DE19610984A1 - Alkohol-Dehydrogenase und deren Verwendung zur enzymatischen Herstellung chiraler Hydroxyverbindungen - Google Patents
Alkohol-Dehydrogenase und deren Verwendung zur enzymatischen Herstellung chiraler HydroxyverbindungenInfo
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Description
Die vorliegende Erfindung betrifft neue enantioselektive Alkohol-Dehydrogenasen
(ADH) aus Mikroorganismen, wie beispielsweise der Lactobacillus-Art, insbesondere
aus Lactobacillus brevis. Die neuen Enzyme sind besonders vorteilhaft zur Reduktion
von organischen Ketoverbindungen zu den entsprechenden Hydroxyverbindungen geeig
net, wobei diese Reduktionen enantioselektiv zu den entsprechenden R-Verbindungen
führen. Der Enantiomerenüberschuß, der sich berechnet nach
ee (%) = (R)-Produkt - (S)-Produkt / (R)-Produkt + (S)-Produkt × 100,
beträgt dabei in aller Regel mehr als 95%. S-Hydroxy-Verbindungen waren bei Verwen dung der erfindungsgemäßen ADH nicht nachweisbar. Aufgrund des breiten Substrat spektrums können mit dem erfindungsgemäßen Enzym beispielsweise chirale Alkohole, chirale Hydroxyester (beispielsweise α- und β-Hydroxyester) oder auch Hydroxysäuren hergestellt werden.
ee (%) = (R)-Produkt - (S)-Produkt / (R)-Produkt + (S)-Produkt × 100,
beträgt dabei in aller Regel mehr als 95%. S-Hydroxy-Verbindungen waren bei Verwen dung der erfindungsgemäßen ADH nicht nachweisbar. Aufgrund des breiten Substrat spektrums können mit dem erfindungsgemäßen Enzym beispielsweise chirale Alkohole, chirale Hydroxyester (beispielsweise α- und β-Hydroxyester) oder auch Hydroxysäuren hergestellt werden.
Optisch aktive Hydroxyverbindungen sind wertvolle chirale Bausteine, die mit klas
sischen chemischen Verfahren schwer zugänglich sind. Zur Herstellung chiraler Verbin
dungen werden daher in der Regel biotechnologische Verfahren in Betracht gezogen,
entweder unter Verwendung ganzer Mikroorganismen-Zellen oder mittels isolierter En
zyme. Wie beispielsweise die Veröffentlichung von F. Aragozzini et al. (Appl. Micro
biol. Biotechnol. (1986) 24, 175-177 zeigt, ergeben Verfahren mit ganzen Zellen häufig
niedrige Ausbeuten, einen nur geringen Enantiomerenüberschuß (d. h. niedrige ee-Werte)
und lange Umsetzungszeiten, so daß Enzyme, die in gereinigter und konzentrierter Form
eingesetzt werden können, vorteilhafter sind. Für chirale Hydroxyverbindungen, wie bei
spielsweise Alkohole, bieten sich Alkohol-Dehydrogenasen an, die die prochirale Ver
bindung mit Hilfe eines Coenzyms (häufig NADH oder NADPH) reduzieren. Diese Re
aktionen sind in der Regel hoch enantioselektiv. Die bisher verfügbaren Alkohol-De
hydrogenasen (ADH) führen alle zu S-Alkoholen, teilweise ist bei diesen Enzymen das
Substratspektrum relativ schmal (Hefe-ADH, Pferdeleber-ADH). Eine NADP-abhängige
Alkohol-Dehydrogenase aus Lactobacillus kefir ist in DE 40 14 573 C1 beschrieben.
Diese führt zu R-Alkoholen. Es hat sich allerdings gezeigt, daß dieses Enzym relativ
instabil ist, eine Reinigung bis zum homogenen Enzym war somit nur unter großen
Verlusten (<98%) möglich.
Durch intensives Screening konnte nun überraschenderweise eine R-spezifische Alkohol-Dehydrogenase
mit deutlich höherer Stabilität gefunden werden. Bestimmt man die ther
mische Desaktivierung dieses Enzyms im Vergleich zu dem ähnlichsten vorbekannten
ADH-Enzym, zeigt sich, daß das vorbekannte Enzym bei bereits 45°C zu 50% inaktiviert
wird, während das erfindungsgemäße Enzym erst bei Temperaturen von ca. 65°C zu 50%
inaktiviert ist. Die höhere Thermostabilität bedeutet zudem eine höhere Lagerstabilität
bzw. Stabilität unter bestimmten Reaktionsbedingungen.
Ein entsprechend stabiles R-ADH-Enzym konnte insbesondere in Mikroorganismen der
Gattung Lactobacillus, wie L. brevis und der Untergruppe Betabacterium (Gruppe A) ge
funden werden. Bisher war von keinem Mikroorganismus bzw. Organismus bekannt, daß
er eine stabile R-spezifische Alkohol-Dehydrogenase aufweist. Mit Hilfe eines Antikör
pers gegen das L. kefir ADH-Protein konnte nun gezeigt werden, daß alle Lactobacillen
der Untergruppe Betabacterium (Gruppe A) ein entsprechendes mit dem Antikörper re
agierendes Protein besitzen. Eine besonders gute enzymatische Aktivität ist dagegen ins
besondere bei Lactobacillus brevis nachweisbar. Die anderen Stämme dieser Gruppe be
sitzen jedoch ebenfalls ein für solche Umsetzungen prinzipiell geeignetes Enzym, auch
wenn sie unter den gegebenen Anzucht- und Testbedingungen etwas geringere Aktivität
zeigen. Lactobacillen anderer Untergruppen (Thermobacterium, IA, Streptobacterium IB,
Betabacterium Gruppe B) zeigen dagegen weder eine Reaktion im Antikörper-Test, noch
verfügen sie über entsprechende enzymatische Aktivität.
Das stabile, aus L. brevis erhältliche Enzym konnte bis zur Homogenität gereinigt wer
den. Entsprechende Daten zur Proteinsequenz wurden mit dem gereinigten Enzym er
mittelt. Ein Sequenz-Vergleich der N-terminalen Aminosäuren zeigt, daß zwar größere
Übereinstimmungen zwischen dem erfindungsgemäßen stabilen Enzym und ADHs
anderen mikrobiellen Ursprungs vorliegen, einige Aminosäuren jedoch ausgetauscht
sind.
Die nachfolgend aufgeführte biochemische Charakterisierung zeigt weitere Unterschiede
des erfindungsgemäßen Enzyms gegenüber entsprechend vorbekannten Enzymen, z. B.
bezüglich der relativen Aktivitäten gegenüber Ketonen. Die maximale Stabilität der er
findungsgemäßen ADH liegt beispielsweise bei einem pH-Wert von ca. 9,0. Eine gute
Stabilität weist das Enzym darüber hinaus bei ca. pH 5,5 auf. Dies gilt beispielsweise in
einem 50 mM MES-Puffer (MES = 2-Morpholinoethansulfonsäure). Im selben Puffer
system zeigt das erfindungsgemäße Enzym nach ca. 30 Minuten bei einer Temperatur
zwischen 25°C bis 60°C noch eine Restaktivität von über 95%. Ein Stabilitätsmaximum
weist das Enzym bei ca. 40°C auf. Ferner besitzt das Enzym ein Aktivitätsmaximum bei
ca. 50°C.
Das erfindungsgemaße Enzym unterscheidet sich zudem auf Aminosäuresequenzebene
von vorbekannten ADH-Enzymen. Beispielsweise weist das N-terminale Ende fünf
Aminosäureaustausche auf einer Gesamtlänge von 38 Aminosäuren (AS) auf, was einen
AS-Unterschied von über 12% bedeutet. Sämtliche Vergleiche zeigen somit, daß es vor
teilhaft ist, für entsprechende Anwendungen die erfindungsgemäße Alkohol-Dehydrogenase,
insbesondere die aus Lactobacillus brevis zu verwenden.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung betrifft die Gewinnung des erfindungsgemäßen
Enzyms aus geeigneten Mikroorganismen. Gute Enzymausbeuten wurden mit einem
Stamm von Lactobacillus brevis erzielt, der unter der Nummer DSM 20054 am
06.06.1972 bei der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen,
Braunschweig, hinterlegt wurde und frei zugänglich ist.
