ES2325206T3 - Metodo para la provision de un kit para trasplante autogeno. - Google Patents
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Abstract
Un método in vitro para adherir condrocitos a un componente sin células, que comprende las etapas de: proporcionar un componente sin células y un medio de cultivo de células que comprenda condrocitos e incubar dicho componente sin células con el medio de cultivo de células dispersado sobre una superficie porosa del componente sin células, caracterizado por que dicho componente sin células comprende una membrana bicapa con una superficie porosa y una superficie densa y los condrocitos se adhieren a dicha superficie porosa.
Description
Método para la provisión de un kit para
trasplante autógeno.
La presente invención se refiere al campo del
trasplante de condrocitos, injerto de hueso y cartílago, curación,
reparación de articulaciones y la prevención de patologías
artríticas. En particular métodos para el autotrasplante de células
al sitio preparado de injerto. La técnica anterior más próxima es la
patente internacional WO 96/24310 A, que define el preámbulo de la
reivindicación 1.
Cada año se realizan en los Estados Unidos más
de 500.000 procesos artroplásticos y artroplastias totales. En
Europa se realiza aproximadamente el mismo número de procedimientos
similares. En estas cifras se incluyen aproximadamente 90.000
artroplastias totales de rodilla y alrededor de 50.000
procedimientos para la reparación de defectos en la rodilla al año
en Europa. El número de procedimientos es esencialmente el mismo en
los EE.UU. (En Praemer A., Furner S., Rice, D. P.,
Musculoskeletal conditions in the United States, American
Academy of Orthopaedic Surgeons, Park Ridge, I11, 1.992, 125). Lo
más útil sería un método para la
regeneración-tratamiento de cartílago y se podía
realizar en una fase más temprana de la lesión de la articulación,
reduciéndose así el número de pacientes con necesidad de cirugía
para la implantación de una prótesis articular. Con tales métodos
de tratamiento preventivo, también disminuiría el número de
pacientes que desarrollaría artrosis.
Las técnicas usadas para reparar la superficie
de la estructura del cartílago en articulaciones han intentado
principalmente inducir la reparación del cartílago usando
perforación subcondral, abrasión y otros métodos por los que hay
escisión del cartílago enfermo y hueso subcondral, dejando expuesto
hueso esponjoso vascularizado (Insall, J., Clin., Orthop. 1.974,
101, 61; Fiscal R. P. et al., Clin. Orthop., 1.979, 144, 74;
Johnson L. L.; En: Operative Arthoscopy, McGinty J. B., Ed.,
Raven Press, Nueva York, 1.991, 341).
Coon y Cahn (Science 1.966, 153, 1.116)
describieron una técnica para el cultivo de cartílago sintetizando
células de somitas embrionarios de pollo. Más tarde Cahn y Lasher
(PNAS EE.UU., 1.967, 58, 1.131) usaron el sistema para el análisis
de la afectación de la síntesis de ADN como condición previa para la
diferenciación del cartílago. Los condrocitos responden tanto a EFG
como a FGF por crecimiento (Gospodarowicz y Mescher, J. Cell
Physiology 1.977, 93, 117), pero por último perdieron su función
diferenciada (Benya et al., Cell 1.978, 15, 1.313). Se
describieron métodos para cultivar condrocitos y se están usando
principalmente con ajustes de poca importancia por Brittberg, M.
et al., (New Engl. J. Med. 1.994, 331, 889). Se usaron
células cultivadas usando estos métodos, como autotrasplante en
articulaciones de rodilla de pacientes. Adicionalmente, Kolettas
et al. (J. Cell Science 1.995, 108, 1.991) examinaron la
expresión de moléculas específicas del cartílago tales como
colágeno y proteoglucanos en cultivo celular prolongado. Encontraron
que a pesar de cambios morfológicos durante el cultivo en cultivos
monocapa (Aulthouse, A. et al., In Vitro Cell Dev.
Biol.., 1.989, 25, 659; Archer, C. et al., J. Cell Sci.
1.990, 97, 361; Hänselmann, H. et al., J. Cell. Sci. 1.994,
107, 17; Bonaventure, J. et al., Exp. Cell Res. 1.994, 212,
97), cuando se compara con cultivos de suspensión cultivados en
geles de agarosa, perlas de alginato o como cultivos rotativos (que
conservan una morfología celular redonda) ensayados por diversos
científicos, no cambiaron los marcadores expresados de los
condrocitos tales como los colágenos de los tipos II y IX y no
cambiaron los proteoglucanos de gran agregación, agrecanos,
versicanos y proteína de enlace (Kolettas, E. et al., J.
Cell Science 1.995, 108, 1.991).
Los condrocitos articulares son células
derivadas mesenquimatosas, especializadas, encontradas
exclusivamente en el cartílago. El cartílago es un tejido avascular
cuyas propiedades físicas dependen de la matriz extracelular
producida por los condrocitos.
Durante la osificación endocondial los
condrocitos experimentan una maduración que conduce a hipertrofia
celular, caracterizada por el comienzo de la expresión de colágeno
de tipo X (Upholt, W. B., y Olsen, R. R., En: Cartilage Molecular
Aspects (Eds. Hall, B & Newman, S.) CRC Boca Raton 1.991, 43;
Reichenberger E. et al., Dev. Biol.. 1.991, 148, 562;
Kirsch, T. et al., Differentiation, 1.992, 52, 89; Stephens,
M. et al., J. Cell Sci. 1.993, 103, 1.111).
La degradación excesiva de colágeno de tipo II
en las capas externas o superficies articulares de articulaciones
también está causada por la artrosis. La red de colágeno está de
acuerdo con esto debilitada y desarrolla con posterioridad
fibrilación, por lo que se pierden sustancias de matriz tales como
los proteoglucanos y finalmente son totalmente desplazadas. Tal
fibrilación de cartílago con artrosis, debilitado, puede llegar
hasta el cartílago calcificado y al hueso subcondral (Kempson, G. E.
et al., Biochim. Biophys. Acta 1.976, 428, 741; Roth, V. y
Mow, V. C., J. Bone Joint Surgery, 1.980, 62A, 1.102; Woo, S. L.,-Y.
et al., en Handbook of Bioengineering (autores. R. Skalak y
S. Chien), McGraw-Hill, Nueva York. 1.987, págs.
4.1-4.44).
