DE1442230C3 - Verfahren zum aeroben Züchten von Mikroorganismen - Google Patents

Verfahren zum aeroben Züchten von Mikroorganismen

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DE1442230C3
DE1442230C3 DE1442230A DE1442230A DE1442230C3 DE 1442230 C3 DE1442230 C3 DE 1442230C3 DE 1442230 A DE1442230 A DE 1442230A DE 1442230 A DE1442230 A DE 1442230A DE 1442230 C3 DE1442230 C3 DE 1442230C3
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    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12N—MICROORGANISMS OR ENZYMES; COMPOSITIONS THEREOF; PROPAGATING, PRESERVING, OR MAINTAINING MICROORGANISMS; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING; CULTURE MEDIA
    • C12N1/00—Microorganisms, e.g. protozoa; Compositions thereof; Processes of propagating, maintaining or preserving microorganisms or compositions thereof; Processes of preparing or isolating a composition containing a microorganism; Culture media therefor
    • C12N1/26—Processes using, or culture media containing, hydrocarbons
    • C12N1/28—Processes using, or culture media containing, hydrocarbons aliphatic

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Description

Die Erfindung betrifft ein Verfahren zum aeroben Züchten von Mikroorganismen mit einem Proteingehalt von mehr als 50% und einem Index an lebenswichtigen Aminosäuren von mehr als '45 in einem wäßrigen Medium, welches Sauerstoff und andere wesentliche Zellennährstoffe enthält, unter Verwendung von geradkettigen aliphatischen Kohlenwasserstoffen als Kohlenstoffquelle bei Temperaturen im Bereich von etwa 20 bis 55° C und Ernten der Mikroorganismenzellen. Solche Mikroorganismen eignen sich besonders als Zusätze zu Viehfutter, zur Herstellung von Leimen auf Proteinbasis, Klebstoffen usw.
Die gegenwärtige Weltknappheit an Proteinen ist bekannt. Um diesen Proteinmangel zu beheben, hat man in neuerer Zeit mikrobiologische Syntheseverfahren entwickelt, bei denen Protein durch Züchten von Bakterien auf verschiedenen kohlenstoffhaltigen Nährsubstraten erzeugt wird.
Aus der britischen Patentschrift 914 568 ist ein Verfahren zur mikrobiologischen Herstellung von Futterhefe, also einem Erzeugnis mit hohem Proteingehalt und hohem Gehalt an lebenswichtigen Aminosäuren, bekannt. Bei diesem Verfahren wird ein übliches Nährmedium verwendet, das Sauerstoff und als assimilierbare Kohlenstoffquelle geradkettige aliphatische Kohlenwasserstoffe enthält.
Das Verfahren hat sich aber infolge der Schwierigkeit, Mikroorganismenzellen mit hinreichend hohem Proteingehalt und gleichzeitig hinreichend hohem Index an lebenswichtigen Aminosäuren zu gewinnen, nicht einführen können. Weitere Schwierigkeiten, die sich häufig bei der mikrobiologischen Synthese unter Verwendung von Kohlenwasserstoffen als Nährstoffen ergeben, sind die geringe Zellenwachstumsgeschwindigkeit (äußerst lange Verweilzeiten) und die Unfähigkeit der Mikroorganismenzellen, Kohlenwasserstoffe in wirksamer Weise für ihr Wachstum und ihre Vermehrung auszunutzen.
Das eingangs genannte Verfahren ist durch den Einsatz von acht neuartigen Mikroorganismenstämmen gekennzeichnet.
Diese acht Mikroorganismenstämme sind nachstehend mit ihren ATCC-Registrierungszahlen angegeben, die sie bei der Niederlegung von Proben dieser Stämme bei der American Type Culture Collection in Washington, D. C, V. St. A., erhalten haben.
