CN115947778B - 一种具有降脂活性的小肽、制备方法及其应用 - Google Patents

一种具有降脂活性的小肽、制备方法及其应用 Download PDF

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Abstract

本发明提供一种具有降脂活性的小肽、制备方法及其应用,属于生物技术领域。该具有降脂活性的小肽,其氨基酸序列如SEQ ID NO:1所示。本发明还提供所述小肽的制备方法,包括如下步骤:(1)将泥鳅蛋白采用蛋白酶酶解,得到酶解产物;(2)取所述酶解产物采用超滤膜分离,取分子量小于3 kDa的组分;(3)将所述分子量小于3 kDa的组分经葡聚糖凝胶Sephadex G‑15过滤分离,得到所述小肽。本发明小肽,来源于泥鳅蛋白,具有安全性高、高效、来源广泛的特点。

Description

一种具有降脂活性的小肽、制备方法及其应用
技术领域
本发明属于生物技术领域,具体涉及一种具有降脂活性的小肽、制备方法及其应用。
背景技术
肥胖是一种代谢性疾病,它是由于摄入过多的能量或者身体的新陈代谢发生了变化,导致身体的脂肪特别是甘油三酯的积累,同时伴随着II型糖尿病、非酒精性脂肪肝和心血管病等疾病的发生,危害超过全球1/3的人口。长期以来,人们热衷于寻找治疗或预防肥胖的药物,如奥利司他、西布曲明、二甲双胍及他汀类药物等,但临床使用仍伴随多种副反应发生。随着医学和生物技术的发展,多肽和蛋白类药物开始不断涌现,它具有高药效、易代谢、不易蓄积、毒性低、副作用小等诸多优势,因此开发多肽和蛋白类药物成为研究的热点。
现有技术中,缺乏天然来源、高效、安全的、具有降脂活性的小肽。
发明内容
本发明的目的是提供一种具有降脂活性的小肽,来源于泥鳅蛋白,具有安全性高、高效、来源广泛的特点。
本发明的另一目的是提供上述小肽的制备方法,该方法简单,安全,高效,重复性好。
本发明的又一目的是提供该小肽在制备具有降脂活性的药物、化妆品或功能性食品中的应用。
本发明的目的采用如下技术方案实现:
一种具有降脂活性的小肽,其氨基酸序列如SEQ ID NO:1所示。
本发明还提供所述小肽的制备方法,包括如下步骤:(1)将泥鳅蛋白采用蛋白酶酶解,得到酶解产物;(2)取所述酶解产物采用超滤膜分离,取分子量小于3kDa的组分;(3)将所述分子量小于3kDa的组分经葡聚糖凝胶Sephadex G-15过滤分离,得到所述小肽。
在本发明中,步骤(1)中所述蛋白酶为菠萝蛋白酶和碱性蛋白酶。
在本发明中,步骤(1)中将泥鳅蛋白依次采用菠萝蛋白酶和碱性蛋白酶酶解。
在本发明中,步骤(1)所述菠萝蛋白酶酶解时间为4-6h,碱性蛋白酶酶解时间为0.5-1.5h。
在本发明中,步骤(2)中所述超滤膜的截留分子量为3kDa。
在本发明中,步骤(3)采用葡聚糖凝胶Sephadex G-15过滤分离中,采用去离子水进行洗脱,洗脱流速为0.8ml/min,取保留时间为125-155min的洗脱液,得到所述小肽。
本发明还提供所述小肽在制备具有降脂活性的药物、化妆品或功能性食品中的应用。
本发明还提供含有所述小肽的药物、化妆品或功能性食品。
本发明小肽从泥鳅蛋白中分离,氨基酸序列如SEQ ID NO:1所示,通过体外PA诱导的Hep G2细胞脂滴分泌量以及胞内甘油三酯含量测定,发现具较强降脂活性,可以应用于制备具有降脂活性的药物、化妆品或功能性产品中,在食品、医药及化妆品领域具有广阔的前景。本发明小肽,来源于泥鳅蛋白,因此安全性较高,其制备方法简单,容易操作,来源广泛。
附图说明
