JPH07508004A - プロテイノイド担体並びにその製造方法および使用方法 - Google Patents

Abstract

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Description

【発明の詳細な説明】 プロティノイド担体並びにその製造方法および使用方法本出願は、米国特許出願 第０７／８９８９０９号（１９９２年６月１５日出願）の継続出願である。米国 特許出願第０７／９２０３４６号（１９９２年７月２７日出願）の継続出願であ る。 見見立立夏 本発明は、プロティノイドおよびそれから製造されるプロティノイド担体に関す る。プロティノイド担体は活性薬剤を遊離可能な状態で被包し、延長された保存 期間および／または光安定性を有する。そのようなプロティノイド担体の製造方 法もまた開示される。 ｌ尻段！見 医薬および治療薬の利用可能な送達態様は、しばしば生体が有する化学的もしく は生理的障害またはその両方によって極めて制限される。たとえば、そのような 多くの薬剤の経口的送達は、もし化学的および物理化学的障害、たとえば消化管 内の極端なＰＨ，強力な消化酵素との接触、および該活性成分に対する胃腸壁の 非透過性がなければ、選択ルートとなるであろう、経口投与が適切でないことが 分かっている多数の薬剤では、とりわけ生物学的に活性なペプチドおよび蛋白（ たとえばインシュリン）が知られている。これらの薬剤は。 酸加水分解および／または蛋白分解酵素によって消化管内で急速に破壊される。 これら攻撃をうけやすい薬剤のための有効な経口的送達方法および送達システム を開発するために、多数の研究が行われた： （ａ）腸壁透過性を高めるためのアジュバント（例えば、レゾルシノールおよび 非イオン性界面活性剤ポリオキシエチレンオレイルエーテルおよびｎ−ヘキサデ シルポリエチレンエーテル）の同時投与； （ｂ）酵素分解を避けるための酵素抑制物質の同時投与、例えば、膵トリプシン インヒビター、ジイソプロピルフルオロホスフェート（ＤＥＦ）およびトラシロ ール；しかしながら、薬剤送達システムにおけるこのような物質の使用は以下の ようないずれかの現出によって制限される：（ａ）有効な量を用いた場合のそれ ら物質固有の毒性；（ｂ）それら物質による活性成分保護または活性成分吸収促 進の失敗； （ｃ）それら物質の薬剤との不利な反応。 薬剤送達システムとしてのりボゾームもまた報告された。 それは、被包された薬剤の周りに脂質層を提供する。ヘパリンを含むリポゾーム の使用は米国特許第４２３９７５４号に開示され、さらに幾つかの研究がインシ ュリン含有リポゾームの使用について実施された（例えば、Ｐａｔａｌら、１９ ７６゜ＦＥＢＳ　Ｌｅｔｔｅｒｓ　６２：ｐ６０；　Ｈａｓｈｉｉｔｏｔｏら、 １９７９．　Ｅｎｄｏｅｒｉｎｏｌ。 Ｊａｐａｎ　２６：ｐ３３７）、　Ｌ／かしながら、リポゾームの使用はまだ開 発段階にあり、以下を含む問題がなお存在する：（ａ）低い安定性： （ｂ）不適切な保存期間； （ｃ）低分子量（＜３００００）の含有物に制限される；（ｄ）製造の困難性； （ａ）含有物との不利な反応。 より最近では、微小球体を形成する合成アミノ酸ポリマーつまりプロティノイド が、医薬品の被包用に報告された１例えば、米国特許第４９２５６７３号（’６ ７３号特許、この文献は参照によって本出願に含まれる）は、そのような微小球 体構築物並びにその調製と使用について開示している。′６７３特許はまた、胃 腸管または血中に送達するために薬剤を被包する微小球体について開示している 。 ″６７３特許に記載されているプロティノイド微小球体がその使用目的について 有用である一方、プロティノイド微小球体の物理化学的性状（例えば、光感受性 、保存期間および胃腸管のいろいろな場所における選択的溶解性）は改善の余地 がある。さらに、この技術分野では、より広範囲の活性成分（例えば極性薬剤） を被包することができる微小球体が望まれている。 ９６７３号特許で用いられているプロティノイド調製方法では、高分子量（Ｍｖ ）（＞１０００ダルトン）と低分子量（≦１０００ダルトン）のペプチド様ポリ マーの分離が困難な複合体混合物を生じる。のみならず、この方法は少量の低分 子量プロティノイドを生じるが、これは微小球体形成分画である。したがって、 プロティノイド調製方法の改良がまた望まれる。 したがって、当該技術分野においては改良プロティノイド担体並びにその改良調 製方法が望まれる。 ｌ匪夏且り 本発明の目的は、光分解と時間経過による分解の少なくとも１つについて強化さ れた安定性を有する。送達システムとしてのプロティノイド担体を形成するプロ ティノイドを提供することである。 本発明のまた別の目的は、種々の条件（例えばｐＨ）下でより選択的な溶解性を もつプロティノイド担体を形成するプロティノイドを提供することである。 本発明のさらに別の目的は、胃腸管の特定部分で選択的に遊離される生物学的に 活性な薬剤を被包するプロティノイド担体を提供することである。 本発明のさらなる目的は、それがなければ胃腸管での吸収が悪い医薬の生体利用 性を高めるプロティノイド担体を提供することである。 本発明のまた別の目的は、望ましいプロティノイド担体の収量を改善し、さらに 特定の性質を有するプロティノイド担体を製造する改良された方法を提供するこ とである。 本出願で明白となるこれらの目的および利点は、以下に開示する発明によって達 成されることが分かった。 １１Ｂ矢斐遣一 本発明は、改良されたプロティノイド担体並びにその製造および使用の方法に関 する。 約２５０と約２４００ダルトンの間の範囲の分子量をもち。 さらにアミノ酸が限定されているプロティノイドは、光分解および／または時間 経過による分解に対する安定性が改善されたプロティノイド担体の製造に有用で ある。このプロティノイドは以下から成る群から選ばれるペプチドポリマーを含 む： （ｉ）チロシンとフェニルアラニンから成る群から選ばれる少なくとも１個の第 一のモノマーと、グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアスパラ ギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１個の第二のモノマーとから製造され るペプチドポリマー；及び （ｉｉ）チロシンとフェニルアラニンから成る群から選ばれる少なくとも１個の 第一の七ツマ−と、グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアスパ ラギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１個の第二のモノマーと、リシン。 アルギニンおよびオルニチンから成る群から選ばれる少なくとも１個の第三のモ ノマーとから製造されるペプチドポリマーであって、該プロティノイドは微小球 体および／またはマイクロカプセルを形成し、さらに選択ｐＨ領域で溶解する。 本発明のプロティノイド分子は、約２個から約２０個のアミノ酸残基、好ましく は約２個から約８個のアミノ酸残基を含み、約２５０から約２４００ダルトン、 好ましくは約２５０から約６００ダルトン、最も好ましくは約２５０から４００ ダルトンの間の範囲の分子量を有する。 このプロティノイド担体は、医薬１色素試薬および化粧品成分を含む広範囲の含 有物を遊離できるように被包し、運搬するための送達システムとして有用である 。このプロティノイド担体は１通常経口的には投与できない感受性の高い医薬を 胃腸管の目的の領域で選択的に遊離するための経口的送達システムとして特に有 用である。 １１立腹匪 図１は、分子量分布を、実施例３で述べるようなＮＣＡ法でＩＩＩＩしたポリ（ ＾ｓｐ、Ｂｚ−ｃｏ−Ｐｈｓ）ポリマーのモノマー濃度の関数として表す。 図２は１分子量分布を、実施例５で述べるようなりＰＰＡ法で調製したポリ（＾ ｓｐ、Ｂｚ）ポリマーのモノマー濃度の関数として表す。 図３は、実施例５で述べるようなりＰＰＡ法で調製したポ１バ＾ｓｐ、Ｂｚ）ポ リマーの収量に対する反応持続時間の影響を示す。 図４は、実施例５で述べるようなりＰＰＡ法で調製したポリ（＾ｓｐ、Ｂｚ）ポ リマーの分子量における温度の影響を表す。 図５は、実施例５で述べるようなりＰＰＡ法で調製したポリ（Ａｓｐ、Ｂｚ）ポ リマーの分子量における［ＤＰＰＡ］　／　［Ｍ］のモル比変化の影響を表す。 図６は、実施例９で述べるウェスタンイムノプロット分析のＸ線フィルム写真で ある：精製ネズミｍＡｂ９ＢＧ５．２μｇ（レーン１　）　；　１　ｍｇ　（レ ーン２）：０．２５μｇ（レーン３）；被包化工程後の空のプロティノイド担体 上清１ｍＡｂ無しくレーン４）；空のプロティノイド担体ペレット（レーン５） ；被包化工程後のプロティノイド担体被包化ｍＡｂ上清（レーン６）；およびプ ロティノイド担体被包化ｍＡｂペレット、レーンＭＷは基準分子量マーカーを含 む。 図７は、実施例１０で述べるサンプルのウェスタンイムノプロット分析のＸ線フ ィルム写真である。 図８　（ａ−ｃ）は、実施例１１で述べるようなＥＬＩＳＡの条件下で固定レオ ウィルス３型およびＶＬＳＨに結合する血清蛋白量を表す、「空球体」は空のプ ロティノイド担体（腸＾ｂ　９ＢＧＳ無し）を経口的に投与された動物を指し、 ｒｍＡｂ球体」はｍＡｂ９ＢＧ５被包化プロティノイド担体を経口的に投与され た動物を指し、ｒＩＶＪは非被包化ｍＡｂ９ＢＧ５を静注投与された動物を指し 、「経口」は、非被包化ｍＡｂ９ＢＧ５を経口投与された動物を指す。 図９は、実施例１１で述べるように、０．８５Ｎクエン酸塩−０，５％ゴム中（ 図９　（ａ）　）または燐酸緩衝食塩水（図９（ｂ））中で連続的に希釈した精 製ｍＡｂと固定レオウィルス３型およびｖ、、ＳＨ蛋白を用い、慣用のＥＬＩＳ Ａ手法で結合するｍＡｂを表す。 図１０は、実施例１５で述べるように、プロティノイド担体被包化エリトロポエ チン（ＥＰＯ）（１５μｇＥＰＯ／ｋｇ体重）および被包化ＥＰＯ（１５μｇＥ Ｐｏ／ｋｇ体重）を投与されたラットから採取したラット血清中で検出されたＥ ＰＯレベルを表す。 図１１は、実施例１５で述べるように十二指腸近位部に直接エリトロポエチン（ ５０ｐｇ／ｋｇ）または被包化エリトロポエチン（５０μｇ／ｋｇ）のいずれか を投与したラットのＥＰＯ血清レベルを表す、血清エリトロポエチンレベルはエ リトロポエチン酵素免疫アツセーキットで時間について測定した。 図１２は、実施例１５で述べるように被包化もしくは非被包化エリトロポエチン （１００μｇ／ｋｇ）のいずれかを胃管により経口投与されるか、または２μｇ ／ｋｇもしくは１０μｇ／ｋｇのいずれかを皮下注射されたラットのＥＰＯ血清 レベルを表す、血清エリトロポエチンレベルはエリトロポエチン酵素免疫アツセ ーキットで時間について測定した。 図１３は、実施例１７で述べるように、サケカルシトニンプロティノイド担体（ ０，２５ｍｇカルシトニン／　ｋ　ｇ体重）の経口投与後のジノモルガスモンキ ーにおける血清カルシウム変化を表す、結果は血清カルシウムの基礎値からの絶 対変化として表されている。データは平均＋／−８ＥＭを表している。１°血清 カルシウムレベルは基礎値とは顕著に異なる。 図１４は、実施例１８で述べるように、サケカルシトニンプロティノイド担体（ ０，６０ｍｇ／ｋｇ体重）をラットに経口投与した後の血清カルシウム変化を表 す、結果は血清カルシウムの基礎値からの絶対変化として表されている。データ は平均＋／−８ＥＭを表している。′１血清カルシウムレベルは、対応する時間 におけるコントロールと比較して顕著に異なる。 図１５は、実施例１８で述べるように、サケカルシトニンまたはカルシトニンプ ロティノイド担体（３μｇ／ｋｇ体重）をラットに十二指腸投与した後の血清カ ルシウム変化を表す。 結果は血清カルシウムの基礎値からの絶対変化として表されている。データは平 均＋／−８ＥＭを表している。Ｏ図示した時間における非被包化コントロールと は顕著に異なる。 図１６は、実施例２０で述べるように、プロティノイド担体被包化第１Ｘ因子（ ＦＩＸ　ｓｐｈ　ＰＯ）の経口投与および第１Ｘ因子溶液の静脈内投与（ＦＩＸ 　ｍ後の凝固時間を表す。 図１７は、実施例２１で述べるように、プロティノイド担体被包化第１Ｘ因子（ ＦＩＸ　ｓｐｈ　ＰＯ）および第１Ｘ因子（ＦＩＸ）溶液（ＦＩＸ　ｕｎｅｎｃ ａｐ　ＰＯ）の経口投与または第１Ｘ因子溶液の静脈内投与（ＦＩＸ　ＩＶ）後 の凝固時間を表す。 図１８は、α−インターフェロン（ＩＦＮ）およびＩＦＮプロティノイド担体を 擬似胃液（ＳＧＦ）中で保温した後に残存する無傷のＩＦＮの％を表す。 図１９は、０．０８Ｎ　ＨＣｌ中でＩＦＮおよびＩＦＮプロティノイド担体を保 温した後残存する無傷のＩＦＮの％を表す。 図２０は、擬似腸液（ＳＩＦ）中でＩＦＮおよびＩＦＮプロティノイド担体を保 温した後残存する無傷のＩＦＮの％を表す。 図２１は、ヘパリンまたはプロティノイド／ヘパリン（両方とも水溶液）を与え たラットの凝血時間を表す、データは６匹のラットの平均を示す、データは平均 ＋／’−５ＥＭを示す。 図２２は、ＵＳＰヘパリンまたはヘパリンプロティノイド担体（両方ともクエン 酸中で）を十二指腸投与したラットの凝血時間を表す、各時間点は１２匹のラッ トの平均を示す。 データは平均＋／−５ＥＭを示す。 図２３は、ヘパリンスパイク空プロティノイド担体またはヘパリンプロティノイ ド担体を経口投与したラットの凝血時間を表す、各時間点は１２匹のラットの平 均を示す、データは平均＋／−ＳＥＭを示す。 図２４は、Ｍ１プロティノイド担体と非被包化Ｍ１とを対照して経口的に免疫し たラットの平均力価を表す、各群の反応動物のみの平均である。 