Name des Mikrooriuinismus
Pseudomonas ligustri
Pseudomonas pseudomallei
Pseudomonas orvilla
Alcaligenes sp
Cellumonas galba
Brevibacterium insectiphilium
Corynebacterium sp
Corynebacterium pourometabolum
ATCC-Numtner
15522
15523
15 524
15525
15526
15528
15529
15530
Die Eigenschaften dieser Mikroorganismenstämme, die nach den nachstehend angegebenen Testverfahren bestimmt worden sind und die zu der obigen Nomenklatur geführt haben, sind die folgenden:
Nomenklaturprüfungen
15 522 ATCC-Nummer 15 523 I 5 524 15 525
kleines Stäbchen kleines dünnes kleines dünnes kleines Stäbchen
Morphologie Stäbchen Stäbchen
+ (beweglich) + + — (unbeweglich)
Beweglichkeit — (negativ) — — —
Gram-Reaktion schillernd, faden erhabener ganzer erhaben, rauh. rauh, kreisförmig.
Morphologie der förmig, strahlen Rand, rauhe kreisförmig, etwas erhabener
Agar-Kulturen förmige Ober Oberfläche, wellig, undurch welliger Rand,
fläche, gerippt. glänzend. sichtig, viskos undurchsichtig.
rhizoid biitterähnlich membra η form ig
+ auf Stärke und + nur auf + nur auf + auf Glucose,
Kohlenhydratvergärung Glucose Glucose Glucose - auf Stärke,
Lactose,
Saccharose,
Mannit
Fortsetzung
15 522 ATCC-Nummer 15 523 15 524 15 525
grün auf Tryptose, weiß auf Kar weiß auf allen weiß auf Kartoffel
Pigmentierung braun auf Nähr- toffelstärke, Nährmedien, stärke, grün auf
agar, weiß auf Nähragar und fadenförmig Tryptose
Kartoffelstärke, Tryptose, auf
igelartige Dextrose (erzeugt
Ausbildung grünes Pigment)
+ + — —
Gelatine-Verflüssigung 3O0C (37°, 42°) 3O0C (37°, 42°) 30°C (37°C) 30°C(37°)
Wachstumstemperatur, °C 5,5—7,5 5,5—8 5,5-9 4,0—9
Wachstums-pH-Wert — + — +
Harnstoff-Hydrolyse — — — —
Sulfiderzeugung + + — +
Katalaseerzeugung — — — —
Nitratreduktion aerob aerob aerob aerob
Sauerstoff Boden Boden Boden Boden
Quelle Boden-Kohlen Boden-Kohlen Boden-Kohlen Boden-Kohlen- .
Fundort wasserstoffe wasserstoffe wasserstoffe Wasserstoffe
Nomenklaturprüfungen
.15 526 ATCC-Nummer 15 528 15 529 15 530
kleines, dünnes kleines Stäbchen langer Stab, etwas pleomorphes
Morphologie Stäbchen abgebogen Stäbchen, etwas
gebogen
+ — (unbeweglich) — —
Beweglichkeit + (positiv) + (positiv) + +
Gram-Reaktion gelappt, flach, hellgrünlich, erhaben, konvex, ganzer
Morphologie der glatt, undurch erhaben, glatt, butterähnlich, Rand, rahmartig
Agar-Kulturen sichtig, membran- undurchsichtig undurchsichtig
förmig
— auf Glucose, + auf Glucose, — (fermentiert —
Kohlenhydratvergärung Lactose, — auf Lactose, nicht)
Saccharose, Saccharose,
Stärke und Stärke und
Mannit Mannit
weiß auf Nähr weiß auf rahmfarbig auf weiß auf Dextrose,
Pigmentierung agar, gelb auf Dextrose, grünlich Kartoffelstärke, rahmfarbig auf
Trypton, weiß auf auf Trypton Dextrose, Kartoffelstärke
Kartoffelstärke Trypton und Trypton
+ + (positiv) — +
Gelatine-Verflüssigung 30°C 30° C 30° C 32" C
Wachstumstemperatur, °C 5,5—8 6—7,8 4—9 4—9
Wachstums-pH-Wert + (bei48Std.) + (positiv) +
Harnstoff-Hydrolyse - — (negativ) —
Sulfiderzeugung + + +
Katalaseerzeugung — — —
Nitratreduktion aerob aerob aerob aerob
Sauerstoff Boden Boden Boden Boden
Quelle Boden-Kohlen Boden Boden Boden
Fundort wasserstoffe
Jeder dieser acht Mikroorganismenstämme besitzt einen Proteingehalt von mehr als 50%, einen Index an lebenswichtigen Aminosäuren von mehr als 45 und eine ausgezeichnete Aminosäureverteilung.