Se pueden encontrar descripciones del desarrollo
básico, histología y anatomía microscópica de hueso, cartílago y
otros tejidos conjuntivos, por ejemplo en Wheater, Burkitt y
Daniels, Functional Histology, 2ª Edición, (Churchill Livingstone,
Londres, 1.987, Cap., 4). Se pueden encontrar descripciones de la
histología básica de los defectos en el hueso, cartílago y otro
tejido conjuntivo, por ejemplo, en Wheater, Burkitt, Stevens y
Lowe, Basic Histopathology, (Churchill Livingstone, Londres, 1.985,
Cap. 21).
A pesar de las ventajas de cultivar condrocitos
y manipular hueso y cartílago, no ha habido mucho éxito con los
intentos para trasplantar cartílago o condrocitos para la reparación
de superficies de articulaciones dañadas. Las explicaciones de la
presente invención proporcionan medios eficaces y eficientes para
fomentar el trasplante de cartílago y/o condrocitos en un defecto,
en una articulación articulada u otra superficie ósea cubierta de
cartílago, por los que se regenere el cartílago para fijar el
defecto. La presente invención también proporciona instrumental
quirúrgico que se diseña para preparar el sitio de injerto de manera
que se facilite la integración eficaz de material injertado en el
sitio de injerto.
La presente invención proporciona un método
in vitro para adherir condrocitos a un componente sin
células, como se define en la reivindicación 1. Se puede usar el
producto de este método en el tratamiento de cartílago de la
superficie de la articulación articulada por el trasplante de
condrocitos en una matriz adecuada, en una superficie que se tenga
que tratar, con una barrera hemostática y un parche de recubrimiento
sin células. Una barrera hemostática, como se describirá además más
adelante, es una barrera que inhibe o evita la penetración de
células y tejido de vascularización en el material injertado. Se usa
sin células en la presente memoria como en la técnica y significa
un material que está sustancialmente exento de células sanas,
capaces de más división celular, difusión o actividad biológica. En
una realización preferida, un material sin células está exento de
toda célula nucleada sana.
La presente invención se entenderá mejor
examinando las siguientes figuras, que ilustran algunas propiedades
de la presente invención, en la que:
La Figura 1A es un dibujo que muestra un extremo
articulado típico de un hueso. Típicamente, el material óseo esta
cubierto en la superficie articulada con un cartílago.
La Figura 1B muestra un ejemplo de dónde tiene
lugar un defecto o lesión en la tapa cartilaginosa (hueco en el
cartílago) y ese defecto se puede tratar directamente, agrandar
ligeramente o esculpir para aceptar el material injertado por
procedimientos quirúrgicos previos al tratamiento.
La Figura 1C muestra cómo se coloca la barrera
hemostática (numerada 1) dentro del defecto en la tapa del
cartílago para inhibir o evitar la vascularización en el cartílago
regenerado a partir del hueso subyacente. Los condrocitos que se
tienen que implantar en la cavidad del defecto se disponen entonces
en capas en la parte de arriba de la barrera hemostática.
La Figura 2 es un dibujo que muestra el defecto
tratado (hueco en el cartílago) en la tapa cartilaginosa cubierta
por un material semipermeable sin células (numerado 2) que se usa
para formar una tapa/parche o venda sobre el sitio del defecto.
Esta tapa se fija en el sitio, o suturada al borde de la cavidad en
cartílago sano o unida de otro modo. Esta tapa está cubriendo el
área anormal de la articulación en que se ha puesto el trasplante
de condrocitos/cartílago cultivado o se pondrá debajo de la tapa
unida parcialmente.
La Figura 3A es un diagrama que ilustra la
respuesta diferencial a las fuerzas de compresión y de cizallamiento
por cartílago más duro y más blando con zona posterior de
demarcación.
La Figura 3B ilustra el sitio de injerto,
después de que se haya esculpido el defecto para tener paredes
onduladas.
La Figura 3C ilustra el sitio de injerto
esculpido con la barrera (1) hemostática, el material (3)
trasplantado y el parche (2) de recubrimiento sin células, en el
lugar dentro del cartílago (4) de la superficie articular.
La Figura 4A ilustra una realización del
dispositivo quirúrgico de la presente invención, que muestra los
dientes (5) de corte y el clavo (6) de colocación prominente. Las
ilustraciones de sección transversal a la derecha muestran dos
posibles configuraciones de las hojas de corte.
La Figura 4B ilustra una segunda realización del
dispositivo quirúrgico de la presente invención.
La Figura 5 es un diagrama que ilustra la
respuesta diferencial modificada a las fuerzas de compresión y
cizallamiento por cartílago más duro y cartílago más blando después
de esculpir el sitio de injerto.
La Figura 6A es una Resonancia Magnética Nuclear
de una rodilla de cerdo que muestra defecto de cartílago en la
epífisis izquierda (medial).
La Figura 6B es una Resonancia Magnética Nuclear
de la misma rodilla de cerdo tres meses después de tratamiento.
Esta invención se refiere al uso de algunos
productos que inhiben la formación de tejido vascular, por ejemplo
tal como bucles capilares que sobresalen en el cartílago que se está
estableciendo, durante el proceso de autotrasplante de condrocitos
en los defectos en el cartílago. La formación de tejido vascular del
hueso subyacente tenderá a sobresalir en el nuevo cartílago que se
tiene que formar conduciendo a la aparición de células distintas de
los condrocitos especializados, mesenquimales, deseados.
Las células contaminantes introducidas por la
vascularización pueden dar lugar a invasión y sobrecrecimiento en
el cartílago que se tiene que formar por los condrocitos
implantados. Uno de los tipos de productos comerciales que se puede
usar en esta invención es Surgicel® (Ethicon Ltd., R.U.) que es
absorbible después de un periodo de 7-14 días. El
uso de este material en el método de la presente invención es
contrario al uso normal de un dispositivo hemostático, tal como
Surgicel®, como se describe en el inserto del envase de Ethicon
Ltd.