図２５は、ＨＡ−ＮＡ微小球体と非被包化ＨＡ−ＮＡとを対照して経口的に免疫 したラットのＨＡ−ＮＡ力価を表す。 １１Ｂ久詳」巳１朋一 本明細書で引用したすべての特許および参照文献は１本明細書に参照によって含 まれる。一致しない場合には、定義および解釈を含み本明細書が優先する。 本発明は１分子量が約２５０から約２４００ダルトンで限定されたアミノ酸組成 を有するプロティノイドは、既知の反応を修飾し、さらに開始物質を選択するこ とによって得ることができるという発見から得られた。これらのプロティノイド は、光分解および時間経過による分解の少なくとも１つに対して極めて強化され た安定性をもつプロティノイド担体を形成する。さらに、そのようなプロティノ イドから調製されたプロティノイド担体は、不安定なポリペプチド、例えばイン シュリン、α−インターフェロン、カルシトニン、抗原（例えばインフルエンザ ウィルスＭ１蛋白）および第１Ｘ因子を含む、より広範囲の医薬を運搬し、従来 のプロテイノイド微小球体と比較して、胃腸管のいろいろな部分で選択的な遊離 性を示すことができる。 本発明のプロティノイドは以下がら成る群から選ばれるペプチドポリマーを含む ： （ｉ）チロシンとフェニルアラニンとから成る群から選ばれる少なくとも１個の 第一のモノマーと、グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアスパ ラギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１個の第二のモノマーとから製造さ れるペプチドポリマー；及び （ｉ　ｉ）チロシンとフェニルアラニンとから成る群がら選ばれる少なくとも１ 個の第一の七ツマ−と、グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびア スパラギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１個の第二のモノマーと、リシ ン、アルギニンおよびオルニチンから成る群から選ばれる少なくとも１個の第三 のモノマーからと製造されるペプチドポリマーであって、該プロティノイドは微 小球体および／またはマイクロカプセルを形成し、さらに選択ｐＨ領域で溶解す る。 本発明のプロティノイド分子は、約２個から約２０個のアミノ酸残基、好ましく は約２個から約８個のアミノ酸残基を含み、さらに、２５０から約２４００ダル トンの間、好ましくは約２５０から約６００の間、最も好ましくは約２５０が６ ４００ダルトンの間の範囲の分子量を有する。 本発明にしたがってプロティノイド分子から調製されたプロティノイド担体は、 プロティノイド中の第二および第三のモノマーの選択および量にしたがって、特 異的酸性または塩基性ＰＨ範囲で選択的溶解性を示す。 例えば腸管の遠位端部分で認められるようなアルカリＰＨの環境下で選択的に溶 解できるプロティノイド担体は、塩基可溶性プロティノイドから製造される。こ れらのプロティノイドは、反応混合物中の開始モノマーとして、グルタミン酸。 グルタミン、ピログルタミン酸およびアスパラギン酸がら成る群から選ばれる少 なくとも１個の第二のモノマーを含む。 塩基可溶性プロティノイドは、約７．２がら約１１．０の間の範囲のＰＨでは、 大部分が陰イオンとして存在し可溶性である。約７．０以下のｐＨでは、このプ ロティノイドの大部分は陽子付加され水に不溶性である。 同様に、酸性ＰＨの環境下（例えば胃）で選択的に可溶性であるプロティノイド 担体は、酸可溶性プロティノイドがら製造できる。この場合、このプロティノイ ドは、プロティノイド反応混合物中に開始上ツマ−として、グルタミン酸、ピロ グルタミン酸、グルタミンおよびアスパラギン酸がら成る群から選ばれる少なく とも１個の第二のモノマー並びに、リシン、アルギニンおよびオルニチンがら成 る群がら選ばれる少なくとも１個の第三のモノマーを含む、約１から約７の範囲 のＰＨで、塩基可溶性プロティノイドは主に陽イオンとして存在し可溶性である 。約７．２より上のＰＨで、このプロティノイドは大部分が陽子を失い水に不溶 性になる。 酸可溶性プロティノイドのＰＨおよび可溶性特性は、プロティノイドの合成中に 付加される最後のアミノ酸のｐＨ及び可溶性に大きく（完全にではないが）左右 される０例えば。 塩基性アミノ酸（例えば、リシン、アルギニンおよびオルニチンから成る群から 選ばれる第三の七ツマ−）の酸可溶性プロティノイド中への組入れは、プロティ ノイドのｐＩ（等電点のｐＨ）を上昇させる。 本発明のプロティノイドは、１６７３号特許で開示された条件下で適切なアミノ 酸の混合物を加熱して熱縮合反応によって製造できる。１８個ものアミノ酸を用 いる１６７３号特許の方法と比べて、前述の各群から選ばれる少なくとも１個の アミノ酸をもつ２個から５個の特異的アミノ酸の混合物によって、特定のＰＨ領 領域選択的可溶性をもつプロティノイド担体が高い収量で得られる。 熱縮合反応の実施に際して、テトラメチレンスルホン（高い沸点の不活性な極性 溶媒）を包含することによって低分子量プロティノイドの収量（〉８０％）が最 大になることが分かった。溶媒を省略すると高収量の低分子量プロティノイドは 産生されない、これは、おそらくこれら溶媒中のアミノ機上ツマ−の低い溶解性 、および／またはこの反応条件の下での七ツマ−と溶媒との避けられない副反応 による。 一般に、個々のアミノ酸は、テトラメチレンスルホン（スルホラン）を含む反応 フラスコに加えられる。このフラスコは、アルゴンまたは窒素ガスの不活性雰囲 気下で既に約１３０℃から約２００℃、好ましくは約１７５℃から１９５℃の範 囲の温度に加熱されている。各々の添加後、アミノ酸のタイプおよび添加順序に したがい、溶液を約１０分から約５時間の範囲で撹拌する。 上記のようにアミノ酸混合物を約１９０’Ｃの温度まで加熱すると、反応が生じ 、水、アンモニアおよび二酸化炭素が副産物として発生する。水が形成されるに したがい反応から除去し、水の発生が停止したとき反応を終了させる。その後、 プロティノイドを激しく撹拌しながら過剰の水で反応を停止させることによって 、反応溶液から沈殿させる。約１時間撹拌した後、プロティノイドを濾過によっ て集め、水で洗浄し。 真空下で乾燥させる。 誘導アミノ酸を用いる化学縮合法もまた。それによって分子量のより強力な制御 が可能になるので、本発明のプロティノイド製造に有用である。一般に、そのよ うな反応は、開始剤とともにより低い反応温度で誘導される。特に、Ｎ−カルボ キシα−アミノ酸無水物（ＮＣＡ）法およびアジ化ジフェニルホスホリル（ＤＰ ＰＡ）法（Ｎ、　Ｎ１５ｈｉら、　１９９１．　Ｎａｋｒｏ−ｍｏｌ、　Ｃｈｅ ｗ、　１９２：　ＰＰ１７８９−１７９８）によって製造される低分子量プロテ ィノイドは、特定ＰＨ領領域選択的可溶性を有するプロティノイド担体を形成す ることが分かった。 ＮＣＡ法は、α−アミノ酸エステルのＮ−カルボキシアンハイドライドの製造、 その後の開始剤として低分子量アミンを用いる重合化反応を含む、非ＮＣＡ誘導 アミノエステル（例えば、α−メチルチロシンエステル）は、多くの有機溶媒（ 例えばテトラヒドロフラン、ＴＨＦ）中で安定でかつ可溶性である有効な開始剤 であることが分かった。開始剤としてのアミノ酸の使用は、おそらくそれらの有 機溶媒中での貧弱な可溶性と低い安定性のためにこれまで知られていなかった、 ＮＣＡ反応は純度の高いプロティノイドを高収量で生じる。 ＤＰＰＡ法は、ＤＰＰＡと低分子量アミンの存在下でα−アミノ酸のベンジルエ ステルの直接縮合およびそれに続く、プロティノイド産物に含まれる保護ベンジ ル基のアルカリ加水分解による除去を含む、アルカリ加水分解に代わって触媒性 水素付加が用いられる場合は、極めて高い純度及び収量の低分子量プロティノイ ドが得られる。 上記の方法のいずれかによって得られるプロティノイドは、活性な薬剤をマイク ロカプセル化するために直ちに用いることができる。またこのプロティノイドを 慣用的な方法で濃縮または乾燥させ将来の使用に備えて保存してもよい。 本発明のプロティノイドは以下のように精製される：粗プロティノイドを室温（ 例えば２５℃）で水でスラリー化する。一方、この温度で、スラリーのｐＨを酸 可溶性プロティノイドにはアルカリ水溶液（例えば４０％水酸化ナトリウムおよ び１０％重炭酸ナトリウム水溶液）を用いて約ｐＨ８に調節する。塩基可溶性プ ロティノイドには、酸性水溶液（例えば１０％酢酸溶液）を用いてスラリーを酸 性ｐＨに調節する。続いて、混合物を濾過し、濾過塊を多量の水で洗浄する。そ の後洗浄液と濾液を合わせ真空中で蒸発乾燥させプロティノイドを得る。必要な 場合には、この工程を所望の純度レベルのプロティノイドが得られるまで繰り返 す。 所望の場合は、プロティノイドは、シリカゲルまたはアルミナ１（移動相として メタノールまたはプロパツールを用いる）；イオン交換樹脂（移動相として水を 用いる）；逆相カラム支持体（移動相としてトリフルオロ酢酸／アセトニトリル 混合物を用いる）を含む固体支持体を有するカラムで分画してさらに精製するこ とができる。プロティノイドはまた。低分子量夾雑物を除去するためにプロパツ ールまたはブタノールのような低級アルコールで抽出して精製することができる 。 プロティノイド担体は、以下のように精製プロティノイドから製造できるニ プロティノイドを脱イオン水で約７５から約２００ｍｇ／ｍ１の間、好ましくは 約１００ｍｇ／ｍｌの濃度で、約２５℃から約６０℃の間、好ましくは約４０℃ の温度で溶解する。 溶液中に残存する微粒子物は慣用的な方法（例えば濾紙上での重力濾過）で濾過 して除去できる。 その後、約４０℃の温度を維持しながら、約ＩＮから約２Ｎの間、好ましくは約 １．７Ｎの酸濃度を含む酸水溶液（また約４０℃）とプロティノイド溶液を混合 する。さらに、生じた混合物を、光学顕微鏡で観察しながら、微小球体およびマ イクロカプセル形成のために有効な時間４０℃で保温する。 本発明を実施するに際して、好ましい添加順序は、プロティノイド溶液を酸水溶 液に加えることである。 適切な酸は、（ａ）プロティノイドに不利な影響（例えば化学的分解）を与えな い：　（ｂ）微小球体またはマイクロカプセル形成を妨害しない；　（Ｃ）微小 球体またはマイクロカプセルの含有物の被包化を妨害しない；および（ｄ）含有 物と不利な反応を生じない、いずれの酸も含む１本発明で使用する好ましい酸は 、酢酸、クエン酸、塩酸、燐酸、リンゴ酸およびマレイン酸を含む。 本発明実施において、プロティノイド担体安定化用添加剤は、微小球体またはマ イクロカプセル形成工程前に、好ましくは酸水溶液またはプロティノイド溶液に 含まれる。そのような添加物の存在は、溶液中のプロティノイド担体の安定性と 分散性を高める。 この添加物は、約０．１から５％（ｗ／ｖ）の間、好ましくは約０．５％（Ｗ　 ／　Ｖ　）の濃度で用いることができる。適切な（しかしこれに限定されるわけ ではないが）安定化用添加剤の例は、アラビアゴム、ゼラチン、ポリエチレング リコールおよびポリリシンである。 その後、プロティノイド担体は直ちに用いるか、または４℃で保存、または凍結 乾燥して室温もしくはそれ以下で乾燥下で保存する。 上記の条件下では、プロティノイド分子は、直径が１０ミクロンより小さいプロ ティノイドマイクロカプセルまたはプロティノイド微小球体を含む球状プロティ ノイド担体を形成する０本明細書で定義するように、′微小球体″とは、明確な 内部空洞を持たない球状の均質な網目状構造である。７マイクロカプセル”とは 、中空または空洞を形成するプロティノイド壁をもつ球状構造を指す、プロティ ノイド担体が可溶性物質（例えば医薬）の存在下で上記の酸水溶液中で形成され る場合、この物質は、このマイクロカプセルの中空内に被包され、球状構造によ って区切られたプロティノイド壁内に閉じ込められるか、または微小球体構造中 のプロティノイド分子マトリックス内に捕捉されると考えられる。このようにし て、経口投与では生体利用度が低い薬学的に活性な物質、例えばペプチド、蛋白 および多糖類並びに荷電有機分子（例えばキノロンまたは抗微生物剤）を、被包 または捕捉することができる。プロティノイド担体によって被包または捕捉でき る医薬の量は、被包化溶液中の薬剤の濃度を含む多数の因子に左右される。 本発明のプロティノイド担体は、薬学的に無害で活性薬剤の生理学的および生物 学的特性に変化を与えない、さらに、この被包化工程は活性薬剤の薬理学的特性 に変化を与えない。 いずれの薬理学的に活性な適切な薬剤もプロティノイド担体内に被包化されるが 、一方、それがなければ標的ゾーンに到達する前に動物体内で遭遇する条件で破 壊されるか、または効果が減少し、さらに胃腸管でほとんど吸収されないような 医薬の送達に特に価値がある。 本発明のプロティノイド担体は、それ自体では胃腸管粘膜をゆっくり通過するか 、または全く通過できないか、および／または胃腸管の酸や酵素の化学的切断を 受け易い一定の薬剤（例えば小型ペプチドホルモン）の経口投与に特に有用であ る。そのような薬剤の非限定的な例は、ヒトまたはウシの成長ホルモン、インタ ーフェロンおよびインターロイキン−Ｉｌ、カルシトニン、心房性ナチュレチッ ク因子、抗原、モノクローナル抗体および第１Ｘ因子、ビタミンに依存血液凝固 プロ酵素を含む。 薬剤の被包または捕捉に使用する特定のプロティノイドの選択は以下に含まれる 因子の数に依存する：（１）薬剤の酸性度または塩基性度； （２）遊離のための胃腸管標的領域； （３）一定ｐＨ領域での薬剤の可溶性；（４）被包効率； （５）薬剤とプロティノイドとの相互反応。 