图1超滤组分对PA诱导的Hep G2细胞脂质累积的影响。其中(A)为各组分对Hep G2细胞增殖活力的影响,对照组是指对照孔,LPH-Ⅰ、LPH-Ⅱ、LPH-Ⅲ分别指加入LPH-Ⅰ、LPH-Ⅱ或LPH-Ⅲ(150μg/ml)的样品孔;(B)显示了各组分对PA诱导的Hep G2细胞脂滴分泌的影响,其中Control为空白对照,PA是采用基础培养液干预的孔,PA/LPH-Ⅰ表示采用采用添加了150μg/ml LPH-Ⅰ的基础培养液干预的孔,PA/LPH-Ⅱ和PA/LPH-Ⅲ按照相同方法类推;(C)为各组分对PA诱导的Hep G2细胞脂质含量的影响,其中下方PA、样品表示干预过程中添加的该物质,+表示添加有对应物质,-表示未添加对应物质。(D)为各组分对PA诱导的Hep G2细胞内甘油三酯(TG)含量的影响,其中下方PA、样品表示干预过程中添加的物质,+表示添加有对应物质,-表示未添加对应物质,纵坐标为甘油三酯含量,单位为微摩尔每克蛋白(μmol/gprot)。##表示与空白孔相比有极显著差异(p<0.01),**表示与模型孔相比具有极显著差异(p<0.01)下同。
图2显示LPH-Ⅲ经Sephadex G-15凝胶过滤分离色谱图。其中横坐标为保留时间(min),纵坐标是220nm处的信号响应值(mV)。
图3凝胶过滤分离组分对PA诱导的Hep G2细胞脂质累积的影响。(A)为G1、G2、G3、G4、G5、G6和G7(100μg/ml)对Hep G2细胞增殖活力的影响。其中对照组是指对照孔,G1、G2、G3、G4、G5、G6、G7分别指加入G1、G2、G3、G4、G5、G6或G7的样品孔;(B)为G1-G7(100μg/ml)对PA诱导的Hep G2细胞脂滴分泌影响,其中Control为空白对照,PA是采用基础培养液干预的孔,PA/G1表示采用添加了G1的基础培养液干预的孔;PA/G2、PA/G3、PA/G4、PA/G5、PA/G6、PA/G7按照上述方法类推。(C)为100μg/ml的G1-G7对PA诱导的Hep G2细胞脂滴分泌的影响,下方PA、样品表示干预过程中添加的该物质,+表示添加有对应物质,-表示未添加对应物质。(D)为G1-G7(100μg/ml)对PA诱导的Hep G2细胞内甘油三酯(TG)含量的影响,下方PA、样品表示干预过程中添加的物质,+表示添加有对应物质,-表示未添加对应物质,纵坐标为甘油三酯含量,单位为微摩尔每克蛋白(μmol/gprot)。
图4AYPF的二级质谱图。横坐标表示离子的质荷比(m/z)值,纵坐标表示离子流的强度。
图5小肽AYPF对PA诱导的Hep G2细胞脂质累积的影响。其中(A)为不同浓度小肽AYPF对Hep G2细胞增殖活力的影响,对照组是指对照孔,16、32、64、128、256和512分别指加入16、32、64、128、256、512μM小肽AYPF的样品孔;(B)为小肽AYPF对PA诱导的Hep G2细胞脂滴分泌的影响,其中Control为空白对照,PA是采用基础培养液干预的孔,PA/64μMAYPF表示采用添加了64μMAYPF的基础培养液干预的孔;PA/128μMAYPF表示采用添加了128μMAYPF的基础培养液干预的孔。(C)为不同浓度小肽AYPF对PA诱导的Hep G2细胞脂滴分泌的影响,下方PA、AYPF表示干预过程中添加的物质,+表示添加有对应物质,-表示未添加对应物质。(D)为不同浓度小肽AYPF对PA诱导的Hep G2细胞内甘油三酯(TG)含量的影响,下方PA、AYPF表示干预过程中添加的物质,+表示添加有对应物质,-表示未添加对应物质,纵坐标为甘油三酯含量,单位为微摩尔每克蛋白(μmol/gprot)。
具体实施方式
