot (E410) werden allein oder in Kombinationen in vielen Lebensmittelanwendungen weithin verwendet (Gums in ECT 4. Ausgabe, Bd. 12, S. 842–862, J. Baird, Kelco division of Merck).
  • Der in diesen Lebensmittel- und Kosmetikflecken verwendete Guargummi wird aus dem Samenendosperm der Hülsenfrucht Cyamopsis tetragonoloba gewonnen. Der Guargummi (auch Guaran genannt), extrahiert aus dem zweikeimblättrigen Samen, besteht aus einem 1–4,-D-Mannopyranosyl-Einheit-Grundgerüst und wird als Verdickungsmittel in Dressing und Tiefkühlprodukten und Kosmetika verwendet (H.-D. Belitz, Food Chemistry, S. 243, Englische Version der zureiten Ausgabe, Springer Verlag, 1987, ISBN 0-387-15043-9 (US)) & (Carbohydrate Chemistry for Food Scientists, R. L. Wilstler, eagan press, 1997, ISBN 0-913250-92-9) & (Industrial Gum, zweite Ausgabe, R. L. Whistler, S. 308, Academic Press, 1973, ISBN 0-12-74-6252-x). Der Johannisbrotgummi wird auch in der Lebensmittelindustrie verwendet und wird aus dem Samen einer im Mittelmeerraum angebauten immergrünen Pflanze extrahiert. Der Johannisbrotgummi unterscheidet sich von der Struktur von Guargummi wahrscheinlich nur durch die kleinere Anzahl an D-Galactosyl-Seitenketten und hat das gleiche 1–4,-D-Mannopyranosylrundgerüst. In Hülsenfrüchten ist wasserlösliches Galactomannan der Hauptspeicher für Kohlenhydrat, umfassend in manchen Fällen bis zu 20% des gesamten Trockengewichtes. Galactomannan weist eine α-Galactose auf, die mit O-6 von Mannoserückständen verbunden ist, und sie kann auch an 0-2 und 0-3 der Mannoserückstände bis zu einem bestimmten Grad acetyliert werden.
  • Protease-Enzyme sind schon lange in Waschmittelzusammensetzungen erkannt worden, um die Entfernung von proteinhaltigen Lebensmittelresten von Geschirr, harten Ob erflächen bereitzustellen oder um Reinigungsleistungsfähigkeit auf proteinhaltigen Verschmutzungen sowie anderen Verschmutzungen, die typischerweise in Waschanwendungen anzutreffen sind, bereitzustellen.
  • Es besteht jedoch eine stetige Notwendigkeit zum Formulieren von Waschmittelzusammensetzungen, die eine höhere Reinigungsleistungsfähigkeit bereitstellen, besonders auf verkrusteten Flecken, die in der Regel auf extensiv gewaschenen/getragenen Kleidungsstücken gefunden werden. Dieses Ziel wurde durch Formulieren von Waschmittelzusammensetzungen, die eine Mannanase und eine Protease umfassen, erreicht.
  • Es wurde überraschend gefunden, dass diese Enzymzusammensetzungen aufgrund des Synergieeffektes des Enzymsystems hochwertige Reinigung, d. h. hochwertige Fleckenentfernung, bereitstellen, besonders auf verkrusteten Flecken, die in der Regel auf extensiv gewaschenen/getragenen Kleidungsstücken gefunden werden.
  • Es wurde weiterhin gefunden. dass die Leistung der Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung durch Zugabe ausgewählter Tenside, eines Builders und/oder eines Bleichmittelsystems verbessert wird.
  • Mannanasen sind in verschiedenen Bacillus-Organismen erkannt worden. Zum Beispiel Talbot et al., Appl. Environ. Microbiol., Bd. 56, Nr. 11, S. 3505–3510 (1990) beschreibt eine β-Mannanase, abgeleitet von Bacillus stearothermophilus, in Dimerform mit einem MG von 162 kDa und einem optimalen pH von 5,5–7,5.
  • Mendoza et al., World J. Micobio. Boitech., Bd. 10, Nr. 5, S. 551–555 (1994) beschreibt eine β-Mannanase, abgeleitet von Bacillus subtilisis, mit einem MG von 38 kDa, einer optimalen Aktivität bei pH 5,0/55°C und einem pI von 4,8. JP0304706 offenbart eine β-Mannanase, abgeleitet von Bacillus sp., mit einem MG von 37 +/– 3 kDa, gemessen durch Gelfiltration, einem optimalen pH von 8–10 und einem pI von 5,3–5,4. JP63056289 beschreibt die Herstellung einer alkalischen, wärmebeständigen β-Mannase, die β-1,4-D-Mannopyranosid-Bindungen von z. B. Mannanen hydrolysiert und Manno-Oligo-Saccharide produziert. JP63036774 betrifft einen Bacillus-Mikroorganismus FERM P-8856, der bei alkalischem pH β-Mannanase und β-Mannosidase produziert. Eine gereinigte Mannanase von Bacillus amyloliquefaciens und ihr Herstellungsverfahren, nützlich beim Bleichen von Zellstoff und Papier, ist in WO97/11164 offenbart. WO91/18974 beschreibt eine Hemicellulase, wie eine Glucanase, Xylanase oder Mannanase, die bei extremem pH und extremer Temperatur aktiv ist, und die Herstellung davon. WO94/25576 beschreibt ein Enzym, das eine Mannanase-Akivität aufweist, von Aspergillus aculeatus CBS 101.43 abgeleitet ist, und das für verschiedene Zwecke verwendet werden könnte, bei denen Zersetzung oder Modifizierung von Zellwandsubstanz von Pflanzen oder Algen erwünscht ist. WO93/24622 offenbart eine von Trichoderma reesie isolierte Mannanase zum Bleichen von ligninhaltigen Zellstoffen.
  • WO95/35362 beschreibt Reinigungszusammensetzungen, die Pflanzenzellwand zersetzende Enzym, wie Pektinesterasen, Pektinlyase, Pektatlyase, Polygalacturonase, Rhamnogalacturonase, Xylanase, Arabinofuranidase, Acetylxylanesterase, Glucuronidase, Ferulasäureesterase, Cumarinsäureesterase, Galactanase, Mannanase, Lichenase und Arabinanase, umfassen. WO96/36569 offenbart Zusammensetzungen zum Verhindern und/oder Entfernen von Biofilm auf Oberflächen, umfassend mindestens eine Mannanase, wahlweise in Kombination mit mindestens einem Enzym aus der Gruppe. bestehend aus Carbohydrasen, Proteasen, Lipasen und/oder Glycoprotease. EP 755 999 betrifft Waschmittelzusammensetzungen, die eine spezielle Amylase und eine Protease umfassen. EP 709 452 betrifft Reinigungszusammensetzungen, die eine Xylanase umfassen. WO96/16154 betrifft Waschmittelzusammensetzungen, die Lipase und Protease enthalten. Die Waschmittelzusammensetzungen, die in den drei (3) Bezugsquellen beschrieben werden, können weiterhin viele andere fakultative Bestandteile, einschließlich anderer Waschmittelenzyme, umfassen. Ungefähr 23 verschiedene Enzyme, einschließlich Hemicellulase, sind als geeignete andere Enzyme aufgeführt.
  • Die synergistische Kombination einer Mannanase und einer Protease für erhöhte Reinigungsleistungsfähigkeit in einer Waschmittelzusammensetzung ist jedoch früher nie erkannt worden.
  • ZUSAMMENFASSUNG DER ERFINDUNG
  • Die vorliegende Erfindung betrifft Waschmittelzusammensetzungen, die eine Mannanase und Protease umfassen, um erhöhte Reinigungsleistungsfähigkeit bereitzustellen.
  • AUSFÜHRLICHE BESCHREIBUNG DER ERFINDUNG
  • Ein wesentliches Element der Waschmittelzusammensetzung der vorliegenden Erfindung ist ein Mannanase-Enzym. Mannanase bietet bedeutenden Nutzen für die Fleckenentfernung bei Flecken, die Hydrokolloidgummi enthalten, wie Guargummi, der als Lebensmittelzusatzstoff verwendet wird. Das zweite wesentliche Element der vorliegenden Erfindung ist ein Protease-Enzym. Protease ist für die Entfernung proteinhaltiger Verschmutzungen bekannt.
  • Ohne an eine Theorie gebunden sein zu wollen, wird angenommen, dass proteinhaltige Flecken, wie Kakao-Lebensmittelflecken, Schokopuddingflecken und/oder Kosmetikflecken, auch Zusatzstoffe wie Hydrokolloidgummistoffe enthalten können. Diese Hydrokolloidgummistoffe sind zum Beispiel Guargummi oder Johannisbrotgummi. Wenn solche Flecken vorhanden sind, wurde gefunden, dass die Verwendung von Protease nicht effizient genug ist, um bedeutende Nutzen für die Reinigungsleistungsfähigkeit bereitzustellen. Gleichfalls ist die alleinige Verwendung von Mannanase nicht ausreichend, umbedeutende Nutzen für die Leistung bereitzustellen. So wird angenommen, dass die Mischung von sowohl Protein als auch Hydrokolloidgummi in den Lebensmittelzusammensetzungen sehr viskos ist und für Enzymtätigkeit weniger empfindlich ist.
  • Besonders im Gebiet der Wäschewaschmittel ist gut bekannt, dass Fleckenverkrustungen auf gebräuchlichen Gegenständen wie Kopfkissenbezügen, Küchenhandtüchern und T-Shirts auftreten. Es wird angenommen, dass solche Flecken durch die Gegenwart von klebendem proteinhaltigen Material von der Haut und durch die Gegenwart von Hydrokolloidgummistoffen, Hemicellulose und abgeleiteten Materialien, die auf der Textilienoberfläche vorhanden sind und die Flecken ankleben, schwer zu entfernen sind. Diese Hydrokolloidgummistoffe, Hemicellulose und abgeleiteten Materialien können von der Textilie oder von Flecken stammen. Es wird angenommen, dass die Mischung von sowohl Protein als auch Hydrokolloidgummi sehr viskos ist, auf den Textilien klebt und deshalb für Enzymtätigkeiten weniger empfindlich ist.
  • Es wurde überraschend gefunden, dass die Kombination einer Mannanase mit einer Protease, vorzugsweise mit Subtilisin-Waschprotease, bedeutenden Nutzen für die Reinigungsleistungsfähigkeit bereitstellt.
  • Zusätzlich bietet die kombinierte Verwendung des Mannanase-Enzyms mit dem Protease-Enzym höherwertige Reinigung, besonders bei Lebensmittel- und Kos metikflecken auf harten Oberflächen wie Geschirr und anderen harten Küchenoberflächen.
  • Außerdem ist bekannt, dass Baumwollstoff innerhalb der Zellulosefasern Mannose-Einheiten enthalten kann. Diese Mannose-Einheiten können andere Flecken, wie Körperschmutz, auf den Baumwollstoffen ankleben. Es wurde überraschend gefunden, dass die kombinierte Verwendung des Mannanase- und Protease-Enzyms bedeutende Reinigung bereitstellt, auch bei diesem Körperschmutz und besonders bei niedriger Temperatur.
  • Das Mannanase-Enzym
  • Ein wesentliches Element der Vaschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung ist ein Mannanase-Enzym.
  • Eingebettet in die vorliegende Erfindung sind die folgenden drei Mannan-spaltenden Enzyme: EC 3.2.1.2: β-Mannosidase, EC 3.2.1.78: Endo-1,4-β-mannosidase, nachstehend als „Mannanase" bezeichnet, und EC 3.2.1.100: 1,4-β-Mannobiosidase (IUPAC Classification – Enzym nomenclature, 1992 ISBN 0-12-227165-3, Academic Press).
  • Mehr bevorzugt umfassen die Naschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung eine β-1,4-Mannosidase (EC 3.2.1.78), bezeichnet als Mannanase. Der Begriff „Mannanase" oder „Galactomannanase" bezeichnet ein Mannanase-Enzym, das nach dem Stand der Technik offiziell Mannanendo-1,4-betamannosidase genannt wird und die alternativen Namen beta-Mannanase und Endo-1,4-mannanase besitzt und die folgende Reaktion katalysiert: statistische Hydrolyse von 1,4-beta-D-mannosidischen Bindungen in Mannanen, Galactomannanen, Glucomannanen und Galactoglucomannanen.
  • Insbesondere stellen Mannanasen (EC 3.2.1.78) eine Gruppe von Polysaccharasen dar, die Mannane zersetzen und Enzyme bezeichnen, die in der Lage sind, Polyoseketten, die Mannose-Einheiten enthalten, zu spalten, d. h. in der Lage sind, glykosidische Bindungen in Mannanen, Glucomannanen, Galactomannanen und Galactoglucomannanen zu spalten. Mannane sind Polysaccharide mit einem Grundgerüst, das aus β-1,4-gebundener Mannose zusammengesetzt ist; Glucomannane sind Polysaccharide mit einem Grundgerüst aus mehr oder weniger regelmäßig wechselnder β-1,4-gebundender Mannose und Glucose; Galactomannane und Galactoglucomannane sind Mannane und Glucomannane mit Seitenketten von α-1,6-gebundener Galactose. Diese Verbindung können acetyliert werden.
  • Die Zersetzung von Galactomannanen und Galactoglucomannanen wird durch vollständige oder teilweise Entfernung der Galactose-Seitenketten erleichtert. Des weiteren wird die Zersetzung der acetylierten Mannane, Glucomannane, Galactomannane und Galactoglucomannane durch vollständige oder teilweise Deacetylierung erleichtert. Acetylgruppen können durch Alkali oder durch Mannanacetylesterasen entfernt werden. Die Oligomere, die von den Mannanasen oder durch eine Kombination von Mannanasen und α-Galactosidase und/oder Mannanacetylesterasen freigesetzt werden, können weiter zersetzt werden, um durch β-Mannosidase und/oder β-Glucosidase freie Maltose freizusetzen.
  • Mannanasen sind in verschiedenen Bacillus-Organismen erkannt worden. Zum Beispiel Talbot et al., Appl. Environ. Microbiol., Bd. 56, Nr. 11, S. 3505–3510 (1990) beschreibt eine beta-Mannanase, abgeleitet von Bacillus stearothermophilus, in Dimerform mit einem Molekulargewicht von 162 kDa und einem optimalen pH von 5,5–7,5. Mendoza et al., World J. Micobiol. Biotech., Bd. 10, Nr. 5, S. 551–555 (1994) beschreibt eine beta-Mannanase, abgeleitet von Bacillus subtilis, mit einem Molekulargewicht von 3 8 kDa, einer optimalen Aktivität bei pH 5,0 und 55°C und einem pI von 4,8. JP-0304706 offenbart eine beta-Mannanase, abgeleitet von Bacillus sp., mit einem Molekulargewicht von 37 ± 3 kDa, gemessen durch Gelfiltration, einem optimalen pH von 8–10 und einem pI von 53–5,4. JP-630 6289 beschreibt die Herstellung einer alkalischen, wärmebeständigen beta Mannanase, die beta-1,4-D-Mannopyranosidbindungen von z. B. Mannanen hydrolysiert und Manno-Oligosaccharide produziert. JP-63036774 betrifft den Bacillus-Mikroorganismus FERM P-8856, der bei alkalischem pH beta-Mannanase und beta Mannosidase produziert. JP-08051975 offenbart alkalische beta-Mannanasen von den alkalophilen Bacillus sp. AM-00. Eine gereinigte Mannanase von Bacillus amyloliquefaciens, nützlich beim Bleichen von Zellstoff und Papier, und Herstellungsverfahren davon, ist in WO97/11164 offenbart. WO91/18974 beschreibt eine Hemicellulase, wie eine Glucanase, Xylanase oder Mannanase, die bei extremem pH und extremer Temperatur aktiv ist. WO94/25576 offenbart ein Enzym von Aspergillus aculeatus, CBS 101.43, das Mannanase-Aktivität aufweist und das für die Zersetzung oder Modifizierung von Zellwandsubstanz von Pflanzen oder Algen nützlich sein kann. WO93/24622 offenbart eine von Trichoderma reseei isolierte Mannanase zum Bleichen von ligninhaltigen Zellstoffen. Eine Hemicellulase, die in der Lage ist, mannanhaltige Hemicellulose zu zersetzen, ist in WO91/18974 beschrieben, und eine gereinigte Mannanase von Bacillus amyloliquefaciens ist in WO97/11164 beschrieben.
  • Insbesondere ist dieses Mannenase-Enzym eine alkalische Mannanase, wie nachstehend definiert, am meisten bevorzugt eine Mannanase, die von einer Bakterienquelle abstammt. Die Waschmittelzusammensetzung der vorliegenden Erfindung umfasst speziell eine alkalische Mannanase, die ausgewählt ist aus der Mannanase von dem Stamm Bacillus agaradherens und/oder dem Stamm Bacillus subtilisis 166, Gen yght.
  • Der Begriff „alkalisches Mannanase-Enzym" soll Enzym mit einer Enzymaktivität von mindestens 10%, vorzugsweise mindestens 25%, mehr bevorzugt mindestens 40% seiner maximalen Aktivität bei einem gegebenen pH im Bereich von 7 bis 12, vorzugsweise 7,5 bis 10,5 einschließen.
  • Am meisten bevorzugt umfasst die Waschmittelzusammensetzung der vorliegenden Erfindung die alkalische Mannanase von Bacillus agaradherens. Die Mannanase ist
    • i) ein Polypeptid, produziert von Bacillus agaradherens, NCIMB 40482, oder
    • ii) ein Polypeptid, umfassend eine Aminosäure-Sequenz, wie in den Positionen 32–343 von SEQ-ID Nr. 2 dargestellt, oder
    • iii) ein Analog des in i) oder ii) definierten Polypeptids, das zu mindestens 70% mit denn Polypeptid übereinstimmt oder von dem Polypeptid durch Substitution, Reduktion oder Addition einer oder verschiedener Aminosäuren abgeleitet ist oder mit einem polyklonalen Antikörper, der in purifizierter Form gegen das Polypeptid gezüchtet wurde, immunologisch reaktiv ist.
  • Die vorliegende Erfindung umfasst auch ein isoliertes Polypeptid mit Mannanase-Aktivität, ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus
    • (a) Polynucleotidmolekülen, die ein Polypeptid mit Mannanase-Aktivität kodieren und eine Sequenz von Nucleotiden, wie in SEQ-ID Nr. 1 von Nucleotid 97 bis Nucleotid 1029 dargestellt, umfassen;
    • (b) Artenhomologe von (a);
    • (c) Polynucleotidimoleküle, die ein Polypeptid mit Mannanase-Aktivität kodieren, das zu mindestens 70% mit der Aminosäure-Sequenz von SEQ-ID Nr. 2 von Aminosäurerest 32 bis Aminosäurerest 343 identisch ist;
    • (d) Moleküle, die (a), (b) oder (c) ergänzen; und
    • (e) degenerierte Nucleotid-Sequenzen von (a), (b), (c) oder (d).
  • Das Plasmid pSJ1678, das das Polynucleotidmolekül (die DNA-Sequenz), das eine Mannanase der vorliegenden Erfindung kodiert, umfasst, ist zu einem Stamm der Escherichia coli umgewandelt worden, der von den Erfindern gemäß dem Budapester Vertrag über die internationale Anerkennung der Hinterlegung von Mikroorganismen für die Zwecke von Patentverfahren bei der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, Mascheroder Weg 1b, D-38124 Braunschweig, Bundesrepublik Deutschland, am 18. Mai 1998 unter der Hinterlegungsnummer DSM 12180 hinterlegt wurde.
  • Ein zweites am meisten bevorzugtes Enzym ist die Mannanase von dem Stamm Bacillus subtilisis 168, welche Mannanase:
    • i) kodiert ist durch den Kodierungsabschnitt der DNA-Sequenz, die in SEQ-ID Nr. 5 dargestellt ist, oder einem Analog der Sequenz und/oder
    • ii) ein Polypeptid, umfassend eine Aminosäure-Sequenz, wie in SEQ-ID Nr. 6 dargestellt, oder
    • iii) ein Analog des in ii) definierten Polypeptids, das zu mindestens 70% mit dem Polypeptid übereinstimmt oder von dem Polypeptid durch Substitution. Reduktion oder Addition einer oder verschiedener Aminosäuren abgeleitet ist oder mit einem polyklonalen Antikörper, der in purifizierter Form gegen das Polypeptid gezüchtet wurde, immunologisch reaktiv ist.
  • Die vorliegende Erfindung umfasst auch ein isoliertes Polypeptid mit Mannanase-Aktivität, ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus
    • (a) Polynucleotidinolekülen, die ein Polypeptid mit Mannanase-Aktivität kodieren und eine Sequenz von Nucleotiden, wie in SEQ-ID Nr. 5 dargestelt, umfassen
    • (b) Artenhomologen von (a);
    • (c) Polynucleotidinolekülen, die ein Polypeptid mit Mannanase-Aktivität kodieren, das zu mindestens 70% mit der Aminosäure-Sequenz von SEQ-ID Nr. 6 identisch ist;
    • (d) Molekülen, die (a), (b) oder (c) ergänzen; und
    • (e) degenerierten Nucleotid-Sequenzen von (a), (b), (c) oder (d).
  • DEFINITIONEN
  • Vor der ausführlicheren Diskussion dieser Erfindung werden zuerst die folgenden Begriffe definiert:
  • Der Begriff „Ortholog" (oder „Artenhomolog") bezeichnet ein Polypeptid oder Protein, das aus einer Art, die Homologie mit einem analogen Polypeptid oder Protein von einer anderen Art aufweist, gewonnen wird.
  • Der Begriff „Paralog" bezeichnet ein Polypeptid oder Protein, das aus einer gegebenen Art, die Homologie mit einem unterschiedlichen Polypeptid oder Protein von derselben Art aufweist, gewonnen wird.
  • Der Begriff „Expressionsvektor" bezeichnet ein lineares oder ringförmiges DNA-Molekül, das ein Segment umfasst, das ein interessantes Polypeptid kodiert, das mit zusätzlichen Segmenten, die seine Transkription ermöglichen, operabel verbunden ist. Solche zusätzlichen Segmente können Promotor- und Terminatorsequenzen beinhalten und können wahlweise einen oder mehrere Origins of Replication, eine oder mehrere auswählbare Markierungen, einen Enhancer und ein Polyadenyliexungssignal beinhalten. Expressionsvektoren sind generell von Plasmid- oder viraler DNA abgeleitet oder können Elemente von beidem enthalten. Der Expressionsvektor der Erfindung kann jeder Expressionsvektor sein, der rekombinierten DNA-Verfahren entsprechend unterliegt, und die Auswahl des Vektors hängt oft von der Wirtszelle ab, in die der Vektor eingeführt werden soll. Somit kann der Vektor ein autonom replizierender Vektor sein, d. h. ein Vektor, der als eine eigenständige chromosomale Einheit existiert, deren Replikation unabhängig von chromosomaler Replikation, z. B. eines Plasmids, ist. Als Alternative kann der Vektor einer sein, der, wenn er in eine Wirtszelle eingeführt wird, in das Wirtszellegenom integriert und zusammen mit dem Chromosom bzw. den Chromosomen, in das bzw. die er integriert wurde, repliziert wird.
  • Der Begriff „rekombiniert exprimiert", wie hierin im Zusammenhang mit Expression eines Polypeptids oder Proteins verwendet, ist gemäß der Standarddefinition im Fachgebiet definiert. Rekombinierte Expression eines Proteins wird generell mit Hilfe eines Expressionsvektors, wie gerade vorstehend beschrieben, durchgeführt.
  • Der Begriff „isoliert" gibt bei Verwendung für ein Polynucleotidmolekül an, dass das Polynucleotid aus seinem natürlichen genetischen Umfeld entfernt wurde und somit frei von anderen fremden oder unerwünschten Kodierungssequenzen ist und in einer Form vorliegt, die zur Verwendung in Herstellungssystemen für genetisch abgeändertes Protein geeignet ist. Solche isolierten Moleküle sind diejenigen, die aus ihrer natürlichen Umgebung abgetrennt werden und cDNA und Genklone umfassen. Isolierte DNA-Moleküle der vorliegenden Erfindung sind frei von anderen Genen, mit denen sie gewöhnlich verbunden sind, können jedoch natürlich vorkommende untranslatierte 5'- und 3'-Bereiche wie Promotoren und Terminatoren umfassen. Die Identifizierung verbundener Bereiche ist für den Fachmann offensichtlich (siehe zum Beispiel Dynan und Tijan, Nature 316: 774–78, 1985).
  • Der Begriff „ein isoliertes Polynucleotid" kann als Alternative „ein geklontes Polynucleotid" genannt werden. Bei Verwendung für ein Protein/Polypeptid gibt der Begriff „isoliert" an, dass das Protein in einem anderen Zustand als der ursprünglichen Umgebung gefunden wird. In einer bevorzugten Form ist das isolierte Protein im Wesentlichen frei von anderen Proteinen, besonders anderen homologen Proteinen (d. h. „homologen Verunreinigungen" (siehe unten)). Es wird bevorzugt, das Protein in einer größer als 40% reinen Form, mehr bevorzugt größer als 60% reinen Form bereitzustellen. Noch mehr bevorzugt ist es, das Protein in einer hochreinen Form, d. h. größer als 80% rein, mehr bevorzugt größer als 95% rein und noch mehr bevorzugt größer als 99% rein, wie durch SDS-PAGE bestimmt, bereitzustellen.
  • Der Begriff „isoliertes Protein/Polypeptid" kann als Alternative als „gereinigtes Protein/Polypeptid" bezeichnet werden.
  • Der Begriff „homologe Verunreinigungen" bedeutet jede Verunreinigung (z. B. ein anderes Polypeptid als das Polypeptid der Erfindung), die aus der homologen Zelle, von der das Polypeptid der Erfindung ursprünglich gewonnen wird, abstammt.
  • Der Begriff „gewonnen aus", wie hierin in Verbindung mit einer speziellen mikrobiellen Quelle verwendet, bedeutet, dass das Polynucleotid und/oder Polype ptid von einer speziellen Quelle oder einer Zelle, in die ein Gen von der Quelle eingesetzt wurde, produziert wird.
  • Der Begriff „operabel verbunden" gibt im Hinblick auf DNA-Segmente an, dass die Segmente so angeordnet sind, dass sie in Übereinstimmung mit ihrem beabsichtigten Zweck fungieren, z. B. beginnt die Transkription im Promotor und schreitet durch das Kodierungssegment bis zum Terminator fort.
  • Der Begriff „Polynucleotid" bezeichnet ein einzel- oder doppelsträngiges Polymer auf Desoxyribonucleotid- oder Ribonucleotidgrundlage, gelesen vom 5'- zum 3'-Ende. Polynucleotide umfassen RNA und DNA und können aus natürlichen Quellen isoliert, in vitro synthetisiert oder aus einer Kombination von natürlichen und synthetischen Molekülen hergestellt werden.
  • Der Begriff „Komplementäre von Polynucleotidmolekülen" bezeichnet Polynucleotidmoleküle mit einer komplementären Basensequenz und entgegengesetzter Ausrichtung im Vergleich zu einer Vergleichssequenz. Zum Beispiel ist die Sequenz 5' ATGCACGGG 3' komplementär zu 5' CCCGTGCAT 3'.
  • Der Begriff „degenerierte Nucleotid-Sequenz" bezeichnet eine Sequenz von Nucleotiden, die ein oder mehrere degenerierte Codone enthält (im Vergleich zu einem Polynucleotid-Vergleichsmolekül, das ein Polypeptid kodiert). Degenerierte Codone enthalten unterschiedliche Tripletten von Nucleotiden, kodieren jedoch denselben Aminosäurerest (d. h. GAU und GAC-Tripletten kodieren jeweils Asp).
  • Der Begriff „Promotor" bezeichnet einen Abschnitt eines Gens, der DNA-Sequenzen enthält, die die Bindung von RNA-Polymerase und den Beginn der Transkription ermöglichen. Promotorsequenzen sind gewöhnlich, aber nicht immer, in den nichtkodierenden 5'-Bereichen von Genen zu finden.