例えば、グルタミン酸、アスパラギン酸、チロシンおよびフェニルアラニンから 製造されたプロティノイドは、特にヘパリンのような多糖類の被包化に適してい る。 選択的ＰＨ可溶性に加え、プロティノイド担体の粒子サイズは、胃腸管の標的領 域での活性薬剤の放出を決定するために重要な役割を果たす、約５０．１ミクロ ンから約１０ミクロンの間、好ましくは約５．０ミクロンから約０．１ミクロン の間の直径をもち、被包化または捕捉された活性薬剤を含むプロティノイド担体 は、十分に小さく、胃腸管内の標的領域で活性薬剤を有効に放出する。〉１０ミ クロンの大きなプロティノイド担体は経口送達系ではあまり効果的ではないこと が多い。 プロティノイドを活性薬剤を含む水または水溶液と接触させることによって形成 されたプロティノイド担体のサイズは、種々の物理的または化学的パラメーター 、例えば被包化溶液のｐＨ，浸透圧または塩濃度を操作することによって、さら に被包化工程で用いる酸を選択することによって制御することができる。 プロティノイドの可溶性特性およびプロティノイド担体の粒子サイズの両方を適 合させることによって、高度に酸性の胃（通常のｐＨは約２から約６）で安定で あるが腸の遠位部で溶解する塩基可溶性プロティノイドから、活性剤含有プロテ ィノイド担体を製造することができる。そのようなシステムは、それがなければ 胃腸管で急速に破壊されるような、ペプチドホルモン（例えばインシュリン）お よび多糖類（例えばヘパリン）の経口投与に適している。それらはまた、胃の刺 激物１例えばアスピリンから胃を保護するために適している。そのようなアスピ リン含有プロティノイド担体を経口的に投与するとき、それらは、慣用の腸溶皮 被覆アスピリンよりはるかに迅速に胃腸管粘膜を通過し、アスピリンを放出する ０通常被覆アスピリンは、まず胃を通過し続いて腸溶皮が溶解した後腸から血流 に入らなければならない。 弱塩基性条件（ｐＨ約８）で安定で、酸性条件（約２から５のｐ）（）で活性剤 を放出する酸可溶性プロティノイドからシステムを製造することもまた可能であ る。そのようなシステムは、カルシウム調節剤のような医薬の静脈内投与および ドパミンまたはガンマ−アミノブチル酸のためのレドックス担体システムに適し ている。 本発明のプロティノイド担体は、錠剤、ベレット剤、カプセルおよび食用油のよ うな液体に懸濁するに適した顆粒剤の形状で、固体として単独で経口的に投与す ることができる。 同様に、プロティノイド担体は、１つまたは２つ以上の生理学的に適した担体ま たは賦形剤を含む経口投与可能な組成物として製剤化できる。これらの組成物は 慣用の成分、例えばゼラチン、ポリビニルピロリドン、および澱粉やメチルセル ロースのような充填剤を含むことができる。 本発明のプロティノイド担体は注射によって投与することもできる。 以下の実施例は本発明を詳述するためで１本発明の範囲を制限しようとするもの ではない。 実施例１： ム　による　ロ゛　ロー　ノ　ＩＩ　喝７５０ｍ１のテトラメチレンスルホンを 撹拌しながら４１Ｊツトルフラスコ中で不活性窒素ガスの中で１９０℃に加熱し た。２９４．のグルタミン酸を添加し、混合物を３０分加熱した。２６６、のア スパラギン酸を加え、混合物をできる限り迅速に１９０℃に加熱し、そのまま１ ５分保持した。３６２ｇのチロシンを加え、混合物を１９０℃で３時間加熱した 。 ３３０ｇのフェニルアラニンを加え、混合物を１９０℃で１時間半加熱した。続 いて、この熱い融解物を激しく撹拌しながら５リツトルの水に注ぎ入れた。約１ 時間撹拌後、混合物を濾過し、濾液を捨てた。塊を５リツトルの水で再びスラリ ー化し、濾過し、塊をさらにもう一度５リットルの水でスラリー化した。このス ラリーのｐＨ（２５℃）を４０％水酸化ナトリウムを用いて８に調節した。混合 物を濾過し、塊を少量の水で洗った。洗浄液と濾液を合わせ、真空中で蒸発乾燥 させＧｌｕ／Ａｓｐ／Ｔｙｒ／Ｐｈｅプロティノイドを得た。 付録Ａ、ＢおよびＣは、熱縮合法によって調製した他のプロティノイドの例を記 載する。 実施例２： ム　による　ロ　ロー　ノ　′　 ７５０ｍ１のテトラメチレンスルホンを撹拌しながら４リツトルフラスコ中で不 活性窒素ガスの中で１９０℃に加熱する。２９４ｇのグルタミン酸を添加し、混 合物を３０分加熱する。３６２．のチロシンを加え、混合物を１９０℃で３時間 加熱する。３３０ｇのフェニルアラニンを加え、混合物を１９０℃で１時間半加 熱する。２６６ｇのフルギニンを加え、混合物をさらに１時間半加熱する。続い て、この熱い融解物を激しく撹拌しながら５リツトルの水に注ぎ入れる。約１時 間撹拌後、混合物を濾過し、濾液を捨てる。塊を５リツトルの水で再びスラリー 化し、濾過し、塊をさらにもう一度５リットルの水でスラリー化する。このスラ リーのｐＨ（２５℃）を１０％酢酸溶液を用いて５に調節する。混合物を濾過し 。 塊を少量の水で洗う、洗浄液と濾液を合わせ、真空中で蒸発乾燥させプロティノ イドを得る。 添付書類Ａ、ＢおよびＣは、熱縮合法によって調製した他のプロティノイドの例 を記載する。 実施例３： アミン　い−ＮＣＡ°に　ロー　′　゛本実施例は、Ａｓｐ、Ｂｚ、　Ｇｌｕ、 Ｂｚ、　ＰｈｅおよびＴｙｒ成分から成るコポリペプチドを製造するＮＣＡ法を 説明する。これらアミノ酸のＮＣＡモノマーは報告された方法にしたがって製造 した。 反応は、開始剤としてベンジルアミン（ＢｚＮＨりまたは４−メチルベンジルア ミン（ＭｅＢｚＮＨｎ）を用いテトラヒドロフラン（ＴＨＦ）またはジクロロメ タン中で室温で実施した（　［Ｍ］　＝１０％）、生じたコポリマーの性状決定 は’ＨＮＭＲおよびＧＰＣで実施した。得られた結果は表１に挙げる。 表１に示すように、第二のモノマーとしてＡｓｐおよび／またはＧｌｕを有し、 第一のモノマーとしてＰｈｅおよび／またはｒｙｒを有するプロティノイドが、 ［Ｍ］／［Ｉ］＝５の比率でＢｚ　Ｎ　Ｈｘで開始した重合反応から高収量で得 られた（Ｎｏ、２−１から２−７）　。 ポリ（Ａｓｐ、Ｂｚ−ｃｏ−Ｐｈｅ）のＧＰＣ曲線（図１）から１．９１の多分 散性が決定された。同様な分子量分布が他のコポリマーについて観察された。 多分散性は、本明細書では、サンプルの分子量分布と定義される。この分布は、 分子の数（Ｍｎ）で割った分子量（Ｍｖ）に由来する数値で表される値を割り当 てられている。ホモポリマーの多分散性値は１分子量と分子数が等しいので１で ある。 多分散性値が１のいずれのポリマーも非常に狭い分布をもっと考えられる。多分 散性値が１．６から１．７であるポリマーは、中程度の分布をもっと考えられる 。２．０−２．１の多分散性値をもつポリマーは広い分布を有すると考えられる 。 Ａｓｐ、ＢｚのＮＣＡの同種重合反応およびＡｓｐ、Ｂｚ、Ｇｌｕ、Ｂｚ、　Ｐ ｈｅおよびＴｙｒのＮＣＡの異種重合反応はまた。開始剤としてＭｅＢｚＮＨｚ を用いて実施した（Ｎｏ、２−１１．２−１５および２−１６）。 同様な結果がＢ　ｚ　Ｎ　Ｈｘによって開始した反応について得られた。 ＬＬ 室温で４日間保存したアミンで開始したＮＣＡ共重合反応 ポリマー　コモノマー　開始剤　溶媒　収量　Ｍｗ番号　の組成　（［Ｍ］／［ ＩＦ）　（％）２−Ｉ　Ａｓｐ−Ｇｌｕ−Ｐｈｅ−Ｔｙｒ　ＢｚＮＨｘ（５：１ ）　ＴＨＦ　８４．１　８３０（１：１：１：１） ２−２　Ａｓｐ−Ｐｈｅ（１：１）　ＢＺＮＨＩ（５：１）　Ｔ）ＩＦ　７０． ９　７３０２−３　Ａｓｐ−Ｔｙｒ（１：１）　ＢｚＮＨｘ（５：ｌ）　ＴＩ（ Ｆ　８８．６　１０００２−４　Ａｓｐ−Ｔｙｒ（２：１）　ＢｚＮＨｘ（５： １）　ＴＨＦ　８９．３　１０５０２−５　Ｇｌｕ−Ｔｙｒ（１：ｌ）　ＢｚＮ ｔ（ｘ（５：１）　ＴＨＦ　８４．９　８７０２−６　Ｇｌｕ−Ｐｈｅ−Ｔｙｒ 　ＢＺＮＨＩ（５：１）　ＣＨｘＣｌｘ　６８．８　７９０（２：１：１） ２−７　Ｇｌｕ−Ｐｈｅ−Ｔｙｒ　ＢｚＮｆｌｘ（５：１）　ＣＨｘＣｌｘ　５ ３．７　１０００（ｌｕｌｌ） ２−１１　Ａｓｐ　ＭｅＢｚＮＨｎ　（５：１）　ＴＨＦ　８８．３　８フ０２ −１５　Ａｓｐ−Ｇｌｕ−Ｐｈｅ−Ｔｙｒ　ＭｅＢｚＮＨｘ　（５：１）　ＴＨ Ｆ　７６．４（１：Ｈｌ：１） ２−１６　Ａｓｐ−Ｇｌｕ−Ｐｈｅ−Ｔｙｒ　ＭｅＢｚＮＨｘ　（５：１）　Ｔ ＨＦ　７６．４　６３０（１：１：１：１） 実施例４： α−し　ロ９１エ　−レ いるＮＣＡ′　こ　ロー　″ 本実流例は、開始剤としてα−メチルチロシンエステル（Ｔｙｒ、Ｍｅ）を用い るＮＣＡ重合反応の実施方法を説明する。 反応条件は、実施例４で述べたものと本質的には同じであるが、テトラヒドロフ ラン（ＴＨＦ）溶媒が用いられた点が異なる。 結果は表２に挙げる。 紅 室温で４日間保存したアミノ酸で開始したＮＣＡによるプロティノイド合成 ２−９　Ａｓｐ−Ｇｌｕ−Ｐｈｅ　Ｔｙｒ、Ｍｅ（３：１）　ＣＨｘＣｌｘ　７ １．４　４５０（１：１：１） ２−１０　Ａｓｐ−Ｇｌｕ−Ｐｈｅ　Ｔｙｒ、Ｍｅ　（５：１）　ｃｌｌｆｆｉ ｃｉｌ　６８．０　７３０（１：ｌ：１） ２−１２　Ａｓｐ　Ｔｙｒ、Ｍｅ　（１：１）　丁ＨＦ　１００　４６０２−１ ３　Ｇｌｕ−Ｔｙｒ　（１：Ｉ）　β−＾１ａ　（２：１）　ＴＨＦ　６７．４ 　４８０Ｓｕｃ、Ａｎ　（２：１）　（ｒｅｆｌｕｘ）２−１４　Ａｓｐ　Ｔｙ ｒ、Ｍｅ　（６：１）　ＴＨＦ　９１．８　８９０２−１７　Ｐｈｅ　Ｔｙｒ、 Ｍｅ　（１：１）　Ｔ）ＩＦ　７３．０　実施せず２−１８　Ｔｙｒ　Ｔｙｒ、 Ｍｅ　（１：１）　ＴＨＦ　６５．７　実１ｔず２−１９　Ｐｈｅ　Ｔｙｒ、Ｍ ｅ　（５：１）　ＴＩＩＦ　７８．３　実施せず２−２０　Ｔｙｒ　Ｔｙｒ、阿 ｅ　（５：１）　ＴＨＦ　６３．３　実施せずＴｙｒ、Ｍｅによる開始は非常に 速＜　（Ｎｏ、２−１７から２−２０）　、すべてのＮＣＡが２時間後には変換 されることが分かった。ＧＰＣのデータから、ポリマーの分子量は［ＭＥ／［Ｔ ｙｒ、Ｍｅ］の比が増すにつれ増加し多分散性は極めて狭いことが認められた。 ポリマー中のＴｙｒ、Ｍｅ残基の存在は、　ｌＨＮＭＲスペクトルによって確認 した。結論として、　Ｔｙｒ、Ｍｅはアミノ酸ＮＣＡの重合反応のための新規で 効果的な開始剤である。 サンプル番号２−１３は、β−アラニンで開始し、無水琥珀酸で停止させた重合 反応を表す、β−アラニンは、はとんどの有機溶媒に不溶であるので、反応は還 流ＴＨＦ中で実施した。結果として、得られたポリマーの多分散性は、Ｔｙｒ、 Ｍｅで開始したポリマーのそれより広かった。 実施例５： ＤＰＰＡ’　９１　によるプロー　ノ　ド　゛これは１種々の重合条件（（ａ） 、（ｂ）、（、ｃ）および（ｄ））で、基材としてＤＰＰＡおよびトリエチルア ミン（ＴＥＡ）の存在下で＾ｓｐ、Ｂｚの直接重縮合の実施例である。このポリ マーの分子量は、多分散性と同様各々の事例においてＧＰＣによって調べた。ポ リマーはＩＲおよびＮＭＲ分光測定によって特性を調べた。 Ａｓｐ、Ｂｚは、以下のようにＬ−アスパラギン酸のエステル化によって製造し た：Ｌ−アスパラギン酸（２６，６ｇ、０゜２モル）を５００ｍ１の丸底フラス コ中の３００　ｍ　ｌの蒸留したばかりのベンジルアルコールに懸濁し、続いて ４５ｍ１の濃縮塩酸（１２Ｎ）を加えた。混合物を激しく撹拌しなから６０’Ｃ まで３０分加熱した。その後１反応溶液を室温まで冷却した。トリエチルアミン （約５６ｍ１）を加え溶液を中和した（ｐＨ約７）、粗生成物を濾過で集め、エ タノールとアセトンで洗浄した。真空中で乾燥させ、熱水中で２度結晶化させた 。１８ｇの生成物が得られた（％収量＝４４％）。 融点＝２１７℃。 市販のＤＰＰＡはさらに精製することなく用いた。ＴＥＡは使用前に蒸留した０ 重合反応の溶媒は慣用的な方法で精製した。　Ａｓｐ、Ｂｚの直接重縮合反応は ＤＰＰＡおよびＴＥＡの存在下でモノマーのジメチルホルムアミド（ＤＮＦ）溶 液を撹拌して実施した。混合物は０−１Ｏ℃で１時間撹拌し、その後室温で２日 間撹拌した。生じたポリマーを大量の水で沈殿させ、濾過で集め、続いて真空中 で乾燥させた。 ａ、七ツマ−°　の 表３に挙げたものは、室温で２日間ＤＭＦ中でＡｓｐ、Ｂｚを重合させた結果で ある。ポリ（＾ｓｐ、Ｂｚ）はこれら直接重縮合反応から高収量で得られた。　 このポリマーの分子量は七ツマ−の濃度［Ｍ］に依存することが分かった。広い 分布をもつ低分子量ポリマーは、低い［Ｍ］で得られた（図２１曲線Ａ）、他方 、［Ｍ］が０．２ｇ／ｍ１以上のとき、二相性分子量分布をもつポリマーが得ら れた（図２、曲線Ｂ）、低分子量オリゴマー（−１０００）は、末端アミノとβ −カルボキシル基との間の分子内停止によるかもしれない、ＴＨＦ／メタノール から数回の再沈殿を行った後、高分子量（Ｍ、＝２２０００）の狭い多分散性（ Ｍ、／Ｍ、＝１．６８）のポリマーが、［Ｍ］　＝１　ｇ／ｍｌで調製したポリ マー混合物から上手く分離された０分離はまた、バイオビーズを用いてＧＰＣカ ラムで実施した。（以下余白） 清が１ ＤＭＦ中のＤＰＰＡによる＾ｓｐ、Ｂｚの室温重合反応における七ツマー濃度の 影響：［ＤＰＰ＾］／［Ｍ］＝１．３：　［ＴＥＡ］［Ｎ］＝２．３［Ｍ］　（ ｇ／ｍｌ）　収量（％）　Ｍｎ　Ｘｌ０−ｓＬ”　Ｍｙ／Ｍｎ０．０２５　７１ ．５”’　１．４　４．１５０．０３３　７４．７”’　１．０　３．５００． ０５　６７．２”＋　１．１　５．１１０．１０　６３．２１’ｌ　０．９１　 ３．７００．２０　８５．４”＋　１６．３（６０，７）、１．８４．１．１３ １．０（３９，３） ０．５０　８６．５１ｋｌ　１１．０（５９，４）、２．２２，１．０８０．９ ２（４０，６） １．０　９７．６＋’＋　１５．１（７１，４）、１．８１，１．０５０．