65 Ferner sind diese Mikroorganismenstämme nichttoxisch und können daher in Beifuttermitteln verwendet werden. Das Protein kann aus diesen Mikroorganismen dann als Leim oder Klebstoff verwendet
werden. Ein geeignetes Verfahren zum Extrahieren des Proteins besteht in dem aufeinanderfolgenden Lysieren, z. B. mit Aceton oder anderen geeigneten organischen Lysierungsmitteln, basischer oder saurer Extraktion und isoelektrischer Fällung. Aus den Mikroorganismenzellen und bzw. oder dem Fermentationsmedium können intrazelluläre und bzw. oder extrazelluläre Aminosäuren isoliert werden.
Wenn die Zellen als Bestandteil von Futtermitteln verwendet werden sollen, werden sie gewöhnlich vor ihrer Verwendung abgetötet.
Für das Medium, in dem die obengenannten acht Mikroorganismenstämme sich vermehren und ansammeln, werden als Hautquelle für Kohlenstoff und Wasserstoff für das Zellenwachstum geradkettige aliphatische Kohlenwasserstoffe mit 1 bis 30 Kohlenstoffatomen im Molekül verwendet. Dabei brauchen weder Vitamine noch Vitaminextrakte zugesetzt werden. Gewöhnlich besteht die Kohlenstoffquelle aus geradkettigen C6- bis C30- Paraffinen, z. B. leichten C6- bis Qo-Benzinen, d. h. niedrigsiedenden Kohlenwasserstoffölen der Reihe CnH2n+2 mit Siedepunkten zwischen 95 und etwa 150° C und diese enthaltenden Erdölfraktionen sowie C11- bis C30-Gasölen mit einem Siedebereich von etwa 190 bis 3200C und diese enthaltenden Erdölfraktionen. Die als Nährstoffe für die Mikroorganismen besonders geeigneten geradkettigen Paraffine sind geradkettige C11- bis C30-Paraffine. Alle obengenannten Nährstoffe können außerdem geradkettige Olefine, z. B. C6- bis C30-Mono- und Polyolefine, in wechselnden Mengen, z. B. von 0.05 bis 30,0 Gewichtsprozent (bezogen auf die Gesamtmenge der Kohlenwasserstoffe in dem Nährmedium) enthalten.
Mehrkernige aromatische Verbindungen sollen im allgemeinen in dem Nährmedium nicht enthalten sein, weil sie als mögliche Krebserreger gelten und die geernteten Zellen verunreinigen können.
Obwohl die Anwesenheit von verzweigtkettigen aliphatischen Kohlenwasserstoffen (sowohl Olefinen alsauchAlkanen)in Konzentrationen bis 30 Gewichtsprozent des Kohlenwasserstoff-Nährstoffes zulässig ist, werden Konzentrationen an nichtgeradkettigen aliphatischen Kohlenwasserstoffen von mehr als 10 Gewichtsprozent gewöhnlich vermieden, weil die obengenannten Mikroorganismenstämme für geradkettige aliphatische Kohlenwasserstoffe, besonders für geradkettige aliphatische C11- bis C30-Kohlenwasserstoffe, selektiv sind.
Sauerstoff kann dem Medium in jeder Form zugeführt werden, in der er von dem Mikroorganismus leicht assimiliert wird; auch sauerstoffhaltig^ Verbindungen können verwendet werden, soweit sie das Zellenwachstum des Mikroorganismus und die Umwandlung der Kohlenwasserstoffe in Mikroorganismenzellen nicht beeinträchtigen. Zweckmäßig wird der Sauerstoff in Form eines sauerstoffhaltigen Gases, wie Luft, zugeführt, welches 19 bis 22 Gewichtsprozent Sauerstoff enthält. Obwohl man am günstigsten Luft verwendet, kann auch an Sauerstoff angereicherte Luft verwendet werden, die mehr als 22 Gewichtsprozent Sauerstoff enthält.