  • Der Begriff „sekretorische Signalsequenz" bezeichnet eine DNA-Sequenz, die ein Polypeptid kodiert (ein "sekretorisches Peptid"), das als Bestandteil eines größeren Polypeptids das größere Polypeptid durch einen sekretorischen Pfad einer Zelle leitet, in der es synthetisiert wird. Das größere Peptid wird gewöhnlich gespalten, um das sekretorische Peptid während des Durchlaufens des sekretorischen Pfades zu entfernen.
  • VERWENDUNG EINER SEQUENZ DER ERFINDUNG, UM ANDERE VERWANDTE SEQUENZEN ZU ERHALTEN
  • Die hierin offenbarten Sequenzinformationen bezüglich einer Polynucleotidsequenz, die eine Mannanase der Erfindung kodiert, kann als Werkzeug zum Identifizieren anderer homologer Mannanasen verwendet werden. Zum Beispiel kann Polymerase-Kettenreaktion (PCR) verwendet werden, um Sequenzen, die andere homologe Mannanasen von einer Vielzahl mikrobieller Quellen, insbesondere von verschiedenen Bacillus-Arten, kodieren, zu amplifizieren.
  • VERSUCH FÜR AKTIVITÄTSTEST
  • Ein Polypeptid der Erfindung, das Mannanase-Aktivität aufweist, kann gemäß den in der Technik bekannten Standardtestverfahren auf Mannanase-Aktivität getestet werden, wie durch Eingeben einer zu testenden Lösung in Löcher mit 4 mm Durchmesser in Agarplatten, die 0,2% AZCL Galactomannan (Johannisbrotgummi) enthalten, d. h. Substrat für den Versuch von Endo-1,4-beta-D-mannanase, erhältlich als Kat-Nr. I-AZGMA von dem Unternehmen Megazyme für 110,00 US-$ pro 3 Gramm (Internetadresse von Megazyme:
    http://www.megazyme.com/Purchase/index.html).
  • POLYNUCLEOTIDE
  • Ein isoliertes Polynucleotid der Erfindung hybridisiert unter mindestens mittleren stringenten Bedingungen zu ähnlich großen Bereich von SEQ-D Nr. 1 oder einer dazu komplementären Sequenz.
  • Insbesondere hybridisieren Polynucleotide der Erfindung zu einer denaturierten doppelsträngigen DNA-Sonde, die entweder die vollständige Sequenz, die in den Positionen 97–1029 von SEQ-ID Nr. 1 dargestellt ist, umfasst. oder jeden Sonde, die eine Subsequenz von SEQ-ID NR. 1 mit einer Länge von mindestens ungefähr 100 Basenpaaren unter mindestens mittleren stringenten Bedingungen, vorzugsweise jedoch bei hohen stringenten Bedingungen, wie nachstehend ausführlich beschrieben, umfasst. Geeignete Versuchsbedingungen zur Bestimmung der Hybridisierung bei mittleren oder hohen stringenten Bedingungen zwischen einer Nucleotid-Sonde und einer homologen DNA- oder RNA-Sequenz umfasst das vorherige Tränken des Filters, der die zu hybridisierenden DNA-Fragmente oder RNA enthält, in 5 × SSC (Natriumchlorid/Natriumcitrat, Sambrook et al. 1989) für 10 min und Vorhybridisierung des Filters in einer Lösung von 5 × SSC, 5 × Denhardt-Lösung (Sambrook et al. 1989), 0,5% SDS und 100 μg/ml denaturierter beschallter Lachssperma-DNA (Sambrook et al. 1989), gefolgt von Hybridisierung in derselben Lösung, die eine Konzentration von 10 ng/ml einer random-primed (Feinberg, A. P. und Vogelstein, B. (1983) Anal. Biochem. 132: 6–13), 32P-dCTP-markierten (spezifische Aktivität höher als 1 × 109 cpm/μg) Sonde für 12 Stunden bei 45°C enthält. Der Filter wird dann zwei Mal für 30 Minuten in 2 × SSC, 0,5% SDS bei mindestens 60°C (mittlere stringente Bedingungen), noch mehr bevorzugt bei mindestens 65°C (mittlere/hohe stringente Bedingungen), noch mehr bevorzugt bei mindestens 70°C (hohe stringente Bedingungen) und noch mehr bevorzugt bei mindestens 75°C (sehr hohe stringente Bedingungen) gewaschen.
  • Moleküle, zu denen die Oligonucleotidesonde unter diesen Bedingungen hybridisiert, werden mit Hilfe eines Röntgenbildes erkannt.
  • Wie vorstehend erwähnt, enthalten die isolierten Polynucleotide der vorliegenden Erfindung DNA und RNA. Verfahren zum Isolieren von DNA und RNA sind im Fachgebiet gut bekannt. DNA und RNA, die interessante Gene kodieren, können mit im Fachgebiet bekannten Verfahren in Genbanken oder DNA-Bibliotheken geklont werden.
  • Polynucleotide, die Polypeptide der Erfindung, die Mannanase-Aktivität aufweisen, kodieren, werden dann durch beispielsweise Hybridisierung oder PCR identifiziert isoliert.
  • Die vorliegende Erfindung stellt außerdem entsprechende Polypeptide und Polynucleotide von verschiedenen Bakterienstämmen (Orthologen oder Paralogen) bereit. Von besonderem Interesse sind Mannanase-Polypeptide von grampositiven alkalophilen Stämmen, einschließlich Bacillus-Arten.
  • Artenhomologe eines Polypeptids der Erfindung, das Mannanase-Aktivität aufweist, können mit Hilfe der Informationen und Zusammensetzungen, die durch die vorliegende Erfindung bereitgestellt werden, in Kombination mit herkömmlichen Klonverfahren geklont werden. Zum Beispiel kann eine DNA-Sequenz der vorliegenden Erfindung mit Hilfe chromosomaler DNA, die aus einem Zelltyp gewonnen wird, der das Protein exprimiert, geklont werden. Geeignete DNA-Quellen können durch Sondierung der nörlichen Bereiche mit Sonden, die aus den hierin offenbarten Sequenzen hergestellt wurden, erkannt werden. Anschließend wird eine Bibliothek aus chromosomaler DNA einer positiven Zellreihe erstellt. Eine erfindungsgemäße DNA-Sequenz, die ein Polypeptid mit Mannanase-Aktivität kodiert, kann dann durch eine Vielzahl an Verfahren isoliert werden, wie durch Sondierung mit Sonden, die aus den in der vorliegenden Spezifikation und den vorliegenden Ansprüchen offenbarten Sequenzen hergestellt werden, oder mit einem oder mehreren Sätzen degenerierter Sonden auf der Grundlage der offenbarten Sequenzen. Eine DNA-Sequenz der Erfindung kann auch mit Hilfe der Poymerase-Kettenreaktion oder PCR (Mullis, US-Patent Nr. 4,683,202), mit Hilfe von Primern, die aus den hierin offenbarten Sequenzen hergestellt werden, geklont werden. In einem zusätzlichen Verfahren kann die DNA-Bibliothek verwendet werden, um Wirtszellen zu transformieren oder transfizieren, und Expression der interessanten DNA kann mit einem Antikörper (monoklonal oder polyklonal), der gegen die Mannanase, die von B. agaradherens, NCIMB 40482, geklont wurde, gezüchtet, exprimiert und gereinigt werden, wie in Materialien und Methoden und Beispiel 1 beschrieben, oder durch einen Aktivitätstest bezüglich eines Polypeptids mit Mannanase-Aktivität erkannt werden.
  • Die Mannanase, die einen Teil der DNA-Sequenz, die in Plasmid pSJ1678 geklont ist, das in Escherichia coli DSM 12180 vorhanden ist, und/oder eine analoge DNA-Sequenz der Erfindung kodiert, kann von einem Stamm der Bakterienarten Bacillus agaradherens, vorzugsweise dem Stamm NCIMB 40482, die Enzyme mit Mannan zersetzender Aktivität produzieren, oder einem anderen oder verwandten Organismus, wie hierin beschrieben, geklont werden.
  • Als Alternative kann die analoge Sequenz auf der Grundlage der DNA-Sequenz, die aus dem Plasmid gewonnen werden kann, das in Escherichia coli DSM 12180 (welches mit der beigefügten SEQ-ID NR. 1 für identisch gehalten wird) vorhanden ist, z. B. eine Subsequenz davon sein kann, und/oder durch Einführung von Nucleotid-Substitutionen, aus denen keine andere Aminosäure-Sequenz der Mannanase, die von der DNA-Secuenz kodiert wird, entsteht, die jedoch der Codonverwendung des Wirtsorganismus entspricht, der für die Produktion des Enzyms gedacht ist, oder durch Einführung von Nucleotid-Substitutionen, aus denen eine unterschiedliche Aminosäure-Sequenz (d. h. eine Variation des Mannan zersetzenden Enzyms der Erfindung) sein kann, aufgebaut werden.
  • POLYPEPTIDE
  • Die Sequenz von Aminosäuren Nr. 32–343 von SEQ-ID NR. 2 ist eine reife Mannanase-Sequenz.
  • Die vorliegende Erfindung stellt auch Mannanase-Polypeptide bereit, die mit dem Polypeptid von SEQ-ID NR. 2 und Artenhomologen (Paralogen oder Orthologen) davon im Wesentlichen homolog sind. Der Begriff „im Wesentlichen homolog" wird hierin verwendet, um Polypeptide anzugeben, die 70%, vorzugsweise mindestens 80%, mehr bevorzugt mindestens 85% und noch mehr bevorzugt mindestens 90% Sequenzidentität mit der Sequenz, die in Aminosäuren Nr. 32–343 von SEQ-ID NR. 2 oder deren Orthologen oder Paralogen dargestellt ist, aufweisen. Solche Polypeptide sind mehr bevorzugt zu mindestens 95% identisch und am meisten bevorzugt zu 98% oder mehr identisch mit der Sequenz, die in Aminosäuren Nr. 32–343 von SEQ ID NR. 2 oder deren Orthologen oder Paralogen dargestellt ist. Prozentsequenzidentität wird mit herkömmlichen Verfahren bestimmt, mittels im Fachgebiet bekannter Computerprogramme, wie GAP, das in dem GCG-Programmpaket (Program Manual for the Wisconsin Package, Version 8, August 1994, Genetics Computer Group, 575 Science Drive, Madison, Wisconsin, USA 53711), bereitgestellt wird, wie offenbart in Needleman, S. B. und Wunsch, C. D., (1970), Journal of Molecular Biology, 48, 443–453. GAP wird für den Vergleich von Polypeptid-Sequenzen mit den folgenden Einstellungen verwendet: GAP Creation Penalty von 3,0 und GAP Extension Penalty von 0,1.
  • Sequenzidentität von Polynucleotidmolekülen wird durch ähnliche Verfahren mit Hilfe von GAP mit den folgenden Einstellungen für den Vergleich von DNA- Sequenzen bestimmt: GAP Creation Penalty von 5,0 und GAP Extension Penalty von 0,3.
  • Die Enzymzubereitung der Erfindung ist vorzugsweise abgeleitet von einem Mikroorganismus, vorzugsweise von einem Bakterium, einer Archea oder einem Pilz, besonders einem Bakterium, wie einem zu Bacillus gehörendem Bakterium, vorzugsweise zu einem alkalophilen Bacillus-Stamm, der aus der Gruppe bestehend aus den Arten Bacillus agaradherens und hoch verwandten Bacillus-Arten ausgewählt sein kann, wobei alle Arten auf der Grundlage von gerichteten 16S rDNA-Sequenzen vorzugsweise zu mindestens 95%, noch mehr bevorzugt mindestens 98% mit Bacillus agaradherens homolog sind.
  • Im Wesentlichen homologe Proteine und Polypeptide sind dadurch gekennzeichnet, dass sie eine oder mehrere Aminosäure-Substitutionen, -Reduktionen oder -Additionen aufweisen. Diese Änderungen sind vorzugsweise von geringerer Natur, das heißt, herkömmliche Aminosäure-Substitutionen (siehe Tabelle 2) und andere Substitutionen, die die Faltung oder Aktivität des Proteins oder Polypeptids nicht erheblich beeinträchtigen; kleine Reduktionen, in der Regel von einer bis ungefähr 30 Aminosäuren; und kleine amino- oder carboxylterminale Extensionen, wie ein aminoterminaler Methionin-Rückstand, ein kleines Verbindungspeptid von bis zu ungefähr 20–25 Rückstände, oder eine kleine Extension, die die Reinigung erleichtert (eine Affinitätsmarkierung), wie ein Polyhistidintrakt, Protein A (Nilsson et al., EMBO J. 4: 1075, 1985; Nilsson et al., Methods Enzymol. 198: 3, 1991. Siehe im Allgemeinen Ford et al., Protein Expression and Purification 2: 95–107, 1991. DNAs, die Affinitätsmarkierungen kodieren, sind erhältlich von kommerziellen Anbietern (z. B. Pharmacia Biotech, Piscataway, NJ; New England Biolabs, Beverly, MA).
  • Obwohl die vorstehend beschriebenen Änderungen vorzugsweise von geringer Natur sind, können solche Änderungen auch von größerer Natur sein, wie Fusion von größeren Polypeptiden von bis zu 300 Aminosäuren oder mehr als amino- oder carboxylterminal Extensionen eines Mannanase-Polypeptids der Erfindung. Tabelle I Herkömmliche Aminosäure-Substitutionen
    Grundlage: Arginin, Lysin, Histidin
    Sauer: Glutaminsäure, Asparaginsäure
    Polar: Glutamin, Asparagin
    Hydrophob: Leucin, Isoleucin, Valin
    Aromatisch: Phenylalanin, Tryptophan, Tyrosin
    Gering: Glycin, Alanin, Serin, Threonin, Methionin
  • Zusätzlich zu den 20 standardmäßigen Aminosäuren können erfindungsgemäß nicht-standardmäßige Aminosäuren (wie 4-Hydroxyprolin, 6-N-Methyllysin. 2-Aminoisobuttersäure, Isovalin und a-Methylserin) für Aminosäurereste eines Polypeptids substituiert werden. Eine begrenzte Anzahl an nicht herkömmlichen Aminosäuren, Aminosäuren, die nicht durch den genetischen Code kodiert sind, und unnatürlichen Aminosäuren kann für Aminosäurereste substituiert werden. „Unnatürliche Aminosäuren" wurden nach der Proteinsynthese modifiziert und/oder weisen in ihrer Seitenkette bzw. ihren Seitenketten eine andere chemische Struktur auf als die standardmäßigen Aminosäuren. Unnatürliche Aminosäuren können chemisch synthetisiert werden, oder sind vorzugsweise im Handel erhältlich, und beinhalten Pipecolinsäure, Thiazolidincarbonsäure, Dehydroprolin, 3- und 4-Methylprolin und 3,3-Dimethylprolin.
  • Wesentliche Aminosäuren in den Mannanase-Polypeptiden der vorliegenden Erfindung können mit im Fachgebiet bekannten Verfahren identifiziert werden, wie ortsgerichteter Mutagenese oder Alanin-Scanning-Mutagenese (Cunningham und Wells, Science 244: 1081–1085, 1989). Bei letzterem Verfahren werden an jedem Rückstand in dem Molekül einzelne Alaninmutationen eingeführt, und die resul tierenden mutierten Moleküle werden auf biologische Aktivität (d. h. Mannanase-Aktivität) getestet, um Aminosäurereste zu erkennen. die für die Aktivität des Moleküls kritisch sind. Siehe auch Hilton et al., J. Biol. Chem. 271: 4699–4708, 1996. Der aktive Ort des Enzyms oder andere biologische Interaktionen können auch durch physikalische Strukturanalyse bestimmt werden, wie durch solche Verfahren wie kernmagnetische Resonanz, Kristallographie, Elektronenbeugung oder Photoaffinitätsmarkierung, in Verbindung mit Mutation mutmaßlicher Kontaktstellen-Aminosäuren. Siehe zum Beispiel de Vos et al., Science 255: 306–312, 1992; Smith et al., J. Mol. Biol. 224: 899–904, 1992; Wlodaver et al., FEBS Lett. 309: 59–64, 1992. Die Identitäten wesentlicher Aminosäuren können auch von der Analyse von Homologien mit Polypeptiden, die mit einem erfindungsgemäßen Polypeptid verwandt sind, abgeleitet werden.
  • Mehrfache Aminosäure-Substitutionen können mit Hilfe der bekannten Verfahren Mutagenese, Rekombination und/oder Shuffling, gefolgt von einem relevanten Screening-Verfahren, wie den von Reidhaar-Olson und Sauer (Science 241: 53–57, 1988), Bowie und Sauer (Proc. Natl. Acad. Sci. USA 86: 2152–2156, 1989), WO95/17413 oder WO95/22625 offenbarten, durchgeführt und getestet werden. Kurz, diese Autoren offenbaren Verfahren für simultane Randomisierung von zwei oder mehr Positionen in einem Polypeptid, oder Rekombination/Shuffling unterschiedlicher Mutationen (WO95/17413, WO95/22625), gefolgt von der Auswahl eines funktionalen Polypeptids und anschließender Sequenzierung der mutagenisierten Polypeptide, um das Spektrum zulässiger Substitutionen an jeder Position zu bestimmen. Andere verwendbare Verfahren beinhalten Phagendisplay (z. B. Lowman et al., Biochem. 30: 10832–10837, 1991; Ladner et al., US-Patent Nr. 5,223,409; Huse, WIPO-Veröffentlichung WO 92106204) und regiongerichtete Mutagenese (Derbyshire et al., Gene 46: 145, 1986; Ner et al., DNA 7: 127, 1988).
  • Mutagenese-/Shuffling-Verfahren, wie vorstehend offenbart, können mit automatisierten Screening-Verfahren mit hohem Durchsatz kombiniert werden, um Aktivität geklonter, mutagenisierter Polypeptide in Wirtszellen zu erkennen. Mutagenisierte DNA-Moleküle, die aktive Polypeptide kodieren, können mit moderner Ausrüstung aus den Wirtszellen gewonnen und schnell sequenziert werden. Diese Verfahren ermöglichen die schnelle Bestimmung der Wichtigkeit einzelner Aminosäurereste in einem interessanten Polypeptid und können bei Polypeptiden mit unbekannter Struktur angewendet werden.
  • Mit den vorstehend diskutierten Verfahren kann der normale Fachmann eine Vielzahl an Polypeptiden erkennen und/oder herstellen, die im Wesentlichen homolog zu den Rückständen 32 bis 343 von SEQ-ID NR. 2 sind und die Mannanase-Aktivität des Wildtyp-Proteins aufweisen.
  • PROTEINPRODUKTION
  • Die Proteine und Polypeptide der vorliegenden Erfindung, einschließlich Proteinen in Gesamtlänge, Fragmenten davon und Fusionsproteinen, können nach konventionellen Verfahren in genetisch abgeänderten Wirtszellen produziert werden. Geeignete Wirtszellen sind die Zelltypen, die mit exogener DNA transformiert oder transfiziert und in Kultur gezüchtet werden können und Bakterien, Pilzzellen und gezüchtete höhere eukaryotische Zellen umfassen. Bakterienzellen, besonders gezüchtete Zellen von grampositiven Organismen, werden bevorzugt. Grampositive Zellen von der Bacillus-Gattung sind besonders bevorzugt, wie von der Gruppe, bestehend aus Bacillus subtilis, Bacillus lentus, Bacillus brevis, Bacillus stearothermophilus, Bacillus alkalophilus, Bacillus amyloliquefaciens, Bacillus coagulans, Bacillus circulans, Bacillus lautus, Bacillus thuringiensis, Bacillus lichenisformis und Bacillus agaradherens, insbesondere Bacillus agaradherens.
  • Verfahren zum Manipulieren geklonter DNA-Moleküle und Einführen exogener DNA in eine Vielzahl an Wirtszellen werden von Sambrook et al., Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2. Ausgabe, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY, 1989; Ausubel et al. (Hrsg.), Current Protocols in Molecular Biology, John Wiley and Sons, Inc., NY, 1967; und „Bacillus subtilis and Other Gram-Positive Bacteria", Sonensheim et al., 1993, American Society for Microbiology, Washington D. C., offenbart.
  • Im Allgemeinen ist eine DNA-Sequenz, die eine Mannanase der vorliegenden Erfindung kodiert, operabel mit anderen genetischen Elementen, die für ihre Expression benötigt werden, verbunden, und umfasst generell einen Transkriptionspromotor und -terminator in einem Expressionsvektor. Der Vektor enthält gewöhnlich auch eine oder mehrere auswählbare Markierungen und einen oder mehrere Origins of Replication, obwohl Fachleute erkennen werden, dass in bestimmten Systemen auswählbare Markierungen auf separaten Vektoren bereitgestellt werden können und Replication der exogenen DNA durch Integration in das Wirtszellengenom bereitgestellt werden kann. Die Auswahl von Promotoren. Terminatoren, auswählbaren Markierungen, Vektoren und anderen Elementen ist eine Routineangelegenheit auf der Ebene gewöhnlicher Fähigkeiten im Fachgebiet. Viele solche Elemente werden in der Literatur beschrieben und sind über kommerzielle Anbieter erhältlich.
  • Um ein Polypeptid in den sekretorischen Pfad einer Wirtszelle zu leiten, wird im Expressionsvektor eine sekretorische Signalsequenz (auch bekannt als Leitsequenz, Präprosequenz oder Präsequenz) bereitgestellt. Die sekretorische Signalsequenz kann die des Polypeptids sein, oder kann von einem anderen sezernierten Protein oder synthetisierten de novo abgeleitet sein. Zahlreiche geeignete sekretorische Signalsequenzen sind im Fachgebiet bekannt, und es wird Bezug genommen auf „Bacillus subtilis and Other Gram-Positive Bacteria", Sonensheim et al., 1993, American Society for Microbiology., Washington D. C.; und Cutting, S. M. (Hrsg.) „Molecular Biological Methods for Bacillus", John Wiley and Sons, 1990, für weitere Beschreibung geeigneter sekretorischer Signalsequenzen, besonders für Sekretion in einer Bacillus-Wirtszelle. Die sekretorische Signalsequenz wird im korrekten Reading-Frame mit der DNA-Sequenz verbunden. Sekretorische Signalsequenzen sind gewöhnlich in der Position 5' zu der DNA-Sequenz, die das jeweilige Polypeptid kodiert, obwohl bestimmte Signalsequenzen an einer anderen Stelle in der jeweiligen DNA-Sequenz positioniert sein können (siehe z. B. Welch et al., US-Patent Nr. 5,037,743, Holland et al., US-Patent Nr. 5,143,830).
  • Transformierte oder transfizierte Wirtszellen werden nach konventionellen Verfahren in einem Züchtmedium. das Nährstoffe und andere für das Wachstum der ausgewählten Wirtszellen erforderliche Bestandteile enthält, gezüchtet. Eine Vielzahl geeigneter Medien, einschließlich definierter Medien und komplexer Medien, sind im Fachgebiet bekannt und umfassen generell eine Kohlenstoffquelle, eine Stickstoffquelle, essentielle Aminosäuren, Vitamine und Mineralien. Medien können auch solche Bestandteile wie Wachstumsfaktoren oder Serum, wie erforderlich, enthalten. Das Wachstumsmedium wählt generell Zellen aus, die die exogen hinzugefügte DNA enthalten, zum Beispiel durch Inhaltsstoffauswahl oder Mangel an einem wesentlichen Nährstoff, was durch die auswählbare Markierung, die auf dem Expressionsvektor getragen oder mit in die Wirtszelle transfiziert wird, ergänzt wird.
  • PROTEINISOLIERUNG
  • Wenn das exprimierte rekombinierte Polypeptid sezerniert wird, kann das Polypeptid von den Wachstumsmedien gereinigt werden. Vorzugsweise werden die Expressionswirtszellen vor der Reinigung des Polypeptids von den Medien entfernt (z. B. durch Zentrifugierung).
  • Wenn das exprimierte rekombinierte Polypeptid nicht aus der Wirtszelle sezerniert wird, wird die Wirtszelle vorzugsweise aufgebrochen und das Polypeptid in ein wässriges „Extrakt" freigesetzt, was die erste Stufe solcher Reinigungsverfahren ist. Vorzugsweise werden die Expressionswirtszellen vor dem Zellenaufbruch von den Medien gesammelt (z. B. durch Zentrifugierung).
  • Der Zellenaufbruch kann mit konventionellen Verfahren durchgeführt werden, wie durch Lysozymdigestion oder durch Leiten der Zellen durch hohen Druck. Siehe (Robert K. Scobes, Protein Purification, Zweite Auflage, Springer-Verlag) für weitere Beschreibung von Verfahren zum Zellenaufbruch.
  • Unabhängig davon, ob die exprimierten rekombinierten Polypeptide (oder heterozygoten Polypeptide) sezerniert werden, können sie mit Hilfe von Fraktionierung und/oder konventionellen Reinigungsverfahren und -medien gereinigt werden.
  • Ammoniumsulfat-Ausfällung und Säure- oder Chaotropextraktion können zur Fraktionierung von Proben verwendet werden. Exemplarische Reinigungsschritte können Hydroxyapatit, Größenausschluss, FPLC und Umkehrphasen-Hochleistungs-Flüssigchromatographie umfassen. Geeignete Anionenaustauschmedien umfassen derivatisierte Dextrane, Agarose, Cellulose, Polyacrylamid, spezielle Silicas. PEI-, DEAE-, QAE- und Q-Derivate werden bevorzugt, wobei DEAE Fast-Flow Sepharose (Pharmacia, Piscataway, NJ) besonders bevorzugt wird. Exemplarische Chromatographiemedien umfassen die Medien, die mit Phenyl-, Butyl- oder Octylgruppen derivatisiert wurden, wie Phenyl-Sepharose FF (Pharmacia), Toyopearl butyl 650 (Toso Haas, Montgomeryville, PA), Octyl-Sepharose (Pharmacia); oder Polyacrylharze, wie Amberchrom CG 71 (Toso Haas).
  • Geeignete feste Trägermedien umfassen Glaskugeln, Silica-basierte Harze, Celluloseharze, Agarosekugeln, Kugeln aus vernetzter Agarose, Polystyrollkugeln, vernetzte Polyacrylamidharze, die unter den Bedingungen, unter denen sie verwendet werden, unlöslich sind. Diese Trägermedien können mit reaktiven Gruppen, die die Anlagerung von Proteinen durch Aminogruppen, Carboxylgruppen, Sulfhydrylgruppen, Hydroxylgruppen und/oder Kohlenhydrateinheiten modifizert werden. Beispiele der Kopplungschemie umfassen Cyanbromid-Aktivierung, N-Hydroxysuccinimid-Aktivierung, Epoxid-Aktivierung, Sulfhydryl-Aktivierung, Hydrazid-Aktivierung, und Carbonyl- und Aminoderivate für Carbodiimid-Kopplungschemie. Diese und andere feste Medien sind im Fachgebiet gut bekannt und sehr gebräuchlich und sind von kommerziellen Anbietern erhältlich.
  • Die Auswahl eines bestimmten Verfahrens ist eine Routineangelegenheit und wird zum Teil von den Eigenschaften des ausgewählten Trägermediums bestimmt. Siehe zum Beispiel, Affinity Chromatography: Principles & Methods, Pharmacia LKB Biotechnology, Uppsala, Sweden, 1988.
  • Die Polypeptide der Erfindung oder Fragmente davon können auch durch chemische Synthese zubereitet werden. Die Polypeptide der Erfindung können Monomere oder Multimere sein; glycosyliert oder nichtglycosyliert; pegyliert oder nichtpegyliert; und können, müssen jedoch nicht, einen anfänglichen Methioninaminosäurerest beinhalten.