８８ （２８，６） ａ）ポリマーは２日間の重合反応の後遠心で集めた。 ｂ）ポリマーは２．５日の重合反応の後濾過で集めた。 Ｃ）括弧内の値はモル百分率である。 ｂ、　と゛ 生成されるポリマーの収量は反応時間とともに増加する２５時間で７５％変換、 ４日で９５％（図３、曲線Ａ）、生成されるポリマーの分子量はまた、開始相に おける時間とともに増加しく４時間まで）、その後はぼ定常となった（図４）。 重合反応は温度の上昇とともに低下した（図３１曲線Ｂ）。 ６０℃と８０℃で得られたポリマーは黄色でＴＨＦに不溶であるが、ＤＭＦおよ びＤＭＳＯに可溶である。これは、アスパラギン酸の熱重縮合の間に発生するこ とが報告されたイミド環の形成によるものかもしれない。 Ｃ，モル　ＤＰＰＡ　／　Ｍ　と　ＴＥＡ　／　Ｍ　の！ ポリマーの収量と分子量のモル比［ＤＰＰＡ］　／　ＣＭ］並びに［ＴＥＡ］　 ／　［Ｍ］に対する依存を調べた（表４）、最も高い収量は、［ＤＰＰＡ］　／ 　［Ｍ］が１．３、［Ｔ　Ｅ　Ａ］／［Ｍ］が２．３で得られた（図５）、これ らの観察結果はＮ１５ｈｉらが報告した結果と一敦する。より大きな分子量生成 物は、それぞれ［ＤＰＰＡ］　／　［Ｍ］　＝１．３−２．０および［ＴＥＡ］ 　／　［Ｍ］　＝２．０−３．０の範囲で得られた。 紅 ＤＭＦ中ＡｓｐＢｚの室温重合反応におけるＤＰＰＡとＴＥＡのモル比の影響： 　［Ｍ］＝０．５０ｇ／ｍｌ［Ｍ］／ＤＰＰ＾　［Ｍ１／［ＴＥＡ］　収量　Ｍ ｎ　Ｘ　１０−”＾’　Ｍｙ／Ｍｎ（％） ０．５　２．３　１６．３　０．８１　４．０９１．０　２．３　６９．６　３ ．１（４５，４）、０．３９（５４，６）　２．５ｇ、１，４８１．３　２．３ 　８６．５　１１．０（５９，４）、０．９２（４０，６）　２．２２，１．０ ｇ１．５　２．３　６９．４　１ｓ、９（３４，２）、０．８３（６５，８）　 １．７フ、１．２１２．０　２．３　６４．３　１３．１（５８，３）、０．８ ９（４１，７）　１．８７，１．０９１．３　１．５　５ｇ、４　６．０（３９ ，３）、０．６３（６０，７）　２．４３，１，３７１．３　２．０　７８，３ 　１３．３（６４，３）、０．９２（３５，７）　１．８７．１．１９１．３　 ３．０　７４．６　１３．６（６４，８）、０．８３（３５，２）　１．９８， １．１ｇ１．３　３．５　６５．０　８．３（６０，０）、０．８０（４０，０ ）　２．７０，１．１０ａ）括弧内の値はモル百分率である。 ｄ、ＦＩＪＬ塵Ｌ１ 種々の溶媒における重合反応の比較を表５に示す、この表から、ポリマーの収量 と分子量は用いる溶媒によって影響を受けることが分かる。より高い収量がＤＭ Ｆで得られ、一方。 より大きい分子量はＴＨＦ中および塊状重合で得られた。他方、ジオキサン中で の重合は低分子量生成物を生じ、したがって好ましい。 １足 Ａｓｐ、Ｂｚの室温２日間の重合における溶媒の影響ＣＭ］／［ＤＰＰＡ］＝１ ．３．　［ＩＩＩ］／［ＴＥＡ］＝２．３．　［Ｍ］＝０．５０ｇ／ｍｌ溶媒　 収量（％）　Ｍｎ　Ｘ　１０−”　”’　Ｍｗ／ＭｎＤＭＦ　８６．５　１１． ０（５９，４）、０．９２（４０，６）　２．２２，１．０８ＤＭＳＯ７０，６ １１，５（７８，９）、１．０５（２１，１）　１．８７，１．１３ＴＨＦ　４ ９．９　２９．６（７４，６）、１．１４（２５，４）　１．３１，１．１３ア セトニトリル　７１，１　２０．３（７９，３）、１．０５（２０，７）　１． ６５，１．１４ジオキサン　７０．５　４．７（６８，５）、０．８２（３１， ５）　３．８０，１．１３ＩＩＩ　６１．２　２９．８（８２，８）、０．８６ （１７，２）　１．３２．１．１６ａ）塊状重合。 ｂ）括弧内の値はモル百分率である。 実施例６： ＤＰＰＡ’　６２　によ　ロー　ノ　′　ＤＰＰＡの存在下でのＡｓｐ、Ｂｚと 他のアミノ酸モノマー、例えばγ−ベンジルグルタメート（Ｇｌｕ、Ｂｚ）、β −アラニン（Ａｌａ）、フェニルアラニン（Ｐｈｅ）、　Ｏ−ベンジルチロシン （Ｔｙｒ、０Ｂ２）との共重合を＾ｓｐ、Ｂｚの同種重合反応（実施例５）と同 じ工程を用いて実施した０表６に示すように、ランダム共重合（アミノｌ！ｌ） が高収量（〉７７％）で得られた。これは、ＤＰＰＡを用いるアミノ酸の共重合 反応は、コポリペプチド合成に有用なアプローチであること示している。二相性 分子量分布がまた。　Ａｓｐ、Ｂｚの同種重合反応と同様にこれらの場合でも観 察された。 ｉ見 縮合剤としてＤＰＰＡＰＰ下における ２日間のα−アミノ酸の室温共重合反応ポリマー　コモノマー　収量　ＭＹ　Ｍ ｗ／Ｍｎ番号　組成　（％） Ｃｏ、ＩＤＰＰ＾　＾ｓｐ、Ｂｚ−Ｇ１ｕ、Ｂｚ　９７．４　１５９００．１０ ８０　１．７６、１．１３（ｌ：１） Ｃｏ、２ＤＰＰ＾　＾ｓｐ、Ｂｚ−β−Ａｌａ　９１．２　１５９０　１．１８ （１：１） Ｃｏ、３ＤＰＰＡ　Ａｓｐ、Ｂｚ−Ｐｈｅ　８９．７　１３７００．８００　１ ．８９．１．２５（１：１） Ｃｏ、４ＤＰＰ＾　＾ｓｐ、Ｂｚ−Ｔｙｒ、ＯＢｚ　８７．３　９０００．１０ ００　１．７８．１．１７（１：１） Ｃｏ、５ＤＰＰＡ　Ａｓｐ、Ｂｚ−Ｇｌｕ、Ｂｚ−Ｐｈｅ−Ｔｙｒ、ＯＢｚ　９ ２．５　１６８００．９６０　１．６６、１．１４（１：１：ｌ：ｌ） 実施例７： ＤＰＰＡｏに　番 プロティノイド　−１ベンジレ 本実施例は、触媒的水素付加によるポリ（Ａｓｐ、Ｂｚ）およびポリ（Ｇｌｕ、 Ｂｚ）のベンジル保護基の除去のための好ましい方法を説明する。 ポリマーの水素付加は以下の方法にしたがって実施した：ＴＨＦ／メタノール（ １：１、ｖ　／　ｖ　）中のポリマー溶液に活性炭素上のＰｄ　（１０％）をポ リマー重量の１／１０の量で加えた。空気を窒素で置き換えた後、水素ガスをこ の系に導入し、バルーンとともに維持した１反応混合物を室温で一晩撹拌した。 濾過で触媒を除き、さらに溶液を濃縮した後。 混合物を大量の石油エーテルに注ぎ入れ、ポリマーを沈殿させた。得られたポリ マーを続いて真空中で乾燥させた。 水素付加の完了はポリマーの”ＨＮＭＲで確認した。はとんどの場合、有用な水 溶性ポリマーが生成された。水素付加は、ベンジル基の除去について効果的で清 浄な方法である。 実施例８： Ｇｌｕ、　Ａｓ　、　Ｔ　ｒ　Ｐｈｅ　ロー　ノ　′　つのプロー　ノ　゛　′ 本実施例は、空プロティノイド担体の製造および洗浄方法を説明する。 立板 １４栗： ａ、実施例１で述べたように調製したプロティノイド粉末す、無水クエン酸（Ｕ ＳＰ） Ｃ，アラビアゴムＮＦ ｄ、脱イオン水 ｅ、氷酢酸 ２、ｉｆ： ａ、ｐＨメーター ｂ、水浴、４０℃ ３．１１立凰ｉ： ａ、プロティノイド溶液−１００ｍｇのプロティノイドを１ｍｌの脱イオン水（ またはその倍数）に溶解する。ワットマン（Ｗｈａｔ菖ａｎ）＃１濾紙で濾過（ 必要な場合）シ、４０℃の水浴中で保持する。これを溶液Ａとする。 ｂ、０．５％アラビアゴム含有１．７Ｎクエン酸−５ｇのアラビアゴムと１０９ ｇのクエン酸を１リツトルの脱イオン水に溶解する。４０℃で保温、これを溶液 Ｂとする。 ４、プロー　ノ　′　の　 ８．４０℃の水浴中で溶液Ｂを手でかきまぜながら、溶液Ａの全てを溶液Ｂに１ 段階で迅速に加える。 実施例９： ネズミエ　Ｇモノクローナル　プロー　ノ　′ｉ道 本実施例は、抗レオウィルスモノクローナル抗体（ｍＡｂ）９ＢＧ５　（レオウ ィルス３型のシグマ−１遺伝子産物（ヘマグルチニン、ＨＡ３）に対して作製さ れたｍＡｂ）の被包化を説明する。ＨＡ３は、レオウィルス３型のための細胞表 面受容体に結合し、ｍ　Ａ　ｂ　９０　Ｂ　５はウィルスのこの受容体との結合 を妨害する。 マウスＩｇＧモノクローナル抗体９ＢＧ５は、ウィリアムスらの記載（Ｖ、Ｖ、 １ｉ１１ｉａｓ＋ｓら、１９９１．　Ｊ、　Ｂｉｏｌ、　Ｃｈａ＊、２６６（８ ）：ｐｐ５１８２−５１９０）の他に本明細書に引用した文献にしたがい、精製 レオウィルス３型調製物（Ｖ、Ｖ、１ｉ１１ｉａｍｓら、　１９８８、Ｐｒｏｃ 。 Ｎａｔｌ、　Ａｃａｄ、　Ｓｃｉ、ＵＳＡ、　８５：ｐｐ６４８８−６４９２） を用いて調製および精製した１本実施例で用いた精製９ＢＧ５は、燐酸緩衝食塩 水（ｐＨ７，２）中で１．５ｍｇ／ｍｌの蛋白濃度を有していた。 ｍＡｂ　９ＢＧ５を被包するプロティノイド担体は、０゜８５Ｎのクエン酸中の 最終濃度がＧｌｕ　／＾ｓｐ／Ｔｙｒ／Ｐｈｅプロティノイド（反応混合物中の Ｇｌｕ、ＡｓｐｙＴｙｒ、Ｐｈｇのモル比は１：ｌ：ｉ：ｌ）は５０ｍｇ／ｍ１ ．ｍＡｂは０．７ｍｇ／ｍｌ、アラビアゴムは０．５％で製造した。 空のプロティノイド担体は、ｍＡｂを除いて他は同じ最終濃度を含むように製造 した。ｍＡｂ入りと空のプロティノイド担体調製物の２組の部分標本（０，５ｍ １）を５００Ｏｒｐｍで遠心した。ペレットと上清を凍結し、抗体被包化効率を 決定するためにウェスタンプロットで分析した。 図６は、精製ｍＡｂ　９ＢＧ５．空のプロティノイド担体（ｍＡｂの添加無し） 、および９ＢＧ５含有プロテイノイド担体のウェスタンプロット分析のＸ−線フ ィルムである。この分析は、特異的にｍＡｂ９ＢＧ５と反応する抗マウスＩｇＧ を用いてイムノプロットによって実施した。レーンは以下と対応する： レーン　サンプル １　２ｇｇの９ＢＧ５ｍＡｂ ２　１ｇｇの９ＢＧ５ ３　０．２５μｇの９ＢＧ５ ＭＷ　分子量マーカー ４　被包化後の空のプロティノイド担体上清５　空のプロティノイド担体ベレッ ト ６　被包化後のｍＡｂ含有上清 ７　ｍＡｂ含有プロティノイド担体ベレットデータは、９ＢＧ５プロテイノイド 担体はペレット中に約４０％のｍＡｂを含み、残りの６０％はプロティノイド担 体中に取り込まれず、上清に残ることを示している。空のプロティノイド担体は 、予想通り上清にもペレット中にも抗体を含んでいなかった。 純粋なｍＡｂの相対的移動度（分子量）は、プロティノイド担体中のｍＡｂより もわずかに異なっていた。これは被包化工程は０．８Ｍの塩溶液を用いたので、 サンプル中の塩濃度の違いによる可能性が最も高い。 実施例１０： ズミｍＡｂ　９ＢＧ５　つ　Ｏ−ノ　′の　にお番る 担体形成に必要なｍＡｂの濃度および最適担体形成条件を決定するために、添加 剤ありと添加剤無しについて、種々のプロティノイド担体製剤をスクリーニング した。 被包化プロティノイド担体を調製するために用いたｍＡｂ９ＢＧ５調製物は、燐 酸緩衝食塩水中で約２　ｍ　ｇ　／　ｍ　ｌの蛋白濃度を有していた。 最終プロティノイド濃度は５０　ｍ　ｇ　／　ｍ　ｌ、アラビアゴム（ｒｇｕｓ Ｊ）またはゼラチン（ｒｇｅｌ」）は５％（ｗ　／　ｗ　）であった、すべての プロティノイド担体は０．８５Ｎのクエン酸中で調製した。空の担体はコントロ ールとして使用するために含まれ、それらはｍＡｂを除いて同じ態様で調製した 。プロティノイド担体懸濁物の２組（０，５ｍ１）の部分標本を５０００ｒｐｍ で遠心した０分析の前にペレットと上清を凍結した。 表７は調製したサンプルを挙げる。括弧内の数字は添加ｍＡｂの量を示す。 紅 サンプル　プロテノイド　添加物　最終蛋白（ＮＧ／ＭＥ） １　３２６　Ｇｕｍ　０ ３　３２６　Ｇｅｌ　０ ５　３３４　Ｇｕｍ　０ ７　３３４　６ｅｌ　０ ９．１０　３２６　Ｇｕｍ　Ｏ，５ １１，１２３２６Ｇｕｍ　Ｏ，２５ １３３２６Ｇｅｌ　Ｇ、２５ １５．１６　３３４　Ｇｕｍ　Ｏ，２５１７，１８３３４Ｇｅｌ　Ｏ，２５ ｍＡｂ含有プロティノイド担体の統合性に対する凍結融解の抵抗性を調べるため に、２組のペレットのそれぞれの対のうちの１つを０．８５Ｎのクエン酸０．２ ５ｍ１に穏やかに再懸濁して洗浄した。ペレットを非洗浄ペレットに続いて分析 し、ｍＡｂが洗浄で失われるか否かを調べた。 実施例９で述べたように慣用のウェスタンブロッティングで分析した。ペレット を０．０５Ｎ　ＮａＯＨを含むドデシル硫酸ナトリウム中に溶解し、還元状態で 分析した（ｍＡｂを５０ｋＤａと２５ｋＤａのバンドに分解する）、上清の部分 標本（５０μｌ）を非還元状態で分析した（無傷の１５０ｋＤａ　ｍＡｂは除い て）、これは、後に残るｍＡｂが変性しているか無傷かを別々に決定するために 実施した。 図７のウェスタンプロットのＸ−線フィルムから分かるように、サンプル９およ び１０．並びに１１および１２のペレットは、５から１０μｇの間のｍＡｂを含 んでいる。洗浄サンプルは顕著な量のｍＡｂを失わなかったが、これは、プロテ ィノイド担体は凍結融解耐性傷のままであることを示唆している。 サンプル９および１１の上清は顕著な量のｍＡｂを持たないが、これは、取り込 まれなかった物質は調製中に失われたことを示している。 サンプル１７は、洗浄後に失われるいくらかの被包化ｍＡｂを有していた（Ｎｏ 、　１８参照）、この球体調製物は、凍結融解耐性ではなかった。さらに、サン プル１７の上清について１分子量１５０ｋＤａのバンドは、顕著な量のｍＡｂが プロティノイド形成後取り残されることを示している。 これらの結果に基づき、ｍＡｂは無傷のままであり、したがって、被包化工程は ｍＡｂを分解しないようにみえる。空のプロティノイド担体コントロールは、そ れらはｍＡｂを含んでいないので、予想通りいずれのバンドも生じなかった。 実施例１１： ズ１モノ　ロー　し 本実施例では、ｍＡｂ　９ＢＧ５プロティノイド担体調製物と非被包化ｍＡｂ　 ９ＢＧ５をラットで評価した。実施例９で述べたように調製したｍＡｂ　９ＢＧ ５　（１ｍｇ／ｍｌ）をＧｌｕ　／＾ｓｐ　／　Ｔｙｒ　／　Ｐｈｅプロティノ イド（反応混合物中のＧｌｕ、Ａｓｐ、　ＴｙｒおよびＰｈｅのモル比は１：１ ：１：１）を担体製剤中にアラビアゴムとともに被包した。ｍＡｂプロティノイ ド担体懸濁物は０．８５Ｎクエン酸−０，５％ゴム中に０．２５ｍｇ／ｍｌのｍ Ａｂおよび５０ｍｇ／ｍｌのプロティノイドを含んでいた。