Das Verfahren zur Gewinnung bzw. Reinigung des ADH-Enzyms läuft im wesentlichen
über folgende Verfahrensschritte: Aufschluß der kultivierten Zellen, beispielsweise me
chanisch durch Glasperlen, Durchführung einer hydrophoben Chromatographie bzw. In
teraktionschromatographie und anschließender Anionenaustausch- sowie Affinitätschro
matographie. Es hat sich insbesondere als vorteilhaft erwiesen, wenn sämtliche Homo
genisation- bzw. Elutionspuffer ca. 0,5 bis 5 mM Magnesium enthalten. Als besonders
vorteilhaft hat sich hierbei eine Mg2+-Konzentration von ca. 1 mM erwiesen. Auf diese
Weise wird das Enzym mit einer spezifischen Aktivität von mindestens 400 U/mg, in
vielen Fällen bis zu 500 U/mg gewonnen.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur enantioselektiven Reduktion
von organischen Ketoverbindungen gemäß der allgemeinen Formel (I)
wobei R¹ und R², verschieden oder identisch, Wasserstoff, zusammen oder jeweils, ein
geradkettiger oder verzweigter Alkyl- oder Alkenylrest, ein Aryl- oder Arylenylrest, je
weils aus 1 bis 20 C-Atomen bestehend, die durch ein oder mehrere Halogenatome, Ni
tro-, Hydroxyl- oder Alkoxyreste, wobei die Alkoxyreste 1 bis 20 C-Atome aufweisen,
eine gegebenenfalls substituierte Stickstoff-, Sauerstoff- oder Schwefelheterocyclen sub
stituiert sind, oder ein gegebenenfalls substituierter polykondensierter gesättigter und/
oder ungesättigter aromatischer Rest sein können, welches dadurch gekennzeichnet ist,
daß man eine Ketoverbindung bzw. ein entsprechendes Gemisch mit einer erfindungsge
mäßen mikrobiellen Alkohol-Dehydrogenase behandelt. Hierbei kann sowohl das erfin
dungsgemäße Enzym als solches, als auch eine Kultur von Mikroorganismen, welche
dieses Enzym produzieren, bzw. das Enzym enthaltene Zellen verwendet werden. Die
Reaktion erfolgt vorzugsweise in einem wäßrigen Puffer, z. B. Kaliumphosphat-,
Tris/HCl- oder Triethanolamin (TEA)-Puffer in Gegenwart von Magnesiumionen, bei
einem pH-Wert von 5 bis 10, vorzugsweise pH 6 bis 9, und einer Temperatur von 10° bis
70°C, vorzugsweise von 30° bis 60°C. Ferner sind in dem Reaktionsansatz ein entspre
chendes Coenzym, wie z. B. NAD(P)H sowie ein zur Regenerierung von oxidiertem Co
enzym geeignetes Mittel, wie beispielsweise Isopropanol vorhanden. Wenn ein ausrei
chender Umsatz, wie vorzugsweise ein 50%iger Umsatz erreicht ist, wird die Reaktion
abgebrochen, vorzugsweise durch direkt anschließende Extraktion, wie beispielsweise in
Chloroform. Die Reaktion kann jedoch auch durch Erniedrigung des pH-Wertes, durch
Erhitzen oder Zugabe eines geeigneten Enzyminhibitors abgebrochen werden. Anschlie
ßend daran wird die erhaltene enantiomerenreine R-Hydroxyverbindung mit einem mit
Wasser nicht mischbaren organischen Lösungsmittel extrahiert und gemäß bekannten
Verfahren durch Chromatographie oder Destillation von nicht umgesetzter Ketoverbin
dung bzw. anderen Ausgangsverbindungen bzw. Komponenten abgetrennt. Die Enan
tiomerenreinheit wird zweckmäßigerweise über GC und/oder HPLC an einem chiralen
Säulenmaterial oder über ein Polarimeter bestimmt. Insbesondere hat sich das erfin
dungsgemäße Verfahren zur Reduktion von Ketonen, Ketoestern wie α-, β- oder γ-Ketoestern,
bzw. cyclischen Aryl- und Alkylestern, bevorzugt von solchen mit durch bei
spielsweise Halogen- bzw. Alkyl- substituierten Resten, als geeignet erwiesen. Beson
ders gute Ergebnisse konnten bei Acetophenonderivaten, Methylcyclohexanonen, be
stimmten Diketonen, wie 2,4-Pentandion, verschiedenen Acetessigsäureestern sowie
Alkylestern, wie beispielsweise Ethylpyruvat erzielt werden.
Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Verfahren zur Herstellung einer enantiose
lektiven Hydroxyverbindung gemäß der allgemeinen Formel (II)
wobei R¹ und R² jeweils die oben angegebenen Bedeutungen haben, welches dadurch
gekennzeichnet ist, daß man ein racemisches Gemisch einer organischen Hydroxyverbin
dung mit einer erfindungsgemäßen mikrobiellen Alkohol-Dehydrogenase bzw. die ADH
enthaltene Zellen in einem wäßrigen Puffer bei einem pH-Wert von 5 bis 10, vorzugs
weise pH 6 bis 9 und einer Temperatur von 10° bis 70°C, vorzugsweise von 30° bis
60°C, behandelt und anschließend die erhaltene enantiomerenreine S-Hydroxyverbin
dung isoliert. Ansonsten gelten die oben genannten bzw. dem Fachmann für entspre
chende Reaktionen bekannten Bedingungen.
Die erfindungsgemäße ADH kann für die beschriebenen Reaktionen entweder vollstän
dig oder teilweise gereinigt bzw. in Zellen enthaltend eingesetzt werden. Die Zellen kön
nen dabei nativ, permeabilisiert oder lysiert vorliegen.
Die Erfindung wird in nachfolgenden Beispielen näher erläutert:
Die Gattung Lactobacillus wird aufgrund von physiologischen Merkmalen taxonomisch
in drei Untergruppen aufgeteilt: Thermobacterium, Streptobacterium und Betabacterium,
letztere noch einmal in die beiden Untergruppen A und B. Mit einem Antikörper gegen
die Alkohol-Dehydrogenase aus Lactobacillus kefir wurden Typstämme aller Untergrup
pen getestet, ob sie eine Reaktion gegen den Antikörper zeigen. Überraschenderweise
zeigten alle getesteten Stämme der Untergruppe A von Betabacterium Reaktivität, alle
anderen Stämme waren dagegen inaktiv. Rohextrakte der Stämme der Untergruppe A
von Betabacterium wurden daraufhin im Enzymtest getestet, inwieweit auch enzyma
tische Aktivität vorliegt. Die Ergebnisse sind in Tabelle 1 zusammengefaßt. Diese zeigt,
daß unter den gegebenen Anzucht- und Testbedingungen mehrere Stämme dieser Unter
gruppe keine oder nur schwache Enzymaktivität zeigen, obwohl der Antikörpertest posi
tiv ausfiel. Auffallend war allerdings eine besonders hohe Enzymaktivität an ADH in
Proben von Lactobacillus brevis.
Zur Enzymgewinnung wurde Lactobacillus brevis in folgendem Medium angezogen
(Angaben g/L):
Glucose (20), Hefeextrakt (5), Trypton (10), Fleischextrakt (5), Di-Ammoniumhydro gencitrat (2), Natriumacetat (5), Magnesiumsulfat (0.1), Mangansulfat (0.05), Di-Ka liumhydrogenphosphat (2).
Glucose (20), Hefeextrakt (5), Trypton (10), Fleischextrakt (5), Di-Ammoniumhydro gencitrat (2), Natriumacetat (5), Magnesiumsulfat (0.1), Mangansulfat (0.05), Di-Ka liumhydrogenphosphat (2).
Die Lösung wurde auf 1 L aufgefüllt und der pH-Wert auf 6.5 eingestellt, anschließend
wurde das Medium bei 121°C (2 bar) für 10 min sterilisiert. Der Stamm wird ohne wei
tere Sauerstoffzufuhr oder pH-Regulierung bei 30°C kultiviert.
