DE69623544T2

DE69623544T2 - Verfahren zum optischen Bestimmung eines Stoffes in Lösung

Info

Publication number: DE69623544T2
Application number: DE69623544T
Authority: DE
Inventors: Xiaoming Dou; Yung Xiang Wang
Original assignee: Kyoto Daiichi Kagaku KK
Current assignee: Arkray Inc
Priority date: 1995-06-28
Filing date: 1996-06-28
Publication date: 2003-01-09
Anticipated expiration: 2016-06-29
Also published as: CN1157919A; EP0751388A2; CN1114098C; EP0751388B1; DE69623544D1; EP0751388A3; US5796476A

Description

Die vorliegende Erfindung bezieht sich auf ein Verfahren zum optischen Messen von Protein in einer Probelösung und verschiedenen Komponenten in Körperfluids, wie z. B. Urin, Blut, Blutserum, Blutplasma, Speichel und Schweiß.
Obgleich Urinprotein im Normalzustand durch 20 bis 80 mg pro Tag ausgeschieden wird, so fluktuieren die Beträge des im Urin ausgeschiedenen Proteins bei verschiedenen Krankheitsbildern. Die Menge von intraurinärem Protein dient nämlich als ein Index der pathologischen Diagnose, und daher muß sich die Meßgenauigkeit und Wahrscheinlichkeit derselben auf einem hohen Niveau bewegen. Ferner ist es notwendig, verschiedene im Urin ausgeschiedene Proteinkomponenten, die als Indizes für unterschiedliche Krankheiten dienen, unabhängig voneinander durch eine Untersuchung, die eine Spezifität aufweist, zu erkennen.
Obgleich das Esbach-Verfahren, bei dem Pikrinsäure verwendet wird, und der Sueyoshi-Test, bei dem Quecksilberdichlorid verwendet wird, die angepaßt sind, um dem Urin Proteinfällungsreagenzien hinzuzufügen, um Proteinkonzentrationen anhand der Dicken der resultierenden Fällungsschichten zu schätzen, als alte Verfahren zum Messen von Urinproteinmengen verwendet wurden, haben sich diese Verfahren bezüglich Spezifizität und Genauigkeit als problematisch erwiesen. Zur Zeit werden eine Nephelometrie des nephelometrischen Analysierens einer Trübung durch Sulfosalicylsäure oder Trichlorethansäure und eine Kolorimetrie unter Verwendung einer Bindung zwischen einem Protein und einem Pigment verwendet.
Bei der Nephelometrie variiert die Trübung mit dem Typ des Proteins. Bezüglich ihrer Spezifität ist sie unzureichend. Eine stark alkalische Zielsubstanz neutralisiert ein saures Fällungsreagens vollständig, um eine falsche Negativität zu bewirken. Ferner ist die Beobachtung der Trübung nicht genormt, was unvorteilhafterweise zu einer persönlichen Gleichung führt.
Bei der Kolorimetrie andererseits reagieren Hämoglobin und Globulin nicht so stark wie Albumin, während eine in hohem Maße gepufferte alkalische Zielsubstanz eine falsche Positivität bewirkt. Ferner ist es schwierig, zwischen den Farbtönen zu unterscheiden.
Die Eigenschaften der aktiven, wirksamen Bestandteile, die das Urin bilden, werden mit der Zeit verändert, und daher muß eine Urinanalyse schnell ausgeführt werden. Das Urin wird jedoch dazu gebracht, mit einem pH-Indikator zu reagieren, um durch seinen veränderten Farbton in der Kolorimetrie bestimmt zu werden, während das Protein durch Erwärmen oder Zusetzen von Säure ausgefällt wird, um seine Trübung in der Nephelometrie zu bestimmen. Namentlich die Kolorimetrie und die Nepholemetrie sind im Hinblick auf die Schnelligkeit kompliziert und unzureichend, da diese Reaktionen notwendig sind.
Es gibt ein Reagensverfahren, ein Testpapierverfahren, ein Chemilumineszenzverfahren, ein Immunoassayverfahren, ein Enzymverfahren und ein Chromatographieverfahren als Verfahren zum Messen von Komponenten in Körperfluids.
Ein Testpapier, das bei dem Testpapierverfahren verwendet wird, wird im allgemeinen präpariert, indem ein reagierender Teil, der aus Zellulose besteht, die ein Reaktionsreagens enthält, an einer Kunststoffhaltevorrichtung mit Hilfe eines Haftmittels oder dergleichen befestigt und derselbe getrocknet wird. Wenn der reagierende Teil Feuchtigkeit enthält, wird zwischen den Reagenzien eine Reaktion verursacht, und derselbe wird durch hohe Temperaturen oder Licht denaturiert, um bezüglich der Sensitivität reduziert zu werden, und daher muß ein Behälter zum Lagern des Testpapiers versiegelt und konserviert werden, um hohe Temperaturen zu vermeiden, und innerhalb der Validitätsperiode verwendet werden. Obgleich das Testpapierverfahren der Urinanalyse gleichzeitig eine Anzahl von Details, wie z. B. pH, Protein, Glukose, Ketonkörper, Bilirubin, okkultes Blut, Urobilinogen, Mikrobismus und spezifisches Gewicht, innerhalb einer Minute messen kann, wird die Reaktion eines Reagensteils durch Reaktionstemperatur, Feuchtigkeit und dergleichen neben einem intrinsischen Beschleuniger oder Inhibitor beeinflußt, und es kann nur eine halbquantitative Analyse ausgeführt werden. Ein Bestimmungsverfahren beim Testpapierverfahren ist vorwiegend die Kolorimetrie, und die chemische Reaktion, wie z. B. eine Enzymreaktion oder Oxidations-Reduktions-Reaktion, ist bei ihrem Reaktionsmechanismus von größter Bedeutung. Beim Reagensverfahren ist andererseits die Kolorimetrie durch einen Indikator oder die Enzymreaktion/chemische Reaktion oder die Nephelometrie, die zur Proteinmessung verwendet wird, von höchster Bedeutung.
Obgleich ein Enzymverfahren mit einer Zielsubstanz mit hoher Spezifität einfach ist, ist man der Ansicht, daß die positive Reaktion durch den Farbton eines Körperfluids an sich verdeckt wird, und die Reaktion kann durch verschiedene intrinsische und extrinsische Oxidations- und Reduktions-Reaktionssubstanzen unterdrückt werden, wenn das Verfahren durch eine Oxidation-Reduktions-Reaktion erfolgt, was zu der Ansicht führt, daß die falsche Negativität oder Positivität erkannt wird.
Jedes Verfahren ist ein indirektes Meßverfahren zum Ausführen einer Messung durch eine Mediationsreaktion, und daher bestehen potentielle Fehler. Wenn die Bestimmung durch die Kolorimetrie erfolgt, werden Fehler ohne weiteres vor der Bestimmung der Resultate verursacht, während diejenige durch die chemische Reaktion eine geringe Spezifität aufweiset. Ferner existieren in dem Körperfluid eine Anzahl von Substanzen, die mit dem Test interferieren, und daher wird die Reaktion gehemmt, eine falsche positive Reaktion verursacht oder ein Farbton, der sich von dem der positiven Reaktion unterscheidet, wird präsentiert, um die positive Reaktion zu verbergen. Ein System, bei dem ein Enzym verwendet wird, ist in hohem Maße instabil, obgleich ein System durch eine chemische Reaktion ohne weiteres durch eine koexistierende Substanz beeinflußt wird. Obgleich es nützlich ist, gleichzeitig eine Anzahl von Teilen zu prüfen, um eine Gesamtbestimmung vorzunehmen, wenn die klinischen Bedeutungen der Testteile in wechselseitiger Relation zueinander stehen (Bilirubin und Urobilinogen, Protein und ockultes Blut, Glukose und Ketonkörper), ist es aufwendig, die jeweiligen Teile unabhängig voneinander zu prüfen, und Einflüsse werden ohne weiteres durch interferierende Substanzen verursacht. Bei einem Multi-Detail-Testpapier besteht die Tendenz, daß dasselbe mit einer gewissen Distanziertheit eingesetzt wird, da dasselbe kostspielig und schwer zu bestimmen ist.
Das Reagensverfahren, das Testpapierverfahren und das Enzymverfahren erfordern Reagenzien, Testpapierstücke und Enzyme, die Verbrauchsartikel sind, und es bestehen auch Probleme bezüglich der Konservierungsstabilität der Reagenzien etc., vor der Verwendung und Entsorgung derselben nach der Verwendung. Ferner können bezüglich der Mengen der Reagenzien und Proben versehentlich Fehler bei der Operation verursacht werden, sind die Operationen aufwendig, und interferierende Maßnahmen werden unvorteilhafterweise durch andere Komponenten, wie z. B. Ascorbinsäure, angewendet. Obgleich das Reagensverfahren und das Enzymverfahren eine quantitative Messung von einzelnen Komponenten ausführen können, ist es unmöglich, gleichzeitig eine Anzahl von Komponenten zu messen. Andererseits kann das Testpapierverfahren bloß eine halbquantitative Analyse ausführen, obwohl dasselbe gleichzeitig eine Anzahl von Komponenten messen kann.
Das Chemilumineszenzverfahren erfordert eine lichtemittierende Substanz, während das Immunoassay-Verfahren durch eine Antigen-Antikörper-Reaktion im allgemeinen eine Spülung erfordert, eine große Anzahl von Schritten umfaßt und man der Annahme ist, daß Einflüsse durch interferierende Substanzen und eine nicht spezifische Absorption bestehen.
Das Chromatographieverfahren erfordert Vorbehandlungen, wie z. B. eine Separation, und es ist unmöglich, die Zielsubstanzen in einer Probe der Mischung direkt zu bestimmen.
In dem Artikel von Tuma R. et al., "Cyteine Conformation and Sulfhydryl Interaction in Proteins and Viruses. 3. Quantitative Measurement of the Raman S. H. Band Intensity and Frequenzy" im Biophysical Journal, Bd. 65, September 1993, S. 1066-1067, wird die Messung der Raman-Bande, die durch eine Sulfydrylgruppe in einem typischen Protein erzeugt wird, beschrieben. Gemäß diesem Artikel werden der relativ hohe Raman-Querschnitt, der der SH-Streckschwingung zugeordnet ist, die Sensitivität der Schwingfrequenz bezüglich der bindenden Wechselwirkungen von Wasserstoff und der Seitenkettenkonfigurationen und die Abhängigkeit der Raman- Intensität von Thiol-Thiolat-Gleichgewichten kombiniert, um die Raman-SH-Bande zu einer potentiell wertvollen Markersubstanz von Protein-Sulfhydryl-Wechselwirkungen und einem einzigartigen Indikator einer Sulfhydryl-Teilnahme-Thiol- Disulfid-Oxidoreduktase-Aktivität zu machen.
M. Goetz, et al. beschreibt in dem Artikel "Detection of Glucose Using Raman Spectroscopy" in den Sitzungsprotokollen der 16. Annual International Conference of the IEEE Engineering in Medicine and Biology, Engineering Advances: New Opportunity for Biomedical Engineers, 1994, Bd. 2, S. 816-817, die Anwendung der Raman-Spektroskopie und partiellen kleinsten Quadrate für die Bestimmung der Glukosekonzentration in Mischungen, die Milchsäure und Harnstoff in Wasser enthalten. Die Standardabweichung der Rückstände für eine Vergleichsprüfung des gesamten Datensatzes belief sich auf 22,3 mg/dl.
Die Aufgabe der vorliegenden Erfindung ist, ein Verfahren zum gleichzeitigen quantitativen Messen einer Anzahl von Komponenten in einem Körperfluid zu schaffen, indem Reagenzien, Testpapierstücke oder Enzyme, die Verbrauchsartikel sind, überflüssig gemacht werden und Probleme, wie z. B. die Präservationsstabilität von diesen Verbrauchsartikeln vor der Verwendung und der Entsorgung nach der Verwendung, aufwendige Operationen, die Fehler verursachen, und interferierende Aktionen durch andere Komponenten, aufgehoben werden.
Diese Aufgabe wird durch ein Verfahren gemäß Anspruch 1 und 5 gelöst.
Die Erfinder haben entdeckt, daß Protein und andere Komponenten in einer Zielsubstanz spezifische Lichtstreuungsspektren aufweisen. Die vorliegende Erfindung ist angepaßt, um jeweilige Hauptkomponentenkonzentrationen von den Spitzenintensitätswerten der Lichtstreuungsspektren oder kumulativen Intensitätswerten über einen geeigneten Wellenzahlbereich quantitativ zu messen.
Gemäß der vorliegenden Erfindung ist ein Verfahren zum gleichzeitigen quantitativen Messen einer Anzahl von Komponenten in einem Körperfluid angepaßt, um ein spezifisches Raman-Streuspektrum für jede Körperfluidkomponente in einer Zielsubstanz zum qualitativen/quantitativen Messen jeder Komponente anhand ihrer spektralen Intensität oder spektralen kumulativen Intensität oder ihren Raman-Streuspektral- Intensitätswerten bei einer Mehrzahl von Wellenzahlen in einem willkürlichen Wellenzahlbereich zu erhalten.
Gemäß eines ersten Modus wird eine Wellenzahl mit einer exzellenten Korrelation zwischen der Konzentration einer Komponente und der Raman-Streuspektralintensität vorläufig als eine Meßwellenzahl ausgewählt, die für die Komponente genauso wie für jede Komponente eines Körperfluids, die gemessen werden soll, spezifisch ist, eine Körperfluidprobe mit Erregungslicht zum Messen der Raman- Streuspektralintensität bei jeder Meß-Wellenzahl bezüglich jeder Komponente, die gemessen werden soll, beleuchtet, und die jeweiligen Komponenten in dem Körperfuid werden gleichzeitig qualitativ/quantitativ durch eine Kalibrierungskurve analysiert, die zuvor bezüglich der Raman- Streuspektralintensität bei jeder Meß-Wellenzahl und der Konzentration der Komponente präpariert wurde. Die Raman- Streuspektralintensität bei der Meßwellenzahl zeigt die Höhe einer Spitze des Raman-Streuspektrums an. Alternativ kann der Bereich einer Raman-Streuspektralspitze in einem Meß-Wellenzahlbereich einschließlich der Meß-Wellenzahl anstelle der Spitzenhöhe gemessen werden, um eine Qualifikation/Bestimmung vorzunehmen.
Gemäß eines zweiten Modus wird andererseits eine Körperfluidprobe mit einem Erregungslicht zum Messen der Raman- Streuspektral-Intensitätswerte bei Wellenzahlen mit exzellenten Korrelationen zwischen den Konzentrationen einer Mehrzahl von Komponenten in dem Körperfluid, die gemessen werden soll, und den Raman-Streuspektral-Intensitätswerten bei Meß-Wellenzahlen wie spezifisch für die jeweiligen Komponenten oder Raman-Streuspektral-Intensitätswerte bei einer Mehrzahl von Wellenzahlen in einem willkürlichen Wellenzahlbereich bestrahlt, wodurch gleichzeitig eine Mehrzahl von Komponenten in der Körperfluidprobe durch eine multivariate Regressionsanalyse qualitativ/quantitativ analysiert wird.
Bezüglich jeder Körperfluidkomponente, die gemessen werden soll, wird eine Wellenzahl mit einem Korrelationskoeffizienten R von zumindest 0,8, vorzugsweise zumindest 0,9, zwischen der Konzentration einer wäßrigen Einzelkomponentenlösung und dieser spezifischen Raman- Streuspektralintensität als eine Meß-Wellenzahl ausgewählt, die für die Komponente spezifisch ist. Der Korrelationskoeffizient R wird wie folgt ausgedrückt:
wenn xi die Konzentration von jedem Punkt der Körperfluidkomponente darstellt, yi die Raman-Streuspektralintensität im Hinblick auf xi darstellt, X einen Durchschnittswert der Konzentration von jedem Punkt der Körperfluidkomponente darstellt, und Y einen Durchschnittswert der Raman- Streuspektral-Intensität darstellt.
Vorzugsweise werden die Meß-Wellenzahlen oder Meß- Wellenzahlenbereiche für die jeweiligen Komponenten aus 590 bis 650 cm&supmin;¹, etwa 800 bis 860 cm&supmin;¹ und etwa 2343 bis 2402 cm&supmin;¹ für Albumin (siehe Fig. 17) ausgewählt,
von etwa 158 bis 218 cm&supmin;¹ ausgewählt, etwa 402 bis 462 cm&supmin;¹, etwa 623 bis 683 cm&supmin;¹, etwa 807 bis 867 cm&supmin;¹, etwa 822 bis 862 cm&supmin;¹, etwa 1353 bis 1413 cm&supmin;¹, etwa 1562 bis 1622 cm&supmin;¹, etwa 1847 bis 1907 cm&supmin;¹, etwa 2095 bis 2155 cm&supmin;¹, etwa 2340 bis 2400 cm&supmin;¹ und etwa 2403 bis 2463 cm&supmin;¹ für Globulin (siehe Fig. 47) ausgewählt,
aus etwa 807 bis 867 cm&supmin;¹, etwa 893 bis 953 cm&supmin;¹, etwa 1353 bis 1413 cm&supmin;¹, etwa 1562 bis 1622 cm&supmin;¹, etwa 1840 bis 1900 cm&supmin;¹, etwa 2095 bis 2155 cm&supmin;¹, etwa 2340 bis 2400 cm&supmin;¹ und etwa 2403 bis 2463 cm&supmin;¹ für Hämoglobin (siehe Fig. 48) ausgewählt,
aus etwa 200 bis 554 cm&supmin;¹, etwa 810 bis 944 cm&supmin;¹ und etwa 2590 bis 2940 cm&supmin;¹ für Glukose (siehe Fig. 19) ausgewählt,
aus etwa 799 bis 859 cm&supmin;¹, etwa 1353 bis 1413 cm&supmin;¹, etwa 1840 bis 1900 cm&supmin;¹, etwa 2347 bis 2407 cm&supmin;¹ und etwa 2907 bis 2967 cm&supmin;¹ für Lithium-Acetonacetat (siehe Fig. 45) ausgewählt,
aus etwa 1420 bis 1480 cm&supmin;¹ etwa 1557 bis 1617 cm&supmin;¹ etwa 1600 bis 1660 cm&supmin;¹ und etwa 2870 bis 2971 cm&supmin;¹ für β- Hydroxy-Buttersäure (siehe Fig. 46) ausgewählt,
aus etwa 775 bis 845 cm&supmin;¹ etwa 1050 bis 1110 cm&supmin;¹, etwa 1207 bis 1267 cm&supmin;¹ etwa 1399 bis 1459 cm&supmin;¹ 1680 bis 1740 cm&supmin;¹ und etwa 2911 bis 2971 cm&supmin;¹ für Azeton (siehe Fig. 25) ausgewählt,
aus etwa 927 bis 987 cm&supmin;¹ etwa 1233 bis 1293 cm&supmin;¹ und etwa 1586 bis 1616 cm&supmin;¹ für Ditaurobilirubin (siehe Fig. 49) ausgewählt,
als eine willkürliche Position aus 332 bis 2900 cm&supmin;¹ für Urobilin ausgewählt,
aus etwa 783 bis 843 cm&supmin;¹ und etwa 1318 bis 1378 cm&supmin;¹ für Natriumnitrit (siehe Fig. 50) ausgewählt,