空のプロティノイド 担体は同様に調製したが、ｍＡｂは含まれていない、ｍＡｂの３０％が被包され ることが分かったので、ｍＡｂプロティノイド担体は０．０７５ｍｇ／ｍｌのｍ Ａｂを含んでいると算定され、この数値を投与量決定に用いた。このｍＡｂプロ ティノイド担体をｌＪＩ微鏡的に調べたが、十分に均質な＊１１物であることが 分かった。 動物への投与には、適切な量のプロティノイド担体を５００Ｏｒｐｍで１５分遠 心し、ペレットを０．８５Ｎクエン酸−０，５％ゴムの１．０ｍｌに再懸濁した 。 精製ｍＡｂ溶液（０，８５Ｎクエン酸−０，５％ゴム中のｍ　Ａ　ｂ　０　、９ ５　ｍ　ｇ　／　ｍ　ｌ　）を胃管経由経口投与のために用いた。この溶液を投 与前に４０℃に予め加温した。静脈投与のためには、精製ｍ　Ａ　ｂ溶液（燐酸 緩衝食塩水中のｍＡｂ。 １　ｍ　ｇ　／　ｍ　ｌ　）を用いた。 本実験で用いた量および投与経路は以下の通りである：１、空のプロティノイド 担体（ｍ　Ａ　ｂ無し）：５０ｍｇの空のプロティノイド担体を含む１ｍｌ、胃 管による経口授与（ラット＃２３１２と２３１３）。 ２、ｍＡｂ　９ＢＧ５プロティノイド担体：　３．７ｍｇ　ｍＡｂ　／　ｋ　ｇ ラット体重を胃管による経口投与（ラット＃２２８７．２２８８．２２９０およ び２２９１）。 ３、非被包化ｍＡｂ　９ＢＧ５　：　０．７３ｍｇ／ｊｇラット体重を静脈内投 与（ラット＃２２９２．２２９３および２３１１）。 ４、非被包化ｍＡｂ　９ＢＧ５：３．７ｍｇ／ｋｇラット体重を胃管による経口 投与（ラット＃２３１４および２３１５）。 基線用血液サンプル（１ｍｌ量）を投与直前（０”時）に各ラットから採取した 。投与後、血液サンプルを１時間、６時間および２４時間で採取した。血液サン プルは直ちに処理し血清を一２０℃で凍結した。 実験動物から得た融解血清を３組一体として、多穴（ウェル）プレートに固定し た精製レオウィルス３型およびＶＬＳＨ二量体ペプチドを用いて慣用のＥＬＩＳ Ａ技術で調べた（ｖ。 Ｖ、１１ｉ１１ｉａｍｓら、　１９９１、Ｊ、Ｂｉｏｌ、Ｃｈｅｗ、、２６６（ ８）：ｐｐ５１８２−５１９０）、コントロールプレートは、固定レオウィルス およびｖ、。 ＳＨペプチドを含まないウェルを有するが、それらにｍＡｂ（１ｍｇ／ｍｌ）を 添加した。ＶＬＳＨペプチド（ＬＶ、　Ｖｉｌ−１ｉａ■Ｓら、上掲書、表１） はＶＬペプチドの合成変種で、後者は８７．９２．６抗体の軽鎖可変Ｃ，ＤＲＩ 工領域部分に対応する。８７．９２．６抗体は、レオウィルス３型受容体とｍＡ ｂ　９ＢＧ５に対してそれぞれイディオタイプおよび抗イデイオタイプとして作 用する（ＬＶ、　Ｖｉｌｌｉａ■８ら、上掲書）、各ウェルの結合蛋白含有量は 標準的な蛋白法、例えば、ローリ−（Ｌｏｗｒｙ）法で測定し、各多大プレート の結果はそれぞれ図８（ａ−ｃ）に示す。 図８（ａ−ｃ）は、蛋白濃度測定で検出した固定レオウィルス３型およびＶ、Ｓ Ｈに結合した血清蛋白レベルを示す。 これらの図は、投与２４時間後の結合蛋白の血清レベルはｍＡｂプロティノイド 担体を経口投与した動物および非被包化ｍＡｂを静脈内に投与した動物について 最も高かった。より低い結合血清蛋白は非被包化ｍＡｂを経口投与された動物で 認められた。空のプロティノイド担体（ｍＡｂｍＬ、）を投与された動物から採 取した血清では、このアッセー条件下では予想通り特異的血清１ｇＧは認められ なかった。 図９は、固定レオウィルス３型およびＶＬＳＨ蛋白を用いた慣用のＥＬＩＳＡ工 程で結合するｍＡｂを示す、０．８５Ｎクエン酸−０，５％ゴム（図９　（ａ） 　）または燐酸緩衝食塩水（図９　（ｂ）　）で処理した段階希釈ｍＡｂを用い た１図は、結合蛋白レベルは燐酸緩衝液中のｍＡｂよりもクエン酸緩衝液中のｍ 　Ａ　ｂの場合が高いことを示している０本発明に拘らず、結合強化はクエン酸 −蛋白結合による三次元構造の変化に起因すると考えられる。 要約すれば、ｍＡｂの血清レベルは、結合蛋白の吸着によって示されるように、 被包化ｍ　Ａ　ｂを経口的に投与された動物、または非被包化ｍＡｂを静脈投与 された動物の方が、非被包化ｍＡｂを経口的に投与された動物よりも高かった。 実施例１２： ヘバｉン　ロー　ノ　′　゛ 本実流側はヘパリンプロティノイド担体の調製とクリーニングの方法を説明する 。 工程 １４粂： ａ、実施例１で述べたように調製したプロティノイド粉末す、ヘパリン Ｃ０無水クエン酸（ＵＳＰ） ｄ、アラビアゴムＮＦ ｅ、脱イオン水 ｆ、乾燥剤 ｇ、液体窒素 ２、ｉｌ、： ａ、ｉｉｉ気撹拌装置 す、ビユレット Ｃ０顕微鏡 ｄ、医療用遠心機 ｅ、透析膜チューブ（スペクトラム社製６．１０ｍｍ、排除分子量５００００） ｆ、ｐＨメーター ｇ、凍結乾燥機（Ｌａｂｅｏｎｃｏ　＄７５０３５）ｈ、凍結乾燥用フラスコ（ １５０−３５０−３Ｏ０、回転シェル付フリーザー ｊ、イソプロパツール／ドライアイス浴または液体窒素に、モーターおよび乳棒 １、保存用容器（５００ｍｌ） ｍ、エッペンドルフピペット（０−Ｚｏｏμｌ）ｎ、透析チューブ用プラスチッ ク封入装！（スペクトラム社製） ｏ、０．４５μｍアクロディスク付２ｍｌ注射筒３．１丘立且ｉ： ａ、プロー　ノ　’　Ａ”　８０ｍ　ｍｌ　：１６０ｍｇプロティノイドを１ｍ ｌの脱イオン水に溶解。 ０．４５μｍアクロディスク装着２ｍｌ注射筒を用いてこのプロティノイド溶液 を１０ｍ１試験管内に濾過し。 ４０℃に維持。 ｂ、溶液Ｂ（１％ゴム入り１．７Ｎクエン酸）：Ｌｏｇのアラビアゴムと１０９ ｇのクエン酸を１リツトルの脱イオン水に溶解。 Ｃ０溶液Ｃ（ヘパリン溶液）； 溶液Ｂに１５０ｍｇ／ｍｌでヘパリンを溶解、４０℃に維持する。 １またはその倍数 ４、プロティノイド担　の　： ８．４０℃の水浴中で溶液Ａを全て溶液Ｃに迅速に加え、その間ゆっくりと溶液 Ｃを手で撹拌する。 ５、ヘパ「ンプロー　ノイ′　の　： 被包化プロティノイド担体中のクエン酸はその後の凍結乾燥工程を阻害すること が分かった。したがって、クエン酸溶液で調製したプロティノイド担体被包化物 は、好ましくは５％酢酸溶液に対して少なくとも４回透析溶液を交換し少なくと も２時間透析し、交換工程によってクエン酸を除去する。 したがって。 ａ、注射筒（針無し）で懸濁物を透析チューブに移し、プラスチック封入装置で 封止する。チューブは７０％以上満たしてはならない。 ５１表面に沈殿および／または凝集した一切の非晶質物質は廃棄する。 Ｃ，プロティノイド担体懸濁物を酢酸溶液に対して透析する（プロティノイド担 体懸濁物１ｍｌにつき２０ｍ１の酢酸を用いる）、その間、酢酸溶液を磁気撹拌 装置で撹拌する。 ｄ、１時間毎に酢酸溶液を取換える。全体で３時間透析を続ける。 ６、ｔ！ＬｕＬ： ａ、５０％トレハロース（シグマケミカル社製、セントルイス、ミズーリー、Ｕ ＳＡ）１容を９容の透析プロティノイド担体に添加する。約１９Ｏｒｐｍで回転 するように調整し、液体窒素溜に沈めたジェルフリーザーを用いて、凍結乾燥フ ラスコ中でプロティノイド担体をフラッシュ凍結する。 ｂ、２４時間または自己冷却がみられないことによって乾燥が明らかとなるまで 凍結乾燥させる。 Ｃ０乾燥プロティノイド担体の重量を記録する。 ｄ、モーターと乳棒で微粉末となるまですりつぶす、　ｅ。 褐色容器にプロティノイドを移し、乾燥剤とともに封をし室温で保存する。 ７、再１」１ ａ、凍結乾燥粉末の重量を計り、粉末中のプロティノイド量を算出する。 ｂ、０．８５Ｎのクエン酸水溶液を凍結乾燥粉末に４０℃で添加する。溶液中の 最終プロティノイド濃度は８０ｍｇ／ｍｌである。 実施例１３： インシュ１ン　ロー　ノ　′ 本実施例は、インシュリンプロティノイド担体の調製方法を説明する。 ■ １、に来： ａ、プロティノイド担体 す、無水クエン酸（ＵＳＰ） Ｃ，ゼラチン（ＵＳＰ） ｄ、ブタインシュリン（ノボノルディスク）ｅ、脱イオン水（ＵＳＰ） ｂ、０．２ミクロンアクロディスクフィルターＣ１滅菌注射筒（１０ｃ　ｃ） ｄ、所望量のプロティノイド担体溶液のための適切な容量のガラスまたはプラス チック容器 ３．１１夏且１： ａ、５．　０　ゼー　ン　ｊ１７Ｎ　工’：脱イオン水１　ｍ　ｌにつき１０９ ｍｇ無水クエン酸と５０ｍｇゼラチンの割合で所望の容量０１に溶解し、４０℃ の水浴中でゼラチンが完全に溶解するまで保温する。これは後で使用するために 調製し、４０℃で保存できる。 ｂ、イ］Ｃ仁ｌ旦２ＪＩＪ良： ４０℃で、５％ゼラチン入り１．７Ｎク工ン酸１ｍｌに１２ｍｇインシュリンの 割合で所望の容量に溶解する。 Ｃ，プロー　ノイ′　： 室温で脱イオン水１ｍｌにつき１００ｍｇのプロティノイドの割合で所望の容量 に溶解する。注射筒と０．２ミクロンのアクロディスクを用いて溶液を濾過し、 清澄な液体とし４０℃の水浴中で保温する。５ｂを参照。 ４、プロテ　ノイド　の　： ａ、最終的に所望量のプロティノイド担体を製造するために十分な等容量のプロ ティノイド溶液とインシュリン溶液を合わせる。 ｂ、濾過したプロティノイド溶液を迅速にインシュリン溶液に４０℃で加え、そ の間、同時かつ定常的にインシュリン溶液を撹拌し完全に混合させる。 ■プロティノイドおよびインシュリン溶液は、所望の最終微小球溶液の全量の１ ／２で各々調製される。 実施例１４： エラ　ロポエ　ン　ロー　ノ　−・　・プロティノイド担体におけるヒトエリト ロポエチン（ＥＰＯ）の被包化を実施例１３で述べた態様と同じように実施しＩ ｎ５ｔｉｔｕｔｅ）　（ケンブリッジ、マサチューセッツ、ＵＳＡ　；現在はア ムジエンコーブ（Ａｍｇｅｎ　Ｃｏｒｐ）（サウザンド・オークス、カリフォル ニア、　ＵＳＡ）より入手可能）から入手した。　Ｇｉｎ／＾ｓｐ／Ｔｙｒ／Ｐ ｈｅプロティノイド（プロティノイド反応混合物中でＧｌｎ、　Ａｓｐ、　Ｔｙ ｒおよびＰｈｅのモル比１：１：１：１）の溶液および１％ゴム入り１．７Ｎク エン酸中の１５０　ｐ　ｇ　／　ｍ　ｌのＥＰＯ溶液を、ＥＰＯ含有プロティノ イド担体調製に用いた。 実施例１５： エリトロポエチン　ロー　ノ　′ 本実施例では、ＥＰＯ含有プロティノイド担体（実施例１４で述べたように調ｍ ｌ）をラットで調べた。ＥＰＯ実験の概要は下記に示す。 １５０−２００ｇのラットをケタミン（８，５ｍｇ／ｋｇ）およびソラジン（３ ，７５鳳ｇ／ｋｇ　）の筋肉注射で麻酔した。続いてラットに非被包化エリトロ ポエチンまたは被包化エリトロポエチンのいずれかを胃管で経口投与した。簡単 に記せば、８フレンチネラトンカテーテルを、カテーテルの１０ｃｍマークが門 歯と同じ位置になるまでラットの食道に挿入する。被検溶液またはコントロール 溶液を注射筒に吸い上げ、カテーテルに繋ぐ、動物を直立に保持し、溶液をラッ トの胃に送り込む、実験結果は図１０−１２に纏める。（以下余白）エリトロポ エチン去ＪＬ［ＪＬ コントロール　１５ｐｇ／ｋｇ　Ｏ／２２５１＜３Ｋ　１５μｓ／ｋｇ　Ｏ／２ 　３６時時間量２５４（３Ｋ　１５μｇ／ｋｇ　１／４　鴎ショ糖２７０に　１ ５５ｇ／ｋｇ　１／３　就寝不可能２７０Ｇ　１５ｐｇ／ｋｇ　３／３　胃管投 与コントロール　１５ル／ｋｇ　１１５　２４時間絶食２６４ＣＰ　１５＊ｇ／ ｋｇ　１／４　就寝可能２７０Ｇ　１５＃ｇ／ｋｇ　１／６　胃管投与コントロ ール　ｌＯル／ｋｇ　Ｏ１５２４時間絶食２７０Ｇ　１０ル／ｋｇ　３率１６　 就寝不可能コントロール　３０＃ｇ／ｋｇ　Ｏ／３　２４時間絶食コントロール 　６０Ｐｇ／ｋｇ　ｌ／４　就寝不可能２７０Ｇ　３０ル／ｋｇ　１／３　胃に 直接注射２７０Ｇ　６０ｐｇ／ｋｇ　１／４ コントロール　５０μｇ／ｋｇ　Ｏ／３コントロール÷ ペプシン　５０μｓ／ｋｇ　Ｏ／４ １、Ｖ、　５０＊ｇ／ｋｇ　２／２　胃管により経口投与Ｓ、Ｃ，５０＊ｇ／ｋ ｇ　２／２ ”ラットは鼻管から泡を吹いていた。 図１０は、Ｇｉｎ／Ａｓｐ／Ｔｙｒ／Ｐｈｅプロティノイド担体被包化ＥＰＯ（ １５μｇ　ＥＰＯ／ｋｇ体重）および被包化Ｅ　Ｐ　Ｏ（１５ｐ　ｇ　ＥＰＯ／ ｋｇ体重）を投与したラットからｔ＝０．５．１および２時間で採取したラット 血清中に検出されたエリトロポエチン（ＥＰＯ）レベルを表す、血清エリトロポ エチンレベルは、エリトロポエチン酢素免疫アクセーキット（アムジェン（Ａｍ ｇｓｎ）、サウザンドオークス、カリフォルニア、　ＵＳＡ）を用いて時間に対 して測定した。結果は、エリトロポエチンプロティノイド担体を投与したラット のＥＰＯ血清レベルは、非被包化物質を投与したラット（コントロール）と比較 して全ての時点で相対的に高かった。ｔ＝２時間では、ＥＰＯレベルは、エリト ロポエチンプロティノイド担体を投与したラットでは約３００ｐｇ／ｍｌ血清で 、一方、コントロールラットはＥＰＯレベルは検出できなかった。 図１１は、エリトロポエチン（５０ｐ　ｇ／ｋｇ）またはＧｉｎ／Ａｓｐ／Ｔｙ ｒ／Ｐｈｅプロティノイド（反応混合物中のＧｉｎ、　Ａｓｐ、　Ｔｙｒおよび Ｐｈｅのモル比はＨｌ：１：１）担体被包化エリトロポエチン（５０μｇ／ｋｇ ）のいずれかを十二指腸基部に直接投与したラットのＥＰＯ血清レベルを表す、 血清エリトロポエチンレベルは、上記のエリトロポエチン瀞素免疫アツセーキッ トで時間に対して測定した。結果は、エリトロポエチンプロティノイド担体を投 与したラットのＥＰＯ血清レベルは２時間の範囲にわたって、１時間につき約５ ０ｐｇ／ｍｌの速度で定常的に上昇した１反対に、非被包化ＥＰＯを投与したラ ット（コントロール）では、ＥＰＯレベルは投与後１時間で最高値ｉｏｏｐｇ／ ｍｌに達し、２時間終了時には約５０ｐｇ／ｍｌまで定常的に減少した。 図１２は、　Ｇｉｎ／Ａｓｐ／Ｔｙｒ／Ｐｈａプロティノイド（反応混合物中の Ｇｌｎ、　Ａｓｐ、　ＴｙｒおよびＰｈｅのモル比は１：１：１：１）担体被包 化または非被包化エリトロポエチン（１００μｇ／ｋｇ）を胃管で経口投与した ラット、または２μｇ／ｋｇもしくは１０μｇ／ｋｇのいずれかを皮下注射した ラットのＥＰＯ血清レベルを示す、血清エリトロポエチンレベルは上記のエリト ロポエチン酵素免疫アツセーキットで時間に対して測定した。