DE2858341C2

DE2858341C2 -

Info

Publication number: DE2858341C2
Application number: DE2858341A
Authority: DE
Inventors: Robert L. Nelson; James F. Drake; Michael W. St. Paul Minn. Us Downing
Original assignee: Minnesota Mining and Manufacturing Co
Current assignee: 3M Co
Priority date: 1977-06-21
Filing date: 1978-06-20
Publication date: 1988-04-14
Also published as: FR2395312B1; SE8305617D0; SE443799B; DE2827484C2; GB2077760B; SE8305617L; SE452020B; DE2827484A1; GB2077760A; SE8305616D0; SE8305616L; DE2858340C2; FR2395312A1; SE7806946L; JPS548787A; GB2000187A; JPS632591B2; GB2000187B; SE458367B

Description

Die Erfindung betrifft ein Nährmedium für das Bakterienwachstum von einer Anfangspopulation zu einer vorbestimmten Endpopulation gemäß dem Patentanspruch 1. Die Patentansprüche 2 und 3 nennen Ausgestaltungen der Erfindung.

Die das Bakterienwachstum begrenzenden Nährmedien der Erfindung sind für eine Anzahl von Verfahren geeignet, um Bakterien zu identifizieren oder die Empfindlichkeit von Bakterien auf bestimmte Antibiotika zu bestimmen.

Bei solchen Verfahren ist es erforderlich, Bakterien zu Beginn des Prüfvorgangs in einem vorbestimmten Konzentrationsbereich zur Verfügung zu haben (kCFU/ml = colony forming units pro Milliliter), wenn das Ergebnis richtig sein soll. Beispielsweise wird in dem Aufsatz "Antibiotics Susceptibility Testing by Standardized Single-Disc Method" in The American Journal of Clinical Pathology, Vol. 45, Nr. 4, April 1966, S. 293-296, sowie in dem Aufsatz "Performance Standards for Antimicrobial Disc Susceptibility Test", ASM 2, des National Committee for Clinical Laboratory Standards of the United States of America das Kirby-Bauer-Verfahren zur Bestimmung der Empfindlichkeit schnellwachsender Bakterien für Antibiotika und chemotherapeutische Mittel beschrieben.

Beim Kirby-Bauer-Verfahren kultiviert man gewöhnlich vom Patienten erhaltene Bakterien auf einer Agarplatte. Mit einer Drahtöse werden 4 bis 5 Kolonien der Bakterien aufgenommen und in Reagensgläser gegeben, die 4 bis 5 ml einer Sojakasein- Verdauungsbrühe enthalten; dann hält man die Reagensgläser 2 bis 8 Std. im Brutofen vor, um eine Bakteriensuspension mittlerer Trübe zu erzeugen. Diese Suspension verdünnt man ggf. mit Salzlösung oder einer ähnlichen Brühe auf eine Dichte, die visuell gleich der eines Standards ist, den man aus 0,5 ml einer 1%igen BaCl₂-Lösung in 99,5 ml einer 1%igen H₂SO₄ (0,36 N) zubereitet (0,5-Mc-Farland-Standard; im folgenden als "McFarland-Standard" bezeichnet). Die Bakteriensuspension wird dann mit einem Wattetupfer auf eine Platte mit Mueller-Hinton-Agar aufgetupft. Nachdem das Inoculum getrocknet ist, legt man auf das Agar eine Papierscheibe, die ein Antibiotikum oder chemotherapeutisches Mittel enthält, hält die Platten über Nacht im Brutkasten vor und mißt dann diejenigen Flächen um jede Scheibe, in denen kein Bakterienwachstum festzustellen ist. Dieser Bereich ist die Hemmzone und dient der Ermittlung, mit welchem Antibiotikum ein bestimmtes Bakterium sinnvoll zu bekämpfen ist.

Damit das Kirby-Bauer-Verfahren genaue Ergebnisse liefert, muß das auf die Agarplatte aufgestrichene Nährmedium etwa 1×10⁸ CFU/ml enthalten. Gewöhnlich bestimmt man das Wachstumsniveau durch Sichtvergleich mit dem oben beschriebenen McFarland-Standard. Die erforderliche Dauer zur Erreichung dieser Bakterienkonzentration kann abhängig vom Bakterium selbst zwei bis acht Stunden betragen. Läßt man die Bakterien über 1×10⁸ CFU/ml hinaus wachsen und trüber werden als der McFarland-Standard, muß man das Medium auf Äquivalenz mit dem Standard verdünnen.

