WO2011129091A1 - Ｐｃｒ用プライマーセット、ｐｃｒ用反応液、食中毒菌の検出方法 - Google Patents

Ｐｃｒ用プライマーセット、ｐｃｒ用反応液、食中毒菌の検出方法 Download PDF

Info

Publication number
WO2011129091A1
WO2011129091A1 PCT/JP2011/002126 JP2011002126W WO2011129091A1 WO 2011129091 A1 WO2011129091 A1 WO 2011129091A1 JP 2011002126 W JP2011002126 W JP 2011002126W WO 2011129091 A1 WO2011129091 A1 WO 2011129091A1
Authority
WO
WIPO (PCT)
Prior art keywords
primer
seq
base sequence
primer set
sequence shown
Prior art date
Application number
PCT/JP2011/002126
Other languages
English (en)
French (fr)
Inventor
山崎隆明
原田天章
猿渡由寛
亀井修一
Original Assignee
東洋製罐株式会社
東洋鋼鈑株式会社
Priority date (The priority date is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the date listed.)
Filing date
Publication date
Application filed by 東洋製罐株式会社, 東洋鋼鈑株式会社 filed Critical 東洋製罐株式会社
Priority to EP11768615.4A priority Critical patent/EP2559761A4/en
Priority to CN201180018555.3A priority patent/CN102844433B/zh
Priority to US13/640,209 priority patent/US20130059756A1/en
Priority to JP2012510564A priority patent/JP5830461B2/ja
Publication of WO2011129091A1 publication Critical patent/WO2011129091A1/ja

Links

Images

Classifications

    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q1/00—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions
    • C12Q1/68—Measuring or testing processes involving enzymes, nucleic acids or microorganisms; Compositions therefor; Processes of preparing such compositions involving nucleic acids
    • C12Q1/6876—Nucleic acid products used in the analysis of nucleic acids, e.g. primers or probes
    • C12Q1/6888—Nucleic acid products used in the analysis of nucleic acids, e.g. primers or probes for detection or identification of organisms
    • C12Q1/689—Nucleic acid products used in the analysis of nucleic acids, e.g. primers or probes for detection or identification of organisms for bacteria
    • C—CHEMISTRY; METALLURGY
    • C12—BIOCHEMISTRY; BEER; SPIRITS; WINE; VINEGAR; MICROBIOLOGY; ENZYMOLOGY; MUTATION OR GENETIC ENGINEERING
    • C12Q—MEASURING OR TESTING PROCESSES INVOLVING ENZYMES, NUCLEIC ACIDS OR MICROORGANISMS; COMPOSITIONS OR TEST PAPERS THEREFOR; PROCESSES OF PREPARING SUCH COMPOSITIONS; CONDITION-RESPONSIVE CONTROL IN MICROBIOLOGICAL OR ENZYMOLOGICAL PROCESSES
    • C12Q2600/00—Oligonucleotides characterized by their use
    • C12Q2600/16—Primer sets for multiplex assays
    • Y—GENERAL TAGGING OF NEW TECHNOLOGICAL DEVELOPMENTS; GENERAL TAGGING OF CROSS-SECTIONAL TECHNOLOGIES SPANNING OVER SEVERAL SECTIONS OF THE IPC; TECHNICAL SUBJECTS COVERED BY FORMER USPC CROSS-REFERENCE ART COLLECTIONS [XRACs] AND DIGESTS
    • Y02—TECHNOLOGIES OR APPLICATIONS FOR MITIGATION OR ADAPTATION AGAINST CLIMATE CHANGE
    • Y02A—TECHNOLOGIES FOR ADAPTATION TO CLIMATE CHANGE
    • Y02A50/00—TECHNOLOGIES FOR ADAPTATION TO CLIMATE CHANGE in human health protection, e.g. against extreme weather
    • Y02A50/30—Against vector-borne diseases, e.g. mosquito-borne, fly-borne, tick-borne or waterborne diseases whose impact is exacerbated by climate change