  • Auf der Grundlage der hierin offenbarten Sequenzinformationen kann eine Ganzlängen-DNA-Sequenz, die eine Mannanase der Erfindung kodiert und die in SEQ-ID Nr. 1 dargestellte DNA-Sequenz, mindestens die DNA-Sequenz von Position 97 bis Position 1029, umfasst, geklont werden.
  • Klonung wird mit im Fachgebiet bekannten Standardverfahren durchgeführt, wie durch
    • – Erstellen einer genomischen Bibliothek von einem Bacillus-Stamm, besonders dem Stamm B. agaradherens, NCIMB 40482;
    • – Aufbringen einer solchen Bibliothek auf geeignete Substratplatten;
    • – Identifizieren eines Klons, der eine Polynucleotidsequenz der Erfindung umfasst, durch standardmäßige Hybridisierungsverfahren mit einer Sonde, die auf SEQ-ID Nr. 1 basiert; oder durch
    • – Identifizieren eines Klons von der genomischen Bibliothek von Bacillus agaradherens NCIMB 40482 durch eine inverse PCR-Strategie mit Hilfe von Primern, die auf Sequenzinformationen von SEQ-ID Nr. 1 basieren. Für weitere Details bezüglich inverser PCR wird auf M. J. MCPherson et al. („PCR A practical approach" Information Press Ltd, Oxford England) verwiesen.
  • Basierend auf den hierin offenbarten Sequenzinformationen (SEQ-ID Nr. 1, SEQ-ID Nr. 2) ist es für einen Fachmann Routinearbeit, homologe Polynucleotidsequenzen, die homologe Mannanase der Erfindung kodieren, durch eine ähnliche Strategie mit genomischen Bibliotheken von verwandten mikrobiellen Organismen, insbesondere von genomischen Bibliotheken von anderen Stämmen der Gattung Bacillus, wie alkalophilen Bacillus-Arten, zu isolieren.
  • Als Alternative kann die DNA, die das Mannan oder Galactomannan zersetzende Enzym der Erfindung kodiert, in Übereinstimmung mit gut bekannten Verfahren von einer geeigneten Quelle, wie den vorstehend genannten Organismen, mit Hilfe von synthetischen Oligonucleotidesonden, die auf der Grundlage der DNA-Sequenz, die aus dem in Escherichia coli DSM 12180 vorhandenen Plasmid gewonnen werden kann, bequem geklont werden.
  • Demgemäß kann das Polynucleotidmolekül der Erfindung von Escherichia coli, DSM 12180, isoliert werden, wobei das Plasmid, das durch Klonung, wie vorstehend beschrieben, gewonnen wird, angelagert ist. Die vorliegende Erfindung betrifft auch eine isolierte, im Wesentlichen reine biologische Kultur des Stammes Escherichia coli. DSM 12180.
  • Im vorliegenden Kontext soll der Begriff „Enzymzubereitung" entweder ein konventionelles enzymatisches Gärungsprodukt, eventuell isoliert und gereinigt, von einer einzelnen Art eines Mikroorganismus bedeuten, wobei eine solche Zubereitung gewöhnlich mehrere verschiedene Enzymaktivitäten umfasst; oder eine Mischung aus Einzelbestandteil-Enzymen, vorzugsweise Enzymen, die mit konventionellen rekombinierten Verfahren von Bakterien- oder Pilzarten abgeleitet sind, wobei die Enzyme vergoren und eventuell isoliert und separat gereinigt werden und von verschiedenen Arten, vorzugsweise Pilz- oder Bakterienarten, abstammen; oder das Gärungsprodukt eines Mikroorganismus, der als Wirtszelle für die Expression einer rekombinierten Mannanase fungiert, wobei der Mikroorganismus jedoch gleichzeitig andere Enzyme, z. B. Pektin zersetzende Enzyme, Proteasen oder Cellulasen, produziert, die natürlich vorkommende Gärungsprodukte des Mikroorganismus sind, d. h. den Enzymkomplex, der konventionell von dem entsprechenden natürlich vorkommenden Mikroorganismus produziert wird.
  • Ein Verfahren zum Herstellen der Enzymzubereitung der Erfindung, wobei das Verfahren die Züchtung eines Mikroorganismus umfasst, z. B. eines Wildtypstammes, der in der Lage ist, die Mannanase unter Bedingungen, die die Produktion des Enzyms erlauben, zu produzieren und das Enzym aus der Kultur zurückzugewinnen. Die Züchtung kann mit konventionellen Gärungsverfahren durchgeführt werden, z. B. Züchtung in Schüttelkolben oder Fermentern mit Schüttelung, um ausreichende Belüftung für das Wachstumsmedium, das die Produktion des Mannanase-Enzyms induziert, zu gewährleisten. Das Wachstumsmedium kann eine konventionelle N-Quelle, wie Pepton, Hefeextrakt oder Casaminosäuren, eine geringere Menge einer konventionellen C-Quelle, wie Dextrose oder Saccharose und einen Induzierer, wie Guargummi oder Johannisbrotgummi, enthalten. Die Rückgewinnung kann mit konventionellen Verfahren durchgeführt werden, z. B. Trennung von Biomasse und Flüssigkeitsüberstand durch Zentrifugation oder Filtration, Rückgewinnung des Flüssigkeitsüberstandes oder Aufbruch der Zellen, wenn das jeweilige Enzym intrazellulär ist, eventuell gefolgt von weiterer Reinigung, wie in EP 0 406 314 beschrieben, oder durch Kristallisation, wie in WO97/15660 beschrieben.
  • IMMUNOLOGISCHE KREUZREAKTIVITÄT
  • Polyklonale Antikörper, die bei der Bestimmung immunologischer Kreuzreaktivität verwendet werden, können mit Hilfe eines gereinigten Mannanase-Enzyms zubereitet werden. Spezieller kann Antiserum gegen die Mannanase der Erfindung durch Immunisierung von Kaninchen (oder anderen Nagetieren) nach dem von N. Axelsen et al. in: A Manual of Quantitative Immunoelectrophoresis, Blackwell Scientific Publications, 1973, Kapitel 23, oder A. Johnstone und R. Thorpe, Immunochemistry in Practice, Blackwell Scientific Publications, 1962 (spezieller S. 27–31) beschriebenen Verfahren gezüchtet werden. Gereinigte Immunoglobuline können aus den Antiseren gewonnen werden, zum Beispiel durch Salzfällung ((NH4)2SO4), gefolgt von Dialyse und Ionenaustauschchromatographie, z. B. mit DEAE-Sephadex. Immunochemische Charakterisierung von Proteinen kann entweder durch Doppeldiffusionsanalyse nach Outcherlony (O. Ouchterlony in: Handbook of Experimental Immunology (D. M. Weir, Ed.), Blackwell Scientific Publications, 1967, S. 655–706), durch gekreuzte Immunelektrophorese (N. Axelsen et al., supra, Kapitel 3 und 4), oder durch Rocket-Immunelektrophorese (N. Axelsen et al., Kapitel 2) erfolgen.
  • Beispiele nützlicher Bakterien, die das Enzym oder die Enzymzubereitung der Erfindung produzieren, sind grampositive Bakterien, vorzugsweise von der Bacillus/Lactobacillus-Subdivision, vorzugsweise ein Stamm von der Gattung Bacillus, mehr bevorzugt ein Stamm Bacillus agaradherens, besonders der Stamm Bacillus agaradherens, NCIMB 40482.
  • Die vorliegende Erfindung umfasst eine isolierte Mannanase mit den vorstehend beschriebenen Eigenschaften, die frei von homologen Verunreinigungen ist und mit konventionellen rekombinierten Verfahren hergestellt wird.
  • BESTIEG DER KATALYTISCHEN AKTIVITÄT (ManU) VON MANNANASE
  • Kolorimetrische Probe:Substrat:0,2% AZCL-Galactomannan (Megazyme, Australien) von Johannisbrotgummi in 0,1 M Glycin-Puffer, pH 10,0. Der Versuch wird in einem Eppendorf Mikroröhrchen 1,5 ml mit einem Thermomixer unter Rühren und mit Temperatursteuerung von 40°C durchgeführt. Inkubation von 0,750 ml Substrat mit 0,05 ml Enzym für 20 min, mit Zentrifugation für 4 Minuten bei 15000 U/min anhalten, die Farbe des Flüssigkeitsüberstandes wird bei 600 nm in einer Küvette von 1 cm gemessen. Eine ManU (Mannanase-Einheit) ergibt 0,24 abs in 1 cm.
  • GEWINNUNG DER BACILLUS AGARADHERENS MANNANASE NCIMB 40482
  • Stämme
  • Bacillus agaradherens NCIMB 40482 umfasst die Mannanase-Enzym kodierende DNA-Sequenz.
  • E. coli-Stamm: Zellen von E. coli SJ2 (Diderichsen, B., Wedsted, U., Hedegaard, L., Jensen, B. R., Sjøholm, C. (1990) Cloning of aldB, which encodes alpha acetolactate decarboxylase, an exoenzyme from Bacillus brevis. J. Bacteriol., 172, 4315–4321), wurden zubereitet für und transformiert durch Elektroporation mit einem Gene PulserTM-Elektroporator von BIO-RAD, wie vom Anbieter beschrieben.
  • B. subtilis PL2306. Dieser Stamm ist der B. subtilis DN1885 mit aufgebrochenen apr- und npr-Genen (Diderichsen, B., Wedsted, U., Hedegaard, L., Jensen, B. R., Sjøholm, C. (1990) Cloning of aldB, which encodes alpha-acetolactate decarboxylase, an exoenzyme from Bacillus brevis. J. Bacteriol., 172, 4315–4321) aufgebrochen in der transkriptionellen Einheit des bekannten Bacillus subtilis-Cellulasegens, was zu negativen Cellulasezellen führt. Der Aufbruch wurde in Wesentlichen wie in (Hrsg. A. L. Sonenshein, J. A. Hoch und Richard Losick (1993) Bacillus subtilis and other Gram-Positive Bacteria, American Society for microbiology, S.618) beschrieben durchgeführt.
  • Kompetente Zellen wurden zubereitet und transformiert, wie von Yasbin, R. E., Wilson, G. A. und Young., F. E. (1975) Transformation and transfection in lysogenic strains of Bacillus subtilis: evidence for selective induction of prophage in competent cells. J. Bacteriol, 121: 296–304, beschrieben.
  • Plasmide
  • pSJ1678 (wie in WO 94/1944 ausführlich beschrieben).
  • pMOL944: Dieses Plasmid ist ein pUB 110-Derivat, das im Wesentlichen Elemente enthält, die das Plasmid fortpflanzungsfähig machen in Bacillus subtilis, Kanamycin-Resistenzgen, und die einen starken Promotor und Signalpeptid, geklont van dem amyL-Gen von B. licheniformis ATCC14580, aufweisen. Das Signalpeptid enthält einen SacII-Ort, der die Klonung der DNA erleichtert, die den reifen Teil eines Proteins, das mit dem Signalpeptid verschmilzt, kodiert. Dies führt zur Expression eines Präproteins, das zum Zellenäußeren geleitet wird.
  • Das Plasmid wurde durch konventionelle gentechnische Verfahren, die im Folgenden kurz beschrieben werden, hergestellt.
  • Herstellung von pMOL944
  • Das pUB110-Plasmid (McKenzie, T. et al., 1986, Plasmid 1: 93–103) wurde mit dem einzigen Restriktionsenzym NciI digeriert. Ein PCR-Fragment, amplifiziert von dem amyL-Promotor, der auf dem Plasmid pDN1981 kodiert ist (P. L. Jørgensen et al., 1990, Gene, 96, S. 37–41.), wurde mit NciI digeriert und in das NciI-digerierte pUB110 eingefügt, um das Plasmid pSJ2624 hervorzubringen.
  • Die zwei verwendeten PCR-Primer haben die folgenden Sequenzen:
  • Figure 00340001
  • Der Primer #LWN5494 fügt einen NotI-Ort in das Plasmid ein.
  • Das Plasmid pSJ2624 wurde dann mit SacI und NotI digeriert, und ein neues PCR-Fragment, amplifiziert mit amyL-Promotor, der auf dem pDN1981 kodiert wurde, wurde mit SacI und NotI digeriert, und dieses DNA-Fragment wurde in das SacI-NotI-digerierte pSJ2624 eingefügt, um das Plasmid pSJ2670 hervorzubringen.
  • Diese Klonung ersetzt die erste amyL-Promotorklonung mit demselben Promotor, aber in entgegengesetzter Richtung. Die zwei für die PCR-Amplifizierung verwendeten Primer haben die folgenden Sequenzen:
  • Figure 00350001
  • Das Plasmid pSJ2670 wurde mit den Restriktionsenzymen PstI und BclI digeriert, und ein PCR-Fragment, amplifiziert von einer geklonten DNA-Sequenz, die die alkalische Amylase SP722 (offenbart in der internationalen Patentanmeldung, die als WO95/26397 veröffentlicht ist) kodiert, wurde mit PstI und BclI digeriert und eingefügt, um das Plasmid pMOL944 hervorzubringen. Die zwei für die PCR-Amplifizierung verwendeten Primer haben die folgende Sequenz:
  • Figure 00350002
  • Der Primer #LWN7901 fügt einen SaclI-Ort in das Plasmid ein.
  • Klonung des Mannanase-Gens von Bacillus agaradherens
  • Genomische DNA-Zubereitung
  • Der Stamm Bacillus agaradherens NCIMB 40482 wurde in flüssigem Medium wie in WO94/01532 beschrieben vermehrt. Nach 16 Stunden Inkubation bei 30°C und 300 U/min wurden die Zellen geerntet und die genomische DNA durch das von Pitcher et al. (Pitcher, D. G., Saunders, N. A., Owen, R. J. (1989). Rapid extraction of bacterial genomic DNA with guanidium thiocyanate. Lett. Appl. Microbiol., 8, 151–156) beschriebene Verfahren isoliert.
  • Aufbau der genomischen Bibliothek
  • Die genomische DNA wurde mit dem Restriktionsenzym Sau3A teilweise digeriert und durch Elektrophorese auf einem 0,7% Agarosegel nach Größe fraktioniert. Fragmente zwischen 2 und 7 kb Größe wurden durch Elektrophorese auf DEAE-Cellulosepapier isoliert (Dretzen, G., Bellard, M., Sassone-Corsi, P., Chambon, P. (1981) A reliable method for the recovery of DNA fragments from agarose and acrylamide gels. Anal. Biochem., 112, 295–298).
  • Isolierte DNA-Fragmente wurden zu BamHI-digerierter pSJ1678 Plasmid-DNA ligiert, und das Ligationsgemisch wurde zur Transformation von E. coli SJ2 verwendet.
  • Identifikation positiver Klone
  • Eine DNA-Bibliothek in E. coli, wie vorstehend beschrieben hergestellt, wurde auf LB-Agarplatten, die 0,2% AZCL-Galactomannan (Megazyme) und 9 μg/ml Chloramphenicol enthielten, untersucht und über Nacht bei 37°C inkubiert. Klone, die Mannanase-Aktivität exprimierten, erschienen mit blauen Diffusionshalos. Plasmid-DNA von einem dieser Klone wurde von Qiagen plasmid spin preps auf 1 ml Übernacht-Nährboden isoliert (Zellen inkubiert bei 37°C in TY mit 9 μg/ml Chloramphenicol und Schütteln mit 250 U/min).
  • Dieser Klon (MB525) war durch DNA-Sequenzierung des geklonten Sau3A-DNA-Fragments weiter charakterisiert. Die DNA-Sequenzierung wurde durch Primerwalking mit dem Taq deoxy-terminal Cycle Sequencing Kit (Perkin-Elmer, USA), fluoreszierend markierten Terminatoren und entsprechenden Oligonucleotiden als Primer durchgeführt.
  • Die Analyse der Sequenzdaten wurde nach Devereux et al. (1984) Nucleic Acids Res. 12, 387–395 durchgeführt. Die Sequenz, die die Mannanase kodiert, ist in SEQ-ID Nr. 1 dargestellt. Die abgeleitete Proteinsequenz ist in SEQ-ID Nr. 2 dargestellt.
  • Subklonung und Expression von Mannanase in B. subtilis
  • Die Mannanase kodierende DNA-Sequenz der Erfindung wurde mit dem PCR-Primerset, bestehend aus den folgenden zwei Oligonucleotiden, PCR-amplifiziert:
  • Mannanase.upper.SacII
    Figure 00370001
  • Mannanase.lower.NotI
    Figure 00370002
  • Die Restriktionsorte SacII und NotII sind unterstrichen.
  • Chromosomale DNA, isoliert von B. agaradherens NCIMB 40482, wie vorstehend beschrieben, wurde als Vorlage in einer PCR-Reakion mit Hilfe von Amplitaq DNA-Polymerase (Perkn Elmer) gemäß den Anweisungen des Herstellers verwendet. Die PCR-Reaktion wurde in einem PCR-Puffer (10 mM Tris-HCl, pH 6,3, 50 mM KCl, 1.5 mM MgCl2, 0,01% (w/v) Gelatine) mit 200 μM jedes dNTP, 2,5 Einheiten AmpliTaq-Polymerase (Perkin-Elmer, Cetus, USA) und 100 pMol jedes Primers angesetzt.
  • Die PCR-Reaktion wurde mit Hilfe eines DNA-Thermocyclers (Landgraf, Deutschland) durchgeführt. Eine Inkubation bei 94°C für 1 min, gefolgt von 30 Zyklen PCR, durchgeführt mit einem Zyklusprofil der Denaturation bei 94°C für 30 s, Tempern bei 60°C für 1 min, und Extension bei 72°C für 2 min. Fünf-μl-Aliquoten des Amplifizierungsproduktes wurden durch Elektrophorese in 0,7% Agarosegelen (NuSieve, FMC) analysiert. Die Erscheinung einer DNA-Fragmentgröße von 1,4 kb zeigte die korrekte Amplifizierung des Gensegmentes an.
  • PCR-Fragment-Subclonung
  • Fünfundvierzig-μl-Aliquoten des PCR-Produktes, wie vorstehend beschrieben hergestellt, wurden mit einem QIAquick PCR Purification Kit (Qiagen, USA) gemäß den Anweisungen des Herstellers gereinigt. Die gereinigte DNA wurde in 50 μl von 10 mM Tris-HCl, pH 8,5, eluiert.
  • 5 μg pMOL944 und Fünfundzwanzig-μl des gereinigten PCR-Fragments wurden mit SacII und NotI digeriert, der Elektrophorese in 0,8% Agarosegelen (SeaPlaque GTG, FMC) mit niedriger Geliertemperatur unterzogen, die relevanten Fragmente wurden aus den Gelen extrahiert und mit QIAquick Gel Extraction Kit (Qiagen, USA) gemäß den Anweisungen des Herstellers gereinigt. Das isolierte PCR-DNA-Fragment wurde dann zu dem SacII-NotI-digerierten und gereinigten pMOL944 ligiert. Die Ligation wurde über Nacht bei 16°C mit 0,5 μg von jedem DNA-Fragment, 1 Einheit von T4 DNA-Ligase und T4-Ligase-Puffer (Boehringer Mannheim, Deutschland) durchgeführt.
  • Das Ligationsgemisch wurde zum Transformieren kompetenter B. subtilis PL2306 verwendet. Die transformierten Zellen wurden auf LBPG-10 μg/ml Kanamycinplatten aufgetragen. Nach 18 Stunden Inkubation bei 37°C wurden Kolonien auf Platten gesehen. Verschiedene Klone wurden durch Isolierung von Plasmid-DNA von Übernacht-Nährboden analysiert.
  • Ein solcher positiver Klon wurde mehrere Male auf Agarplatten, wie vorstehend verwendet, aufgestrichen, dieser Klon wurde MB594 genannt. Der Klon MB594 wurde über Nacht in TY-10 μg/ml Kanamycin bei 37°C gezüchtet, und am nächsten Tag wurde 1 ml verwendet, um mit dem Qiaprep Spin Plasmid Miniprep Kit #27106 gemäß den Empfehlungen des Herstellers für B. subtilis Plasmid-Zubereitungen Plasmid aus den Zellen zu isolieren. Diese DNA wurde DNA-sequenziert und offenbarte die DNA-Sequenz, die dem reifen Teil der Mannanase, d. h. Positionen 94–1404 der beiliegenden SEQ-ID NR. 3, entspricht. Das abgeleitete reife Protein ist in SEQ-ID NR. 4 dargestellt. Es zeigt sich, dass das 3'-Ende der Mannanase, die von der Sequenz von SEQ-ID NR. 1 kodiert wird, aufgrund des Aufbaus des in der PCR verwendeten niedrigeren Primers in diejenige umgeändert wurde, die in SEQ-ID NR. 3 dargestellt ist. Die resultierende Aminosäure-Sequenz ist in SEQ-ID NR. 4 dargestellt. und es ist offensichtlich, dass der C-Terminus der SEQ-ID NR. 2 (SHHVREIGVQFSAADNSSGQTALYVDNVTLR) in den C-Terminus von SEQ-ID NR. 4 (IIMLGK) umgeändert ist.
  • Medien
    • TY (wie beschrieben in Ausubel, F. M. et al. (Hrsg.) „Current protocols in Molecular Biology". John Wiley and Sons, 1995).
    • LB-Agar (wie beschrieben in Ausubell F. M. et al. (Hrsg.) „Current protocols in Molecular Biology". John Wiley and Sons, 1995).
    • LBPG ist LB-Agar (siehe oben), ergänzt mit 0,5% Glucose und 0,05 M Kaliumphosphat, pH 7,0
    • BPX-Medien sind beschrieben in EP 0 506 780 (WO 91/09129).
  • Expression. Reinigung und Charakterisierung von Mannanase von Bacillus agaradherens
  • Der Klon MB 594, gewonnen wie vorstehend unter Materialien und Methoden beschrieben, wurde in 25 × 200 ml BPX-Medien mit 10 μg/ml Kanamycin in zwei abgeschirmten, 500 ml umfassenden Schüttelkolben für 5 Tage bei 37°C bei 300 U/min gezüchtet.
  • 600 ml der Schüttelkolben-Kulturflüssigkeit des Klons MB 594 (Charge #9813) wurden gesammelt und der pH auf 5,5 eingestellt. 146 ml kationisches Mittel (C521) und 292 ml anionisches Mittel (A130) wurden während des Schüttelns für die Ausflockung zugegeben. Das ausgeflockte Material wurde durch Zentrifugation mit einer Sorval RC 3B Zentrifuge bei 9000 U/min für 20 min bei 6°C abgetrennt. Der Flüssigkeitsüberstand wurde mit Whatman Glasfiltern GF/D und C geklärt und schließlich auf einem Filtron mit einem Rückhaltevermögen von 10 kDa konzentriert.
  • 750 ml dieses Konzentrats wurden mit Natriumhydroxid auf einen pH von 7,5 eingestellt. Die klare Lösung wurde der Anionenaustauschchromatographie mit einer 900 ml Q-Sepharose-Säule, äquilibriert mit 50 mMol Tris, pH 7,5, unterzogen. Die verbundene Mannanase-Aktivität wurde mit einem Natriumchloridgradienten eluiert.
  • Das reine Enzym ergab einen einzelnen Streifen in SDS-PAGE mit einem Molekulargewicht von 38 kDa. Die Aminosäure-Sequenz des Mannanase-Enzyms, d. h. die translatierte DNA-Sequenz, ist in SEQ-ID Nr. 2 dargestellt.
  • Bestimmung kinetischer Konstanten
  • Substrat: Analyse von Johannisbrotgummi und reduzierendem Zucker (PHBAH). Johannisbrotgummi von Sigma (G-0753).
  • Kinetische Bestimmung mit verschiedenen Konzentrationen von Johannisbrotgummi und Inkubation für 20 min bei 40°C und pH 10 ergab
    kcat: 467 pro s
    Km: 0,08 Gramm pro 1
    MG: 38 kDa
    pI (isoelektrischer Punkt): 4,2
  • Das Temperaturoptimum der Mannanase wurde bei 60°C gefunden.
  • Das pH-Aktivitätsprofil zeigte eine maximale Aktivität zwischen pH 8 und 10.
  • DSC differentielle Scanningkalorimetrie ergibt 77°C als Schmelzpunkt bei pH 7,5 in Trispuffer, was angibt, dass dieses Enzym sehr wärmebeständig ist.
  • Waschmittelkompatibilität mit 0,2% AZCL-Galactomannan von Johannisbrotgummi als Substrat und Inkubation, wie vorstehend beschrieben, bei 40°C zeigt exzellente Kompatibilität mit konventionellen flüssigen Waschmitteln und gute Kompatibilität mit konventionellen pulverförmigen Waschmitteln.
  • GEWINNUNG DER BACILLUS SUBTILISIS MANNANASE 168
  • Die Bacillus subtilisis-β-Mannanase wurde folgendermaßen charakterisiert und gereinigt: Das Bacillus subtilis-Genom wurde auf Homologie mit einer bekannten Bacillus-sp-β-Mannanase-Gensequenz (Mendoza et al., Biochemica et Biophysica Acta 1243: 552–554, 1995) untersucht. Der Kodierungsbereich von ydhT, dessen Produkt unbekannt war, zeigte eine Ähnlichkeit von 58% mit der bekannten Bacillus-β-Mannanase. Die folgenden Oligonucleotide wurden entwickelt, um die Sequenzenkodierung für den reifen Abschnitt der mutmaßlichen β-Mannanase zu amplifizieren: 5'-GCT CAA TTG GCG CAT ACT GTG TCG CCT GTG-3' und 5'-GAC GGA TCC CGG ATT CAC TCA ACG ATT GGC G-3'. Die gesamte genomische DNA von Bacillus subtilis-Stamm 1A95 wurde als Vorlage verwendet, um den reifen ydhT-Bereich mit den vorstehend genannten Primern zu amplifizieren. Die PCR wird mit dem GENE-AMP PCR Kit mit AMPLITAQ DNA-Polymerase (Perkin Elmer, Applied Biosystems, Foster City, CA) durchgeführt. Eine anfängliche Schmelzperiode bei 95°C für 5 min wurde gefolgt von 25 Zyklen des folgenden Programmes: Schmelzen bei 95°C für 1 min, Tempern bei 55°C für 2 min und Extension bei 72°C für 2 min. Nach dem letzten Zyklus wurde die Reaktion für 10 min bei 72°C gehalten, um die Extension abzuschließen. Die PCR-Produkte wurden mit dem QIAquick PCR Purification Kit (Qiagen, Chatsworth, CA) gereinigt.
  • Der reife von Bacillus subtilis-Stamm 1A95 amplifizierte ydhT-Bereich wurde folgendermaßen in den Expressionsvektor pPG1524 (vorstehend beschrieben) eingegeben. Das amplifizierte 1028 bp-Fragment wurde mit MfeI und BamHI digeriert. Der Expressionsvektor pPG1527 wurde mit EcoRI und BamHI digeriert. Die Restriktionsprodukte wurden mit dem QIAquick PCR Purification Kit (Qiagen, Chatsworth, CA) gereinigt. Die zwei Fragmente wurden mit T4 DNA-Ligase (13 Std., 16°C) ligiert und zum Transformieren des kompetenten E. coli-Stammes DH5-α verwendet. Ampicilinresistente Kolonien wurden für DNA-Zubereitungen gezüchtet. Die DNA wurde dann durch Restriktionsanalyse charakterisiert. Plasmid pPG3200 enthält den reifen Bereich des ydhT-Gens. Plasmid pPG3200 wurde dann zum Transformieren des kompetenten Bacillus subtilis-Stammes PG 632 (Saunders et al., 1992) verwendet.