Stickstoff ist ebenfalls für die mikrobiologische Synthese wesentlich. Als Stickstoffquelle kann man alle organischen oder anorganischen Stickstoffverbindungen verwenden, die Stickstoff in einer für den Metabolismus des zu erntenden Mikroorganismus nutzbaren Form abgeben. Zu den verwendbaren organischen Verbindungen gehören beispielsweise Proteine, mit Säure hydrolysierte Proteine, mit Enzymen aufgeschlossene Proteine, Aminosäuren, Hefeextrakt, Asparagin, Harnstoff usw., diese Stoffe können auch gleichzeitig als Kohlenstoffquellen dienen. Aus Gründen der Wirtschaftlichkeit verwendet man jedoch gewöhnlich vorzugsweise anorganische Verbindungen, wie Ammoniak, Ammoniumhydroxyd oder Salze desselben, wie Ammoniumeitrat, Ammoniumsulfat, Ammoniumphosphat, saures Ammoniumphosphat usw. Ein sehr geeignetes und zufriedenstellendes Verfahren zum Zuführen von Stickstoff besteht in der Verwendung von Ammoniumphosphat oder saurem Ammoniumphosphat, welches als Salz zugesetzt oder in dem wäßrigen Fermentationsmedium selbst erzeugt werden kann, indem man nach vorherigem Zusatz von Phosphorsäure durch das Fermentationsmedium naszierenden Stickstoff hindurchleitet, so daß sich saures Ammoniumphosphat bildet.
Außer der Kohlenstoffquelle und der Stickstoffquelle müssen noch die erforderlichen Mengen an mineralischen Nährstoffen zugesetzt werden, um das richtige Wachstum der Mikroorganismen zu gewährleisten und die Selektivität, d. h. die Umwandlung von Kohlenwasserstoffen in Mikroorganismenzellen, auf einem Höchstwert zu halten. Das wäßrige Nährmedium enthält daher außerdem Kalium, Natrium, Eisen, Magnesium, Calcium, Mangan, Phosphor und andere Nährstoffe. Diese notwendigen Stoffe werden in Form ihrer Salze, und zwar vorzugsweise ihrer wasserlöslichen Salze, zugesetzt. Kalium kann z. B. als Kaliumchlorid, Kaliumphosphat, Kaliumsulfat, Kaliumcitrat, Kaliumacetat, Kaliumnitrat usw. zugesetzt werden. Eisen und Phosphor können in Form von Sulfaten bzw. Phosphaten, z. B. Eisensulfat oder Eisenphosphat, zugesetzt werden. Gewöhnlich wird der größte Teil des Phosphors in Form von Ammoniumphosphat zugesetzt. Wenn Ammoniumphosphat oder saures Ammoniumphosphat verwendet wird, kann es gleichzeitig als Quelle für Stickstoff und Phosphor (Phosphationen) für das Wachstum der Mikroorganismenzellen dienen. Die allgemeine Zusammensetzung des Fermentationsmediums ergibt sich aus der folgenden Übersicht:
Bestandteile allgemeiner
Bereich		 Konzentration, g/1
üblicher
Bereich		 günstigster
Bereich
Geradkettige aliphatische
C11- bis C30-Kohlen-
wasserstoffe
K, HPO4.