Sorprendentemente, hemos encontrado que en una
situación en que se desee inhibir la revascularización en cartílago,
un material hemostático actuará como un coágulo artificial parecido
a un gel. Si estuvieran presentes glóbulos rojos en el defecto de
espesor total de cartílago articular que está tapado por esa barrera
hemostática, estas células sanguíneas se cambiarán mediante enlaces
químicos a hematina y así se harán incapaces de inducir crecimiento
vascular. Así, es eficaz un producto hemostático usado como barrera
inhibitoria de revascularización con o sin adhesivos de fibrina,
tales como por ejemplo el Surgicel®. Otra parte de esta invención es
el uso de un componente sin células, que se puede usar como parche
que recubre el área anormal de la articulación en que se estén
trasplantando los condrocitos/el cartílago cultivado, usando
condrocitos autólogos para el trasplante. El método de la invención
también considera el uso de condrocitos alogénicos o condrocitos
xenogénicos, adecuados.
Los métodos para la reparación o el tratamiento
eficaz de defectos de cartílago en superficies óseas de
articulaciones articulares pueden comprender administrar un agente
o dispositivo para bloquear la invasión vascular en el sitio del
cartílago que se tiene que reparar y proporcionar también una
barrera sin células que aislará el sitio de reparación y mantendrá
las células trasplantadas en su lugar. Estos métodos pueden implicar
un estuche que comprenda un componente de barrera hemostática para
la inserción en el sitio que se tiene que reparar de manera que
haya una inhibición eficaz de vascularización en el sitio que se
tiene que reparar y una vez que estén colocados los condrocitos que
se tienen que trasplantar, en el sitio que se tiene que reparar, se
tapa una barrera semipermeable sin células, sobre el sitio de
reparación, de manera que se mantengan en su lugar los condrocitos
trasplantados, pero aún puedan lograr obtener acceso a los
nutrientes.
Se han puesto como ejemplo algunos aspectos de
la invención usando un sistema in vitro para estudiar el
comportamiento de los condrocitos cuando se ponen en contacto con
un determinado producto o una combinación de determinados
productos, que inhibe la formación de tejido vascular. Este ensayo
in vitro predice la capacidad de determinados materiales
ensayados para inhibir la vascularización, como ocurrirá in
vivo en el caso de que sobresalgan bucles capilares en el
cartílago que se está estableciendo durante el proceso de
autotrasplante de condrocitos en defectos en el cartílago.
Se caracterizarán productos hemostáticos
adecuados por tener la capacidad de inhibir el crecimiento o la
invasión de tejido vascular, osteocitos, fibroblastos, etc. en el
cartílago que se desarrolla. Un material hemostático adecuado
conseguirá el objetivo de que se debía evitar la invasión vascular y
celular en el cartílago que se desarrolla para optimizar la
formación de cartílago y conseguir reparar el espesor total de
cualquier defecto en el cartílago articular. Idealmente, la barrera
hemostática será estable durante un periodo de tiempo prolongado,
suficiente para permitir que se repare el cartílago completo y
después poder ser reabsorbido o descompuesto con el tiempo de otra
manera. Un material identificado como adecuado se denomina Surgicel®
W1912 (un hemostásico absorbible que contiene celulosa estéril
regenerada, oxidada; Lote GG3DH, Ethicon Ltd. R.U.). Otro ejemplo
de un material adecuado es BioGide® (una almohadilla de matriz de
colágeno de tipo I comercialmente disponible; Geistlich Söhne,
Suiza).
Se puede encontrar comercialmente material de
cola orgánica, adecuado, tal como por ejemplo Tisseel® o Tissucol®
(adhesivo a base de fibrina; Immuno AG, Austria), Proteína Adhesiva
(Cat. A-2707, Sigma Chemical, EE.UU.) y Dow Coming
Medical Adhesive B (Cat. 895-3, Dow Corning,
EE.UU.).
El instrumental quirúrgico se puede fabricar de
metal y/o plástico adecuado para preparar instrumentos quirúrgicos
desechables de un solo uso o reutilizables multiuso. El instrumento
de corte puede contener dientes de corte que sean completamente
circulares o planos o algo intermedio. Como el cartílago es un
material relativamente blando puede ser ventajoso fabricar bordes
de corte de plástico endurecido que puedan esculpir cartílago sin
poder dañar al hueso. Se puede hacer que esos instrumentos de corte
incorporen aberturas para administración de fluido, eliminación de
succión de partículas de corte y fluido y hebras de fibra óptica
para la iluminación y visualización del sitio anormal.
Algunos aspectos de la presente invención se
pueden entender mejor como se ilustra por los siguientes ejemplos,
que se pretende que sirvan como medio de ilustración y no como
limitación.
Ejemplo
1
Para usar el Surgicel® de acuerdo con la
invención, para evitar el desarrollo de vasos sanguíneos en
cartílago o condrocitos implantados, autógenos, se trató primero
Surgicel® con un fijador, tal como aldehído glutárico. En resumen,
se trató el Surgicel® con aldehído glutárico al 0,6%, durante 1
minuto, seguido por varios lavados para eliminar restos de aldehído
glutárico que puedan ser tóxicos de otro modo para el tejido.
Alternativamente, se trató el Surgicel® con el adhesivo de fibrina
denominado Tisseel® previamente al tratamiento con aldehído
glutárico, como se describe en el Ejemplo 2. Se encontró que el
Surgicel® fijado por ejemplo con un fijador tal como aldehído
glutárico, lavado con disolución salina fisiológica estéril (0,9%) y
almacenado en refrigerador, no se disuelve durante 1 a 2 meses.