下述实施例中所使用的实验方法如无特殊说明,均为常规方法。
下述实施例中所用的材料、试剂等,如无特殊说明,均可从商业途径得到。
1.材料:菠萝蛋白酶(300U/mg),源叶生物科技有限公司;碱性蛋白酶(200U/mg),源叶生物科技有限公司;超滤膜(10kDa、3kDa),美国millipore公司;Sephadex G-15,(中国)医疗集团;Hep G2细胞株,上海中科院细胞库;胎牛血清(FBS)、High Glucose DMEM培养液、Penicillin-Streptomycin(100×)、Trypsin EDTA(0.05%)、PBS磷酸盐缓冲液(1×,pH7.2),美国Gibco公司;二甲基亚砜(DMSO),美国Sigma公司;油红O染料,源叶生物科技有限公司;钠棕榈酸酯(PA,规格:99%),上海麦克林生化科技有限公司;牛血清白蛋白(BSA),美国Sigma公司;BCA蛋白浓度测定试剂盒,碧云天生物技术有限公司;组织细胞甘油三酯酶法测定试剂盒E1013,北京普利莱基因技术有限公司;其他试剂均为国产分析纯。
2.主要仪器与设备:生物安全柜,Thermo Fisher(中国)公司;MZE多功能酶标仪,Molecular Devices(美国)公司;SL16R台式离心机,Thermo Fisher(中国)公司;二氧化碳培养箱,Thermo Fisher(中国)公司;倒置荧光显微镜,德国卡尔蔡司有限公司。
实施例1制备具有降脂活性的小肽
(1)泥鳅前处理:试验前,泥鳅置于干净的水中喂养一星期,吐脏。宰杀,去除头、尾、内脏及血,收集肉置于绞肉机中搅打两次,得到的肉糜置于聚乙烯袋中,-20℃冻藏,备用。
(2)泥鳅蛋白的酶解:称取100g泥鳅肉糜并加入200ml去离子水,搅拌均匀,可得pH值为6.5的浊液。无需调节pH,接着加入含有300mg菠萝蛋白酶(300U/mg,源叶生物科技有限公司,CAS号:37189-34-7)的水溶液1ml,55℃条件下酶解5h,沸水浴条件下灭酶10min。然后,用0.1M的氢氧化钠水溶液将pH值调为8.0,加入含有450mg碱性蛋白酶(200U/mg,源叶生物科技有限公司,CAS号:9014-01-1)的水溶液1ml,50℃条件下酶解1h,沸水浴条件下灭酶10min。将酶解后的溶液冷却至室温,以5000r/min离心20min,收集上清液,透析脱盐,真空冷冻干燥后,得到泥鳅蛋白酶解产物(Loach Protein Hydrolysate,记为LPH)。
(3)泥鳅蛋白酶解产物的超滤分离:选用截流分子量为10kDa和3kDa的超滤膜。用去离子水将泥鳅蛋白酶解产物配成质量百分浓度为1%的溶液,用0.45μm的纤维素膜过滤除去不溶物,然后采用Labscale小型切向流超滤系统进行分离,首先选用截流分子量为10kDa的超滤膜进行分离,得到分子量大于10kDa的组分(记为组分LPH-Ⅰ)和分子量小于等于10kDa的组分;然后将分子量小于等于10kDa的组分继续用截流分子量为3kDa的超滤膜进行分离,得到分子量大于等于3kDa小于等于10kDa的组分(记为组分LPH-II)和分子量小于3kDa的组分(记为组分LPH-III)。超滤时,调节泵的压力为0.2MPa,超滤温度为4℃。
将超滤后获得的不同分子量的组分LPH-Ⅰ(>10kDa)、LPH-II(3~10kDa)和LPH-III(<3kDa)分别脱盐、冷冻干燥,采用MTT法检测各组分对正常Hep G2细胞增殖活力的影响;另外,通过检测各组分LPH-Ⅰ(>10kDa)、LPH-II(3~10kDa)和LPH-III(<3kDa)对钠棕榈酸酯(PA)诱导的Hep G2细胞脂质累积(脂滴分泌、胞内甘油三酯(TG)含量)产生的影响,来评价小肽的降脂活性。