(NH4J2HPO4 		4 bis 120
0.5 bis 15
5 bis 15		 5 bis 80
I bis 10
7 bis 13		 10 bis 50
2 bis 8
8 bis 12
Fortsetzung
Bestandteile allgemeiner Konzentration, g/l Auf üblicher zent günstigster
Bereich Bereich Bereich
0,1 bis 1,0 0,2 bis 0 9 0 3 bis 0 8
Na2SO4 7H2O 0,002 bis 0,05 0,005 bis 0,04 0,01 bis 0,03
FeSO4 · -7H2O 0,1 bis 0,7 0,2 bis 0,6 0,3 bis 0,5
MgSO4 • H2O 0,002 bis 0,05 0,005 bis 0,04 0,01 bis 0,03
MnSO4 0,002 bis 0,05 0,005 bis 0,04 0,01 bis 0,03
NaCl .. gefüllt auf 100 Gewichtspro
Wasser
Andere mineralische Nährstoffe, die gegebenenfalls in Spurenmengen zugesetzt werden können, sind die folgenden:
Bestandteile allgemeiner
Bereich		 Konzentration, mg/1
üblicher
Bereich		 günstigster
Bereich
ZnSO4 · H2O 0 bis 0,4
0 bis 0,06
0 bis 1,2
0 bis 0,08
0 bis 0,3
0 bis 0,14
0 bis 0,01		 0 bis 0,3
0 bis 0,05
0 bis 1,1
0 bis 0,07
0 bis 0,25
0 bis 0,13
0 bis 0,008		 0 bis 0,2
0 bis 0,04
0 bis 1,2
0 bis 0,06
0 bis 0,2
0 bis 0,12
0 bis 0,006
Na2MoO4-2H2O
CoCl2
H1BO1
CuSO4-5H2O
CaCl2-OH2O
NiCl2-OH2O
Die wesentlichen und die gegebenenfalls anwendbaren Nährstoffe können natürlich auch in Form anderer Salze als der oben angegebenen zugesetzt werden.
Die Temperatur der Kultur bei der mikrobiologischen Synthese kann je nach dem besonderen, zu züchtenden Mikroorganismenstamm im Bereich von etwa 20 bis 55° C schwanken, liegt aber gewöhnlich im Bereich von etwa 20 bis 45° C. Am besten wird die Fermentation bei Temperaturen von etwa 25 bis 400C durchgeführt. Beim erfindungsgemäßen Verfahren führt man die Fermentation in dem oben beschriebenen Medium in Submerskultur durch, indem man ein Impfgut des zu züchtenden und zu erntenden Mikroorganismenstammes dem Medium zusetzt, welches geradkettige aliphatische Kohlenwasserstoffe als Nährstoffe enthält, den pH-Wert zwischen etwa 6 und 8 und die Temperatur auf dem für das richtige Wachstum erforderlichen Wert hält und das Medium unter gleichzeitiger Belüftung schüttelt oder rührt. Wenn der pH-Wert für das günstigste Wachstum des Mikroorganismus zu hoch wird, kann er durch Zusatz einer geeigneten Säure, z. B. Salzsäure, zu dem Medium herabgesetzt werden. Wird der pH-Wert zu niedrig, so kann er durch Zusatz einer Base, wie Ammoniak oder Ammoniumhydroxyd, erhöht werden.
Zu Beginn der Fermentation wird das Medium mit dem zu erntenden Mikroorganismus beimpft, z. B. indem man ein Impfgut verwendet, welches zuvor, wie oben beschrieben, in dem gleichen Medium, in welchem es gezüchtet werden soll, gewonnen worden ist. Die Anfangskonzentration an Impfgut kann innerhalb weiter Grenzen, z. B. von 0,0005 bis 50,0 g je Liter des gesamten Mediums, schwanken. Man kann auch andere Impfverfahren anwenden, z. B.
die Anwendung eines Impfgutes des Mikroorganismenstammes, welcher in einem anderen Medium als in demjenigen, in dem die nächfolgende Fermentation durchgeführt werden soll, gezüchtet worden ist und welches zum Zwecke der Beimpfung dann in das Fermentationsgefaß bzw. die Fermentationsgefäße übergeführt wird.
Am Ende der Fermentation werden die Zellen von dem Medium, z. B. durch Dekantieren, Filtrieren (mit oder ohne Filterhilfsmittel), Zentrifugieren usw., getrennt. Die abfiltrierten Zellen können dann entwässert werden, z. B. mit Hilfe von rotierenden Trommeltrocknern, Zerstäubungstrocknern usw.; dies ist jedoch nicht unbedingt erforderlich. Die Zellen werden gewöhnlich vor ihrer Verwendung durch 2 bis
.55 30 Sekunden lange Zerstäubungstrocknung bei 150 bis 185°C abgetötet. Bei der Pasteurisierung soll sorgfaltig darauf geachtet werden, daß extreme Temperaturen für längere Zeiten vermieden werden, wenn die geernteten Zellen als Proteinergänzungsstoff verwendet werden sollen (damit das Protein nicht denaturiert wird).
