JP5879254B2 - イムノグロブリンａ分泌促進剤 - Google Patents

Description

本発明は、細菌やウイルス等の感染予防効果やアレルギー予防効果が期待できるＩｇＡ分泌促進剤、特に上気道でのＩｇＡ分泌促進効果が期待できる組成物に関する。

口腔、気道、消化管等の生体の内側で外界と接する面では、外界から生体内へのウイルスや細菌等の侵入を防ぐために粘膜免疫という強力な防御システムが構築されている。粘膜表面には、唾液腺や粘液腺等から絶えず粘液が分泌され、物理的にウイルスや細菌の侵入を防ぐとともに、粘液中に存在する抗体、抗菌ペプチド、酵素等の作用により生体を外敵から防御している。この防御システムにおいて中心的な役割を担っているのがイムノグロブリンＡ（ＩｇＡ）抗体であり、ウイルスや細菌等の除去や粘膜面への付着防止等の作用を有している（非特許文献１）。

ＩｇＡ抗体と感染症の関係については、動物実験で中耳炎の原因菌に特異的なＩｇＡ抗体を増加させると原因菌の感染が抑制されることが報告されている（非特許文献２）。また、ある種の風邪の原因ウイルスに特異的なＩｇＡ抗体をヒトの鼻腔内に投与すると、そのウイルスの感染が抑制されたことが報告されている（非特許文献３）。

また、ＩｇＡ抗体は細菌やウイルス等の感染から生体を防御する役割を有する他に、アレルギー反応を引き起こすような外来抗原が粘膜から生体に侵入することを阻止しているとも考えられている（非特許文献４）。

以上のような背景から、ＩｇＡ抗体の分泌を促進することができれば、細菌やウイルス等の感染症予防やアレルギーの予防に有効と考えられる。

これまでにＩｇＡ抗体の分泌促進作用があるものとして、様々な乳酸菌や担子菌（特許文献１〜４）、多糖類やオリゴ糖類（特許文献５〜９、非特許文献５）、が開示されているが、多くは腸内におけるＩｇＡ抗体産生に関するものであり、口腔、鼻腔及び気道などの呼吸器系の器官におけるＩｇＡ分泌促進作用や感染抑制作用に関するものは僅かである（特許文献２、特許文献１０）。

特許第２９６８３７４号公報 特許第３８１８３１９号公報 特開平１１−９２３８９号公報 特開２００５−９７１３３号公報 特許第４１６２１４７号公報 特開２００１−６４１８１号公報 特開２００３−２０１２３９号公報 特開２００６−７０２１７号公報 特開２００６−２１３６７１号公報 特開２００９−１６１４４７号公報 特開２００２−３７０９９３号公報

Brandtzaeg P.、International Journal of Medical Microbiology、2003年、293巻、1号、3〜15頁、Role of secretoryantibodies in the defence against infections. Hotomi M. et al.、Vaccine、1998年、16巻、20号、1950〜1956頁、Specific mucosal immunity and enhanced nasopharyngeal clearance ofnontypeable Haemophilus influenzae after intranasal immunization with outermembrane protein P6 and cholera toxin. Heikkinen T. et al.、Pediatric Infectious Disease Journal、1998年、17巻、5号、367〜372頁、Intranasally administeredimmunoglobulin for the prevention of rhinitis in children. 池澤善郎、低アレルギー食品の開発、シーエムシー出版、４１−４９頁 Scholtens P.A. et al.、Journal of Nutrition、2008年、138巻、6号、1141〜1147頁、 Fecal secretory immunoglobulin A is increased in healthy infantswho receive a formula with short-chain galacto-oligosaccharides and long-chainfructo-oligosaccharides.