  • Sieben kanamycinresistente Bacillus subtilis-Klone und ein PG 632-Kontrollklon wurden ausgewählt und in 20 ml von 20/20/5-Medien (20 g/l Trypton, 20 g/l Hefeextrakt, 5 g/l NaCl), versetzt mit 1 ml 25% Maltrin, 120 μl 10 mM MnCl2 und 20 μl von 50 mg/ml Kanamycin gezüchtet. Die Klone wurden zur Expression des Proteins über Nacht in abgeschirmten 250 ml umfassenden Kolben unter Schütteln bei 250 U/min und bei 37°C gezüchtet. Die Zellen wurden 15 Minuten lang bei 14.000 U/min ausgeschleudert. Ein μl von jedem Flüssigkeitsüberstand wurde in 99 μl von 50 mM Natriumacetat (pH 6,0) verdünnt. Ein μl dieser Verdünnungsmittel wurde gemäß den Anweisungen des Herstellers den endo-1,4-β-Mannanase Beta-Mannazyme Tabs (Megazyme, Ireland) untersucht. Das Absorptionsmaß wurde auf einem Beckman DU640 Spektralphotometer bei 590 nm gelesen. Klon 7 zeigte das höchste Absorptionsmaß von 1.67. Die PG632-Kontrolle zeigte kein Absorptionsmaß bei 590 nm.
  • Der Flüssigkeitsüberstand wurde von SDS-PAGE auf einem 10–20% Tris-Glycingel (Novex, San Diego, Ca) analysiert, um die erwartete Proteingröße von 36 kDa zu bestätigen. Die Proben wurden folgendermaßen zubereitet. Eine 500 μl-Probe von den Flüssigkeitsüberständen von ydhT-Klon 7 und PG 632 wurde mit 55,5 μl 100% Trichloressigsäure (Sigma) ausgefällt, mit 100 μl 5% Trichloressigsäure gewaschen, in 50 μl Tris-Glycin-SDS-Probenpuffer (Novex) erneut suspendiert und für fünf Minuten gekocht. Ein μl jeder Probe wurde für 90 Minuten bei 30 mA der Elektrophorese auf dem Gel unterzogen. Ein großer Proteinstreifen zeigte sich bei 38 kDa für ydhT-Klon 7.
  • Eine Gärung von 10 l von Bacillus subtilis-ydhT-clone 7 wurde in einem B. Braun Biostat C Fermenter durchgeführt. Die Gärungsbedingungen waren wie folgt. Die Zellen wurden für 18 h bei 37°C in einem reichhaltigen Mediumm, ähnlich wie 20/20/5, gezüchtet. Am Ende der Gärung wurden die Zellen entfernt und der Flüssigkeitsüberstand mit einem Tangentialströmungsfiltersystem auf 1 Liter konzentriert. Die letztendliche Ausbeute an β-Mannanase in dem konzentrierten Flüssigkeitsüberstand wurde mit 3 g/l bestimmt.
  • Die Reinigung der β-Mannanase von dem Flüssigkeitsüberstand der Gärung wurde folgendermaßen durchgeführt: 500 ml Flüssigkeitsüberstand wurden für 10 min bei 10.000 U/min und 4°C zentrifugiert. Der zentrifugierte Flüssigkeitsüberstand wurde dann über Nacht bei 4°C in zwei 4-l-Wechselbehältern mit 10 mM Kaliumphosphat (pH 7,2) durch Spectrapor, 12.000–14.000 MG Rückhaltemembran (Spektrum), dialysiert. Der dialysierte Flüssigkeitsüberstand wurde für 10 min bei 10.000 U/min und 4°C zentrifugiert. Eine 200 ml Q Se pharose Fast Flow (Pharmacia) Anionenaustauschkolonne wurde mit 1 Liter 10 mM Kaliumphosphat (pH 7,2) bei 20°C äquilibriert, und 300 ml Flüssigkeitsüberstand wurden in die Kolonne gegeben. Zwei Durchlauffrakionen von 210 ml (Probe A) und 175 ml (Probe B) wurden gesammelt. Die zwei Fraktionen wurden wie vorher getestet, mit er Ausnahme, dass die Proben mit 199 μl 50 mM Natriumacetat (pH 6,0) verdünnt wurden, und sie zeigten ein Absorptionsmaß von 0,38 bzw. 0,52. Zwei μl von jeder Probe wurden zu 8 μl Tris-Glycin-SDS-Probenpuffer (Novex, CA) gegeben und für 5 min gekocht. Die resultierenden Proben wurden für 90 Minuten bei 30 mA der Elektrophorese auf einem 10–20% Tris-Glycingel (Novex, Ca) unterzogen. Ein großer, 38 kDa entsprechender Streifen war in jeder Probe vorhanden und umfasste mehr als 95% des gesamten Proteins. Ein BCA-Proteinversuch (Pierce) wurde gemäß den Anweisungen des Herstellers auf beiden Proben durchgeführt, wobei Rinderserumalbumin als Standard verwendet wurde. Die Proben A und B enthielten 1,3 mg/ml bzw. 1,6 mg/ml an β-Mannanase. Die Identität des Proteins wurde durch Ionenspray-Massenspektrometrie und aminoterminale Aminosäure-Sequenzanalyse bestätigt.
  • Die gereinigten β-Mannanase-Proben wurden verwendet, um die Aktivität der Enzyme folgendermaßen zu charakterisieren. Alle Versuche verwendeten endo-1,4-β-Mannanase Beta-Mannazyme Tabs (Megazyme, Ireland), wie vorstehend beschrieben. Aktivität im pH-Bereich 3,0–9,0 wurde in 50 mM Citratphosphatpuffer durchgeführt, für die Aktivitätsbestimmung bei pH 9,5, wurde 50 mM CAPSO (Sigma) und für den pH-Bereich 10,0–11,0 wurde 50 mM CAPS-Puffer eingesetzt. Als optimaler pH für die Bacillus subtilis-β-Mannanase wurde pH 6,0–6,5 gefunden. Temperaturaktivitätsprofile wurden in 50 mM Citratphosphatpuffer (pH 6,5) durchgeführt. Das Enzym zeigte optimale Aktivität bei 40–45°C. Die Bacillus subtilis-β-Mannanase behielt bedeutende Aktivität bei weniger als 15°C und mehr als 80°C. Spezifische Aktivität gegen β-1,4-Galactomannan wurde bei Verwendung von endo-1,4-μ-Mannanase Beta-Mannazyme Tabs (Megazyme, Ireland) gemäß den Anleitungen des Herstellers auf 160.000 βmol/min·mg β-Mannanase bestimmt. Die Nucleotid- und Aminosäure-Sequenzen der Bacillus subtilisis-β-Mannanase sind in SEQ-ID Nr. 5 und 6 dargestellt.
  • Die Mannanase ist in den Zusammensetzungen der Erfindung in einem Anteil von 0,0001 Gew.-% bis 0,1 Gew.-%, vorzugsweise von 0,000 Gew.-% bis 0,1 Gew.-%, mehr bevorzugt von 0,001 Gew.-% bis 0,02 Gew.-% der Zusammensetzung an reinem Enzym enthalten.
  • Das Enzym der Erfindung umfasst zusätzlich zu dem Enzymkern, der die katalytische Domäne umfasst, auch eine Cellulose bindende Domäne (CBD), wobei die Cellulose bindende Domäne und der Enzymkern (die katalytisch aktive Domäne) des Enzyms operabel verbunden sind. Die Cellulose bindende Domäne (CBD) kann als integraler Teil des kodierten Enzyms existieren, oder eine CBD anderen Ursprungs kann in das Enzym eingefügt und somit ein Enzymhybrid geschaffen werden. In diesem Zusammenhang soll der Begriff „Cellulose bindende Domäne" so verstanden werden wie von Peter Tomme et al. „Cellulose-Binding Domains: Classification and Properties" in „Enzymatic Degradation of Insoluble Carbohydrates", John N. Saddler und Michael H. Penner (Hrsg.), ACS Symposium Series, Nr. 618, 1996, definiert. Diese Definition klassifiziert mehr als 120 Cellulose bindende Domänen in 10 Familien (I–X) und demonstriert, dass CBDs in verschiedenen Enzymen, wie Cellulasen, Xylanasen, Mannanasen, Arabinofuranosidasen, Acetylesterasen und Chitinasen gefunden werden. CBDs sind auch in Algen gefunden worden, z. B. der roten Alge Porphyra purpurea als ein nichthydrolytisches Polysaccharid bindendes Protein, siehe Tomme et al., op. cit. Die meisten der CBDs sind jedoch von Cellulasen und Xylanasen, CBDs werden an den N- und C-Termini von Proteinen gefunden oder sind intern. Enzymhybride sind im Fachgebiet bekannt, siehe z. B. WO90/00609 und WO 9/16782, und können zubereitet werden. indem ein DNA-Konstrukt in eine Wirtszelle transformiert wird. wobei das DNA-Konstrukt mindestens ein DNA-Fragment umfasst, das die Cellulose bindende Domäne kodiert und mit oder ohne Linker an eine DNA-Sequenz, die das Mannanase-Enzym kodiert, ligiert ist, und die Wirtszelle gezüchtet wird, um das verschmolzene Gen zu exprimieren. Enzymhybride können mit der folgenden Formel beschrieben werden: CBD-MR-X wobei CBD der N-Terminal- oder der C-Terminalbereich einer Aminosäure-Sequenz ist, die mindestens der Cellulose bindenden Domäne entspricht; MR der mittlere Bereich (der Linker) ist und eine Bindung oder eine kurze Verbindungsgruppe, vorzugsweise von 2 bis 100 Kohlenstoffatomen, mehr bevorzugt von 2 bis 40 Kohlenstoffatomen sein kann; oder vorzugsweise von 2 bis 100 Aminosäuren, mehr bevorzugt von 2 bis 40 Aminosäuren ist; und X ein N-Terminal- oder C-Terminalbereich des Enzyms der Erfindung ist.
  • Die vorstehend erwähnten Enzyme können jede beliebige, geeignete Herkunft haben, wie Pflanzen, Tiere, Bakterien, Pilzen und Hefen. Sie können des Weiteren mesophiler oder extremophiler (psychrophiler, psychrotropher, thermophiler, barophiler, alkalophiler, acidophiler, halophiler) Herkunft sein. Es können gereinigte oder nicht gereinigte Formen dieser Enzyme verwendet werden. Heutzutage ist es gebräuchlich, Wildtyp-Enzyme mittels protein-/gentechnischen Verfahren zu modifizieren, um ihre Leistungseffizienz in den Reinigungszusammensetzungen der Erfindung zu optimieren. Zum Beispiel können die Varianten so ausgelegt sein, dass die Kompatibilität des Enzyms bezüglich allgemein üblicher Bestandteile solcher Zusammensetzungen erhöht wird. Als Alternative kann die Variante so ausgelegt sein, dass die optimale pH-, Bleich mittel- oder Chelantstabilität und katalytische Aktivität der Enzymvariante auf die besondere Reinigungsanwendung zugeschnitten ist.
  • Insbesondere sollte sich die Aufmerksamkeit im Falle von Bleichmittelstabilität auf Aminosäuren, die empfindlich für Oxidation sind, und für die Tensidkompatibilität auf Oberflächeneinsatz richten. Der isoelektrische Punkt solcher Enzyme kann durch die Substitution einiger eingesetzter Aminosäuren verändert werden, z. B. kann ein Erhöhen des isoelektrischen Punktes helfen, die Kompatibilität mit anionischen Tensiden zu verbessern. Die Stabilität der Enzyme kann durch die Schaffung von z. B. zusätzlichen Salzbrücken und das Erzwingen von Metallbindungstellen, um die Chelantstabilität zu erhöhen, weiter verbessert werden.
  • PROTEASE
  • Das zweite wesentliche Element der Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung ist ein Protease-Enzym.
  • Geeignete Proteasen sind die Proteasen der IUPAC-Klassifikation EC 3.4.-.-, vorzugsweise die Endo-Serinprotease der IUPAC-Klassifikation EC 3.4.21.-, mehr bevorzugt die Subtilisinproteasen der IUPAC-Klassifikation EC 3.4.21.62. Diese EC 3.4.21.62-Proteasen sind die Subtilisine, die aus bestimmten Stämmen von B. subtilis und B. licheniformis gewonnen werden (Subtilisin BPN und BPN'). Eine geeignete Protease mit einer maximalen Aktivität im pH-Bereich von 8 bis 12 wird aus einem Bacillus-Stamm erhalten, entwickelt und als ESPERASE® von Novo Industries A/S, Dänemark, nachfolgend „Novo" genannt, vertrieben. Die Herstellung dieses Enzyms und analoger Enzyme ist in GB 1.243.784 an Novo beschrieben. Andere geeignete Proteasen umfassen ALCALASE®, DURAZYM® und SAVINASE® von Novo und MAXATASE®, MAXACAL®, PROPERASE® und MAXPEM® (Maxacal nach Protein-Engineering) von Gist-Brocades. Proteolytische Enzyme umfassen auch modifi zierte bakterielle Serinproteasen, wie die in der europäischen Patentamneldung EP-A 281 466 (insbesondere auf Seite 17, 24 und 98), eingereicht am 28. April 1987, beschriebenen und hiernach „Protease B" genannten, und in der Europäischen Patentanmeldung 199,404, Venegas, veröffentlicht am 29. Oktober 1986, welche ein modifiziertes bakterielles proteolytisches Serinenzym betrifft, das hierin „Protease A" genannt wird. Geeignet ist die Protease, die hierin „Protease C" genannt wird, welche eine Variante einer alkalischen Serinprotease von Bacillus darstellt, in der Lysin ein Arginin an Position 27 ersetzte, Tyrosin Valin an Position 104 ersetzte, Serin Asparagin an Position 123 ersetzte und Alanin Threonin an Position 274 ersetzte. Protease C ist in EP 451 244 , entsprechend WO91/06637, veröffentlicht am 16. Mai 1991, beschrieben. Genetisch veränderte Varianten, insbesondere von Protease C, sind ebenfalls hierin enthalten.
  • Eine bevorzugte Protease, als „Protease D" bezeichnet, ist eine Carbonylhydrolasevariante mit einer in der Natur nicht gefundenen Aminosäure-Sequenz, die abgeleitet ist von einer Vorläufer-Carbonylhydrolase durch Substitution einer anderen Aminosäure für mehrere Aminosäurereste in einer Position in der Carbonylhydrolase, die Position +76 entspricht, vorzugsweise auch in Kombination mit einer oder mehreren Aminosäurerest-Positionen die denjenigen entsprechen, die ausgewählt sind aus der Gruppe, bestehend aus +99, +101, +103, +104, +107, +123, +27, +105, +109, +126, +128, +135, +156, +166, +195, +197, +204, +206, +210, +216, +217, +218, +222, +260, +265 und/oder +274 gemäß der Nummerierung von Bacillus amyloliquefaciens subtilisin, wie in WO95/10591 und in der Patentanmeldung von C. Ghosh, et al. „Bleaching Compositions Comprising Protease Enzymes" WO95/10592, eingereicht am 13. Oktober 1994, beschrieben. Ebenfalls geeignet ist eine Carbonylhydrolasevariante der in WO95/10591 beschriebenen Protease, die eine Aminosäure-Sequenz aufweist, die durch Ersetzung mehrerer Aminosäurereste, ersetzt in dem Vorläuferenzym entsprechend Position +210 in Kombination mit einer oder mehreren der folgenden Rückstände, abgeleitet wurde: +33, +62, +67, +76, +100, +101, +103, +104, +107, +128, +129, +130, +132, +135, +156, +158, +164, +166, +167, +170, +209, +215, +217, +218, and +222, wobei die nummerierte Position dem natürlich auftretenden Subtilisin von Bacillus amyloliquefaciens oder äquivalenten Aminosäureresten in anderen Carbonylhydrolasen oder Subtilismen, wie Bacillus lentus subtilisin (mitangemeldete Patentanmeldung WO98/55634, eingereicht am 04. Juni 1997) entspricht.
  • Auch erfindungsgemäß geeignet sind Proteasen, beschrieben in den Patentanmeldungen EP 251 446 und WO 91/06637, Protease BLAP®, beschrieben in WO91/02792, und deren Varianten, beschrieben in WO95/23221.
  • Ebenso ist eine Protease aus Bacillus sp. NCIMB 40338, beschrieben in WO 93/18140 A an Novo, mit Aktivität im oberen pH-Bereich möglich. Enzymatische Waschmittel, die eine Protease, ein oder mehrere andere Enzyme und einen reversiblen Proteaseinhibitor umfassen, sind in WO92/03 529 A an Nova beschrieben. Wenn gewünscht, ist eine Protease mit verringerter Adsorption und erhöhter Hydrolyse erhältlich, wie in WO95/07791 an Procter & Gamble beschrieben. Eine rekombinante Trypsin ähnliche Protease für Waschmittel, die hier geeignet ist, ist in WO94/25583 an Novo beschrieben. Andere geeignete Proteasen sind in EP 516 200 von Unilever beschrieben.
  • Die proteolytischen Enzyme sind in den erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen in einer Menge von 0,0001 bis 2 Gew.-%, vorzugsweise von 0,001 bis 0,2 Gew.-%, bevorzugter von 0,005 bis 0,1 Gew.-% reines Enzym bezogen auf das Gewicht der Zusammensetzung enthalten.
  • WASCHMITTELKOMPONENTEN
  • Die Waschmittelzusammensetzungen der Erfindung müssen mindestens einen zusätzlichen Waschmittelbestandteil enthalten. Die genaue Art dieser zusätzlichen Komponente und der Grad ihrer Eingliederung hängt von der physikalischen Form der Zusammensetzung und der Art des Reinigungsvorgangs, für den sie verwendet werden, ab.
  • Die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung umfassen vorzugsweise weiterhin einen Waschmittelbestandteil, der aus einem ausgewählten Tensid, einem anderen Enzym, einem Builder und/oder einem Bleichmittelsystem ausgewählt ist.
  • Die erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen können Flüssigkeit, Paste, Gele, Stückformen, Tabletten, Spray, Schaum, Pulver oder granulös sein. Granulöse Zusammensetzungen können auch in „kompakter" Form sein, und die flüssigen Zusammensetzungen können auch in einer „konzentrierten" Form sein.
  • In einer bevorzugten Ausführungsform betrifft die vorliegende Erfindung eine Waschmittelzusammensetzung, umfassend eine Mannanase und eine Protease (Beispiele 1–16). In einer zweiten Ausführungsform betrifft die vorliegende Erfindung Geschirrspül- oder Haushaltsreinigungszusammensetzungen (Beispiele 17–22).
  • Die Zusammensetzungen der Erfindung können zum Beispiel als Hand- und Maschinen-Geschirrspülzusammensetzungen, Hand- und Maschinen-Wäschewaschmittelzusammensetzungen, einschließlich Wäschezusatz-Zusammensetzungen und Zusammensetzungen, die zur Verwendung beim Einweichen und/oder Vorbehandeln von Textilien mit Flecken geeignet sind, zum Spülen zugegebene Gewebeweichmacher-Zusammensetzungen und Zusammensetzung zum Gebrauch in allgemeinen Reinigungsvorgängen harter Haushaltsoberflächen formuliert sein.
  • Bei Formulierung als Zusammensetzungen zum Gebrauch in manuellen Geschirrspülverfahren enthalten die Zusammensetzungen der Erfindung vorzugsweise ein Tensid und vorzugsweise andere Waschmittelverbindungen, die aus organischen Polymerverbindungen, Schaumverbesserern, Metallionen der Gruppe II, Lösungsmitteln, hydrotropen Stoffen und zusätzlichen Enzymen ausgewählt sind.
  • Bei Formulierung als Zusammensetzungen, die zum Gebrauch in einem Wäsche-Maschinenwaschverfahren geeignet sind, enthalten die Zusammensetzungen der Erfindung vorzugsweise sowohl ein Tensid als auch eine Builderverbindung und zusätzlich eine oder mehrere Waschmittelkomponente, vorzugsweise ausgewählt aus organischen Polymerverbindungen, Bleichmitteln, zusätzlichen Enzymen, Schaumunterdrückern, Dispergiermitteln, Kalkseifedispergiermitteln, Schmutzsuspendier- und Antiwiederablagerungsmitteln und Korrosionsschutzmitteln. Wäschewaschzusammensetzungen können als zusätzliche Waschmittelkomponenten auch Weichmacher enthalten. Solche Zusammensetzungen, die eine Mannanase und eine Protease enthalten, können bei Formulierung als Wäschewaschzusammensetzungen Textilienreinigung, Fleckenentfernung und Weißbeständigkeit bereitstellen.
  • Die Zusammensetzungen der Erfindung können auch als Waschmittelzusatzprodukte in fester oder flüssiger Form verwendet werden. Solche Zusatzprodukte sollen die Leistung konventioneller Waschmittelzusammensetzungen ergänzen oder steigern und können zu jeder beliebigen Stufe des Reinigungsverfahrens zugegeben werden.
  • Wenn erforderlich, liegt die Dichte der Waschmittelzusammensetzungen hierin im Bereich von 400 bis 1200 g/Liter, vorzugsweise 500 bis 950 g/Liter der Zusammensetzung, gemessen bei 20°C.
  • Die „kompakte" Form der Zusammensetzungen hierin wird am besten durch Dichte und, im Hinblick auf Zusammensetzung, durch die Menge an anorganischen Füllsalzen widergespiegelt; anorganische Füllsalze sind konventionelle Bestandteile von pulverförmigen Waschmittelzusammensetzungen; in konventionellen Waschmittelzusammensetzungen sind die Füllsalze in wesentlichen Mengen vorhanden, in der Regel 17–35 Gew.-% der Gesamtzusammensetzung. In den kompakten Zusammensetzungen ist das Füllsalz in Mengen, die 15 Gew.-% der Gesamtzusammensetzung nicht überschreiten, vorzugsweise 10 Gew.-% nicht überschreiten, am meisten bevorzugt 5 Gew.-% der Zusammensetzung nicht überschreiten, vorhanden. Die anorganischen Füllsalze, wie sie in den vorliegenden Zusammensetzungen gemeint sind, sind aus den Alkali- und Erdalkalimetallsalzen von Sulfaten und Chloriden ausgewählt. Ein bevorzugtes Füllsalz ist Natriumsulfat.
  • Erfindungsgemäße flüssige Waschmittelzusammensetzungen können auch in einer „konzentrierten Form" sein, in dem Fall enthalten die erfindungsgemäßen flüssigen Waschmittelzusammensetzungen im Vergleich zu konventionellen flüssigen Waschmitteln eine geringere Menge an Wasser. In der Regel ist der Wassergehalt des konzentrierten flüssigen Waschmittels vorzugsweise weniger als 40 Gew.-%, mehr bevorzugt weniger als 30 Gew.-%, am meisten bevorzugt weniger als 20 Gew.-% der Waschmittelzusammensetzung.
  • Zum diesbezüglichen Gebrauch geeignete Waschmittelverbindungen sind ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus den nachstehend beschriebenen Verbindungen.
  • TENSIDSYSTEM
  • Die erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen umfassen generell ein Tensidsystem, wobei das Tensid aus nichtionischen und/oder anionischen und/oder kationischen und/oder ampholytischen und/oder zwitterionischen und/oder semipolaren Tensiden ausgewählt sein kann. Vorzugsweise umfassen die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung ein nichtionisches, ein anionisches und/oder ein kationisches Tensid.
  • Es wurde überraschend gefunden, dass die Waschmittelzusammensetzung der vorliegenden Erfindung, die weiterhin ein nichtionisches, ein anionisches Tensid und/oder ein kationisches Tensid umfasst, erhöhte Fleckenentfernung bereitstellt.
  • Ohne an eine Theorie gebunden sein zu wollen, wird angenommen, dass die enzymatische Hydrolyse zu kleinen Partikeln führt, die die von nichtionischen Tensiden, die sich bekanntlich auf teilchenförmige Verschmutzung konzentrieren, leichter entfernt werden. Bevorzugte nichtionische Tenside sind Alkylethoxylat AE3 bis AE7. Es wird auch angenommen, dass die Kombination des Stoffsubstantiven kationischen Tensids mit der enzymatischen Hydrolyse des kombinierten Enzyms verbesserte Leistung bereitstellt.
  • Das Tensid ist üblicherweise in einer Menge von 0,1 Gew.-% bis 60 Gew.-% vorhanden. Mehr bevorzugte Inkorporationskonzentrationen sind 1 Gew.-% bis 35 Gew.-%, am meisten bevorzugt von 1 Gew.-% bis 30 Gew.-% der erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen.
  • Das Tensid ist vorzugsweise so formuliert, dass es mit Enzymkomponenten, die in der Zusammensetzung vorhanden sind, kompatibel ist. In flüssigen oder gelförmigen Zusammensetzungen wird das Tensid am meisten bevorzugt so formuliert, dass es die Stabilität eines beliebigen Enzyms in diesen Zusammensetzungen fördert oder wenigstens nicht beeinträchtigt.
  • Nichtionische Tenside
  • Polyethylen-, Polypropylen- und Polybutylenoxidkondensate von Alkylphenolen sind zum Gebrauch als das nichtionische Tensid der Tensidsysteme der vorliegenden Erfindung geeignet, wobei die Polyethylenoxidkondensate bevorzugt werden. Diese Verbindungen umfassen die Kondensationsprodukte von Alkylphenolen mit einer Alkylgruppe, die 6 bis 14 Kohlenstoffatome, vorzugsweise 8 bis 14 Kohlenstoffatome enthält, entweder in einer geradkettigen oder in einer verzweigten Konfiguration mit dem Alkylenoxid. In einer bevorzugten Ausführungsform ist das Ethylenoxid in einer Menge, die 2 bis 25 Mol, mehr bevorzugt 3 bis 15 Mol Ethylenoxid pro Mol Alkylphenol entspricht, vorhanden. Im Handel erhältliche nichtionische Tenside dieses Typs umfassen IgepalTM CO-630, vermarktet von der GAF Corporation; und TritonTM X-45, X-114, X-100 und X-102, alle vermarktet von der Rohm & Haas Company. Diese Tenside werden üblicherweise als Alkylphenolalkoxylate (z. B. Alkylphenolethoxylate) bezeichnet.
  • Die Kondensationsprodukte von primären und sekundären aliphatischen Alkoholen mit 1 bis 25 Mol Ethylenoxid sind zum Gebrauch als das nichtionische Tensid der nichtionischen Tensidsysteme der vorliegenden Erfindung geeignet. Die Alkylkette des aliphatischen Alkohols kann entweder gerade oder verzweigt, primär oder sekundär sein und enthält in der Regel zwischen 8 und 22 Kohlenstoffatome. Besonders bevorzugt sind die Kondensationsprodukte aus Alkoholen mit einer Alkylgruppe, die 8 bis 20 Kohlenstoffatome, mehr bevorzugt 10 bis 18 Kohlenstoffatome, mit 2 bis 10 Mol Ethylenoxid pro Mol Alkohol enthält. 2 bis 7 Mol Ethylenoxid und am meisten bevorzugt 2 bis 5 Mol Ethylenoxid pro Mol Alkohol sind in den Kondensationsprodukten vorhanden. Beispiele für im Handel erhältliche nichtionische Tenside dieses Typs umfassen TergitolTM 15-S-9 (das Kondensationsprodukt von linearem C11-C15-Alkohol mit 9 Mol Ethylenoxid), TergitolTM 24-L-6 NMW (das Kondensationsprodukt von primärem C12-C14-Alkohol mit 6 Mol Ethylenoxid mit einer engen Molekulargewichtsverteilung), beide vermarktet von Union Carbide; NeodolTM 45-9 (das Kondensationsprodukt von linearem C14-C15-Alkohol mit 9 Mol Ethylenoxid), NeodolTM 23-3 (das Kondensationsprodukt von linearem C12-C13-Alkohol mit 3,0 Mol Ethylenoxid), NeodolTM 45-7 (das Kondensationsprodukt von linearem C14-C15-Alkohol mit 7 Mol Ethylenoxid), NeodolTM 45-5 (das Kondensationsprodukt von linearem C14-C15-Alkohol mit 5 Mol Ethylenoxid) vermarktet von Shell Chemical, KyroTM EOB (das Kondensationsprodukt von C13-C15-Alkohol mit 9 Mol Ethylenoxid), vermarktet von Procter & Gamble, und Genapol LA O3O or O5O (das Kondensationsprodukt von C12-C14-Alkohol mit 3 oder 5 Mol Ethylenoxid), vermarktet von Hoechst. Der bevorzugte Bereich für den HLB-Wert in diesen Produkten ist 8–11 und am meisten bevorzugt 8–10.