①MTT(噻唑蓝)法检测各组分(LPH-Ⅰ、LPH-II和LPH-III)对正常Hep G2细胞增殖活力的影响:取对数生长期的Hep G2细胞,用含10%FBS的High Glucose DMEM培养液配置成4×105个/mL的细胞悬浮液。在96孔板中设置样品孔,每个样品孔中加入100μl细胞悬浮液,在细胞培养箱中培养24h使细胞贴壁。除去样品孔中的培养液后,将组分LPH-Ⅰ(>10kDa)、LPH-II(3~10kDa)和LPH-III(<3kDa)分别溶解于含10%FBS的High Glucose DMEM培养液中,制成浓度为150μg/ml的小肽培养液,再加入各样品孔中,每孔100μl体积;设空白孔,与样品孔相比,无细胞,以100μl的PBS磷酸盐缓冲液(1×,pH 7.2)替代小肽培养液;设置对照孔,与样品孔相比,有细胞,但是以100μl的PBS磷酸盐缓冲液(1×,pH 7.2)替代小肽培养液。将96孔板在37℃培养箱中培养24h后,每孔加入10μl的MTT溶液(5mg/mL),培养4h后,除去96孔板中的溶液,每孔加入150μl的DMSO,37℃恒温振荡箱中振荡20min,在酶标仪中570nm波长下测吸光度。
细胞增殖活力=(OD样品孔-OD空白孔)/(OD对照孔-OD空白孔)×100%。
结果如图1(A)所示,在各组分处理24h后,吸光度没有显著性差异,表明不同组分LPH-Ⅰ(>10kDa)、LPH-II(3~10kDa)和LPH-III(<3kDa)对Hep G2细胞的活性并无影响,说明组分LPH-Ⅰ(>10kDa)、LPH-II(3~10kDa)和LPH-III(<3kDa)安全性较好。
②油红O染色:取对数生长期Hep G2细胞,以5×104个/孔接种于24孔板,每孔加入500μl含有10%FBS的High Glucose DMEM培养液进行培养,待细胞生长至90%融合度后,去除培养液,每孔加入500μl无FBS的High Glucose DMEM培养液饥饿处理16h,之后每孔分别加入500μl含150uM PA和1%BSA的High Glucose DMEM新鲜培养液(记为基础培养液)、含有150μg/ml的LPH-Ⅰ的基础培养液、含有150μg/ml的LPH-II的基础培养液、含有150μg/ml的LPH-III的基础培养液,每组设4个平行/孔,诱导24h,以含1%BSA的High Glucose DMEM培养液培育的细胞为空白对照。诱导结束后,吸弃上清,以PBS磷酸盐缓冲液小心润洗3次,加入10%中性福尔马林溶液固定30min,PBS磷酸盐缓冲液润洗3次,每次3min,稍晾干,以60%异丙醇水溶液分化后,加入含油红O染料的染色液(0.3g油红O染料加入到100ml的60%异丙醇水溶液所得),37℃摇床上避光染色20min。弃去染色液,以60%异丙醇水溶液分化至背景清晰,再以PBS磷酸盐缓冲液洗涤3次,即可置于莱卡倒置显微镜下(200×)进行拍照分析。
拍照结束后,每孔加入200ul异丙醇,置于37℃摇床上复溶油红O染料,测定其在510nm处吸光度值,以空白对照的脂质含量为百分百,计算各组分小肽处理后脂质含量相对于空白对照的百分比,可测得泥鳅多肽的体外降脂效果。
结果如图1(B)和(C)所示,通过油红O染色观察到,空白对照组的细胞形态清楚,红色的微滴数目很少,而PA刺激后细胞的脂滴数目和体积都有显著的提高。而加入了LPH-Ⅰ、LPH-II和LPH-III组分的组别与模型(PA)组相比红色液滴数目明显降低;且复溶油红O染料后,测定其在510nm处吸光度值,发现加入LPH-Ⅰ、LPH-II和LPH-III组分后可以明显降低细胞的脂滴分泌量。