上記課題に鑑みて、本発明は、腸内のみならず口腔や気道でもＩｇＡ分泌促進作用を有する医薬組成物を提供することを目的とする。

本発明者らは、鋭意研究の結果、ヒナゲシ抽出物にＩｇＡ分泌促進作用があることを見出し、もって本発明を完成させた。

本発明のヒナゲシ抽出物は、腸内におけるＩｇＡ分泌促進効果のみならず、口腔や気道においてもＩｇＡ分泌促進作用を有し、そのため、これを摂取することによりウイルスや細菌への感染を抑制し、また、アレルギーの発生を予防することができる。

本発明でＩｇＡ分泌促進作用が認められたヒナゲシ（学名：Papaver rhoeas L.）はケシ科の植物で別名を虞美人草という。鎮静、催眠、止痛作用等があるといわれ、鎮咳薬や鎮静剤として用いられる。

ハーブを含む免疫賦活剤に関する特許（特許文献１１）にハーブの一例としてポピーの記載があるものの、発明の具体性に欠け、ＩｇＡに関する記載もない。

また、本発明で使用するヒナゲシ抽出物は、ヒナゲシの花や葉・茎、好ましくはヒナゲシの花を、水、または水と親水性有機溶媒との混合物を使用して、抽出することが可能である。

抽出の方法や溶剤の種類は特に限定されない。溶剤としては、水の他にエタノール、メタノール、プロパノール、グリセリン、プロピレングリコール等のアルコール類や、エーテル、アセトン、酢酸エチル、クロロホルム、ヘキサン等の有機溶剤またはこれらを組み合わせたものを用いることができる。ただし、安全性の面から水、エタノールもしくはその混合溶液を用いて抽出することが望ましい。

抽出物を得るための抽出条件としては、高温、室温、低温のいずれかの温度で抽出することが可能であるが、４０〜９０℃で０．５〜５時間程度が好ましい。

抽出物は溶液状のまま使用することも可能であるが、さらに濾過して抽出溶剤を留去したあとに減圧乾燥や凍結乾燥により粉末状としたものや、または濃縮したものを使用することができる。また、これらの抽出物を有機溶剤分画、カラムクロマトグラフィー等により分画精製したものを使用することもできる。更には、脱臭、脱色等の精製処理を加えても良い。

ヒナゲシ抽出物の含有量としては特に限定されることはないが、飲食物又は製剤に対し、乾燥重量に換算して０．０１重量％以上、好ましくは０．１〜９０重量％含むことが好ましい。

ヒナゲシ抽出物の摂取方法も特に限定されることはなく、経口摂取、舌下投与による摂取、経鼻投与による摂取、皮下や血管内等の局所への直接投与等、あらゆる公知の方法によることが可能である。

本発明のヒナゲシ抽出物を含む医薬組成物は、例えば、医薬品、医薬部外品又は飲食品等として利用することができる。

医薬品の場合、経口剤として投与される。経口剤の剤形としては、錠剤、カプセル剤、散剤、シロップ剤、ドリンク剤等が挙げられる。医薬部外品の場合、錠剤、カプセル剤、ドリンク剤等の剤形で利用される。飲食品の場合、ドリンク等の飲料品、キャンディ、せんべい、クッキー等の食品のほか、タバコやチューインガム等の嗜好品、飼料や飼料類、又はうがい薬、歯磨き等の化粧品類等が挙げられる。なお、これらはあくまでも例示にすぎず、本発明はいかなる物品にも用いることができる。

医薬品や医薬部外品の場合、薬理学的に許容される一種または二種以上の担体、さらに必要に応じて他の治療のための有効成分を含有していてもよい。そのほか、賦形剤、結合剤、崩壊剤、滑沢剤、分散剤、界面活性剤、可塑剤、懸濁剤、乳化剤、希釈剤、緩衝剤、抗酸化剤、細菌抑制剤等を含有していてもよい。

また、飲食品には、食品製造上許容される基材、担体、賦形剤、添加剤、増量剤、着色剤、香料等を含有していてもよい。

なお、ヒナゲシ抽出物以外の成分に関しても、上記に限定されることはなく、本発明は公知のいかなる成分をも任意に含有していてもよい。

本発明のヒナゲシ抽出物を含有する医薬品、医薬部外品又は飲食品等は、それぞれの技術分野において公知の任意の方法により製造することができる。その製造過程において、ヒナゲシ抽出物を公知のいかなる方法で添加してもよい。

なお、本発明のヒナゲシ抽出物を含有する医薬組成物は、ヒトだけでなく、ヒト以外の動物（以下、非ヒト動物と略す）に対しても使用することができる。非ヒト動物としては、ほ乳類、は虫類、両生類、魚類等、ヒト以外の動物をあげることができる。