  • Ebenfalls geeignet als das nichtionische Tensid der Tensidsysteme der vorliegenden Erfindung sind Alkylpolysaccharide, die im US.-Patent Nr. 4,565,647, Llenado, erteilt am 21. Januar 1986, offenbart wurden, mit einer hydrophoben Gruppe, die von 6 bis 30 Kohlenstoffatome, vorzugsweise von 10 bis 16 Kohlenstoffatome enthält, und ein Polysaccharid, z. B. eine hydrophile Polyglycosidgruppe, die von 1,3 bis 10, vorzugsweise von 1,3 bis 3, am meisten bevorzugt von 1,3 bis 2,7 Saccharideinheiten enthält. Jedes reduzierende Saccharid, das 5 oder 6 Kohlenstoffatome enthält, kann verwendet werden, z. B. können Glucose-, Galactose- und Galactosyleinheiten für die Glucosyleinheiten substituiert werden (wahlweise ist die hydrophobe Gruppe an die 2-, 3-, 4-Positionen gebunden, was eine Glucose oder Galactose als Gegenüber eines Glucosids oder Galactosids ergibt). Die Intersaccharidbindungen können z. B. zwischen der einen Position der zusätzlichen Saccharideinheiten und den 2-, 3-, 4- und/oder 6-Positionen, der vorhergehenden Saccharideinheiten liegen.
  • Die bevorzugten Alkylpolyglycoside haben die Formel: R2O(CnH2nO)t(glycosyl)x wobei R2 ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus Alkyl, Alkylphenyl, Hydroxyalkyl, Hydroxyalkylphenyl und Mischungen davon, in welchen die Alkylgruppen von 10 bis 18, vorzugsweise von 12 bis 14 Kohlenstoffatome enthalten; n 2 oder 3 ist, vorzugsweise 2; t von 0 bis 10 ist, vorzugsweise 0; und x von 1,3 bis 10 ist, vorzugsweise von 1,3 bis 3, am meisten bevorzugt von 1,3 bis 2,7. Das Glycosyl ist vorzugsweise von Glucose gewonnen. Zur Herstellung dieser Verbindungen werden zunächst der Alkohol oder der Alkylpolyethoxyalkohol gebildet und dann mit Glucose oder einer Glucosequelle chemisch umgesetzt, um das Glucosid (Bindung an Position 1) zu bilden. Die zusätzlichen Glycosyleinheiten können dann zwischen ihrer Position 1 und den vorherigen Glycosyleinheiten an Position 2, 3, 4 und/oder 6 gebunden werden, vorzugsweise vor allem an Position 2.
  • Die Kondensationsprodukte von Ethylenoxid mit einer hydrophoben Base, die durch die Kondensation von Propylenoxid mit Propylenglycol gebildet wird, sind ebenfalls zum Gebrauch als die zusätzlichen nichtionischen Tensidsysteme der vorliegenden Erfindung geeignet. Der hydrophobe Teil dieser Verbindungen hat vorzugsweise ein Molekulargewicht zwischen 1500 und 1800 und zeigt Wasserunlöslichkeit. Bei Zugabe von Polyoxyethylengruppen zu diesem hydrophoben Teil besteht die Tendenz zu einem Anstieg der Wasserlöslichkeit des Moleküls als Ganzem, und die flüssige Eigenschaft des Produkts wird beibehalten bis zu dem Punkt, an dem der Polyoxyethylengehalt ungefähr 50% des Gesamtgewichts des Kondensationsprodukts ist, was einer Kondensation mit bis zu 40 Mol Ethylenoxid entspricht. Beispiele für Verbindungen dieses Typs umfassen bestimmte der im Handel erhältlichen PlurafacTM LF404 und PluronicTM Tenside, vermarktet von der BASF.
  • Ebenfalls zum Gebrauch als das nichtionische Tensid des nichtionischen Tensidsystems der vorliegenden Erfindung geeignet sind die Kondensationsprodukte von Ethylenoxid mit dem Produkt, das bei der Reaktion von Propylenoxid und Ethylendiamin entsteht. Die hydrophobe Einheit dieser Produkte besteht aus dem Reaktionsprodukt von Ethylendiamin und überschüssigem Propylenoxid und hat im Allgemeinen ein Molekulargewicht von 2500 bis 3000. Diese hydrophobe Einheit ist mit Ethylenoxid so weit kondensiert, dass das Kondensationsprodukt von 40 Gew.-% bis 80 Gew.-% Polyoxyethylen enthält und ein Molekulargewicht von 5,000 bis 11,000 hat. Beispiele dieses Typs eines nichtionischen Tensids umfassen bestimmte der im Handel erhältlichen TetronicTM-Verbindungen, vermarktet von der BASF.
  • Bevorzugt zum Gebrauch als das nichtionische Tensid der Tensidsysteme der vorliegenden Erfindung sind Polyethylenoxidkondensate von Alkylphenolen, Kondensationsprodukte von primären und sekundären aliphatischen Alkoholen mit 1 bis 25 Mol Ethylenoxid, Alkylpolysaccharide und Mischungen davon. Am meisten bevorzugt sind C8-C14 Alkylphenolethoxylate mit von 3 bis 15 Ethoxygruppen und C8-C18 Alkoholethoxylate (vorzugsweise C10 im Durchschn.) mit von 2 bis 10 Ethoxygruppen und Mischungen davon.
  • Stark bevorzugte nichtionische Tenside sind Polyhydroxyfettsäureamid-Tenside der Formel:
    Figure 00570001
    Figure 00580001
    wobei R1 H oder, oder R1 C1-4-Hydrocarbyl, 2-Hydroxyethyl, 2-Hydroxypropyl oder eine Mischung davon ist, R1 C5-31-Hydrocarbyl ist und Z ein Polyhydroxyhydrocarbyl mit einer linearen Hydrocarbylkette mit mindestens 3 Hydroxylen, die direkt mit der Kette verbunden sind, oder ein alkoxyliertes Derivat davon ist. Vorzugsweise ist R1 Methyl, R2 ist eine gerade C11-15-Alkyl- oder C16-18-Alkyl- oder -Alkenylkette, wie Kokosnussalkyl oder Mischungen davon, und Z ist in einer reduktiven Aminierung von einem reduzierenden Zucker, wie Glucose, Fructose, Maltose, Lactose, abgeleitet.
  • Anionische Tenside
  • Bevorzugte anionische Tenside für den Zweck der vorliegenden Erfindung sind Alkylestersulfate und lineare Alkylbenzol-Tenside. Geeignete, zu verwendende anionische Tenside sind lineare Alkylbenzolsulfonat-, Allylestersulfonat-Tenside einschließlich linearen Estern von C8-C20-Carbonsäuren (d. h. Fettsäuren), die mit gasförmigem SO3 gemäß „The Journal of the American Oil Chemists Society", 52 (1975), S. 323–329, sulfoniert sind. Geeignete Ausgangsstoffe würden natürliche Fettstoffe, wie die von Talg, Palmöl abgeleiteten, umfassen.
  • Das bevorzugte Alkylestersulfonat-Tensid, besonders für Wäschewaschanwendungen, umfasst Alkylestersulfonat-Tenside der Strukturformel:
    Figure 00580002
    Figure 00590001
    wobei R3 ein C8-C20 h-Hydrocarbyl, vorzugsweise ein Alkyl, oder eine Kombination davon ist, R4 ein C1-C6-Hydrocarbyl, vorzugsweise ein Alkyl, oder eine Kombination davon ist und M ein Kation ist, das mit dem Alkylestersulfonat ein wasserlösliches Salz bildet. Geeignete salzbildende Kationen umfassen Metalle, wie Natrium, Kalium und Lithium, und substituierte oder nichtsubstituierte Ammoniumkationen, wie Monoethanolamin, Diethanolamin und Triethanolamin. Vorzugsweise ist R3 C10-C16-Alkyl, und R4 ist Methyl, Ethyl oder Isopropyl. Besonders bevorzugt sind die Methylestersulfonate, wobei R3 C10-C16-Alkyl ist.
  • Andere geeignete anionische Tenside umfassen die Alkylsulfat-Tenside, die wasserlösliche Salze oder Säuren der Formel ROSO3M sind, wobei R vorzugsweise ein C10-C24-Kohlenwasserstoff ist, vorzugsweise ein Alkyl oder Hydroxyalkyl mit einer C10-C20-Alkylkomponente, bevorzugter ein C12-C18-Alkyl oder -Hydroxyalkyl, und M ist H oder ein Kation, beispielsweise ein Alkalimetallkation (z. B. Natrium, Kalium, Lithium) oder Ammonium oder ein substituiertes Ammonium (z. B. ein Methyl-, Dimethyl- und Trimethylammonium-Kation und quaternäre Ammoniumkationen, wie die Kationen Tetramethylammonium und Dimethylpiperidin, und quaternäre Ammoniumkationen, die von Alkylaminen wie Ethylamin, Diethylamin, Triethylamin abgeleitet sind, und Mischungen davon). Üblicherweise werden bei niedrigen Waschtemperaturen (beispielsweise unter etwa 50°C) C12-C16-Alkylketten bevorzugt und bei höheren Waschtemperaturen (beispielsweise über etwa 50°C) C16-18-Alkylketten.
  • Andere für reinigende Zwecke geeignete anionische Tenside können ebenfalls in den Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung beinhaltet sein. Dazu gehören Salze (einschließlich beispielsweise Natrium-, Kalium-, Ammonium- und substituierte Ammoniumsalze, wie Mono-, Di- und Triethanolaminsalze) von Seife, primäre oder sekundäre C8-C22-Alkansulfonate, C8-C24-Olefinsulfonate, sulfonierte Polycarbonsäuren, die durch Sulfonierung des pyrolysierten Produkts eines Erdalkalimetallcitrats, z. B. wie in der Britischen Patentschrift Nr. 1,082,179 beschrieben, hergestellt werden, C8-C24-Alkylpolyglycolethersulfate (mit bis zu 10 Mol Ethylenoxid); Acylglycerinsulfonate, Fettacylglycerinsulfonate, Fettoleylglycerinsulfate, Alkylphenolethylenoxid-Ethersulfate, Paraffinsulfonate, Alkylphosphate, Isethionate wie die Acylisethionate, N-Acyltaurate, Alkylsuccinamate und Sulfosuccinate, Monoester von Sulfosuccinat (insbesondere gesättigte und ungesättigte C12-C18-Monoester), Diester von Sulfosuccinaten (insbesondere gesättigte und ungesättigte C6-C-Diester), Acylsarcosinate, Sulfate von Alkylpolysacchariden wie die Sulfate von Alkylpolyglucosid (wobei die nichtionischen, nicht sulfatierten Verbindungen nachstehend beschrieben sind), verzweigte primäre Alkylsulfate und Alkylpolyethoxycarboxylate wie diejenigen mit der Formel RO(CH2CH2O)k-CH2COO-M+, wobei R ein C8-C22-Alkyl ist, k eine ganze Zahl von 1 bis 10 ist und M ein lösliches, salzbildendes Kation. Weitere Beispiele sind „Surface Active Agents and Detergents" (Vol. I und II von Schwartz, Perry and Berch) zu entnehmen. Eine Vielzahl solcher Tenside sind ebenfalls allgemein in US-Patent 3,929,678, erteilt am 30. Dezember 1975, an Laughlin et al., at Column 23, line 58 through Column 29, line 23.
  • Wenn sie darin beinhaltet sind, umfassen die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung in der Regel von 1 Gew.-% bis 40 Gew.-%, vorzugsweise von 3 Gew.-% bis 20 Gew.-% an solchen anionischen Tensiden.
  • Stark bevorzugte anionische Tenside umfassen alkylalkoxylierte Sulfattenside, hiervon wasserlösliche Salze oder Säuren der Formel RO(A)mSO3M, wobei R eine nichtsubstituierte C10-C24-Alkyl- oder -Hydroxyalkylgruppe mit einer C10-C24-Alkylkomponente, vorzugsweise ein C12-C20-Alkyl oder -Hydroxyalkyl, mehr bevorzugt C12-C18-Alkyl oder -Hydroxyalkyl ist, A eine Ethoxy- oder Propoxyeinheit ist, m größer als null, in der Regel zwischen 0,5 und 6, mehr bevorzugt zwischen 0,5 und 3 ist, und M H oder ein Kation ist, das zum Beispiel ein Metallkation (z. B. Natrium-, Kalium-, Lithium-, Kalzium-, Magnesium-), Ammonium- oder substituiertes Ammoniumkation sein kann. Hier werden auch ethoxylierte Alkylsulfate und propoxylierte Alkylsulfate berücksichtigt. Spezifische Beispiele für substituierte Ammoniumkationen umfassen Methyl-, Dimethyl-, Trimethylammonium- und quartäre Ammoniumkationen, wie Tetramethylammonium- und Dimethylpiperidiniumkationen und solche, die von Alkylaminen wie Ethylamin, Diethylamin, Triethylamin und Mischungen davon abgeleitet sind. Beispielhafte Tenside sind polyethoxyliertes (1,0) C12-C18-Alkylsulfat (C12-C18E(1,0)M), polyethoxyliertes (2,25) C12-C18-Alkylsulfat (C12-C18E(2,25)M), polyethoxyliertes (3,0) C12-C18-Allcylsulfat (C12-C18E(3,0)M) und polyethoxyliertes (4,0) C12-C18-Alkylsulfat (C12-C18E(4,0)M), wobei M bevorzugt aus der Gruppe, bestehend aus Natrium und Kalium, gewählt ist.
  • Kationisches Tensid
  • Kationische Reinigunstenside, die zum Gebrauch in den Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung geeignet sind, sind solche mit einer langkettigen Hydrocarbylgruppe. Beispiele solcher kationischen Tenside umfassen die Ammoniumtenside, wie die Alkyltrimethylammoniumhalogenide, und solche Tenside mit der Formel: [R2(OR3)y][R4(OR3)y]2R5N+X– wobei R2 eine Alkyl- oder Alkylbenzolgruppe mit von 8 bis 18 Kohlenstoffatomen in der Alkylkette ist, jedes R3 ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus -CH2CH2-, -CH2CH(CH3)-, -CH2CH(CH2OH)-, -CH2CH2CH2- und Mischungen davon; jedes R4 ausgewählt ist aus der Gruppe bestehend aus C1-C4 Alkyl, C1-C4 Hydroxyalkyl, Benzylringstrukturen, gebildet durch eine Verbindung der beiden R4-Gruppen, -CH2CHOH-CHOHCOR6CHOHCH2OH, wobei R6 eine beliebige Hexose oder ein Hexosepolymer mit einem Molekulargewicht von weniger als ungefähr 1000 ist und Wasserstoff, wenn y nicht 0 ist; ist R5 gleich R4 oder eine Alkylkette, wobei die Gesamtanzahl an Kohlenstoffatomen von R2 und R5 nicht mehr als ungefähr 18 ist; jedes y von 0 bis 10 ist und die Summe der y-Werte von 0 bis 15 ist; und X ein kompatibles Anion ist.
  • Quartäres Ammoniumtensid, das für die vorliegende Erfindung geeignet ist, hat die Formel (I):
    Figure 00620001
    Formel I wobei R1 ein kurzkettiges Alkyl (C6-C10) oder Alkylamidoalkyl der Formel (II) ist:
    Figure 00630001
    Formel II y ist 2–4, vorzugsweise 3.
    wobei R2 H oder ein C1-C3-Alkyl ist,
    wobei x 0–4, vorzugsweise 0–2, am meisten bevorzugt 0 ist,
    wobei R3, R4 und R5 entweder gleich oder verschieden sind und entweder ein
    kurzkettiges Alkyl (C1-C3) oder alkoxyliertes Alkyl der Formel III sein können,
    wobei X ein Gegenion ist, vorzugsweise ein Halogenid, z. B. Chlorid oder Methylsulfat.
    Figure 00630002
    Formel III R6 ist C1-C4, und z ist 1 oder 2.
  • Bevorzugte quart. Ammoniumtenside sind solche, wie in Formel I definiert, worin
    R1 C8, C10 oder Mischungen davon ist, x = o,
    R3, R4 = CH3 und R5 = CH2CH2OH.
  • Stark bevorzugte kationische Tenside sind die in der vorliegenden Zusammensetzung geeigneten wasserlöslichen quartären Ammoniumverbindungen mit der Formel: R1R2R3R4N+X (i)wobei R1 C8-C16-Alkyl ist, R2, R3 und R4 sind unabhängig jeweils C1-C4-Alkyl, C1-C4-Hydroxyalkyl, Benzyl und -(C2H40)xH, wobei x einen Wert von 2 bis 5 aufweist und X ein Anion ist. Nicht mehr als eines von R2, R3 oder R4 sollte Benzyl sein.
  • Die bevorzugte Alkylkettenlänge für R1 ist C12-C15, besonders wenn die Alkylgruppe eine Mischung aus Kettenlängen, die von Kokos- oder Palmkernfett abgeleitet sind, ist oder synthetisch durch Olefinaufbau oder OXO-Alkoholsynthese abgeleitet ist. Bevorzugte Gruppen für R2R3 und R4 sind Methyl- und Hydroxyethylgruppen, und das Anion X kann aus Halogenid-, Methosulphat-, Acetat- und Phosphationen ausgewählt sein.
  • Beispiele für zum diesbezüglichen Gebrauch geeignete quartäre Ammoniumverbindungen der Formel (i) sind:
    Kokosnusstrimethylammoniumchlorid oder -bromid;
    Kokosnussmethyl-dihydroxyethylammoniumchlorid oder -bromid;
    Decyltriethylammoniumchlorid;
    Decyldimethyl-hydroxyethylammoniumchlorid oder -bromid;
    C12-15-Dimethylhydroxyethylammoniumchlorid oder -bromid;
    Kokosnussdimethyl-hydroxyethylammoniumchlorid oder -bromid;
    Myristyltrimethylammoniummethylsulphat;
    Lauryldimethyl-benzlammoniumchlorid oder -bromid;
    Lauryldimethyl(ethenoxy)4-ammoniumchlorid oder -bromid;
    Cholinester (Verbindungen von Formel (i), wobei R1
    Figure 00650001
    Dialkylimidazoline [Verbindungen von Formel (i)].
  • Andere hierin geeignete kationische Tenside sind auch in US-Patent Nr. 4,228,044, Cambre, erteilt am 14. Oktober 1980, und in der europäischen Patentanmeldung EP 000,224 beschrieben.
  • Typische kationische Gewebeweichmacherbestandteile umfassen die wasserunlöslichen quartären Ammonium-Gewebeweichmacher oder ihre entsprechenden Amin-Vorläufer, wobei das gebräuchlichste Ammoniumchlorid mit zwei langen Alkylketten oder Methylsulfat ist.
  • Bevorzugte kationische Weichmacher darunter umfassen folgende:
    • 1) Ditalgdimethylammoniumchlorid (DTDMAC);
    • 2) dihydriertes Talgdimethylammoniumchlorid;
    • 3) dihydriertes Talgdimethylammoniummethylsulfat;
    • 4) Distearyldimethylammoniumchlorid;
    • 5) Dioleyldimethylammoniumchlorid;
    • 6) Dipalmitylhydroxyethylmethylammoniumchlorid;
    • 7) Stearylbenzyldimethylammoniumchlorid;
    • 6) Talgtrimethylammoniumchlorid;
    • 9) hydriertes Talgtrimethylammoniumchlorid;
    • 10) C12-14-Alxylhydroxyethyldimethylammoniumchlorid;
    • 11) C12-18-Alkyldihydroxyethylmethylammoniumchlorid;
    • 12) Di(stearoyloxyethyl)dimethylammoniumchlorid (DSOEDMAC);
    • 13) Di(talgoxyethyl)dimethylammoniumchlorid;
    • 14) Ditalgimidazoliniummethylsulfat;
    • 15) 1-(2-Talgamidoethyl)-2-talgimidazoliniummethylsulfat.
  • Biologisch abbaubare quartäre Ammoniumverbindungen wurden als Alternativen zu den traditionell verwendeten Ammoniumchloriden mit zwei langen Alkylketten und Methylsulfaten präsentiert. Solche quartären Ammoniumverbindungen enthalten langkettige Alk(en)ylgruppen, die durch funktionelle Gruppen wie Carboxygruppen unterbrochen sind. Die Materialien und Gewebeweichmacher-Zusammensetzungen, die diese enthalten, sind in zahlreichen Veröffentlichungen, wie EP-A-0,040,562 und EP-A-0,239,910, offenbart.
  • Die quartären Ammoniumverbindungen und Aminvorläufer hierin haben die Formel (I) oder (II) unten:
    Figure 00670001
    wobei Q ausgewählt ist aus -O-C(O)-, -C(O)-O-, -O-C(O)-O-, -NR4-C(O)-, -C(O)-NR4-;
    R1 ist (CH2)n-Q-T2 oder T3;
    R2- ist (CH2)m-Q-T4 oder T5 oder R3;
    R3 ist C1-C4-Alkyl oder C1-C4-Hydroxyalkyl oder H;
    R4 ist H oder C1-C4-Alkyl oder C1-C4-Hydroxyalkyl;
    T1, T2, T3, T4, T5 sind unabhängig voneinander C11-C22-Alkyl oder -Alkenyl;
    n und m sind ganze Zahlen von 1 bis 4; und X ist ein Weichmacher-verträgliches Anion. Nicht einschränkende Beispiele für Weichmacher-verträgliche Anionen umfassen Chlorid oder Methylsulfat.
  • Die Alkyl- oder Alkenylkette T1, T2, T3, T4, T5 muss mindestens 11 Kohlenstoffatome, vorzugsweise mindestens 16 Kohlenstoffatome enthalten. Die Kette kann gerade oder verzweigt sein. Talg ist eine bequeme und kostengünstige Quelle für langkettiges Alkyl- und Alkenylmaterial. Die Verbindungen, in denen T1, T2, T3, T4, T5 für die für Talg typische Mischung an langkettigen Materialien steht, sind besonders bevorzugt.
  • Spezielle Beispiele für quartäre Ammoniumverbindungen, die zum Gebrauch in den diesbezüglichen wässrigen Gewebeweichmacher-Zusammensetzungen geeignet sind, umfassen:
    • 1) N,N-Di(talgoxyethyl)-N,N-dimethylammoniumchlorid;
    • 2) N,N-Di(talgoxyethyl)-N-methyl,N-(2-Hydroxyethyl)ammonium-Methylsulfat;
    • 3) N,N-Di(2-talgoxy-2-oxoethyl)-N,N-dimethylammoniumchlorid;
    • 4) N,N-Di(2-talgoxyethylcarbonyloxyethyl)-N,N-Dimethylammonium-Chlorid;
    • 5) N-(2-talgoxy-2-ethyl)-N-(2-talgoxy-2-oxoethyl)-N,N-dimethyl-Ammoniumchlorid;
    • 6) N,N,N-Tri(talgoxyethyl)-N-methylammoniumchlorid;
    • 7) N-(2-talgoxy-2-oxoethyl)-N-(talg-N,N-dimethylammonium-Chlorid; und
    • 8) 1,2-Ditalgoxy-3-trimethylammoniopropanchlorid;
    und beliebige Mischungen der vorangehenden Materialien.
  • Wenn sie darin beinhaltet sind, umfassen die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung in der Regel von 0,2 Gew.-% bis 25 Gew.-%, vorzugsweise von 1 Gew.-% bis 8 Gew.-% an solchen kationischen Tensiden.
  • BLEICHMITTEL
  • Es wurde überraschend gefunden, dass die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung, die weiterhin ein Bleichmittel umfassen, besonders ein Bleichaktivator-Bleichsystem, verbesserte Nahrungsmittelflecken-/-schmutz entfernung, Reinigung von Verschmutzungen und Weißbeständigkeit bereitstellen. Ohne an eine Theorie gebunden sein zu wollen, wird angenommen, dass die kleineren farbtragenden Partikel, die aus der Hydrolyse der kombinierten Enzyme hervorgehen, leichter von den Bleichakivator-Bleichsystemen angegriffen werden, besonders bei niedriger Temperatur.
  • Diese Bleichmittel umfassen Wasserstoffperoxid, PB1, PB4 und Percarbonat mit einer Partikelgröße von 400–800 Mikron. Diese Bleichmittelbestandteile können einen oder mehrere Sauerstoffbleichmittel und, abhängig von dem gewählten Bleichmittel, einen oder mehrere Bleichaktivatoren umfassen. Wenn vorhanden, sind Sauerstoffbleichverbindungen in der Regel in Konzentrationen von 1% bis 25% vorhanden.
  • Das Bleichmittelbestandteil zum diesbezüglichen Gebrauch kann jedes beliebige der Bleichmittel sein, die für Waschmittelzusammensetzungen geeignet sind, einschließlich Sauerstoffbleichmitteln sowie anderen im Fachgebiet bekannten. Das für die vorliegende Erfindung geeignete Bleichmittel kann ein aktiviertes oder nichtaktiviertes Bleichmittel sein.
  • Eine Kategorie von Sauerstoffbleichmitteln, die benutzt werden kann, umfasst Percarbonsäurebleichmittel und Salze davon. Geeignete Beispiele dieser Klasse von Mitteln schließen Magnesiummonoperoxyphthalathexahydrat, das Magnesiumsalz von Metachlorperbenzoesäure, 4-Nonylamino-4-oxoperoxybuttersäure und Diperoxydodecandisäure ein. Solche Bleichmittel sind in US-Patent Nr. 4,483,781, US-Patentanmeldung 740,446, der europäischen Patentanmeldung 0,133,354 und US-Patent Nr. 4,412,934 offenbart. Stark bevorzugte Bleichmittel umfassen auch 6-Nonylamino-6-oxoperoxycapronsäure, wie in US-Patent Nr. 4,634,551 beschrieben.
  • Eine andere Kategorie verwendbarer Bleichmittel umfasst die Halogenbleichmittel. Beispiele für Hypohalogenitbleichmittel umfassen zum Beispiel Trichlorisocyanursäure und die Natrium- und Kaliumdichlorisocyanurate und N-Chlor- und N-Bromalkansulphonamide. Solche Materialien werden normalerweise zu 0,5–10 Gew.-% des fertigen Produktes zugegeben, vorzugsweise 1–5 Gew.-%.
  • Die Wasserstoffperoxid freisetzenden Mittel können in Kombination mit Bleichaktivatoren, wie Tetraacetlethylendiamin (TAED), Nonanoyloxybenzolsulfonat (NOBS, beschrieben in US-Patent Nr. 4,412,934), 3,5,-Trimethylhexanoloxybenzolsulfonat (ISONOBS, beschrieben in EP 120,591 ) oder Pentaacetylglucose (PAG) oder Phenolsulfonatester von N-Nonanoyl-6-aminocapronsäure (NACAOBS, beschrieben in WO94/28106), verwendet werden, die perhydrolysiert werden, um eine Persäure als das aktive Bleichmittel zu bilden, was zu verbesserter Bleichwirkung führt. Ebenfalls geeignete Aktivatoren sind acylierte Citratester und asymmetrische acyclische Imidbleichaktivatoren der folgenden Formel, wie in der mitangemeldeten Patentanmeldung WO98/04664 von Procter & Gamble offenbart:
    Figure 00700001
    wobei R1 eine lineare oder verzweigtkettige, gesättigte oder ungesättigte C7-C13-Alkylgruppe ist, R2 eine lineare oder verzweigtkettige, gesättigte oder ungesättigte C1-C8,-Alkylgruppe ist und R3 eine lineare oder verzweigtkettige, gesättigte oder ungesättigte C1-C4-Alkylgruppe ist.