Definitions

  • the present invention relates to a PCR primer set for detecting food poisoning bacteria, and more particularly to a PCR primer set capable of specifically detecting a plurality of food poisoning bacteria, a PCR reaction solution, and a method for detecting food poisoning bacteria.
  • DNA deoxyribonucleic acid contained in a test sample is amplified by PCR (polymerase chain reaction), and a target bacterium is determined based on the obtained amplification product.
  • PCR polymerase chain reaction
  • Patent Document 1 discloses a primer set capable of detecting five types of food poisoning bacteria of the enterohemorrhagic Escherichia coli O157, Salmonella, Campylobacter, Listeria, and Staphylococcus aureus group.
  • Patent Document 2 discloses a primer set for amplifying DNA of Salmonella O4 group using a LAMP method (Loop-Mediated Isothermal Amplification).
  • the present inventors have conducted intensive research and repeated many experiments, and as a result, eight toxin region genes or in vivo essential genes in the above seven bacterial species can be targeted and each of them can be specifically amplified.
  • the present inventors have succeeded in developing a primer set for multiplex PCR that can be performed, thereby completing the present invention. That is, the present invention relates to Bacillus cereus, Campylobacter, Escherichia coli, Listeria, Salmonella, Staphylococcus aureus, Vibrio parahaemolyticus.
  • An object of the present invention is to provide a PCR primer set, a PCR reaction solution, a method for detecting food poisoning bacteria, and a primer designing method capable of specifically amplifying two or more types of food poisoning bacteria.
  • the PCR primer set of the present invention is a primer set for amplifying a nucleic acid by PCR, and comprises a primer consisting of the base sequence shown in SEQ ID NO: 1 for amplifying Bacillus cereus DNA and SEQ ID NO: 2
  • a first primer set comprising a primer consisting of the base sequence shown in FIG.
  • a third primer comprising: a second primer set comprising: a primer consisting of the base sequence shown in SEQ ID NO: 5 and a primer consisting of the base sequence shown in SEQ ID NO: 6 for amplifying the DNA of Campylobacter Set and sequence for amplifying Escherichia coli DNA
  • a fourth primer set comprising a primer consisting of the base sequence shown in No.
  • a sixth primer set comprising a primer comprising the nucleotide sequence shown; a primer comprising the nucleotide sequence shown in SEQ ID NO: 13 for amplifying the DNA of Staphylococcus aureus; and a nucleotide sequence shown in SEQ ID NO: 14.
  • the configuration is a mixture of sets.
  • the PCR primer set of the present invention is a primer set for amplifying a nucleic acid by a PCR method, and amplifies an enterotoxin secretion gene (nhe) that does not exhibit hemolytic activity contained in the genomic DNA of Bacillus cereus.
  • a primer set as a target region a primer set whose target region is a cereulide synthase gene (cesB) contained in the genomic DNA of Bacillus cereus, and a ribosomal gene contained in the genomic DNA of Campylobacter (Campylobacter genus) 16S rDNA) as a target region for amplification, a primer set whose target region for amplification is the uridine monophosphate kinase gene (pyrH) contained in the genomic DNA of Escherichia coli, and genomic DNA of Listeria
  • the PCR reaction solution of the present invention contains the PCR primer set.
  • the method for detecting food poisoning bacteria of the present invention comprises a primer comprising the base sequence represented by SEQ ID NO: 1 and a primer comprising the base sequence represented by SEQ ID NO: 2 for amplifying Bacillus cereus DNA.
  • a primer set comprising a primer consisting of the base sequence shown in SEQ ID NO: 3 and a primer consisting of the base sequence shown in SEQ ID NO: 4 for amplifying DNA of Bacillus cereus, and Campylobacter ( Amplification of Escherichia coli DNA and a third primer set comprising a primer consisting of the base sequence shown in SEQ ID NO: 5 and a primer consisting of the base sequence shown in SEQ ID NO: 6 for amplifying DNA of Campylobacter)
  • a fourth primer set provided with a primer composed of a column, a primer composed of the base sequence shown in SEQ ID NO: 9 and a primer composed of the
  • the present invention it is possible to specifically amplify two or more types of food poisoning bacteria among Cereus, Campylobacter, Escherichia coli, Listeria, Salmonella, Staphylococcus aureus and Vibrio parahaemolyticus. For this reason, each of these food poisoning bacteria can be specifically detected.
  • thermostable hemolysin toxin gene Vibrio parahaemolyticus / tdh contained in the genomic DNA of the Vibrio parahaemolyticus of Test 8. It is a figure which shows the result of having amplified each part of the genomic DNA of seven types of food poisoning bacteria individually with all the eight sets of primers of Example 1. It is a figure which shows the result of having amplified a part of genomic DNA of seven types of food poisoning bacteria collectively with all the eight sets of primers of Example 2.
  • the PCR primer set is used to amplify a part of genomic DNA in a sample by the PCR method, and amplifies a region specified by two kinds of primers, a forward primer and a reverse primer.
  • the PCR primer set is contained in the PCR reaction solution.
  • the PCR reaction solution contains a nucleic acid synthesis substrate, a nucleic acid synthase, a sample genomic DNA, a buffer solution, and the like.
  • a part of the genomic DNA in the sample is amplified by a nucleic acid amplification device such as a thermal cycler using this PCR reaction solution. That is, when genomic DNA having a region to be amplified by the PCR primer set is present in the sample, the region to be amplified is amplified.
  • the primer set for PCR of this embodiment can be used in a general PCR method.
  • the sequence number indicates the sequence number of the base sequence shown in the sequence table.
  • F / R indicates a distinction between a forward primer and a reverse primer, where F indicates a forward primer and R indicates a reverse primer.
  • the amplification target food poisoning bacteria (scientific name) represents the name of the food poisoning bacteria to be amplified by the PCR primer set of this embodiment.
  • the target region indicates the name of a gene present in the target region amplified by the PCR primer set of the present embodiment in the food poisoning bacterium.
  • the amplification product indicates the length of the base sequence of the amplification product when the corresponding target region is amplified using the PCR primer set of the present embodiment.
  • FIG. 2 shows the base sequence of the PCR primer set corresponding to each amplification target region of food poisoning bacteria.
  • SEQ ID NOs: 1 and 2 show the base sequences of primer sets for amplifying the enterotoxin secretion gene (nhe) that does not show hemolytic activity contained in the genomic DNA of Bacillus cereus, and the amplification product is 195 bp (base) pair).
  • SEQ ID NOs: 3 and 4 show the base sequences of primer sets for amplifying the cereulide synthase gene (cesB) contained in the genomic DNA of Bacillus cereus, and the amplification product is 238 bp.
  • SEQ ID NOs: 5 and 6 show the base sequences of primer sets for amplifying the ribosomal gene (16S rDNA) contained in the genomic DNA of Campylobacter, and the amplification product is 263 bp.
  • SEQ ID NOs: 7 and 8 show the base sequences of primer sets for amplifying the uridine monophosphate kinase gene (pyrH) contained in Escherichia coli genomic DNA, and the amplification product is 157
  • SEQ ID NOs: 9 and 10 show the base sequences of primer sets for amplifying the heat shock protein gene (dnaJ) contained in the genomic DNA of Listeria, and the amplification product is 176 bp.
  • SEQ ID NOs: 11 and 12 show the base sequences of primer sets for amplifying the invasion factor-related gene (invA) contained in the Salmonella genomic DNA, and the amplification product is 180 bp.
  • SEQ ID NOs: 13 and 14 show the base sequences of primer sets for amplifying the heat shock protein gene (dnaJ) contained in the genomic DNA of Staphylococcus aureus, and the amplification product is 236 bp.
  • SEQ ID NOs: 15 and 16 show the base sequences of primer sets for amplifying the thermostable hemolytic toxin gene (tdh) contained in the genomic DNA of Vibrio parahaemolyticus, and the amplification product is 380 bp.
  • the base sequences shown in these SEQ ID NOs indicate sequences from the 5 ′ end to the 3 ′ end.
  • each primer in the PCR primer set of the present embodiment is not limited to the above base sequence, and one in which one or several bases are deleted, substituted or added in each base sequence should be used. Can do. Moreover, what consists of a nucleic acid fragment which can be hybridized on stringent conditions with respect to the nucleic acid fragment which consists of a base sequence complementary to each base sequence can also be used.
  • Stringent conditions refer to conditions in which specific hybrids are formed and non-specific hybrids are not formed.
  • a DNA having high homology (with a homology of 90% or more, preferably 95% or more) with respect to the DNA comprising the sequence represented by SEQ ID NOs: 1 to 16 is determined from the sequence represented by SEQ ID NOs: 1 to 16
  • the conditions for hybridizing with DNA consisting of a base sequence complementary to the DNA to be obtained can be mentioned. Usually, it means a case where hybridization occurs at a temperature about 5 ° C. to about 30 ° C., preferably about 10 ° C. to about 25 ° C. lower than the melting temperature (Tm) of the complete hybrid.
  • Tm melting temperature
  • PCR primer set comprising primers having complementary base sequences can be used for the PCR primer set of the present embodiment. That is, a primer set having a sequence complementary to the primer in the PCR primer set of this embodiment and having the sequence direction from the 5 ′ end to the 3 ′ end reversed may be used.
  • any of the genomic DNA of the food poisoning bacteria to be amplified is contained in the sample contained in the PCR reaction solution. If included, the amplification target region can be specifically amplified. Moreover, when the sample contains two or more types of genomic DNAs of the food poisoning bacteria to be amplified, the amplification target regions of the respective genomic DNAs can be amplified simultaneously and specifically. Even if the sample contains all eight regions of the genomic DNA of the seven types of food poisoning bacteria to be amplified, the regions to be amplified of each genomic DNA can be amplified simultaneously and specifically.
  • the PCR primer set of the present embodiment competition with genomic DNA other than the target food poisoning bacteria is not performed.
  • competition with genomic DNA other than the target food poisoning bacteria is not performed.
  • the PCR primer set of this embodiment by adding the PCR primer set of this embodiment to the PCR reaction solution, if the sample contains genomic DNA of food poisoning bacteria having a region to be amplified, the region is specifically amplified. Is possible. Even when a sample contains a plurality of types of food-poisoning bacteria to be amplified, it is possible to simultaneously and specifically amplify each amplification target region.
  • the PCR primer set is amplified.
  • genomic DNA of food poisoning bacteria having the target region is contained in the PCR reaction solution, the target region can be specifically amplified.
  • the PCR reaction solution of the present embodiment contains at least one of the above eight kinds of PCR primer sets, preferably contains two or more kinds thereof, and more preferably contains all eight kinds of PCR primer sets. Is.
  • Other components in the PCR reaction solution can be general ones. Specifically, for example, those having the following composition can be used, but the invention is not limited thereto.
  • the volumes of primers, sample DNA, and sterilized water differ depending on the number of types of food poisoning bacteria to be amplified.
  • a nucleic acid amplification apparatus is used for amplification of the gene by the PCR method.
  • this nucleic acid amplification device a general thermal cycler or the like can be used.
  • PCR reaction conditions can be, for example, as follows, but are not limited thereto. (1) 95 ° C for 2 minutes (2) 95 ° C for 10 seconds (DNA strand dissociation step) (3) 68 ° C. 30 seconds (annealing process) (4) 72 ° C. for 30 seconds (DNA synthesis step) (5) 40 cycles of 72 ° C 2 minutes (2) to (4)
  • Electrophoresis is performed using the amplification product, and it is confirmed whether or not the amplification product by the PCR primer set of the present embodiment is obtained.
  • Electrophoresis can be performed by a general method such as agarose gel electrophoresis, acrylamide electrophoresis, or microchip electrophoresis.
  • the melting temperature of a primer shall be 70 degreeC or more.
  • Conventional primers generally have a melting temperature of 55 ° C. to 60 ° C.
  • by designing a primer with a high melting temperature it is possible to increase free energy during PCR amplification reaction and reduce non-specific amplification reaction. It is estimated that
  • the GC content in the primer base sequence is 60% or more.
  • Conventional primers generally have a GC content of 40% to 60%.
  • it is possible to improve specific binding in the annealing step by designing a primer having a higher GC content and higher binding force than AT. It is estimated that
  • the length of the primer base sequence is about 23 mer to 41 mer. More preferably, it is about 26 mer to 34 mer, and more preferably about 28 mer to 32 mer.
  • Conventional primers generally have a base sequence length of about 18 mer to 25 mer.
  • non-specific amplification is eliminated by using a longer primer.
  • the PCR primer set of this embodiment is an excellent one that can specifically amplify seven types and eight regions by designing a PCR primer set that meets all these criteria.
  • the primer set for PCR of the present embodiment is designed with a primer for a specific region of each food poisoning bacterium. That is, the gene of the toxin region of these food poisoning bacteria and / or the gene of the essential region in the living body is targeted.
  • enterotoxin secretion gene nhe
  • cereulide synthase gene ribosome gene (16S rDNA) for campylobacter
  • uridine for E. coli
  • the monophosphate kinase gene (pyrH), the heat shock protein gene (dnaJ) for Listeria, the invasive factor-related gene (invA) for Salmonella, the heat shock protein gene (dnaJ) for S. aureus, the Vibrio parahaemolyticus are selected for the thermostable hemolytic toxin gene (tdh).
  • the primer set for PCR of this embodiment can further improve the specificity of the primer by selecting each of these regions as an amplification target.
  • PCR primer set As described above, according to the PCR primer set, PCR reaction solution, and food poisoning bacteria detection method of the present embodiment, seven types of food poisoning bacteria of Cereus, Campylobacter, E. coli, Listeria, Salmonella, Staphylococcus aureus, and Vibrio parahaemolyticus The eight regions in can be specifically amplified simultaneously. For this reason, according to the present embodiment, these food poisoning bacteria can be specifically detected simultaneously. Further, according to the primer designing method of the present embodiment, it is possible to design a highly specific primer such as the PCR primer set of the present embodiment.
  • a verification test was performed to confirm whether the PCR primer set of the present embodiment can correctly amplify the amplification target region.
  • the test method is the method of the above embodiment, a PCR reaction solution containing the PCR primer set of this embodiment is used to carry out an amplification reaction by PCR, and the amplification product is electrophoresed to obtain a correct amplification product. It was confirmed that Specifically, each of the eight types of PCR primer sets will be described in the following tests 1 to 8.
  • Test 1 a PCR primer set comprising primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 1 and 2 was used.
  • the amplification target region is an enterotoxin secretion gene (nhe) that does not show hemolytic activity in the toxin region of the cereus genomic DNA, and the amplification product is 195 bp.
  • a PCR reaction solution having the following composition was used. Primers were synthesized from Life Technology Japan. The others are manufactured by Takara Bio Inc.
  • the DNA of the sample was separately contained genomic DNA of the test strains of food poisoning bacteria shown in the following 1 to 11, and PCR was performed individually.
  • Bacillus cereus NBRC 15305 2. Bacillus cereus TIFT 114011 3. Campylobacter coli ATCC 43478 4). Campylobacter jejuni ATCC 33560 5. Escherichia coli NBRC 102203 6). Listeria monocytogenes ATCC 15313 7). Salmonella enterica ATCC 9270 8). Staphylococcus aureus NBRC 100910 9.
  • Vibrio parahaemolyticus GTC 2055 10.
  • Vibrio parahaemolyticus ATCC 17802 11. Yersinia enterocolitica ATCC 9610 12 Negative Cont.
  • the test using the PCR reaction solution containing Yersinia (Yersinia enterocolitica ATCC 9610) of the test strain 11 was conducted to confirm the false positive reaction for each PCR primer set of this embodiment.
  • the same amount of sterilized water was added to the PCR reaction solution instead of the sample DNA.
  • PCR reaction conditions were the same as those described in the embodiment. (1) 95 ° C for 2 minutes (2) 95 ° C for 10 seconds (DNA strand dissociation step) (3) 68 ° C. 30 seconds (annealing process) (4) 72 ° C. for 30 seconds (DNA synthesis step) (5) 40 cycles of 72 ° C 2 minutes (2) to (4)
  • bands 1 to 12 indicate the results of electrophoresis of PCR products performed using a PCR reaction solution containing DNA or the like of the corresponding sample number.
  • the graph shows the length of the amplification product. In the graph, the peak of the amplification product is shown for the band from which the target amplification product to be amplified by the PCR primer set is obtained. The same applies to the following tests 2 to 8.
  • the PCR primer set of Test 1 is provided with primers consisting of the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 1 and 2, the amplification target region is an enterotoxin secretion gene (nhe) that does not show cereus hemolytic activity, and the amplification product is 195 bp It is.
  • the amplification target region is an enterotoxin secretion gene (nhe) that does not show cereus hemolytic activity
  • the amplification product is 195 bp It is.
  • FIG. 3 in the test strains 1 and 2 using the cereus genome as the sample DNA, a band is observed in the vicinity of 200 bp, and in other test strains 3 to 12, no band is observed in the vicinity.
  • the graph of the lower column is about the test strain 1, and the peak of 195 bp is shown.
  • it is estimated that other bands, such as 25 bp and 75 bp vicinity, in the electrophoresis result show the dimer formed with the primer and the primer. The same applies
  • the enterotoxin secretion gene (nhe) that does not show hemolytic activity of cereus can be specifically amplified by using a PCR primer set provided with primers consisting of the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 1 and 2. .
  • Test 2 Experiments were conducted in the same manner as in Test 1 except that PCR primer sets comprising primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 3 and 4 were used. The result is shown in FIG.
  • the amplification target region of the PCR primer set of Test 2 is the cereulide synthase gene (cesB) in the toxin region of the cereus genomic DNA, and the amplification product is 238 bp.
  • the test strain 2 using genomic DNA having the cereulide synthase gene (cesB) as the sample DNA, it can be determined that the amplification target region is correctly amplified by the PCR primer set of Test 2.
  • the non-target region is misidentified as an amplified cereulide synthase gene (cesB). No amplification of was observed. Thereby, it was confirmed that the cereus cereulide synthase gene (cesB) can be specifically amplified by using a primer set for PCR provided with primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 3 and 4.
  • Test 3 Experiments were conducted in the same manner as in Test 1 except that PCR primer sets were used that had primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 5 and 6. The result is shown in FIG.
  • the amplification target region of the PCR primer set of Test 3 is a ribosomal gene (16S rDNA) in an in vivo essential region of Campylobacter genomic DNA, and the amplification product is 263 bp.
  • FIG. 5 a band was observed at around 275 bp in the sample using the genomic DNA of test strains 3 and 4 having Campylobacter ribosomal gene (16S rDNA) as the sample DNA. No band is seen in the vicinity of 2, 5-12. Moreover, the graph of the lower column is about the test strain 3, and the peak of 268 bp is shown.
  • the amplification target region is correctly amplified by the PCR primer set of Test 3. I can judge. On the other hand, referring to the bands of the test strains 1, 2, 5 to 11 using other genomic DNA as the sample DNA, it is misunderstood that the Campylobacter ribosomal gene (16S rDNA) was amplified. No amplification of non-target areas was seen. Thus, it was confirmed that the ribosomal gene (16S rDNA) of Campylobacter can be specifically amplified by using a PCR primer set provided with primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 5 and 6.
  • Test 4 Experiments were performed in the same manner as in Test 1 except that PCR primer sets comprising primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 7 and 8 were used. The result is shown in FIG.
  • the amplification target region of the PCR primer set of Test 4 is the uridine monophosphate kinase gene (pyrH) in the in vivo essential region of the genomic DNA of Escherichia coli, and the amplification product is 157 bp.
  • PyH uridine monophosphate kinase gene
  • uridine monophosphate kinase gene (pyrH) of Escherichia coli can be specifically amplified by using a primer set for PCR provided with primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 7 and 8.
  • Test 5 Experiments were conducted in the same manner as in Test 1 except that PCR primer sets were used that had primers comprising the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 9 and 10. The result is shown in FIG.
  • the amplification target region of the PCR primer set of Test 5 is the heat shock protein gene (dnaJ) in the in vivo essential region of Listeria genomic DNA, and the amplification product is 176 bp.
  • test strain 6 using genomic DNA having the Listeria heat shock protein gene (dnaJ) as the sample DNA, it was determined that the amplification target region was correctly amplified by the PCR primer set of Test 5. it can. In Test 5, there is a difference of about 20 bp between the length of the theoretical amplification product and the length of the actual amplification product. This is presumably because some sequence was inserted in the heat shock protein gene (dnaJ) in the test strain 6.
  • dnaJ Listeria heat shock protein gene
  • Test 6 Experiments were performed in the same manner as in Test 1 except that PCR primer sets were used that had primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 11 and 12. The result is shown in FIG.
  • the amplification target region of the PCR primer set of Test 6 is an invasive factor-related gene (invA) in the toxin region of Salmonella genomic DNA, and the amplification product is 180 bp.
  • invA invasive factor-related gene
  • the amplification target region was correctly amplified by the PCR primer set of Test 6. I can judge. On the other hand, referring to the bands of test strains 1 to 6 and 8 to 11 using other genomic DNA as the sample DNA, it seems to be mistaken that the Salmonella invasive factor-related gene (invA) was amplified. There was no amplification of the non-target region. Thus, it was confirmed that the Salmonella invasion factor-related gene (invA) can be specifically amplified by using a PCR primer set provided with primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 11 and 12.
  • Test 7 Experiments were performed in the same manner as in Test 1 except that PCR primer sets having primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 13 and 14 were used. The result is shown in FIG.
  • the amplification target region of the PCR primer set of Test 7 is the heat shock protein gene (dnaJ) in the in vivo essential region of the genomic DNA of S. aureus, and the amplification product is 236 bp.
  • FIG. 9 a band was observed in the vicinity of 240 bp in the sample using the genomic DNA of the test strain 8 having the heat shock protein gene (dnaJ) of Staphylococcus aureus as the sample DNA. No bands are seen in the vicinity of 7, 9-12. Moreover, the graph of the lower column is about the test strain 8, and the peak of 238 bp is shown.
  • dnaJ heat shock protein gene
  • the amplification target region was correctly amplified by the PCR primer set of Test 7. It can be judged.
  • the bands of test strains 1 to 7 and 9 to 11 using other genomic DNA as the sample DNA it is mistaken for the heat shock protein gene (dnaJ) of S. aureus to be amplified. No amplification of the non-target region was observed.
  • the heat shock protein gene (dnaJ) of Staphylococcus aureus can be specifically amplified by using a primer set for PCR provided with primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 13 and 14.
  • FIG. 10 in the sample DNA using the genomic DNA of the test strain 9 having the heat-resistant hemolytic toxin gene (tdh) of Vibrio parahaemolyticus, a band is observed around 400 bp, and other test strains 1 to No bands are seen in the vicinity of 8, 10-12. Moreover, the graph of the lower column is about the test strain 9, and the peak of 390 bp is shown.
  • the genome of the test strain 10 (Vibrio parahaemolyticus ATCC 17802) is a strain of Vibrio parahaemolyticus that does not have the heat-resistant hemolytic toxin gene (tdh), and no amplification of the amplification target region was observed.
  • the amplification target region was correctly amplified by the PCR primer set of Test 8. It can be judged.
  • the bands of test strains 1 to 8, 10, and 11 using other genomic DNA as the sample DNA it is mistaken for the amplified heat-resistant hemolytic toxin gene (tdh) of Vibrio parahaemolyticus. No amplification of the non-target region was observed.
  • the heat-resistant hemolytic toxin gene (tdh) of Vibrio parahaemolyticus can be specifically amplified by using a primer set for PCR provided with primers having the nucleotide sequences shown in SEQ ID NOs: 15 and 16.
  • Example 1 First, experiments were performed using all the primer sets used in tests 1 to 8 as PCR primer sets. That is, the PCR reaction solution of Example 1 contained all the primers having the base sequences shown in SEQ ID NOs: 1 to 16.
  • the PCR reaction solution of Example 1 was the same as that in Test 1 except for the primer, sample DNA, and sterilized water, and the one having the following composition was used.
  • the DNA of the sample was separately provided with genomic DNA of the test strains of food poisoning bacteria shown in the following 1 to 7, and PCR was performed individually.
  • Bacillus cereus TIFT 114011 Campylobacter jejuni ATCC 33560 3. Escherichia coli NBRC 102203 4). Listeria monocytogenes ATCC 15313 5. Salmonella enterica ATCC 9270 6). Staphylococcus aureus NBRC 100910 7). Vibrio parahaemolyticus GTC 2055
  • the product obtained by the PCR method was electrophoresed for each region to be amplified by electrophoresis, and it was confirmed for each DNA of the sample whether a correct amplification product in which the region to be amplified was amplified was obtained.
  • the result is shown in FIG.
  • the Listeria amplification product of the test strain 4 is 195 bp, which is nearly 20 bp longer than the Listeria amplification product 176 bp shown in FIG. This is presumed to be due to what has occurred.
  • Example 2 The PCR reaction solution of Example 2 contained genomic DNA of all food poisoning bacteria of the test strains 1 to 7 in Example 1 as sample DNA. Except for the sample DNA and sterilized water, it was the same as Example 1, and the following composition was used.
  • ⁇ Buffer 10 Ex Taq buffer (20 mM Mg 2+ plus) 2.0 ⁇ l ⁇ Nucleic acid synthesis substrate dNTP Mixture (dATP, dCTP, dGTP, dTTP 2.5 mM each) 1.6 ⁇ l ⁇ Primer F for detection of Vibrio (10ng / ⁇ l, final conc.4ng) 0.4 ⁇ l ⁇ Primer R for detection of Vibrio (10ng / ⁇ l, final conc.4ng) 0.4 ⁇ l ⁇ Other primer F (10ng / ⁇ l, final conc.2ng) 0.2 ⁇ l ⁇ 7 ⁇ Other primer R (10ng / ⁇ l, final conc.2ng) 0.2 ⁇ l ⁇ 7 ⁇ Nucleic acid synthase
  • Test strain 3 Escherichia coli NBRC 102203 (2) Test strain 5. Salmonella enterica ATCC 9270 (3) Test strain 4. Listeria monocytogenes ATCC 15313 (4) Test strain 1. Bacillus cereus TIFT 114011 (5) Test strain 6. Staphylococcus aureus NBRC 100910 (6) Test strain 1. Bacillus cereus TIFT 114011 (7) Test strain 2. Campylobacter jejuni ATCC 33560 (8) Test strain 7. Vibrio parahaemolyticus GTC 2055
  • the present invention is not limited to the above-described embodiments and examples, and it goes without saying that various modifications can be made within the scope of the present invention.
  • the primer design method of this embodiment can also be applied to primer design for amplifying genomic DNA of other bacteria.
  • the present invention is suitable for, for example, in the case of simultaneously and specifically testing in a food or production environment whether or not Cereus, Campylobacter, Escherichia coli, Listeria, Salmonella, Staphylococcus aureus, Vibrio parahaemolyticus is present in a short time It is possible to use.