aus etwa 501 bis 561 cm&supmin;¹ etwa 567 bis 627 cm&supmin;¹ etwa 978 bis 1048 cm&supmin;¹ etwa 1033 bis 1093 cm&supmin;¹ etwa 1138 bis 1198 cm&supmin;¹ und etwa 1583 bis 1643 cm&supmin;¹ für Harnstoff (siehe Fig. 21) ausgewählt,
aus etwa 640 bis 700 cm&supmin;¹ für Harnsäure (siehe Fig. 51) ausgewählt,
aus etwa 631 bis 691 cm&supmin;¹ etwa 816 bis 876 cm&supmin;¹ etwa 901 bis 961 cm&supmin;¹ etwa 1355 bis 1415 cm&supmin;¹ etwa 1562 bis 1622 cm&supmin;¹ etwa 1847 bis 1907 cm&supmin;¹ etwa 2093 bis 2153 cm&supmin;¹ etwa 2339 bis 2399 cm&supmin;¹ und etwa 2400 bis 2460 cm&supmin;¹ für Folsäure (siehe Fig. 52) ausgewählt,
aus etwa 800 bis 860 cm&supmin;¹ etwa 1673 bis 1733 cm&supmin;¹ und etwa 2919 bis 2079 cm&supmin;¹ für Ascorbinsäure (siehe Fig. 53) ausgewählt,
aus etwa 404 bis 464 cm&supmin;¹ etwa 626 bis 686 cm&supmin;¹ etwa 798 bis 858 cm&supmin;¹ etwa 860 bis 920 cm&supmin;¹ etwa 1317 bis 1377 cm&supmin;¹ etwa 1546 bis 1606 cm&supmin;¹ etwa 1834 bis 1894 cm&supmin;¹ etwa 2106 bis 2166 cm&supmin;¹ etwa 2360 bis 2420 cm&supmin;¹ und etwa 2419 bis 2479 cm&supmin;¹ für Vitamin B&sub2; (siehe Fig. 54) ausgewählt,
aus etwa 800 bis 860 cm&supmin;¹ und etwa 1563 bis 1623 cm&supmin;¹ für Kreatinmonohydrat (siehe Fig. 55) ausgewählt,
aus etwa 538 bis 598 cm&supmin;¹ 580 bis 640 cm&supmin;¹ etwa 665 bis 725 cm&supmin;¹ etwa 817 bis 877 cm&supmin;¹ etwa 868 bis 928 cm&supmin;¹ etwa 1021 bis 1081 cm&supmin;¹ etwa 1550 bis 1610 cm&supmin;¹ etwa 2868 bis 2900 cm&supmin;¹ etwa 2900 bis 2950 cm&supmin;¹ und etwa 2950 bis 2966 cm&supmin;¹ für Kreatinin (siehe Fig. 56) ausgewählt,
aus etwa 393 bis 453 cm&supmin;¹ etwa 631 bis 691 cm&supmin;¹ etwa 792 bis 852 cm&supmin;¹ etwa 868 bis 928 cm&supmin;¹ etwa 1333 bis 1393 cm&supmin;¹ etwa 1546 bis 1606 cm&supmin;¹ etwa 1834-1894 cm&supmin;¹ und etwa 2334- 2394 cm&supmin;¹ für α-Amylase (siehe Fig. 57) ausgewählt,
aus etwa 376 bis 436 cm&supmin;¹ etwa 622 bis 682 cm&supmin;¹ etwa 783 bis 843 cm&supmin;¹ etwa 868 bis 928 cm&supmin;¹ etwa 1334 bis 1394 cm&supmin;¹ etwa 1546 bis 1606 cm&supmin;¹ etwa 1834 bis 1894 cm&supmin;¹ und etwa 2665 bis 2725 cm&supmin;¹ für β-Amylase (siehe Fig. 58) ausgewählt,
aus etwa 3190 bis 3250 cm&supmin;¹ etwa 3292 bis 3350 cm&supmin;¹ und 3377 bis 3437 cm&supmin;¹ für Ammoniak (siehe Fig. 59) ausgewählt, aus etwa 404 bis 464 cm&supmin;¹ etwa 805 bis 865 cm&supmin;¹ etwa 1014 bis 1074 cm&supmin;¹ etwa 1438 bis 1498 cm&supmin;¹ und etwa 2966 bis 3026 cm&supmin;¹ für Inositol (siehe Fig. 60) ausgewählt, aus etwa 466 bis 526 cm&supmin;¹ 835 bis 895 cm&supmin;¹ etwa 1032 bis 1092 cm&supmin;¹ 1237 bis 1297 cm&supmin;¹ etwa 1332 bis 1392 cm&supmin;¹ etwa 1438 bis 1498 cm&supmin;¹ und etwa 2946 bis 3006 cm&supmin;¹ für Galactose (siehe Fig. 61) ausgewählt und
aus etwa 569 bis 629 cm&supmin;¹ etwa 772 bis 832 cm&supmin;¹ etwa 1044 bis 1106 cm&supmin;¹ etwa 1237 bis 1297 cm&supmin;¹ etwa 1438 bis 1498 cm&supmin;¹ und etwa 2966 bis 2996 cm&supmin;¹ für Fructose (siehe Fig. 62) ausgewählt.
Wenn ein Körperfluidmuster zumindest zwei der zuvor erwähnten Komponenten enthält, wird bevorzugt, die Körperfluidmuster mit Erregungslicht einer einzelnen Wellenlänge zu beleuchten, Licht zu empfangen, das vom Körperfluidmuster gestreut wurde, um das Raman-Streuspektrum zu erhalten und die entsprechenden Komponentenkonzentrationen auf Basis der spektralen Intensitätswerte in den Wellenzahlbereichen zu berechnen, die in der zuvor erwähnten Weise für die jeweiligen Komponenten eingestellt werden und einander nicht überlagern.
Eine multivariate Regressionsanalyse-Operation ist angepaßt, um eine Datenanalyse durch ein multivariates Regressionsanalyseverfahren, wie z. B. ein Hauptkomponenten- Regressionsanalyseverfahren (PCR; PCR = principal component regression) oder eine Methode der teilweise kleinsten Quadrate (PLS; PLS = partial least square), vorzunehmen. Bei der multivariaten Regressionsanalyse kann die Regressionsanalyse vorgenommen werden, während gleichzeitig eine Anzahl von Spektralintensitätswerten verwendet wird, wodurch die quantitive Analyse einer höheren Genauigkeit im Vergleich zu einer einzelnen Regressionsanalyse ermöglicht wird. Während eine multiple Regressionsanalyse am häufigsten verwendet wird, ist eine Anzahl von Proben notwendig, und die quantitative analytische Genauigkeit wird verringert, wenn die Korrelation zwischen den Spektralintensitätswerten ein jeder Wellenzahl hoch ist. Andererseits kann das PCR-Verfahren, das die multivariate Regressionsanalyse ist, Spektralintensitätswerte bei einer Mehrzahl von Wellenzahlbereichen auf Hauptkomponenten, die zueinander irrelevant sind und unnötige Lärmdaten eliminieren, intensivieren, wodurch eine hochquantitative analytische Genauigkeit erhalten werden kann. Ferner kann das PLS-Verfahren auch Daten von Probenkonzentrationen bei einer Extraktion von Hauptkomponenten verwenden, wodurch eine hochquantitative analytische Genauigkeit ähnlich der des PCR-Verfahrens erhalten werden kann. "Tahenryo Kaiseki" (durch Kazuo Nakatani, Shinyo-Sha, Japan) kann als multivariate Regressionsanalyse bezeichnet werden.
Um aus den Spektren, die auf komplizierte Weise aufgrund der verschiedenen Fluktuationsfaktoren fluktuieren, notwendige Informationen zu ziehen, ist eine Datenverarbeitung durch einem Computer höchst nützlich. Typische Verarbeitungsverfahren sind in einer Verarbeitungssoftware gespeichert, die in einer im Handel erhältlichen Vorrichtung im nahen Infrarot oder dergleichen vorgesehen ist. Ein Beispiel einer solchen im Handel erhältlichen Software ist "Unscramber" von der COMO Company. Typische Verarbeitungsverfahren sind die zuvor erwähnte multiple Regressionsanalyse, PLS, die Hauptkomponenten-Regressionsanalyse etc.
Große Ströme der Datenverarbeitung, die bei der quantitativen Analyse angewendet werden, sind (1) eine Bildung eines Kalibrierungsmodells, (2) eine Evaluierung des Kalibrierungsmodells und (3) eine Bestimmung einer unbekannten Probe.
Um die Kalibrierung auszuführen, ist es notwendig, eine angemessene Anzahl von Proben zum Bilden einer Kalibrierungskurve bei ausreichender Genauigkeit zu messen. Die erhaltenen Spektren werden bei Bedarf Vorverfahren unterzogen. Typische Vorverfahren sind Glättung, Differenzierung und Standardisierung der Spektren, die allgemeine Verfahren sind.
Die Kalibrierung ist die Verarbeitung von konstruierenden mathematischen Vergleichsausdrücken zwischen Spektraldaten und analytischen Werten von Zieleigenschaften, d. h. Modellen. Die Bildung von Modellen wird durch eine statistische Technik durch Verwenden von analytischen Werten von Proben zum Bilden einer Kalibrierungskurve und Spektraldaten ausgeführt. Um die Genauigkeit der Prädiktion der präparierten Kalibrierungskurve im Hinblick auf eine unbekannte Probe korrekt zu evaluieren, werden Meßfehler im Hinblick auf die unbekannte Probe durch eine Evaluierungsprobe erhalten. Wenn die Genauigkeit der Kalibrierungskurve als unzureichend befunden wird, werden der Typ des Verarbeitungsverfahren oder der Parameter bei Bedarf verändert, um die Kalibrierungskurve zu korrigieren.
Eine Kalibrierungskurve, die als eine ausreichende Genauigkeit aufweisend erkannt wird, wird als ein Vergleichsausdruck zum Prognostizieren der Werte der Zieleigenschaften aus den Spektraldaten bei der Analyse der unbekannten Probe verwendet, um zur Bestimmung der unbekannten Probenkonzentration verwendet zu werden.
Fig. 1 stellt ein allgemeines Verfahren der multivariaten Regressionsanalyse als ein Flußdiagramm dar. Die Raman- Streuspektral-Messung einer Probe (mit bekannten analytischen Werten) zum Präparieren einer Kalibrierungskurve wird ausgeführt, und Vorverfahren, wie z. B. Glättung und Standardisierung, werden bei Bedarf ausgeführt, um danach ein Kalibrierungsmodell aus den erhaltenen Raman- Streuspektraldaten (Raman-Streuspektralintensität bei jeder Wellenzahl) durch Ausführen der Kalibrierung durch die multivariate Regressionsanalyse zu bilden.
Dann wird die Raman-Streuspektralmessung einer Evaluierungsprobe (mit den bekannten analytischen Werten) zum Evaluieren dieses Kalibrierungsmodells ausgeführt, und Vorverfahren, wie z. B. Glättung und Standardisierung, werden bei Bedarf ausgeführt, um danach die erhaltenen Raman- Streuspektraldaten im Kalibrierungsmodell zu ersetzen und einen gemessenen Wert der Evaluierungsprobe und einen berechneten Wert aus dem Kalibrierungsmodell miteinander zu vergleichen, wodurch die Genauigkeit des Kalibrierungsmodells evaluiert wird. Das Verfahren kehrt zu den Stufen der Spektralmessung der Probe zum Präparieren einer Kalibrierungskurve, den Vorverfahren und dem Bilden eines Kalibrierungsmodells zum Korrigieren des Kalibrierungsmodells und dem Wiederholen der Evaluierung durch die Raman- Streuspektraldaten der Evaluierungsprobe zurück, wenn die Genauigkeit unzureichend ist. Wenn befunden wird, daß eine ausreichende Genauigkeit erhalten wurde, werden auf der anderen Seite Raman-Streuspektraldaten, die durch die Raman- Streuspektralmessung einer unbekannten Probe (mit den bekannten analytischen Werten) erhalten wurden, bei diesem Kalibrierungsmodell zum Berechnen der Konzentration ausgetauscht.
Die vorliegende Erfindung wird als eine Technik eines klinischen Tests mit einem Muster eines Körperfluids, wie z. B. Urin oder Blut, verwendet. Albumin und Globulin dienen als Indizes eines Nephrose-Syndroms und einer Glomerulonephritis, Hämoglobin dient als ein Index für eine Entzündung des Harntraktsystems oder einen Tumors, Glukose dient als ein Index für Diabetes-Mellitus, Lithium-Acetacetat, β- Hydroxy-Buttersäure und Azeton dienen als Indizes für Ketose, Bilirubin dient als ein Index für ein Leber- /Gallenleiden, Urobilinogen dient als ein Index für ein Leber-/Gallenleiden oder ein Hämolyseleiden bzw. Natriumnitrit dient als ein Index für den Mikrobismus eines Harnwegesystems.
Ein intraurinärer Harnstoff ist zum Erkennen eines internen Proteinmetabolismus, einer Leber-/Nierenfunktion nützlich, und eine Sthenie des Körperproteinkatobolismus oder die Einnahme eines Medikaments, wie z. B. Chinin, ist denkbar, wenn derselbe erhöht ist, während eine Leberparenchymerkrankung oder Niereninsuffizienz erkannt wird, wenn derselbe verringert ist. Man hat herausgefunden, daß die Menge des intraurinären Harnstoffs als ein Index für das spezifische Gewicht von Urin dient ("Shintei Rinsho-Kensa Kenshu Handbook 3" durch Nozomu Kosakai, Yakuji-Nippo-Sha, Japan). Ein osmotischer Druck, ein Brechungsindex und das spezifische Gewicht von Urin sind bezüglich der Korrelation im allgemeinen exzellent, und die Bestimmung derselben wird durch das spezifische Gewicht ersetzt ("Rinsho Kensaho Teiyo" von Masamitsu Kanal, Kinbara Shuppan Kabushiki Kaisha, Japan). Ferner dient Harnsäure als ein Index für Harnstein und Hyperurikämie, Folsäure dient als ein Index für ein Malabsorptionssyndrom oder einen bösartigen Tumor nach einer Gastrotomie oder Enterotomie, Kreatin dient als ein Index für eine steroid-myopathische Krise, Kreatinin dient als ein Index für Myopathie oder Nephropathie, und Ammoniak dient jeweils als Index für einen Dysbolismus oder eine kritische Hepatopathie.
Da Bilirubin in Wasser unlöslich ist, wurde bei den Experimenten Ditaurobilirubin verwendet. Ditaurobilirubin ist ein Taurin-Konjugations-Bilirubin, bei dem zwei Karbonylgruppen in einer gemeinsamen Grundkette mit Taurin dehydrationsgebunden sind. Im Vergleich zu einem SERS-Spektrum (SERS = surface reinforced Raman spectroscopy = oberflächenverstärkte Raman-Spektroskopie) des Bilirubins, das durch You- Zing Hsieh et al. (Langmuir 1987, 3, 1141-1146) vorgenommen wurde, wird dieses Mal ein Raman-Spektrum in im wesentlichen identischer Weise erhalten, außer daß eine Spitze von etwa 690,065 cm&supmin;¹ und jene anderen als die identischen als Spitzen betrachtet werden können, die aus dem Bilirubin abgeleitet werden. Ferner, da eine Spitze von etwa 957,5 cm&supmin;¹, was eine CH&sub2;-Schwingvibration zu sein scheint, eine Vibration von CH&sub2; eines Taurinteils umfaßt, ist vorhersehbar, daß die relative Intensität von Bilirubin etwas geringer ist.
Im Vergleich zu Urobilin, ist Urobilinogen so instabil, daß dasselbe ohne weiteres durch Luftoxidation in Urobilin verwandelt werden kann, und daher wurde die Messung mit Urobilin vorgenommen. Beim Urobilin wird eines von -NH- eines Urobilinogens oxidiert, um -N= zu sein. Die Spitzenpositionen dieses -NH- sind 3530 bis 3480 cm&supmin;¹ und werden durch Überlagerung mit der Position einer O-H-Streckschwingung (3650 bis 3400 cm&supmin;¹) von Wasser, das ein Lösemittel ist, verborgen, und daher ist vorhersehbar, daß die Spektren derselben im wesentlichen miteinander identisch sind.
Es ist denkbar, daß die Spitzen von Albumin von etwa 2372,8 cm&supmin;¹ aus der NH&spplus;-Streckschwingung resultieren.
Bezüglich des Globulins ist denkbar, daß die Spitzen von etwa 188,232 cm&supmin;¹ und 423,919 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CCC resultieren, jene von etwa 653,937 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; oder CH resultieren, jene von etwa 837 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; resultieren, jene von etwa 852 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2;CH resultieren, jene von etwa 1383,49 aus der Schwingung von Amid III resultieren, jene von etwa 1592,41 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von Amid II resultieren, jene von etwa 1877,64 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; resultieren, jene von etwa 2125,39 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CC resultieren, jene von etwa 2370 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von NH&spplus; resultieren und jene von etwa 2433 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von SH resultieren.
Bezüglich des Hämoglobins ist denkbar, daß die Spitzen von etwa 837 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; resultieren, jene von etwa 923,373 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub3; resultieren, jene von etwa 1383,49 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von Amid III resultieren, jene von etwa 1592,41 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von Amid II resultieren, jene von etwa 1870,82 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; resultieren, jene von etwa 2125,39 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CC resultieren, jene von etwa 2370 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von NH&spplus; resultieren und jene von etwa 2433 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von SH resultieren. Ein Spektrum von Oxyhämoglobin durch Resonanz- Raman-Spektroskopie wird in "Raman Spectroscopy" (durch P. R. Carey) beschrieben und daher wurde auf dasselbe Bezug genommen.
Bezüglich der D-Glukose ist denkbar, daß die Spitzen von etwa 405 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CCO resultieren, jene von etwa 524 cm&supmin;¹ eine Grundkettenschwingung sind, jene von etwa 648 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CC resultieren, jene von etwa 749 cm&supmin;¹ und 840 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH resultieren, jene von etwa 914 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH und COH resultieren, jene von etwa 1054 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH resultieren, jene von etwa 1076 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH und COH resultieren, jene von etwa 1276 cm&supmin;¹ und 1346 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von COH resultieren, jene von etwa 1426 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; resultieren, jene von etwa 1640 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von HOH resultieren und jene von etwa 2900 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH und CH&sub2; resultieren.
Bezüglich des Lithium-Acetacetats ist denkbar, die Spitzen von etwa 829,379 cm&supmin;¹, von etwa 1383,49 cm&supmin;¹ und 1870,82 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; resultieren und jene von etwa 2937 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub3; und CH&sub2; resultieren.