Ein weiteres Verfahren zur Bestimmung der Empfindlichkeit von Bakterien für verschiedene Antibiotika wird als "MIC-Test" (Test auf Mindesthemmkonzentration) bezeichnet; vergl. "Current Techniques for Antibiotics Suceptibility Testing", Albert Balows, 1974, S. 77-87. Im MIC-Test wird das verdünnte Antibiotikum mit Bakterien in einem bestimmten Konzentrationsbereich, d. h. normalerweise 10⁵ bis 10⁶ CFU/ml geimpft. Brühen mit auf das Äquivalent des McFarland-Standards, d. h. etwa 1×10⁸ CFU/ml angewachsener Bakterienpopulation werden verdünnt, um diesen Bereich zu erreichen.

Die oben genannten und andere Empfindlichkeitstests auf Antibiotika erfordern eine vorbestimmte Menge Bakterien, damit der Test genaue Ergebnisse liefert. Verwendet man eine geringere Bakterienkonzentration, reagieren die Bakterien empfindlicher auf das Antibiotikum, als es tatsächlich der Fall ist. Sind mehr Bakterien vorhanden, ergeben sich scheinbar höhere Konzentrationen an Antibiotikum, um das Bakterienwachstum zu unterdrücken; beide Ergebnisse wären falsch.

Damit die vorgenannten oder ähnliche Tests sinnvoll durchgeführt werden können, muß der Laborant eine Bakterienprobe von 4 bis 5 Kolonien von der Agarplatte abnehmen, auf der die Bakterien gewachsen sind, und sie in ein Nährmedium einbringen, wo sie 2 bis 8 Stunden vorgehalten werden müssen. Das Medium wird dabei regelmäßig geprüft, um zu bestimmen, ob die Bakterienkonzentration dem McFarland-Standard entspricht. Bei der Sichtprüfung des Mediums wird sich herausstellen, daß einige Bakterienkulturen nicht bis zur richtigen Konzentration gewachsen sind, während andere über diese angewachsen sind. Im ersteren Fall muß der Laborant die Bakterien weiter wachsen lassen, während er im letzteren Fall die Konzentration mit einem Verdünnungsmittel in den gewünschten Bereich zurückführen muß. Diese Maßnahmen sind mühsam und zeitraubend.

Erfindungsgemäß wurde nun ein Nährmedium gefunden, auf dem Bakterien wachsen können, das aber das Konzentrationsniveau begrenzt bis zu dem das Wachstum fortschreiten kann. Es wurde ein wäßriges Nährmedium ermittelt, in dem mindestens eine Art aus zwei unterschiedlichen Gattungen aerober pathogener schnellwachsender Bakterien mit einer Anfangs- zu einer Endpopulation zwischen 6×10⁷ und 3×10⁸ CFU/ml wachsen kann, bei der das Wachstum des Bakteriums infolge des Fehlens von Nährstoffen im Medium im wesentlich aufhört; danach sind die Bakterien noch mindestens 18 Std. lebensfähig. Das beanspruchte Medium ist eine wäßrige Lösung mit bestimmten Mengen einer Kohlenstoffquelle und Stickstoffquelle sowie Vitaminen und Mineralien in ausreichender Menge, um das Wachstum zu stützen, und in einer Form, in der sie die Bakterien zum Wachstum nutzen können.

Die zu züchtenden Bakterien sind aerobe Bakterien, d. h. sie nutzen zum Wachstum Sauerstoff. Die Bakterien sind pathogen, d. h. sie verursachen Krankheiten. Sie sind schnellwachsend, d. h. ihre Generationsdauer beträgt 50 min. oder weniger.

Das Medium eignet sich sowohl für gramnegative als auch für grampositive aerobe pathogene schnellwachsende Bakterien. Art und Menge der verschiedenen Bestandteile des Mediums unterscheiden sich für gramnegative und grampositive Bakterien. Die erforderliche Zeit zur Erreichung der erforderlichen Konzentration für grampositive Bakterien ist allgemein länger als für gramnegative Bakterien.