Generalmente, el Surgical se reabsorbe en un periodo entre 7 y 14
días. Este tiempo sería demasiado corto, debido a que se requiere
un tiempo mayor para evitar el desarrollo de vasos sanguíneos o
vascularización como la de la estructura ósea en el cartílago
implantado antes de que hayan crecido los condrocitos implantados
en una capa de cartílago, sólida, que consigue sus requerimientos de
nutrición del cartílago cercano. En otras palabras, se requiere
suficiente inhibición de la vascularización durante un tiempo mayor
tal como por ejemplo un mes. Por lo tanto, el producto no debería
ser absorbido significativamente previamente a ese tiempo. Por otra
parte, finalmente se requiere reabsorción. Por lo tanto, el material
orgánico usado como barrera inhibidora tendrá estas capacidades y
se ha encontrado que el Surgicel® tratado de esta manera
proporciona esa función.
Ejemplo
2
También se recubrió el Surgicel® con una cola
orgánica, en este ejemplo la cola usada fue Tisseel® pero también
se pueden usar otras. Este producto, junto con el Surgicel® produce
una barrera utilizable para el propósito particular de la
invención. Se podía usar cualquier otro hemostásico o barrera
inhibitoria vascular. Se mezcló el Tisseel® como se describe a
continuación. Después se recubrió el Surgicel® con Tisseel® por
pulverización del material de Surgicel® en ambos lados hasta que se
empapó. Se permitió después que el Tisseel® (cola de fibrina)
solidificara a temperatura ambiente. Inmediatamente antes de que
acabara la solidificación, se puso entonces Surgicel® recubierto en
aldehído glutárico al 0,6%, durante 1 minuto y después se lavó con
disolución salina fisiológica, estéril (0,9%). Después se ajustó el
pH con PBS y/o con NaOH hasta que el pH fue estable a 7,2 a 7,4.
Después, el Surgicel® así tratado se lavó después en medio de
cultivo de tejido tal como medio mínimo esencial/ F 12 con tampón
de Hepes 15 mM.
Como se mencionó en este ejemplo, hemos usado
Tisseel® como el adhesivo de fibrina para recubrir el Surgicel®.
Además, también se puede aplicar directamente el adhesivo de fibrina
o cola en el fondo de la lesión hacia el hueso, en que se pega el
Surgicel®. El sistema in vitro usado, en lugar del ensayo
in vivo, consiste en una placa desechable, estéril, de 6
pozos, Delta, NUNCLON^{TM} para trabajo de investigación celular
(NUNC, InterMed, Roskilde, Dinamarca). Cada pozo mide
aproximadamente 4 cm de diámetro.
En la invención el adhesivo de fibrina puede ser
cualquier adhesivo que junto con el componente de fibrina produzca
una cola que se pueda tolerar en seres humanos (Ihara, N., et
al., Burns Incl. Therm. Inj. 1.984, 10, 396). La invención
también cuenta con cualquier otro componente de cola que se pueda
usar en lugar del adhesivo de fibrina. En esta invención usamos
Tisseel® o Tissucol® (Immuno AG, Viena, Austria). El estuche de
Tisseel® consiste en los siguientes componentes:
Tisseel®, un Sellador inactivado de virus,
liofilizado, que contiene proteína coagulable, del mismo:
fibrinógeno, fibronectina de Plasma (CIG) y Factor XIII y
Plasminógeno.
Disolución de Aprotinina (bovina)
Trombina 4 (bovina)
Trombina 500 (bovina)
Disolución de Cloruro de Calcio
El estuche de Tisseel® contiene un Sistema de
Aplicación DUPLOJECT®. El adhesivo de fibrina o el material de
sellado de dos componentes usando el Estuche Tisseel® se combina de
la siguiente manera de acuerdo con la lámina de inserto del
producto Immuno AG:
Ejemplo
3
Se cultivaron condrocitos en medio de cultivo
mínimo esencial que contenía HAM F12 y tampón Hepes 15 mM y
autosuero de 5 a 7,5%, en una incubadora de CO_{2} a 37ºC y se
manipularon en un laboratorio Clase 100 en Verigen Europe A/S,
Symbion Science Park, Copenhague, Dinamarca. Se pueden usar otras
composiciones de medio de cultivo para cultivar los condrocitos. Se
tripsinizaron las células usando tripsina AEDT, durante 5 a 10
minutos y se contaron usando coloración de viabilidad Azul de Trypan
en una cámara Bürker-Türk. Se ajustó el hemograma a
7,5x10^{5} células por ml. Se destapó una placa NUNCLON^{TM} en
el laboratorio de Clase 100.
Se cortó la barrera hemostática Surgicel® en un
tamaño adecuado que se ajustara al fondo del pozo en la bandeja de
cultivo de tejido NUNCLON^{TM}. En este caso un círculo, de un
tamaño de aproximadamente 4 cm (pero podía ser de cualquier tamaño
posible) y colocado en condiciones asépticas en el fondo del pozo en
una placa desechable, estéril, de 6 pozos, Delta, NUNCLON^{TM},
para trabajo de investigación celular (NUNC, Intermed, Roskilde,
Dinamarca). La barrera hemostática que se tenía que poner en el
fondo del pozo se trató previamente como se describe en el Ejemplo
1.
Este tratamiento retrasó la absorción del
Surgicel significativamente. Se lavó después esta barrera
hemostática varias veces con agua destilada y con posterioridad
varias veces hasta que se enjuagó el glutaraldehído no reaccionado.
Se aplicó una pequeña cantidad del medio de cultivo celular que
contenía suero para que se absorbiera en la barrera hemostática y
al mismo tiempo se mantuviera húmeda la barrera hemostática en el
fondo del pozo.
Se pusieron aproximadamente 10^{6} células en
1 ml de medio de cultivo, directamente, en la parte de arriba de la
barrera hemostática, dispersadas en la superficie de la barrera
hemostática pretratada con glutaraldehído al 0,4%, como se
describió anteriormente. Después se incubó la placa en una
incubadora de CO_{2} a 37ºC, durante 60 minutos. Se añadió
cuidadosamente al pozo una cantidad de 2 a 5 ml de medio de cultivo
de tejido que contenía 5 a 7,5% de suero, conteniendo las células,
evitando esparcir las células manteniendo la punta de la pipeta
tangencial al lado del pozo cuando se está expulsando el medio.
Pareció que el pH del medio era demasiado bajo (pH \sim6,8).