Bezüglich der β-Hydroxy-Buttersäure ist denkbar, daß die Spitzen von etwa 1450,98 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; und der Schwingung von CO&sub2; resultieren, und jene von etwa 1587,69 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CO&sub2; resultieren, jene von etwa 1630 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CO resultieren, jene von etwa 2900 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; resultieren und jene von etwa 2959 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub3; resultieren.
Bezüglich des Azetons ist denkbar, daß jene Spitzen von etwa 805 cm&supmin;¹, von etwa 1080 cm&supmin;¹, von etwa 1429 cm und von etwa 2940 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub3; resultieren, jene von etwa 1237 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub3;C resultieren, und jene von etwa 1710 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CO resultieren.
Bezüglich des Ditrauro-Bilirubins ist denkbar, daß die Spitzen von etwa 690,065 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CC resultieren, jene von etwa 957,5 cm&supmin;¹ und von etwa 1458,88 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; resultieren, jene von etwa 1263,96 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CH&sub2; und der Schwingung von CO resultieren, jene von etwa 1616,29 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CC und der Schwingung von CO resultieren.
Es wurde keine Raman-Spitze in Relation zu Urobilin erhalten, da die Fluoreszenz, die an sich vorgesehen ist, stark war.
Bezüglich des Natriumnitrits ist denkbar, daß die Spitzen von etwa 813 cm&supmin;¹ und von etwa 1339,5 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von NO resultieren.
Bezüglich des Harnstoffs ist denkbar, die Spitzen von etwa 531,939 cm&supmin;¹, von etwa 1008 cm&supmin;¹ und von etwa 1168,35 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CN resultieren, jene von etwa 597,248 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CO und jene von etwa 1613,67 cm&supmin;¹ aus der Schwingung von CO und NH&sub2; resultieren.
Wenn das Urin als eine Probe gemessen wird, ist es möglich, die Harnkomponentenkonzentrationen, die mit der Urinmenge durch Standardisierung von anderen Urinkomponenten unter Bezugnahme auf die Konzentration des Kreatinins mit einer konstanten Exkretmenge pro Zeiteinheit variieren, zu korrigieren.
Gemäß der vorliegenden Erfindung ist es möglich, eine Probe ohne Mediationsreaktion, wie z. B. die Enzymreaktion oder chemische Reaktion oder Zwischenreaktion, direkt zu bestimmen. Da kein Reagens verwendet wird, werden kaum Einflüsse durch koexistierende Substanzen ausgeübt, und Fehler im Anschluß an die Reaktion können eliminiert werden. Es ist keine Operation, wie z. B. eine Reaktion zwischen Probenahme und Messung erforderlich, wodurch die Messung einfach und schnell ausgeführt werden kann.
Die vorliegende Erfindung ist auch zum Erfassen einer kleinen Veränderung oder von Komponenten von kleinen Mengen aufgrund ihrer hohen Sensitivität wirksam. Daher ist die vorliegende Erfindung für die Anwendung bei qualitativen und quantitativen Tests von intraurinärem Mikroprotein geeignet.
Gemäß der vorliegenden Erfindung ist es möglich, die Komponenten in einem Körperfluid quantitativ zu analysieren, indem Intensitätswerte von angemessenen Wellenzahlpositionen bezüglich einer Mehrzahl von Körperfluidkomponenten, die aus Spektren, die durch die Bestrahlung einer Körperfluidprobe mit Erregungslicht gemessen werden soll, erhalten werden, wodurch Verbrauchsartikel, wie z. B. Testpapiere und Reagenzien nicht notwendig sind und nach der Verwendung kein Entsorgungsproblem entsteht.
Auch wenn in dem Körperfluid eine Interferenz durch andere Komponenten vorhanden ist, kann eine Mehrzahl von Komponenten in dem Körperfluid gleichzeitig qualitativ/quantitativ durch Nutzung einer Technik, wie z. B. der multivariaten Regressionsanalyse, analysiert werden.
Die vorhergehenden und weiteren Aufgaben, Merkmale, Aspekte und Vorteile der vorliegenden Erfindung werden anhand der folgenden ausführlichen Beschreibung der vorliegenden Erfindung in Verbindung mit den beigefügten Zeichnungen besser verständlich.
Fig. 1 ist ein Flußdiagramm, das Schritte von der Spektrumsmessung zur Konzentrationsbestimmung bei Anwendung einer multivariaten Regressionsanalyse zeigt;
Fig. 2 ist ein Blockdiagramm, das eine Meßvorrichtung zum Ausführen der vorliegenden Erfindung schematisch zeigt;
Fig. 3 ist ein Anordnungsdiagramm, das eine Meßvorrichtung zeigt, die ein holographisches Kerbfilter als eine Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils zum Empfangen von Ziellicht in einer Richtung von 180º zum Erregungslicht im Hinblick auf eine Probe verwendet;
Fig. 4 ist ein Anordnungsdiagramm, das eine Meßvorrichtung zeigt, die ein holographisches Kerbfilter als Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils zum Empfangen von Ziellicht in einer Richtung von 90º zum Erregungslicht im Hinblick auf eine Probe verwendet;
Fig. 5A ist ein Anordnungsdiagramm, das eine Meßvorrichtung zeigt, die einen holographischen Strahlteiler als Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils zum Empfangen von Ziellicht in einer Richtung von 180º zum Erregungslicht im Hinblick auf die Probe verwendet;
Fig. 5B ist eine schematische Querschnittsansicht, die das holographische Strahlteiler-Teil in Fig. 5A zeigt;
Fig. 6A ist ein Anordnungsdiagramm, daß eine Meßvorrichtung zeigt, die ein Bandpaßfilter als Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils zum Empfangen von Ziellicht in einer Richtung von 90º zum Erregungslicht im Hinblick auf eine Probe verwendet;
Fig. 6B ist eine schematische Querschnittsansicht, die ein Bandpaßfilterteil zeigt;
Fig. 7 ist ein Anordnungsdiagramm, das eine Meßvorrichtung zeigt, die ein Bandpaßfilter als Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils zum Empfangen von Ziellicht in einer Richtung von 180º zum Erregungslicht im Hinblick auf die Probe verwendet;
Fig. 8 ist eine perspektivische Ansicht, die Wege zum Einführen und Entladen einer Zielsubstanz im Falle einer Verwendung einer Flußzelle zeigt;
Fig. 9A und 9B zeigen Lichtstreuungsspektren, die durch wäßrige Albuminproben bei Anwendung von Erregungsstrahlen von 682,8 nm und 514,5 nm Wellenlänge, die jeweils aus einer He-Ne-Lasereinheit und einer Ar- Lasereinheit emittiert werden, erhalten wurden;
Fig. 10A und 10B stellen jeweils die Korrelationen zwischen der Spektralintensität einer Position einer Verschiebungswellenzahl von 829 cm&supmin;¹ und dem Gebiet im Bereich der Verschiebungswellenzahlen von 256 bis 1620 cm&supmin;¹ im Lichtstreuungsspektrum, das in Fig. 9A gezeigt ist, dar.
Fig. 11A und 11B stellen die Lichtstreuungsspektren dar, die aus wäßrigen γ-Globulinproben bei. Anwendung von Erregungsstrahlen von 632,8 nm und 514 nm Wellenlänge, die aus einer He-Ne-Lasereinheit und einer Ar-Lasereinheit jeweils emittiert werden, erhalten werden;
Fig. 12A bis 12F stellen jeweils die Korrelationen zwischen den Spektralintensitätspegeln bei Positionen der Verschiebungswellenzahlen von 837,257 cm&supmin;¹ 1383,49 cm&supmin;¹ 1592 cm&supmin;¹ 1877 cm&supmin;¹, 2125 cm&supmin;¹ und 2370 cm&supmin;¹ und γ-Globulin-Konzentrationen in Proben im Lichtstreuungsspektrum von Fig. 11A dar.
Fig. 13A und 13B stellen jeweils Lichtstreuungsspektren dar, die durch wäßrige Hämoglobinlösungen bei Anwendung von Erregungsstrahlen von 632,8 nm und 514,5 nm Wellenlänge, die aus einer He-Ne-Lasereinheit und einer Ar-Lasereinheit emittiert werden, erhalten werden;
Fig. 14A bis 14C stellen jeweils die Korrelationen zwischen den Spektralintensitätspegeln bei Positionen der Verschiebungswellenzahlen von 1870 cm&supmin;¹, 2125 cm&supmin;¹ und 2370 cm&supmin;¹ und Hämoglobinkonzentrationen in Proben im Lichtstreuungsspektrum von Fig. 13A dar;
Fig. 15 stellt das Raman-Spektrum von normalem Urin dar;
Fig. 16 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Albuminmenge in normalem Urin um etwa 15 mg/ml präpariert wurde,
Fig. 17 stellt die Korrelation zwischen der Albuminkonzentration im Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 2370,75 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 18 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern des Glukosemenge in normalem Urin durch eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 19 stellt die Korrelationen zwischen Glukosekonzentrationen in Urin und Raman- Streulichtintensitätspegeln bei Wellenzahlen von 0 bis 4000 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 20 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Harnstoffmenge in normalem Urin durch etwa 300 mg/ml präpariert wurde;
Fig. 21 stellt die Korrelation zwischen der Harnstoffkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 1008 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 22 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern des Azetonmenge in normalem Urin, um etwa 60% (V/V) zu betragen, präpariert wurde;
Fig. 23 stellt die Korrelation zwischen der Azetonkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 1080 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 24 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Azetonmenge in normalem Urin, um 37,5% (V/V) zu betragen, präpariert wurde;
Fig. 25 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Mengen von Azeton, Harnstoff und Glukose in normalem Urin präpariert wurde, um 17% (V/V), 25 mg/ml bzw. 416 ug/ml zu betragen;
Fig. 26 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Menge von Azeton, Harnstoff und Glukose in normalem Urin präpariert wurde, um jeweils 17% (V/V), 50 mg/ml und 1,17 mg/ml zu betragen;
Fig. 27 stellt die Korrelation zwischen der Harnstoffkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 1008 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 28 stellt die Korrelation zwischen der Harnstoffkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 1063 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 29 stellt die Korrelation zwischen der Harnstoffkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 1168 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 30 stellt die Korrelation zwischen der Harnstoffkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 531 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 31 stellt die Korrelation zwischen der Harnstoffkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 597 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 32 stellt die Korrelation zwischen der Harnstoffkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 1613 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 33 stellt die Korrelation zwischen der Azetonkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 805 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 34 stellt die Korrelation zwischen der Azetonkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 1237 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 35 stellt die Korrelation zwischen der Azetonkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 1429 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 36 stellt die Korrelation zwischen der Azetonkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 2941 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 37 stellt die Korrelation zwischen der Glukosekonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 2924 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 38 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Mengen von Albumin und Lithium-Acetacetat in normalem Urin um etwa 0,66 mg/ml bzw. 1,4 mg/ml präpariert wurde;
Fig. 39 stellt die Korrelation zwischen der Albuminkonzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 620 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 40 stellt die Korrelation zwischen der Lithium- Acetacetat-Konzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 829 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 41 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Mengen von Urobilin und Di- Tauro-Bilirubin in normalem Urin um etwa 0,13 mg/ml bzw. etwa 0,286 mg/ml präpariert wurde;
Fig. 42 stellt die Korrelation zwischen der Urobilin- Konzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 2370 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 43 stellt die Korrelation zwischen der Di-Tauro- Bilirubin-Konzentration in Urin und der Raman- Streulichtintensität bei einer Wellenzahl von 1263 cm&supmin;¹ dar;
Fig. 44 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Menge von Lithium-Acetacetat in normalem Urin um 13,3 mg/ml präpariert wurde;
Fig. 45 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Menge von β-Hydroxy- Buttersäure in normalem Urin präpariert wurde, um 16% (V/V) zu betragen;
Fig. 46 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Globulinmenge in normalem Urin um 30 mg/ml präpariert wurde;
Fig. 47 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Hämoglobinmenge in normalem Urin um 30 mg/ml präpariert wurde;
Fig. 48 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Di-Tauro-Bilirubinmenge in normalem Urin um 0,3 mg/ml präpariert wurde;
Fig. 49 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Natriumnitritmenge in normalem Urin um 55,28 mg/ml präpariert wurde;
Fig. 50 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Harnsäuremenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 51 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Folsäuremenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 52 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der L-Ascorbinsäuremenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 53 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Vitamin-B&sub2;-Menge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 54 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Kreatin-Monohydratmenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 55 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Kreatininmenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 56 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der α-Amylasemenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 57 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der β-Amylasemenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 58 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Ammoniakmenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde, um 25% (V/V) zu betragen;
Fig. 59 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Inositolmenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 60 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Galactosemenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 61 stellt das Raman-Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern der Fructosemenge in destilliertem Wasser um eine Sättigungsmenge präpariert wurde;
Fig. 62 stellt gemessene Wellenzahlen in Komponenten in Körperfluids dar; und
Fig. 63 zeigt Korrelationsdiagramme von Werten einer Mehrzahl von Komponenten in Urin, die durch die multivariate Regressionsanalyse und die gemessenen Werte berechnet wurden.
Einige Beispiele von Meßvorrichtungen zum Ausführen des erfindungsgemäßen Meßverfahrens sind in Fig. 2 bis 7 gezeigt.
Fig. 2 stellt schematisch die Meßvorrichtung dar, die ein Erregungslichtquellenteil 2, das mit einer Erregungslichtquelle und einem Strahlteiler versehen ist, der einen Strahl von der Erregungslichtquelle in einen Probestrahl und einen Korrekturstrahl teilt, ein Probenteil 4 zum Bestrahlen einer Probe mit dem Probestrahl, ein optisches Zieleinstellungsteil 6, das mit einem Filter zum Entfernen der gleichen Wellenlängenkomponente wie das Erregungslicht vom Streulicht versehen ist, das aus der Probe erzeugt wird, die mit dem Probestrahl und dem Auswählziellicht bestrahlt wird, das ein Fluoreszenz- und ein Raman-Streulicht umfaßt, und ein optisches System zum Einstellen von Strahlen, ein optisches Korrektureinstellteil 8 zum Einstellen des Korrekturstrahls, der durch einen Halbspiegel im Erregungslichtquellenteil 2 geteilt wird, eine Strahlenkombinierungseinrichtung 10 zum Anordnen eines Strahls, der vom optischen Zieleinstellungsteil 6 ausgeht, und des Korrekturstrahls, der vom optischen Korrektureinstellungsteil 8 auf derselben optischen Achse ausgeht, ein spektrales Verarbeitungsteil 12, das mit einem Spektroskop zum Teilen eines Strahls versehen ist, der aus der Strahlkombinierungseinrichtung 10 in seine Spektralkomponenten ausgeht, und einen Detektor zum Erfassen von Spektrallicht, das durch das Spektroskop geteilt wird, und ein Datenverarbeitungsteil 14 mit einer Funktion zum Korrigieren der Ziellichtintensität auf Basis der erfaßten Intensität des Erregungslichtkomponente in den Spektren, die durch den Detektor des Spektralverarbeitungsteils 12 erfaßt wurden, aufweist.