Das Wachstumsmedium erlaubt das Wachstum mindestens einer Art von zwei unterschiedlichen Gattungen aerober pathogener Bakterien. Normalerweise erlaubt es das Wachstum mindestens einer Art aus zwei Gattungen grampositiver Bakterien oder mindestens einer Art aus mindestens zwei Gattungen gramnegativer Bakterien. Zu den grampositiven aeroben Bakterien gehören Staphylococcus und Streptococcus. Erlaubt das Medium das Wachstum von Spezies aus jeder dieser zwei Gattungen, braucht man nur die Bakterien mit einem Gramfärbungstest daraufhin zu untersuchen, ob sie grampositiv oder gramnegativ sind.

Ergibt sich im Gramfärbungstest, daß das Bakterium gramnegativ ist, kann es auch aus einer wesentlich größeren Zahl von Gattungen stammen. Diese gramnegativen Gattungen sind zu 99% Escherichia, Shigella, Edwardsellia, Salmonella, Arizona, Citrobacter, Klebsiella, Entereobacter, Serratia, Proteus, Providencia, Yersinia, Pseudomonas, Acinetobacter, Moraxella und Pasteurella.

Die Anfangskonzentration kann bis zu 1 CFU/ml reichen; normalerweise liegt sie jedoch höher, d. h. bei mindestens 5×10⁶ CFU/ml.

Fängt man mit einer niedrigeren Population oder Konzentration an, wachsen die Bakterien nicht zu einer wesentlich anderen Endpopulation oder -konzentration an als bei höherer Anfangskonzentration; nur die Zeit zur Erreichung der Endkonzentration ist unterschiedlich. Wenn man die Vorhaltezeit im Brutofen steuern will, muß man die Anfangskonzentration einstellen. Die Endkonzentration, bis zu der die Bakterien anwachsen, wird als stationäre Phase bezeichnet.

Wie erläutert, beträgt die erforderliche Dauer, um eine dem McFarland-Standard äquivalente Konzentration zu erreichen, entsprechend dem Prüfverfahren unterschiedlich 2 bis 8 Std. Für die meisten Bakterien sind mindestens 5 bis 6 Std. erforderlich. Die Bakterien erreichen die Endkonzentration bzw. stationäre Phase vorzugsweise innerhalb von 5 Std. Erreicht das Bakterium bei diesem Medium die stationäre Phase bereits nach 2 Std., verbleibt es dort, selbst wenn der Laborant das Medium 5 Std. sich selbst überläßt; es ist keine Verdünnung erforderlich, um die dem McFarland-Standard äquivalente Konzentration einzustellen.

Ist die stationäre Phase bzw. Endkonzentration erreicht, hört das Bakterienwachstum im wesentlichen auf, weil mindestens ein Nährstoff, der für das stetige Wachstum des Bakteriums erforderlich ist, erschöpft ist. Bei den bisher im Kirby-Bauer-Verfahren beschriebenen Standard-Medien wird demgegenüber die Bakterienpopulation, bei der das Wachstum aufhört, von den toxischen Nebenprodukten der Bakterien bestimmt; diese Population liegt über dem McFarland-Standard.

Am Punkt der Endkonzentration oder maximalen stationären Phase steigt der Zählwert der lebensfähigen Kolonien pro Milliliter nicht mehr wesentlich an und bleibt für mindestens 18 Stunden unverändert. Die Bakterien bleiben somit für eine Zeitdauer lebensfähig, die zum Durchführen der verschiedenen Tests notwendig ist.

Die Endkonzentration zwischen 6×10⁷ und 3,0×10⁸ CFU/ml entspricht dem 0,5-McFarland-Standard.

Für gramnegative Bakterien enthält das Medium 0,42 bis 0,70 mg Kohlenstoff pro Milliliter Nährmedium.