Im 10 L Maßstab wurde das Medium im Fermenter nach Sterilisation und Temperierung
auf 30°C mit einer 4%igen Vorkultur (OD₆₆₀ 0.35) beimpft. Für diesen Ansatz wurde bei
spielhaft der Verlauf des Zellwachstums und der Enzymaktivität über die Zeit bestimmt,
indem zu bestimmten Zeitpunkten Proben entnommen wurden, die dann auf OD₆₆₀,
Frischgewicht und Enzymaktivität nach Aufschluß der Zellen untersucht wurden. In
Abb. 1 ist ein solcher Verlauf dargestellt, die Aktivität der Alkohol-Dehydrogenase aus
L. brevis zeigt nach Erreichen der stationären Phase des Wachstums den maximalen
Aktivitätswert, der nur für 1.5 h gehalten wird.
Im 220 L Maßstab wurde der Organismus unter den gleichen Bedingungen kultiviert,
nach 13 h bei einem pH-Wert von 5.3 und einer OD₆₆₀ von 2,2 wurden nach Zentrifuga
tion 700 g Zellmasse gewonnen. Die Zellmasse kann bei -20°C gelagert werden, ohne
daß über mehrere Monate ein Aktivitätsverlust meßbar ist. Fig. 1 zeigt das Wachstum
(dargestellt als optische Dichte) und die Enzymbildung (U/G Zellen und U/mg Protein)
in Abhängigkeit von der Fermentationszeit.
Die Enzymfreisetzung aus den Zellen wurde durch Naßvermahlung mit Hilfe von Glas
perlen (0.3 mm) erreicht, kann aber auch durch jede andere Methode zum Aufschluß von
Bakterienzellen erzielt werden. Die Bakterienmasse wird mit 0.1 M Acetatpuffer pH 4.0
+ 1 mM MgCl₂ unter Zusatz von Antischaummittel (Polypropylenglycol) zu einer
40%igen Suspension verdünnt. Diese wurde unter Zugabe von Glasperlen im Verhältnis
von 1 : 2 im Disintegrator (Fa. IMA) bei 4000 rpm einem 20minütigen Aufschluß bei
ständiger Kühlung unterzogen. 8 g Bakterien ergaben 10 ml Rohextrakt mit einer Volu
menaktivität von 40 U/ml und einem Proteingehalt von ca. 3 mg/ml. Der Enzymtest ent
hält 970 µl Triethanolaminpuffer (100 mM; pH 7.0; mit 11 mM Acetophenon), 20 µl
NADPH (Endkonzentration 0.19 mM) und Enzymlösung.
Definition der Enzymeinheiten: 1 U entspricht der Enzymmenge, die benötigt wird, um 1
µmol Substrat (Acetophenon) pro 1 min umzusetzen.
Das Enzym kann über hydrophobe Interaktions-Chromatographie mit nachfolgenden
Anionenaustauschchromatographie und Affinitätschromatographie bis zur Homogenität
gereinigt werden. Dabei empfiehlt sich ein Zusatz von Mg2+-Ionen von ca. 1 mM zu
allen Puffern. Bei Entzug dieser Ionen kann das Enzym irreversibel geschädigt werden.
5 ml eines Rohextrakts (entsprechend Beispiel 2 B) werden über kleine Gelfiltrations
säulen (PD10, Pharmacia) in 50 mM Triethanolaminpuffer pH 7.0 mit 1 mM MgCl₂ und
0.6 M (NH₄)₂SO₄ umgepuffert und auf eine Phenyl-Sepharose CL-6B (Fa. Pharmacia,
Freiburg, Deutschland) aufgetragen. Die Säule ist mit 50 mM Triethanolaminpuffer pH
7.0, 1 mM MgCl₂ und 0.6 M (NH₄)₂SO₄ äquilibriert worden. Nach Auftrag und Spülen
der Säule mit dem Äquilibrierungspuffer wird das Enzym mit einem fallenden linearen
Salzgradienten (6 bis 0 M (NH₄)₂SO₄, Fluß 1 ml/min) bei 0.36 M (NH₄)₂SO₄ eluiert. Die
aktiven Fraktionen werden zusammengefaßt und auf eine Konzentration von 1.2 M
(NH₄)₂SO₄ gebracht. Diese Proteinlösung wird auf eine Octyl-Sepharosesäule aufge
tragen, die mit 50 mM Triethanolaminpuffer pH 7.0, 1 mM MgCl₂ und 1.2 M (NH₄)₂SO₄
äquilibriert wurde. Nach Auftrag der Proteinlösung und anschließendem Spülen der
Säule wird das Enzym mit einem fallenden linearen Salzgradienten (1.2 bis 0 M
(NH₄)₂SO₄, Fluß 1 ml/min) bei 1.0 M (NH₄)₂SO₄ eluiert. Die erzielte Anreicherung ist in
Tabelle 2 zusammengefaßt.
Die Fraktionen mit der höchsten Aktivität der letzten oben verwendeten Säule werden
über Gelfiltrationssäulen (PD10, Pharmacia) in 50 mM Tris/HCl-Puffer pH 9.0 mit 1
mM MgCl₂ umgepuffert und auf eine ebenso äquilibrierte Mono Q-Säule (Fluß
1 ml/min; Druck 1.5 MPA; FPLC-Chromatographiesystem; Fa. Pharmacia, Freiburg,
Deutschland) aufgetragen. Nach erfolgtem Spülen der Säule wird die Alkohol-Dehydrogenase
mit einem linearen Salzgradienten von 0 bis 0.6 M NaCl eluiert, wobei das En
zym bei 0.36 M NaCl erscheint.
Die aktiven Fraktionen werden über Gelfiltrationssäulen (PD10, Fa. Pharmacia), die mit
50 mM Morpholinethansulfonsäurepuffer pH 5.5 und 1 mM MgCl₂ äquilibriert wurden,
umgepuffert und auf eine ebenso äquilibrierte 2′,5′-AMP-Sepharosesäule (Fa. Pharmacia)
aufgetragen. Anschließend wird mit 100 mM NaCl, gelöst im gleichen Puffer, gespült.
Anschließend erfolgt die Elution mit einem linearen NADP-Gradienten von 0 bis 10 mM
NADP. Die Dehydrogenase eluiert bei 3.33 mM NADP. Die Chromatographie wurde mit
einer Flußrate von 0.25 ml/min durchgeführt. Die komplette Reinigung des Enzyms ist in
Tabelle 2 zusammengefaßt.
Lactobacillus kefir besitzt eine intrazelluläre NADP-abhängige Alkohol-Dehydrogenase
(DE 40 14 573 C1), die in einigen biochemischen Eigenschaften (Produktion von R-Alkoholen,
Coenzym-Spezifität) der Alkohol-Dehydrogenase aus Lactobacillus brevis
ähnelt. Um die Unterschiede beider Enzyme deutlich zu machen und die Vorzüge des
Enzyms aus L. brevis aufzuzeigen, wurde die Alkohol-Dehydrogenase aus L. kefir ana
log zum L. brevis-Enzym bis zur Homogenität gereinigt und im Verlauf der Charakteri
sierung des L. brevis-Enzyms mitunter vergleichend geprüft (z. B. Temperaturstabilität,
N-terminale Aminosäure-Sequenz). Anzucht von Lactobacillus kefir, die Enzymiso
lierung und Reinigung bis zum homogenen Enzym wurden wie in Beispiel 2A)-2C) für
L. brevis beschrieben durchgeführt. Tabelle 3 faßt die Reinigung des L. kefir-Enzyms zu
sammen.
Die Abhängigkeit der Aktivität des Enzyms bei Lagerung in Puffern mit verschiedenen
pH-Werten wurde im Bereich von pH 4 bis 11 untersucht. Es wurden je nach Pufferka
pazität verschiedene Puffer im pH-Bereich von 4 bis 11 angesetzt und das homogene
Enzym darin für 30 min inkubiert. Davon wurde 1 µl entnommen und zu dem normalen
Testansatz von 970 µl Triethanolaminpuffer (100 mM; pH 7.0 mit 11 mM Acetophenon)
und 20 µl NADPH (Endkonzentration 0.19 mM) hinzugegeben. Die Reaktion wurde
über 1 min bei 30°C und 340 nm verfolgt. Dabei zeigten sich 2 Maxima der pH-Stabilität,
ein kleineres bei pH 5.5 und ein großes bei pH 9.0. Die Stabilität ist in Tabelle 3 dar
gestellt.