Después se ajustó el pH a 7,4 a 7,5. Al día siguiente algunos
condrocitos habían comenzado a crecer en la barrera hemostática,
dispuestos en grupos. Algunas de las células habían muerto debido a
la exposición al bajo pH previamente al ajuste del pH. La placa se
incubó durante 3 a 7 días con cambio de medio el día 3.
Al final del periodo de incubación se decantó el
medio y se añadió glutaraldehído al 2,5% que contenía sal sódica
del ácido dimetilarsínico 0,1M (también denominada cacodilato de
sodio, el pH se ajustó con HCl a 7,4), refrigerado en frío, como
fijador para la preparación de la célula y el soporte (barrera
hemostática) para la preparación posterior para microscopía
electrónica.
Ejemplo
4
Se cultivaron condrocitos en medio de cultivo
mínimo esencial que contenía HAM F12 y tampón Hepes 15 mM y
autosuero al 5 a 7,5% en una incubadora de CO_{2} a 37ºC y se
manipuló en un laboratorio Clase 100 en Verigen Europe A/S, Symbion
Science Park, Copenhague, Dinamarca. Se pueden usar otras
composiciones de medio de cultivo para cultivar los condrocitos.
Las células se tripsinizaron usando tripsina AEDT, durante 5 a 10
minutos y se contaron usando coloración de viabilidad Azul de
Trypan en una cámara Bürker-Türk. Se ajustó el
hemograma a 7,5x10^{5} células por ml. Se destapó una placa
NUNCLON^{TM} en el laboratorio Clase 100.
El Surgicel® (para uso como la barrera
hemostática) se trató con aldehído glutárico al 0,6%, durante un
minuto, como se describe en el Ejemplo 1 y se lavó con disolución
de cloruro de sodio, estéril, al 0,9% o, preferiblemente, con un
tampón tal como un tampón de PBS o el medio de cultivo tal como
MEM/F12, debido a que el pH después del tratamiento de aldehído
glutárico es 6,8 y debería ser preferiblemente 7,0 a 7,5. Se aplicó
el Tisseel® en ambos lados del Surgicel® usando el sistema
DUPLOJECT®, recubriendo así los dos lados del Surgicel®, el parche
que se desea usar, con adhesivo de fibrina. Se dejó secar la cola en
condiciones asépticas durante al menos 3 a 5 minutos. Se puso la
barrera hemostática "recubierta" en el fondo del pozo en una
placa desechable, estéril, de 6 pozos, Delta, NUNCLON^{TM}, para
trabajo de investigación celular. Se aplicó una pequeña cantidad de
medio de cultivo de tejido conteniendo suero, para que se absorbiera
en la barrera hemostática. Se pusieron directamente aproximadamente
10^{6} células en 1 ml de medio de cultivo de tejido conteniendo
suero, en la parte de arriba del Hemostásico, dispersadas sobre la
superficie de la barrera hemostática. Después se incubó la placa en
una incubadora de CO_{2} a 37ºC, durante 60 minutos. Se añadió
cuidadosamente una cantidad de 2 a 5 ml de medio de cultivo de
tejido conteniendo suero al 5 a 7,5%, al pozo que contenía las
células, evitando esparcir las células manteniendo la punta de la
pipeta tangencial al lado del pozo cuando se estaba expulsando el
medio. Después de 3 a 6 días, el examen microscópico mostró que las
células se estaban adhiriendo a y creciendo en el Surgicel® de una
manera satisfactoria, sugiriendo que el Surgicel® no mostraba
toxicidad para los condrocitos y que los condrocitos crecían de una
manera satisfactoria en el Surgicel®.
La placa se incubó durante 3 a 7 días con cambio
de medio el día 3. Al final del periodo de incubación se decantó el
medio y se añadió glutaraldehído al 2,5% refrigerado en frío, que
contenía sal sódica del ácido dimetilarsínico, 0,1 M, también
denominada cacodilato de sodio, el pH se ajustó con HCl a 7,4, como
fijador para la preparación de la célula y el soporte (barrera
hemostática) para preparación posterior para microscopía
electrónica.
Ejemplo
5
Se cultivaron condrocitos en medio de cultivo
mínimo esencial que contenía HAM F12 y tampón Hepes 15 mM y
autosuero al 5 a 7,5% en una incubadora de CO_{2} a 37ºC y se
manipuló en un laboratorio Clase 100 en Verigen Europe A/S, Symbion
Science Park, Copenhague, Dinamarca. Se tripsinizaron las células
usando tripsina AEDT, durante 5 a 10 minutos y se contaron usando
coloración de viabilidad Azul de Trypan en una cámara
Bürker-Türk. El hemograma se ajustó a 7,5x10^{5}
a 2x10^{6} células por ml. Se destapó una placa NUNCLON^{TM} en
el laboratorio de Clase 100.
Se ha encontrado que se puede usar el
Bio-Gide® como membrana bicapa reabsorbible que se
usará como parche o venda que cubra el área anormal de la
articulación en que se estén trasplantando los condrocitos
cultivados así como la barrera hemostática. El
Bio-Gide® es una membrana de colágeno puro obtenida
por procedimientos de fabricación controlada, normalizados (por E.
D. Geistlich Söhne AG, CH-6110 Wolhusen). Se extrae
el colágeno de cerdos certificados por el veterinario y se purifica
cuidadosamente para evitar reacciones antigénicas y se esteriliza
en dobles ampollas por irradiación \gamma. La membrana bicapa
tiene una superficie porosa y una superficie densa. La membrana se
hace de colágeno de tipo I y de tipo III sin más reticulación o
tratamiento químico. El colágeno se reabsorbe en 24 semanas. La
membrana mantiene su integridad estructural incluso cuando está
húmeda y se puede fijar por suturas o clavos. También se puede
"pegar" la membrana usando adhesivo de fibrina tal como
Tisseel® al cartílago o tejido cercano o en vez de suturas o junto
con suturas.