以下に、実施例を用いて本発明について説明するが、これらの実施例はなんら本発明の範囲を限定するものではない。

熱水抽出物の調製
ヒナゲシ花１００ｇを粉砕した後、試料の重量に対して１０倍量の水を加えて７０℃で２時間抽出した。不溶物を濾過した後、抽出液を凍結乾燥して熱水抽出物３７．５ｇを得た。

パイエル板由来リンパ球細胞を用いたＩｇＡ抗体産生促進作用のインビトロ評価
マウス（ＢＡＬＢ／ｃ系、雌、６週齢）の小腸を摘出し、パイエル板を採取して２％ウシ胎児血清（ＦＣＳ）を含むＲＰＭＩ１６２０培地に浸した。ハサミでパイエル板を裁断し、セルストレーナー（ＢＤ Ｂｉｏｓｃｉｅｎｃｅｓ製、孔径７０μm）でリンパ球細胞を回収した。回収した細胞懸濁液を遠心分離し、上清を吸引除去した後、ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｍｅｄｉｕｍを加えてリンパ球細胞懸濁液の細胞濃度を４×１０^６ ｃｅｌｌｓ／ｍｌに調整した。ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｍｅｄｉｕｍには１０％ ＦＣＳ、５０μM ２−メルカプトエタノール、１ｍＭピルビン酸ナトリウム、１００Ｕ／ｍｌペニシリン、１００μg／ｍｌストレプトマイシンを含むＲＰＭＩ１６２０培地を用いた。９６穴プレートの各ウェルにリンパ球細胞懸濁液と試料を溶解した培養培地（試料は終濃度で１００ｐｐｍとなるように調整）を０．０５ｍｌずつ加え、３７℃、５％ＣＯ_２の条件で１週間培養した。培養液を回収して遠心分離した後、上清中の総ＩｇＡ抗体量をサンドイッチＥＬＩＳＡ法により測定した。試料を添加せずに培養した対照の総ＩｇＡ抗体量を１とし、試料を添加して培養した場合の総ＩｇＡ抗体量を相対値として算出した。

サンドイッチＥＬＩＳＡ法による総ＩｇＡ抗体量の測定
上記サンドイッチＥＬＩＳＡ法による測定は以下の手順により行った。

１μｇ／ｍｌの抗マウスイムノグロブリン抗体溶液を９６穴ＥＬＩＳＡプレートに１００μｌずつ入れ、４℃で一晩反応させて抗体をプレートに吸着させた。プレートから溶液を除去し、１％ｂｏｖｉｎｅ ｓｅｒｕｍ ａｌｂｕｍｉｎ（ＢＳＡ）を含むｐｈｏｓｐｈａｔｅ ｂｕｆｆｅｒｅｄ ｓａｌｉｎｅ（ＰＢＳ）を１８０μｌずつ入れて室温で１時間インキュベートして目的外タンパク質の非特異的な吸着をブロッキングした。０．０５％Ｔｗｅｅｎ２０を含むＰＢＳ（ＰＢＳＴ）で各ウェルを洗浄後、試料溶液を加えて室温で２時間インキュベートした。ＰＢＳＴで各ウェルを洗浄し、ペルオキシダーゼ結合抗マウスＩｇＡ抗体を各ウェルに２５ｎｇずつ加えて室温で１時間インキュベートした後、ペルオキシダーゼ基質を加えて２分間反応させた。０．５Ｎ塩酸を加えて反応を停止させ、４５０ｎｍの吸光度を測定した。標準物質としてマウスＩｇＡ抗体を用いて検量線を作製し、ＩｇＡ抗体量を測定した。