In analoger Weise wie unter A. beschrieben wurde die Temperaturstabilität für den Be
reich von 25 bis 70°C bestimmt. Die homogene Enzymlösung wurde für 30 min den je
weiligen Temperaturen ausgesetzt und anschließend direkt bei 30°C mit dem obigen
Testansatz gemessen. Die Alkoholdehydrogenase ist in dem Temperaturbereich zwischen
25 und 60°C für den angegebenen Zeitraum stabil (s. Tabelle 5), sie zeigt ein Maximum
bei 40°C. Demgegenüber ist die ADH aus L. kefir nur bis 40°C stabil mit einem Maxi
mum bei 37°C, danach sinkt die Aktivität rapide ab. Das Maximum dieses Enzym liegt
bei 37°C.
Zur Bestimmung der optimalen Testtemperatur wurde die Enzymaktivität zwischen 25
und 70°C gemessen. Der Testansatz entsprach den Standardkonzentrationen an Aceto
phenon und NADPH und wurde jeweils 5 min bei den angegebenen Temperaturen inku
biert. Das Enzym hat seine optimale Testtemperatur bei 50°C, wie aus der Tabelle 6 er
sichtlich wird. Die Alkohol-Dehydrogenase aus L. kefir hat dagegen ein Optimum von
37°C und bei höheren Testtemperaturen als 45°C sinkt die Aktivität rapide ab (Tabelle
5).
Es wurden anstelle von Acetophenon eine Reihe von anderen Ketonen und Ketoestern
und getestet, ob diese enzymkatalysiert reduziert werden können.
Folgender Testansatz wurde dafür verwendet:
970 µl Triethanolaminpuffer (50 mM; pH 7.0, mit 10 mM Ketoverbindung)
20 µl NADPH (0.19 mM im Test)
10 µl gereinigtes Enzym (s. Beispiel 2, nach Affinitätschromatographie, 1 : 10 verdünnt).
970 µl Triethanolaminpuffer (50 mM; pH 7.0, mit 10 mM Ketoverbindung)
20 µl NADPH (0.19 mM im Test)
10 µl gereinigtes Enzym (s. Beispiel 2, nach Affinitätschromatographie, 1 : 10 verdünnt).
Teilweise wurden die Ketone auch in einer Konzentration von 1 mM getestet, um eine
mögliche Substrathemmung bei 10 mM zu verifizieren. Es stellte sich jedoch heraus, daß
eine solche Überschuß-Inhibierung bei einer Keton-Konzentration von 10 mM nicht auf
trat. Die für die entsprechenden Substrate erhaltenen Aktivitäten sind in Tabelle 7
wiedergegeben.
Für Substrate wie p-Cl-Acetophenon, Methyl-1-naphtylketon und Methylcyclohexanon
kann aufgrund von Literaturangaben ein direkter Vergleich zwischen der Alkohol-Dehydrogenase
aus L. kefir und der aus L. brevis gezogen werden (Hummel, W. Appl. Micro
biol. Biotechnol. (1990), 34, 15-19). Dieser Vergleich zeigt, daß die erfindungsgemäße
ADH die genannten Verbindungen mit höherer Aktivität umsetzt; die Aktivitäten liegen
ca. um 50 bis 100% höher als die für ADH aus L. kefir.
Gereinigte Alkohol-Dehydrogenase aus Lactobacillus brevis wurde auf eine Gelfiltra
tionssäule Superdex G-200 (Fa. Pharmacia, Freiburg) aufgetragen. Das Molekularge
wicht wurde gemäß einer Eichgerade, die mit Proteinen bekannten Molekulargewichts
erhalten wurde, bestimmt. Der Puffer bei der Gelfiltration hatte den für die Reinigung
üblichen pH-Wert von 7.0 (100 mM TEA, pH 7.0, 0.2 M NaCl, 1 mM MgCl₂). Unter
diesen Bedingungen wurde für die L. brevis-ADH ein Molekulargewicht von ca. 104 kD
bestimmt, was dem der L. kefir-ADH entspricht.
Die N-terminale Sequenz wurde mit einem Pulsed Liquid Sequencer Model 477A mit
on-line HPLC Model 120A der Firma Applied Biosystems/U.S.A. bestimmt und mit der
N-terminalen Sequenz der Alkohol-Dehydrogenase aus L. kefir verglichen.
S-N-R-L-D-G-K-V-A-I-V-T-G-G-T-L-G-I-G-L-A-I-A-T-K-F-V-E-E-G-A-K-V-M--I-T-
T-R (SEQ. ID NO: 1).
Im Vergleich zur Sequenz aus L. kefir wurden bei den ersten 38 Aminosäuren (AS) fol
gende fünf Aminosäureaustausche verzeichnet:
Pos. 1 von Thr nach Ser (kein Unterschied im chemischen Verhalten der AS);
Pos. 2 von Asp nach Asn (saure, geladene AS wird gegen ungeladene ausgetauscht);
Pos. 5 von Lys nach Asp (basische wird gegen saure AS ausgetauscht);
Pos. 24 von Asp nach Thr (saure gegen hydrophile AS ausgetauscht);
Pos. 34 von Val nach Met (hydrophobe gegen schwefelhaltige AS ausgetauscht).
Pos. 1 von Thr nach Ser (kein Unterschied im chemischen Verhalten der AS);
Pos. 2 von Asp nach Asn (saure, geladene AS wird gegen ungeladene ausgetauscht);
Pos. 5 von Lys nach Asp (basische wird gegen saure AS ausgetauscht);
Pos. 24 von Asp nach Thr (saure gegen hydrophile AS ausgetauscht);
Pos. 34 von Val nach Met (hydrophobe gegen schwefelhaltige AS ausgetauscht).
In vier von fünf Fällen liegen solche Aminosäureaustausche vor, die entgegengesetzte
Polaritätseigenschaften an diesen Positionen im Enzym hervorrufen.
Homogene Alkohol-Dehydrogenase aus Lactobacillus brevis wurde einer Spaltung mit
Endoproteinase Lys-C Protease (Boehringer Mannheim, 476 986) unterworfen. Dafür
mußte das Protein vorher denaturiert und carboxymetyliert werden. Die ADH-Probe
wurde direkt in 60 µl Guanidinium-Puffer pH 8.5 aufgenommen [2 mg/ml] und bei RT
30 min inkubiert. Nach Ablauf der Inkubation wurde 1/10 Volumen einer 111 mM DTT-Lösung
hinzugegeben und erneut für 30 min bei 37°C inkubiert. Zuletzt wurde 1/10
Volumen einer 360 mM Iodessigsäurelösung hinzugegeben und die Probe für 30 min im
Dunkeln bei 37°C inkubiert. Die Reaktion wurde mit β-Mercaptoethanol abgestoppt.
Nach Umpuffern auf einen Harnstoff-haltigen (2 M) Puffer wurde 1% (Endkonzentra
tion) Triton X-100 (reduziert) und 4.6 µg Lys-C Protease (1/25 der Proteinmenge [w/w])
hinzugegeben und über Nacht bei 37°C inkubiert. Nach Ablauf der Zeit (mind. 16-18 h)
wurde die Reaktion durch Zugabe von 1/10 Volumen 10% TFA abgestoppt. Von dem
Ansatz wurden dreimal je 2 × 150 µl und schließlich 1 × 100 µl in die HPLC eingespritzt.
Jeder proteinhaltige Peak wurde getrennt gesammelt und nach Vergleich der einzelnen
Laufe gleiche Peaks zusammengenommen und in einer Vakuum-Zentrifuge eingeengt.
Diese Proben (insgesamt 18) wurden dann direkt zum Sequenzieren verwendet.
