ES2331051T3 - Inmovilizacion de moleculas de union de antigenos de un dominio. - Google Patents
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Abstract
Material inmunoactivo que comprende un único fragmento de unión de antígeno de único dominio de una inmunoglobulina naturalmente desprovista de cadenas ligeras, o una proteína que tiene las mismas propiedades o similares de unir antígenos localizada en un único dominio, cuyo fragmento está desprovisto de cualquier grupo polipéptido añadido, inmovilizado mediante enlaces covalentes en una superficie sólida.
Description
Inmovilización de moléculas de unión de
antígenos de un dominio.
La presente invención se refiere a la
inmovilización de los dominios de unión de antígenos (VHH) de
anticuerpos naturalmente desprovistos de cadenas ligeras o sus
equivalentes funcionales en superficies sólidas con retención de
actividad de unión. Más particularmente, la invención se refiere a
la preparación y uso de materiales inmunoactivos que comprenden un
dominio VHH, sin ninguna extensión peptídica, inmovilizados en una
superficie sólida mediante interacciones covalentes.
Los procesos dirigidos a inmovilizar proteínas
en una superficie sólida son de un interés comercial considerable.
La funcionalización de superficies con materiales inmunológicos,
tales como anticuerpos o fragmentos de anticuerpos, en particular,
forma la base de técnicas de inmunoadsorción tales como los procesos
de purificación de inmunoafinidad que se aplican cada vez más en la
recuperación o purificación de una gama de materiales
comercialmente importantes.
Comúnmente, la fijación de proteínas a
superficies sólidas, tales como medios de cromatografía, se ha
realizado exponiendo la superficie a una solución de la proteína de
tal manera que la proteína sea adsorbida sobre la superficie sólida
a través de mecanismos de enlace no específicos. Los métodos para
inmovilizar proteínas en medios de cromatografía están bien
establecidos en la bibliografía, véase por ejemplo, en Protein
Immobilisation, R.F. Taylor ed., Marcel Dekker, Inc., Nueva York,
1991. Si la superficie sólida es provista por un material
hidrofóbico tal como poliestireno, por ejemplo, entonces la
fijación se realiza generalmente por adsorción de regiones
hidrofóbicas de la proteína sobre la superficie hidrofóbica.
La adsorción sobre la superficie sólida viene
normalmente acompañada de la rotura conformacional significante con
desplegado y desnaturalización parcial de la proteína concernida.
La pérdida concomitante de actividad de la proteína devalúa la
utilidad global del proceso. Comúnmente, por ejemplo, la adsorción
de anticuerpos sobre una superficie hidrofóbica viene acompañada de
la pérdida de en el orden de más del 95% de actividad de unión así
como una menor especificidad de unión. Si hay fragmentos de
anticuerpos más pequeños implicados, el grado de afinidad de enlace
específico conservado tras la adsorción sobre una superficie sólida
puede ser incluso inferior, como ha descrito
Molina-Bolivar et al, J. Biomaterials
Science-Polymer Edition, 9,
1103-1113, 1998.
Se han considerado alternativas o mejoras al
método de adsorción de proteínas en la preparación de superficies
con proteínas inmovilizadas.
Un procedimiento alternativo es usar la
reticulación química de residuos en la proteína para la fijación
covalente a una superficie sólida activada usando químicas de
acoplamiento convencional, por ejemplo como se describe en
Bioconjugate Techniques, G.T. Hermanson, ed. Academic Press, Inc.,
San Diego, CA, EEUU. Residuos de aminoácidos que incorporan grupos
sulfidrilo, tales como la cisteína, pueden unirse de manera
covalente usando un reactivo biespecífico tal como
succinimidil-maleimidofenilbutirato (SMPB), por
ejemplo. De forma alternativa, grupos de lisina localizados en la
superficie de proteínas pueden acoplarse a grupos carboxilo
activados en la superficie sólida por acoplamiento de carbodiimida
convencional usando
1,etil-3-[3-dimetilaminopropil]carbodiimida
(EDC) y N-hidroxisuccinimida (NHS). Una desventaja
de este procedimiento es que los residuos de reticulación en la
proteína pueden interferir en la funcionalidad de la proteína.
Cuanto más pequeño sea el fragmento de anticuerpo para ser
inmovilizado, mayor es la probabilidad de que la reticulación
implique un residuo en, o cerca del sitio de unión del antígeno y,
consecuentemente, que interfiera en la actividad de unión. Esto ha
sido observado específicamente para el caso de los clásicos
dominios VH aislados, en los que se encontró que la reticulación
producía pérdidas sustanciales en afinidad y especificidad de unión
(véase, por ejemplo, Berry et al, Journal of Chromatography,
597, 239-245 (1992), que sugiere que los clásicos
dominios VH son más fácilmente inactivados que los fragmentos Fv
durante la inmovilización). Como ha demostrado Spitznagel et
al, Bio/Technology, 11, 825-829, (1993), además
de actividades específicas reducidas, los anticuerpos inmovilizados
normalmente exhiben afinidades de unión inferiores a sus homólogos
solubles.