結果は表１に示す通りであり、ヒナゲシ（花）熱水抽出物を培地に１００ｐｐｍの濃度で添加した場合の培地中ＩｇＡ抗体量は、何も加えない場合の２．６倍であった。

マウスへの反復混餌投与によるＩｇＡ分泌促進作用の評価−１
普通飼料（ＭＦ, オリエンタル酵母）にヒナゲシ（花）熱水抽出物を５％（ｗ／ｗ）混合した試験飼料を調製した。７週齢のマウス（ＢＡＬＢ／ｃ系）６匹を対照群と試験群（各群３匹）に分け、対照群には普通飼料、試験群には試験飼料を自由摂取させて６週間飼育した。飼育開始から１週間毎に糞便を回収し、それぞれ１００ｍｇ／ｍｌの濃度となるようにリン酸緩衝液に懸濁させ、遠心分離した後、上清中の総ＩｇＡ抗体量を実施例２と同様にサンドイッチＥＬＩＳＡ法で測定した。

結果は、各個体の０週における総ＩｇＡ抗体量を１とした場合の相対値で表２に示した。平均値で比較すると、糞便中総ＩｇＡ抗体量の相対値は対照群に比べて投与群のほうが高値であった。

マウスへの反復混餌投与によるＩｇＡ分泌促進作用の評価−２
普通飼料（ＭＦ, オリエンタル酵母）にヒナゲシ（花）熱水抽出物を５％（ｗ／ｗ）混合した試験飼料を調製した。７週齢のマウス（ＢＡＬＢ／ｃ系）１２匹を対照群と試験群（各群６匹）に分け、対照群には普通飼料、試験群には試験飼料を自由摂取させて飼育した。４週目に５０μgのホスホリルコリン−ｋｅｙｈｏｌｅ ｌｉｍｐｅｔ ｈｅｍｏｃｙａｎｉｎ（ＰＣ−ＫＬＨ、細菌に共通の抗原）を経鼻投与して免疫した。その後も１週間毎に経鼻免疫し、３回目の経鼻免疫から１週間後に鼻腔粘液（１００〜２００μｌ／匹）及び鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞（１×１０^５〜５×１０^５ｃｅｌｌｓ／匹）を回収し、総ＩｇＡ抗体量及び総ＩｇＡ抗体産生細胞数、ＰＣ特異的ＩｇＡ抗体価及びＰＣ特異的ＩｇＡ抗体産生細胞数を測定した。また、糞便を回収し、１００ｍｇ／ｍｌの濃度となるようにリン酸緩衝液に懸濁させ、遠心分離した後、上清中の総ＩｇＡ抗体量を測定した。総ＩｇＡ抗体量及びＰＣ特異的ＩｇＡ抗体価の測定はサンドイッチＥＬＩＳＡ法で、ＰＣ特異的ＩｇＡ抗体産生細胞数の測定はｅｎｚｙｍｅ−ｌｉｎｋｅｄ ｉｍｍｕｎｏｓｐｏｔ（ＥＬＩＳＰＯＴ）法で行った。尚、各動物から採取できる鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞の数は非常に少ないため、３匹分の細胞を一つにまとめて２連でＩｇＡ抗体産生細胞数の測定を行った。

サンドイッチＥＬＩＳＡ法によるＩｇＡ抗体量の測定
上記総ＩｇＡ抗体量の測定は実施例２と同様にサンドイッチＥＬＩＳＡ法により行った。また、上記ＰＣ特異的ＩｇＡ抗体量の測定は、最初にＥＬＩＳＡプレートに吸着させる抗マウスイムノグロブリン抗体の代わりにＰＣ−ＢＳＡを用いたほかは実施例２と同様にしてサンドイッチＥＬＩＳＡ法により行った。