Der Korrekturstrahl ist angepaßt, um die Fluktuation der Lichtemissionsintensität der Lichtquelle zu korrigieren, und der Strahlteiler, der im Erregungslichtquellenteil 2 vorgesehen ist, das optische Korrektureinstellungsteil 8 und die Strahlkombinierungseinrichtung 10 sind unnötig, wenn eine solche Korrektur nicht ausgeführt wird.
Das Filter, das im optischen Zieleinstellungsteil 6 vorgesehen ist, ist vorzugsweise ein beliebiges eines holographischen Kerbfilters, das die Erregungslichtwellenlänge in seinem Kerbbereich umfaßt, ein Schneidefilter, das die Erregungslichtwellenlänge und eine kürzere Wellenlängenseite derselben abschirmt, ein Bandpaßfilter, das Charakteristika zum Entfernen durch Übertragen der Erregungslicht- Wellenlängenkomponente und Reflektieren einer Ziellichtkomponente aufweist, und ein holographischer Strahlteiler, der die Erregungslichtwellenlänge durch Übertragen oder Reflexion entfernt.
Das Spektralverarbeitungsteil 12 ist vorzugsweise ein Polychrometer, das einen Multikanal-Lichtdetektor zum gleichzeitigen Erfassen von Wellenlängenbereichen, die gemessen werden sollen, aufweist.
Wenn das Spektralverarbeitungsteil 12 ein Polychrometer ist, ist es möglich, die Wellenlängenbereiche, die gemessen werden sollen, gleichzeitig zu erfassen, d. h. ein Ziellichtspektrum eines vorbeschriebenen Bereichs und das Erregungslicht gleichzeitig zu erfassen. Folglich wird keine Differenz zwischen den Erfassungszeiten der jeweiligen Wellenlänge des Ziellichts und des Erregungslichts bewirkt. Wenn die Differenz zwischen den Erfassungszeiten der jeweiligen Wellenlängen des Ziellichts und des Erregungslichts erlaubt wird, können ein Spektroskop des Wellenlängen- Abtasttyps und ein Einzelkanal-Lichtdetektor als Spektralverarbeitungsteil 12 zusammengesetzt sein, um die Wellenlängenbereiche, die gemessen werden sollen, nacheinander zu erfassen.
Das holographische Kerbfilter ist angepaßt, um nur einen gewünschten Wellenlängenbereich abzuschirmen, während das Wellenlängenlicht von anderen Bereichen übertragen wird. Wenn ein Filter, das so eingestellt ist, daß die Erregungslichtwellenlänge im abgeschirmten Bereich (Kerbbereich) enthalten ist, verwendet wird, umfaßt ein Strahl, der aus dem optischen Zieleinstellungsteil 6 herausgeht, nur die Ziellichtkomponente ohne eine Erregungslichtkomponente. Andererseits umfaßt der Korrekturstrahl nur das Erregungslicht aus der Lichtquelle und durchläuft keine Probe, wodurch derselbe eine Intensitätsfluktuation von der Lichtquelle bezüglich der Genauigkeit unabhängig von einer Probe ausdrückt.
Fig. 3 bis 7 zeigen konkrete Beispiele, die das Blockdiagramm von Fig. 2 ausführlich ausdrücken.
Fig. 3 stellt ein Ausführungsbeispiel dar, das ein holographisches Kerbfilter, das eine Erregungslicht-Wellenlänge in seinem Kerbbereich umfaßt, oder ein Schneidfilter, das die Erregungslicht-Wellenlänge oder eine kürzere Wellenlängenseite derselben als Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils 6 abschirmt, verwendet zum Empfangen von Ziellicht in einer Richtung von 180º zur Erregungslichtquelle im Hinblick auf eine Probe. Eine Lichtquelle 22 ist auf einem Erregungslichtqzellenteil 2 vorgesehen, und ein Halbspiegel 26 ist als ein Strahlteiler zum Teilen des Erregungslichts von der Lichtquelle 22 in einen Probestrahl 20s und einen Korrekturstrahl 20r angeordnet. Die Lichtquelle 22 kann z. B. durch eine Lasereinheit gebildet sein. Die Lasereinheit kann aus Lasereinheiten von breiten Wellenlängenbereichen über Bereiche im nahen Ultraviolett oder Infrarot, wie z. B. eine kontinuierlich oszillierende Ar- Ionen-Lasereinheit, eine Kr-Ionenlasereinheit, eine He-Ne- Lasereinheit, eine He-Cd-Lasereinheit, eine Nd : YAG- Lasereinheit, eine Halbleiter-Lasereinheit und eine Pulslasereinheit, ausgewählt werden. Alternativ kann eine Lichtquelle, die Multi-Wellenlängenlicht, wie z. B. eine Halogenlampe, erzeugt, mit einer Wellenlängenauswähleinrichtung kombiniert werden, wie z. B. einem Spektroskop, um als Lichtquelle außer der Lasereinheit verwendet zu werden.
Um den Probestrahl 20s auf einer Probe 5 eines Probenteils 4 zu konvergieren, werden eine Lichtquellen-Kondensorlinse 24 und eine Konvergenzlinse 28 im Erregungslichtquellen- Teil 2 auf beiden Seiten des Halbspiegels 2 angeordnet. Die Probe 5 wird in einer Zelle gespeichert und im Probeteil 4 eingestellt.
Der Probestrahl 20s aus dem Erregungslicht-Quellenteil 2 wird durch einen Halbspiegel 32 reflektiert, der im optischen Zieleinstellungsteil 6 angeordnet ist, und an der Probe 5 des Probenteils 4 angelegt. Das optische Zieleinstellungsteil 6 ist mit einer Kondensorlinsen 34 und 36 versehen, um das gestreute Licht von der Probe 5 zu konvergieren, das durch den Halbspiegel 32 auf einem Einlaßschlitz 50 eines Spektroskops übertragen wird. Ein holographisches Kerbfilter 38, das eingestellt ist, um die Wellenlänge des Erregungslichts in seinem Kerbbereich zu umfassen, ist auf dem optischen Zieleinstellungsteil 6 zwischen den Kondensorlinsen 34 und 36 als ein Filter zum Entfernen der gleichen Wellenlängenkomponente wie das Erregungslicht und zum Auswählen des Ziellichts angeordnet. Ein solches holographisches Kerbfilter ist z. B. bei Kaiser Optical Systems Inc. USA, erhältlich. Das holographische Kerbfilter 38 weist Charakteristika zum vollständigen Abschirmen des Wellenlängenlichts, das im Kerbbereich enthalten ist, und zum Übertragen von zumindest 80% des Lichts eines Wellenlängenbereichs außer dem Kerbbereich auf.
Ein Halbspiegel 40 ist zwischen der Kondensorlinse 36 des optischen Zieleinstellungsteils 6 und dem Einlaßschlitz 50 des Spektroskops als eine Strahlkombiniereinrichtung angeordnet, so daß das Ziellicht durch den Halbspiegel 40 übertragen wird und auf ein Spektroskop 52 auffällt.
Ein optisches Korrektureinstellungsteil 8 ist zum Leiten des Korrekturstrahls 20r eingestellt, der durch den Halbspiegel 26 im Erregungslichtquellenteil 2 zum Halbspiegel 40 der Strahlenkombiniereinrichtung geteilt wird, und ein Extinktionsfilter 42 zum Dämpfen der Lichtquantität, ein Bandpaßfilter 46 zum Abschirmen des Wellenlängenlichts, das im Halbspiegel 26 des Erregungslichtquellenteils 2 zum Abschirmen einer Seitenbande von einem Laserstrahl erzeugt wird, wenn die Lichtquelle 22 eine Lasereinheit ist, und ein Spiegel 44 zum Biegen eines optischen Wegs sind auf dem optischen Korrektureinstellteil 8 angeordnet. Der Korrekturstrahl 20r, der durch den Einlaßschlitz 50 durch das optischen Korrektureinstellteil 8 durch den Halbspiegel 40 geleitet wird, wird auf dem Einlaßschlitz 50 durch die Lichtquellen-Kondensorlinse 24 konvergiert.
Das Ziellicht, das aus dem optischen Zieleinstellungsteil 6 herausgeht, und der Korrekturstrahl 20r, der vom optischen Korrektureinstellungsteil 8 geleitet wird, werden auf die gleiche optische Achse im Halbspiegel 40 geleitet, und zum Spektroskop 52 eines spektralen Verarbeitungsteils 12 durch den Einlaßschlitz 50 geleitet. Das Spektroskop 52 ist ein Polychrometer, das ein Diffraktionsgitter 54 zum Trennen des einfallenden Lichts in seine spektralen Komponenten und einen Multikanal-Lichtdetektor 56 umfaßt, der mit einer Mehrzahl von Lichtdetektor-Elementen entlang einer Dispersionsrichtung des Diffraktionsgitters 54 versehen ist, um gleichzeitig die spektralen Lichtkomponenten zu erfassen, die durch das Diffraktionsgitter 54 über einen vorbeschriebenen Wellenlängenbereich getrennt werden. Während das Diffraktionsgitter 54, das in Fig. 3 gezeigt ist, ein konkaves Diffraktionsgitter ist, kann alternativ ein Spektroskop, das als Czerny-Turner-Spektroskop bezeichnet wird, das ein ebenes Diffraktionsgitter mit einem sphärischen Spiegel, oder das ein Diffraktionsgitter des Übertragungstyps verwendet, verwendet werden. Das Bezugszeichen 60 bezeichnet ein arithmetisches Verarbeitungssteuerteil zum Steuern der Operationen der jeweiligen Teile und Verarbeitungssignale, die durch den Lichtdetektor 56 erfaßt werden. Dieses arithmetische Verarbeitungssteuerteil 60 umfaßt auch eine Funktion, die als Datenverarbeitungsteil dient, das die erfaßte Intensität des Ziellichts auf der Basis der Intensität der Erregungslichtkomponente unter den vom Lichtdetektor 56 erfaßten Spektren zum Berechnen eines Raman-Streuspektrums korrigiert, bei dem die Fluktuation der Lichtquelle korrigiert wird und eine Qualifikation und Bestimmung der Probe anhand der Ziellichtintensität ausgeführt wird. Das Bezugszeichen 63 bezeichnet eine Ausgabeeinheit, wie z. B. einen Druckeroder eine Anzeige, die Daten, die im arithmetischen Verarbeitungssteuerteil 60 verarbeitet wurden, ausgeben.
Bei dem in Fig. 3 gezeigten Ausführungsbeispiel kann das holographische Kerbfilter 38 durch ein scharfes Schneidfilter ersetzt werden, das scharfe Wellenlängencharakteristika aufweist, wobei die Erregungslicht-Wellenlänge und eine kürzere Wellenlängenseite derselben abschirmt werden.
Bei der Beschreibung der Operationen dieses Ausführungsbeispiels wird der Probestrahl 20s aus dem Lichtquellenteil 2 durch den Halbspiegel 32, der auf dem optischen Zieleinstellungsteil 6 angeordnet ist, reflektiert und auf die Probe 5 des Probeteils 4 angelegt. Das Streulicht von der Probe 5 wird durch das optische Zieleinstellungsteil 6 geleitet, so daß die gleiche Wellenlängenkomponente wie das Erregungslicht entfernt wird und auf das Spektroskop 52 vom Einlaßschlitz 50 durch den Halbspiegel 40 auffällt. Andererseits wird der Korrekturstrahl 20r, der durch den Halbspiegel 26 im Erregungslichtquellenteil 2 geteilt wird, durch das optische Korrektureinstellungsteil 8 geleitet, so daß seine Lichtmenge eingestellt wird und auf das Spektroskop 52 durch den Einlaßschlitz 50 durch den Halbspiegel 40 auffällt. Die Fluktuation der spektralen Lichtintensität, die durch die Fluktuation des Erregungslichtintensität bewirkt wird, wird durch den Korrekturstrahl 20r korrigiert, so daß die Lichtstreu-Spektralintensität von jeder Komponente erfaßt wird.
Fig. 4 stellt ein Ausführungsbeispiel dar, das ein holographisches Kerbfilter oder ein Schneidfilter als eine Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils 6 ähnlich dem Ausführungsbeispiel, das in Fig. 3 gezeigt ist, verwendet, während das Ziellicht in einer Richtung von 90º zum Erregungslicht im Hinblick auf die Probe empfangen wird. In diesem Fall ist kein Halbspiegel 32 in Fig. 3 zum Bestrahlen einer Probe 5 mit einem Probestrahl 20s und zum Einführen des Streulichts von der Probe 5 in eine Kondensorlinse 34 des optischen Zieleinstellungsteils 6 notwendig. Der Probestrahl 20s wird durch eine Lichtquellen- Kondensorlinse 24 und eine Konvergenzlinse 28 des Erregungslichtquellenteils 2 konvergiert und direkt auf die Probe 5 angelegt, so daß das Streulicht aus der Probe 5 direkt auf den Kondensor 34 des optischen Zieleinstellungsteils 6 auffällt.
Während das Bandpaßfilter 46, das in Fig. 3 gezeigt ist, auf dem optischen Weg des optischen Korrektureinstellungsteils 8 angeordnet ist, ist das in Fig. 4 auf einem optischen Weg vor dem Strahlteiler 26 angeordnet. Es ist möglich, eine Seitenbande eines Laserstrahls von sowohl den Probe- als auch den Korrekturstrahlen durch Anordnen eines Bandpaßfilters 46 auf einer Position, die in Fig. 4 gezeigt ist, abzuschirmen.
Obgleich eine Kondensorlinse 45 ferner auf einer optischen Achse eines optischen Korrektureinstellteils in Fig. 4 angeordnet ist, ist diese Linse 45 eine Lichtquantitäts- Einstellungsinse zum Konvergieren des Korrekturstrahls zur Position eines Schlitzes 50, und dieselbe ist nicht notwendig, wenn die Lichtmenge des Korrekturstrahls ausreichend groß ist.
Fig. 5A stellt ein Ausführungsbeispiel dar, das einen holographischen Strahlteiler 70 mit Charakteristika zum Reflektieren des Erregungslichts und Übertragen des Raman-Lichts als eine Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils 6 zum Empfangen von Ziellicht in einer Richtung von 180º zum Erregungslicht im Hinblick auf die Probe verwendet.
Wie in Fig. 5B gezeigt ist, reflektiert der holographische Strahlteiler 70 einen Probestrahl 20s und legt denselben auf eine Probe 5 an und überträgt nur Ziellicht 74 in gestreutem Licht 72 von der Probe 5 einschließlich des Ziellichts 74 und des Rayleigh-Streulichts zum Einführen des Ziellichts 74 in eine Kondensorlinse 34 des optischen Zieleinstellungsteils 6.
Fig. 6A stellt ein Ausführungsbeispiel dar, das ein Bandpaßfilter 82 verwendet, das Charakteristika zum Entfernen durch Übertragen einer Erregungslicht-Wellenlängekomponente und zum Auswählen durch Reflektieren einer Ziellichtkomponente als eine Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils 6 zum Empfangen von Ziellicht in einer Richtung von 90º zum Erregungslicht im Hinblick auf eine Probe aufweist.
Wie in Fig. 6B gezeigt ist, ist das Bandpaßfilter 82 auf einer Spiegeloberflächenseite eines Übertragungs- /Konvergiertyp-Spiegels 80 angeordnet, während ein Strahlenstopper 84 auf einer Seite entgegengesetzt zum Übertragungs-/Konvergiertyp-Spiegel 80 angeordnet ist. Das Streulicht 72 von einer Probe 5 einschließlich des Ziellichts und des Rayleigh-Streulichts wird durch Kondensorlinsen 34a und 34b kondensiert und fällt auf das Bandpaßfilter 82 durch sein Einfalloch aus einer rückseitigen Oberfläche des Übertragungs-/Konvergier-Typ-Spiegels 80 auf. Das Rayleigh- Streulicht 76 wird durch das Bandpaßfilter 82 übertragen und durch den Strahlstopper 84 absorbiert, während das Ziellicht 74 reflektiert und durch die Spiegeloberfläche des Übertragungs-/Konvergiertyp-Spiegels 80 konvergiert wird und auf ein Spektroskop von einem Einlaßschlitz 50 durch einen Halbspiegel 40 auffällt. Die zwei Spiegel 44a und 44b sind in einem optischen Korrektureinstellungsteil 8 angeordnet, um einen optischen Weg um 180º zu biegen.
Fig. 7 stellt ein Ausführungsbeispiel dar, das ein Bandpaßfilter 82 mit Charakteristika zum Entfernen durch Übertragen einer Erregungslicht-Wellenlängenkomponente und zum Auswählen durch Reflektieren einer Ziellichtkomponente als eine Filtereinrichtung eines optischen Zieleinstellungsteils 6 ähnlich dem, das in Fig. 6A gezeigt ist, zum Empfangen des Ziellichts in einer Richtung von 180º zum Erregungslicht im Hinblick auf die Probe verwendet. Ein Halbspiegel 32 ist zum Anlegen eines Probestrahls 20s auf eine Probe 5 und zum Einführen des Streulichts von der Probe 5 in eine Kondensorlinse 34a des optischen Zieleinstellungsteils 6 angeordnet.
Fig. 8 stellt exemplarische Wege zum Einführen und Entladen einer Zielsubstanz 111 im Falle der Verwendung einer Flußzelle dar. Die Zielsubstanz 111 fließt in eine Flußzelle eines Zellenhalters 130 aus einer Muster-Lösungseinlaßlinie 132, und die Flußzelle wird mit Erregungslicht, das aus einem Erregungslicht-Eingangsfenster 134 eingeführt wird, das auf einer Seitenoberfläche des Zellenhalters 130 vorgesehen ist, bestrahlt, so daß das Raman-Licht, das in der Flußzelle erregt wird, von einem Raman-Licht-Ausgangsfenster 136 herausgeht und das optische Zieleinstellungsteil 6 betritt. Nach der Messung wird die Zielsubstanz 111 in einer Abwasserflasche 140 durch eine Musterlösungs-Ablaßleitung 138 entlassen. Diese Musterlösungs-Ablaßleitung 138 kann direkt mit einem Kanal für Abwasser oder dergleichen kommunizieren.
Während sich eine Richtung θ zum Empfangen von Ziellicht sich bei 90º im Hinblick auf das Erregungslicht in der Flußzelle befindet, die in Fig. 8 gezeigt ist, ist die vorliegende Erfindung nicht darauf beschränkt, sondern das Raman-Licht-Ausgangsfenster 136 kann in einer beliebigen Position sogar bei 0º ≤ θ < 360º angeordnet sein.
Fig. 9 bis 15 zeigen die Ergebnisse der Messung, die an wäßrigen Lösungen von Albumin, γ-Globulin und Hämoglobin, die jeweils ein intraurinäres Protein darstellen, vorgenommen wurden.