Der Kohlenstoff liegt als Pepton oder in entsprechender Form vor. Außerdem enthält das Medium 0,09 bis 0,15 mg/ml Stickstoff in einer dem Stickstoff in Pepton ähnlichen Form. Das bevorzugte Medium hat dabei einen pH-Wert von 7 bis 8. Bei Proteosepepton ist der Kohlenstoffbereich 0,16 bis 0,27 mg/ml, der Stickstoffbereich 0,035 bis 0,056 mg/ml Medium. Eine typische Analyse des Proteosepeptons ist wie folgt:

Der pH-Wert gilt für 1%ige Lösung in destilliertem Wasser nach einer Autoklavbehandlung bei 121°C für 15 min.

Der Ansatz enthält die in Pepton oder Proteosepepton enthaltenen Vitamine und Mineralstoffe. Ein besonders zweckmäßiger Ansatz, um gramnegative Bakterien zu einer Endkonzentration von 6×10⁷ bis 3×10⁸ CFU/ml in weniger als 5 Std. zu züchten, ist eine Mischung von 1000 ml Wasser mit 0,8 g Pepton oder 0,3 g Proteosepepton, 0,03 g Dextrose, 2,5 g Dikaliumphosphat, 125 g Monokaliumphosphat und 5,0 g Natriumchlorid. Die Phosphate werden als Pufferstoffe zugefügt, um die Zusammensetzung auf einem pH-Wert von etwa 7,0 zu halten. Das Puffern ist bei bestimmten Bakterien nötig. Diese beiden Ansätze ergeben jeweils ein Medium, in dem Spezies aus den meisten Gattungen der gramnegativen aeroben pathogenen Bakterien innerhalb 5 Std. zu den oben angegebenen Konzentrationsbereichen wachsen können, wenn die Anfangskonzentration ausreicht, d. h. mindestens etwa 5×10⁶ CFU/ml beträgt.

Kombinationen von Neopepton, Trypton und Polypepton mit Pepton oder Proteosepepton lassen sich verwenden, um ein Medium herzustellen, das für eine größere Anzahl von Bakterien einsetzbar ist. Ein bevorzugtes Medium für grampositive Bakterien ist eine Lösung aus 1000 ml Wasser mit 1,7 g Trypticase, 0,3 g Phyton, 0,25 g Dextrose, 0,5 g Natriumchlorid und 0,25 g Dikaliumphosphat.

Alle Medien werden mit dem Bakterium beimpft und dann 2 bis 8 Std. im Brutofen vorgehalten.

In den folgenden Beispielen ist auf die folgenden Stoffe und Bakterien Bezug genommen. In den Beispielen bezeichnet der Ausdruck "Zuchtvorrichtung" eine speziell entwickelte Vorrichtung.

Trypton, ein enzymatisches Hydrolysat in Casein (Handelsprodukt)
Pepton, ein enzymatisches Hydrolysat von Casein (Handelsprodukt)
Dextrose (Handelsprodukt)
Polypepton, ein enzymatisches Hydrolysat von Casein und tierischem Gewebe (Handelsprodukt)
Neopepton, ein enzymatisches Hydrolysat von Protein (Handelsprodukt)
Proteosepepton, ein enzymatisches Hydrolysat von Protein (Handelsprodukt)
Salmonella typhimurium ATCC No. 19028
Shigella Sonnei (ATCC 25331)
Enterobacter cloacae (ATCC 23355) und St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
Klebsiella pneumoniae, (ATCC 23357) und St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U. S. A.
Proteus vulgaris (ATCC 6380)
Proteus mirabilis, St. John's Hospital, St. Paul Minnesota, und St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota U.S.A.
Serratia marcescens (ATCC 8100) und St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
Providencia species, University of Minnesota, Minneapolis, Minnesota, U.S.A.
Citrobacter species, University of Minnesota, Minneapolis, Minnesota, U.S.A.
Edwardsiella, University of Minnesota, Minneapolis, Minnesota, U.S.A.
Arizona, University of Minnesota, Minneapolis, Minnesota, U.S.A.
Yersinia, University of Minnesota, Minneapolis, Minnesota, U.S.A.
Pseudomonas aeruginosa (ATCC 27853) St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
Escherichia coli (ATCC 25922) und St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
Acinetobacter calcoaceticus, St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
Proteus morganii, St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
Enterobacter aerogenes, St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
Pasteurella (species), St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
CDC Gruppe II F, St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
Moraxella, St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.
Citrobacter freundii, St. Paul Ramsey Hospital, St. Paul, Minnesota, U.S.A.