Wenn die Zellen dagegen zur Herstellung von Leim, Klebstoffen usw. verwendet werden sollen, brauchen sie nicht abgetötet zu werden, da in diesem Falle die Extraktion des Proteins genügt. Das gleiche gilt, wenn die Mikroorganismenzellen zwecks Gewinnung ihres Gehaltes an intrazellulären Chemikalien, wie Aminosäuren, gezüchtet und geerntet werden.
509 622/306
Beispiel 1
Es wird ein Medium der folgenden Zusammensetzunghergestellt:
Bestandteile
n-Hexadecan*).
K2HPO4
(NHJ2HPO4 ..
Na2SO4
MgSO4-7H2O
FeSO4 · 7H2O .
MnSO4-4H2O
NaCl
Wasser
Konzentration, g/l
20,0
5,0
10,0
0,5
0,4
0,02
0,02
0,02
aufgefüllt auf 100 ml
*) Technisches n-Hexadecan mit einem Gehalt an geradkettigem C16-Monoolefin von weniger als 1 Gewichtsprozent.
Nach Einstellung des pH-Wertes auf 7,2 bis 7,7 wird dieses Medium in 500-ml-Erlenmeyerkolben durch 15 Minuten langes Erhitzen auf 1210C sterilisiert. Dann wird das Medium mit 0,001 g Brevibacterium insectiphilium ATCC Nr. 15528 je Liter beimpft, welches zuvor 48 Stunden bei 30° C in einem Medium der gleichen Zusammensetzung gezüchtet worden ist. Das Züchten wird unter Schütteln bei 30° C im Verlaufe von 48 Stunden unter Einhaltung eines pH-Wertes von 6 bis 7,5 durchgeführt.
Nach 48 Stunden beträgt die Zellenkonzentration 6,2 g/l, und 40 Gewichtsprozent des n-Hexadecans sind von dem Mikroorganismus verbraucht worden (die Zellenausbeute beträgt 77,5%, bezogen auf den verbrauchten aliphatischen Kohlenwasserstoff). Nach · Beendigung der Fermentation wird das Medium zentrifugiert, und die Zellen werden 4 Sekunden in einem Zerstäubungstrockner bei 1800C sterilisiert.
Beispiel 2
Corynebacterium sp. ATCC 15 529 wird 48 Stunden bei 300C unter den Bedingungen des Beispiels 1 mit dem Unterschied gezüchtet, daß die Konzentration an n-Hexadecan 10 g/l beträgt. Nach 48 Stunden beträgt das Zellenwachstum 9,5 g/l, und 100% des n-Hexadecans sind verbraucht worden (Zellenausbeute 95%, bezogen auf den verbrauchten aliphatischen Kohlenwasserstoff).
Beispiel 3
Corynebacterium pourometabolum ATCC 15530 wird 48 Stunden bei 30° C und einem pH-Wert von 6 bis 7 gemäß Beispiel 1, jedoch bei einer Konzentration an n-Hexadecan von 17 g/l gezüchtet. Nach 48 Stunden beträgt das Zellenwachstum 12,8 g/I, und der geradkettige aliphatische Kohlenwasserstoff ist zu 100% verbraucht worden (Zellenausbeute 75%, bezogen auf das verbrauchte n-Hexadecan).
Beispiel 4
Pseudomonas ligustri ATCC 15 522 wird48 Stunden bei 30°C und einem pH-Wert von etwa 7,8 nach Beispiel 1, jedoch bei einer Konzentration an n-Hexadecan von 17 g/l, gezüchtet. Nach 48 Stunden beträgt das Zellenwachstum 9 g/I, und das n-Hexadecan ist zu 99,9% durch den Mikroorsjanismus verbraucht wor
55
60 den (Zellenausbeute etwa 51%, bezogen auf das verbrauchte n-Hexadecan).