Sequenzdaten (aufgeführt sind lediglich die wichtigsten Daten von Fraktionen mit
eindeutiger, vollständiger Sequenzinformation):
Das Protein in Peakfraktion Nummer 3 hat folgende Sequenz V-M-I-T-G-R-H-S-D-V-G- E-K (SEQ. ID NO: 2) und knüpfte damit direkt an das N-terminale Ende an.
Das Protein in Peakfraktion Nummer 3 hat folgende Sequenz V-M-I-T-G-R-H-S-D-V-G- E-K (SEQ. ID NO: 2) und knüpfte damit direkt an das N-terminale Ende an.
Die Sequenzen der Proteinfraktionen Nummer 5 (D-Y-D-V-R-V-N-T-V-H-P-G-Y-I-K,
(SEQ. ID NO: 3)) und Nummer 6 konnten ebenfalls bestimmt werden.
Bei letzterer, F-A-T-G-S-E-F-V-V-D-G-G-Y-T-A-Q (SEQ. ID NO: 4), handelt es sich um
das C-terminale Ende des Monomers der ADH aus Laktobacillus brevis.
Die Sequenzen der restlichen 12 Fraktionen sind hier nicht angeführt. Sämtliche
Teilsequenzen konnten jedoch durch entsprechende Klonierungsexperimente bestätigt
werden.
Zellen von Lactobacillus brevis wurden mit 50 ml high TE-Puffer (25 mM Tris, 10 mM
EDTA pH 8.0) gewaschen und bei 6000 rpm zentrifugiert. Das Pellet wurde in 10 ml TE
(25 mM Tris, 10 mM EDTA pH 8.0) resuspendiert und unter Zugabe von 100 µl Lyso
zym (100 mg/ml) für 1.5 h bei 37°C inkubiert. Anschließend wurde über Nacht bei 50°C
unter Zugabe von 340 µl 30% Natriumlaurylsarcosin, 100 µl Qiagen Protease (Qiagen,
Hilden; 20 mg/ml) und 25 µl RNAse A (40 mg/ml) zu den lysierten Zellen das Zellpro
tein denaturiert und die RNA abgebaut. Im nächsten Schritt wurde aus dem Zellysat die
DNA durch Phenolfällungen vom restlichen Zellinhalt abgetrennt. (Dazu wurde immer
im Volumenverhältnis 1 : 1 zuerst reines Phenol (mit TE abgesättigt), dann Phenol/IAA/
CHCl₃ (25 : 24 : 1) (IAA = Isoamylalkohol) und zuletzt IAA/CHCl₃ (24 : 1) auf die wäßrige
Phase gegeben.) Die bereinigten, wäßrigen Phasen wurden durch sanftes Schwenken ca. 5
min lang vermischt und dann durch Zentrifugation bei 20000 rpm getrennt. Die letzte
wäßrige Oberphase wurde mit 0.0625 Volumen 8 M LiCl vermischt und dann mit zwei
Volumenteilen kaltem Ethanol (100%) vorsichtig überschichtet. Die an der Grenzschicht
ausfallende, genomische DNA wurde auf eine Pasteurpipette aufgewickelt und zweimal
mit kaltem, 70%igem Ethanol gewaschen. Nach Trocknung in der Vakuumzentrifuge
wurde die DNA in 2 ml TE (10 mM Tris, 1 mM EDTA) pH 8.0 aufgenommen. Zur
Überprüfung des Reinheitsgrades der isolierten DNA wurde die Lösung 1 : 50 verdünnt
und der Quotient 260 : 280 nm photometrisch als 2,0 bestimmt. Damit konnten Protein
verunreinigungen ausgeschlossen werden. Die Konzentration der DNA wurde aus dem
Gel mit 70 ng/µl bestimmt, aus 3 g Zellen wurden 140 µg genomische DNA isoliert.
Aufgrund enzymatischer Peptidspaltungen (s. Beispiel 4) konnten das N-terminale und
C-terminale Ende der Proteinsequenz der ADH aus L. brevis bestimmt werden. Mit Hilfe
dieser Informationen wurden Primer für die PCR synthetisiert. Dabei wurden bekannte
Präferenzen für bestimmte Codons in Laktobacillen berücksichtigt. Vor jeden 5′primer
wurde das Codon ATG (Met) als Startcodon vorgesetzt, was der Proteinsequenz fehlt,
und hinter jeden 3′primer wurden 2 Stopcodons als Zeichen für die Beendigung der PCR
gesetzt. Die Primerkonstrukte sind im folgenden aufgelistet (In Klammern sind die
variablen Nucleinsäuren aufgeführt, die alternativ zu der vor der Klammer stehenden
Nukleinsäure eingebaut wurden, so daß der tatsächlich eingesetzte Primer ein Gemisch
aus den sich ergebenden Kombinationen ist):
5′primer 5′LB:
5′ATG-TCA-AAC-CGT-TTA(G)-GAT-GGT(C)-AAG-GTT(A)-GCT(A)-ATT(C)-3
(SEQ. ID NO: 5)
5′ATG-TCA-AAC-CGT-TTA(G)-GAT-GGT(C)-AAG-GTT(A)-GCT(A)-ATT(C)-3
(SEQ. ID NO: 5)
3′primer 3′LB:
5′CTA-CTA-TTG-A(T)GC-AGT-GTA-A(G)CC-A(G)CC-ATC-A(T)AC-A(T)AC- GAA-3′
(SEQ. ID NO: 6).
5′CTA-CTA-TTG-A(T)GC-AGT-GTA-A(G)CC-A(G)CC-ATC-A(T)AC-A(T)AC- GAA-3′
(SEQ. ID NO: 6).
Die synthetisierten Primer wurden mit kaltem NH₃ von den Säulen eluiert. Diese NH₃-Lösung
wurde für 1 h bei 70°C inkubiert und anschließend mit 1 ml Butanol ausge
schüttelt. Die Proben wurden bei 14000 rpm 2 min abzentrifugiert und der entstandene
Überstand abdekantiert. Die Proben wurden zum Trocknen 5 min in die Vakuum-Zentrifuge
gestellt und das Pellet in 500 µl H₂O aufgenommen. Die Primer wurden in einer
Konzentration von 100 pmol/µl eingesetzt.
Im folgenden wurde die Templatekonzentration (genom. DNA) variiert, alle anderen
Parameter wurden konstant gehalten. Als Annealingtemperatur wurde 52°C gewählt.
Die jeweiligen Ansätze hatten ein Volumen von 100 µl, die molaren Angaben sind als
Endkonzentrationen zu verstehen, das Template und die Taq DNA-Polymerase (Boeh
ringer Mannheim) wurden in der in Tab. 8 aufgeführten Menge dem Gesamtansatz zu
gegeben. Der Puffer (PCR reaction buffer; Boehringer Mannheim) lag in 10facher Kon
zentration vor. Die PCR wurde mit 25 Cyclen über Nacht angesetzt. Es wurde ein PCR
Gerät von Perkin Elmer mit beheizbarem Deckel verwendet.
Für die Analytik wurden 10% des Ansatzes (Volumenanteil) auf ein 1%iges Agarosegel
aufgetragen und bei konstant 100 V elektrophoretisch aufgetrennt. Die PCR zeigt eine
deutliche Amplifikation eines DNAstücks von a 750 bp. Das Signal liegt zwischen den
Markerbanden von 697 bp und 925 bp, wobei es näher an 697 bp reicht. Bei einem durch
SDS-PAGE ermittelten Molekulargewichts des Monomers der ADH von 27 kD (245
AS) findet sich hier eine gute Übereinstimmung von Aminosäurelänge des ADH-Proteins
und der Basenpaarlänge für das gesuchte Gen. In einem Restriktionsverdau mit den
Enzymen Eco R¹ und Hind III (4 µl PCR-Fragment, 2 µl Puffer B (Boehringer), 1 µl Eco
R1 bzw. Hind III), 13 µl H₂O; Inkubation für 1 Std. bei 37°C; Analytik mittels Agarose
gel) konnte nachgewiesen werden, das das amplifizierte Gen-Fragment keine Restrik
tionsschnittstellen besitzt.