Beispiel 1

Bestimmte Vorrichtungen werden mit verschiedenen Bakterien unter Benutzung eines Stabes mit sich verjüngendem Einschnitt beimpft. Die Anfangskonzentration der Bakterien wurde aufgezeichnet. Das wachstumsbegrenzende Medium in der Ampulle jeder Vorrichtung enthielt

0,8 gPepton 0,03 gDextrose 2,5 gDikaliumphosphat 1,25 gMonokaliumphosphat 5,0 gNatriumchlorid

Desgl. wurden Lösungen des Mediums mit 0,2 g Pepton und 1,6 g Pepton hergestellt.

Vier weitere wachstumsbegrenzende Medien wurden verwendet, die Proteosepepton, Trypton, Neopepton und Polypepton enthielten; diese Nährmedien wurden anstelle des Peptons der oben angegebenen Zusammensetzung verwendet. Die resultierenden Anfangskonzentrationen wurden bestimmt (CFU/ml). Die folgenden Resultate der Tabelle I sind als Mittelwert von 15 Proben angegeben, d. h. von 5 Proben von jedem der drei Zusammensetzungen eines Mediums.

Tabelle I

Beispiel 2

Folgende Substanzen wurden in 1000 ml entionisiertem Wasser gelöst und 15 min. bei 121°C in Wasserdampf sterilisiert:

Lösungen des Nährmediums mit 0,2 g und 1,6 g Pepton wurden ebenfalls zubereitet, dann Zuchtvorrichtungen unter Verwendung jedes der Nährmedien hergestellt. Mit einem Stab wurden Bakterien von vier bis fünf 18- bis 24-stündigen Kolonien der in den folgenden Tabellen angegebenen Bakterien aufgenommen. Für jedes Bakterium wurden dabei fünf Zuchtvorrichtungen verwendet, um einen Durchschnittswert aus 5 Proben zu erhalten. Vierzehn unterschiedliche Bakterien wurden getestet; es wurden also 70 Zuchtvorrichtungen in dem Test für jedes der drei Medien eingesetzt. Jede Zuchtvorrichtung wurde 10 sec gemischt und bei 35°C im Brutofen vorgehalten; Zählungen auf lebensfähige Bakterien erfolgten nach 0, 4, 5 und 6 Std. Die Ergebnisse sind in der folgenden Tabelle II zusammengefaßt:

Tabelle II

Beispiel 3

Beispiel 2 wurde wiederholt, aber anstelle von Pepton wurde Polypepton eingesetzt. Die Ergebnisse sind in der folgenden Tabelle III zusammengefaßt:

Tabelle III

Beispiel 4

Beispiel 2 wurde wiederholt, aber anstelle von Pepton wurde Neopepton verwendet. Die Ergebnisse sind in der folgenden Tabelle IV zusammengefaßt:

Tabelle IV

Beispiel 5

Beispiel 2 wurde wiederholt, aber anstelle von Pepton wurde Trypton eingesetzt. Die Ergebnisse sind in der folgenden Tabelle V zusammengefaßt:

Tabelle V

Beispiel 6

Beispiel 2 wurde wiederholt, aber mit Proteosepepton anstelle von Pepton. Die Ergebnisse sind in der folgenden Tabelle VI zusammengefaßt:

Tabelle VI

Beispiel 7

Die mit dem Medium der Erfindung erhaltenen Ergebnisse wurden mit Resultaten verglichen, die mit einem herkömmlichen Nährmedium, d. h. Trypsinsojabrühe, und nach herkömmlichen Verfahren erreicht wurden. Hierzu wurden 100 Zuchtvorrichtungen mit dem gleichen Medium wie in Beispiel 2 hergestellt. 100 klinische Bakterien-Isolate von Patienten wurden mit diesen Zuchtvorrichtungen und dem Standard-Zuchtverfahren für den Kirby-Bauer-Test behandelt. Die behandelten Bakterien waren Escherichia coli, Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aerugi nosa, Acinetobacter calocoaceeticus, Proteus mirabilis, Proteus morganii, Enterobacter aerogenes, Enterobacter cloacae, Serratia marcesens, Pasteurella (species), CDC Gruppe II F, Moraxella, Citrobacter freundii.