Beispiel 5
Pseudomonas pseudomallei ATCC 15523 wird 48 Stunden bei 30°C und einem pH-Wert von 7 bis 8 gemäß Beispiel 1, jedoch bei einer n-Hexadecankonzentration von 17 g/l, gezüchtet. Nach 48 Stunden beträgt das Zellen wachstum 6 g/l, und 52% des n-Hexadecans sind verbraucht worden (Zellenausbeute 70,7%, bezogen auf die verbrauchte Menge des geradkettigen aliphatischen Kohlenwasserstoffs).
Beispiel 6
Pseudomonas orvilla ATCC 15 524 wird 48 Stunden bei 30° C gemäß Beispiel 1, jedoch bei einer Konzentration an n-Hexadecan von 17 g/l, gezüchtet. Nach 48 Stunden beträgt das Zellenwachstum 5,5 g/l, und 52% des n-Hexadecans sind verbraucht worden (Zellenausbeute 62,5%, bezogen auf das verbrauchte n-Hexadecan).
Beispiel 7
Alcaligenes sp. ATCC 15 525 wird 48 Stunden bei 300C gemäß Beispiel 1, jedoch bei einer Konzentration an n-Hexadecan von 17 g/l, gezüchtet. Nach 48 Stunden werden die Zellen in einer Menge von 3 g/l geerntet, und 80% des n-Hexadecans sind verbraucht worden (Zellenausbeute 22%, bezogen auf das verbrauchte n-Hexadecan).
.. Beispiele
Cellumonas galba ATCC 15 526 wird 48 Stunden bei 3O0C gemäß Beispiel 1, jedoch bei einer Konzentration an n-Hexadecan von 17 g/l, gezüchtet. Nach 48 Stunden beträgt das Zellenwachstum 6,3 g/l, und 51% des geradkettigen aliphatischen Kohlenwasserstoffs sind verbraucht worden (Zellenausbeute 77%, bezogen auf die von dem Mikroorganismus verbrauchte Menge an n-Hexadecan).
Beispiel 9
In den nach Beispiel 1 bis 8 gezüchteten und geernteten acht Mikroorganismen werden der Proteingehalt, der Index an lebenswichtigen Aminosäuren und die Aminosäureverteilung nach bekannten analytischen Verfahren und Berechnungen bestimmt.
Der Proteingehalt (in Prozent) wird aus dem durch Kjeldahl-Analyse bestimmten Stickstoffgehalt (in Gewichtsprozent) der Zellen durch Multiplizieren mit 6,25 ermittelt.
Der Index an lebenswichtigen Aminosäuren in den geernteten Zellen wird nach der bekannten Methode unter Verwendung von Ei als Vergleichsstoff bestimmt. Ei wird als vollkommenes Protein mit einem Index an lebenswichtigen Aminosäuren von 100,0 betrachtet.
Die Aminosäureverteilung in den geernteten Zellen wird — mit Ausnahme von Tryptophan, welches durch mikrobiologische Analyse bestimmt wird — durch chromatographische Analyse ermittelt.
Der Proteingehalt und der Index an lebenswichtigen Aminosäuren (L.A.S.-Index) für die geernteten Zellen sind in Tabelle I, die Aminosäureverteilungen in Tabelle II aniieiicben.