  • Geeignete Bleichmittel, einschließlich Peroxysäuren und Bleichsysteme, die Bleichaktivatoren und Peroxygen-Bleichmittelverbindungen zum Gebrauch in erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen umfassen, sind in unseren mitangemeldeten Anmeldungen EP 723 580 , WO97/00937, WO95/27772, WO95/27773, WO95/27774 und WO95/27775 beschrieben.
  • Das Wasserstoffperoxid kann auch durch Zugabe eines Enzymsystems (d. h. einem Enzym und einem Substrat dafür), das in der Lage ist, Wasserstoffperoxid zu Beginn oder während des Wasch- und/oder Spülvorgangs zu erzeugen, vorhanden sein. Solche Enzymsysteme sind in EP-Patentanmeldung EP 537 381 , eingereicht am 9. Oktober 1991, offenbart.
  • Metallhaltige Katalysatoren zum Gebrauch in Bleichmittelzusammensetzungen, umfassen kobalthaltige Katalysatoren, wie Pentaaminacetatcobalt(III)-Salze, und manganhaltige Katalysatoren, wie solche, die in EPA 549 271, EPA 549 272, EPA 458 397, US 5,246,621 , EPA 458 398, US 5,194,416 und US 5,114,611 beschrieben sind. Bleichmittelzusammensetzung, die eine Peroxy-Verbindung, einen manganhaltigen Bleichmittelkatalysator und ein Maskierungsmittel umfasst, ist in der Patentanmeldung EP 718 398 beschrieben.
  • Bleichmittel, die von Sauerstoffbleichmitteln verschieden sind, sind auf dem Fachgebiet ebenfalls bekannt und können hier benutzt werden. Ein Typ eines Nichtsauerstoff-Bleichmittels von besonderem Interesse schließt photoaktivierte Bleichmittel, wie die sulfonierten Zink- und/oder Aluminiumphthalocyanine, ein. Diese Materialien können während des Waschvorgangs auf dem Substrat angelagert werden. Bei Lichteinstrahlung, und in Gegenwart von Sauerstoff, wie beim Heraushängen von Sachen zum Trocknen bei Tageslicht, wird das sulfonierte Zinkphthalocyanin aktiviert, und demzufolge wird das Substrat gebleicht. Bevorzugtes Zinkphthalocyanin und ein photoaktivierter Bleichvorgang sind in US-Patent Nr. 4,033,718 beschrieben. In der Regel enthalten Waschmittelzusammensetzungen 0,02 Gew.-% bis 1,2 < SPGew.-% an sulfoniertem Zinkphthalocyanin.
  • BUILDERSYSTEM
  • Die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung umfassen vorzugsweise Builder, mehr bevorzugt Zeolith, Natrium-Schichtsilicat und/oder Natriumtripolyphosphat. Es wurde überraschend gefunden, dass die Waschmittelzusammensetzung der vorliegenden Erfindung, die weiterhin einen Builder umfasst, verbesserte Reinigung bereitstellt. Ohne an eine Theorie gebunden sein zu wollen, wird angenommen, dass die Calciumverkrustung auf der Oberfläche von Flecken, die Hydrokolloidgummistoffe enthalten, die Enzymhydrolyse einschränkt. Deshalb soll die Verwendung von Builder das eingeschlossene Calcium lösen und die Wirkung der kombinierten Enzyme der vorliegenden Erfindung begünstigen.
  • Jedes konventionelle Buildersystem ist zum diesbezüglichen Gebrauch geeignet, einschließlich Alumosilicatmaterialien, Silikate, Polycarboxylate, Alkyl- oder Alkenylbernsteinsäure und Fettsäuren, Materialien wie Ethylendiamintetraacetat, Diethylentriamin-pentamethylenacetat, Metallionenmaskierungsmittel wie Aminopolyphosphonate, besonders Ethylendiamin-tetramethylenphosphonsäure und Diethylentriamin-pentamethylenphosphonsäure. Phosphatbuilder können hierin auch verwendet werden.
  • Geeignete Builder können ein anorganisches Ionenaustauschermaterial sein, üblicherweise ein anorganisches hydratisiertes Alumosilicatmaterial, spezieller ein hydratisierter synthetischer Zeolith, wie hydratisierter Zeolith A, X, B, HS oder MAP.
  • Ein anderes geeignetes anorganisches Buildermaterial ist Schichtsilicat, z. B. SKS-6 (Hoechst). SKS-6 ist ein kristallines Schichtsilicat, bestehend aus Natriumsilicat (Na2Si2O5).
  • Geeignete Polycarboxylate, die eine Carboxygruppe enthalten, umfassen Milchsäure, Glycolsäure und Etherderive davon, wie in den belgischen Patenten Nr. 831,368, 821,369 und 821,370 offenbart. Polycarboxylate, die zwei Carboxygruppen enthalten, umfassen die wasserlöslichen Salze von Bernsteinsäure, Malonsäure, (Ethylendioxy)diessigsäure, Maleinsäure, Diglycolsäure, Weinsäure, Tatronsäure und Fumarsäure sowie die Ethercarboxylate, die in den deutschen Offenlegungsschriften 2,446,686 und 2,446,687 und US-Patent Nr. 3,935,257 beschrieben sind, und die Sulfinylcarboxylate, die in dem belgischen Patent Nr. 840,623 beschrieben sind. Polycarboxylate, die drei Carboxygruppen enthalten, umfassen insbesondere wasserlösliche Citrate, Aconitrate und Citraconate sowie Succinatderivate wie die Carboxymethyloxysuccinat, die in dem britischen Patent Nr. 1,379,241 beschrieben sind, Lactoxysuccinate, die in der niederländischen Anmeldung 7205873 beschrieben sind, und die Oxypolycarboxylatmaterialien wie 2-Oxa-1,1,3-propantricarboxylate, die in dem britischen Patent Nr. 1,387,447 beschrieben sind.
  • Polycarboxylate, die vier Carboxygruppen enthalten, umfassen die im britischen Patent Nr. 1,261,829 offenbarten Oxydisuccinate, 1,1,2,2-Ethantetracarboxylate, 1,1,3,3-Propantetracarboxylate und 1,1,2,3-Propantetracarboxylate. Polycarboxylate mit Sulfosubstituenten umfassen die in den Britischen Patenten Nr. 1,398,421 und 1,398,422 und in US-Patent Nr. 3,936,448 offenbarten Sulfosuccinatderivate und die in dem britischen Patent Nr. 1,082,179 sulfonierten pyrolysierten Citrate, während Polycarboxylate, die Phosphonsubstituenten enthalten, in dem britischen Patent Nr. 1,439,000 offenbart sind.
  • Alicyclische und heterocyclische Polycarboxylate umfassen Cyclopentancis,cis,cis-tetracarboxylate, Cyclopentadienidpentacarboxylate, 2,3,4,5-Tetrahydrofuran-cis,cis,cis-tetracarboxylate, 2,5-Tetrahydrofuran-cis-dicarboxylate, 2,2,5,5-Tetrahydrofurantetracarboxylate, 1,2,3,4,5,6-Hexanhexacarboxylate und Carboxymethylderivate eines mehrwertigen Alkohols, wie Sorbitol, Mannitol und Xylitol. Aromatische Polycarboxylate umfassen Mellithsäure, Pyromellithsäure und die im britischen Patent Nr. 1,425,343 offenbarten Phthalsäurederivate.
  • Die bevorzugten Polycarboxylate der vorstehend genannten sind Hydroxycarboxylate mit bis zu drei Carboxygruppen pro Molekül, insbesondere Citrate.
  • Zum Gebrauch in den vorliegenden Zusammensetzungen bevorzugte Buildersysteme umfassen eine Mischung aus einem wasserunlöslichen Alumosilicatbuilder wie Zeolith A oder aus einem Schichtsilicat (SKS-6) und einem wasserlöslichen Carboxylat-Maskierungsmittel wie Citronensäure. Andere bevorzugte Buildersysteme umfassen eine Mischung aus einem wasserunlöslichen Alumosilicatbuilder wie Zeolith A und einem wasserlöslichen Carboxylat-Maskierungsmittel wie Citronensäure. Bevorzugte Buildersysteme zum Gebrauch in flüssigen Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung sind Seifen und Polycarboxylate.
  • Andere Buildermaterialien, die einen Teil des Buildersystems zum Gebrauch in granulösen Zusammensetzungen bilden können, umfassen anorganische Materialien, wie Alkalimetallcarbonate, Bicarbonate, Silicate, und organische Materialien, wie die organischen Phosphonate, Aminopolyalkylenphosphonate und Aminopolycarboxylate.
  • Andere geeignete wasserlösliche organische Salze sind die homo- oder copolymeren Säuren oder ihre Salze, bei denen die Polycarbonsäure mindestens zwei Carboxylreste umfasst, die voneinander durch nicht mehr als zwei Kohlenstoffatome getrennt sind. Polymere dieses Typs sind in GB-A-1,596,756 offenbart. Beispiele solcher Salze sind Polyacrylate mit einem MG von 2000–5000 und ihre Copolymere mit Maleinsäureanhydrid, wobei solche Copolymere ein Molekulargewicht von 20.000 bis 70.000, insbesondere ungefähr 40.000 aufweisen.
  • Reinigungsmittelbuildersalze sind normalerweise in Konzentrationen von 5 Gew.-% bis 80 Gew.-% der Zusammensetzung enthalten, vorzugsweise von 10 Gew.-% bis 70 Gew.-% und am gebräuchlichsten von 30 Gew.-% bis 60 Gew.-%.
  • ANDERES TENSIDSYSTEM
  • Die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung können auch kanonische, ampholytische, zwitterionische und semipolare Tenside sowie die hierin noch nicht beschriebenen nichtionischen und/oder anionischen Tenside enthalten.
  • Ampholytische Tenside sind zum Gebrauch in den Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung ebenfalls geeignet. Diese Tenside können im weitesten Sinn als aliphatische Derivate sekundärer und tertiärer Amine oder aliphatische Derivate heterocyclischer sekundärer und tertiärer Amine, in denen der aliphatische Rest gerad- oder verzweigtkettig ist, beschrieben werden. Einer der aliphatischen Substituenten enthält mindestens ungefähr 8 Kohlenstoffatome, in der Regel 8 bis 18 Kohlenstoffatome, und mindestens einer enthält eine anionische wasserlöslichmachende Gruppe, z. B. Carboxy, Sulfonat, Sulfat. Siehe US-Patent Nr. 3,929,678 an Laughlin et al., erteilt am 30. Dezember 1975, Spalte 19, Zeilen 18–35, für Beispiele ampholytischer Tenside.
  • Wenn sie darin beinhaltet sind, umfassen die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung in der Regel von 0,2 Gew.-% bis 15 Gew.-%, vorzugsweise von 1 Gew.-% bis 10 Gew.-% an solchen ampholytischen Tensiden.
  • Zwitterionische Tenside sind zum Gebrauch in Waschmittelzusammensetzungen ebenfalls geeignet. Diese Tenside können im weitesten Sinn als Derivate sekundärer und tertiärer Amine, Derivate heterocyclischer sekundärer und tertiärer Amine oder Derivate quartärer Ammoniumverbindungen, quartärer Phosphonium- oder tertiärer Sulfoniumverbindungen beschrieben werden. Siehe US-Patent Nr. 3,929,678 an Laughlin et al., erteilt am 30. Dezember 1975, Spalte 19, Zeile 38 bis Spalte 22, Zeile 48, für Beispiele zwitterionischer Tenside.
  • Wenn sie darin beinhaltet sind, umfassen die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung in der Regel von 0,2 Gew.-% bis 15 Gew.-%, vorzugsweise von 1 Gew.-% bis 10 Gew.-% an solchen zwitterionischen Tensiden.
  • Semipolare nichtionische Tenside sind eine spezielle Kategorie von nichtionischen Tensiden, die wasserlösliche Aminoxide umfasst. die eine Alkyleinheit von 10 bis 18 Kohlenstoffatomen und 2 Einheiten, ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus Alkylgruppen und Hydroxyalkylgruppen mit 1 bis 3 Kohlenstoffatomen, enthalten; wasserösliche Phosphinoxide, die eine Alkyleinheit von 10 bis 18 Kohlenstoffatomen und 2 Einheiten, ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus Alkylgruppen und Hydroxyalkylgruppen mit 1 bis 3 Kohlenstoffatomen, enthalten; und wasserlösliche Sulfoxide, die eine Alkyleinheit von 10 bis 18 Kohlenstoffatomen und 2 Einheiten, ausgewählt aus der Gruppe, bestehend aus Alkylgruppen und Hydroxyalkylgruppen mit 1 bis 3 Kohlenstoffatomen, enthalten.
  • Semipolare nichtionische Reinigungstenside umfassen die Aminoxidtenside mit der Formel:
    Figure 00770001
    wobei R3 eine Alkyl-, Hydroxyalkyl- oder Alkylphenylgruppe oder Mischungen davon ist und 8 bis 22 Kohlenstoffatome enthält; R4 eine Alkylen- oder Hydroxyalkylengruppe ist, die 2 bis 3 Kohlenstoffatome enthält, oder Mischungen davon; x 0 bis 3 ist; und jedes R5 eine Alkyl- oder Hydroxyalkylgruppe, die 1 bis 3 Kohlenstoffatome enthält, oder eine Polyethylenoxidgruppe, die 1 bis 3 Ethylenoxidgruppen enthält, ist. Die R5 Gruppen können aneinander gefügt werden, z. B. durch ein Sauerstoff- oder Stickstoffatom, um eine Ringstruktur zu bilden.
  • Diese Aminoxidtenside umfassen insbesondere C10-C18 Alkyldimethylaminoxide und C8-C12 Allcoayethyldihydroxyethylaminoxide.
  • Wenn sie darin beinhaltet sind, umfassen die Reinigungszusammensetzungen der vorliegenden Erfindung in der Regel von 0,2 Gew.-% bis 15 Gew.-%, vorzugsweise von 1 Gew.-% bis 10 Gew.-% an solchen semipolaren nichtionischen Tensiden.
  • Die Waschmittelzusammensetzung der vorliegenden Erfindung kann weiterhin ein Cotensid, ausgewählt aus der Gruppe primärer oder tertiärer Amine, umfassen.
  • Zum diesbezüglichen Gebrauch geeignete primäre Amine umfassen Amine nach der Formel R1NH2, wobei R1 eine C6-C12–, vorzugsweise C6-C10-Alkylkette oder R4X(CH2)n ist, X -O-,-C(O)NH- oder -NH- ist, R4 eine C6-C12-Alkylkette ist, n zwischen 1 bis 5, vorzugsweise 3 ist. R1-Alkylketten können gerade oder ver zweigt sein und können durch bis zu 12, vorzugsweise weniger als 5 Ethylenoxideinheiten unterbrochen sein.
  • Bevorzugte Amine nach der vorangehenden Formel sind n-Alkylamine. Zum diesbezüglichen Gebrauch geeignete Amine können aus 1-Hexylamin, 1-Octylamin, 1-Decylamin und Laurylamin ausgewählt sein. Andere bevorzugte primäre Amine umfassen C8-C10-Oxypropylamin, Octyloxypropylamin, 2-Ethylhexyloxypropylamin, Laurylamidopropylamin und Amidopropylamin.
  • Zum diesbezüglichen Gebrauch geeignete tertiäre Amine umfassen tertiäre Amine mit der Formel R1R2R3N, wobei R1 und R2 C1-C8-Alkylketten sind oder
    Figure 00780001
    R3 ist entweder eine C6-C12_, vorzugsweise C6-C10-Alkylkette, oder R3 ist
    R4X(CH2)n, wobei X -O-, -C(O)NH- oder -NH- ist, R4 ist ein C4-C12, n ist zwischen 1 bis 5, vorzugsweise 2–3. R5 ist H oder C1-C2-Alkyl, und x ist zwischen 1 bis 6.
    R3 und R4 können linear oder verzweigt sein; R3-Alkylketten können durch bis zu 12, vorzugsweise weniger als 5 Ethylenoxideinheiten unterbrochen sein.
  • Bevorzugte tertiäre Amine sind R1R2R3N, wobei R1 eine C6-C12-Alkylkette ist, R2 und R3 sind C1-C3-Alkyl oder
    Figure 00780002
    wobei R5 H oder CH3 ist und x = 1–2.
  • Ebenfalls bevorzugt sind die Amidoamine der Formel:
    Figure 00790001
    wobei R1 C6-C12-Alkyl ist; n 2–4 ist,
    vorzugsweise ist n 3; R2 und R3 sind C1-C4
  • Am meisten bevorzugte Amine der vorliegenden Erfindung umfassen 1-Octlamin, 1-Hexylamin, 1-Decylamin, 1-Dodecyclamin, C8-10-Oxypropylamin, N-Kokos1-3-diaminopropan, Kokosalkyldimethylamin, Lauryldimethylainin, Laurylbis(hydroxyethyl)amin, Kokosbis(hydroxyethyl)amin, Laurylamin, 2 Mol propoxyliert, Octylamin, 2 Mol propoxyliert, Laurylamidopropyldimethylamin, C8-10-Amidopropyldimethylamin und C10-Amidopropyldimethylamin.
  • Die zum Gebrauch in den diesbezüglichen Zusammensetzungen am meisten bevorzugten Amine sind 1-Hexylamin, 1-Octylamin, 1-Decylamin, 1-Dodecyclamin. Besonders geeignet sind n-Dodecyldimethylamin und Bishydroxyethylkokosalkylamin und Oleylamin, 7 Mal ethoxyliert, Laurylamidopropylamin und Kokoamidopropylamin.
  • KONVENTIONELLE WASCHMITTELENZYME
  • Die Waschmittelzusammensetzungen können zusätzlich zu den Mannanase- und Proteaseenzymen weiterhin ein oder mehrere Enzyme enthalten, die Reinigungsleistungsfähigkeit, Textilpflege und/oder Nutzen für die Desinfektion bereitstellen.
  • Die Enzyme umfassen Enzyme, ausgewählt aus Cellulasen, Hemicellulasen, Peroxidasee, Glucoamylasen, Amylasen, Xylanasen, Lipasen, Phospholipasen, Esterasen, Cutinasen, Pectinasen, Keratanasen, Reduktasen, Oxidasen, Phenoloxidasen, Lipoxygenasen, Ligninasen, Pullulanasen, Tannasen, Pentosanasen, Malanasen, β-Glucanasen, Arabinosidasen, Hyaluronidase, Chondroitinase, Laccase oder Mischungen davon.
  • Eine bevorzugte Kombination ist eine Waschmittelzusammensetzung mit einer Mischung konventionell anwendbarer Enzyme, wie Amylase, Lipase, Cutinase und/oder Cellulase, in Verbindung mit einem oder mehreren Pflanzenzellwand zersetzenden Enzymen.
  • Die erfindungsgemäß geeigneten Cellulasen umfassen Cellulasen aus Bakterien oder Pilzen. Vorzugsweise haben sie ein pH-Optimum zwischen 5 und 12 und eine spezifische Aktivität über 50 CEVU/mg (Cellulose-Viskositätseinheit). Geeignete Cellulasen sind offenbart in US-Patent 4,435,307, Barbesgoard et al. JP61078384 und WO96/02653, das Cellulase aus Pilzen offenbart, die aus Humicola insolens, Trichoderma, Thielavia bzw. Sporotrichum hergestellt sind. EP 739 982 beschreibt Cellulasen, die aus einer neuartigen Bacillus-Art isoliert werden. Geeignete Cellulasen sind auch in GB-A-2.075.028; GB-A-2.095.275; DE-OS-22 47 832 und WO95/26398 offenbart.
  • Beispiele solcher Cellulasen sind Cellulasen, die aus einem Stamm von Humicola insolens (Humicola grisea var. thermoidea), besonders dem Humicola-Stamm DSM 1800, hergestellt werden.
  • Andere geeignete Cellulasen sind Cellulasen aus Humicola insolens mit einem Molekulargewicht von ungefähr 50 KDa, einem isoelektrischen Punkt von 5,5 und mit 415 Aminosäuren: und eine ~43kD-Endoglucanase aus Humicola insolens, DSM 1800, mit Cellulaseaktivität; ein bevorzugter Endoglucanasebestandteil hat die Aminosäuresequenz, die in der PCT Patentanmeldung Nr. WO 91/17243 offenbart ist. Ebenso geeignete Cellulasen sind die EGIII-Cellulasen von Trichoderma longibrachiatum, beschrieben in WO94/21801, Genencor, veröffentlicht am 29. September 1994. Besonders geeignete Cellulasen sind die Cellulasen mit Farbpflegevorteilen. Beispiele solcher Cellulasen sind Cellulasen, die in der europäischen Patentanmeldung EP 495 257 , eingereicht am 6. November 1991 (Novo), beschrieben sind. Carezyme und Celluzyme (Novo Nordisk A/S) sind besonders nützlich. Siehe auch WO91/17244 und WO91/21801. Andere geeignete Cellulasen für die Textilpflege und/oder mit Reinigungseigenschaften sind in WO96/34092, WO96/17994 und WO95/24471 beschrieben.
  • Die Cellulasen sind in den Waschmittelzusammensetzungen normalerweise in Konzentrationen von 0,0001 bis 2 Gew.-% reines Enzym bezogen auf die Waschmittelzusammensetzung enthalten.
  • Peroxidaseenzyme werden in Kombination mit Sauerstoffquellen, z. B. Percarbonat, Perborat, Persulfat, Wasserstoffperoxid usw. und mit einem Phenolsubstrat als Bleichmittel verstärkendes Molekül verwendet. They are used for „solution bleaching", i. e. to prevent transfer of dyes or pigments removed from substrates during wash operations to other substrates in the wash solution. Peroxidaseenzyme sind aus dem Stand der Technik bekannt und umfassen beispielsweise Meerrettichperoxidase, Ligninase und Haloperoxidase, wie Chlor- und Bromper oxidase. Peroxidasehaltige Waschmittelzusammensetzungen sind beispielsweise in der PCT internationalen Anmeldung WO89/099813, WO89/09813 und in der europäischen Patentanmeldung EP-A 540 784, eingereicht am 6. November 1991, offenbart. Auch geeignet ist das Enzym Laccase.
  • Enhancer sind generell in einem Anteil von 0,1 Gew.-% bis 5 Gew.-% der Gesamtzusammensetzung enthalten. Bevorzugte Verstärker sind substituiertes Phenthiazin und Phenoxasin-10-phenothiazinepropionsäure (PPT), 10-Ethylphenothiazin-4-carbonsäure (EPC), 10-Phenoxazinpropionsäure (POP) und 10-Methylphenoxazin (beschrieben in WO94/12621) und substituierte Syringate (C3-C5-substituierte Alkylsyringate) und Phenole. Natriumpercarbonat oder Perborat sind bevorzugte Quellen von Wasserstoffperoxid.
  • Die Peroxidasen sind in den Waschmittelzusammensetzungen normalerweise in Konzentrationen von 0,0001 bis 2 Gew.-% reines Enzym bezogen auf die Waschmittelzusammensetzung enthalten.
  • Andere bevorzugte Enzyme, die in den erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen enthalten sein können, umfassen Lipasen. Geeignete Lipaseenzyme zur Verwendung als Waschmittel umfassen die von Mikroorganismen der Pseudomonas-Gruppe produzierten, wie Pseudomonas stutzeri ATCC 19.154, wie im Britischen Patent 1,372,034 offenbart. Geeignete Lipasen umfassen solche, die eine positive imunologische Kreuzreaktion mit dem Antikörper gegen die von dem Mikroorganismus Pseudomonas fluorescent IAM 1057 produzierte Lipase zeigen. Diese Lipase ist erhältlich von Amano Pharmaceutical Co. Ltd., Nagoya, Japan, unter der Handelsbezeichnung Lipase P „Amano", hiernach bezeichnet als „Amano-P". Andere geeignete kommerzielle Lipasen schließen Amano-CES, Lipasen aus Chromobacter viscosum, z. B. Chromobacter viscosum var. lipolyticum NRRLB 3673 von Toyo Jozo Co., Tagata, Japan, Chromobacter-viscosum-Lipasen von U.S. Biochemical Corp., USA, und Disoynth Co., Niederlande, und Lipasen aus Pseudomonas gladioli ein. Besonders geeignete Lipasen sind Lipasen, wie M1 Lipase® und Lipomax® (Gist-Brocades) und Lipolase® und Lipolase Ultra® (Novo), die sich als sehr effektiv erwiesen haben, wenn sie in Kombination mit den erfindungsgemäßen Zusammensetzungen verwendet wurden. Auch geeignet sind die lipolytischen Enzyme beschrieben in EP 258 068 , WO92/05249 und WO95/22615 von Novo Nordisk und in WO94/03578, WO95/35381 und WO96/00292 von Unilever.
  • Auch geeignet sind Cutinasen [EC 3.1.1.50], die als spezielle Art Lipase angesehen werden können, nämlich als Lipasen, die keine Grenzflächen-aktivierung erfordern. Die Zugabe von Cutinasen zu Waschmittelzusammensetzungen wurde beispielsweise in WO-A-68/09367 (Genencor); WO90/09446 (Plant Genetic System) und WO94/14963 und WO94/14964 (Unilever) beschrieben.
  • Die Lipasen und/oder Cutinasen sind in der Waschmittelzusammensetzung normalerweise in Konzentrationen von 0,0001 bis 2 Gew.-% reines Enzym bezogen auf die Waschmittelzusammensetzung enthalten.
  • Amylasen (α und/oder β) können zum Entfernen von Flecken auf Kohlehydratbasis enthalten sein. WO94/02597, Novo Nordisk A/S, veröffentlicht am 3. Februar 1994, beschreibt Waschmittelzusammensetzungen, in denen Amylasemutanten vorhanden sind. Siehe auch WO95/10603, Novo Nordisk A/S, veröffentlicht am 20. April 1995. Andere Amylasen, die zur Verwendung in Waschmittelzusammensetzungen bekannt sind, schließen sowohl α- als auch β-Amylasen ein. α-Amylasen sind aus dem Stand der Technik bekannt und schließen die in US-Patent. Nr. 5,003,257; EP 252,666 ; WO/91/00353; FR 2,676,456; EP 285,123 ; EP 525,610 ; EP 368,341 ; und dem Britischen Patent Nr. 1,296,839 (Novo) offenbarten ein. Andere geeignete Amylasen sind stabilitätsverstärkende Amylasen, beschrieben in WO94/18314, veröffentlicht am 18. August 1994, und WO96/05295, Genencor, veröffentlicht am 22. Februar 1996, und Amylasevari anten mit zusätzlicher Modifikation in der unmittelbaren Herkunftsverbindung, erhältlich von Novo Nordisk A/S, offenbart in WO9/10603, veröffentlicht im April 95. Auch geeignet sind Amylasen beschrieben in EP 277 216 , WO95/26397 und WO96/23873 (alle von Novo Nordisk).
  • Beispiele kommerzieller α-Amylaseprodukte sind Purafect Ox Am® von Genencor und Termamyl®, Ban®, Fungamyl® und Duramyl®, alle erhältlich von Novo Nordisk A/S Dänemark. WO95/26397 beschreibt andere geeignete Amylasen: α-Amylasen, gekennzeichnet dadurch, dass ihre spezifische Aktivität in einem Temperaturbereich von 25°C bis 55°C und bei einem pH-Wert im Bereich von 8 bis 10 mindestens 25% höher ist als die spezifische Aktivität von Termamyl®, gemessen im Phadebas® α-Amylaseaktivitätsassay. Geeignet sind Varianten der vorstehend genannten Enzyme, beschrieben in WO96/23873 (Novo Nordisk). Andere amylolytische Enzyme mit verbesserten Eigenschaften in Bezug auf das Aktivitätsniveau und die Kombination aus Wärmestabilität und einem höheren Aktivitätsniveau sind in WO95/35382 beschrieben.