ＥＬＩＳＰＯＴ法によるＩｇＡ抗体産生細胞数測定
上記ＥＬＩＳＰＯＴ法によるＰＣ特異的ＩｇＡ抗体産生細胞数測定は以下の手順により行った。

市販の９６穴ＥＬＩＳＰＯＴ用ニトロセルロース膜プレートに抗マウスイムノグロブリン抗体（５μｇ／ｍｌ ＰＢＳ）又はＰＣ−ＢＳＡ（５μｇ／ｍｌ ＰＢＳ）を１００μｌ添加し、４℃で一晩反応させ吸着させた。抗体溶液を除去し、ｃｏｍｐｌｅｔｅ ｍｅｄｉｕｍにてブロッキングを行った後に、適宜希釈した鼻腔粘膜固有層由来リンパ球細胞懸濁液を加え、３７℃、５％
ＣＯ_２の条件下で４時間インキュベートした。ＰＢＳで洗浄後、１００ｎｇのペルオキシダーゼ結合抗マウスＩｇＡ抗体を加え、４℃で一晩反応させた。ＰＢＳで洗浄後、発色基質（３−ａｍｉｎｏ−９−ｅｔｈｙｌｃａｒｂａｚｏｌｅ）液を加えて室温、遮光条件で３０分発色させた。水で洗浄し乾燥させた後に、ｓｐｏｔを抗体産生細胞として実体顕微鏡下にて計測した。

糞便中の総ＩｇＡ量測定
糞便を回収し、１００ｍｇ／ｍｌの濃度となるようにＰＢＳに懸濁させ、遠心分離した後、上清の総ＩｇＡ量を実施例２と同様にサンドイッチＥＬＩＳＡ法で測定した。

結果は表３及び表４に示す通りであった。鼻腔粘液、糞便ともに総ＩｇＡ量は投与群のほうが高く、鼻腔粘膜固有層の総ＩｇＡ産生細胞数も投与群の方が多かった。ヒナゲシ抽出物の混餌投与によって、腸管及び呼吸器系でのＩｇＡ分泌が促進されていると考えられた。

マウスへの反復混餌投与によるＩｇＡ分泌促進作用の評価−３
普通飼料（ＭＦ, オリエンタル酵母）にヒナゲシ（花）熱水抽出物を５％（ｗ／ｗ）混合した試験飼料を調製した。７週齢のマウス（ＢＡＬＢ／ｃ系）２０匹を対照群と試験群（各群１０匹）に分け、実施例４と同様の方法で鼻腔粘液の総ＩｇＡ抗体量及びＰＣ特異的ＩｇＡ抗体価、糞便の総ＩｇＡ抗体量を測定した。

結果は表５に示す通りであった。鼻腔粘液の総ＩｇＡ量は投与群のほうが高値であり、ヒナゲシ抽出物の混餌投与によって、呼吸器系でのＩｇＡ分泌が促進されていると考えられた。

マウスへの反復舌下投与によるＩｇＡ分泌促進作用の評価−１
７週齢のマウス（ＢＡＬＢ／ｃ系）を１群４匹として対照群と投与群に分け、普通飼料（ＭＦ, オリエンタル酵母）で飼育した。投与群には飼育開始時からヒナゲシ（花）熱水抽出物を４ｍｇ／ｄａｙの用量で水溶液として毎日舌下投与し、対照群は同量の水のみを舌下投与した。４週目に５０μｇのＰＣ−ＫＬＨを経鼻投与して免疫し、その後も１週間毎に経鼻免疫して、３回目の経鼻免疫から１週間後に鼻腔粘液及び鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞を回収し、総ＩｇＡ抗体量及び総ＩｇＡ抗体産生細胞数を測定した。総ＩｇＡ抗体量の測定は実施例２と同様にサンドイッチＥＬＩＳＡ法で、ＩｇＡ抗体産生細胞数の測定は実施例４と同様にｅｎｚｙｍｅ−ｌｉｎｋｅｄ ｉｍｍｕｎｏｓｐｏｔ（ＥＬＩＳＰＯＴ）法で行った。尚、各動物から採取できる鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞の数は非常に少ないので、４匹分の細胞をまとめて、２連でＩｇＡ抗体産生細胞数の測定を行った。

結果は表６及び表７に示す通りであり、鼻腔粘液の総ＩｇＡ量、総ＩｇＡ産生細胞数は投与群のほうが高値であり、ヒナゲシ抽出物の舌下投与によって、呼吸器系でのＩｇＡ分泌が促進され、ＩｇＡ産生細胞が増加すると考えられた。