11
Tabelle I
Bei
spiel		 Geerntete Zellen Protein
gehalt
%		 L.A.S.-
Index
1 Brevibacterium
insectiphilium
ATCC 15528		 53,6 60
2 Corynebacterium sp.
ATCC 15529		 69,0 58
3 Corynebacterium
pourometabolum
ATCC 15530		 59,6 63,3
4 Pseudomonas ligustri
ATCC 15522		 60,9 46,8
5 Pseudomonas
pseudomallei
ATCC 15523		 56,8 58,2
6 Pseudomonas orvilla
ATCC 15524		 62,0 63,0
7 Alcaligenes sp.
ATCC 15525		 70,0 74,1
8 Cellumonas galba
ATCC 15526		 51,4 65,9
Wie die obigen Werte zeigen, besitzen alle gemäß der Erfindung gezüchteten und geernteten Mikroorganismenstämme eine wertvolle Kombination von hohem Proteingehalt von mehr als 50%, hohem Index an lebenswichtigen Aminosäuren von mehr als 45% und nahrungsmitteltechnisch wertvoller Aminosäureverteilung. Hieraus ergibt sich, daß die Erfindung die Gewinnung von technisch verwertbarem Protein unter Einsatz dieser acht Mikroorganismenstämme in äußerst wirtschaftlicher Weise ermöglicht. Die Erfindung ist daher besonders wertvoll für die Herstellung von Beifuttermitteln mit bedeutendem Proteingehalt und Gesamtnährwert. Wenn die geernteten Mikroorganismenzellen als proteinhaltige Beifuttermittel verwendet werden, können die abgetöteten Zellen von zweien oder mehreren der obengenannten acht Mikroorganismenstämme miteinander oder mit anderen Proteinergänzungsstoffen zu einem vollständigen Proteinbeifutter gemischt werden.
In den obigen Beispielen wird zwar durchweg mit einer Fermentationsdauer von 48 Stunden gearbeitet; die Fermentationsdauer kann jedoch innerhalb weiter Grenzen von etwa 30 Minuten bis zu kontinuierlichem Betrieb variieren. Das absatzweise geführte Fermentationsverfahren wird gewöhnlich zur Erzielung der höchsten Zellenausbeute und Innehaltung eines wirtschaftlich vorteilhaften Zellenwachstums im Verlaufe von 1 bis 5 Tagen, vorzugsweise von 36 bis 96 Stunden, durchgeführt.
Tabelle II (Aminosäureverteilung)
Lebenswichtige Aminosäuren
Gewichtsprozent Aminosäure in den geernteten Zellen gemäß Beispiel 2 3 4.5 6 7
Arginin
Glycin
Isoleucin.....
Leucin
Methionin Phenylalanin .
Valin
Tryptophan ... Lysin
2,72 2,0 2,3 3,5 0,72 1,5 2,5 n.b.*) 2,4
2,6 3,0 3,0 4,2 0,83 1,9 3,2
n.b.*) 2,8
3,0
2,4 2,4 3,7 0,75 1,7 2,6 n.b.*) 2,3 2,4
2,0
1,1
3,3
0,6
1,5
2,1
1,6
1,5
2,9
2,1
1,9
3,4
0,76
1,6
2,3
0,68
2,4
3,1
2,1
2,6
3,4
0,9
1,7
2,7
1,12
2,6
4,1
3,0
3,8
4,8
1,2
1,8
3,8
1,0
5,0
3,0
2,6
2,5
3,0
0,75
1,7
2,7
1,2
0,93
*) n.b. = Nicht bestimmt.

Claims (1)

  1. Patentanspruch:
    Verfahren zum aeroben Züchten von Mikroorganismen mit einem Proteingehalt von mehr als 50% und einem Index an lebenswichtigen Aminosäuren von mehr als 45 in einem wäßrigen Medium, welches Sauerstoff und andere wesentliche Zellennährstoffe enthält, unter Verwendung von geradkettigen aliphatischen Kohlenwasserstoffen als Kohlenstoffquelle bei Temperaturen im Bereich von etwa 20 bis 550C und Ernten der Mikroorganismenzellen, dadurch gekennzeichnet, daß man als Mikroorganismus
    Pseudomonas ligustri ATCC 15 522,
    Pseudomonas pseudomallei ATCC 15523,
    Pseudomonas orvilla ATCC 15524,
    Alcaligenes sp. ATCC 15525,
    Cellumonas galba ATCC 15526,
    Brevibacterium insectiphilium ATCC 15528, Corynebacterium sp. ATCC 15 529 oder
    Corynebacterium pourometabolum
    ATCC 15530
    einsetzt.
DE1442230A 1964-11-10 1965-11-05 Verfahren zum aeroben Züchten von Mikroorganismen Expired DE1442230C3 (de)

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DE1442230A1 DE1442230A1 (de) 1969-03-06
DE1442230B2 DE1442230B2 (de) 1974-09-26
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CH (1) CH492020A (de)
DE (1) DE1442230C3 (de)
ES (1) ES319455A1 (de)
FR (1) FR1460155A (de)
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US3308035A (en) 1967-03-07
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SE327380B (de) 1970-08-24
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OA01852A (fr) 1970-01-14

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