Se destapó el Bio-Gide® en un
laboratorio clase 100 y se puso en condiciones asépticas en el fondo
de los pozos en una placa desechable, estéril, de 6 pozos, Delta,
NUNCLON^{TM}, para trabajo de investigación celular o con la
superficie porosa de la membrana bicapa boca arriba o con la
superficie densa boca arriba. Se pusieron directamente
aproximadamente 10^{6} células en 1 ml de medio de cultivo de
tejido conteniendo suero, en la parte de arriba del
Bio-Gide®, se dispersaron o sobre la superficie
porosa o la densa del Bio-Gide®. Después se incubó
la placa en una incubadora de CO_{2} a 37ºC, durante 60 minutos.
Se añadió cuidadosamente una cantidad de 2 a 5 ml de medio de
cultivo de tejido que contenía suero al 5 a 7,5%, al pozo que
contenía las células, evitando esparcir las células manteniendo la
punta de la pipeta tangencial al lado del pozo cuando se está
expulsando el medio.
El día 2 después de que se pusieran los
condrocitos en el pozo que contenía el Bio-Gide®, se
examinaron las células en un microscopio invertido Nikon. Se
observó que algunos condrocitos se habían adherido al borde del
Bio-Gide. Por supuesto, no fue posible poder mirar
por el propio Bio-Gide® usando este microscopio.
Se incubó la placa durante 3 a 7 días, con
cambio de medio el día 3. Al final del periodo de incubación se
decantó el medio y se añadió glutaraldehído al 2,5% refrigerado en
frío, conteniendo sal sódica del ácido dimetilarsínico 0,1 M,
también denominada cacodilato de sodio, el pH se ajustó con HCl a
7,4, como fijador, para la preparación de la célula y el soporte
Bio-Gide®, con las células o cultivadas en la
superficie porosa o la superficie densa. Después se enviaron los
parches Bio-Gide® para microscopía electrónica al
Departamento de Patología, Herlev Hospital, Dinamarca.
La microscopía electrónica demostró que los
condrocitos cultivados en la superficie densa del
Bio-Gide®, no crecieron en la estructura de
colágeno del Bio-Gide®, mientras que las células
cultivadas en la superficie porosa sí crecieron en la estructura de
colágeno y además, demostró la presencia de proteoglucanos y ninguna
señal de estructuras de fibroblastos. Este resultado demuestra que
cuando se cose el parche de colágeno, como por ejemplo un parche
Bio-Gide®, como un parche que cubre un defecto de
cartílago, la superficie porosa estará boca abajo hacia el defecto
en que se tienen que inyectar los condrocitos cultivados. Entonces
podrán penetrar en el colágeno y producir una superficie del
cartílago lisa, en línea con la superficie sana y en este área se
construirá una capa lisa de proteoglucanos. Mientras, si la
superficie densa del colágeno está boca abajo en el defecto los
condrocitos que se tienen que implantar no se integrarán con el
colágeno y las células no producirán la misma superficie lisa, como
se describió anteriormente.
Ejemplo
6
Se cultivaron condrocitos en medio de cultivo
mínimo esencial que contenía HAM F12 y tampón Hepes 15 mM y
autosuero al 5 a 7,5%, en una incubadora de CO_{2} a 37ºC y se
manipuló en un laboratorio Clase 100 en Verigen Europe A/S, Symbion
Science Park, Copenhague, Dinamarca. Se tripsinizaron las células
usando tripsina AEDT, durante 5 a 10 minutos y se contaron usando
coloración de viabilidad Azul de Trypan en una cámara
Bürker-Türk. Se ajustó el hemograma a 7,5x10^{5}
a 2x10^{6} células por ml. Se destapó una placa NUNCLON^{TM} en
el laboratorio de Clase 100.
El Bio-Gide® usado como membrana
bicapa reabsorbible también se puede usar junto con una cola
orgánica tal como Tisseel® con contenido de Aprotinina
significativamente mayor, adicional, que el encontrado normalmente
en Tisseel®, como se describe en el inserto del producto. Aumentando
el contenido en aprotinina a aproximadamente 25.000 KIU/ml, la
reabsorción del material se retardará por semanas en vez del
intervalo normal de días.
Para ensayar esta característica in
vitro, se aplicó el Tisseel® al fondo del pozo de la placa
NUNCLON^{TM} y se permitió que solidificara parcialmente. Después
se aplicó un parche de colágeno tal como un
Bio-Gide® sobre el Tisseel® y se pegó al fondo del
pozo. Esta combinación de Bio-Gide® y Tisseel® se
diseña para que sea una barrera hemostática que inhiba o evite el
desarrollo o la infiltración de vasos sanguíneos en el área de
trasplante de condrocitos. Este parche de colágeno híbrido se puede
usar ahora tanto como barrera hemostática en el fondo de la lesión
(lo más proximal a la superficie que se tiene que reparar) como
también como soporte para la formación de cartílago debido a que la
superficie distal puede ser el lado poroso del parche de colágeno y
estimula así la infiltración de matriz de condrocitos y cartílago.
Así, también se puede usar este parche de colágeno híbrido para
cubrir la parte de arriba del implante con la superficie porosa de
colágeno dirigida abajo hacia los condrocitos implantados y la
barrera que forma la parte de arriba. También se puede usar el
parche de colágeno híbrido, con componente de Aprotinina elevado,
sin cola orgánica tal como Tisseel® y se puso en el defecto
directamente, adhiriéndose por fuerzas naturales. Así, el parche de
colágeno se puede usar tanto como barrera hemostática como como
recubrimiento sin células del sitio de reparación/trasplante, con
las superficies porosas de los parches orientadas hacia los
condrocitos/cartílago trasplantado. Otra variante usaría un parche
de colágeno que consiste en colágeno de tipo II (es decir, de
Geistlich Sohne AG, CH-6110 Wolhusen).
Así, el presente método proporciona un parche de
colágeno híbrido, donde dicho parche es una matriz de colágeno con
niveles elevados de componente de aprotinina, preferiblemente
aproximadamente 25.000 KIU/ml, junto con una cola de matriz
orgánica, cuando el componente de colágeno es similar al
Bio-Gide®, material bicapa reabsorbible o colágeno
de Tipo II y la cola orgánica es similar al material Tisseel®. En
otro ejemplo, el parche de colágeno híbrido no usa cola orgánica
para que se adhiera al sitio de la reparación.