マウスへの反復舌下投与によるＩｇＡ分泌促進作用の評価−２
７週齢のマウス（ＢＡＬＢ／ｃ系）を１群１５匹として対照群と投与群に分け、普通飼料（ＭＦ, オリエンタル酵母）で飼育した。投与群には飼育開始時からヒナゲシ（花）熱水抽出物を４ｍｇ／ｄａｙの用量で水溶液として毎日舌下投与し、対照群は同量の水のみを舌下投与した。４週目に５０μｇのＰＣ−ＫＬＨを経鼻投与して免疫し、その後も１週間毎に経鼻免疫して、３回目の経鼻免疫から１週間後に鼻腔粘液及び鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞を回収し、総ＩｇＡ抗体量及び総ＩｇＡ抗体産生細胞数、ＰＣ特異的ＩｇＡ抗体価及びＰＣ特異的ＩｇＡ抗体産生細胞数を測定した。また、糞便を回収してリン酸緩衝液に懸濁させ、遠心分離した後、上清中の総ＩｇＡ抗体量を測定した。総ＩｇＡ抗体量及びＰＣ特異的ＩｇＡ抗体価の測定は実施例２と同様にサンドイッチＥＬＩＳＡ法で、ＩｇＡ抗体産生細胞数の測定は実施例４と同様にｅｎｚｙｍｅ−ｌｉｎｋｅｄ ｉｍｍｕｎｏｓｐｏｔ（ＥＬＩＳＰＯＴ）法で行った。尚、各動物から採取できる鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞の数は非常に少ないので、３匹分の細胞をまとめて、２連でＩｇＡ抗体産生細胞数の測定を行った。

結果は表８及び表９に示す通りであり、いずれの項目も投与群のほうが対照群に比べて高く、ヒナゲシ花抽出物の舌下投与によって腸管及び呼吸器系のいずれにおいてもＩｇＡ産生細胞数とＩｇＡ分泌量が増加すると考えられた。

マウスへの反復経鼻投与によるＩｇＡ分泌促進作用の評価−１
７週齢のマウス（ＢＡＬＢ／ｃ系）を１群６匹として対照群と投与群に分け、普通飼料（ＭＦ, オリエンタル酵母）で飼育した。投与群には飼育開始時からヒナゲシ（花）熱水抽出物を２ｍｇ／ｄａｙの用量で水溶液として毎日経鼻投与し、対照群は同量の水のみを経鼻投与した。４週目に５０μｇのＰＣ−ＫＬＨを経鼻投与して免疫し、その後も１週間毎に経鼻免疫して、３回目の経鼻免疫から１週間後に鼻腔粘液及び鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞を回収し、総ＩｇＡ抗体量及び総ＩｇＡ抗体産生細胞数を測定した。総ＩｇＡ抗体量の測定は実施例２と同様にサンドイッチＥＬＩＳＡ法で、ＩｇＡ抗体産生細胞数の測定は実施例４と同様にｅｎｚｙｍｅ−ｌｉｎｋｅｄ ｉｍｍｕｎｏｓｐｏｔ（ＥＬＩＳＰＯＴ）法で行った。尚、各動物から採取できる鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞の数は非常に少ないので、３匹分の細胞をまとめて、２連でＩｇＡ抗体産生細胞数の測定を行った。

結果は表１０及び表１１に示す通りであり、鼻腔粘液の総ＩｇＡ量、総ＩｇＡ産生細胞数は投与群のほうが高値であり、ヒナゲシ抽出物の経鼻投与によって、呼吸器系でのＩｇＡ分泌が促進され、ＩｇＡ産生細胞が増加すると考えられた。

マウスへの反復経鼻投与によるＩｇＡ分泌促進作用の評価−２
５〜6ヶ月齢のマウス（ＢＡＬＢ／ｃ系）を１群５匹として対照群と投与群に分け、普通飼料（ＭＦ, オリエンタル酵母）で飼育した。投与群には飼育開始時からヒナゲシ（花）熱水抽出物を２ｍｇ／ｄａｙの用量で水溶液として毎日経鼻投与し、対照群は同量の水のみを経鼻投与した。４週目に５０μｇのＰＣ−ＫＬＨを経鼻投与して免疫し、その後も１週間毎に経鼻免疫して、３回目の経鼻免疫から１週間後に鼻腔粘液及び鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞を回収し、総ＩｇＡ抗体量及び総ＩｇＡ抗体産生細胞数を測定した。総ＩｇＡ抗体量の測定は実施例２と同様にサンドイッチＥＬＩＳＡ法で、ＩｇＡ抗体産生細胞数の測定は実施例４と同様にｅｎｚｙｍｅ−ｌｉｎｋｅｄ ｉｍｍｕｎｏｓｐｏｔ（ＥＬＩＳＰＯＴ）法で行った。尚、各動物から採取できる鼻腔粘膜固有層リンパ球細胞の数は非常に少ないので、２〜３匹分の細胞をまとめて、２連でＩｇＡ抗体産生細胞数の測定を行った。