(Beispiel 1)

Fig. 9A, 9B, 10A und 10B zeigen Meßergebnisse im Hinblick auf die wäßrigen Albuminlösungen (die aus menschlichen Seren abgeleitet wurden). Fig. 9A und 9B zeigen Lichtstreuungsspektren, die jeweils durch die Verwendung einer He-Ne- Lasereinheit (Ausgabe: 7 mW) und einer Ar-Lasereinheit (Ausgabe: 10 mW) als Erregungslichtquellen und durch Anlegen von Strahlen von 632,8 nm und 514,5 nm Wellenlänge an wäßrigen Probenlösungen als Erregungsstrahlen erhalten wurden. Beide Spektren weisen breite Formen über den Bereichen von 100 bis 3100 cm&supmin;¹ oder mehr aus den Erregungswellenlängen auf.
Fig. 10A stellt ein Ergebnis der Messung der Korrelation zwischen der Spektralintensität bei einer Position einer Verschiebungswellenzahl von 829 cm&supmin;¹ und der Albuminkonzentration in der Probe durch das Lichtstreuspektrum von Fig. 9A dar. Fig. 108 stellt ein Ergebnis der Messung der Korrelation zwischen dem Gebiet in dem Bereich der Verschiebungswellenzahlen von 256 bis 1620 cm&supmin;¹ und der Albuminkonzentration der Probe dar.
Sowohl Fig. 10A als auch 108 zeigen hervorragende Ergebnisse mit Korrelationskoeffizienten R² von zumindest 0,99. Es ist möglich, Albuminkonzentrationen in Proben durch Nutzung dieser Korrelationen als Kalibrierungskurven quantitativ zu analysieren.