③细胞甘油三酯(TG)含量的测定:取对数生长期Hep G2细胞,以5×104个/孔接种于24孔板,每孔加入500μl含有10%FBS的High Glucose DMEM培养液进行培养,待细胞生长至90%融合度后,去除培养液,以每孔500μl无FBS的High Glucose DMEM培养液饥饿处理16h,之后每孔分别加入500μl含150μM PA和1%BSA的High Glucose DMEM新鲜培养液(记为基础培养液)、含有150μg/ml的LPH-Ⅰ的基础培养液、含有150μg/ml的LPH-II的基础培养液、含有150μg/ml的LPH-III的基础培养液,每组设4个平行孔,诱导24h,以含1%BSA的HighGlucose DMEM培养液培育的细胞为空白对照。诱导结束后,将细胞以预冷的PBS缓冲液润洗3次后,加入裂解液置于冰上裂解15min,结合细胞刮棒将其收集至EP管中后,4℃条件下12000rpm/min离心15min,取上清采用组织细胞甘油三酯酶法测定试剂盒E1013测定细胞甘油三酯(TG)含量。
结果如图1(D)所示,经PA刺激后细胞内甘油三脂含量较对照组相比明显升高,而在加入了LPH-Ⅰ、LPH-II和LPH-III组分后这种情况得到了缓解,其中LPH-III组分具最佳缓解效果。
上述实验结果表明,泥鳅蛋白酶解液经超滤分离后,LPH-Ⅰ、LPH-II和LPH-III组分均具备一定体外降脂效果,其中LPH-III组分具有最佳降脂效果。因此,对LPH-III组分进行冻干,并进行凝胶过滤分离,以便得到更加确切的降脂成分。
(4)凝胶过滤分离:采用的葡聚糖凝胶填料型号为Sephadex G-15。层析柱规格为:1.6×75cm。首先,根据层析柱体积及所需凝胶体积准备一定量凝胶填料,将干胶浸泡于洗脱液或去离子水中一段时间,之后可煮沸5-10min使充分溶胀,将填料进行装柱,注意千万不要出现断层或大气泡,装填高度为65cm左右(可根据层析柱规格进行调整)。
将凝胶柱、恒流泵、紫外检测系统与自动收集器按特定顺序进行连接。调整恒流泵至流速为0.8ml/min,以去离子水进行平衡洗脱(排除系统气泡以及冲压填料使之稳定)。将LPH-III组分的冻干样品重新溶解于去离子水中,配制成浓度为30mg/ml的样品,采用0.45μm水系滤膜过滤以去除不溶性杂质,取过滤后的样品(LPH-III组分浓度为30mg/ml)8ml上柱,以去离子水进行洗脱,洗脱速度为0.8ml/min。收集洗脱液,每管4ml,其中紫外检测波长为220nm。
如图2所示,LPH-III组分经Sephadex G-15凝胶过滤分离后被分为7个峰组分,我们将这7个峰组分命名为G1、G2、G3、G4、G5、G6和G7。
合并各峰组分液体悬蒸浓缩后冻干,采用本实施例标题①方法分别测定浓度为100μg/ml的G1-G7对Hep G2细胞增殖活力的影响;采用本实施例标题②和③中方法测定100μg/ml的G1-G7体外降脂效果,活性最高的组分用于肽序列分析。
如图3所示,G1、G2、G3、G4、G5、G6和G7在浓度为100μg/ml时对Hep G2细胞的增殖活力没有影响(见图3(A)),且能够显著降低PA诱导所致的脂滴分泌增加(见图3(B)和(C))以及缓解胞内甘油三酯含量的升高(见图3(D))。其中,又以G4峰组分(对应的保留时间为125-155min)具最佳体外降脂效果。因此,对G4峰组分的氨基酸序列进行分析。