Landscapes

  • Chemical & Material Sciences (AREA)
  • Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
  • Analytical Chemistry (AREA)
  • Proteomics, Peptides & Aminoacids (AREA)
  • Organic Chemistry (AREA)
  • Zoology (AREA)
  • Wood Science & Technology (AREA)
  • Health & Medical Sciences (AREA)
  • Engineering & Computer Science (AREA)
  • Microbiology (AREA)
  • Immunology (AREA)
  • Molecular Biology (AREA)
  • Biotechnology (AREA)
  • Biophysics (AREA)
  • Physics & Mathematics (AREA)
  • Biochemistry (AREA)
  • Bioinformatics & Cheminformatics (AREA)
  • General Engineering & Computer Science (AREA)
  • General Health & Medical Sciences (AREA)
  • Genetics & Genomics (AREA)
  • Measuring Or Testing Involving Enzymes Or Micro-Organisms (AREA)

Abstract

　セレウス、カンピロバクター、大腸菌、リステリア、サルモネラ、黄色ブドウ球菌、腸炎ビブリオのうちの二種類以上の食中毒菌の核酸を特異的に増幅する。これにより、これらの食中毒菌を同時に特異的に検出可能とする。　セレウス検出用の配列番号１及び２、配列番号３及び４のプライマーセット、カンピロバクター検出用の配列番号５及び６のプライマーセット、大腸菌検出用の配列番号７及び８のプライマーセット、リステリア検出用の配列番号９及び１０のプライマーセット、サルモネラ検出用の配列番号１１及び１２のプライマーセット、黄色ブドウ球菌検出用の配列番号１３及び１４のプライマーセット、腸炎ビブリオ検出用の配列番号１５及び１６のプライマーセットのうち二以上のプライマーセットからなるＰＣＲ用プライマーセットを用いてＰＣＲ法により食中毒菌の核酸を増幅する。