Ejemplo
7
Debido a la estructura debilitada de cartílago
con artrosis, se puede inhibir la adherencia de los condrocitos
autógenos cultivados, trasplantados a un sitio de injerto en
cartílago anormal, creándose así una zona marginal (zona de
demarcación) entre el cartílago/condrocitos recién implantados y el
cartílago establecido circundante. Esta zona marginal será la más
pronunciada si se prepara el sitio de injerto para el injerto
creando paredes lisas, rectas, cortadas de una manera lineal. Las
fuerzas de cizallamiento y compresión a través de tal zona marginal
(como se ilustra en la Figura 3A) ejercerán gran fuerza para sacar
el injerto cuando el sitio de injerto sea cortado de una manera
lineal. Esta zona marginal y el movimiento diferencial de materiales
a lo largo de esta zona inhibirá la curación confluente entre el
material injertado y el material circundante. Este cizallamiento de
la zona marginal se ve exacerbado cuando la dureza del material
confinado es diferente. En muchos casos el material de injerto es
más blando que el material circundante, sin embargo, en algunos
casos de artrosis, el cartílago circundante puede ser de hecho más
blando que los condrocitos/cartílago implantado.
Por lo tanto, para resolver este problema, se
pueden usar instrumentos quirúrgicos para esculpir las paredes del
sitio de injerto de manera que las paredes no sean lineales y
proporcionen así superficies onduladas que reduzcan el
cizallamiento de la zona marginal y proporcionen anclaje para el
material injertado. También es posible conformar el sitio de
injerto de manera que el diámetro del sitio proximal a la superficie
ósea tenga una dimensión mayor que la abertura distal al hueso y a
la superficie del cartílago que se tiene que reparar de manera que
haya un efecto de "embudo invertido". Una abertura estrecha en
la superficie ayudará a reducir el cizallamiento de la zona
marginal y la expulsión del material de injerto del sitio de
injerto. Un ejemplo preferido describe la escultura de las paredes
del sitio de injerto de una manera similar a una abertura roscada
para recibir un perno o tornillo (como se ilustra en la Figura 3B),
proporcionando así resistencia mecánica a la compresión y o
expulsión del material injertado del sitio de injerto, que se puede
describir como roscado "macho" y "hembra".
Los instrumentos quirúrgicos se pueden fabricar
de metal y/o plástico adecuado para preparar instrumentos
quirúrgicos desechables de un solo uso o reutilizables multiuso.
Como el cartílago es un material relativamente blando puede ser
ventajoso fabricar bordes de corte de plástico endurecido que puedan
esculpir cartílago sin dañar al hueso. Se pueden fabricar tales
instrumentos de corte incorporando aberturas para la administración
de fluido, eliminación de succión de partículas de corte y fluido y
hebras de fibra óptica para la iluminación y visualización del
sitio del defecto. En algunos instrumentos, la base del instrumento
puede tener un punto saliente o una estructura en forma de clavo
que ayude a guiar y colocar el instrumento en el sitio del injerto.
Por supuesto tal clavo se diseñaría para minimizar el daño al hueso
subyacente.
Al tiempo que la superficie de corte del
instrumento puede ser de un solo diente o multidentado o describir
un modelo parecido a un tornillo tal como el de una tapa de metal
usada para generar agujeros roscados en partes de metal, la
característica requerida del instrumento de corte es que los lados
esculpidos resultantes del sitio de injerto sean ondulados y no
lineales. Por ejemplo, en algunos instrumentos, el borde de corte
del instrumento se puede conformar similar a lo mostrado en la
Figura 4A o como en la Figura 4B. El borde de corte puede ser plano
o circular por que enrolle el diámetro del instrumento de corte. Se
pueden diseñar muchas otras conformaciones para realizar el
propósito de crear una interfase que proporcione resistencia
mecánica para reacción diferencial a fuerzas de compresión y
cizallamiento en el material trasplantado y el material
circundante.
\vskip1.000000\baselineskip
Ejemplo
8
Se sometió a un cerdo de raza Yorkshire, mixta,
de cuatro meses, a anestesia general y se colocó sobre su lomo. Se
lavó al cerdo y se cubrió en un área quirúrgica en Harrington
Arthitis Research Center, Phoenix, Arizona. Se realizó
asépticamente todo el procedimiento quirúrgico. Se limpió con yodo
el tercio posterior izquierdo y el abdomen adyacente y el área
inguinal. Se localizó la articulación de la rodilla y se localizó
la rótula. Se realizó una incisión medial a aproximadamente 3 cm de
la parte posterior de la rótula y los diversos tejidos celulares
subcutáneos, capas musculares y ligamentos se cortaron
aproximadamente para conseguir acceder a la epífisis femoral
medial. Usando un cortador circular se preparó una lesión en el
cartílago blanco en la parte medial de la epífisis medial, dejando
un margen de 0,5 a 1 cm al borde del cartílago que cubre la parte
posterior medial de la epífisis (epífisis izquierda, Figura 6A). El
defecto de 0,5 a 1 cm se puso en una parte que soportaba el peso
del caudal de la epífisis medial. Todo el procedimiento quirúrgico
se hizo sin torniquete en el fémur izquierdo. Se suturaron
apropiadamente las diferentes capas y la piel.
El día 3 se llevó de nuevo al animal al área
quirúrgica y se colocó como anteriormente en la mesa de operaciones
y se dio anestesia general. Se dio con yodo al tercio posterior
izquierdo, el abdomen y la región inguinal, como se describió
anteriormente. Se cortaron las suturas y se abrió el área. Se
observó que había un hematoma moderado en la articulación de la
rodilla. Se retiró el coágulo sanguíneo y se inspeccionó el defecto.