  • Die amylolytischen Enzyme sind in den erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen in einer Menge von 0,0001 bis 2 Gew.-%. vorzugsweise von 0,00018 bis 0,06 Gew.-%, noch bevorzugter von 0,00024 bis 0,048 Gew.-% reines Enzym bezogen auf das Gewicht der Zusammensetzung enthalten.
  • Die vorstehend erwähnten Enzyme können jede beliebige, geeignete Herkunft haben, wie Pflanzen, Tieren, Bakterien, Pilzen und Hefen. Sie können des Weiteren mesophiler oder extremophiler (psychrophiler, psychrotropher, thermophiler, barophiler, alkalophiler, acidophiler, halophiler) Herkunft sein. Es können gereinigte oder nicht gereinigte Formen dieser Enzyme verwendet werden. Heutzutage ist es gebräuchlich, Wildtyp-Enzyme mittels protein-/gentechnischen Verfahren zu modifizieren, um ihre Leistungseffizienz in den Waschmittelzusammensetzungen der Erfindung zu optimieren. Zum Beispiel können die Varianten so ausgelegt sein, dass die Kompatibilität des Enzyms bezüglich allgemein üblicher Bestandteile solcher Zusammensetzungen erhöht wird. Als Alternative kann die Variante so ausgelegt sein, dass die optimale pH-, Bleichmittel- oder Chelantstabilität und katalytische Aktivität der Enzymvariante auf die besondere Reinigungsanwendung zugeschnitten ist.
  • Insbesondere sollte sich die Aufmerksamkeit im Falle von Bleichmittelstabilität auf Aminosäuren, die empfindlich für Oxidation sind, und für die Tensidkompatibilität auf Oberflächeneinsatz richten. Der isoelektrische Punkt solcher Enzyme kann durch die Substitution einiger eingesetzter Aminosäuren verändert werden, z. B. kann ein Erhöhen des isoelektrischen Punktes helfen, die Kompatibilität mit anionischen Tensiden zu verbessern. Die Stabilität der Enzyme kann durch die Schaffung von z. B. zusätzlichen Salzbrücken und das Erzwingen von Calciumbindungstellen, um die Chelantstabilität zu erhöhen, weiter verbessert werden. Besondere Aufmerksamkeit muss den Cellulasen gelten, da die meisten Cellulasen separate Bindungsdomänen (CBD) aufweisen. Eigenschaften solcher Enzyme durch Modifizierungen in diesen Domänen geändert werden.
  • Die Enzyme sind in den Waschmittelzusammensetzungen normalerweise in Konzentrationen von 0,0001 bis 2 Gew.-% reines Enzym bezogen auf die Waschmittelzusammensetzung enthalten. Die Enzyme können als gesonderte Einzelinhaltsstoffe (Prills, Granulate, stabilisierte Flüssigkeiten usw., die ein Enzym enthalten) oder als Mischungen von zwei oder mehreren Enzymen (z. B. Cogranulate) zugegeben werden.
  • Andere geeignete Waschmittelinhaltsstoffe, die zugegeben werden können, sind Enzymoxidationsfänger, die in EP 553 607 , eingereicht am 31. Januar 1992, beschrieben sind. Beispiele solcher Enzymoxidationsfänger sind ethoxylierte Tetraethylenpolyamine.
  • Eine Reihe von Enzymmaterialien und Hilfsmitteln für deren Beimischung in synthetische Waschmittelzusammensetzungen sind auch in WO93/07263 A und WO93/07260 A, an Genencor International, in WO89/08694 A, an Novo, und in US-Patent 3,553,139, 5. Januar 1971, an McCarty et al., offenbart. Enzyme sind außerdem in US 4,101,457 , Place et al., 18. Juli 1978, und in US 4,507,219 , Hughes, 26. März 1985, offenbart. Für flüssige Waschmittelzubereitungen nützliche Enzymmaterialien und deren Beimischung in derartige Zubereitungen sind in US 4,261,868 , Hora et al., 14. April 1981, offenbart. Enzyme für die Benutzung in Waschmitteln können mit Hilfe verschiedener Techniken stabilisiert werden. Enzymstabilisierungstechniken sind in US 3,600,319 , 17. August 1971, Gedge et al., in EP 199,405 und EP 200,586 , 29. Oktober 1986, Venegas, offenbart und erläutert. Enzymstabilisierungssysteme sind zum Beispiel auch in US 3,519,570 beschrieben. Ein nützlicher Bacillus, sp. AC13, der Proteasen, Xylanasen und Cellulasen liefert, ist in WO94/01532 A, an Novo, beschrieben.
  • FARBPFLEGE- UND TEXTILPFLEGEVORTEILE
  • Technologien die einen Typ von Farbpflegevorteil bereitstellen, können ebenfalls enthalten sein. Beispiele dieser Technologien sind Metallkatalysatoren zur Farbpflege. Solche Metallkatalysatoren sind in der mitangemeldeten europäischen Patentanmeldung EP 596 184 beschrieben. Farbstofffixierungsmittel, Polyolefindispersion für Antifaltenpflege und verbesserte Wasserabsorption, Duftstoff und aminofunktionelles Polymer (WO38/12256) zur Farbpflegebehandlung und Duftstoffsubstantivität sind weitere Beispiele für Farbpflege-/Textilpflegetechnologien und sind in der mitangemeldeten Patentanmeldung EP 841 390 , eingereicht am 07. November 1996, beschrieben.
  • Gewebeweichmacher können ebenfalls in den erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen enthalten sein. Diese Mittel können anorganischer oder organischer Art sein. Anorganische Weichmacher sind durch die Smectit- Tonerden, offenbart in GB-A-1 400 898 und in US-Patent 5,019,292, exemplifiziert. Organische Gewebeweichmacher umfassen die wasserunlöslichen tertiären Amine, wie in GB-A1 514 276 und EP-B0 011 340 offenbart, und deren Kombination mit quartären C12-C14-Mono-Ammoniumsalzen, wie in EP-B-0 026 527 und EP-B-0 026 528 offenbart, und Amide mit zwei langen Ketten, wie in EP-B-0 242 919 offenbart. Andere geeignete organische Bestandteile von Gewebeweichmachersystemen umfassen hochmolekulare Polyethylenoxidmaterialien, wie in EP-A-0 299 575 und 0 313 146 offenbart.
  • Mengen an Smectit-Tonerde liegen normalerweise im Bereich von 5 Gew.-% bis 15 Gew.-%, mehr bevorzugt 2 Gew.-% bis 20 Gew.-%, wobei das Material als Trockenmischkomponente zur restlichen Formulierung hinzugefügt wird. Organische Gewebeweichmacher wie die wasserunlöslichen tertiären Amine oder Amidmaterialien mit zwei langen Ketten sind in Mengen von 0,5 Gew.-% bis 5 Gew.-%, normalerweise 1 Gew.-% bis 3 Gew.-%, enthalten, während die Polyethylenoxidmaterialien hohen Molekulargewichts und die wasserlöslichen kationischen Materialien in Mengen von 0,1 Gew.-% bis 2 Gew.-% hinzugefügt werden, normalerweise von 0,15 Gew.-% bis 1,5 Gew.-%. Diese Materialien werden normalerweise zu dem sprühgetrockneten Abschnitt der Zusammensetzung zugegeben, obwohl es in einigen Fällen bequemer sein kann, diese in trocken gemischter Teilchenform zuzugeben oder sie als geschmolzene Flüssigkeit auf andere feste Bestandteile der Zusammensetzung aufzusprühen.
  • MASKIERUNGSMITTEL
  • Die Waschmittelzusammensetzungen hierin können wahlweise auch einen oder mehrere Eisen- und/oder Mangan-Komplexbildnerenthalten. Derartige Komplexbildner können ausgewählt werden aus der Gruppe bestehend aus Aminocarboxylaten, Aminophosphonaten, polyfunktionell substituierten aromatischen Komplexbildnern und Mischungen davon, alle wie nachstehend definiert. Ohne an eine Theorie gebunden zu sein, wird angenommen, dass der Nutzen dieser Materialien teilweise auf ihre außergewöhnliche Fähigkeit zurückzuführen ist. Eisen- und Manganionen durch Bildung löslicher Chelate aus Waschlösungen zu entfernen.
  • Aminocarboxylate sind als optionale Maskierungsmittel geeignet und umfassen Ethylendiamintetraacetaet (EDTA), N-Hydroxyethylethylendiamintriacetate, Nitrilotriacetate, Ethylendiamintetraproprionate, Triethylentetraamin-Hexaacetate, Diethylentriamin-Pentaacetate und Ethanoldiglycine, Alkalimetall, Ammonium und substituierte Ammoniumsalze darin und Mischungen darin.
  • Aminophosphonate sind ebenfalls für die Verwendung als Maskierungsmittel in den Zusammensetzungen der Erfindung geeignet, wenn zumindest niedrige Konzentrationen an Gesamt-Phosphor in den Waschmittel-Zusammensetzungen erlaubt sind, und schließen Ethylendiamintetrakis(methylenphosphonate) als DEQUEST ein. Diese Aminophosphonate enthalten vorzugsweise keine Alkyl- oder Alkenylgruppen mit mehr als 6 Kohlenstoffatomen.
  • Polyfunktionell substituierte aromatische Chelatbildner sind in den vorliegenden Zusammensetzungen ebenfalls nützlich. Siehe US-Patent 3,812,044, erteilt am 21. Mai 1974 an Connor et al. Bevorzugte Verbindungen dieses Typs in Säureform sind Dihydroxydisulfobenzole, wie 1,2-Dihydroy-3,5-disulfobenzol.
  • Ein bevorzugter biologisch abbaubarer Chelatbildner zur vorliegenden Verwendung ist Ethylendiamindisuccinat („EDDS"), besonders das [S,S]-Isomer, wie im US-Patent 4,704,233, 3. November 1987, an Hartman und Perkins, beschrieben.
  • Die Zusammensetzungen hierin können auch wasserlösliche Methylglycindiessigsäure-(MGDA-)Salze (oder die Säureform) als Maskierungsmitel oder Co-Builder enthalten, die beispielsweise mit unlöslichen Buildern, wie Zeolithen, Schichtsilicaten und dergleichen nützlich sind.
  • Falls verwendet, umfassen diese Komplexbildner im allgemeinen 0,1 Gew.-% bis etwa 15 Gew.-% der Waschmittelzusammensetzung. Mehr bevorzugt umfassen die Maskierungsmittel, falls verwendet, 0,1 bis 3,0 Gew.-% dieser Zusammensetzungen.
  • SCHAUMUNTERDRÜCKER
  • Ein anderer fakultativer Bestandteil ist ein Schaumunterdrücker, exemplifiziert durch Silicone und Silica-Silicon-Gemische. Silicone können generell durch alkrylierte Polysiloxanmaterialien repräsentiert werden, während Silica normalerweise in feinverteilten Formen, exemplifiziert durch Silica-Aerogele und -Xerogele und hydrophobe Silicas verschiedener Typen, verwendet wird. Diese Materialien können als Teilchen beigemischt werden, in denen der Schaumunterdrücker vorzugsweise freisetzbar in einen wasserlöslichen oder in Wasser dispergierbaren, im Wesentlichen nicht oberflächenaktiven waschmittelundurchlässigen Träger eingearbeitet ist. Als Alternative kann der Schaumunterdrücker in einem flüssigen Träger gelöst oder fein verteilt und durch Aufsprühen auf einen oder mehrere der anderen Bestandteile aufgetragen werden.
  • Ein bevorzugter Silicon-Schaumunterdrücker ist in Bartollota et al., US-Patent Nr. 3 933 672, offenbart. Andere besonders geeignete Schaumunterdrücker sind die selbstemulgierenden Silicon-Schaumunterdrücker, die in der deutschen Patentanmeldung DTOS 2 646 126, veröffentlicht am 28. April 1977, beschrieben sind. Ein Beispiel einer solchen Verbindung ist DC-544, im Handel erhältlich von Dow Corning, das ein Siloxan-Glycol-Copolymer ist. Besonders bevorzugte Schaumunterdrücker sind das Schaumunterdrückersystem, umfassend eine Mischung aus Siliconölen und 2-Alkylalkanolen. Geeignete 2-Alkylalkanole sind 2-Butyloctanol, im Handel erhältlich unter dem Handelsnamen Isofol 12 R.
  • Solche Schaumunterdrückersysteme sind in EP 593 841, eingereicht am 10. November 1992, beschrieben.
  • Besonders bevorzugte Silicon-Schaumunterdrücker sind in EP 573 699 beschrieben. Die Zusammensetzungen können ein Silicon/Silica-Gemisch in Kombination mit nichtporöser pyrogener Kieselsäure, wie Aerosil®, umfassen.
  • Die vorstehend beschriebenen Schaumunterdrücker werden üblicherweise in Konzentrationen von 0,001 Gew.-% bis 2 Gew.-% der Zusammensetzung, vorzugsweise von 0,01 Gew.-% bis 1 Gew.-%, eingesetzt.
  • SONSTIGES
  • Andere in Waschmittelzusammensetzungen verwendete Bestandteile können eingesetzt werden, wie Schmutzsuspendiermittel, Schmutzabweisemittel, optische Aufheller, Schleifmittel, Bacterizide, Trübungshemmstoffe, Farbstoffe, und/oder verkapselte oder nichtverkapselte Duftstoffe.
  • Besonders geeignete Verkapselungsmaterialien sind wasserlösliche Kapseln, die aus einer Matrix aus Polysaccharid und Polyhydroxyverbindungen bestehen, wie in GB 1,464,616 beschrieben. Andere geeignete wasserlösliche Verkapselungsmaterialien umfassen Dextrine, die von ungelatinierten Stärkesäureestern von substituierten Dicarbonsäuren, wie in US-Patent Nr. 3,45,838 beschrieben, abgeleitet sind. Diese Säureesterdextrine sind vorzugsweise aus solchen Stärken wie wachshaltigem Mais, wachshaltigem Sorghum, Sago, Tapioka und Kartoffel zubereitet. Geeignete Beispiele der Verkapselungsmaterialien umfassen N-Lok, hergestellt von National Starch. Das N-Lok-Verkapselungsmaterial besteht aus einer modifizierten Maisstärke und Glucose. Die Stärke wird durch Zugabe von monofunktionellen substituierten Gruppen, wie Octenylbernsteinsäureanhydrid, modifiziert.
  • Hierin geeignete Antiwiederablagerungs- und Schmutzsuspendiermittel umfassen Cellulosederivate, wie Methylcellulose, Carboxymethylcellulose und Hydroxyethylcellulose, und homo- oder copolymere Polycarbonsäuren oder ihre Salze. Polymere dieses Typs umfassen die Polyacrylate und Maleinsäureanhydrid-Acrylsäure-Copolymere, die vorstehend als Builder genannt wurden, sowie Copolymere von Maleinsäureanhydrid mit Ethylen, Methylvinylether oder Methacrylsäure, wobei das Maleinsäureanhydrid mindestens 20 Molprozent des Copolymers darstellt. Diese Materialien werden üblicherweise in Konzentrationen von 0,5 Gew.-% bis 10 Gew.-%, mehr bevorzugt von 0,75 Gew.-% bis 8 Gew.-%, am meisten bevorzugt von 1 Gew.-% bis 6 Gew.-% der Zusammensetzung verwendet.
  • Bevorzugte optische Aufheller sind anionischen Charakters, Beispiele dafür sind Dinatrium-4,4'-bis-(2-diethanolamino-4-anilino-s-triazin-6-ylamino)stilben-2:2'-disulphonat, Dinatrium-4,-4'-bis-(2-morpholino-4-anilino-s-triazin-6-ylaminostilben-2:2'-disulphonat, Dinatrium-4,4'-bis-(2,4-dianilino-s-triazin-6-ylamino)stilben-2:2'-disulphonat, Mononatrium4',4''-bis-(2,4-dianilino-s-triazin-6-ylamino)stilben-2-sulphonat, Dinatrium-4,4'-bis-(2-anilino-4-(N-methyl-N-2-hydroxyethylamino)-s-triazin-6-ylamino)stilben-2,2'-disulphonat, Dinatrium-4,4'-bis-(4-phenyl-2,1,3-triazol-2-yl)-stilben-2,2'-disulphonat, Dinatrium-4,4'bis(2-anilino-4-(1-methyl-2-hydroxyethylamino)-s-triazin-6-ylamino)stilben-2,2'-disulphonat, Natrium-2(stilbyl-4''-(naphtho-1',2':4,5)-1,2,3-triazole-2''-sulphonat und 4,4'-Bis(2-sulfostyryl)biphenyl. Stark bevorzugte Aufheller sind die speziellen in EP 753 567 offenbarten Aufheller.
  • Andere geeignete Polymermaterialien sind die Polyethylenglycole, besonders solche mit einem Molekulargewicht von 1000–10000, spezieller 2000 bis 8000 und am meisten bevorzugt ungefähr 4000. Diese werden in Konzentrationen von 0,20 Gew.-% bis 5 Gew.-%, mehr bevorzugt von 0,25 Gew.-% bis 2,5 Gew.-% verwendet. Diese Polymere und die vorstehend genannten homo- oder copolymeren Polycarboxylatsalze sind wertvoll zur Verbesserung der Weißbeständigkeit, Stoffaschenablagerung und Reinigungsleistungsfähigkeit bei Ton, proteinhaltigen und oxidierbaren Verschmutzungen in der Gegenwart von Übergangsmetall-Verunreinigungen.
  • In den Zusammensetzungen der vorliegenden Erfindung geeignete Schmutzabweisemittel sind konventionell Copolymere oder Terpolymere von Terephthalsäure mit Ethylenglycol- und/oder Propylenglycoleinheiten in verschiedenen Anordnungen. Beispiele solcher Polymere sind in den gewöhnlich zugewiesenen US-Patenten Nr. 4116885 und 4711730 und der europäischen veröffentlichten Patentanmeldung Nr. 0 272 033 beschrieben. Ein besonders bevorzugtes Polymer gemäß EP-A-0 272 033 hat die Formel (CH3(PEG)43)0,75(POH)0,25[T-PO)2,8(T-PEG)0,4]T(PO-H)0,25((PEG)43CH3)0,75 wobei PEG -(OC2H4)O- ist, PO (OC3H6O) ist und T (pcOC6H4CO) ist.
  • Ebenfalls sehr geeignet sind modifizierte Polyester, wie statische Copolymere von Dimethylterephthalat, Dimethylsulfoisophthalat, Ethylenglycol und 1-2-Propandiol, wobei die Endgruppen primär aus Sulfobenzoat und sekundär aus Monoestern von Ethylenglycol und/oder Propandiol bestehen. Das Ziel ist es, ein an beiden Enden durch Sulfobenzoatgruppen verkapptes Polymer zu erhalten, „primär", im vorliegenden Zusammenhang sind die meisten der Copolymere hierin durch Sulfobenzoatgruppen endverkappt. Einige Copolymere sind jedoch weniger als vollständig verkappt, und deshalb können ihre Endgruppen aus Monoester von Ethylenglycol und/oder Propan-1-2-diol bestehen, deshalb „sekundär" aus solchen Arten bestehen.
  • Die hierin ausgewählten Polyester enthalten 46 Gew.-% Dimethylterephthalsäure, 16 Gew.-% Propan-1,2-diol, 10 Gew.-% Ethylenglycol, 13 Gew.-% Dimethylsulfobenzoesäure und 15 Gew.-% Sulfoisophthalinsäure und haben ein Molekulargewicht von 3.000. Die Polyester und ihr Herstellungsverfahren sind ausführlich in EPA 311 342 beschrieben.
  • Es ist im Fachgebiet gut bekannt, dass freies Chlor in Leitungswasser die in Waschmittelzusammensetzungen enthaltenen Enzyme schnell deaktiviert. Deshalb wird durch die Verwendung von Chlorfängern wie Perborat, Ammoniumsulfat, Natriumsulfat oder Polyethylenimin, in einem Anteil über 0,1 Gew.-% der Gesamtzusammensetzung in den Formulierungen verbesserte Stabilität der Waschmittelenzyme während der Wäsche bereitgestellt. Zusammensetzungen, die Chlorfänger umfassen, sind in der europäischen Patentanmeldung EP 553 607 , eingereicht am 31. Januar 1992, beschrieben.
  • Alkoxylierte Polycarboxylate, wie solche, die aus Polyacrylaten hergestellt werden, sind hierin geeignet, um zusätzliche Fettlöseleistung bereitzustellen. Solche Materialien sind in WO91/08281 beschrieben und. Chemisch umfassen diese Materialien Polyacrylate mit einer Ethoxy-Seitenkette alle 7–8 Acrylateinheiten. Die Seitenketten besitzen die Formel -(CH2CH2O)m(CH2)nCH3, wobei m 2–3 ist und n 6–12 ist. Die Seitenketten verfügen über Esterbindungen mit dem „Polyacrylatgrundgerüst", um eine „kammartige" polymerartige Struktur bereitzustellen. Das Molekulargewicht kann variieren, aber es ist in der Regel im Bereich von 2000 to 50.000. Solche alkoxylierten Polycarboxylate können von 0,05 Gew.-% bis 10 Gew.-% der Zusammensetzungen hierin umfassen.
  • DISPERGIERMITTEL
  • Die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung können auch Dispergiermittel enthalten: Geeignete wasserlösliche organische Salze sind die homo- oder copolymeren Säuren oder ihre Salze, in denen die Polycarbonsäure mindestens zwei Carboxylreste umfasst, die voneinander durch nicht mehr als zwei Kohlenstoffatome getrennt sind. Polymere dieses Typs sind in GB-A-1,596,756 offenbart. Beispiele solcher Salze sind Polyacrylate mit einem MG von 2000–5000 und ihre Copolymere mit Maleinsäureanhydrid, wobei solche Copolymere ein Molekulargewicht von 1.000 bis 100.000 aufweisen.
  • Besonders Copolymer von Acrylat und Methylacrylate, wie das 480 N mit einem Molekulargewicht von 4000, können in einem Anteil von 0,5–20 Gew.-% der Zusammensetzung zu den Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung beigemischt werden.
  • Die Zusammensetzungen der Erfindung können eine Kalkseifen-Peptisiermittelverbindung enthalten, die vorzugsweise ein Kalkseifen-Dispergiervermögen (LSDP) wie nachfolgend definiert von nicht mehr als 8, vorzugsweise nicht mehr als 7, am meisten bevorzugt nicht mehr als 6 aufweist. Die Kalkseifen-Peptisiermittelverbindung ist vorzugsweise in einem Anteil von 0 Gew.-% bis 20 Gew.-% vorhanden.
  • Ein numerisches Maß der Wirksamkeit des Kalkseifen-Peptisiermittels wird durch das Kalkseifen-Dispergiervermögen (LSDP) beschrieben, das unter Verwendung des Kalkseifen-Dispersionstests ermittelt wird, wie in einem Artikel von H. C. Borghetty und C. A. Bergman, J. Am. Oil. Chem. Soc., Band 27, Seiten 88–90, (1950), beschrieben. Diese Kalkseifen-Dispersionstestmethode wird in diesem Fachgebiet weitläufig eingesetzt, worauf zum Beispiel in folgenden Rezensionsartikeln Bezug genommen wird: W. N. Linfield, Tensid Science Series, Band 7, Seite 3; W. N. Linfield, Tenside Surf.3 det., Band 27, Seiten 159–163, (1990); und M. K. Nagarajan, W. F. Master, Cosmetics and Toiletries, Band 104, Seiten 71–73 (1989). Der LSDP ist das prozentuale Gewichtsverhältnis des Dispergiermittels zum Natriumoleat, das zur Dispersion der Kalkseifeabla gerungen, welche durch 0,02 g Natriumoleat in 30 ml Wasser mit 333 ppm CaC3(Ca : Mg = 3 : 2) äquivalenter Härte gebildet werden, erforderlich ist.
  • Tenside mit guter Kalkseifen-Peptisierfähigkeit umfassen bestimmte Aminoxide, Betaine, Sulfobetaine, Alkylethoxysulfate und ethoxylierte Alkohole.
  • Exemplarische Tenside mit einem LSDP von nicht mehr als 8 zur erfindungsgemäßen Verwendung umfassen C16-C18-Dimethylaminnxid, C12-C18-Alkylethoxysulfate mit einem durchschnittlichen Ethoxylierungsgrad von 1–5, insbesondere C12-C15-Alkylethoxysulfattensid mit einem Ethoxylierungsgrad von Menge 3 (LSDP = 4) und die ethoxylierten C14-C15-Alkohole mit einem durchschnittlichen Ethoxylierungsgrad von entweder 12 (LSDP = 6) oder 30, die unter den Handelsnamen Lutensol A012 bzw. Lutensol A030 von der BASF GmbH verkauft werden.
  • Zur Verwendung hierin geeignete polymere Kalkseifen-Peptisiermittel werden im Artikel von M. K. Nagarajan, W. F. Masler beschrieben, der in Cosmetics and Toiletries, Band 104, Seiten 71–73, (1989) nachzulesen ist.
  • Hydrophobe Bleichmittel, wie 4-[N-Octanoyl-6-aminohexanoyl]benzolsulfonat, 4-[N-Nonanoyl-6-aminohexanoyl]benzeolsulfonat, 4-[N-Decanoyl-6-aminohexanoyl]benzolsulfonat und Mischungen davon; und Nonanoyloxybenzolsulfonat zusammen mit hydrophilen/hydrophoben Bleichmittelformulierungen können ebenfalls als Kalkseifen-Peptisiermittelverbindungen verwendet werden.
  • HEMMUNG DER FARBSTOFFÜBERTRAGUNG
  • Die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung können auch Verbindung zum Hemmen der Farbstoffübertragung lösbarer und suspendierter Farbstoffe, die während Textilienwaschvorgängen farbiger Textilien auftreten, von einer Textilie auf eine andere umfassen.
  • Polymere farbstoffübertragungshemmende Mittel
  • Die erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen umfassen auch von 0,001 Gew.-% bis 10 Gew.-%, vorzugsweise von 0,01 Gew.-% bis 2 Gew.-%, mehr bevorzugt von 0,05 Gew.-% bis 1 Gew.-% polymere Farbübertragungshemmer. Die polymeren Farbübertragungshemmer werden Waschmittelzusammensetzungen normalerweise beigemischt, um die Übertragung von Farbstoffen von farbigen Textilien auf damit gewaschene Textilien zu hemmen. Diese Polymere weisen die Fähigkeit auf, die flüchtigen, aus gefärbten Textilien ausgewaschenen Farbstoffe in einem Komplex zu binden oder zu adsorbieren, bevor die Farbstoffe die Gelegenheit haben, sich auf anderen Artikeln in der Wäsche anzulagern.
  • Besonders geeignete polymere Farbübertragungshemmer sind Polyamin-N-oxid-Polymere, Copolymere von N-Vinylpyrrolidon und N-Vinylimidazole, Polyvinylpyrrolidonpolymere, Polyvinyloxazolidone und Polyvinylimidazole oder Mischungen davon.
  • Die Zugabe solcher Polymere verbessert auch die Leistung der erfindungsgemäßen Enzyme.
  • a) Polyamin-N-oxidpolymere
  • Die zum Gebrauch geeigneten Polyamin-N-oxid-Polymere enthalten Einheiten mit der folgenden Strukturformel:
    Figure 00960001
    Figure 00970001
    wobei P eine polymerisierbare Einheit ist, an welche die R-N-O-Gruppe angefügt werden kann, oder wobei die R-N-O-Gruppe Teil der polymerisierbaren Einheit ist, oder eine Kombination aus beiden.
  • Figure 00970002
  • R sind eine aliphatische, ethoxylierte aliphatische, aromatische, heterocyclische oder alicyclische Gruppe oder irgendeine Kombination davon, an die der Stickstoff der N-O-Gruppe gebunden sein kann, oder die N-O-Gruppe ist ein Teil dieser Gruppen.