Description

ＰＣＲ用プライマーセット、ＰＣＲ用反応液、食中毒菌の検出方法
　本発明は、食中毒菌を検出するためのＰＣＲ用プライマーセットに関し、特に複数の食中毒菌を特異的に検出可能なＰＣＲ用プライマーセット、ＰＣＲ用反応液、食中毒菌の検出方法に関する。
　従来、食品検査や環境検査、臨床試験、家畜衛生などにおいて、食中毒菌の存否の検査が行われている。このような検査では、近年ＰＣＲ（ポリメラーゼ連鎖反応）により検査試料中に含まれるＤＮＡ（デオキシリボ核酸）を増幅し、得られた増幅産物にもとづき対象菌を判定することが行われている。
　このようなＰＣＲを行うにあたっては、対象菌を特異的に増幅することが可能なプライマーを設計することが重要である。
　ここで、特許文献１には、腸管出血性大腸菌Ｏ１５７、サルモネラ、カンピロバクター、リステリア、及び黄色ブドウ球菌群の五種類の食中毒菌を検出することが可能なプライマーセットが開示されている。
　また、特許文献２には、ＬＡＭＰ法（Loop-Mediated　Isothermal　Amplification）を用いて、サルモネラＯ４群のＤＮＡを増幅するためのプライマーセットが開示されている。
特開２００７－２７４９３４号公報 特開２００８－７２９５１号公報
　しかしながら、これらの方法では、その他の食中毒菌を検出することはできない。細菌性食中毒には、他にもセレウスや腸炎ビブリオによる場合が多くあり、大腸菌、リステリア、サルモネラ、カンピロバクター、黄色ブドウ球菌の五種類にこれらを含めた七種類の食中毒菌が、細菌性食中毒を原因とする疾病の９０％以上を占めている。
　したがって、これら七種類の食中毒菌が、食品や環境などにおいて存在しているか否かを同時かつそれぞれ特異的に検出することができれば、大変有用である。
　ここで、複数の食中毒菌が存在する場合に、これらをそれぞれ特異的に検出するためには、その複数の食中毒菌のＤＮＡの一部を同時に増幅可能なプライマーセットを設計する必要がある。このとき、対象領域の異なるプライマーセットのプライマーの組み合わせにより、非対象領域が増幅されることがないようにする必要がある。また、対象領域の異なるプライマーセットが複数存在する場合、プライマーの長さや融解温度などが近いと競合する場合があるため、単独の場合よりも一層特異性の高い増幅を行うことが可能なプライマーの設計が求められる。
　このように複数の食中毒菌を、それぞれ特異的に検出することは非常に難しく、これまでは五種類の食中毒菌の特異的検出が限界であり、それ以上の種類数の特異的検出は無理であるとされてきた。
　そこで、本発明者らは鋭意研究し、数多くの実験を繰り返し行った結果、上記七菌種における八領域の毒素領域遺伝子又は生体内必須遺伝子を対象とし、これらをそれぞれ特異的に増幅することができるマルチプレックスＰＣＲ用プライマーセットを開発することに成功し、本発明を完成させた。
　すなわち、本発明は、セレウス（Bacillus　cereus）、カンピロバクター（Campylobacter属）、大腸菌（Escherichia　coli）、リステリア（Listeria属　）、サルモネラ（Salmonella属）、黄色ブドウ球菌（Staphylococcus aureus）、腸炎ビブリオ（Vibrio parahaemolyticus）のうちの二種類以上の食中毒菌を特異的に増幅し得るＰＣＲ用プライマーセット、ＰＣＲ用反応液、食中毒菌の検出方法、及びプライマーの設計方法を提供することを目的とする。
　本発明のＰＣＲ用プライマーセットは、ＰＣＲ法によって核酸を増幅するためのプライマーセットであって、セレウス（Bacillus　cereus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号２に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第一のプライマーセットと、セレウス（Bacillus　cereus）のＤＮＡを増幅するための配列番号３に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号４に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第二のプライマーセットと、カンピロバクター（Campylobacter属）のＤＮＡを増幅するための配列番号５に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号６に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第三のプライマーセットと、大腸菌（Escherichia　coli）のＤＮＡを増幅するための配列番号７に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号８に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第四のプライマーセットと、リステリア（Listeria属）のＤＮＡを増幅するための配列番号９に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１０に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第五のプライマーセットと、サルモネラ（Salmonella属）のＤＮＡを増幅するための配列番号１１に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１２に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第六のプライマーセットと、黄色ブドウ球菌（Staphylococcus　aureus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１３に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１４に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第七のプライマーセットと、腸炎ビブリオ（Vibrio　parahaemolyticus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１５に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１６に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第八のプライマーセットと、からなる群のうち、二以上のプライマーセットを混合してなる構成としてある。
　また、本発明のＰＣＲ用プライマーセットは、ＰＣＲ法によって核酸を増幅するためのプライマーセットであって、セレウス（Bacillus　cereus）のゲノムＤＮＡに含まれる溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（ｎｈｅ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、セレウス（Bacillus　cereus）のゲノムＤＮＡに含まれるセレウリド合成酵素遺伝子（ｃｅｓＢ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、カンピロバクター（Campylobacter属）のゲノムＤＮＡに含まれるリボソーム遺伝子（１６Ｓ　ｒＤＮＡ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、大腸菌（Escherichia　coli）のゲノムＤＮＡに含まれるウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（ｐｙｒＨ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、リステリア（Listeria属）のゲノムＤＮＡに含まれるヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、サルモネラ（Salmonella属）のゲノムＤＮＡに含まれる侵入性因子関連遺伝子（ｉｎｖＡ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、黄色ブドウ球菌（Staphylococcus aureus）のゲノムＤＮＡに含まれるヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、腸炎ビブリオ（Vibrio parahaemolyticus）のゲノムＤＮＡに含まれる耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、からなる群のうち、二以上のプライマーセットを混合してなる構成としてある。
　また、本発明のＰＣＲ用反応液は、上記ＰＣＲ用プライマーセットを含有するものとしてある。
　また、本発明の食中毒菌の検出方法は、セレウス（Bacillus　cereus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号２に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第一のプライマーセットと、セレウス（Bacillus　cereus）のＤＮＡを増幅するための配列番号３に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号４に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第二のプライマーセットと、カンピロバクター（Campylobacter属）のＤＮＡを増幅するための配列番号５に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号６に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第三のプライマーセットと、大腸菌（Escherichia　coli）のＤＮＡを増幅するための配列番号７に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号８に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第四のプライマーセットと、リステリア（Listeria属）のＤＮＡを増幅するための配列番号９に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１０に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第五のプライマーセットと、サルモネラ（Salmonella属）のＤＮＡを増幅するための配列番号１１に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１２に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第六のプライマーセットと、黄色ブドウ球菌（Staphylococcus　aureus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１３に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１４に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第七のプライマーセットと、腸炎ビブリオ（Vibrio　parahaemolyticus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１５に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１６に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第八のプライマーセットと、からなる群のうち、二以上のプライマーセットを用いて、ＰＣＲ法による増幅対象の試料中にこれらのプライマーセットに対応する一又は二以上の食中毒菌の核酸が含まれている場合、当該核酸を特異的に増幅し、得られた増幅産物にもとづき食中毒菌を検出する方法としてある。
　本発明によれば、セレウス、カンピロバクター、大腸菌、リステリア、サルモネラ、黄色ブドウ球菌、腸炎ビブリオのうちの二種類以上の食中毒菌を特異的に増幅することができる。このため、これらの食中毒菌をそれぞれ特異的に検出することが可能となる。
本発明の実施形態における新規プライマーセットに対応する配列番号、フォワード、リバースの区別、対象食中毒菌、増幅対象領域、及び増幅産物の長さを示す図である。 本発明の実施形態における新規プライマーセットの増幅対象領域と配列の対応を示す図である。 試験１のセレウスのゲノムＤＮＡに含まれる溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（Bacillus　cereus／nhe）の増幅結果を示す図である。 試験２のセレウスのゲノムＤＮＡに含まれるセレウリド合成酵素遺伝子（Bacillus　cereus／cesB）の増幅結果を示す図である。 試験３のカンピロバクターのゲノムＤＮＡに含まれるリボソーム遺伝子（Campylobacter／１６Ｓ　ｒＤＮＡ）の増幅結果を示す図である。 試験４の大腸菌のゲノムＤＮＡに含まれるウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（Escherichia　coli／ｐｙｒＨ）の増幅結果を示す図である。 試験５のリステリアのゲノムＤＮＡに含まれるヒートショックタンパク遺伝子（Listeria　monocytogenes／ｄｎａＪ）の増幅結果を示す図である。 試験６のサルモネラのゲノムＤＮＡに含まれる侵入性因子関連遺伝子（Salmonella　enterica／ｉｎｖＡ）の増幅結果を示す図である。 試験７の黄色ブドウ球菌のゲノムＤＮＡに含まれるヒートショックタンパク遺伝子（Staphylococcus　aureus／ｄｎａＪ）の増幅結果を示す図である。 試験８の腸炎ビブリオのゲノムＤＮＡに含まれる耐熱性溶血毒素遺伝子（Vibrio　parahaemolyticus／ｔｄｈ）の増幅結果を示す図である。 実施例１の八セット全てのプライマーにより七種類の食中毒菌のゲノムＤＮＡの一部を個別にそれぞれ増幅した結果を示す図である。 実施例２の八セット全てのプライマーにより七種類の食中毒菌のゲノムＤＮＡの一部を一括して増幅した結果を示す図である。
　以下、本発明の実施形態について具体的に説明する。
［ＰＣＲ用プライマーセット］
　まず、図１及び図２を参照して本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットについて説明する。
　ＰＣＲ用プライマーセットは、ＰＣＲ法により試料中のゲノムＤＮＡの一部を増幅するために用いられ、フォワードプライマー及びリバースプライマーの二種類のプライマーにより特定される領域を増幅する。ＰＣＲ用プライマーセットは、ＰＣＲ反応液に含有される。ＰＣＲ反応液には、その他に核酸合成基質、核酸合成酵素、試料のゲノムＤＮＡ、緩衝液などが含有される。そして、このＰＣＲ反応液を用いてサーマルサイクラーなどの核酸増幅装置により、試料中のゲノムＤＮＡの一部が増幅される。すなわち、ＰＣＲ用プライマーセットによる増幅対象領域を有するゲノムＤＮＡが試料中に存在している場合、その対象領域が増幅される。本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットは、一般的なＰＣＲ法において使用することができる。
　図１において、配列番号は、配列表に示される塩基配列の配列番号を示している。Ｆ／Ｒは、フォワードプライマー及びリバースプライマーの区別を示しており、Ｆがフォワードプライマー、Ｒがリバースプライマーを示している。増幅対象食中毒菌（学名）は、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットにより増幅する対象の食中毒菌の名称を表している。対象領域は、その食中毒菌における本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットにより増幅される対象領域に存在する遺伝子の名称を示している。増幅産物は、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットを用いて、対応する対象領域を増幅した場合の増幅産物の塩基配列の長さを示している。また、図２において、食中毒菌の増幅対象領域ごとに対応するＰＣＲ用プライマーセットの塩基配列を示している。
　配列番号１及び２は、セレウス（Bacillus　cereus）のゲノムＤＮＡに含まれる溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（ｎｈｅ）を増幅するためのプライマーセットの塩基配列を示しており、増幅産物は１９５ｂｐ（ｂａｓｅ　ｐａｉｒ）である。
　配列番号３及び４は、セレウス（Bacillus　cereus）のゲノムＤＮＡに含まれるセレウリド合成酵素遺伝子（ｃｅｓＢ）を増幅するためのプライマーセットの塩基配列を示しており、増幅産物は２３８ｂｐである。
　配列番号５及び６は、カンピロバクター（Campylobacter属）のゲノムＤＮＡに含まれるリボソーム遺伝子（１６Ｓ　ｒＤＮＡ）を増幅するためのプライマーセットの塩基配列を示しており、増幅産物は２６３ｂｐである。
　配列番号７及び８は、大腸菌（Escherichia　coli）のゲノムＤＮＡに含まれるウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（ｐｙｒＨ）を増幅するためのプライマーセットの塩基配列を示しており、増幅産物は１５７ｂｐである。
　配列番号９及び１０は、リステリア（Listeria属）のゲノムＤＮＡに含まれるヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を増幅するためのプライマーセットの塩基配列を示しており、増幅産物は１７６ｂｐである。
　配列番号１１及び１２は、サルモネラ（Salmonella属）のゲノムＤＮＡに含まれる侵入性因子関連遺伝子（ｉｎｖＡ）を増幅するためのプライマーセットの塩基配列を示しており、増幅産物は１８０ｂｐである。
　配列番号１３及び１４は、黄色ブドウ球菌（Staphylococcus　aureus）のゲノムＤＮＡに含まれるヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を増幅するためのプライマーセットの塩基配列を示しており、増幅産物は２３６ｂｐである。
　配列番号１５及び１６は、腸炎ビブリオ（Vibrio　parahaemolyticus）のゲノムＤＮＡに含まれる耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）を増幅するためのプライマーセットの塩基配列を示しており、増幅産物は３８０ｂｐである。
　これらの配列番号に示される塩基配列は、５’末端から３’末端方向の配列を示している。