結果は表１２及び表１３に示す通りであり、鼻腔粘液の総ＩｇＡ量、総ＩｇＡ産生細胞数は投与群のほうが高値であり、ヒナゲシ抽出物の経鼻投与によって、呼吸器系でのＩｇＡ分泌が促進され、ＩｇＡ産生細胞が増加すると考えられた。

さらに、実施例１で調製したヒナゲシ抽出物を用いて、錠剤、散剤、吸入剤、点鼻薬、チューインガム、キャンディ、チョコレート、ビスケット、グミゼリー、錠菓、アイスクリーム、シャーベット、飲料を常法にて調製した。以下にその処方を示した。なお、これらによって本発明品の範囲を制限するものではない。

下記処方にしたがって錠剤を調製した。
Ｄ−マンニトール ３５．０％
乳糖 ２７．５
結晶セルロース １２．５
ヒドロキシプロピルセルロース ５．０
実施例１のヒナゲシ抽出物 ２０．０
１００．０％

下記処方にしたがって錠剤を調製した。
乳糖 ５４．５％
トウモロコシデンプン ３８．５
ステアリン酸マグネシウム ２．０
実施例１のヒナゲシ抽出物 ５．０
１００．０％

下記処方にしたがってカプセル剤を調製した。
乳糖 ８．０％
ステアリン酸マグネシウム ２．０
実施例１のヒナゲシ抽出物 ９０．０
１００．０％

下記処方にしたがって散剤を調製した。
乳糖 ４０．０％
馬鈴薯でんぷん １５．０
実施例１のヒナゲシ抽出物 ４５．０
１００．０％

下記処方にしたがって吸入剤を調製した。
エタノール ５．０％
実施例１のヒナゲシ抽出物 ０．５
Ｌ−メントール １．０
水 ９３．５
１００．０％

下記処方にしたがって点鼻薬を調製した。
サリチル酸メチル ０．０３ｇ
マレイン酸クロルフェニラミン ０．３
ｄｌ―塩酸メチルエフェドリン ０．３
ポリソルベート８０ ０．２
塩化ベンザルコニウム ０．０１
塩化ナトリウム ０．６
１Ｎ水酸化ナトリウム 適量
実施例１のヒナゲシ抽出物 ０．０１
水 適量
１００．０ｍｌ
（ｐＨ６．８）

下記処方にしたがってチューインガムを調製した。
ガムベース ２０．０％
砂糖 ５２．０
グルコース １４．０
水飴 １３．０
香料 ０．５
実施例１のヒナゲシ抽出物 ０．５
１００．０％

下記処方にしたがってチューインガムを調製した。
ガムベース ２０．０％
砂糖 ５３．０
グルコース １５．０
水飴 １０．５
香料 ０．５
実施例１のヒナゲシ抽出物 １．０
１００．０％

下記処方にしたがってチューインガムを調製した。
ガムベース ２０．０％
砂糖 ５４．０
グルコース １４．０
水飴 ９．３
香料 ０．７
実施例１のヒナゲシ抽出物 ２．０
１００．０％

下記処方にしたがってキャンディを調製した。
砂糖 ４５．０％
水飴 ４０．０
香料 ０．５
Ｌ−メントール ０．３
実施例１のヒナゲシ抽出物 ０．２
水 １４．０
１００．０％

下記処方にしたがってキャンディを調製した。
砂糖 ５０．０％
水飴 ３３．０
クエン酸 １．０
香料 ０．６
実施例１のヒナゲシ抽出物 １．０
水 １４．４
１００．０％