Zu 100 µl PCR-Lösung wurden 500 µl Puffer PB pipettiert und direkt auf eine Quia
quick® Säule (ohne Äquilibrierung) aufgetragen. Die DNA wurde durch Zentrifugation
(1 min, 14000 rpm) an die Säule gebunden, der Durchlauf wurde verworfen. Die Säule
wurde mit 750 µl Puffer PE durch Zentrifugation (1 min, 14000 rpm) gewaschen und der
Durchlauf verworfen. Die Säule wurde erneut kurz abzentrifugiert, um Reste des in dem
Puffer PE enthaltenen Ethanols zu entfernen. Anschließend wurde die Säule unter Zu
gabe von 50 µl 2 mM Tris/HCl pH 8.0 durch Zentrifugation (1 min, 14000 rpm) eluiert.
Von diesem Eluat wurde zur Kontrolle je 1 µl auf ein analytisches 0.8%iges Agarosegel
aufgetragen und unter 60 V konstant elektrophoretisch aufgetrennt. Die Konzentrations
bestimmung ergab 70 ng/µl für PCR3/1 und 90 ng/µl für PCR3/2. PCR3/2 wurde weiter
verarbeitet, PCR3/1 wurde bei -20°C aufbewahrt. PCR3/2 wurde auf 16 Nil in der Speed
vac eingeengt und direkt für die Blunting/kinasing Reaktion des sureclone kits eingesetzt
(16 µl PCR, 1 µl Klenow Fragment, 2 µl 10× Puffer, 1 µl Polynucleotidkinase; 30 min
bei 37°C inkubieren). Das Reaktionsgemisch wurde direkt auf ein präparatives 0.8%
Agarosegel (2 h, 80 V konstant) aufgetragen. Die bei 750 bp sichtbare Bande wurde aus
dem Gel ausgeschnitten und über Jetsorb® (Genomed, Bad Oeynhausen) aus dem Gel
isoliert. Die Plasmid DNA wurde aus dem Jetsorbmaterial mit 50 µl 2 mM Tris/HCl pH
8.0 eluiert. Diese Lösung wurde mit Hilfe einer Vakuumzentrifuge auf 9 µl eingeengt.
Davon wurde 1 µl für ein analytisches Agarosegel verwendet.
Aus der Konzentration des PCR Fragments im Gel (150 ng/µl) ergibt sich eine Gesamt
konzentration an DNA von 1.2 µg. Diese Probe wurde in den Ligaseansatz des sureclone
kits eingesetzt.
Pro 100 mg Gelmaterial wurden 300 µl Puffer A1 und 10 µl der Jetsorbsuspension ver
mischt und bei 50°C für 15 min inkubiert. Dabei wurde von Zeit zu Zeit die Lösung neu
gemischt, um eine komplette Bindung an das Jetsorbmaterial zu gewährleisten. Anschlie
ßend wurde die Suspension 30 sec bei 11000 rpm abzentrifugiert, der Überstand verwor
fen, das Pellet in 300 µl Puffer A2 resuspendiert und erneut bei 11000 rpm abzentrifu
giert. Dieser Schritt wurde komplett wiederholt und anschließend der Überstand sauber
abpipettiert und das Pellet bei 50°C 5 min getrocknet. Dann wurde das Pellet in 30 µl 2
mM Tris/HCl ph 8.0 resuspendiert und 5 min bei 50°C inkubiert. Nach erfolgter Zentri
fugation (11000 rpm, 30 sec) wurde der Überstand gesammelt und das Pellet erneut in 20
µl 2 mM Tris/HCl pH 8.0 resuspendiert und wie oben weiter behandelt. Die resultieren
den Überstände wurden vereinigt und in der Speed vac auf 18 µl eingeengt. Davon wurde
1 µl auf eine analytisches Agarosegel aufgetragen. Die Konzentrationsbestimmung über
dieses Gel ergab eine DNA Konzentration von 10 ng/µl, also eine Gesamtkonzentration
von 160 ng.
Eingesetzt wurden 7 µl PCR (1 µg), 1 µl pUC18 Vektor (50 ng), 1 µl DTT, 10 µl zwei
fachen Ligasepuffer, 1 µl Ligase. Von diesem Ansatz wurden 3 µl entnommen und in
einem neuen Ligaseansatz eingesetzt, um die PCR-Fragmentkonzentration zu erniedri
gen. Ein zweiter Ansatz entspricht bis auf die PCR-DNA Konzentration (157 ng, d. h. ein
Verhältnis von 1 : 3 Vektor : PCR) in der Zusammensetzung dem ersten Ansatz (Verhäl
tnis von 1 : 20 Vektor : PCR). Beide Ansätze wurden für 1,5 h bei 16°C inkubiert und an
schließend je 100 µl kompetente Zellen (Escherichia coli XL 1 Blue) damit transfor
miert. Von Ligaseansatz 1 wurden 1 µl und von Ligaseansatz 2 wurden 4 µl zu den
kompetenten Zellen pipettiert. Von der Zellsuspension wurden je 300 µl auf LBamp-
Agarplatten ausplattiert (LB=Caseinpepton/Hefeextrakt; pH 7,5).
Gewachsene Kolonien wurden abgeimpft und in 4 ml Flüssigkultur (LBamp-Medium)
über Nacht bei 37°C kultiviert. Von dieser Zellsuspension wurden je 2 ml zur Plasmid
präparation (entsprechend dem Qiagen miniprep Protokoll (Qiagen, Hilden); s. u.) ein
gesetzt. Die Plasmid DNA wurde aus der zellfreien Lösung direkt mit 0,7 Volumenteilen
Isopropanol gefällt, mit 70% kalten Ethanol gewaschen, in der Vakuumzentrifuge ge
trocknet und in 10 µl 2 mM Tris/HCl-Puffer (pH 8.0) aufgenommen. Von dieser Plas
midpreparation wurde ein Restriktionsverdau mit Eco R1 und Hind III angesetzt (1 U/µl
Enzym, 6 µl Plasmid DNA, 37°C, 1 h). Der komplette Verdau wurde auf ein 0.8%iges
Agarosegel aufgetragen, 2 Std. bei konstant 80 V elektrophoretisch aufgetrennt (Nach
weis des 750 kb-Inserts) und die Plasmide daraufhin gegebenenfalls für die Sequenzie
rung eingesetzt.
4 ml der Flüssigkultur wurden bei 5000 rpm 5 min abzentrifugiert und das Pellet in 300
µl Puffer P1 resuspendiert. Zu dieser Suspension wurden 300 µl Puffer P2 gegeben und
die Zellsuspension bei Raumtemperatur für 5 min inkubiert. Anschließend wurde den
lysierten Zellen 300 µl kalter Puffer P3 hinzupipettiert und für 10 min auf Eis unter
mehrmaligem Schwenken inkubiert, um Nukleinsäuren und Proteine zu denaturieren. Die
denaturierten Bestandteile wurden durch Zentrifugation (11000 rpm, 15 min) abgetrennt;
der Überstand direkt auf neue, mit 1 ml QBT Puffer (Qiagen, Hilden) äquilibrierte
Qiagen 20 Tip Säulen (Qiagen, Hilden) gegeben. Die Säulen wurden mit 4 × 1 ml Puffer
QC gewaschen und anschließend die Plasmid DNA mit 0.8 ml Puffer QF von den Säulen
eluiert. Aus dieser Lösung wurde die DNA mit 0.7 Vol Isopropanol nach 30 min
Zentrifugation bei 14000 rpm gefällt. Das resultierende Pellet wurde 2 × 10 min mit 70%
Ethanol während der Zentrifugation bei 14000 rpm gewaschen und dann in der
Vakuumzentrifuge getrocknet. Die DNA wurde in 10 µl 2 mM Tris/HCl pH 8.0
aufgenommen und beispielsweise für Analysen mittels Restriktionsenzymen eingesetzt.