　また、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットにおける各プライマーは、上記の塩基配列に限定されるものではなく、それぞれの塩基配列において１又は数個の塩基が欠損、置換又は付加されたものを用いることができる。また、それぞれの塩基配列に対して相補的な塩基配列からなる核酸断片に対してストリンジェントな条件下でハイブリダイズできる核酸断片からなるものを用いることもできる。
　なお、ストリンジェントな条件とは、特異的なハイブリッドが形成され、非特異的なハイブリッドが形成されない条件をいう。例えば、配列番号１～１６で表される配列からなるＤＮＡに対し高い相同性（相同性が９０％以上、好ましくは９５％以上）を有するＤＮＡが、配列番号１～１６で表される配列からなるＤＮＡと相補的な塩基配列からなるＤＮＡと、ハイブリダイズする条件が挙げられる。通常、完全ハイブリッドの溶解温度（Ｔｍ）より約５℃～約３０℃、好ましくは約１０℃～約２５℃低い温度でハイブリダイゼーションが起こる場合をいう。ストリンジェントな条件については、Ｊ．Ｓａｍｂｒｏｏｋら，Ｍｏｌｅｃｕｌａｒ　Ｃｌｏｎｉｎｇ，Ａ　Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ　Ｍａｎｎｕａｌ，Ｓｅｃｏｎｄ　Ｅｄｉｔｉｏｎ，Ｃｏｌｄ　Ｓｐｒｉｎｇ
Ｈａｒｂｏｒ　Ｌａｂｏｒａｔｏｒｙ　Ｐｒｅｓｓ（１９８９）、特に11.45節「Ｃｏｎｄｉｔｉｏｎｓ　ｆｏｒ　Ｈｙｂｒｉｄｉｚａｔｉｏｎ　ｏｆ　Ｏｌｉｇｏｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ　Ｐｒｏｂｅｓ」に記載されている条件等を使用することができる。
　さらに、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットに対して、相補的な塩基配列を有するプライマーからなるＰＣＲ用プライマーセットを用いることもできる。
　すなわち、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットにおけるプライマーとそれぞれ相補的な配列を有し、かつ５’末端から３’末端の配列の方向を逆向きにしたプライマーセットを用いることもできる。
　上記八種類のＰＣＲ用プライマーセットをＰＣＲ反応液に含有させてＰＣＲ法による増幅反応を行った場合、ＰＣＲ反応液に含有される試料中に、上記増幅対象の食中毒菌のゲノムＤＮＡのいずれかが含まれていれば、その増幅対象領域を特異的に増幅することができる。
　また、試料中に、上記増幅対象の食中毒菌のゲノムＤＮＡが二種類以上含まれている場合、それぞれのゲノムＤＮＡの増幅対象領域を同時かつ特異的に増幅することができる。試料中に、七種類の増幅対象の食中毒菌のゲノムＤＮＡにおける八領域の遺伝子が全て含まれている場合でも、各ゲノムＤＮＡの増幅対象領域を同時かつ特異的に増幅することが可能である。
　すなわち、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットによれば、それぞれ対象の食中毒菌以外のゲノムＤＮＡによる競合が行われない。また、複数のＰＣＲ用プライマーセットを同時に使用しても、異なるプライマーセットにおけるプライマーの組み合わせによる非特異的な増幅も行われない。
　このため、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットをＰＣＲ反応液に加えることで、試料に増幅対象領域をもつ食中毒菌のゲノムＤＮＡが含まれている場合には、その領域を特異的に増幅することが可能である。
　また、試料に増幅対象の食中毒菌が複数種類含まれている場合でも、それぞれの増幅対象領域を同時かつ特異的に増幅することが可能である。
　勿論、ＰＣＲ反応液に、上記八種類のＰＣＲ用プライマーセットの全てではなく、このうち一種類から七種類のＰＣＲ用プライマーセットが含まれている場合であっても、そのＰＣＲ用プライマーセットの増幅対象領域をもつ食中毒菌のゲノムＤＮＡがＰＣＲ反応液に含まれている場合には、その対象領域を特異的に増幅することが可能である。
［ＰＣＲ用反応液］
　本実施形態のＰＣＲ反応液は、少なくとも上記八種類のＰＣＲ用プライマーセットのいずれかを含有し、好ましくはその二種類以上を含有し、より好ましくは、八種類全てのＰＣＲ用プライマーセットを含有するものである。ＰＣＲ反応液におけるそれ以外の成分は、一般的なものを用いることができる。
　具体的には、例えば以下の組成からなるものを用いることができるが、これに限定されるものではない。特に、プライマー、試料のＤＮＡ、及び滅菌水の容量は、増幅対象とする食中毒菌の種類数によって相違する。
・緩衝液（１０容量％）
・核酸合成基質（８容量％）
・フォワードプライマー（１０ｎｇ／μｌ、２容量％～１６容量％）
・リバースプライマー（１０ｎｇ／μｌ、２容量％～１６容量％）
・核酸合成酵素（０．５容量％）
・試料のＤＮＡ（５容量％～３５容量％）
・水（７２．５容量％～１４．５容量％）
［食中毒菌の検出方法］
　次に、本実施形態の食中毒菌の検出方法について説明する。
　まず、本実施形態のＰＣＲ反応液を用いて、ＰＣＲ法により試料中に含まれるゲノムを増幅する。
　なお、実用上は、食中毒菌の検出を行う場合、食品や環境などからサンプルを採取して、そのサンプル中に含まれる菌の培養を行う。そして、培養された菌からゲノムＤＮＡを抽出し、この抽出されたゲノムＤＮＡを、上記ＰＣＲ反応液における試料として使用する。したがって、実用上は、試料中に増幅対象の食中毒菌が存在するか否かは不明であり、存在する場合に、これを検出することを可能にしている。また、このときＰＣＲ反応液に上記八種類のＰＣＲ用プライマーセットを全て含有させておけば、試料に上記七菌種八領域の遺伝子の少なくともいずれかが存在していれば、その増幅対象領域をそれぞれ特異的に増幅することが可能である。
　ＰＣＲ法による遺伝子の増幅には、核酸増幅装置を使用する。この核酸増幅装置としては、一般的なサーマルサイクラーなどを用いることができる。ＰＣＲの反応条件は、例えば以下のようにすることができるが、これに限定されるものではない。
（１）９５℃　２分
（２）９５℃　１０秒（ＤＮＡ鎖の乖離工程）
（３）６８℃　３０秒（アニーリング工程）
（４）７２℃　３０秒（ＤＮＡ合成工程）
（５）７２℃　２分
（２）～（４）を４０サイクル
　次に増幅産物を用いて電気泳動を行い、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットによる増幅産物が得られているか否かを確認する。
　電気泳動は、アガロースゲル電気泳動やアクリルアミド電気泳動やマイクロチップ電気泳動など一般的な方法により行うことができる。
［プライマーの設計方法］
　次に、本実施形態のプライマーの設計方法について説明する。
　背景技術において説明した通り、複数の食中毒菌を、それぞれ特異的に同時に検出するためには、その複数の食中毒菌のＤＮＡを同時に増幅可能なプライマーを設計する必要がある。しかしながら、種類の異なるプライマーセットが複数存在する場合は、プライマーの長さや融解温度などが近いと競合する場合があるため、単独の場合よりも一層特異性の高い増幅を行うことが可能なプライマーの設計が求められる。
　そこで、本発明者らは、このようなプライマーの特異性を向上させ得るプライマーの設計方法を検討し、以下の基準に従えば、プライマーの特異性を向上させ得ることを見いだした。
（１）融解温度
　プライマーの融解温度を７０℃以上とする。
　従来のプライマーでは、融解温度が５５℃～６０℃のものが一般的に使用されている。これに対し、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットでは、融解温度の高いプライマーを設計することで、ＰＣＲにおける増幅反応時の自由エネルギーを増大させ、非特異的な増幅反応を減少させることができているものと推定される。
（２）ＧＣ含量
　プライマーの塩基配列におけるＧＣ含量を６０％以上とする。
　従来のプライマーでは、ＧＣ含量が４０％～６０％のものが一般的に使用されている。これに対し、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットでは、ＡＴに比較してより高い結合力を有するＧＣの含量が多いプライマーを設計することで、アニーリング工程における特異的結合を向上させることが可能になっているものと推定される。
（３）プライマーの長さ
　プライマーの塩基配列の長さを２３mer～４１mer程度とする。より好ましくは２６mer～３４mer程度であり、２８mer～３２mer程度とすることがさらに好ましい。
　従来のプライマーでは、塩基配列の長さが１８mer～２５mer程度のものが一般的に使用されている。これに対し、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットでは、より長いプライマーを使用することで、非特異的な増幅を排除するようにしている。
　このように（１）～（３）の少なくともいずれかの基準を用いてプライマー設計を行うことで、従来のプライマーよりもその特異性、すなわち増幅対象の遺伝子領域を特異的に増幅させる性質を、より向上させることが可能になっている。
　本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットは、これら全ての基準に適合するＰＣＲ用プライマーセットを設計することで、七種類八領域を特異的に増幅することが可能な優れたものとなっている。
（４）検出対象領域
　また、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットは、図１を用いて上述した通り、各食中毒菌の特定の領域を対象として、プライマーを設計している。
　すなわち、これらの食中毒菌の毒素領域の遺伝子、及び／又は、生体内必須領域の遺伝子を対象としている。
　具体的には、増幅対象領域として、セレウスについては溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（ｎｈｅ）、及びセレウリド合成酵素遺伝子（ｃｅｓＢ）を、カンピロバクターについてはリボソーム遺伝子（１６Ｓ　ｒＤＮＡ）を、大腸菌についてはウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（ｐｙｒＨ）を、リステリアについてはヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を、サルモネラについては侵入性因子関連遺伝子（ｉｎｖＡ）を、黄色ブドウ球菌についてはヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を、腸炎ビブリオについては耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）を、それぞれ選択している。
　本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットは、それぞれこれらの領域を増幅対象として選択することにより、プライマーの特異性をより向上させることが可能となっている。
　以上説明した通り、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセット、ＰＣＲ用反応液、食中毒菌の検出方法によれば、セレウス、カンピロバクター、大腸菌、リステリア、サルモネラ、黄色ブドウ球菌、腸炎ビブリオの七種類の食中毒菌における八領域について、同時に特異的に増幅することができる。このため、本実施形態によれば、これらの食中毒菌を同時にそれぞれ特異的に検出することが可能となる。
　また、本実施形態のプライマーの設計方法によれば、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットのような特異性の高いプライマーを設計することが可能である。
　まず、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットが、増幅対象領域を正しく増幅できるかを確認するための検証試験を行った。
　試験方法は、上記実施形態の方法により、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットを含有するＰＣＲ反応液を用いてＰＣＲ法により増幅反応を行い、増幅産物を電気泳動することで、正しい増幅産物が得られることを確認した。具体的には、八種類のＰＣＲ用プライマーセットごとに、以下の試験１～８において説明する。
（試験１）
　まず、ＰＣＲ用プライマーセットとして、配列番号１及び２に示す塩基配列からなるプライマーを備えたものを用いた。増幅対象領域は、セレウスのゲノムＤＮＡの毒素領域における溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（ｎｈｅ）であり、増幅産物は１９５ｂｐである。
　ＰＣＲ反応液としては、以下の組成のものを使用した。プライマーはライフテクノロジージャパン株式会社より合成した。それ以外は、タカラバイオ株式会社製である。
・緩衝液　10×Ex　Taq　buffer(20mM　Mg　2＋　plus)　2.0μl
・核酸合成基質　dNTP　Mixture(dATP、dCTP、dGTP、dTTP各2.5mM)　1.6μl
・primerF(10ng/μl、final　conc.4ng)　0.4μl
・primerR(10ng/μl、final　conc.4ng)　0.4μl
・核酸合成酵素　EX　Taq(5U/μl)　0.1μl
・試料のＤＮＡ　1.0μl
・滅菌水　14.5μl
（全量　20μl）
　また、試料のＤＮＡは、次の１～１１に示す食中毒菌の供試菌株のゲノムＤＮＡをそれぞれ別個に含有させ、個別にＰＣＲを行った。
１．Bacillus　cereus　NBRC　15305
２．Bacillus　cereus　TIFT　114011
３．Campylobacter　coli　ATCC　43478
４．Campylobacter　jejuni　ATCC　33560
５．Escherichia　coli　NBRC　102203
６．Listeria　monocytogenes　ATCC　15313
７．Salmonella　enterica　ATCC　9270
８．Staphylococcus　aureus　NBRC　100910
９．Vibrio　parahaemolyticus　GTC　2055
１０．Vibrio　parahaemolyticus　ATCC　17802
１１．Yersinia　enterocolitica　ATCC　9610
１２．Negative　Cont.
　これらの食中毒菌の菌株は、次の機関から分譲されたものである。
・NBRC　独立行政法人製品評価基盤機構
・TIFT　東洋食品研究所
・ATCC　American　type　culture　collection
・GTC　岐阜大学大学院医学系研究科病原体制御分野
　なお、供試菌株１１のエルシニア（Yersinia　enterocolitica　ATCC　9610）を含有するＰＣＲ反応液を用いた試験は、本実施形態の各ＰＣＲ用プライマーセットについての偽陽性反応を確認するために行った。また、１２の試験は、試料のＤＮＡに代えて同量の滅菌水をＰＣＲ反応液に加えたものである。
　ＰＣＲ法による遺伝子の増幅には、ｅｐグラジエント（エッペンドルフ株式会社製）を使用した。また、ＰＣＲの反応条件は、実施形態で説明したものと同一の次の条件で行った。
（１）９５℃　２分
（２）９５℃　１０秒（ＤＮＡ鎖の乖離工程）
（３）６８℃　３０秒（アニーリング工程）
（４）７２℃　３０秒（ＤＮＡ合成工程）
（５）７２℃　２分
（２）～（４）を４０サイクル
　次に、ＰＣＲ法による産物を、アガロースゲル電気泳動により増幅対象領域ごとに泳動させ、正しい増幅産物が得られているか否かを確認した。電気泳動は、MultiNA(株式会社島津製作所製)を用いて行った。その結果を図３に示す。
　同図において、１～１２のバンドは、それぞれ対応する番号の試料のＤＮＡ等を含有するＰＣＲ反応液を用いて行ったＰＣＲの産物を、それぞれ電気泳動した結果を示している。また、グラフは、増幅産物の長さを示すものである。グラフには、当該ＰＣＲ用プライマーセットの増幅対象である目的の増幅産物が得られたバンドについて、その増幅産物のピークが示されている。これらは、以下の試験２～８においても同様である。
　ここで、ＰＣＲによる増幅産物を電気泳動した場合、MultiNA(株式会社島津製作所製)に用いる試薬などの影響から、理論上の増幅産物の塩基配列と完全には一致せず、近似する値の結果が得られる。
　試験１のＰＣＲ用プライマーセットは、配列番号１及び２に示す塩基配列からなるプライマーを備えたものであり、増幅対象領域はセレウスの溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（ｎｈｅ）、増幅産物は１９５ｂｐである。
　図３では、試料のＤＮＡとしてセレウスのゲノムを使用した供試菌株１，２において、２００ｂｐ付近にバンドが見られ、その他の供試菌株３～１２には、同付近にバンドが見られない。また、下欄のグラフは、供試菌株１についてのものであり、１９５ｂｐのピークが示されている。
　なお、電気泳動結果における２５ｂｐや７５ｂｐ付近等のその他のバンドは、プライマーやプライマーにより形成されたダイマーを示すものであると推定される。これは、以下の試験２～８でも同様である。
　以上のことから、試料のＤＮＡとしてセレウスのゲノムＤＮＡを使用した供試菌株１，２では、試験１のＰＣＲ用プライマーセットにより、セレウスの溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（ｎｈｅ）が正しく増幅されていると判断できる。
　一方、試料のＤＮＡとしてその他のゲノムを使用した供試菌株３－１１のバンドを参照すると、プライマーにより形成されたダイマーを示すと考えられるバンドは見られるが、溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（ｎｈｅ）が増幅されたものと誤認してしまうような、非対象領域の増幅は見られなかった。
　これにより、配列番号１及び２に示す塩基配列からなるプライマーを備えたＰＣＲ用プライマーセットを用いることで、セレウスの溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（ｎｈｅ）を特異的に増幅できることが確認された。
（試験２）
　ＰＣＲ用プライマーセットとして、配列番号３及び４に示す塩基配列からなるプライマーを備えたものを用いた点以外は、試験１と同様にして実験を行った。その結果を図４に示す。
　試験２のＰＣＲ用プライマーセットの増幅対象領域は、セレウスのゲノムＤＮＡの毒素領域におけるセレウリド合成酵素遺伝子（ｃｅｓＢ）であり、増幅産物は２３８ｂｐである。
　図４では、試料のＤＮＡとして、セレウリド合成酵素遺伝子（ｃｅｓＢ）を有する供試菌株２のゲノム（Bacillus　cereus　TIFT　114011）のＤＮＡを使用したものにおいて、２５０ｂｐ付近にバンドが見られ、その他の供試菌株１，３－１２には、２５０ｂｐ付近にバンドが見られない。また、下欄のグラフは、供試菌株２についてのものであり、２５１ｂｐのピークが示されている。
　したがって、試料のＤＮＡとして、セレウリド合成酵素遺伝子（ｃｅｓＢ）を有するゲノムＤＮＡを用いた供試菌株２については、試験２のＰＣＲ用プライマーセットにより、増幅対象領域が正しく増幅されていると判断できる。
　一方、試料のＤＮＡとしてその他のゲノムＤＮＡを使用した供試菌株１，３～１１のバンドを参照すると、セレウリド合成酵素遺伝子（ｃｅｓＢ）が増幅されたものと誤認してしまうような、非対象領域の増幅は見られなかった。