(5)结构鉴定:采用LC-MS/MS检测G4峰中的活性组分纯度及氨基酸序列。将G4峰组分冷冻干燥,得到G4峰组分的冻干粉。将G4峰组分的冻干粉溶于去离子水,配制成浓度为20μg/ml的蛋白溶液。流动相A是质量百分浓度为0.1%的甲酸水溶液,B是质量百分浓度为0.1%的甲酸的乙腈溶液,选用BEH C18色谱柱。洗脱程序为:0-5min,流动相A 100~85%线性降低,流动相B 0~15%线性升高;5-10min,流动相A 85~100%线性升高,流动相B15~0%线性降低。洗脱程序中的百分数为体积百分浓度。样品经过液相色谱分离系统后,再由质谱系统将肽段打成不同分子量的碎片,并由质量分析器将离子碎片按质量数分开,经检测器检测得到质谱图,如图4。分析质谱图,发现G4峰中的活性组分为氨基酸序列为AYPF的小肽,分子量为496.56Da,质量百分数大于等于98%。
实施例2小肽AYPF的降脂活性
由金斯瑞生物科技有限公司利用FlexPeptideTM多肽合成技术合成小肽AYPF(SEQID NO:1)。采用实施例1标题①方法测定小肽AYPF浓度在16、32、64、128、256、512μM时对HepG2细胞增殖活力的影响。结果如图5(A)所示,在浓度为256μM时,小肽对细胞活力产生了一定影响,故而,实验采用64μM和128μM为研究浓度进行后续实验。
采用实施例1中标题②和③中方法测定64μM和128μM小肽AYPF体外降脂效果。结果表明,小肽AYPF可以显著降低PA诱导所致的脂滴分泌增加(见图5(B)和(C)),采用PA诱导的Hep G2细胞中脂质含量达到了198.89±3.37%(以空白对照为100%计算),采用64μM和128μM小肽AYPF干预的情况下,细胞中脂质含量仅为138.91±1.54%和117.84±1.60%。由图5(D)可见,正常Hep G2细胞中甘油三酯含量为38.04±3.18μmol/gprot,采用PA诱导的HepG2细胞中甘油三酯含量为117.89±11.78μmol/gprot,采用64μM和128μM小肽AYPF干预的情况下,细胞中甘油三酯含量仅为73.25±7.12μmol/gprot和62.83±4.51μmol/gprot,说明了小肽AYPF可以显著缓解胞内甘油三酯含量的升高,且呈现剂量依赖,可以认为该小肽具备较好体外降脂效果。
综上所述,本发明小肽AYPF具有良好的降脂活性,能够显著缓解由PA诱导的HepG2细胞的脂质累积,降低细胞内甘油三酯(TG)含量,可以应用于制备具有降脂活性的药物、化妆品或功能性产品中。

Claims (6)

1.一种具有降脂活性的小肽,其氨基酸序列如SEQ ID NO:1所示。
2.权利要求1所述小肽的制备方法,其特征在于包括如下步骤:(1)将泥鳅蛋白采用蛋白酶酶解,得到酶解产物;(2)取所述酶解产物采用超滤膜分离,取分子量小于3 kDa的组分;(3)将所述分子量小于3 kDa的组分经葡聚糖凝胶Sephadex G-15过滤分离,得到所述小肽;步骤(1)中将泥鳅蛋白依次采用菠萝蛋白酶和碱性蛋白酶酶解;步骤(1)所述菠萝蛋白酶酶解时间为4-6 h,碱性蛋白酶酶解时间为0.5-1.5 h。
3.根据权利要求2所述制备方法,其特征在于步骤(2)中所述超滤膜的截留分子量为3kDa。
4.根据权利要求3所述制备方法,其特征在于步骤(3)采用葡聚糖凝胶Sephadex G-15过滤分离中,采用去离子水进行洗脱,洗脱流速为0.8 ml/min,取保留时间为125-155 min的洗脱液,得到所述小肽。
5.权利要求1所述小肽在制备具有降脂活性的药物、化妆品中的应用。
6.含有权利要求1所述小肽的药物、化妆品。
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