Die Sequenzierung wurde mit dem autoread laser fluorescent Sequencer (ALF) der Firma
Pharmacia durchgeführt, dementsprechend wurde der autoread Sequencing kit (Pharma
cia) für die Sequencierungsreaktion verwendet. Das Gel wies standardmäßig eine Dicke
von 0.5 mm auf. An der Stelle des Laserdurchtritts wurde ein entsprechendes Glasplätt
chen (Dicke 0.35 mm) eingesetzt. Sequenzgels: 21 g Harnstoff (ultra pure), 12 g H₂O
(Millipore), 7.5 ml Acrylamid (Roth, zur DNA Sequenzierung), 200 µl APS, 45 µl
TEMED, 6 ml 10-fach TBE. Als Laufpuffer diente 0.6 × TBE (Tris/Borat/EDTA-Puffer
entsprechend Pharmacia-Angaben).
Von den Plasmiden wurden je 5 µl (4 µg) DNA pro sequencing primer eingesetzt.
Es wurden 5 µl Plasmid DNA, 5 µl H₂O, 2 µl Primer (universal oder reversal), 1 ,5 µl 1 M
NaOH zusammenpipettiert und für 5 min bei 65°C zur DNA Denaturierung inkubiert.
Dann wurden die Proben direkt nach 37°C überführt und die Reaktion mit 1,5 µl 1 M
HCl neutralisiert. Es wurden 2 µl Annealingpuffer hinzugegeben, kurz abzentrifugiert
(15 sec, 14000 rpm) und 10 min bei 37°C, anschließend weitere 10 min bei Raumtem
peratur inkubiert. Nach erfolgter Zentrifugation wurden 1 µl Extensionpuffer und 3,5 µl
Dimethylsulfoxid mit dem Ansatz vermischt und pro Ansatz 2 µl der mit Enzymdilu
tionspuffer verdünnten T7-Polymerase pipettiert. 5,2 µl dieser Lösung wurden direkt in
eine bei 37°C vorinkubierte Platte pipettiert, die pro Plasmid 4 Spuren mit 3 µl des
jeweiligen NTP-Mixes (A, C, G, T, in der Reihenfolge) enthielt. Nach 5 min Inkubation
bei 37°C wurde die Sequenzierungsreaktion nach Sanger (Sanger, F., Nickler, S.,
Coulson, A. R. (1977) Proc. Natl. Acad. Sci. USA 74, 5463-5467) durch Zugabe von 6 µl
Stopmix abgestoppt, und das Reaktionsgemisch für 2-3 min bei 90°C erhitzt, danach
direkt auf Eis gekühlt, um ein Renaturieren der Stränge zu verhindern. Dann wurden
direkt 6 µl dieses Gemisches auf das Sequenzgel aufgegeben und der Sequencer ge
startet. Von den ausgewählten Plasmiden wies nur das Plasmid 3/1 die richtige DNA-Sequenz
auf; diese Daten können nun in die entsprechende Proteinsequenz übersetzt wer
den (Abb. 1). Der universal Primer zeigt das C-terminale Ende der Sequenz und der
reversal Primer das N-terminale Ende (5′codierender Strang). Daher ist das Insert in der
richtigen Orientierung plaziert. Die Sequenz auf Grund der DNA-Sequenzierung zeigt
völlige Übereinstimmung mit den durch Proteinsequenzierung erhaltenen Sequenzdaten.
Für die enzymkatalysierte Synthese von (R)-Phenylethanol aus Acetophenon wurden ge
reinigtes Enzym (Beispiel 2C) und das erforderliche Coenzym (NADP) eingesetzt. Das
oxidierte Coenzym wurde durch gleichzeitig anwesendes Isopropanol kontinuierlich re
generiert, so daß die Reaktion nur katalytische Mengen an Coenzym erfordert. Der An
satz enthielt im einzelnen (in Klammern aufgeführt sind die Endkonzentrationen der
Komponenten im Test): 20 µl NADP (0,05 mM), 7,7 µl Isopropanol (0,1 M), 0,6 µl
Acetophenon (5 mM), 921,7 µl Triethanolamin-Puffer (50 mM; pH 7,0, mit 1 mM
MgCl₂) und 50 µl Alkohol Dehydrogenase aus Lactobacillus brevis (4,5 Units). Dieser
Ansatz mit einem Gesamtvolumen von 1 ml wurde für 24 Std. bei 30°C inkubiert, dann
wurde eine Probe gaschromatographisch analysiert. Dazu wurden 100 µl entnommen,
mit 100 µl Chloroform ausgeschüttelt, die Phasen durch Zentrifugation getrennt und aus
der Unterphase (Chloroform) ein Aliquot für die GC entnommen.
Trennbedingungen für die Trennung von (R)- und (S)-Phenylethanol am Gaschromato
graphen: Stationäre Phase: Lipodex E, CD-Säule (Macherey und Nagel, Düren), Mobile
Phase: Helium, Injektionsvolumen: 1 µl, Detektion: FID, Temperatur: 110°C. Unter die
sen Bedingungen wird das Substrat Acetophenon bei 10,5 min eluiert, (S)-Phenylethanol
bei 13,8 min und (R)-Phenylethanol bei 14,2 min. Die Retentionswerte für (S)- und (R)-
Phenylethanol können mit einem kommerziell erhältlichen, racemischen Gemisch (Fa.
Fluka, Buchs, Schweiz) erhalten werden. Nach 24 Std. sind mehr als 95% des Substrats
umgesetzt worden, das GC-Chromatogramm zeigt folgende Werte: Acetophenon (Reten
tionszeit 10,5 min): area = 9.800; (S)-Phenylethanol (Retentionszeit 13,8 min): area =<
500; (R)-Phenylethanol (Retentionszeit 14,2 min): area = 240.000.
DNA- und Proteinsequenz der rekombinanten ADH aus L. brevis in E. coli (obere Zeile
jeweils die Nukleinsäuresequenz (SEQ. ID NO: 7), darunter die dem Triplettcode ent
sprechende Aminosäure-Sequenz (im Einbuchstaben-Code, SEQ. ID NO: 8)). Die Se
quenz beginnt mit Methionin, das über einen Start-Codon eingefügt worden ist. Dieses
Methionin findet man nicht bei der entsprechenden Aminosäure-Sequenz, die durch
Sequenzierung des reinen Proteins erhalten wurde (N-terminales Ende; s. Beispiel 3F
und Beispiel 4).
Claims (16)
1. Stabiles mikrobielles Enzym mit Alkohol-Dehydrogenase-Aktivität, dadurch ge
kennzeichnet, daß es nach ca. 30 Minuten bei 20° bis 60°C mindestens 95% Restak
tivität aufweist und bis zu einer spezifischen Aktivität von mindestens 400 U/mg
reinigbar ist.
2. Enzym nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß es ein Stabilitätsmaximum
bei ca. 40°C und pH 9.0 aufweist.
3. Enzym nach Anspruch 1 oder 2, dadurch gekennzeichnet, daß das Enzym ein Sta
bilitätsmaximum bei pH 5.5 aufweist.
4. Enzym nach einem der vorangegangenen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß
das Aktivitätsmaximum des Enzyms bei ca. 50°C liegt.
5. Stabiles mikrobielles Enzym mit Alkohol-Dehydrogenase-Aktivität, dadurch ge
kennzeichnet, daß es ein Molekulargewicht von ca. 104 kDa (Gelfiltration) aufweist
und in Aminosäure-Position 1, 2, 5, 24 und/oder 34 entsprechend einen Serin-,
Asparagin-, Asparaginsäure-, Theonin- und/oder Methioninrest aufweist.
6. Enzym nach einem der vorangegangenen Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß
das Enzym aus Stämmen der Gattung Lactobacillus erhältlich ist.
7. Enzym nach einem der vorangegangenen Ansprüche erhältlich aus Lactobacillus
brevis (DSM 20054).
8. Stabile Alkohol-Dehydrogenase, dadurch gekennzeichnet, daß das Enzym im we
sentlichen eine Aminosäuresequenz gemäß SEQ. ID NO: 8 aufweist.
9. Stabile Alkohol-Dehydrogenase für die eine DNA-Sequenz gemäß SEQ. ID NO: 7
bzw. entsprechende Analoga codieren.
10. Verfahren zur Gewinnung des Enzyms nach einem der Ansprüche 1 bis 5, dadurch
gekennzeichnet, daß eine gegebenenfalls mit einem für ADH codierenden Gen trans
formierte Mikroorganismusprobe aufgeschlossen wird und anschließend einer hy
drophoben Interaktionschromatographie, einer Anionenaustausch- und Affinitäts
chromatographie in geeigneten, Magnesiumionen enthaltenen Puffersystemen unter
worfen wird.