Insbesondere wurden 4 bis 5 isolierte Kolonien mit dem Stab aus der Zuchtvorrichtung berührt und mit dem Stab dann das Nährmedium der Zuchtvorrichtung geimpft. Die Einheiten wurden bei 35°C vier Stunden in einem Brutofen vorgehalten, dann 6 bis 8 Tropfen der Bakteriensuspension auf einen Wattetupfer gegeben. Dieser Tupfer wurde in drei Richtungen über eine Mueller-Hinto-Agarplatte gestrichen und dann der Kirby-Bauer- Test nach den Vorschriften des Antibiotics Susceptibility Standard des National Clinical Committee for Laboratory Standards (NCCLS) der V. St. A. weitergeführt und abgeschlossen. Ein Vergleich erfolgte zwischen den Ergebnissen der Empfindlichkeit für Antibiotika, die mit dem Medium der Erfindung und nach Standardverfahren zum Züchten der Bakterien erhalten wurden. Die Ergebnisse waren vergleichbar.

Beispiel 8

Die folgenden Substanzen wurden in 1000 ml entionisiertem Wasser gelöst und 15 min. bei 121°C in Wasserdampf sterilisiert:

1,7 gTrypticase 0,3 gPhyton 0,25 gDextrose 0,5 gNaCl 0,25 gK₂HPO₄

Die in diesem Beispiel verwendeten Zuchtvorrichtungen waren Polypropylhülsen, in die das Nährmedium unmittelbar eingefüllt wurde. Die Hülsen wurden mit einer Kunststoffkappe mit einem Filter verschlossen. Das Nährmedium wurde mit einer Drahtöse mit Staphylococcus aureus aus 4 bis 5 Kolonien dieser Art auf einer Agarplatte geimpft und dann 10sec. gemischt und schließlich bei 35°C vorgehalten. Zählungen auf lebensfähige Bakterien erfolgten bei 0; 1; 2,5; 4,5; 5,5; 6,5; 11,5; 13,5; 23,5; und 31 Std. Die Ergebnisse zeigten, daß der Anfangswert von 1×10⁴ nach 11,5 Std. auf etwa 1,7 bis 1,9×10⁸ CFU/ml angestiegen war und danach für den Rest des angegebenen Zählzeitraumes nicht wesentlich abnahm.

Claims

1. Medium zum Züchten von Bakterien, dadurch gekennzeichnet, daß es sich bei dem Medium um ein wäßriges Medium handelt, in dem mindestens eine Art aus zwei unterschiedlichen Gattungen aerober pathogener schnellwachsender Bakterien von einer Anfangspopulation zu einer vorbestimmten Endpopulation zwischen 6×10⁷ und 3×10⁸ CFU/ml wachsen kann, bei der das weitere Bakterienwachstum dann wegen Nährstoffmangels im Medium im wesentlichen aufhört, in dem aber die Bakterien mindestens 18 Stunden lebensfähig bleiben, und daß das Nährmedium für gramnegative Bakterien 0,42 bis 0,70 mg/ml Medium einer Kohlenstoffquelle als Pepton oder in entsprechender Form und 0,09 bis 0,15 mg/ml Medium einer Stickstoffquelle in einer dem Stickstoff im Pepton ähnlichen Form oder 0,16 bis 0,27 mg/ml Medium einer Kohlenstoffquelle und 0,035 bis 0,056 mg/ml Medium einer Stickstoffquelle in der Form, in der diese Nährstoffe in Proteose-pepton oder ähnlicher Form vorhanden sind, sowie Vitamine und Mineralstoffe enthält in einer zum Wachstum ausreichenden Menge und in einer von den Bakterien zum Wachstum nutzbaren Form.

2. Medium nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß für gramnegative Bakterien das Medium eine wäßrige Lösung von Proteosepepton und auf einen pH-Wert zwischen 7 und 8 gepuffert ist.

3. Medium nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß das Medium für grampositive Bakterien eine wäßrige Lösung eines enzymatischen Proteinhydrolysats enthält.