(Beispiel 2)

Fig. 11A bis 12F zeigen Meßergebnisse bezüglich der wäßrigen γ-Globulinlösungen (die aus menschlichen Seren abgeleitet wurden). Fig. 11A und 11B zeigen Lichtstreuspektren, die durch Verwendung einer He-Ne-Lasereinheit (Ausgabe: 7 mW) und einer Ar-Lasereinheit (Ausgabe: 10 mW) als Erregungslichtquellen und durch Anlegen von Strahlen von 632,8 nm und 514,5 nm Wellenlänge an wäßrige Probenlösungen jeweils als Erregungsstrahlen erhalten wurden.
Das in Fig. 11A gezeigte Spektrum weist scharfe Spitzen an Positionen auf, die von der Erregungswellenlänge an 175 bis 195 cm&supmin;¹, 425 bis 450 cm&supmin;¹, 640 bis 670 cm&supmin;¹, 820 bis 845 cm&supmin;¹, 845 bis 870 cm&supmin;¹, 1370 bis 1400 cm&supmin;¹, 1575 bis 1620 cm&supmin;¹, 1850 bis 1900 cm&supmin;¹, 2000 bis 2200 cm&supmin;¹, 2350 bis 2400 cm&supmin;¹ und 2400 bis 2460 in einem Spektrum einer breiten Form über 100 bis 4000 cm&supmin;¹ von der Erregungswellenlänge verschoben wurden. Das in Fig. 11B gezeigte Spektrum weist eine breite Form über 100 bis 4000 cm&supmin;¹ von der Erregungswellenlänge auf.
Fig. 12A bis 12F zeigen Meßergebnisse der Korrelationen zwischen den Spektralintensitätspegeln bei Positionen von Verschiebungswellenzahlen von 837,257 cm&supmin;¹, 1383,49 cm&supmin;¹, 1592 cm&supmin;¹, 1877 cm&supmin;¹, 2125 cm&supmin;¹ und 2370 cm&supmin;¹ und γ- Globulinkonzentrationen in Proben durch das in Fig. 11A gezeigte Spektrum.
Der Korrelationskoeffizient R² der in Fig. 12D gezeigten Korrelation beträgt zumindest 0,97, und die Korrelationskoeffizienten R² der verbleibenden Korrelationen betragen zumindest 0,99 bei hervorragenden Ergebnissen. Auch in Bezug auf die Spitzenintensitätswerte in anderen Verschiebungswellenzahlenpositionen und integrierten Intensitätswerten von geeigneten Wellenzahlenbereichen, wurden hervorragende Korrelationen bezüglich der γ-Globulin-Konzentrationen erhalten.
Es ist möglich, die γ-Globulinkonzentrationen in Proben durch Verwendung dieser Korrelationen als Kalibrierungskurven quantitativ zu analysieren.

(Beispiel 3)

Fig. 13A bis 14C zeigen Meßergebnisse bezüglich der wäßrigen Hämoglobinlösungen (die aus Rinderseren abgeleitet wurden). Fig. 13A und 13B zeigen Lichtstreuspektren, die jeweils durch Verwendung einer He-Ne-Lasereinheit (Ausgabe: 7 mW) und einer Ar-Lasereinheit (Ausgabe: 10 mW) als Erregungslichtquellen durch Anlegen von Strahlen von 632,8 nm und 514,5 nm Wellenlänge an wäßrige Probenlösungen als Erregungsstrahlen erhalten wurden.
Das in Fig. 13A gezeigte Spektrum weist scharfe Spitzen in Positionen auf, die von der Erregungswellenlänge auf 640 bis 670 cm&supmin;¹, 820 bis 845 cm&supmin;¹, 1370 bis 1400 cm&supmin;¹, 1575 bis 1620 cm&supmin;¹, 1850 bis 1900 cm&supmin;¹, 2000 bis 2200 cm&supmin;¹, 2350 bis 2400 cm&supmin;¹ und 2400 bis 2460 in einem Spektrum einer breiten Form über 100 bis 4100 cm&supmin;¹ von der Erregungswellenlänge verschoben wurden. Das in Fig. 13B gezeigte Spektrum weist eine breite Form über 100 bis 4100 cm&supmin;¹ von der Erregungswellenlänge auf.
Fig. 13A bis 14C zeigen Meßergebnisse der Korrelationen zwischen den Spektralintensitätspegeln bei Positionen von Verschiebungswellenzahlen von 1870 cm&supmin;¹, 2125 cm&supmin;¹ und 2370 cm&supmin;¹ und den Hämoglobinkonzentrationen in Proben durch das Lichtstreuspektrum, das in Fig. 13A gezeigt ist.
Die Korrelationskoeffizienten R² aller Korrelationen weisen hervorragende Ergebnisse von zumindest 0,99 auf. Es ist möglich, Hämoglobinkonzentrationen in Proben durch Verwendung dieser Korrelationen als Kalibrierungskurven quantitativ zu analysieren.