11. Verfahren nach Anspruch 8, dadurch gekennzeichnet, daß es sich bei dem Mikroor
ganismus um Lactobacillus brevis (DSM 20054) handelt.
12. Verfahren zur enantioselektiven Reduktion von organischen Ketoverbindungen, da
durch gekennzeichnet, daß eine Verbindung der allgemeinen Formel (I)
wobei
R¹ oder R², verschieden oder identisch, Wasserstoff, zusammen oder einzeln, ein Alkyl-, Alkenyl-, Aryl- oder Arylenylrest, jeweils verzweigt oder geradkettig, be stehend aus 1 bis 20 C-Atomen, die durch ein oder mehrere Halogenatome, Nitro-, Hydroxyl- oder Alkoxyreste, wobei die Alkoxyreste aus 1 bis 20 C-Atomen auf weisen, eine gegebenenfalls substituierte C1-C10-Alkylengruppe, die durch ge sättigte, ungesättigte oder aromatische Stickstoff-, Sauerstoff- oder Schwefelhetero cyclen substituiert sind, oder ein gegebenenfalls substituierter polykondensierter ge sättigter und/oder aromatischer Rest sein können,
dadurch gekennzeichnet, daß eine Ketoverbindung bzw. ein entsprechendes Ge misch in Gegenwart einer Alkohol-Dehydrogenase gemäß einem der Ansprüche 1 bis 9 bzw. das Enzym enthaltenen Zellen zwischen ca. 20° und 60°C über einen Zeitraum von ca. 15 Minuten bis 3 Stunden inkubiert und die entsprechende R- Hydroxyverbindung isoliert wird.
R¹ oder R², verschieden oder identisch, Wasserstoff, zusammen oder einzeln, ein Alkyl-, Alkenyl-, Aryl- oder Arylenylrest, jeweils verzweigt oder geradkettig, be stehend aus 1 bis 20 C-Atomen, die durch ein oder mehrere Halogenatome, Nitro-, Hydroxyl- oder Alkoxyreste, wobei die Alkoxyreste aus 1 bis 20 C-Atomen auf weisen, eine gegebenenfalls substituierte C1-C10-Alkylengruppe, die durch ge sättigte, ungesättigte oder aromatische Stickstoff-, Sauerstoff- oder Schwefelhetero cyclen substituiert sind, oder ein gegebenenfalls substituierter polykondensierter ge sättigter und/oder aromatischer Rest sein können,
dadurch gekennzeichnet, daß eine Ketoverbindung bzw. ein entsprechendes Ge misch in Gegenwart einer Alkohol-Dehydrogenase gemäß einem der Ansprüche 1 bis 9 bzw. das Enzym enthaltenen Zellen zwischen ca. 20° und 60°C über einen Zeitraum von ca. 15 Minuten bis 3 Stunden inkubiert und die entsprechende R- Hydroxyverbindung isoliert wird.
13. Verfahren zur enantioselektiven Synthese von organischen Hydroxyverbindungen
gemäß der allgemeinen Formel (II)
wobei
R¹ oder R², verschieden oder identisch, Wasserstoff, zusammen oder einzeln, ein Alkyl-, Alkenyl-, Aryl- oder Arylenylrest, jeweils verzweigt oder geradkettig, be stehend aus 1 bis 20 C-Atomen, die durch ein oder mehrere Halogenatome, Nitro-, Hydroxyl- oder Alkoxyreste, wobei die Alkoxyreste aus 1 bis 20 C-Atomen auf weisen, eine gegebenenfalls substituierte C1-C10-Alkylengruppe, die durch ge sättigte, ungesättigte oder aromatische Stickstoff-, Sauerstoff- oder Schwefelhetero cyclen substituiert sind, oder ein gegebenenfalls substituierter polykondensierter ge sättigter und/oder aromatischer Rest sein können,
dadurch gekennzeichnet, daß ein racemisches Gemisch der organischen Hydroxyverbindung mit einer Alkohol-Dehydrogenase gemäß der Ansprüche 1 bis 9 bzw. das Enzym enthaltenen Zellen zwischen ca. 20° und 60°C über einen Zeit raum von ca. 15 Minuten bis 3 Stunden inkubiert und die entsprechende S-Hydroxyverbindung isoliert wird.
R¹ oder R², verschieden oder identisch, Wasserstoff, zusammen oder einzeln, ein Alkyl-, Alkenyl-, Aryl- oder Arylenylrest, jeweils verzweigt oder geradkettig, be stehend aus 1 bis 20 C-Atomen, die durch ein oder mehrere Halogenatome, Nitro-, Hydroxyl- oder Alkoxyreste, wobei die Alkoxyreste aus 1 bis 20 C-Atomen auf weisen, eine gegebenenfalls substituierte C1-C10-Alkylengruppe, die durch ge sättigte, ungesättigte oder aromatische Stickstoff-, Sauerstoff- oder Schwefelhetero cyclen substituiert sind, oder ein gegebenenfalls substituierter polykondensierter ge sättigter und/oder aromatischer Rest sein können,
dadurch gekennzeichnet, daß ein racemisches Gemisch der organischen Hydroxyverbindung mit einer Alkohol-Dehydrogenase gemäß der Ansprüche 1 bis 9 bzw. das Enzym enthaltenen Zellen zwischen ca. 20° und 60°C über einen Zeit raum von ca. 15 Minuten bis 3 Stunden inkubiert und die entsprechende S-Hydroxyverbindung isoliert wird.
14. Verfahren nach Anspruch 10 oder 11, dadurch gekennzeichnet, daß Magnesiumio
nen zugegen sind und der pH-Wert zwischen 6 und 9 liegt.
15. Verfahren zur rekombinanten Herstellung einer stabilen Alkohol-Dehydrogenase,
dadurch gekennzeichnet, daß die Nukleotidsequenz gemäß SEQ. ID NO: 7 in einer
eukaryotischen oder prokaryotischen Zelle exprimiert wird.
16. Isoliertes DNA-Fragment, welches für eine stabile Alkohol-Dehydrogenase codiert,
dadurch gekennzeichnet, daß es eine Nukleinsäuresequenz gemäß SEQ. ID NO: 7
bzw. eine damit hybridisierende Sequenz enthält.
Priority Applications (7)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE19610984A DE19610984A1 (de) | 1996-03-21 | 1996-03-21 | Alkohol-Dehydrogenase und deren Verwendung zur enzymatischen Herstellung chiraler Hydroxyverbindungen |
DE59710152T DE59710152D1 (de) | 1996-03-21 | 1997-03-20 | Alkohol-Dehydrogenase und deren Verwendung zur enzymatischen Herstellung chiraler Hydroxy-verbindungen |
ES97104814T ES2201216T3 (es) | 1996-03-21 | 1997-03-20 | Alcohol-deshidrogenasas y su utilizacion para la preparacion por via enzimatica de compuestos hidroxilicos quirales. |
EP97104814A EP0796914B1 (de) | 1996-03-21 | 1997-03-20 | Alkohol-Dehydrogenase und deren Verwendung zur enzymatischen Herstellung chiraler Hydroxy-verbindungen |
JP08764497A JP3950196B2 (ja) | 1996-03-21 | 1997-03-21 | アルコールデヒドロゲナーゼ及びキラルヒドロキシ化合物の酵素的生産へのその使用 |
US08/822,322 US6037158A (en) | 1996-03-21 | 1997-03-21 | Alcohol dehydrogenase and its use for the enzymatic production of chiral hydroxy compounds |
US09/466,109 US6225099B1 (en) | 1996-03-21 | 1999-12-17 | Alcohol dehydrogenase and its use for the enzymatic production of chiral hydroxy compounds |
Applications Claiming Priority (1)
Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
---|---|---|---|
DE19610984A DE19610984A1 (de) | 1996-03-21 | 1996-03-21 | Alkohol-Dehydrogenase und deren Verwendung zur enzymatischen Herstellung chiraler Hydroxyverbindungen |
Publications (1)
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