　これにより、配列番号３及び４に示す塩基配列からなるプライマーを備えたＰＣＲ用プライマーセットを用いることで、セレウスのセレウリド合成酵素遺伝子（ｃｅｓＢ）を特異的に増幅できることが確認された。
（試験３）
　ＰＣＲ用プライマーセットとして、配列番号５及び６に示す塩基配列からなるプライマーを備えたものを用いた点以外は、試験１と同様にして実験を行った。その結果を図５に示す。
　試験３のＰＣＲ用プライマーセットの増幅対象領域は、カンピロバクターのゲノムＤＮＡの生体内必須領域におけるリボソーム遺伝子（１６Ｓ　ｒＤＮＡ）であり、増幅産物は２６３ｂｐである。
　図５では、試料のＤＮＡとして、カンピロバクターのリボソーム遺伝子（１６Ｓ　ｒＤＮＡ）を有する供試菌株３，４のゲノムのＤＮＡを使用したものにおいて、２７５ｂｐ付近にバンドが見られ、その他の供試菌株１，２，５～１２には、同付近にバンドは見られない。また、下欄のグラフは、供試菌株３についてのものであり、２６８ｂｐのピークが示されている。
　したがって、試料のＤＮＡとして、カンピロバクターのリボソーム遺伝子（１６Ｓ　ｒＤＮＡ）を有するゲノムＤＮＡを用いた供試菌株３，４については、試験３のＰＣＲ用プライマーセットにより、増幅対象領域が正しく増幅されていると判断できる。
　一方、試料のＤＮＡとしてその他のゲノムＤＮＡを使用した供試菌株１，２，５～１１のバンドを参照すると、カンピロバクターのリボソーム遺伝子（１６Ｓ　ｒＤＮＡ）が増幅されたものと誤認してしまうような、非対象領域の増幅は見られなかった。
　これにより、配列番号５及び６に示す塩基配列からなるプライマーを備えたＰＣＲ用プライマーセットを用いることで、カンピロバクターのリボソーム遺伝子（１６Ｓ　ｒＤＮＡ）を特異的に増幅できることが確認された。
（試験４）
　ＰＣＲ用プライマーセットとして、配列番号７及び８に示す塩基配列からなるプライマーを備えたものを用いた点以外は、試験１と同様にして実験を行った。その結果を図６に示す。
　試験４のＰＣＲ用プライマーセットの増幅対象領域は、大腸菌のゲノムＤＮＡの生体内必須領域におけるウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（ｐｙｒＨ）であり、増幅産物は１５７ｂｐである。
　図６では、試料のＤＮＡとして、大腸菌のウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（ｐｙｒＨ）を有する供試菌株５のゲノムのＤＮＡを使用したものにおいて、１６０ｂｐ付近にバンドが見られ、その他の供試菌株１～４，６～１２には、同付近にバンドは見られない。また、下欄のグラフは、供試菌株５についてのものであり、１５９ｂｐのピークが示されている。
　したがって、試料のＤＮＡとして、大腸菌のウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（ｐｙｒＨ）を有するゲノムＤＮＡを用いた供試菌株５については、試験４のＰＣＲ用プライマーセットにより、増幅対象領域が正しく増幅されていると判断できる。
　一方、試料のＤＮＡとしてその他のゲノムＤＮＡを使用した供試菌株１～４，６～１１のバンドを参照すると、大腸菌のウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（ｐｙｒＨ）が増幅されたものと誤認してしまうような、非対象領域の増幅は見られなかった。
　これにより、配列番号７及び８に示す塩基配列からなるプライマーを備えたＰＣＲ用プライマーセットを用いることで、大腸菌のウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（ｐｙｒＨ）を特異的に増幅できることが確認された。
（試験５）
　ＰＣＲ用プライマーセットとして、配列番号９及び１０に示す塩基配列からなるプライマーを備えたものを用いた点以外は、試験１と同様にして実験を行った。その結果を図７に示す。
　試験５のＰＣＲ用プライマーセットの増幅対象領域は、リステリアのゲノムＤＮＡの生体内必須領域におけるヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）であり、増幅産物は１７６ｂｐである。
　図７では、試料のＤＮＡとして、リステリアのヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を有する供試菌株６のゲノムのＤＮＡを使用したものにおいて、２００ｂｐ付近にバンドが見られ、その他の供試菌株１～５，７～１２には、同付近にバンドは見られない。また、下欄のグラフは、供試菌株６についてのものであり、１９８ｂｐのピークが示されている。
　したがって、試料のＤＮＡとして、リステリアのヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を有するゲノムＤＮＡを用いた供試菌株６については、試験５のＰＣＲ用プライマーセットにより、増幅対象領域が正しく増幅されていると判断できる。
　なお、試験５では、理論上の増幅産物の長さと、現実の増幅産物の長さに、２０ｂｐ程度の差が見られる。これは、供試菌株６におけるヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）において、何らかの配列の挿入が起こったためであると推定される。
　一方、試料のＤＮＡとしてその他のゲノムＤＮＡを使用した１～５，７～１１に対応するバンドを参照すると、リステリアのヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）が増幅されたものと誤認してしまうような、非対象領域の増幅は見られなかった。
　これにより、配列番号９及び１０に示す塩基配列からなるプライマーを備えたＰＣＲ用プライマーセットを用いることで、リステリアのヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を特異的に増幅できることが確認された。
（試験６）
　ＰＣＲ用プライマーセットとして、配列番号１１及び１２に示す塩基配列からなるプライマーを備えたものを用いた点以外は、試験１と同様にして実験を行った。その結果を図８に示す。
　試験６のＰＣＲ用プライマーセットの増幅対象領域は、サルモネラのゲノムＤＮＡの毒素領域における侵入性因子関連遺伝子（ｉｎｖＡ）であり、増幅産物は１８０ｂｐである。
　図８では、試料のＤＮＡとして、サルモネラの侵入性因子関連遺伝子（ｉｎｖＡ）を有する供試菌株７のゲノムＤＮＡを使用したものにおいて、１９０ｂｐ付近にバンドが見られ、その他の供試菌株１～６，８～１２には、同付近にバンドは見られない。また、下欄のグラフは、供試菌株７についてのものであり、１８３ｂｐのピークが示されている。
　したがって、試料のＤＮＡとして、サルモネラの侵入性因子関連遺伝子（ｉｎｖＡ）を有するゲノムＤＮＡを用いた供試菌株７については、試験６のＰＣＲ用プライマーセットにより、増幅対象領域が正しく増幅されていると判断できる。
　一方、試料のＤＮＡとしてその他のゲノムＤＮＡを使用した供試菌株１～６，８～１１のバンドを参照すると、サルモネラの侵入性因子関連遺伝子（ｉｎｖＡ）が増幅されたものと誤認してしまうような、非対象領域の増幅は見られなかった。
　これにより、配列番号１１及び１２に示す塩基配列からなるプライマーを備えたＰＣＲ用プライマーセットを用いることで、サルモネラの侵入性因子関連遺伝子（ｉｎｖＡ）を特異的に増幅できることが確認された。
（試験７）
　ＰＣＲ用プライマーセットとして、配列番号１３及び１４に示す塩基配列からなるプライマーを備えたものを用いた点以外は、試験１と同様にして実験を行った。その結果を図９に示す。
　試験７のＰＣＲ用プライマーセットの増幅対象領域は、黄色ブドウ球菌のゲノムＤＮＡの生体内必須領域におけるヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）であり、増幅産物は２３６ｂｐである。
　図９では、試料のＤＮＡとして、黄色ブドウ球菌のヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を有する供試菌株８のゲノムＤＮＡを使用したものにおいて、２４０ｂｐ付近にバンドが見られ、その他の供試菌株１～７，９～１２には、同付近にバンドは見られない。また、下欄のグラフは、供試菌株８についてのものであり、２３８ｂｐのピークが示されている。
　したがって、試料のＤＮＡとして、黄色ブドウ球菌のヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を有するゲノムＤＮＡを用いた供試菌株８については、試験７のＰＣＲ用プライマーセットにより、増幅対象領域が正しく増幅されていると判断できる。
　一方、試料のＤＮＡとしてその他のゲノムＤＮＡを使用した供試菌株１～７，９～１１のバンドを参照すると、黄色ブドウ球菌のヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）が増幅されたものと誤認してしまうような、非対象領域の増幅は見られなかった。
　これにより、配列番号１３及び１４に示す塩基配列からなるプライマーを備えたＰＣＲ用プライマーセットを用いることで、黄色ブドウ球菌のヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を特異的に増幅できることが確認された。
（試験８）
　ＰＣＲ用プライマーセットとして、配列番号１５及び１６に示す塩基配列からなるプライマーを備えたものを用いた点以外は、試験１と同様にして実験を行った。その結果を図１０に示す。
　試験８のＰＣＲ用プライマーセットの増幅対象領域は、腸炎ビブリオのゲノムの毒素領域における耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）であり、増幅産物は３８０ｂｐである。
　図１０では、試料のＤＮＡとして、腸炎ビブリオの耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）を有する供試菌株９のゲノムＤＮＡを使用したものにおいて、４００ｂｐ付近にバンドが見られ、その他の供試菌株１～８，１０～１２には、同付近にバンドは見られない。また、下欄のグラフは、供試菌株９についてのものであり、３９０ｂｐのピークが示されている。なお、供試菌株１０のゲノム（Vibrio　parahaemolyticus　ATCC　17802）は、耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）を有していない腸炎ビブリオの菌株であり、増幅対象領域の増幅は見られなかった。
　したがって、試料のＤＮＡとして、腸炎ビブリオの耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）を有するゲノムＤＮＡを用いた供試菌株９については、試験８のＰＣＲ用プライマーセットにより、増幅対象領域が正しく増幅されていると判断できる。
　一方、試料のＤＮＡとしてその他のゲノムＤＮＡを使用した供試菌株１～８，１０，１１のバンドを参照すると、腸炎ビブリオの耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）が増幅されたものと誤認してしまうような、非対象領域の増幅は見られなかった。
　これにより、配列番号１５及び１６に示す塩基配列からなるプライマーを備えたＰＣＲ用プライマーセットを用いることで、腸炎ビブリオの耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）を特異的に増幅できることが確認された。
　以上の通り、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットは、それぞれ単独で用いた場合には、当該プライマーセットの増幅対象ではない他の上記食中毒菌のゲノムＤＮＡに関し、偽陽性による増幅反応が起こらないことが確認された。
　次に、これらのＰＣＲ用プライマーセットを同時に使用した場合において、対象領域を特異的に増幅できるかを検証した。その結果を以下の実施例１及び実施例２において説明する。
（実施例１）
　まず、ＰＣＲ用プライマーセットとして、試験１～８で使用した全てのプライマーセットを用いて、実験を行った。すなわち、実施例１のＰＣＲ反応液には、配列番号１～１６に示す塩基配列からなる全てのプライマーを含有させた。
　実施例１のＰＣＲ反応液は、プライマー、試料のＤＮＡ、及び滅菌水以外は試験１と同様であり、以下の組成のものを使用した。
・緩衝液　10×Ex　Taq　buffer(20mM　Mg　2＋　plus)　2.0μl
・核酸合成基質　dNTP　Mixture(dATP、dCTP、dGTP、dTTP各2.5mM)　1.6μl
・ビブリオ検出用primer　F（10ng/μl、final　conc.4ng）　0.4μl
・ビブリオ検出用primer　R（10ng/μl、final　conc.4ng）　0.4μl
・他のprimer　F（10ng/μl、final　conc.2ng）　0.2μl×7
・他のprimer　R（10ng/μl、final　conc.2ng）　0.2μl×7
・核酸合成酵素　EX　Taq(5U/μl)　0.1μl
・試料のＤＮＡ　1.0μl
・滅菌水　11.7μl
　また、試料のＤＮＡは、次の１～７に示す食中毒菌の供試菌株のゲノムＤＮＡをそれぞれ別個に含有させ、個別にＰＣＲを行った。
１．Bacillus　cereus　TIFT　114011
２．Campylobacter　jejuni　ATCC　33560
３．Escherichia　coli　NBRC　102203
４．Listeria　monocytogenes　ATCC　15313
５．Salmonella　enterica　ATCC　9270
６．Staphylococcus　aureus　NBRC　100910
７．Vibrio　parahaemolyticus　GTC　2055
　ＰＣＲ法による遺伝子の増幅は、試験１と同様に、ｅｐグラジエント（エッペンドルフ株式会社製）を使用して、以下の条件で行った。
（１）９５℃　２分
（２）９５℃　１０秒（ＤＮＡ鎖の乖離工程）
（３）６８℃　３０秒（アニーリング工程）
（４）７２℃　３０秒（ＤＮＡ合成工程）
（５）７２℃　２分
（２）～（４）を４０サイクル
　次に、ＰＣＲ法による産物を、電気泳動により増幅対象領域ごとに泳動させ、試料のＤＮＡごとに、その増幅対象領域が増幅された正しい増幅産物が得られているか否かを確認した。その結果を図１１に示す。
　同図において、試料のＤＮＡとして、上記供試菌株１～７のゲノムＤＮＡを用いた場合のＰＣＲ法による増幅産物ごとに、それぞれ以下のピークが示されている。
１．Bacillus　cereus　TIFT　114011　　　　１９８ｂｐ及び２５２ｂｐ
２．Campylobacter　jejuni　ATCC　33560　　２７０ｂｐ
３．Escherichia　coli　NBRC　102203　　
　１５８ｂｐ
４．Listeria　monocytogenes　ATCC　15313　１９５ｂｐ
５．Salmonella　enterica　ATCC　9270　１７７ｂｐ
６．Staphylococcus　aureus　NBRC　100910　２３８ｂｐ
７．Vibrio　parahaemolyticus　GTC　2055　 ３９０ｂｐ
　これらは、それぞれの理論上の増幅産物の塩基配列の長さに近似するものであり、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットによって、それぞれ対象とする食中毒菌の増幅対象領域が特異的に増幅することができていると考えられる。
　なお、供試菌株４のリステリアの増幅産物は１９５ｂｐであり、図１に示すリステリアの増幅産物１７６ｂｐに比較して２０ｂｐ近く長くなっているが、これは上述した通り、当該菌株に配列の挿入が生じていることによるものと推定される。
（実施例２）
　実施例２のＰＣＲ反応液には、試料のＤＮＡとして、実施例１における供試菌株１～７の全ての食中毒菌のゲノムＤＮＡを含有させた。試料のＤＮＡ及び滅菌水以外は実施例１と同様であり、以下の組成のものを使用した。
・緩衝液　10×Ex　Taq　buffer(20mM　Mg　2＋　plus)　2.0μl
・核酸合成基質　dNTP　Mixture(dATP、dCTP、dGTP、dTTP各2.5mM)　1.6μl
・ビブリオ検出用primer　F（10ng/μl、final　conc.4ng）　0.4μl
・ビブリオ検出用primer　R（10ng/μl、final　conc.4ng）　0.4μl
・他のprimer　F（10ng/μl、final　conc.2ng）　0.2μl×7
・他のprimer　R（10ng/μl、final　conc.2ng）　0.2μl×7
・核酸合成酵素　EX　Taq(5U/μl)　0.1μl
・試料のＤＮＡ　1.0μl×7
・滅菌水　5.7μl
　このＰＣＲ反応液を用いて、実施例１と同様の条件で、ＰＣＲ法により増幅対象領域の増幅を一括して行った。
　次に、増幅産物の電気泳動を、ＭｕｌｔｉＮＡ（株式会社島津製作所製）を用いて行った。その結果を図１２に示す。
　同図に示すように、次の８つの増幅産物のピークが見られた。
（１）１６８ｂｐ　（２）１７２ｂｐ　（３）１８７ｂｐ　（４）２０１ｂｐ　
（５）２２４ｂｐ　（６）２４３ｂｐ　（７）２７３ｂｐ　（８）３８７ｂｐ　
　実施例１の結果と照らし合わせると、これらのピークは、それぞれ以下の供試菌株の増幅産物を示していると考えられる。
（１）供試菌株３．Escherichia　coli　NBRC　102203
（２）供試菌株５．Salmonella　enterica　ATCC　9270
（３）供試菌株４．Listeria　monocytogenes　ATCC　15313
（４）供試菌株１．Bacillus　cereus　TIFT　114011
（５）供試菌株６．Staphylococcus　aureus　NBRC　100910
（６）供試菌株１．Bacillus　cereus　TIFT　114011
（７）供試菌株２．Campylobacter　jejuni　ATCC　33560
（８）供試菌株７．Vibrio　parahaemolyticus　GTC　2055
　このように、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットによれば、セレウス、カンピロバクター、大腸菌、リステリア、サルモネラ、黄色ブドウ球菌、腸炎ビブリオの食中毒菌を同時かつ特異的に増幅することができることがわかった。
　またその結果、これらの食中毒菌を同時にそれぞれ特異的に検出することが可能であることが確認された。
　本発明は、以上の実施形態や実施例に限定されるものではなく、本発明の範囲内において、種々の変更実施が可能であることは言うまでもない。
　例えば、ＰＣＲ反応液のプライマーとして、本実施形態のＰＣＲ用プライマーセットを含有させるものであれば、その他の成分については上記実施形態及び実施例と異なるものとするなど適宜変更することが可能である。また、本実施形態のプライマーの設計方法を、その他の菌のゲノムＤＮＡを増幅するためのプライマー設計に適用することも可能である。
　本発明は、食品や製造環境などに、セレウス、カンピロバクター、大腸菌、リステリア、サルモネラ、黄色ブドウ球菌、腸炎ビブリオが存在しているか否かを同時かつ特異的に短期間で検査する場合などに好適に利用することが可能である。