Había un coágulo sanguíneo en el defecto que se retiró. Se
atornilló cuidadosamente en el defecto un instrumento quirúrgico
estéril, diseñado con un borde de corte roscado macho, con un tamaño
correspondiente a o ligeramente mayor que la circunferencia de la
lesión. Se cortó una almohadilla de BioGide® en un tamaño igual al
fondo del defecto. Se aplicó la primera cola usada, denominada
Proteína Adhesiva (A-2707, Sigma Chemical, EE.UU.),
en el lado denso de la almohadilla de la barrera hemostática
recortada y se puso la almohadilla con el lado denso hacia abajo en
el fondo de la lesión, usándola como una barrera, como se describió
anteriormente. Se encontró que esta cola no parecía secarse muy
rápido. La ligera hemorragia del fondo del defecto cesó
inmediatamente. Se cortó un segundo BioGide® algo mayor en
circunferencia que la lesión y se puso con el lado denso hacia
arriba (así el lado poroso abajo hacia el injerto), como se
describió anteriormente.
Se suturó después esta almohadilla de
recubrimiento no celular, sobre la cavidad, dejando un borde
abierto, donde se podía inyectar el condrocito que se tenía que
explantar, en el sitio de injerto. La parte circundante del borde
de la almohadilla se cubrió con la segunda cola, Dow Corning Medical
Adhesive B (Cat 895-3, Dow Corning, EE.UU.). Esta
segunda cola se secó mucho más rápido y más eficazmente que la
primera cola. Se encontró que durante este procedimiento
particular, la primera cola no se había secado lo suficiente para
mantener la barrera hemostática en su lugar cuando se intentó
suturar la tapa. La principal barrera formada en la superficie
proximal del sitio de injerto fue por la propia cola.
Usando una jeringa de 1 ml y una aguja de
calibre 16, se aspiró la suspensión de células de condrocitos
(aproximadamente 0,6 ml) en el cilindro de la jeringa. Se cambió
una aguja corta de calibre 23 por la aguja de calibre 16 y se
inyectó la suspensión de células en el parche de recubrimiento
suturado en el sitio de injerto (aproximadamente 10x10^{6}
células). Se pegó después el borde abierto de la tapa previamente a
la eliminación de la aguja y se retiró la aguja cuidadosamente. No
se observó filtración de células. La herida se suturó y como
anteriormente, no se usó torniquete, no se observó hemorragia. Se
suturaron las capas finales de piel. No tuvo lugar protusión de la
piel después de suturar, que indica que no había hematoma. La
recuperación postoperatoria fue sin incidentes.
Como se esperaba, los condrocitos injertados
produjeron matriz de cartílago suficiente para reparar el defecto
hecho en la superficie del cartílago articular de la articulación de
la rodilla del cerdo del ensayo. La Figura 6A es una Resonancia
Magnética Nuclear de una rodilla de cerdo que muestra el defecto de
cartílago creado en la rodilla (epífisis izquierda, la epífisis
medial) y la Figura 6B es una Resonancia Magnética Nuclear de la
misma rodilla de cerdo tres meses después de tratamiento, que
muestra la reparación del defecto.
Ejemplo
9
Un estuche que comprenda los componentes
permitirá la práctica oportuna del método en un marco quirúrgico.
Tal estuche proporcionará componentes estériles adecuados para uso
fácil en el entorno quirúrgico y proporcionará una barrera
hemostática adecuada, parche de recubrimiento adecuado y si se
requiere cola orgánica. Un estuche también puede proporcionar
material de matriz sin células, estéril, adecuado para soportar
condrocitos autógenos que se tengan que implantar en un defecto de
la superficie de la articulación articular. En un ejemplo, un
estuche contiene una barrera hemostática Surgicel® y un parche de
recubrimiento Bio-Gide® con recubrimiento adecuado
de cola orgánica Tisseel®, donde se han tratado la Surgicel® y el
Bio-Gide® para aumentar el tiempo hasta la
reabsorción. En ejemplos en que se recubre previamente Tisseel®, la
Tisseel® está enriquecida con aprotinina adicional para aumentar el
tiempo hasta la reabsorción.
En otro ejemplo preferido, la barrera
hemostática y el parche de recubrimiento son ambos una matriz de
colágeno semipermeable que se trata para prolongar el tiempo hasta
la reabsorción del material. También es posible proporcionar cola
Tisseel® en forma mejorada como componente separado, para aplicarse
cuando sea necesario debido a la variabilidad inherente y a las
circunstancias únicas con que se encontrará cada procedimiento de
reparación/trasplante.
Un ejemplo más de un estuche incluirá un
instrumento quirúrgico, como se describe en el Ejemplo 7 anterior o
variaciones adecuadas del mismo.
Se apreciará por expertos en la materia que se
pueden hacer numerosas variaciones y/o modificaciones a la
invención mostrada en las realizaciones específicas sin apartarse
del alcance de la invención, como se define en las reivindicaciones
adjuntas.
Claims (9)
1. Un método in vitro para adherir
condrocitos a un componente sin células, que comprende las etapas
de:
- proporcionar un componente sin células y un medio de cultivo de células que comprenda condrocitos e
- incubar dicho componente sin células con el medio de cultivo de células dispersado sobre una superficie porosa del componente sin células,
caracterizado por que
dicho componente sin células comprende una
membrana bicapa con una superficie porosa y una superficie densa
y
los condrocitos se adhieren a dicha superficie
porosa.
2. El método según la reivindicación 1, en el
que dicho componente sin células es una matriz de colágeno.
3. El método según la reivindicación 2, en el
que dicha matriz de colágeno consiste en colágeno de tipo I y de
tipo III.
4. El método según la reivindicación 2, en el
que dicha matriz de colágeno consiste en colágeno de tipo II.
5. El método según la reivindicación 2, en el
que dicha matriz de colágeno consiste en colágeno de tipo I.
6. El método según cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 5, en el que dicha matriz de componente sin
células o de colágeno es reabsorbible.
7. El método según cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 6, en el que dichos condrocitos son autógenos,
alogénicos o xenogénicos.
8. El método según cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 7, que comprende además la etapa de aplicar un
adhesivo biocompatible sobre dicho componente sin células.
9. El método según cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 8, en el que dicho componente se adapta para
que se disponga en un defecto de cartílago articular.
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