結果は、経口的に エリトロポエチンプロティノイド担体を投与したラット（＃６４０−６４５）の ＥＰＯ血清レベルは、非被包化物質を与えられたラット（ＥＰＯ）と比較してし ＝２時間まで相対的に高かった。 本実施例で得られた結果は、プロティノイド被包化はＥＰＯの経口的生体利用性 を顕著に改善することを立証した。 実施例１６： カルシトニン　プロー　ノ　′ プロティノイド担体内のサケカルシトニンの被包化は実施例１３と同じ態様で実 施した。カルシトニン（血清カルシウム濃度を減少させるために主に骨に作用す るペプチドホルモン）は、サンド（Ｓａｎｄｚ）　（バーゼル、スイス）がら入 手した。 カルシトニンプロティノイド担体は、実施例１３で述べたように、　Ｇｉｎ／Ａ ｓｐ／Ｔｙｒ／Ｐｈｅプロティノイド（プロティノイド反応混合物で用いられる Ｇｉｎ、　Ａｓｐ、ＴｙｒおよびＰｈｅのモル比はｌ：１：１：ｌ）の水溶液１ ００ｍｇ／ｍｌと１％アラビゴム含有１゜７Ｎクエン酸溶液中のカルシトニン１ ５０μｇ　／　ｍ　ｌ溶液とを１＝１の容積比で混合して調製した。カルシトニ ン被包化効率は約４０％であった。カルシトニン濃度は、カルシトニンプロティ ノイド担体を６０％アセトニトリル水溶液に溶解後、ＨＰＬＣで直接測定した。 実施例１７： カルシ　ニン　ロー　ノ　′　し 本実施例では、カルシトニンプロティノイド担体（実施例１６で述べたように調 製）はジノモルガスモンキーで効果を調べた１体重４−５ｋｇの雄のジノモルガ スモンキーを一晩絶食させ、麻酔（約１０ｍｇ／ｋｇの塩酸ケタミン）シ、投薬 および血液採取のため霊長類用拘束イスに固定した。カルシトニンプロティノイ ド担体の経口投与を１回（０，２５腸ｇ／ｋｇ体重）のみ鼻管カテーテルにより 胃管経由で４匹のサルのそれぞれに実施した。投薬量決定は、投薬の朝に測定し た体重に基づいて行った。血液サンプルは伏在静脈カテーテルによりプロティノ イド担体投与前を１＝０として開始し１時間間隔で投与後１から７時間まで、血 清カルシウム測定のために採取した。経口的カルシトニン投与に続く低カルシウ ム反応は薬理学的反応のインデックスとして用いた。血清カルシウム濃度は慣用 的な０−クレゾールフタレインコンプレクソン法によって定量した。 図１３は、マイクロカプセル化カルシトニンの鼻管胃管経由投与後にジノモルガ スモンキーで得られた反応を示す、血清カルシウムの基準濃度から顕著な変化が 認められた。投薬後６時間で、血清カルシウム濃度は１３μｇ　／　ｍ　ｌまで 減少した。顕著な薬理反応は、カルシトニンプロティノイド担体の授与後７時間 でもなお明白であった。 実施例１８： カルシ　ニン　プロー　ノ　゛　−・　二゛を本実施例では、実施例１６にした がって調製したカルシトニンプロティノイド担体の効果を１体重がＺｏｏ−１５ ０ｇの絶食させた雄のスブラークドーリーラット（Ｓｐｒａｑｕａ　Ｄａｗ−１ ｅｙ　ｒａｔｓ）で調べる。カルシトニンプロティノイド担体およかによって投 与した。ラットを以下の群に分けた：１、カルシトニンプロティノイド担体：６ ０μｇカルシトニン／ｋｇ体重を胃管により経口投与（ラット３匹）；２、カル シトニンプロティノイド担体：３μｇカルシトニン／　ｋ　ｇ体重を十二指腸内 投与（ラット３匹）；３、カルシトニン二６０μｇカルシトニン／　ｋ　ｇ体重 を胃管経口投与（ラット３匹）（コントロール）；４、カルシトニン：３μｇカ ルシトニン／　ｋ　ｇ体重を十二指腸授与（ラット３匹）（コントロール）。 ラットの胃管経口投与を実施する。カルシトニンプロティノイド担体を投薬直前 にｒＩ４！ｌシ、１群および２群の各々にプロティノイド担体懸濁物の適切な投 薬量を与える。３群および４群は非被包化カルシトニン（プロティノイド担体無 し）を与える。約０．５ｍｌの血液を、投薬直前（”Ｏ”時間）、並びに投薬後 １．２．および３時間で各ラットの尾動脈から連続的に採取する。血液サンプル の血清は、血清カルシウム濃度測定のために一２０℃に保存する。 図１４は、ラットに経口的に投与したマイクロカプセル化カルシトニンおよび非 被包化カルシトニンについての血清濃度一時間曲線である。ラットの実験結果は 、プロティノイド被包化カルシトニンを非被包化賦形剤コントロール群と比較し たとき薬理反応に顕著な上昇（すなわち、血清カルシウムレベルの減少）がある ことを明らかにする。投薬後１時間で血清カルシウム濃度は、コントロール群の わずか６．５μｇ／　ｍ　ｌの減少と比べ、被包化カルシトニンを投与したラッ トでは２３μｇ　／　ｍ　１も減少した。さらに１反応は用量依存性であった（ 結果は示さず）。 被包化もしくは非被包化カルシトニンのラット十二指腸注射の結果は図１５に示 す、結果は、被包化調製物について血清カルシウムレベルの時間依存性減少を示 す、コントロール群は反応しなかった。十二指腸投与後１時間で、カルシトニン プロティノイド担体群の血清カルシウムレベルは１８μｇ／　ｍ　ｌ減少し、一 方非被包化カルシトニンでは変化はなかった。これらの結果は、プロティノイド 被包化によってカルシトニンの膜通過輸送は強化されることを示している。 本実施例および実施例１７で得られた結果は、プロティノイド被包化はカルシト ニンの経口的生体利用性を顕著に改善するという証明を提供する。これらのデー タはまた経口的薬剤送達システムは種依存性ではないことを示唆している。 実施例１９： ＩＸ　プロー　ノイ′　の　と 第１Ｘ因子はビタミンに依存血液凝固プロ酵素（ＭＷ５６ｋＤ）である、第１Ｘ 因子欠乏（血友病Ｂとして知られている）は、２５０００人の男子の約１人に発 生する。今日まで、この疾患の治療は第１Ｘ因子の静脈内投与によって実施され ていたが、最近の報告では皮下注射による補充の試みが詳述されている（τｈｏ ｍｐｓｏｎ　１９８６．　Ｂｌｏｏｄ、　６７（３）：ｐｐ５６５−５７２）。 プロティノイド担体内の第１Ｘ因子（Ｆ　Ｉ　Ｘ）の被包化は。 実施例１３の工程にしたがって、　Ｇｌｕ／Ａｓｐ／Ｔｙｒ／Ｐｈｓプロティノ イド（プロティノイド反応混合物で用いられるＧｌｕ、　Ａｓｐ、７ｙｒおよび Ｐｈｅのモル比は１：１：１：１）の脱イオン水溶液Ｌｏｏｍｇ／ｍｌとＦＩＸ の水溶液とを混合（１：　１．ｖ／ｖ）　して調製した。２つのプロティノイド 担体懸濁物を調製し、実施例２０および２１で述べたように別々にインビボで効 果を調べた。 ＦＩＸプロティノイド担体懸濁物Ａは、５０ｍｇ／ｍｌのプロティノイドと、４ ％酢酸、２％アラビアゴム、０．２％ＰＥＧ１４　（ユニオンカーバイド、ダン ベリー、ＣＮ、　ＵＳＡより入手可能）、及び１４ｍＭ塩化カルシウム含有５０ ０Ｕ／ｍｌのＦＩＸ　（ＦＩＸはアメリカ赤十字１．ロックビル、メリーランド 、　ＵＳＡから入手可能）溶液（最終ｐＨ３，８１）とを含む。 第二の懸濁物、ＦＩＸプロティノイド担体懸濁物Ｂは、５０　ｍ　ｇ　／　ｍ　 １のプロティノイドと、３．８％酢酸、１．５％アラビアゴム、０．１５％ＰＥ Ｇ１４．及び１１ｍＭ塩化カルシウム含有１１６Ｕ／ｍｌのＦＩＸ溶液（最終ｐ Ｈ４，５８）とを含む。 ＦＩＸプロティノイド担体調製物の安定性はインビトロでの短時間について調べ た。ＦＩＸを被包する蛋白担体は、光学顕微鏡とレーザー光分散で調べた。プロ ティノイド担体懸濁物の一部分を１．５時間に渡って３０分ごとに取り出し。 ＦＩＸプロティノイド担体を４５００Ｘｇで遠心して分離し。 部分的活性化トロンボプラスチン時間（ＡＰＴＴ）アツセー緩衝液（０，０５Ｍ ヒスチジン−０，ＯＩＭ　ＮａＣ１−０゜１％ウシ血清アルブミン−０，０１％ トウイーン（ＴＩＩＥＥＮ）　４０、ｐＨ７，４７）に溶解し、可溶性ＦＩＸと プロティノイドを遊離させる。ＡＰＴＴによるＦＩＸ活性の定量は、ＦＩＸ標準 物（０，０２５，０，０５、Ｏ，ＩＵ／ｍｌ）と”空”プロティノイド担体懸濁 物の両方をコントロールとして用いた。ＡＰＴＴアッセーキットは市販されてい る（例えば、シグマダイアグノスティックス（Ｓｉｇｍａ　Ｄｉａｇｎｏｓｔｉ ｃｓ）　（セントルイス、ミズーリー、　ＵＳＡ）　）　。 上記の分析に基づき１強い安定性をもつＦＩＸプロティノイド担体がより高いｐ Ｈ（例えばべは４．９）でＦＩＸを被包化することによって得られることが分か った。さらに、被包化効率は利用可能ＦＩＸ単位の約２０％で、活性レベルは。 ＦＩＸプロティノイド担体ベレットが約４℃で保存される場合、少なくとも１． ５時間一定である。 実施例２０： ＦＩＸ　プロ　−　ノ　′　Ａ　−・　二　′にの実施例では、ＦＩＸプロティ ノイド担体Ａ（実施例１９のように調製）を雄のスブラークドーリーラット（平 均体重３００ｇ）で調べた。適切な量のｌ！ｌ濁物を４５００Ｘｇで遠心し＋　 ＦＩＸ蛋白担体を沈殿させる。これを動物に投薬するために続いて同じ緩衝液に 再懸濁した。ラットは以下のように２群に分けた： １、経口用ＦＩＸプロティノイド担体（ＦＩＸ　ｓｐｈ　ＰＯ）：　２７０９　 Ｕ　ＦＩＸ／ｋｇ体重を胃内投与（ラット４匹）；２、静注用ＦＩＸ　（プロテ ィノイド担体無し＞　（ＦＩＸ　ＩＶ）：２００Ｕ／ｋｇ体重を静脈内注射、３ ２匹のラットに０゜１１　ＮａＣ１−０，０２Ｍクエン酸ナトリウム（ｐＨ６， ８５）中のＦＩＸｏ、７ｍｌを尾静脈注射により投与。 ＦＩＸプロティノイド担体懸濁物および溶液は投薬直前に調製する。各ラットか ら１ｍｌの血液を投薬直前（”０”時間）並びに投薬後１．２および４時間で採 取した。クエン酸塩抗凝固剤を血液に添加し、血液サンプルから得た血漿を一７ ０℃で保存した。 血漿サンプルを、ＦＩＸ凝固不全血漿を用いて修飾ＡＰＴＴアッセーによって調 べた（アツセーキットはオルトダイアグノーシス（Ｏｒｔｈｏ　Ｄｉａｇｎｏｓ ｉｓ）　（ラリタン、ニューシャーシー、ＵＳＡから入手可能）、後の凝固時間 値から個々の基準値（０時間値）を差し引いて凝固時間の変化を算出した１図１ ６に示したデータは、与えられた群の平均値である。基準値以下の値は外来ＦＩ Ｘの存在を示す６ 脈注射により投与； 図１６に示すように、顕著な量のＦＩＸが、ＦＩＸプロティノイド担体の経口投 与を介して血液に送られた。相対的な血漿値は、ＦＩＸプロティノイド担体群で 低いが、０．５゜１．０および２．０時間における凝固時間の減少は顕著である 。これはＩＶ投与の約１４倍を用いた経口投与で達成される。さらにまた、第１ Ｘ因子は酸感受性（ｐＨ５，０，３７℃で半減期は約１時間未満である）蛋白で あるので、これらの結果は興味深いものである１本実施例のＦＩＸプロティノイ ド担体は、ｐＨ３，８１で調製中和用可能なＦＩＸ単位の１４．８％が被包化さ れた。この結果はＦＩＸプロティノイド担体は胃腸管で活性を維持し、送達を促 進させることを支持する。 実施例２１： ＦＩＸ　ブロテイノイ′　Ｂ　のう・　にお番る本実施例では、実施例１９で述 べたように調製したＦＩＸプロティノイド担体懸濁物Ｂを雄のスブラークドーリ ーラット（平均体重３００ｇ）で調べた。再懸濁ＦＩＸプロティノイド担体は実 施例２０で述べたように調製した。ラットは以下のように２つの群に分ける： １、経口用ＦＩＸプロティノイド担体（ＦＩＸ　ｓｐｈ　ＰＯ）：　１００６Ｕ ＦＩＸ／ｋｇ体重を胃内投与（ラット５匹）；２、静脈内投与用ＦＩＸ　（プロ ティノイド担体無し）　（ＦＩＸＩＶ）：　１８５Ｕ／ｋｇ体重を静脈注射によ り投与、３匹のラットに０．１１　ＮａＣ１−０，０２Ｍクエン酸ナトリウム（ ｐＨ６，８５）中のＦＩＸｏ、３ｍｌを尾静ブローイノイド　の ３、経口用ＦＩＸ　（プロティノイド担体無し）　（ＦＩＸ　ｕｎａｎｃａｐＰ Ｏ）：　２７６０Ｕ　ＦＩＸ／ｋｇ体重を胃内投与、４匹のラットに３．８％酢 酸（ｐＨ６，８５）含有食塩水中のＦＩＸｌ、Ｏｍｌを投与。 ＦＩＸプロティノイド担体懸濁物および溶液を投薬直前に調製した。血漿サンプ ルを採取し、実施例２０で述べたようにアッセーした。その後の凝固時間値から 個々の基準（０時間）値を差し引いて、凝固時間における変化を算出した０図１ ７に示すデータは与えられた群の平均値である。基準以下の値は外来ＦＩＸの存 在を示している。ＦＩＸプロティノイド担体（ｐＨ４，５８で調製）は２３．１ ％のＦＩＸ単位を被包化した。 図１７に示すように、ＩＶ投与量のわずか５倍の経口投与量で、ＪＩＪ著な経口 的薬剤送達が認められた。さらに、■ｖ投与レベルの１５倍で投与された天然Ｆ ＩＸ　（ｐＨ６，８５）では、血漿中に検出可能レベルの外来ＦＩＸを認めるこ とはできなかった。 したがって、本実施例および実施例２０で示された結果は。 経口的ＦＩＸ送達はＦＩＸプロティノイド担体の使用によって達成できることを 支持している。これらのプロティノイド担体は、胃腸間通過および血流へのＦＩ Ｘ送達に際して、適切にＦＩＸを保護するようである。 実施例２２： α−ンターフェロン　ＩＦＮ 本実施例では、胃腸間擬似条件下での酵素的分解に対するプロティノイド担体の 保護能力を評価するために実験を行った。プロティノイド担体中のＩＦＨのイン ビトロ安定性を、０．０８Ｎ　ＨＣｌ中のペプシンを含む擬似胃液（ＳＧＦ）お よび燐酸緩衝液中のパンクレアチンを含む擬似腸液（ＳＩＦ）で調べた。試薬お よび安定性アッセ一工程は”合衆国ファーマコボシア（Ｕｎｉｔｅｄ　５ｔａｔ ｅｓ　Ｐｈａｒｍａｃｏｐｏｃｉａ）″　（ＸＸＩＩ巻。 １９９０、ｐｐ１７８８−１７８９）に記載されている。 ＩＦＮ　プロティノイド　体の プロティノイド担体内へのＩＦＮの被包化は実施例１３で述べたものと同じ態様 で実施した。