下記処方にしたがってチョコレートを調製した。
カカオビター ２０．０％
全脂粉乳 ２０．０
カカオバター １７．０
粉糖 ４１．７
レシチン ０．５
香料 ０．２
実施例１のヒナゲシ抽出物 ０．６
１００．０％

下記処方にしたがってビスケットを調製した。
砂糖 ３１．０％
小麦粉 ２６．５
片栗粉 ２６．５
バター ４．０
卵 １０．５
重曹 ０．３
実施例１のヒナゲシ抽出物 １．２
１００．０％

下記処方にしたがってグミゼリーを調製した。
ポリデキストロース水溶液 ３８．０％
ソルビトール水溶液 ８．０
パラチノース水溶液 ９．０
マルトース水溶液 ２０．０
トレハロース水溶液 １１．０
ゼラチン １０．０
酒石酸 １．０
実施例１のヒナゲシ抽出物 ３．０
１００．０％

下記処方にしたがって錠菓を調製した。
砂糖 ７６．０％
グルコース ２０．０
ショ糖脂肪酸エステル ０．２
香料 ０．１
実施例１のヒナゲシ抽出物 ０．５
水 ３．２
１００．０％

下記処方にしたがって錠菓を調製した。
砂糖 ７２．０％
乳糖 １９．８
ショ糖脂肪酸エステル ０．２
実施例１のヒナゲシ抽出物 ５．０
水 ３．０
１００．０％

下記処方にしたがってタブレットを調製した。
砂糖 ２８．８％
ショ糖脂肪酸エステル ０．２
実施例１のヒナゲシ抽出物 ７０．０
水 １．０
１００．０％

下記処方にしたがってアイスクリームを調製した。
卵黄 １１．０％
砂糖 １３．５
牛乳 ３７．０
生クリーム ３７．０
バニラビーンズ ０．５
実施例１のヒナゲシ抽出物 １．０
１００．０％

下記処方にしたがってシャーベットを調製した。
オレンジ果汁 ２０．０％
砂糖 ２９．５
実施例１のヒナゲシ抽出物 ０．５
水 ５０．０
１００．０％

下記処方にしたがって飲料を調製した。
オレンジ果汁 ４０．０％
異性化糖 １５．３
クエン酸 ０．１
ビタミンＣ ０．０５
香料 ０．１
実施例１のヒナゲシ抽出物 ０．０５
水 ４４．４
１００．０％

下記処方にしたがって飲料を調製した。
グレープ果汁 ７０．０％
異性化糖 １２．０
クエン酸 ０．１
ビタミンＣ ０．０５
香料 ０．１
実施例１のヒナゲシ抽出物 ０．１
水 適量
１００．０％

Claims (9)

1. ヒナゲシの花を、７０℃の抽出温度にて、０．５〜５時間の抽出時間で、水で抽出した抽出物を、抽出後に濾過し、凍結乾燥工程を経ることにより得られた抽出物を含有し、錠剤、カプセル剤、散剤、シロップ剤、ドリンク剤から選択されるいずれかの形態であることを特徴とする、IgＡ分泌促進剤の製造方法。
2. 前記抽出時間が２時間であることを特徴とする、請求項１に記載のIgＡ分泌促進剤の製造方法。
3. 請求項１または２に記載のＩｇＡ分泌促進剤を乾燥重量に換算して０．０１％〜９０％含有することを特徴とする医薬組成物の製造方法。
4. 経口摂取されることを特徴とする請求項３に記載の医薬組成物の製造方法。
5. 舌下投与により摂取されることを特徴とする請求項３に記載の医薬組成物の製造方法。
6. 経鼻投与により摂取されることを特徴とする請求項３に記載の医薬組成物の製造方法。
7. 請求項１または２に記載のＩｇＡ分泌促進剤を含有することを特徴とする医薬組成物の製造方法。
8. IgＡ分泌促進効果を有する、７０℃の抽出温度にて、０．５〜５時間の抽出時間で、水を用いて抽出し、抽出後に濾過し、凍結乾燥工程を経ることにより得られる、ヒナゲシの花の抽出物の製造方法。
9. 前記抽出時間が２時間であることを特徴とする、請求項８に記載の抽出物の製造方法。