(Beispiel 4)

Raman-Messung von normalem Urin:

Fig. 15 zeigt das Raman-Spektrum von normalem Urin. Eine Spitze von etwa 1000 cm&supmin;¹ wurde aus Harnstoff abgeleitet, und Spitzen von etwa 1650 cm&supmin;¹ und mehr als 3000 cm&supmin;¹ wurden aus Wasser, das als Lösungsmittel dient, abgeleitet.

(Beispiel 5)

Bestimmung von intraurinärem Albumin durch Raman- Spektroskopie:

Fig. 16 und 17 zeigen Meßergebnisse, die durch Hinzufügen von Albumin zu normalem Urin erlangt wurden. Fig. 16 stellt das Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern des Albumins in normalem Urin um etwa 15 mg/ml präpariert wurde. Dieses Spektrum ist ein zusammengesetztes, da eine Mehrzahl von Komponenten bei unterschiedlichen Konzentrationen im Urin vorhanden waren. Fig. 17 zeigt das Ergebnis der Untersuchung bezüglich der Korrelation zwischen der Intensität von 2370 cm&supmin;¹ dieses Spektrums und der Konzentrationen.

(Beispiel 6)

Bestimmung von intraurinärer Glukose durch Raman- Spektroskopie:

Fig. 18 und 19 zeigen Meßergebnisse, die durch Hinzufügen von Glukose zu normalem Urin erlangt wurden. Fig. 18 zeigt das Spektrum einer Probe, die durch Erweitern der Glukose in normalem Urin um eine Sättigungsmenge präpariert wurde. Fig. 19 zeigt ein Ergebnis der Untersuchung der Korrelation zwischen der Raman-Spektralintensität bei Wellenzahlen von 0 bis 4000 cm&supmin;¹ und den Konzentrationen.

(Beispiel 7)

Bestimmung von intraurinärem Harnstoff durch Raman- Spektroskopie:

Fig. 20 und 21 zeigen Meßergebnisse, die durch Hinzufügen von Harnstoff zu normalem Urin erlangt wurden. Fig. 20 zeigt das Spektrum einer Probe, die durch Erweitern der Glukose in normalem Urin um 300 mg/ml präpariert wurde. Fig. 21 zeigt ein Ergebnis der Untersuchung der Korrelation zwischen der Intensität bei 1008 cm&supmin;¹ und den Konzentrationen.

(Beispiel 8)

Bestimmung von intraurinärem Azeton durch Raman- Spektroskopie:

Fig. 22 und 23 zeigen die Meßergebnisse, die durch Hinzufügen von Azeton zu normalem Urin erlangt wurden. Fig. 22 stellt das Spektrum einer Probe dar, die durch Erweitern von Azeton in normalem Urin um 60% (V/V) präpariert wurde. Fig. 23 zeigt ein Ergebnis einer Untersuchung der Korrelation zwischen der Intensität bei 1080 cm&supmin;¹ und den Konzentrationen.

(Beispiel 9)

Gleichzeitige Bestimmung von intraurinärem Azeton, Harnstoff und Glukose durch Raman-Spektroskopie:

Fig. 24 bis 26 zeigen Meßergebnisse, die durch Hinzufügen von Azeton, Harnstoff und Glukose zu normalem Urin in jeweils unterschiedlichen Konzentrationen erlangt wurden. Fig. 24 zeigt das Spektrum einer Probe, die durch Hinzufügen von Azeton zu normalem Urin präpariert wurde, um 37,% (V/V) zu betragen. Fig. 25 zeigt das Spektrum einer Probe, die durch Hinzufügen von Azeton, Harnstoff und Glukose zu normalem Urin präpariert wurde, um 17% (V/V), 25 mg/ml bzw. 416 ug/ml jeweils zu betragen, und Fig. 26 zeigt das Spektrum einer Probe, die durch Hinzufügen von Azeton, Harnstoff und Glukose präpariert wurde, um 17% (V/V), 50 mg/ml bzw. 1,17 mg/ml zu betragen.
Fig. 27 bis 32 zeigen Ergebnisse der Korrelationen zwischen den Raman-Spektralintensitätswerten und Konzentrationen, die bei Wellenzahlpositionen von 1008 cm&supmin;¹, 1063 cm&supmin;¹, 1168 cm&supmin;¹, 531 cm&supmin;¹ bzw. 1613 cm&supmin;¹ in Relation zum Harnstoff genommen werden.
Fig. 33 bis 36 zeigen Ergebnisse der Korrelationen ähnlich denen, die bei Wellenzahlen von 805 cm&supmin;¹, 1237 cm&supmin;¹, 1429 cm&supmin;¹ und 2941 cm&supmin;¹ in Relation zum Azeton genommen wurden, und Fig. 37 zeigt ein Ergebnis einer Korrelation ähnlich der, die bei einer Wellenzahlposition von 2924 cm&supmin;¹ in Relation zur Glukose genommen wurde. Die Korrelationskoeffizienten R² von all diesen Korrelationen betrugen zumindest 0,9, um hervorragende Ergebnisse zu erhalten.

(Beispiel 10)

Gleichzeitige Bestimmung von intraurinärem Protein und Lithium-Acetacetat durch Raman-Spektroskopie:

Fig. 38 bis 40 zeigen Meßergebnisse, die durch Hinzufügen von Albumin und Lithium-Acetacetat zu einem normalen Urin in jeweils unterschiedlichen Konzentrationen genommen wurden. Fig. 38 zeigt das Spektrum einer Probe, die durch Hinzufügen von Albumin und Lithium-Acetacetat präpariert wurde, um 0,66 mg/ml bzw. 1,4 mg/ml zu betragen.
Fig. 39 zeigt das Ergebnis der Untersuchung über die Korrelation zwischen der Intensität von 620 cm&supmin;¹ und Konzentrationen in Relation zum Albumin.
Fig. 40 zeigt das Ergebnis einer Untersuchung über die Korrelation zwischen der Intensität von 829 cm&supmin;¹ und Konzentrationen in Relation zum Lithium-Acetacetat. Die Korrelationskoeffizienten R² von beiden Korrelationen betrugen zumindest 0,9, um exzellente Ergebnisse zu erhalten.

(Beispiel 11)

Gleichzeitige Bestimmung von intraurinärem Urobilin und Di- Tauro-Bilirubin durch Raman-Spektroskopie:

Fig. 41 bis 43 zeigen Ergebnisse der Messung, die durch Hinzufügen von Urobilin und Di-Tauro-Bilirubin zu normalem Urin in jeweils unterschiedlichen Konzentrationen genommen wurden. Fig. 41 zeigt das Spektrum einer Probe, die durch Hinzufügen von Urobilin und Di-Tauro-Bilirubin präpariert wurde, um 0,13 mg/ml bzw. 0,286 mg/ml jeweils zu betragen.
Fig. 42 zeigt das Ergebnis der Untersuchung über die Korrelation zwischen der Intensität von 2370 cm&supmin;¹ und den Konzentrationen in Relation zu Urobilin. Fig. 43 zeigt ein Ergebnis der Untersuchung über die Korrelation zwischen der Intensität von 1263 cm&supmin;¹ und den Konzentrationen in Relation zu Di-Tauro-Bilirubin. Die Korrelationskoeffizienten R² von beiden Korrelationen betrugen zumindest 0,9, um hervorragende Ergebnisse zu erhalten.

(Beispiel 12)

Erfassung von intraurinären Komponenten durch Raman- Spektroskopie:

Fig. 44 bis 49 zeigen Meßergebnisse, die durch Hinzufügen von jeweils 13,3 mg/ml Lithium-Acetacetat, 16% (V/V) β- Hydroxy-Buttersäure, 30 mg/ml Globulin, 30 mg/ml Hämoglobin, 0,3 mg/ml Di-Tauro-Bilirubin und 55,28 mg/ml Natriumnitrat zu normalem Urin gemacht wurden.
Es ist möglich, das Vorhandensein/Nichtvorhandensein durch Bestätigen von Intensitätsveränderungen von willkürlichen Spitzen zu bestätigen. Beim Lithium-Acetacetat, das in Fig. 44 gezeigt ist, tritt z. B. bei 829 cm&supmin;¹ eine Raman-Spitze auf, bei der es bisher unmöglich gewesen ist, diese im Spektrum von normalem Urin zu erhalten. Daher kann das Vorhandensein von Lithium-Acetacetat bestätigt werden. Wenn bestätigt wird, daß Spitzen von 1630 cm&supmin;¹, 852 cm&supmin;¹, speziell 1592 cm&supmin;¹, 1616 cm&supmin;¹ und 813 cm&supmin;¹ für β-Hydroxy- Buttersäure von Fig. 45, Globulin von Fig. 46, Hämoglobin von Fig. 47, Di-Tauro-Bilirubin von Fig. 48 bzw. Natriumnitrit von Fig. 49 erscheinen, kann das Vorhandensein/Nichtvorhandensein derselben bestätigt werden.

(Beispiel 13)

Erfassung von Körperfluidkomponenten durch Raman- Spektroskopie:

Fig. 50 bis 61 zeigen Meßergebnisse, die durch Hinzufügen von Harnsäure, Folsäure, L-Ascorbinsäure, Vitamin B&sub2;, Kreatin-Monohydrat, Kreatinin, α-Amylase und β-Amylase zu destilliertem Wasser durch Sättigungsmengen, Hinzufügen von Ammoniak um 25% (V/V) und Hinzufügen von Inositol, Galactose und Fructose, um jeweils Sättigungsmengen zu sein, genommen wurden.
Ähnlich wie Beispiel 12, kann das Vorhandensein/Nichtvorhandensein bestätigt werden, indem Intensitätsveränderung von willkürlichen Spitzen bestätigt werden. Es ist möglich, das Vorhandensein/Nichtvorhandensein zu bestätigen, indem bestätigt wird, daß Spitzen von 670 cm&supmin;¹, 661 cm&supmin;¹, 1703 cm&supmin;¹, 890 cm&supmin;¹, 830 cm&supmin;¹, 695 cm&supmin;¹ 1864 cm&supmin;¹, 898 cm&supmin;¹ 3407 cm&supmin;¹ 443 cm&supmin;¹ 495 cm&supmin;¹ und 599 cm&supmin;¹ jeweils für Harnsäure von Fig. 50, für Folsäure von Fig. 51, für Ascorbinsäure von Fig. 52, für Vitamin B&sub2; von Fig. 53, für Kreatin-Monohydrat von Fig. 54, für Kreatinin von Fig. 55, für α-Amylase von Fig. 56, für β-Amylase von Fig. 57, für Ammoniak von Fig. 58, für Inositol von Fig. 59, für Galactose von Fig. 60 und für Fructose von Fig. 61 erscheinen.
Fig. 62 ist eine Tabelle, die gemessene Wellenzahlen der jeweiligen Komponenten zeigt. Es ist möglich, eine Überlagerung und Vermischung der Spitzen durch Auswählen der Wellenzahlpositionen, die in einer unterbrochenen Linie eingefaßt sind, zu verhindern. Etwa 2370 cm&supmin;¹ kann im Falle der Messung des Gesamtproteinbetrags ausgewählt werden, während etwa 2940 cm&supmin;¹ im Falle der Messung eines Gesamtketonkörpers ausgewählt werden können.
Die Korrelationskoeffizienten, die bezüglich einiger Typen der Zielsubstanzen erhalten wurden, sind in Tabelle 1 gezeigt. Anhand des Ergebnisses der Korrelationskoeffizienten kann die Genauigkeit der vorliegenden Erfindung bestätigt werden.

(Tabelle 1)

Komponente Korrelationskoeffizient

Albumin 0,999
Globulin 0,994
Hämoglobin 0,986
Glukose 0,964
Lithium-Acetacetat 0,998
β-Hydroxy-Buttersäure 0,997
Azeton 0,999
Di-Tauro-Bilirubin 0,994
Urobilin 0,994
Natriumnitrit 0,998
Harnstoff 0,998
Die Messung kann mit einer höheren Genauigkeit vorgenommen werden, indem ein analytisches Verfahren, wie z. B. die multivariate Regressionsanalyse angewendet wird.