α−ＩＦＮは多数の販売元から入手できる。市販ＩＦＮ製品はロフ エロンーＡ（Ｒｏｆａ−ｒｏｎ−Ａ）　（ホフマンラロシュ［）Ｉｏｆｆｍａｎ 　ＬａＲｏｃｈｅｌ　）を含む、ＩＦＮプロティノイド担体は、　Ｇｌｕ／Ａｓ ｐ／Ｔｙｒ／Ｐｈｅプロティノイド（プロティノイド反応混合物で用いられるＧ ｌｕ、　Ａｓｐ、　ＴｙｒおよびＰｈｅのモル比は１：ＨＨｌ）の水溶液と、５ ％ゼラチン添加１．７Ｎクエン酸溶液を含むＩＦＮ溶液とで調製した。ＩＦＮプ ロティノイド担体懸濁物は、８０ｍｇ／ｍｌプロティノイド、６００ｕｇ／ｍｌ のＩＦＮおよび２．５％ゼラチン（ｐＨ３，０）を含んでいた。 ＩＦＮプロー　ノ　゛　５ＧＦ ＳＧＦ　（２ｍｌ）を１ｍｌのＩＦＮプロティノイド担体懸濁物に加えた。この 溶液を振盪しながら４０℃で保温し、７会衆国ファーマココビア（Ｕ、Ｓ、　Ｐ ｈａｒｍａｃｏｃｏｐｉａ）”　（上掲書）に記載されているようにＳＧＦ添加 後段階的に部分標本を採取した０等容量の停止液（燐酸緩衝液中のペプスタチン Ａ）をサンプル採取後直ちに各部分標本に加え、酵素分解を停止し、プロティノ イド担体を開放する。続いて、全サンプル中のＩＦＮ濃度をＨＰＬＣで決定した 。比較として、ＳＧＦ中のＩＦＮ単独の安定性を調べた。この実験はプロティノ イド無しで上記のように実施した。別のコントロールとして、工ＦＮプロティノ イド担体の安定性を０．０８Ｎ　ＨＣＩ中で調べた。 ＩＦＮ　プロテアーゼ：　５ＩＦ ＳＩＦ　（２ｍｌ）を１ｍｌのＩＦＮプロティノイド担体に加えた。この溶液を 振盪しながら４０℃で保温し、″合衆国ファーマココピア″（上掲書）に記載さ れているように連続的にサンプルを採取した０等容量の停止液（燐酸緩衝液中の アプロチニンおよびトリプシン／キモトリプシン阻害剤）をサンプル採取後直ち に各部分標本に加え、酵素分解を停止した。ＩＦＮ濃度をＨＰ’ＬＣで決定した 。 ＳＩＦ中のＩＦＮ単独の安定性を調べるために、６００μｇのＩＦＮを０．８５ Ｎクエン酸または０．０１Ｍの燐酸緩衝液に溶解した。ＳＩＦ（２ｍｌ）を１ｍ ｌのＩＦＮ溶液に加えた。この溶液をサンプルして上記のように分析した。 道」Ｕ２（祭− （ａ）ＳＧＦ　・　ロ　−　ノ　１ 図１８に示すように、ＳＧＦで１時間保温した後、約５０％のＩＦＮが無傷で残 った。ＳＧＦで６時間保温した後、約２０％のＩＦＮが分解されなかった。予想 通り、ＩＦＮ単独（プロティノイド担体無し）では、２０分以内でＳＧＦ中のペ プシンで完全に破壊されることが分かった。 ０．０８Ｎ　ＨＣＩ中で単独ＩＦＮを用いて別のコントロールを実施した。ＩＦ Ｎ単独ではペプシン無しのＳＧＦ中で安定であった（０．０８Ｎ　ＨＣＩ）、２ 時間保温した後。 わずかに減少しただけであった。これは、ＩＦＮはｐＨ１゜２のＨＣＩ中で６時 間までは寧ろ安定であることを示唆している（図１９）。 これらの結果は、プロティノイド担体はＩＦＮのペプシン消化を遅らせ、一方Ｉ ＦＮ単独では胃の中で２０分以上残存することはできないことを示唆している。 これらの観察は、蛋白薬剤の胃の中での酵素消化に対するプロティノイド担体の 保護能力を示している。 （ｂ）ＳＩＦ　のプロティノイド担　の図２０に示すように、ＩＦＮプロティノ イド担体は、ＳＩＦ中でＩＦＮ単独（プロティノイド無し）よりもはるかに安定 であった。ＰＨ７，４においてＩＦＮ単独の場合は、ＳＩＦと保温したとき１０ 分以内に完全に分解した。しかしながら、ＩＦＮ／プロティノイド担体の約７０ ％がＳＩＦ中で６時間後も残存したが、これは、プロティノイド担体によって顕 著な安定性が提供されることを示している。 ＩＦＮ単独ではｐＨ７，４よりＰＨ３でＳＩＦ中でわずかに安定性が増した。Ｓ ＩＦでＰＨ３で６時間保温した後、約１０％のＩＦＮが残存した。ｐＨ３におけ るＳＩＦ中での工ＦＮの安定性は、腸のプロテアーゼの酵素活性を抑制すると思 われるＰＨの低さに起因する。 実施例２３： ヘパ１ン　プロー　ノ　′　−・ 本実施例では、プロティノイド担体が保護能力のために必要とされるか、または （１）プロティノイド（可溶性プロティノイドで担体形ではない）を用いること ができるか、もしくは（２）担体への薬剤積載のまた別の方法（例えば治療用化 合物を予め形成したプロティノイド担体と保温する）を使用することができるか を確認するために、実験を行った。 ヘパ１ン　プロー　ノ　゛ プロティノイド担体へのへバリンの被包化を実施例１２と同じ方法で実施した。 ヘパリン（局方）を用いたが、この物質は、イーライリリー（Ｅｌｉ　Ｌｉ１ｌ ｙ）　（インジアナポリス、ＵＳＡ）を含む種々の販売元から入手できる。ヘパ リンプロティノイド担体は、　Ｇｌｕ／＾ｓｐ／Ｔｙｒ／Ｐｈｅ１０ｒｎｏ、　 ｓプロティノイド（プロティノイド反応混合物で用いられるＧｌｕ、　Ａｓｐ、 　Ｔｙｒ、　Ｐｈｅ、Ｏｒｎのモル比は１：１：１：１：０．５）の脱イオン水 溶液１５０ｍｇ／ｍｌと、１．７Ｎクエン酸溶液及び０．５％アラビアゴムを含 むヘパリン水溶液２０ｍｇ／ｍｌとの１：１容量比を用いて。 実施例１２の方法にしたがって調製した。ヘパリンプロティノイド担体懸濁液は 、実施例１２で述べたように酢酸溶液中で透析した。続いて、ヘパリンプロティ ノイド担体は、４８００Ｘｇ　（１５分）で遠心し、修飾Ａｚｕｒｅ　Ａ法（Ｇ ｕｎｄｒｙら、Ａｍｅｒ、　Ｊ、　Ｓｕｒｇｅｒｙ、　１９８４．１４８：ｐｐ １９１−１９４）を用いて、ペレットおよび上清を分析することによって全ての ヘパリンを測定した。プロティノイドは、Ｏ，ＩＮ　ＮａＯＨでプロティノイド 担体を溶解し、２９４ｎｍでの吸収を測定することによって測定した。 ヘパリン−スパイク　プロー　ノ　′ ヘパリンプロティノイド担体のために上記で述べた同じ方法（ただしヘパリンは 含まない）にしたがって、空のプロティノイド担体を調製した。凍結乾燥した空 プロティノイド担体を、２０ｍｇ／ｍｌの濃度のヘパリンを含む０．８５Ｎクエ ン酸および０．５％ゴムに再懸濁した。プロティノイド担体とともに分離された ヘパリンの量は上記のように測定した。 失膨工１ 体重が約３５０ｇの雄のスブラークドーリーラットに胃管経口投与および十二指 腸内（ＩＤ）注射（幽門括約筋のすぐ前方および十二指腸内）による投薬を実施 した。ラットに経口的またはＩＤで以下の１つを投薬した：凍結乾燥ヘパリンプ ロティノイド担体、ヘパリン−スパイク空プロティノイド担体、プロティノイド ／ヘパリン水溶液、ヘパリン含有０゜８５Ｎクエン酸および０．５％ゴム、並び にヘパリン単独水溶液、経口投与およびＩＤ注射の両方の実験において、ヘパリ ンニブロティノイドの重量比は一定であった。経口実験での全ヘパリン投与量は １００ｍｇ／ｋｇ体重で、ＩＤ注射実験では５０　ｍ　ｇ　／　ｋ　ｇであった 。プロティノイド投与量は胃管経口投与では４０　ｍ　ｇ　／　ｋ　ｇで、ＩＤ 注射では２０ｍｇ／ｋｇであった。投薬容積は約０．３から０．５ｍｌであった 。 約０．５ｍｌの血液を各ラットの尾動脈から連続的に、投薬直前（”Ｏｎ時間） 並びに投薬後１，２および３時間で採取した。ヘパリン活性測定のために血液サ ンプルからの血清を一２０℃に保存した。 藍果及（棗 得られた結果は、ヘパリン単独並びに可溶性プロティノイドとヘパリン（両方井 水溶液、経口的またはＩＤ注射により投与）では、ＡＰＴＴ値を上昇させるに十 分な量でＧＩ管から吸収されないらしいということを示唆している（図２１）。 十二指腸に直接投与したときのみ、ヘパリンクエン酸液は幾分ＡＰＴＴ値上昇さ せる。 ヘパリンプロティノイド担体は最も高いＡＰＴＴ値を示したが、これは、十二指 腸内に直接投与したとき同様、経口的に投薬した場合もヘパリンの吸収を増加さ せることを示している（図２２および２３）、一方、ヘパリンスパイク空プロテ ィノイド担体は、ヘパリンプロティノイド担体で認められた活性よりも低い活性 を示したが（図２３）、基準値を越えるＡＰＴＴ上昇を示した１両タイプのプロ ティノイド担体は。 クエン酸／ヘパリンで認められたＡＰＴＴ値上昇よりもはるかに高いＡＰＴＴ値 上昇を示した。 本実施例で得られた結果は、実験の範囲内では可溶性プロティノイドは検出可能 な活性を示さなかったので、このプロティノイド系では、観察されたようなヘパ リン吸収の増加にはプロティノイド担体が必要であることを示唆している。 実施例２４： Ｍｌ−プローイノ　′　の 本実施例では、インフルエンザウィルス抗原含有プロティノイド担体を調製し、 ラットで評価した。 Ｍ１ブローイノイド　の プロティノイド担体内へのＭＩの被包化は、実施例１３で述べたのと同じ態様で 実施した。Ｍ１蛋白（インフルエンザウィルスの主要内部成分）は、カナダ生物 学局、薬物理事会（［ｌｒｕｇ　Ｄｉｒｅｃｔｏｒａｔｅ、　Ｈｅａｌｔｈ　Ｐ ｒｏｔｅｃｔｉｏｎ　Ｂｒａｎｃｈ、　Ｂｕｒｅａｕ　ｏｆＢｉｏｌｏｇｉｅｓ 、　Ｏｔｔａｗａ、　０ｎｔａｒｉｏ　Ｃａｎａｄａ）より寄贈されたブタイン フルエンザワクチンを精製して得た。このワクチンは高収量組換え体株Ｘ−５３ Ａａで製造された。この株では、そのＨＡおよびＮＡは親株Ａ／ＮＪ／１１／７ ６　（ＨＩＮｌ）に由来し、その内部蛋白（Ｍｌを含む）は親株Ａ／ＰＲ／８／ ３４に由来する（Ｒ，Ｂ、　Ｃｏｕｃら、１９８３．　Ａｎｎ、　Ｒｅｖ、　Ｍ ｉｃｒｏ−ｂｉｏｌ、、３７：ｐｐ５２９−５４９：　Ｂ、Ｒ，Ｍｕｒｐｈｙ　 １９８２．　Ｉｎｆｅｃ、Ｉｍｍｕｎ、。 ３６：ｐｐ１１０２−１１０８）、　Ｍ　１はカンらの記載（Ｋｈａｎら、１９ ８２　Ｊ。 Ｃ１１ｎ、　Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ、、　１６：ｐｐ８１３−８２０）にしたがっ て精製した。 Ｍ１プロティノイド担体は、Ｇｌｕ／＾ｓｐ／Ｔｙｒ／Ｐｈａプロティノイドの １００ｍｇ／ｍｌ脱イオン水溶液および１．７Ｎクエン酸と５％アラビアゴム中 のＭ１蛋白溶液（ｐＨ２，０）１０ｍ　ｇ　／　ｍ　ｌの等容量を混合（４０℃ で）して調製した。懸濁液中の最終Ｍ１濃度は１．０ｍｇ／ｍｌであった。 ＨＡ−ＮＡ　プロー　ノ　′　と　の ＨＡ−ＮＡ抗原はギャラガーらの方法にしたがって分離した（Ｇａｌｌａｇｈｅ ｒら、１９８４　Ｊ、　Ｃｌ１ｎ、　Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ、、　２０：ｐｐ８０ −９３）。 インフルエンザライ７Ｌ／　Ｘ　（Ａ／ＰＲ８／３４）を９０００００ｔ’６０ 分遠心した。ウィルスペレットを７．５％オクチルグルコシドを含む０．０５Ｍ 酢酸緩衝液（ｐＨ７，０）で可溶化し、同じ条件で再度遠心した。得られた上清 は、５ＤＳ−ＰＡＧＥで決定したところ、約９０％のＨＡと１０％のＮＡを含ん でいた。 ＨＡ−ＮＡプロティノイド担体は、ＭｌをＨＡ−ＮＡで置き換えながら、Ｍ１プ ロティノイド担体のためのものと同じプロトコールにしたがって調製した。懸濁 物中のＨＡ−ＮＡの最終濃度はまた１、０ｍｇ／ｍｌであった。 ″空″プロティノイド担体は１Ｍ１／クエン酸／ゴム溶液の代わりに１．７Ｎク エン酸／ゴム溶液を用いる修飾を行いながら、Ｍ１プロティノイド担体について 述べた同じ方法にしたがって調製した。 非被包化抗原、ＭｌおよびＨＡ−ＮＡは１．７Ｎクエン酸。 １０ｍｇ／ｍｌアラビアゴム中で同じ最終濃度の１　ｍ　ｇ　／　ｍｌに希釈し た。 スＪＬ！ＪＬ 雄のスプラークドーリーラット（体重約３５０ｇ）を本実施例では用いた。経口 投薬は胃管で行った。１群がそれぞれ５匹のラットから成る４群（皮下コントロ ール群は４匹）に以下のように投薬した２１群にはラット当たり１ｍｇのＭ１プ ロティノイド担体（１ｍｌ）を経口的に投与した。２群には“空”プロティノイ ド担体をラット当たり１ｍｇ経口投与した。３群にはラット当たり”空“担体の 非被包化Ｍｌ　１ｍｇを投与した。３群にはラット当たり１ｍｇの非被包化Ｍ１ １ｍｌを投与し、４群にはラット当たり２５μｇのＭｌ（０，３ｍ１）を皮下（ ＳＣ）に投与した。血液サンプル（３００μｌ）を、投薬前並びに投薬後１．２ ，３、および４時間（抗原分析のため）で、さらに投薬後１４．２８および４２ 日（抗体分析のため）で各ラットの尾の血管から採取した。ＴＲｌ５　（ＳＤＳ 無し）中の皮下コントロール−Ｍ１用溶液を１６７μｇ　／　ｍ　ｌの濃度に希 釈した１等量のフロイ　“ント完全アジュバント（ＦＣ＾、シグマ）を加え、混 合物を完全に均質化した。混合物中のＭｌの最終濃度は８３．３μｇ／ｍｌであ った。皮下投与用ＨＡ−ＮＡ溶液は、ＴＲｌＳ−８ＤＳ緩衝液の代わりに燐酸緩 衝液を用いた点を除き同じ態様で調製した。 ＨＡ−ＮＡプロティノイド担体投与に際しては、以下の修飾を行いながら、同じ 免疫および採血スケジュールに従った：全でのラットに最初の経口投与後４２日 にＨＡ−ＮＡプロティノイド担体（２５０μｇ／ラット）の経口追加免疫を実施 し、この追加免疫投薬後１４日に再び血液サンプルを採取した。サンプルから得 た血清を分析まで一２０℃で保存した。 抗Ｍ１および抗ＨＡ−ＮＡ特異的ＩｇＧ血清をカーノらの記載したＥＬＩＳＡ法 （Ｋｈａｎら、１９８２．　Ｊ、　Ｃ１１ｎ、　Ｍｉｃｒｏｂｉｏｌ。 、脛：ｐｐ８１３−８２０）で分析した。 鉦果茎１棗 血漿サンプル中の抗原を測定するための試みは成功しなかった。Ｍ１抗原は、投 薬１−４時間後に採取されたラットの血漿サンプル中で、皮下投与群コントロー ルを含む全ての群において検出できなかった。 ”空”プロティノイド担体を経口的に投薬したラットの血漿サンプルは、ＥＬＩ ＳＡ分析では、ＭｌまたはＨＡ−ＮＡ抗原のいずれに対しても顕著な抗体を示さ なかった（表８）。 