  • Die N-O-Gruppe kann durch die folgenden allgemeinen Strukturen dargestellt werden:
    Figure 00970003
    Figure 00980001
    wobei R1, R2 und R3 aliphatische, aromatische, heterocyclische oder alicyclische Gruppen oder Kombinationen davon sind, x oder/und y oder/und z sind 0 oder 1, der Stickstoff der N-O-Gruppe kann gebunden sein, oder der Stickstoff der N-O-Gruppe ist Teil dieser Gruppen.
  • Die N-O-Gruppe kann Teil der polymerisierbaren Einheit (P) sein oder an die Polymer-Hauptkette angefügt sein, oder eine Kombination aus beidem.
  • Geeignete Polyamin-N-Oxide, wobei die N-O-Gruppe Teil der polymerisierbaren Einheit sind und Polyamin-N-Oxide umfasst, wobei R aus aliphatischen, aromatischen, alicyclischen oder heterocyclischen Gruppen ausgewählt ist.
  • Eine Klasse dieser Polyamin-N-oxide umfasst die Gruppe der Polyamin-N-oxide, wobei der Stickstoff der N-O-Gruppe Teil der R-Gruppe ist. Bevorzugte Polyamin-N-oxide sind solche, in denen R eine heterocyclische Gruppe ist, wie Pyridin, Pyrrol, Imidazol, Pyrrolidin, Piperidin, Chinolin, Acridin und Derivate davon.
  • Eine weitere Klasse der Polyamin-N-oxide umfasst die Gruppe der Polyamin-N-oxide, wobei der Stickstoff der N-O-Gruppe an die R-Gruppe angefügt wird.
  • Weitere geeignete Polyamin-N-oxide sind diejenigen Polyaminoxide, bei denen die N-O-Gruppe an die polymerisierbare Einheit angefügt wird.
  • Die bevorzugte Klasse dieser Polyamin-N-oxide sind die Polyamin-N-oxide der allgemeinen Formel (I) wobei R eine aromatische, heterocyclische oder ali cyclische Gruppe ist, wobei der Stickstoff der N-O-Funktionsgruppe Teil der R-Gruppe ist.
  • Beispiele dieser Klassen sind Polyaminoxide, in denen R eine heterocyclische Verbindung ist, wie Pyridin, Pyrrol, Imidazol und Derivate davon.
  • Eine weitere bevorzugte Klasse der Polyamin-N-oxide sind die Polyaminoxide der allgemeinen Formel (I) wobei R aromatische, heterocyclische oder alicyclische Gruppen sind, wobei der Stickstoff der N-O-Funktionsgruppe an diese R-Gruppen angefügt wird.
  • Beispiele dieser Klassen sind Polyaminoxide, in denen die R-Gruppen aromatisch sein können, wie Phenyl.
  • Jedes Polymergrundgerüst kann verwendet werden, solange das gebildete Aminoxidpolymer wasserlöslich ist und farbstoffübertragungshemmende Eigenschaften aufweist. Beispiele für geeignete polymere Grundgerüste sind Polyvinyle, Polyalkylene, Polyester, Polyether, Polyamide, Polyamide, Polyacrylate und Mischungen davon.
  • Die Amin-N-oxid-Polymere der vorliegenden Erfindung besitzen üblicherweise ein Verhältnis von Amin zu Amin-N-oxid von 10 : 1 bis 1 : 1.000.000. Die Anzahl der Aminoxidgruppen, die in dem Polyaminoxidpolymer vorliegt, kann jedoch durch geeignete Copolymerisation oder einen geeigneten Grad von N-oxidation variiert werden. Vorzugsweise ist das Verhältnis von Amin zu Amin-N-oxid 2 : 3 bis 1 : 1000000. Mehr bevorzugt 1 : 4 bis 1 : 1000000, am meisten bevorzugt 1 : 7 bis 1 : 1000000. Die Polymere der vorliegenden Erfindung umfassen eigentlich statistische oder Blockcopolymere, in denen ein Monomertyp ein Amin-N-oxid ist und der andere Monomertyp entweder ein Amin-N-oxid ist oder nicht. Die Aminoxid-Einheit der Polyamin-N-oxide besitzt einen pKa < 10, vorzugsweise einen pKa < 7, mehr bevorzugt einen pKa < 6.
  • Die Polyaminoxide können in praktisch jedem Polymerisationsgrad erzielt werden. Der Polymerisationsgrad ist nicht kritisch, mit der Maßgabe, das Material weist die gewünschte Wasserlöslichkeit und Fähigkeit zur Farbstoff-Absetzverhinderung auf.
  • Üblicherweise liegt das durchschnittliche Molekulargewicht im Bereich von 500 bis 1000.000; bevorzugt von 1.000 bis 50.000, mehr bevorzugt von 2.000 bis 30.000, am meisten bevorzugt von 3.000 bis 20.000.
  • b) Copolymere aus N-Vinylpyrrolidon und N-Vinylimidazol
  • Die in der vorliegenden Erfindung verwendeten N-Vinylimidazole-N-Vinylpyrrolidon-Polymere haben einen durchschnittlichen Molekulargewichtsbereich von 5.000–1.000.000, vorzugsweise von 5.000–200.000.
  • Stark bevorzugte Polymer zum Gebrauch in erfindungsgemäßen Waschmittelzusammensetzungen umfassen ein Polymer, das aus N-Vinylimidazole-N-Vinylpyrrolidon-Copolymeren ausgewählt ist, wobei das Polymer einen durchschnittlichen Molekulargewichtsbereich von 5.000 bis 50.000, mehr bevorzugt von 8.000 bis 30.000, am meisten bevorzugt von 10.000 bis 20.000 aufweist.
  • Der durchschnittliche Molekulargewichtsbereich wurde durch Lichtstreuung, wie in Barth, H. G. und Mays, J. W., Chemical Analysis, Bd. 113, „Modern Methods of Polymer Characterization" beschrieben, bestimmt.
  • Stark bevorzugte N-Vinylimidazole-N-Vinylpyrrolidon-Copolymere haben einen durchschnittlichen Molekulargewichtsbereich von 5.000 bis 50.000; mehr bevorzugt von 8.000 bis 30.000; am meisten bevorzugt von 10.000 bis 20.000.
  • Die N-Vinylimidazole-N-Vinylpyrrolidon-Copolymere, die dadurch charakterisiert sind, dass sie diesen durchschnittlichen Molekulargewichtsbereich aufweisen, bieten exzellente farbstoffübertragungshemmende Eigenschaften, während sie die Reinigungsleistungsfähigkeit damit formulierter Waschmittelzusammensetzungen nicht gegenteilig beeinträchtigen.
  • Das N-Vinylimidazole-N-Vinylpyrrolidon-Copolymer der vorliegenden Erfindung hat ein Molverhältnis von N-Vinylimidazole zu N-Vinylpyrrolidon von 1 bis 0,2, mehr bevorzugt von 0,8 bis 0,3, am meisten bevorzugt von 0,6 bis 0,4.
  • c) Polyvinylpyrrolidon
  • Die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung können ebenfalls Polyvinylpyrrolidon („PVP") umfassen, das ein durchschnittliches Molekulargewicht von 2.500 bis 400.000 aufweist, bevorzugt 5.000 bis 200.000, mehr bevorzugt 5.000 bis 50.000 und am meisten bevorzugt 5.000 bis 15.000. Geeignete Polyvinylpyrrolidone sind im Handel von ISP Corporation, New York, NY und Montreal, Kanada, unter den Produktnamen PVP K-15 (Viskositätssmolekulargewicht 10.000), PVP K-30 (durchschnittliches Molekulargewicht 40.000), PVP K-60 (durchschnittliches Molekulargewicht 160.000) und PVP K-90 (durchschnittliches Molekulargewicht 360.000) erhältlich. Andere geeignete Polyvinylpyrrolidone, die im Handel von der BASF erhältlich sind, umfassen Sokalan HP 165 und Sokalan HP 12; Polyvinylpyrrolidone, die Fachleuten auf dem Gebiet der Waschmittel bekannt sind (siehe zum Beispiel EP-A-262,897 und EP-A-256,696).
  • d) Polyvinyloxazolidon
  • Die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung können auch Polyvinyloxazolidon als einen polymeren Farbübertragungshemmer verwenden. Die Polyvinyloxazolidone haben ein durchschnittliches Molekulargewicht von 2.500 bis 400.000, bevorzugt 5.000 bis 200.000, mehr bevorzugt 5.000 bis 50.000 und am meisten bevorzugt 5.000 bis 15.000.
  • e) Polyvinylimidazol
  • Die Waschmittelzusammensetzungen der vorliegenden Erfindung können auch Polyvinylimidazol als polymeren Farbübertragungshemmer verwenden. Die Polyvinylimidazole haben ein durchschnittliches Molekulargewicht von 2.500 bis 400.000, bevorzugt 5.000 bis 200.000, mehr bevorzugt 5.000 bis 50.000 und am meisten bevorzugt 5.000 bis 15.000.
  • f) Vernetzte Polymere
  • Vernetzte Polymere sind Polymere, deren Grundgerüste zu einem gewissen Grad miteinander verbunden sind; diese Verbindungen können chemischer oder physikalischer Natur sein, eventuell mit aktiven Gruppen in dem Grundgerüst oder auf Verzweigungen; vernetzte Polymere sind im Journal of Polymer Science, Band 22, Seiten 1035–1039, beschrieben.
  • In einer Ausführungsform sind die vernetzten Polymere so aufgebaut, dass sie eine dreidimensionale starre Struktur bilden, die Farbstoffe in den Poren, die durch die dreidimensionale Strukturgebildet werden, einschließen kann. In einer anderen Ausführungsform schließen die vernetzten Polymere die Farbstoffe durch Schwellung ein. Solche vernetzten Polymere sind in EP 719 856 beschrieben.
  • Waschverfahren
  • Die Zusammensetzungen der Erfindung können im Wesentlichen in jedem Wasch- oder Reinigungsverfahren verwendet werden, einschließlich Einweichverfahren, Vorbehandlungsverfahren und Verfahren mit Spülschritten, für die eine separate Spülhilfsmittelzusammensetzung zugegeben werden kann.
  • Das hierin beschriebene Verfahren umfasst die Berührung von Textilien, Geschirr oder anderen harten Oberflächen, auf übliche Weise und wie nachstehend exemplifiziert, mit einer Reinigungslösung.
  • Das Verfahren der Erfindung wird bequem im Laufe des Reinigungsvorgangs durchgeführt. Das Reinigungsverfahren wird vorzugsweise bei 5°C bis 95°C, besonders zwischen 10°C und 60°C durchgeführt. Der pH der Behandlungslösung ist vorzugsweise 7 bis 12.
  • Ein bevorzugtes Maschinen-Geschirrspülverfahren umfasst die Behandlung verschmutzter Artikel mit einer wässriges Flüssigkeit, in der eine effektive Menge der Maschinen-Geschirrspül- oder Spülzusammensetzung gelöst oder verteilt ist. Eine konventionelle effektive Menge der Maschinen-Geschirrspülzusammensetzung bedeutet 8–60 g Produkt, gelöst oder fein verteilt in einem Waschvolumen von 3–10 Litern. Gemäß einem manuellen Geschirrspülverfahren wird verschmutztes Geschirr mit einer effektiven Menge der Geschirrspülzusammensetzung in Berührung gebracht, in der Regel 0,5–20 g (pro 25 behandelter Geschirreinheiten). Bevorzugte manuelle Geschirrspülverfahren umfassen das Auftragen einer konzentrierten Lösung auf die Oberflächen des Geschirrs oder das Einweichen in einem großen Volumen der verdünnten Lösung der Reinigungsmittelzusammensetzung.
  • Die folgenden Beispiele sollen die Zusammensetzungen der vorliegenden Erfindung veranschaulichen, sollen den Umfang der Erfindung jedoch nicht zwingend einschränken oder anderweitig begrenzen.
  • In den Waschmittelzusammensetzungen sind die Enzymkonzentrationen in reinem Enzym nach Gewicht der Gesamtzusammensetzung angegeben, und sofern nicht anders angegeben, sind die Reinigungsmittelbestandteile nach Gewicht der Gesamtzusammensetzungen ausgedrückt. Die abgekürzten Bestandteilbezeichnungen haben darin die folgenden Bedeutungen:
    LAS: Lineares C11-13-Natriumalkylbenzolsulfonat
    TAS: Natriumtalgalkylsulfat
    CxyAS: C1X-C1Y-Natriumalkylsulfat
    CxySAS: Sekundäres C1x-C1y-Natrium-(2,3)-Alxylsulfat
    CxyEz: Vorwiegend linearer primärer C1x-C1y-Alkohol, kondensiert mit durchschnittlich z Mol Ethylenoxid
    CxyEzS: C1X-C1Y-Natriumalkylsulfat, das mit durchschnittlich Z Mol Ethylenoxid kondensiert wird.
    QAS: R2·N+(CH3)2(C2H4OH) mit R2 = C12-C14.
    QAS 1: R2·N+(CH3)2(C2H4OH) mit R2 = C8-C11.
    APA: C8-10-Amidopropyldimethylamin.
    Seife: Lineares Natriumalkylcarboxylat, abgeleitet von einer 80/20-Mischung aus Talg und Kokosfettsäuren
    Nichtionisch: Gemischter ethoxylierter/propomylierter C13-C15-Fettalkohol mit einem durchschnittlichen Ethoxylierungsgrad von 3,8 und einem durchschnittlichen Propoxylierungsgrad von 4,5.
    Neodol 45-13: Lineares primäres C14-C15-Alkoholethoxylat, vertrieben durch Shell Chemical CO.
    STS: Natriumtoluolsulfonat.
    CFAA: C12-C14 Alkyl-n-methylglucamid.
    TFAA: C16-C18 Alkyl-n-methylglucamid.
    TPKFA: Getoppte C12–C14-Ganzschnitt-Fettsäuren
    Silicat: Amorphes Natriumsilicat (SiO2 : Na2O-Verhältnis = 1,6–3,2).
    Metasilicat: Natriummetasilicat (SiO2 : Na2O-Verhältnis = 1,0).
    Zeolith A: Hydratisiertes Natriumalumosilikat der Formel Na12(APO2SiO2)12·27H2O mit einer primären Partikelgröße im Bereich von 0,1 bis 10 Mikrometer (Gewicht auf wasserfreier Basis ausgedrückt).
    Na-SKS-6: Kristallines Schichtsilicat der Formel δ-Na2Si2O5.
    Citrat: Trinatriumcitratdihydrat einer Aktivität von 86,4% mit einer Partikelgrößenverteilung zwischen 425 und 850 Mikrometern.
    Citrin: Wasserfreie Citronensäure.
    Borat: Natriumborat
    Carbonat: Wasserfreies Natriumcarbonat mit einer Partikelgröße zwischen 200 und 900 Mikrometern.
    Bicarbonat: Wasserfreies Natriumhydrogencarbonat mit einer Partikelgrößenverteilung zwischen 400 und 1200 Mikrometern.
    Sulfat: Wasserfreies Natriumsulfat.
    Mg-Sulfat: Wasserfreies Magnesiumsulfat
    STPP: Natriumtripolyphosphat.
    TSPP: Tetranatriumpyrophosphat.
    MA/AA: Statisches Copolymer von 4 : 1 Acrylat/Maleat, durchschnittliches Molekulargewicht ungefähr 70.000–80.000.
    MA/AA 1: Statisches Copolymer von 6 : 4 Acrylat/Maleat, durchschnittliches Molekulargewicht ungefähr 10.000.
    AA: Natriumpolyacrylat-Polymer mit durchschnittlichem Molekulargewicht von 4.500
    PA30: Polyacrylsäure mit einem durchschnittlichen Molekulargewicht von ungefähr 4.500–8.000.
    480N: Statistisches Copolymer aus 7 : 3 Acrylat/Methacrylat, durchschnittliches Molekulargewicht ungefähr 3.500.
    Polygel/Carbopol: Vernetzte Polyacrylate hohen Molekulargewichts.
    PB1: Wasserfreies Natriumperboratmonohydrat der nominalen Formel NaBO2·H2O2.
    PB4: Natriumperborattetrahydrat der nominalen Formel NaBO2·3H2O·H2O2
    Percarbonat: Wasserfreies Natriumpercarbonat der nominalen Formel 2Na2CO3·3H2O2.
    NADCC: Natriumdichlorisocyanurat.
    TAED: Tetraacetylethylendiamin.
    NOBS: Nonanoyloxybenzolsulfonat in der Form des Natriumsalzes.
    NACA-OBS: (6-Nonamidocaproyl)oxybenzolsulfonat.
    DTPA: Diethylentriamin-pentaessigsäure.
    HEDP: 1,1-Hydroxyethandiphosphonsäure.
    DETPMP: Diethylentriamin-penta(methylen)phosphonat, vermarktet von Monsanto unter dem Handelsnamen Dequest 2060.
    EDDS: Ethylendiamin-N,N'-dibernsteinsäure-(S,S)-Isomer in der Form seines Natriumsalzes
    MnTACN: Mangan-1,4,7-trimethyl-1,4,7-triazacyclononan.
    Photoaktiviertes: Bleichmittel Sulfoniertes Zinkphtalocyanin, verkapselt in dextrinlöslichem Polymer.
    Photoaktiviertes: Sulfoniertes Aluminophtalocyanin, verkapselt in
    Bleichmittel 1: dextrinlöslichem Polymer.
    PAAC: Pentaaminacetat-Cobalt(III)-Salz.
    Paraffin: Paraffinöl, vertrieben unter dem Markennamen Winog 70 durch Wintershall.
    NaBz: Natriumbenzoat.
    BzP: Benzoylperoxid.
    Mannanase: Mannanase von Bacillus agaradherens, NCIMB 40482.
    Protease: Proteolytisches Enzym, vertrieben unter dem Handelsnamen Savinase, Alcalase, Durazym von Novo Nordisk A/S, Maxacal, Maxapern, vertrieben von Gist-Brocades, und Proteasen, beschrieben in den Patenten WO91/06637 und/oder WO95/10591 und/oder EP 251 446 .
    Amylase: Amylolytisches Enzym, vertrieben unter dem Handelsnamen Purafact Ox Am®, Beschrieben in WO 94/18314, WO96/05295, vertrieben durch Genencor; Termamyl®, Fungamyl® und Duramyl®, alle erhältlich von Novo Nordisk A/S, und diejenigen, die in WO95/26397 beschrieben sind.
    Lipase: Lipolytisches Enzym, vertrieben unter dem Handelsnamen Lipolase, Lipolase Ultra von Novo Nordisk A/S, und Lipomax von Gist-Brocades.
    Cellulase: Cellulytisches Enzym, verkauft unter dem Handelsnamen Carezyme, Celluzyme und/oder Endolase von Novo Nordisk A/S.
    CMC: Natriumcarboxymethylcellulose.
    PVP: Polyvinylpolymer mit einem durchschnitlichen Molekulargewicht von 60.000
    PVNO: Polyvinylpyridin-N-oxid mit einem durchschnittlichen Molekulargewicht von 50.000
    PVPVI: Copolymer von Vinylimidazol und Vinylpyrrolidon mit einem durchschnittlichen Molekulargewicht von 20.000.
    Aufheller 1: Dinatrium-4,4'-bis(2-sulphostyryl)biphenyl.
    Aufheller 2: Dinatrium-4,4'-bis(4-anilino-6-morpholino-1.3.5-triazin-2-yl)stilben-2:2'-disulfonat.
    Silikon-Antischaummittel: Polydimethylsiloxan-Schaumregulierungsmittel mit Siloxanoxyalkylen-Copolymer als Dispergiermittel, mit einem Verhältnis des Schaumregulierungsmittel zu dem Dispergiermittel von 10 : 1 bis 100 : 1.
    Schaumunterdruck: er 12% Silikon/Silica, 18% Stearylalkoho1,70% Stärke in granulöser Form.
    Trübungsmittel: Wasserhaltige Monostyrol-Latex-Mischung, vertrieben durch BASF Aktiengesellschaft unter dem Handelsnamen Lytron 621.
    SRP 1: Anionisch endverkappte Polyester.
    SRP 2: Diethoxyliertes kurzes Poly(1,2-propylenterephtalat)-Blockpolymer
    QEA: bis((C2H5O)(C2H4O)n)(CH3)-N+-C6H12-N+-(CH3) bis((C2H5O)-(C2H4O))n, wobei n = von 20 bis 30.
    PEI: Polyethylenimin mit einem durchschnittlichen Molekulargewicht von 1800 und einem durchschnittlichen Ethoxylierungsgrad von 7 Ethylenoxy-Resten pro Stickstoff.
    SCS: Natriumcumolsulfonat
    HMWPEO: Hochmolekulares Polyethylenoxid.
    PEGx: Polyethylenglycol mit einem Molekulargewicht von x.
    PEO: Polyethylenoxid mit einem durchschnittlichen Molekulargewicht von 5.000.
    TEPAE: Tetreaethylenpentaaminethoxylat.
    BTA: Benzotriazol.
    PH: Gemessen als 1-prozentige Lösung in destilliertem Wasser bei 20∞C.
  • Beispiel 1
  • Die folgenden Wäschewaschmittel-Zusammensetzungen hoher Dichte wurden erfindungsgemäß zubereitet
  • Figure 01080001
  • Figure 01090001
  • Beispiel 2
  • Die folgenden granulösen Waschmittelzusammensetzungen, die besonders unter europäischen Maschinenwaschbedingungen nützlich sind, wurden erfindungsgemäß zubereitet
  • Figure 01090002
  • Figure 01100001
  • Figure 01110001
  • Beispiel 3
  • Die folgenden Waschmittelzusammensetzungen, die besonders unter europäischen Maschinenwaschbedingungen nützlich sind, wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01110002
  • Figure 01120001
  • Beispiel 4
  • Die folgenden granulösen Waschmittelzusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01120002
  • Figure 01130001
  • Figure 01140001
  • Beispiel 5
  • Die folgenden Waschmittelzusammensetzungen, die kein Bleichmittel enthalten und von besonderem Nutzen beim Waschen von Buntwäsche sind, wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01140002
  • Figure 01150001
  • Beispiel 6
  • Die folgenden Waschmittelzusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01150002
  • Figure 01160001
  • Beispiel 7
  • Die folgenden granulösen Waschmittelzusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01170001
  • Beispiel 8
  • Die folgenden Waschmittelzusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01180001
  • Figure 01190001
  • Beispiel 9
  • Die folgenden Waschmittelzusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01190002
  • Figure 01200001
  • Beispiel 10
  • Die folgenden flüssigen Waschmittelformulierungen wurden erfindungsgemäß zubereitet (Konzentrationen sind in Teilen pro Gewicht angegeben, Enzyme sind als reines Enzym ausgedrückt):
  • Figure 01200002
  • Figure 01210001
  • Beispiel 11
  • Die folgenden flüssigen Waschmittelformulierungen wurden erfindungsgemäß zubereitet (Konzentrationen sind in Teilen pro Gewicht angegeben, Enzyme sind als reines Enzym ausgedrückt):
  • Figure 01210002
  • Figure 01220001
  • Beispiel 12
  • Die folgenden flüssigen Waschmittelzusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet (Konzentrationen sind in Teilen pro Gewicht angegeben, Enzyme sind als reines Enzym ausgedrückt):
  • Figure 01220002
  • Figure 01230001
  • Beispiel 13
  • Die folgenden flüssigen Waschmittelzusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet (Konzentrationen sind in Teilen pro Gewicht angegeben, Enzyme sind als reines Enzym ausgedrückt):
  • Figure 01230002
  • Figure 01240001
  • Beispiel 14
  • Die folgenden granulösen Textilienwaschmittelzusammensetzungen, die die Fähigkeit zur „Weichheit durch das Waschen" bereitstellen, wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01240002
  • Figure 01250001
  • Beispiel 15
  • Die folgenden stückförmigen Wäschewaschmittel-Zusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet (Konzentrationen sind in Teilen pro Gewicht angegeben, Enzyme sind als reines Enzym ausgedrückt):
  • Figure 01250002
  • Figure 01260001
  • Beispiel 16
  • Die folgenden Waschmittelzusatzzusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01260002
  • Figure 01270001
  • Beispiel 17
  • Die folgenden kompakten Geschirrspülmittelzusammensetzungen mit hoher Dichte (0,96 kg/l) wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01270002
  • Figure 01280001
  • Beispiel 18
  • Die folgenden granulösen Geschirrspülmittelzusammensetzungen mit einer Schüttdichte von 1,02 kg/l wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01280002
  • Beispiel 19
  • Die folgenden Reinigungszusammensetzungen in Tablettenform wurden erfindungsgemäß durch Kompression einer granulösen Geschirrspülmittelzusammensetzung bei einem Druck von 13 kN/cm2 mithilfe einer standardmäßigen 12-Kopf-Rotationspresse hergestellt:
  • Figure 01290001
  • Beispiel 20
  • Die folgenden flüssigen Geschirrspülzusammensetzungen wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01300001
  • Beispiel 21
  • Die folgenden flüssigen Reinigungszusammensetzungen für harte Oberflächen wurden erfindungsgemäß zubereitet:
  • Figure 01310001
  • Beispiel 22
  • Die folgende Sprühzusammensetzung zum Reinigen harter Oberflächen und Entfernen von Haushaltsschimmel wurde erfindungsgemäß zubereitet:
    Mannanase 0,01
    Amylase 0,01
    Protease 0,01
    Na-Octylsulfat 2,0
    Na-Dodecylsulfat 4.0
    Na-Hydroxid 0,8
    Silicat 0,04
    Butylcarbitol 4,0
    Duftstoff 0,5
    Wasser/geringfügige Bestandteile Rest
  • SEQUENZAUFLISTUNG
    Figure 01330001
  • Figure 01340001
  • Figure 01350001
  • Figure 01360001
  • Figure 01370001
  • Figure 01380001
  • Figure 01390001
  • Figure 01400001

Claims (10)

  1. Detergenszusammensetzung, umfassend einen Detergensbestandteil, ein Mannanaseenzym in einem Anteil von 0,0001% bis 0,1% reines Enzym, bezogen auf Gewicht der Gesamtzusammensetzung, und ein Proteaseenzym.
  2. Detergenszusammensetzung nach Anspruch 1, wobei die Mannanase in einem Anteil von 0,001% bis 0.02% reines Enzym, bezogen auf Gewicht der Gesamtzusammensetzung vorliegt.
  3. Detergenszusammensetzung nach den Ansprüchen 1–2, wobei das Proteaseenzym in einem Anteil von 0,0001% bis 2% reines Enzym, bezogen auf Gewicht der Zusammensetzung, vorliegt.
  4. Detergenszusammensetzung nach den Ansprüchen 1–3, wobei das Proteaseenzym in einem Anteil von 0,005% bis 0.1% bezogen auf Gewicht der Zusammensetzung, vorliegt.
  5. Detergenszusammensetzung nach mindestens einem der vorangehenden Ansprüche, wobei die Protease eine Endo-Serin-Protease der IUPAC-Klassifikation EC 3.4.21 und Varianten hiervon ist.
  6. Detergenszusammensetzung nach Anspruch 5, wobei die Protease eine Subtilisinprotease der IUPAC-Kassifikation EC 3.4.21.62 und Varianten hiervon ist.
  7. Detergenszusammensetzung nach mindestens einem der vorangehenden Ansprüche, umfassend weiterhin ein Tensid, gewählt aus anionischen, nichtionischen, kationischen Tensiden und/oder Mischungen hiervon.
  8. Detergenszusammensetzung nach mindestens einem der vorangehenden Ansprüche, umfassend weiterhin ein Bleichmittel.
  9. Detergenszusammensetzung nach mindestens einem der vorangehenden Ansprüche, umfassend weiterhin einen Builder. vorzugsweise ein Zeolith, ein Natrium-Schichtsilicat, Natriumtripolyphosphat und/oder Mischungen hiervon.
  10. Verfahren zum Reinigen einer Textilie, von Geschirr- oder einer harten Oberfläche mit einer Detergenszusammensetzung gemäß mindestens einem der vorangehenden Ansprüche zur Reinigungsleistungsfähigkeit.
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