(Beispiel 14)

Simultane Messung von mehreren intraurinären Komponenten durch multivariate Regressionsanalyse:

150 mg/dl, 300 mg/dl und 450 mg/dl Urin, 600 mg/dl, 1,2 g/dl und 1,8 g/dl Natriumnitrit und 300 mg/dl, 600 mg/dl und 900 mg/dl Azeton wurden normalem Urin in jeweils willkürlichen Kombinationen zum Durchführen der Spektralmessung hinzugefügt, wodurch die Konzentrationen durch die multivariate Regressionsanalyse bestimmt wurden.
Die Konzentration C einer willkürlichen Substanz, die im Urin vorhanden ist, kann in der folgenden Gleichung angenähert werden:
C = k(λi)·A(λi)
wo k(λi) die proportionale Konstante bei einer Wellenzahl λi darstellt, und A(λi) die Raman-Lichtintensität bei der Wellenzahl λi darstellt.
Die proportionale Konstante k(λi) wird in dem Verfahren der multivariaten Regressionsanalyse bestimmt, so daß die Korrelation zwischen der Konzentration einer Probe mit einem bekannten analytischen Wert und einer geschätzten Konzentration maximiert wird. Diese Berechnung wird vorher in eine im Handel erhältliche Verarbeitungssoftware integriert und automatisch ausgeführt, so daß diese Gleichung für jede intraurinäre Substanz, deren Konzentration erhalten werden soll, gebildet wird.
Verfahren von der Spektralmessung zur Konzentrationsbestimmung wurden entlang dem Flußdiagramm von Fig. 1 ausgeführt. Bei diesem Beispiel wurde kein Vorverfahren ausgeführt, und als Verarbeitungssoftware wurde QUANT+ von Perkin Elmer Co., Ltd. verwendet.
Das PCR-Verfahren wurde als das Verarbeitungsverfahren verwendet. Wenn eine vollständige Vergleichsprüfung ausgeführt wird, kann die Evaluierung der Genauigkeit eines Kalibrierungsmodells ausgelassen werden.
Fig. 63 zeigt Korrelationsdiagramme der berechneten Werte und gemessenen Werte (Referenzwerte), die bei diesem Beispiel erhalten werden. Die Korrelationskoeffizienten R² und Prädiktionsstandardabweichungen (SEP) betrugen 0,986 und 18,13 bezüglich des Harnstoffs, 0,992 und 57,17 bezüglich des Natrium-Nitrits bzw. 0,956 und 69,74 bezüglich des Azetons. Die Prädiktionsstandardabweichung SEP wird wie folgt berechnet:
wo di die Differenz zwischen einem berechneten Wert durch ein Kalibrierungsmodell und einem gemessenen Wert darstellt, D einen Durchschnittswert von di darstellt und n die Anzahl von Evaluierungsproben darstellt.
Das bedeutet, daß sich die Genauigkeit eines Kalibrierungsmodells erhöht, während sich SEP verringert.

Claims

1. Ein Meßverfahren, das folgende Schritte aufweist:

vorhergehendes Auswählen einer Wellenzahl mit einer exzellenten Korrelation zwischen der Konzentration einer Komponente und der Lichtstreu-Spektralintensität als eine Meß-Wellenzahl, die für die Komponente im Hinblick auf jede Komponente eines Körperfluids, die gemessen werden soll, spezifisch ist;

Bestrahlen einer Körperfluidprobe mit Erregungslicht zum Messen einer Lichtstreu-Spektralintensität bei jeder Meß-Wellenzahl für jede Komponente, die gemessen werden soll, oder einer kumulativen Lichtstreu- Spektralintensität in jedem Meß-Wellenzahlbereich; und

gleichzeitiges qualitatives/quantitatives Analysieren der jeweiligen Komponenten in dem Körperfluid durch eine Kalibrierungskurve, die zuvor für die Lichtstreu- Spektralintensität bei jeder Meß-Wellenzahl oder die kumulative Lichtstreu-Spektralintensität in jedem Meß- Wellenzahlbereich und der Konzentration der Komponente vorbereitet wurde.

2. Das Meßverfahren gemäß Anspruch 1, bei dem eine Mehrzahl von Komponenten in der Körperfluidprobe gleichzeitig qualitativ/quantitativ durch eine multivariate Regressionsanalyse analysiert werden.

3. Bei dem Meßverfahren gemäß Anspruch 1 oder 2, bei dem

die Wellenzahl mit einer exzellenten Korrelation zwischen der Konzentration von jeder Komponente und der Lichtstreu-Spektralintensität einen Korrelationskoeffizienten R von zumindest 0,8, vorzugsweise zumindest 0,9 aufweist,

der Korrelationskoeffizient R wie folgt berechnet wird:

wobei xi die Konzentration von jedem Punkt der Komponente in dem Körperfluid darstellt, yi die Raman- Streuspektralintensität im Hinblick auf xi stellt, X einen Durchschnittswert der Konzentration von jedem Punkt der Komponente in dem Körperfluid darstellt und Y einen Durchschnittswert der Raman- Streuspektralintensität darstellt.

4. Bei dem Meßverfahren gemäß Anspruch 1, 2 oder 3, bei dem

zumindest entweder Albumin, Globulin, Hämoglobin, Glukose, Lithium-Acetacetat, β-Hydroxy-Buttersäure, Azeton, Di-Tauro-Bilirubin, Urobilin, Natrium-Nitrit, Harnstoff, Harnsäure, Folsäure, Ascorbinsäure, Vitamin B&sub2;, Kreatin-Monohydrat, Kreatinin, α-Amylase, β- Amylase und Ammoniak als eine Körperfluidkomponente, die gemessen werden soll, enthalten sind, wobei die Meßwellenzahlen oder Meßwellenzahlbereiche für die jeweiligen Komponenten

aus etwa 590 bis 650 cm&supmin;¹ etwa 800 bis 860 cm&supmin;¹ und 2342 bis 2402 cm&supmin;¹ für Albumin ausgewählt wurden,

aus etwa 158 bis 218 cm&supmin;¹ etwa 402 bis 462 cm&supmin;¹ etwa 623 bis 683 cm&supmin;¹ etwa 807 bis 867 cm&supmin;¹ etwa 822 bis 862 cm&supmin;¹ etwa 1353 bis 1413 cm&supmin;¹ etwa 1562 bis 1622 cm&supmin;¹ etwa 1847 bis 1907 cm&supmin;¹ etwa 2095 cm&supmin;¹ bis 2155 cm&supmin;¹ etwa 2340 bis 2400 cm&supmin;¹ und etwa 2403 bis 2463 cm&supmin;¹ für Globulin ausgewählt wurde,

aus etwa 807 bis 867 cm&supmin;¹, etwa 893 bis 953 cm&supmin;¹ etwa 1353 bis 1413 cm&supmin;¹ etwa 1562 bis 1622 cm&supmin;¹ etwa 1840 bis 1900 cm&supmin;¹ etwa 20ß5 bis 2155 cm&supmin;¹ etwa 2340 bis 2400 cm&supmin;¹ und etwa 2403 bis 2463 cm&supmin;¹ für Hämoglobin ausgewählt wurde,

aus etwa 200 bis 554 cm&supmin;¹ etwa 810 bis 944 cm&supmin;¹ und etwa 2590 bis 2940 cm&supmin;¹ für Glukose ausgewählt wurde,

aus etwa 799 bis 859 cm&supmin;¹ etwa 1353 bis 1413 cm&supmin;¹ etwa 1840 bis 1900 cm&supmin;¹ etwa 2347 bis 2407 cm&supmin;¹ und etwa 2907 bis 2967 cm&supmin;¹ für Lithium-Acetacetat ausgewählt wurde,

aus etwa 1420 bis 1480 cm&supmin;¹ etwa 1557 bis 1617 cm&supmin;¹ etwa 1600 bis 1660 cm&supmin;¹ und etwa 2870 bis 2971 cm&supmin;¹ für β-Hydroxy-Buttersäure ausgewählt wurde,

aus etwa 775 bis 845 cm&supmin;¹ etwa 1050 bis 1110 cm&supmin;¹ etwa 1207 bis 1267 cm&supmin;¹ etwa 1399 bis 1459 cm&supmin;¹ 1680 bis 1740 cm&supmin;¹ und etwa 2911 bis 2971 cm&supmin;¹ für Aceton ausgewählt wurde,

aus etwa 927 bis 987 cm&supmin;¹, etwa 1233 bis 1293 cm&supmin;¹ und etwa 1586 bis 1616 cm&supmin;¹ für Di-Tauro-Bilirubin ausgewählt wurde,

als eine willkürliche Position von 332 bis 2900 cm&supmin;¹ für Urobilin ausgewählt wurde,

aus etwa 783 bis 843 cm&supmin;¹ und etwa 1318 bis 1378 cm&supmin;¹ für Natrium-Nitrit ausgewählt wurde,

aus etwa 501 bis 561 cm&supmin;¹, etwa 567 bis 627 cm&supmin;¹, etwa 978 bis 1048 cm&supmin;¹, etwa 1033 bis 1093 cm&supmin;¹, etwa 1138 bis 1198 cm&supmin;¹ und etwa 1583 bis 1643 cm&supmin;¹ für Harnstoff ausgewählt wurde,

aus etwa 640 bis 700 cm&supmin;¹ für Harnsäure ausgewählt wurde,

aus etwa 631 bis 691 cm&supmin;¹, etwa 816 bis 876 cm&supmin;¹, etwa 901 bis 961 cm&supmin;¹, etwa 1355 bis 1415 cm&supmin;¹, etwa 1562 bis 1622 cm&supmin;¹, etwa 1847 bis 1907 cm&supmin;¹, etwa 2093 bis 2153 cm&supmin;¹, etwa 2339 bis 2399 cm&supmin;¹ und etwa 2400 bis 2460 cm&supmin;¹ für Folsäure ausgewählt wurde,

aus etwa 800 bis 860 cm&supmin;¹, etwa 1673 bis 1733 cm&supmin;¹ und etwa 2919 bis 2979 cm&supmin;¹ für Ascorbinsäure ausgewählt wurde,

aus etwa 404 bis 464 cm&supmin;¹, etwa 626 bis 686 cm&supmin;¹, etwa 798 bis 858 cm&supmin;¹, etwa 860 bis 920 cm&supmin;¹, etwa 1317 bis 1377 cm&supmin;¹, etwa 1546 bis 1606 cm&supmin;¹, etwa 1834 bis 1894 cm&supmin;¹, etwa 2106 bis 2166 cm&supmin;¹, etwa 2360 bis 2420 cm&supmin;¹ und etwa 2419 bis 2479 cm&supmin;¹ für Vitamin B&sub2; ausgewählt wurde,

aus etwa 800 bis 860 cm&supmin;¹ und etwa 1563 bis 1623 cm&supmin;¹ für Kreatin-Monohydrat ausgewählt wurde,

aus etwa 538 bis 598 cm&supmin;¹ 580 bis 640 cm&supmin;¹ etwa 665 bis 725 cm&supmin;¹ etwa 817 bis 877 cm&supmin;¹ etwa 868 bis 928 cm&supmin;¹ etwa 1021 bis 1081 cm&supmin;¹ etwa 1550 bis 1610 cm&supmin;¹ etwa 2868 bis 2900 cm&supmin;¹ etwa 2900 bis 2950 cm&supmin;¹ und etwa 2950 bis 2996 cm&supmin;¹ für Kreatinin ausgewählt wurde,

aus etwa 393 bis 453 cm&supmin;¹ etwa 631 bis 691 cm&supmin;¹ etwa 792 bis 852 cm&supmin;¹ etwa 868 bis 928 cm&supmin;¹ etwa 1333 bis 1393 cm&supmin;¹ etwa 1546 bis 1606 cm&supmin;¹ etwa 1834 bis 1894 cm 1, und etwa 2334 bis 2394 cm&supmin;¹ für α-Amylase ausgewählt wurde,

aus etwa 376 bis 436 cm&supmin;¹ etwa 622 bis 682 cm&supmin;¹ etwa 783 bis 843 cm&supmin;¹ etwa 868 bis 928 cm&supmin;¹ etwa 1334 bis 1394 cm&supmin;¹ etwa 1546 bis 1606 cm&supmin;¹ etwa 1834 bis 1894 cm&supmin;¹ und etwa 2665 bis 2725 cm&supmin;¹ für β-Amylase ausgewählt wurde,

aus etwa 3190 bis 3250 cm&supmin;¹ etwa 3292 bis 3350 cm&supmin;¹ und 3377 bis 3437 cm&supmin;¹ für Ammoniak ausgewählt wurde,

aus etwa 404 bis 464 cm&supmin;¹ etwa 805 bis 865 cm&supmin;¹ etwa 1014 bis 1074 cm&supmin;¹ etwa 1438 bis 1498 cm&supmin;¹ und etwa 2966 bis 3026 cm&supmin;¹ für Inositol ausgewählt wurde,

aus etwa 466 bis 526 cm&supmin;¹ 835 bis 895 cm&supmin;¹ etwa 1032 bis 1092 cm&supmin;¹ etwa 1237 bis 1297 cm&supmin;¹ etwa 1332 bis 1392 cm&supmin;¹ etwa 1438 bis 1498 cm&supmin;¹ und etwa 2946 bis 3006 cm&supmin;¹ für Galactose ausgewählt wurde, und

aus etwa 569 bis 629 cm&supmin;¹ etwa 772 bis 832 cm&supmin;¹ etwa 1044 bis 1106 cm&supmin;¹ etwa 1237 bis 1297 cm&supmin;¹ etwa 1438 bis 1498 cm&supmin;¹ und etwa 2966 bis 2996 cm&supmin;¹ für Fructose ausgewählt wurde.

5. Ein Meßverfahren, das folgende Schritte aufweist:

Bestrahlen einer Körperfluidprobe mit Erregungslicht und Messen von Raman-Streuspektralintensitäts-Werten bei einer Mehrzahl von Wellenzahlen in einem willkürlichen Wellenzahlbereich; und

gleichzeitiges qualitatives/quantitatives Analysieren einer Mehrzahl von Komponenten in der Körperfluidprobe durch eine multivariate Regressionsanalyse.