予想通り、２５μｇのＭｌまたは）（Ａ−ＮＡ抗原のいずれか（ＦＣＡとともに ）を皮下に投与したラットは、Ｍｌの場合は５４０００−３３００００の範囲、 ＨＡ−ＮＡの場合は１７６７５０−９０９０００の範囲の力価で劇的な抗体反応 をＭ１プロティノイド担体を投与した５匹のラットの３匹から得た血漿はＭ１抗 原に対する顕著な一次反応を示した。これら３匹のラットの全ては、非被包化Ｍ １を投与されたラットの全てが＜３０であったことと比較して、投薬後わずか１ ４日で７６０から２１５０の範囲の力価を示した（表８）。 プロティノイド担体を投与された群の力価は４２日までに１１５０−５２００に 増加した（図２４）。 非被包化ＨＡ−ＮＡで免疫した６匹のラットのうち４匹は中等度の抗ＨＡ−ＮＡ 　ＩｇＧ反応を示し、力価は３４００−１７６７５であったが、一方、ＨＡ−Ｎ Ａプロティノイド担体を投薬された６匹のラットのうち２匹は顕著な反応を示し た（図２５）、Ｌ、かじながら１反応ラットの力価は、コントロールで得られた 力価より少なくとも８倍高かった。経口投薬後４２日で実施したＨＡ−ＮＡプロ ティノイド担体の経口的追加免疫後、数匹のラットはより高い力価を示したが、 はとんどは力価に顕著な増加を示さなかった。 これらの結果は、Ｍ１プロティノイド担体の単回投与で投薬後わずか２週間でＭ ｌに対する顕著なＩｇＧ反応を誘発することができるが、一方、同じ全投与量の Ｍｌ（プロティノイド無し）では検出可能な抗体反応を生じなかった。同様に、 ＨＡ−ＮＡプロティノイド担体の単回投与でこの実験で用いたラットの３３％に 反応を誘発した。この反応は非被包化ＨＡ−ＮＡを投薬したラットより８倍高か った。（以下余白）糞且 Ｍプロティノイド担体投薬ラットとコントロール血清の抗Ｍ蛋白抗体力価 投薬　ラット＃　力価：１４日　力価：２８日　カ価＝４２日２０１　＜３０　 ＜３０　５６ ２０７　（３０＜３０　４５ 添付書類Ａ 在：ａ＝７モル７アス　０ニオイルＳ＝を化鳳度−；％理特謁！化添付書類Ａ 注：ａ＝７モルフ１ス　０＝オイル　・＝！化鳳度　−：処理時間！化添付書類 Ａ 注、ａ：アモルファス　０ニオイル　・：を化＠ｌ　−＝処理時間変化添付書類 Ａ １ｔ：ａ＝７モルフ７Ｘ　ｏ＝ｔイル　・＝ｔｕｌ　−＝１！Ｍ＠Ｔ１ｔ付書類 Ａ 注　ａ＝アモルファス　。＝オイル　・＝！化星度　−：処理時開を化添付書類 Ａ 注　ａ＝７モルフＴス　０−オイル　・＝ｆｌｌＪｌ　−＝処理時間変化添付書 類Ａ 注　ａ＝Ｔ千ルフ１ス　０＝オイル　・：変化態度　−：処理時間変化添付書類 Ａ １Ｉ　ａ＝アモルファス　０＝オイル　・＝豐化星度　−＝１！理時Ｉｆ化添付 書類Ａ 球体評価：　０＝ｌＩ　５＝１高 ＴＩＪＴ＝インノユツン ［＝空機小球体 １１ＥＰ＝ヘバツン ＳｕＩＭ＝スル本ラン４番級 ５ｕｌｆａ：５ｕｌｆ＝Ｓｕｌ：スル本うンＰＡ＝ツン■ ＴＲＩＧ！、４ツグツム（ｔｒｉｇｌｙｍｅ）注　ａ；アモルファス　０＝オイ ル　・：！化星度　−：処理時閏宜化添付書類Ｂ 添付書類Ｂ 温度（℃） 時ｌ１ｌ（日） 図３ ＩＴＥＡ］／ＩＭ１ ［ＤＰＰ＾ｌ／Ｉｊｌ＋ 図５ 保持時間（分） 図６ ■ 空球体　ｍＡｂ球体　外注　経。 空球体　ｍＡｂ球体　静注　経口 送達 図８０ Ｆｌ　６９σｍＡｂ　（ｍｇ／ｍｌ１ 時間（時間） ＋　２７０−Ｇ（１５μｇ／ｋｇｌ　−φ−コントロール（１５＊ｇ／ｋｇ）図 １０ 図１１ 關（埒」 ・　カルシトニン　６０１ｇ／ｋｇ　＋　被包カルシトニン　晩ｇ／ｋｇ時間（ 時ｊｌ） −・　カルシトニン　３ｓｇ／ｋｇ　←■←　被包カルシトニン　３μｇ／ｋｇ 図１５ ｗ＊ｅｗｎ紳ケＩＡｏｃｌ＋ｃａｌユｍ、　Ｐ　ＣＴ／　ＩＩ　５９３／　０５ ７２３フロントページの続き （５１）　Ｉｎｔ、　Ｃ１，６識別記号　庁内整理番号Ａ６１Ｋ　３８／２１ ３９１００　Ｇ　９２８４−４Ｃ ３９／３９５　Ｍ　９２８４−４Ｃ Ｃ０７Ｋ　４１００　８３１８−４Ｈ ＣＯ８Ｇ　６９／１０　ＮＲＮ　９２８６−４Ｊ７３１００　ＮＴＢ　９２８５ −４Ｊ ９４５５−４Ｃ ９４５５−４Ｃ ９４５５−４Ｃ ９４５５−４Ｃ ９４５５−４Ｃ （３１）優先権主張番号　０７６．８０３（３２）優先臼　１９９３年６月１４ 日（３３）優先権主張国　米国（ＵＳ） ＦＩ Ａ６１Ｋ　３７／６６　Ｈ （８１）指定国　ＥＰ（ＡＴ、ＢＥ、ＣＨ，ＤＥ。 ＤＫ、ＥＳ、ＦＲ，ＧＢ、ＧＲ，ＩＥ、ＩＴ、ＬＵ、ＭＣ，ＮＬ、ＰＴ、ＳＥ） 、０Ａ（ＢＦ、ＢＪ：、ＣＦ、ＣＧ、　ＣＩ、　ＣＭ、　ＧＡ、　ＧＮ、　ＭＬ 、　ＭＲ，ＮＥ、　ＳＮ。 ＴＤ、　ＴＧ）、　ＡＴ、　ＡＵ、　ＢＢ、　ＢＧ、　ＢＲ，ＣＡ。 ＣＨ，ＣＺ、　ＤＥ、　ＤＫ、　ＥＳ、　ＦＩ、　ＧＢ、　ＨＵ、ＪＰ、ＫＰ、 ＫＲ，ＫＺ、ＬＫ、ＬＵ、ＭＧ、ＭＮ、ＭＷ、　ＮＬ、　Ｎｏ、　ＮＺ、　ＰＬ 、　ＲＯ，ＲＵ、　ＳＤ、　ＳＥ。 ＳＫ、ＵＡ、ＵＳ、ＶＮ

Claims (35)

【特許請求の範囲】
1. １．ｉ）チロシンおよびフェニルアラニンから成る群から選ばれる少なくとも１ 個の第一のモノマーと、グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびア スパラギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１個の第二のモノマーとから製 造されるペプチドポリマー、および ｉｉ）チロシンおよびフェニルアラニンから成る群から選ばれる少なくとも１個 の第一のモノマーと、グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアス パラギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１個の第二のモノマーと、リシン 、アルギニンおよびオルニチンから成る群から選ばれる少なくとも１個の第三の モノマーから製造されるペプチドポリマーとから成る群から選ばれるペプチドポ リマーを含むプロテイノイドであって、 前記プロテイノイドが微小球体またはマイクロカプセルを形成し、さらに選択ｐ Ｈ範囲内で可溶性であるプロテイノイド。
2. ２．前記プロテイノイドが約２５０と約２４００の間の範囲の分子量を有する請 求の範囲第１項のプロテイノイド。
3. ３．前記プロテイノイドが約２５０と約４００の間の範囲の分子量を有する請求 の範囲第２項のプロテイノイド。
4. ４．前記プロテイノイドが２から２０個のアミノ酸を有する請求の範囲第１項の プロテイノイド。
5. ５．前記プロテイノイドが２から８個のアミノ酸を有する請求の範囲第４項のプ ロテイノイド。
6. ６．前記プロテイノイドが酸可溶性プロテイノイドで、前記第二のモノマーがグ ルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアスパラギン酸から成る群か ら選ばれ、さらに、前記第三のモノマーがリシン、アルギニンおよびオルニチン から成る群から選ばれる、請求の範囲第１項のプロテイノイド。
7. ７．前記プロテイノイドが塩基可溶性プロテイノイドで、前記第二のモノマーが グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアスパラギン酸から成る群 から選ばれる請求の範囲第１項のプロテイノイド。
8. ８．ｉ）チロシンおよびフェニルアラニンから成る群から選ばれる少なくとも１ 個の第一のモノマーと、グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびア スパラギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１個の第二のモノマーとから製 造されるペプチドポリマー；および ｉｉ）チロシンおよびフェニルアラニンから成る群から選ばれる少なくとも１個 の第一のモノマーと、グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアス パラギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１個の第二のモノマーと、リシン 、アルギニンおよびオルニチンから成る群から選ばれる少なくとも１個の第三の モノマーとから製造されるペプチドポリマーを含むプロテイノイドを含むプロテ イノイド担体であって、前記プロテイノイドが微小球体またはマイクロカプセル を形成し、さらに選択ｐＨ範囲内で可溶性であるプロテイノイド担体。
9. ９．前記プロテイノイド担体がプロテイノイド微小球体を含む請求の範囲第８項 のプロテイノイド担体。
10. １０．前記プロテイノイド担体がプロテイノイドマイクロカプセルを含む請求の 範囲第８項のプロテイノイド担体。
11. １１．前記プロテイノイドが酸可溶性プロテイノイドで、前記第二のモノマーが グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアスパラギン酸から成る群 から選ばれ、さらに、前記第二のモノマーがリシン、アルギニンおよびオルニチ ンから成る群から選ばれる、請求の範囲第８項のプロテイノイド担体。
12. １２．前記プロテイノイドが塩基可溶性プロテイノイドで、前記第二のモノマー がグルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアスパラギン酸から成る 群から選ばれる請求の範囲第８項のプロテイノイド担体。
13. １３．前記プロテイノイド担体が１０ミクロンに等しいか、またはそれ未満の直 径を有する請求の範囲第８項のプロテイノイド担体。
14. １４．さらに含有物を被包化している請求の範囲第８項のプロテイノイド担体。
15. １５．前記含有物が香料、化粧剤、色素および水溶性ビタミンを含む請求の範囲 第１４項のプロテイノイド担体。
16. １６．前記含有物が生物学的に活性な薬剤である請求の範囲第１４項のプロテイ ノイド担体。
17. １７．前記生物学的に活性な薬剤が抗原、モノクローナル抗体、カルシトニン、 エリトロポエチン、アルファインターフェロン、ヘパリン、インシュリン、成長 ホルモン、心房性ナチュレチック因子、第１Ｘ因子またはインターロイキン−Ｉ Ｉを含む請求の範囲第１６項プロテイノイド担体。
18. １８．プロテイノイド微小球体またはマイクロカプセル内に被包された生物学的 に活性な薬剤を含む組成物であって、前記微小球体またはマイクロカプセルが、 ｉ）チロシンおよびフェニルアラニンから成る群から選ばれる少なくとも１個の 第一のモノマーと、グルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアスパ ラギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１個の第二のモノマーとから製造さ れるペプチドポリマー；およびｉｉ）チロシンおよびフェニルアラニンから成る 群から選ばれる少なくとも１個の第一のモノマーと、グルタミン酸、ピログルタ ミン酸、グルタミンおよびアスパラギン酸から成る群から選ばれる少なくとも１ 個の第二のモノマーと、リシン、アルギニンおよびオルニチンから成る群から選 ばれる少なくとも１個の第三のモノマーとから製造されるペプチドポリマーを含 むプロテイノイドを含み、 さらに、前記プロテイノイドが微小球体またはマイクロカプセルを形成し、かつ 選択ｐＨ範囲内で可溶性である組成物。
19. １９．前記プロテイノイドが酸可溶性プロテイノイドで、前記第二のモノマーが リシン、アルギニン、及びオルニチンから成る群から選ばれる請求の範囲第１８ 項に記載の組成物。
20. ２０．前記プロテイノイドが塩基可溶性プロテイノイドで、前記第二のモノマー がグルタミン酸、ピログルタミン酸、グルタミンおよびアスパラギン酸から成る 群から選ばれる請求の範囲第１８に記載の項組成物。
21. ２１．前記生物学的に活性な薬剤が抗原、モノクローナル抗体、カルシトニン、 エリトロポエチン、アルファーインターフェロン、ヘパリン、インシュリン、成 長ホルモン、心房性ナチュレチック因子、第ＩＸ因子またはインターロイキンー ＩＩを含む請求の範囲第１８項に記載の組成物。
22. ２２．カルシトニンの経口投薬形態を含む医薬調製物。
23. ２３．さらに微小球体またはマイクロカプセルを形成しているプロテイノイドを 含む請求の範囲第２２項に記載の医薬調製物。
24. ２４．モノクローナル抗体の経口投薬形態を含む医薬調製物。
25. ２５．さらに微小球体またはマイクロカプセルを形成しているプロテイノイドを 含む請求の範囲第２４項に記載の医薬調製物。
26. ２６．エリトロポエチンの経口投薬形態を含む医薬調製物。
27. ２７．さらに微小球体またはマイクロカプセルを形成しているプロテイノイドを 含む請求の範囲第２６項に記載の医薬調製物。
28. ２８．アルファーインターフェロンの経口投薬形態を含む医薬調製物。
29. ２９．さらに微小球体またはマイクロカプセルを形成しているプロテイノイドを 含む請求の範囲第２８項に記載の医薬調製物。
30. ３０．第ＩＸ因子の経口投薬形態を含む医薬調製物。
31. ３１．さらに微小球体またはマイクロカプセルを形成しているプロテイノイドを 含む請求の範囲第３０項に記載の医薬調製物。
32. ３２．請求の範囲第２３項の医薬調製物を経口的に投与することを含む、哺乳類 へのカルシトニンの送達方法。
33. ３３．求の範囲第２７項の医薬調製物を経口的に投与することを含む、哺乳類へ のエリトロポエチンの送達方法。
34. ３４．請求の範囲第２９項の医薬調製物を経口的に投与することを含む、哺乳類 へのアルファーインターフェロンの送達方法。
35. ３５．請求の範囲第３１項の医薬調製物を経口的に投与することを含む、哺乳類 への第ＩＸ因子の送達方法。