Claims (11)

  1. 　ＰＣＲ法によって核酸を増幅するためのプライマーセットであって、
    　セレウス（Bacillus　cereus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号２に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第一のプライマーセットと、
    　セレウス（Bacillus　cereus）のＤＮＡを増幅するための配列番号３に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号４に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第二のプライマーセットと、
    　カンピロバクター（Campylobacter属）のＤＮＡを増幅するための配列番号５に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号６に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第三のプライマーセットと、
    　大腸菌（Escherichia　coli）のＤＮＡを増幅するための配列番号７に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号８に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第四のプライマーセットと、
    　リステリア（Listeria属）のＤＮＡを増幅するための配列番号９に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１０に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第五のプライマーセットと、
    　サルモネラ（Salmonella属）のＤＮＡを増幅するための配列番号１１に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１２に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第六のプライマーセットと、
    　黄色ブドウ球菌（Staphylococcus　aureus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１３に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１４に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第七のプライマーセットと、
    　腸炎ビブリオ（Vibrio　parahaemolyticus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１５に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１６に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第八のプライマーセットと、からなる群のうち、二以上のプライマーセットを混合してなる
    　ことを特徴とするＰＣＲ用プライマーセット。
  2. 　前記第一から第八の全てのプライマーセットを混合してなることを特徴とする請求項１記載のＰＣＲ用プライマーセット。
  3. 　前記第一から第八のプライマーセットにおけるプライマーが、以下の（Ａ）又は（Ｂ）であることを特徴とする請求項１又は２記載のＰＣＲ用プライマーセット。
    　（Ａ）配列番号１～１６に示す塩基配列において１又は数個の塩基が欠損、置換又は付加されたプライマー。
    　（Ｂ）配列番号１～１６に示す塩基配列に対して相補的な塩基配列からなる核酸断片に対してストリンジェントな条件下でハイブリダイズできる核酸断片からなるプライマー。
  4. 　請求項１～３のいずれかに記載のＰＣＲ用プライマーセットに対して、相補的な塩基配列を有するプライマーからなることを特徴とするＰＣＲ用プライマーセット。
  5. 　ＰＣＲ法によって核酸を増幅するためのプライマーセットであって、
    　セレウス（Bacillus　cereus）のゲノムＤＮＡに含まれる溶血活性を示さないエンテロトキシン分泌遺伝子（ｎｈｅ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、
    　セレウス（Bacillus　cereus）のゲノムＤＮＡに含まれるセレウリド合成酵素遺伝子（ｃｅｓＢ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、
    　カンピロバクター（Campylobacter属）のゲノムＤＮＡに含まれるリボソーム遺伝子（１６Ｓ　ｒＤＮＡ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、
    　大腸菌（Escherichia　coli）のゲノムＤＮＡに含まれるウリジンモノリン酸キナーゼ遺伝子（ｐｙｒＨ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、
    　リステリア（Listeria属）のゲノムＤＮＡに含まれるヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、
    　サルモネラ（Salmonella属）のゲノムＤＮＡに含まれる侵入性因子関連遺伝子（ｉｎｖＡ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、
    　黄色ブドウ球菌（Staphylococcus　aureus）のゲノムＤＮＡに含まれるヒートショックタンパク遺伝子（ｄｎａＪ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、
    　腸炎ビブリオ（Vibrio　parahaemolyticus）のゲノムＤＮＡに含まれる耐熱性溶血毒素遺伝子（ｔｄｈ）を増幅対象領域とするプライマーセットと、からなる群のうち、二以上のプライマーセットを混合してなる
    　ことを特徴とするＰＣＲ用プライマーセット。
  6. 　請求項１～５のいずれかに記載のＰＣＲ用プライマーセットを含有することを特徴とするＰＣＲ用反応液。
  7. 　セレウス（Bacillus　cereus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号２に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第一のプライマーセットと、
    　セレウス（Bacillus　cereus）のＤＮＡを増幅するための配列番号３に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号４に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第二のプライマーセットと、
    　カンピロバクター（Campylobacter属）のＤＮＡを増幅するための配列番号５に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号６に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第三のプライマーセットと、
    　大腸菌（Escherichia　coli）のＤＮＡを増幅するための配列番号７に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号８に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第四のプライマーセットと、
    　リステリア（Listeria属）のＤＮＡを増幅するための配列番号９に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１０に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第五のプライマーセットと、
    　サルモネラ（Salmonella属）のＤＮＡを増幅するための配列番号１１に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１２に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第六のプライマーセットと、
    　黄色ブドウ球菌（Staphylococcus　aureus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１３に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１４に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第七のプライマーセットと、
    　腸炎ビブリオ（Vibrio　parahaemolyticus）のＤＮＡを増幅するための配列番号１５に示す塩基配列からなるプライマー及び配列番号１６に示す塩基配列からなるプライマーを備えた第八のプライマーセットと、からなる群のうち、二以上のプライマーセットを用いて、ＰＣＲ法による増幅対象の試料中にこれらのプライマーセットに対応する一又は二以上の食中毒菌の核酸が含まれている場合、当該核酸を特異的に増幅し、得られた増幅産物にもとづき食中毒菌を検出する
    　ことを特徴とする食中毒菌の検出方法。
  8. 　前記第一から第八の全てのプライマーセットを用いて、ＰＣＲ法による増幅対象の試料中にこれらのプライマーセットに対応する一又は二以上の食中毒菌の核酸が含まれている場合、当該核酸を特異的に増幅することを特徴とする請求項７記載の食中毒菌の検出方法。
  9. 　前記第一から第八のプライマーセットにおけるプライマーが、以下の（Ａ）又は（Ｂ）であることを特徴とする請求項７又は８記載の食中毒菌の検出方法。
    　（Ａ）配列番号１～１６に示す塩基配列において１又は数個の塩基が欠損、置換又は付加されたプライマー。
    　（Ｂ）配列番号１～１６に示す塩基配列に対して相補的な塩基配列からなる核酸断片に対してストリンジェントな条件下でハイブリダイズできる核酸断片からなるプライマー。
  10. 　請求項７～９のいずれかに記載の食中毒菌の検出方法において用いられるプライマーセットに対して、相補的な塩基配列を有するプライマーからなるプライマーセットを用いて、ＰＣＲ法による増幅対象の試料中にこれらのプライマーセットに対応する一又は二以上の食中毒菌の核酸が含まれている場合、当該核酸を特異的に増幅することを特徴とする食中毒菌の検出方法。
  11. 　前記増幅産物を電気泳動し、一又は二以上の食中毒菌を同時に検出することを特徴とする請求項７～１０のいずれかに記載の食中毒菌の検出方法。
      
PCT/JP2011/002126 2010-04-14 2011-04-11 Ｐｃｒ用プライマーセット、ｐｃｒ用反応液、食中毒菌の検出方法 WO2011129091A1 (ja)

Priority Applications (4)

Application Number Priority Date Filing Date Title
EP11768615.4A EP2559761A4 (en) 2010-04-14 2011-04-11 PCR PRIMER ASSEMBLY, PCR REACTION FLUID, AND METHOD OF DETECTING BACTERIA CAUSING FOOD INTOXICATION
CN201180018555.3A CN102844433B (zh) 2010-04-14 2011-04-11 Pcr用引物对、pcr用反应液以及食物中毒菌的检测方法
US13/640,209 US20130059756A1 (en) 2010-04-14 2011-04-11 Primer set for pcr, peaction liquid for pcr, and method for detecting food poisoning bacteria
JP2012510564A JP5830461B2 (ja) 2010-04-14 2011-04-11 Ｐｃｒ用プライマーセット、ｐｃｒ用反応液、食中毒菌の検出方法

Applications Claiming Priority (2)

Application Number Priority Date Filing Date Title
JP2010-093316 2010-04-14
JP2010093316 2010-04-14

Publications (1)

Publication Number Publication Date
WO2011129091A1 true WO2011129091A1 (ja) 2011-10-20

Family

ID=44798475

Family Applications (1)

Application Number Title Priority Date Filing Date
PCT/JP2011/002126 WO2011129091A1 (ja) 2010-04-14 2011-04-11 Ｐｃｒ用プライマーセット、ｐｃｒ用反応液、食中毒菌の検出方法

Country Status (5)

Country Link
US (1) US20130059756A1 (ja)
EP (1) EP2559761A4 (ja)
JP (1) JP5830461B2 (ja)
CN (1) CN102844433B (ja)
WO (1) WO2011129091A1 (ja)

Cited By (10)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2012050362A (ja) * 2010-08-31 2012-03-15 Toyo Seikan Kaisha Ltd マルチプレックスｐｃｒ用プライマーセット及びそれを用いた微生物の検出方法
JP2015522271A (ja) * 2012-06-27 2015-08-06 モビディアグ オイＭｏｂｉｄｉａｇ Ｏｙ 下痢性病原体の存在を検出するための方法
WO2015190106A1 (ja) * 2014-06-11 2015-12-17 東洋製罐グループホールディングス株式会社 食中毒菌検出用担体、食中毒菌検出用キット、食中毒菌の検出方法、及び食中毒菌用ｐｃｒ反応液
WO2015190109A1 (ja) * 2014-06-11 2015-12-17 東洋製罐グループホールディングス株式会社 大腸菌の検出方法、及び大腸菌検出用担体
JP2016000016A (ja) * 2014-06-11 2016-01-07 東洋製罐グループホールディングス株式会社 食中毒菌の検出方法、及び食中毒菌用ｐｃｒ反応液
JP2016000015A (ja) * 2014-06-11 2016-01-07 東洋製罐グループホールディングス株式会社 食中毒菌検出用担体、及び食中毒菌検出用キット
JP5851395B2 (ja) * 2010-05-12 2016-02-03 東洋製罐グループホールディングス株式会社 食中毒菌検出用担体、及び食中毒菌の検出方法
CN105331610A (zh) * 2015-10-22 2016-02-17 大连民族大学 一种检测鲜活农产品中致病菌的五重pcr引物及探针和试剂盒
CN105331688A (zh) * 2015-10-22 2016-02-17 大连民族大学 一种检测鲜活农产品中致病菌的五重pcr检测方法及其检测试剂盒
CN110172503A (zh) * 2019-05-27 2019-08-27 郑州轻工业学院 一种食源性致病菌单增李斯特菌pcdr法检测试剂

Families Citing this family (8)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
CN103725771B (zh) * 2013-08-13 2015-09-02 无锡中德伯尔生物技术有限公司 同时快速准确检测食品中活的产呕吐毒素和不产呕吐毒素蜡样芽孢杆菌试剂盒及其检测方法
MX2014003938A (es) * 2014-04-01 2015-09-30 Univ Nac Autónoma De México Macroarreglos para deteccion en muestras ambientales y biologicas de microorganismos enteropatogenos.
CN105199948A (zh) * 2015-09-29 2015-12-30 窦晓鸣 大肠杆菌的快速检验试剂盒及检测方法
CN105177170B (zh) * 2015-10-29 2019-05-31 大连民族大学 五种食源性致病菌的检测试剂盒及检测方法
CN106868160A (zh) * 2017-03-21 2017-06-20 杭州迪安生物技术有限公司 同时检测多种腹泻病原菌的引物及其应用
CN109022605B (zh) * 2018-09-10 2021-10-29 宁波金未生物科技有限公司 一种用于药品制剂中控的大肠杆菌检测试剂盒
CN111690757A (zh) * 2020-05-19 2020-09-22 广东岭南职业技术学院 用于快速鉴定产呕吐毒素蜡样芽胞杆菌的引物及检测方法
CN114381536B (zh) * 2022-01-21 2024-05-17 江西省检验检测认证总院食品检验检测研究院 五种食源性致病菌的多重pcr检测引物组、试剂盒和方法

Citations (3)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2007274934A (ja) 2006-04-04 2007-10-25 Nippon Meat Packers Inc プライマーセット及び食中毒細菌の検出方法
JP2008072951A (ja) 2006-09-21 2008-04-03 Kitasato Gakuen Ｌａｍｐ法を用いたサルモネラｏ４群の血清型迅速検出法
JP2010046016A (ja) * 2008-08-21 2010-03-04 Toyo Seikan Kaisha Ltd 微生物の検出方法

Family Cites Families (5)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2003164282A (ja) * 2001-11-29 2003-06-10 Rakan:Kk 微生物の検出方法、及び微生物の検出用プライマーセット
KR100671501B1 (ko) * 2005-02-28 2007-01-19 삼성에버랜드 주식회사 식중독 검출용 프라이머 및 이를 이용한 세균성 식중독 검출방법
WO2008041354A1 (fr) * 2006-10-03 2008-04-10 Gifu University DÉTECTION DE BACTÉRIES PAR L'UTILISATION DU GÈNE DnaJ ET UTILISATION DU PROCÉDÉ
KR100994820B1 (ko) * 2007-09-13 2010-11-16 주식회사 코젠바이오텍 식중독 병원체의 검출 방법 및 신속한 검출 키트
CN101386884B (zh) * 2008-10-31 2011-07-27 东北农业大学 一种同时检测原料乳中多种致病菌的方法

Patent Citations (3)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP2007274934A (ja) 2006-04-04 2007-10-25 Nippon Meat Packers Inc プライマーセット及び食中毒細菌の検出方法
JP2008072951A (ja) 2006-09-21 2008-04-03 Kitasato Gakuen Ｌａｍｐ法を用いたサルモネラｏ４群の血清型迅速検出法
JP2010046016A (ja) * 2008-08-21 2010-03-04 Toyo Seikan Kaisha Ltd 微生物の検出方法

Non-Patent Citations (10)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Title
BANG, D. D. ET AL.: "Rapid PCR using nested primers of the 16S rRNA and the hippuricase (hip 0) genes to detect Campylobacter jejuni and Campylobacter coli in environmental samples.", MOLECULAR AND CELLULAR PROBES, vol. 16, no. 5, 2002, pages 359 - 369, XP008161989 *
DOMMEL, MONICA K. ET AL.: "Identification of the main promoter directing cereulide biosynthesis in emetic Bacillus cereus and its application for real-time monitoring of ces gene expression in foods.", APPLIED AND ENVIRONMENTAL MICROBIOLOGY, vol. 76, no. 4, February 2010 (2010-02-01), pages 1232 - 1240, XP008161990 *
HANAWA TOMOKO ET AL.: "Cloning, sequencing, and transcriptional analysis of the dnaK heat shock operon of Listeria monocytogenes.", CELL STRESS & CHAPERONES, vol. 5, no. 1, 2000, pages 21 - 29, XP008161988 *
HANSEN, BJARNE MUNK ET AL.: "Detection of enterotoxic Bacillus cereus and Bacillus thuringiensis strains by PCR analysis.", APPLIED AND ENVIRONMENTAL MICROBIOLOGY, vol. 67, no. 1, 2001, pages 185 - 189, XP002261511 *
J. SAMBROOK ET AL.: "Molecular Cloning, A Laboratory Manual", 1989, COLD SPRING HARBOR LABORATORY PRESS
LEE, K. ET AL.: "A novel multiplex PCR assay for Salmonella subspecies identification.", JOURNAL OF APPLIED MICROBIOLOGY, vol. 107, no. 3, 2009, pages 805 - 811, XP008161985 *
OHTA TOSHIKO ET AL.: "Molecular cloning of two new heat shock genes related to the hsp70 genes in Staphylococcus aureus.", JOURNAL OF BACTERIOLOGY, vol. 176, no. 15, 1994, pages 4779 - 4783, XP008161984 *
See also references of EP2559761A4
SERINA, LIDIA ET AL.: "Escherichia coli UMP- kinase, a member of the aspartokinase family, is a hexamer regulated by guanine nucleotides and UTP.", BIOCHEMISTRY, vol. 34, no. 15, 1995, pages 5066 - 5074, XP002921636 *
YAMAZAKI WATARU ET AL.: "Development of a loop-mediated isothermal amplification assay for sensitive and rapid detection of the tdh and trh genes of Vibrio parahaemolyticus and related Vibrio species.", APPLIED AND ENVIRONMENTAL MICROBIOLOGY, vol. 76, no. 3, February 2010 (2010-02-01), pages 820 - 828, XP008161986 *

Cited By (13)

* Cited by examiner, † Cited by third party
Publication number Priority date Publication date Assignee Title
JP5851395B2 (ja) * 2010-05-12 2016-02-03 東洋製罐グループホールディングス株式会社 食中毒菌検出用担体、及び食中毒菌の検出方法
JP2012050362A (ja) * 2010-08-31 2012-03-15 Toyo Seikan Kaisha Ltd マルチプレックスｐｃｒ用プライマーセット及びそれを用いた微生物の検出方法
JP2015522271A (ja) * 2012-06-27 2015-08-06 モビディアグ オイＭｏｂｉｄｉａｇ Ｏｙ 下痢性病原体の存在を検出するための方法
US10724106B2 (en) 2012-06-27 2020-07-28 Mobidiag Oy Method for determining the presence of diarrhoea causing pathogens
JP2016000013A (ja) * 2014-06-11 2016-01-07 東洋製罐グループホールディングス株式会社 大腸菌の検出方法、及び大腸菌検出用担体
JP2016000015A (ja) * 2014-06-11 2016-01-07 東洋製罐グループホールディングス株式会社 食中毒菌検出用担体、及び食中毒菌検出用キット
JP2016000016A (ja) * 2014-06-11 2016-01-07 東洋製罐グループホールディングス株式会社 食中毒菌の検出方法、及び食中毒菌用ｐｃｒ反応液
WO2015190109A1 (ja) * 2014-06-11 2015-12-17 東洋製罐グループホールディングス株式会社 大腸菌の検出方法、及び大腸菌検出用担体
WO2015190106A1 (ja) * 2014-06-11 2015-12-17 東洋製罐グループホールディングス株式会社 食中毒菌検出用担体、食中毒菌検出用キット、食中毒菌の検出方法、及び食中毒菌用ｐｃｒ反応液
CN105331610A (zh) * 2015-10-22 2016-02-17 大连民族大学 一种检测鲜活农产品中致病菌的五重pcr引物及探针和试剂盒
CN105331688A (zh) * 2015-10-22 2016-02-17 大连民族大学 一种检测鲜活农产品中致病菌的五重pcr检测方法及其检测试剂盒
CN105331688B (zh) * 2015-10-22 2019-04-09 大连民族大学 一种检测鲜活农产品中致病菌的五重pcr检测方法及其检测试剂盒
CN110172503A (zh) * 2019-05-27 2019-08-27 郑州轻工业学院 一种食源性致病菌单增李斯特菌pcdr法检测试剂

Also Published As

Publication number Publication date
CN102844433A (zh) 2012-12-26
JP5830461B2 (ja) 2015-12-09
JPWO2011129091A1 (ja) 2013-07-11
EP2559761A4 (en) 2013-10-02
US20130059756A1 (en) 2013-03-07
EP2559761A1 (en) 2013-02-20
CN102844433B (zh) 2015-08-05

Similar Documents

Publication Publication Date Title
JP5830461B2 (ja) Ｐｃｒ用プライマーセット、ｐｃｒ用反応液、食中毒菌の検出方法
JP5851395B2 (ja) 食中毒菌検出用担体、及び食中毒菌の検出方法
EP3957753B1 (en) Polymerase chain reaction primers and probes for mycobacterium tuberculosis
EP2989212B1 (en) Strand-invasion based dna amplification method
EP2078756A1 (en) Detection of bacterium by utilizing dnaj gene and use thereof
KR101865899B1 (ko) 결핵균, 비결핵균 및 다제내성결핵균 동시 검출용 진단키트
CA2692633A1 (en) Method for the simultaneous detection of multiple nucleic acid sequences in a sample
WO2015190107A1 (ja) ビブリオ・パラヘモリティカスの検出方法、及びビブリオ・パラヘモリティカス検出用担体
KR102030244B1 (ko) 뎅기 바이러스 검출용 올리고뉴클레오티드 세트 및 이의 용도
JP5936829B2 (ja) プライマーの作製方法、プライマーの使用方法、プライマーセット、ｐｃｒ用反応液、及びプライマーの設計方法
US20170081709A1 (en) Method for detecting escherichia coli and carrier for detecting escherichia coli
JP6613627B2 (ja) 核酸増幅の成否判定方法、及び核酸増幅の検査キット
WO2019221219A1 (ja) 細菌の検査方法、細菌の検査用マイクロアレイ、細菌の検査用キット、細菌の検査用プローブセット、及び細菌の検査用プライマーセット
WO2013176136A1 (ja) マイコプラズマ及びアコレプラズマ検出用組成物
WO2016129249A1 (ja) 乳酸菌の検出方法、乳酸菌検出キット、及び乳酸菌検出器具
JP2004344065A (ja) オリゴヌクレオチド及びそれを用いた結核菌群の検出方法
KR101347735B1 (ko) 식중독균 검출용 프로브, 프로브 세트 및 이를 이용한 식중독균의 검출방법
KR102030245B1 (ko) 치쿤군야 바이러스 검출용 올리고뉴클레오티드 세트 및 이의 용도
JP2021093928A (ja) 食中毒菌の検出方法
JP2006158220A (ja) マイコプラズマ・ニューモニエ（Ｍｙｃｏｐｌａｓｍａｐｎｅｕｍｏｎｉａｅ）検出のためのオリゴヌクレオチドプライマー

Legal Events

Date Code Title Description
WWE Wipo information: entry into national phase

Ref document number: 201180018555.3

Country of ref document: CN

121 Ep: the epo has been informed by wipo that ep was designated in this application

Ref document number: 11768615

Country of ref document: EP

Kind code of ref document: A1

WWE Wipo information: entry into national phase

Ref document number: 2012510564

Country of ref document: JP

WWE Wipo information: entry into national phase

Ref document number: 13640209

Country of ref document: US

WWE Wipo information: entry into national phase

Ref document number: 1201005413

Country of ref document: TH

NENP Non-entry into the national phase

Ref country code: DE

WWE Wipo information: entry into national phase

Ref document number: 2011768615

Country of ref document: EP