Suministrando el fragmento de anticuerpo con una
extensión en forma de una cola peptídica o un dominio de proteína
adicional, la fijación de la proteína a la superficie puede ser
causada por adsorción no covalente o usando agentes de reticulación
químicos convencionales en un sitio remoto del cuerpo principal de
la proteína. De esta manera, es menos posible que el proceso de
inmovilización mismo interfiera en la funcionalidad de la
proteína.
También pueden emplearse los procedimientos de
acoplamiento racional para controlar la orientación del fragmento
de anticuerpos (Rao et al, Mikrochimica Acta, 128
(3-4), 127-143, 1998). Además, el
aumento de la longitud del enlazador químico usado para fijar la
molécula inmovilizada al soporte sólido puede reducir las tensiones
conformacionales en la proteína, permitiendo que exista en una
conformación más natural.
EP 0434317 (Joseph Crosfield & Sons) expone
el uso de medios de purificación de afinidad mejorada empleando
agentes de enlace específico pequeños, especialmente fragmentos de
anticuerpos Fv. Estos opcionalmente tienen una cola hidrofóbica,
con un grupo de enlace particularmente preferido siendo el epitopo
myc (Munro, S., y Pelham, H.R. (1986) Célula 46,
291-300). Tal cola está principalmente destinada a
facilitar la inmovilización del agente de unión por enlace no
covalente sobre una superficie hidrofóbica, aunque como el grupo
myc contiene un residuo de lisina, podría también ser usado para el
enlace covalente sobre superficies.
WO 91/08482 (Unilever) describe en el ejemplo 6
una anti-lisozima VH sin cola, inmovilizada en una
fase sólida; de los resultados presentados se deduce que la
actividad de enlace de los anticuerpos se ve contraria y seriamente
afectada en comparación con fragmentos inmovilizados VH en una
superficie sólida a través de una cola
peptídica.
peptídica.
Sigue habiendo una necesidad de mejorar la
capacidad para preparar superficies inmunoactivas por
inmovilización de fragmentos de anticuerpos conservando su afinidad
y especificidad de enlace, preferiblemente sin la necesidad de
elaborarlas con secuencias de cola.
Una clase de anticuerpos de interés particular
en relación con las aplicaciones biotecnológicas comprende los
anticuerpos de cadena pesada tales como los que se encuentran en
los camélidos, como el camello o la llama. Los elementos de unión de
estos anticuerpos consisten en un único dominio de polipéptido, es
decir la región variable del polipéptido de cadena pesada (VHH).
Estos anticuerpos están naturalmente desprovistos de cadenas
ligeras con el dominio variable de cadena pesada formando el sitio
de unión de antígeno completo. Por el contrario, los clásicos
anticuerpos (murinos, humanos, etcétera), tienen elementos de unión
comprendiendo dos dominios de polipéptido (las regiones variables
de la cadena pesada (VH) y de la cadena ligera (VL)). La falta de
dependencia en interacción con un dominio variable de cadena ligera
para mantener la integridad estructural y funcional proporciona a
estos dominios VHH una ventaja sustancial sobre otros pequeños
fragmentos de anticuerpos, en cuanto a facilidad de producción y
comportamiento en solución. En particular, los fragmentos VHH son
los tipos preferidos de moléculas para la purificación por
inmunoafinidad, debido a su estabilidad inusual y su capacidad de
replegarse eficazmente después de la desnaturalización completa, que
frecuentemente ocurre durante la elución del antígeno.
M. Arbabi-Ghahroudi et
al, FEBS Letters, vol 414 no 3, 15 Septiembre 1997, páginas
521-526 expone la selección e identificación de
fragmentos de anticuerpos de dominio único de anticuerpos de cadena
pesada de camello (dominio VHH).
Los procedimientos para obtener inmunoglobulinas
de cadena pesada de camélidos, o sus fragmentos (funcionalizados),
han sido descritos en WO 94/04678 (Casterman et al) y WO
94/25591 (Frenken et al). Los fragmentos VHH pueden ser
producidos a través de tecnología de ADN recombinante en un número
de huéspedes microbianos, (bacterianos, levadura, molde), como se
describe en WO 94/29457 (Frenken et al). De forma
alternativa, los dominios de unión pueden ser obtenidos por
modificación de los fragmentos VH de anticuerpos tradicionales por
un procedimiento denominado "camelización", descrito por
Davies et al, Bio/Technology, 13, 475-479
(1995). Por este medio el fragmento VH clásico es mutado, por
sustitución de un número de aminoácidos presentes en la interfaz
VH/LV, en un fragmento tipo VHH, por lo cual se mantienen sus
propiedades de unión.
La inmovilización de un fragmento VHH con una
cola His en una capa de dextrano carboxilado usando química de
acoplamiento EDC/NHS está descrita por Muyldermans et al,
EMBO Journal, 17 (13), p3512-3520, 1998. La
inmovilización mediada con cola de polipéptido de fragmentos VHH en
superficies sólidas también es propuesta en WO 99/23221
(Unilever).
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La invención describe la inmovilización de
fragmentos de unión del antígeno de único dominio de anticuerpos
naturalmente desprovistos de cadenas ligeras (VHH), o dominios de
proteína funcionalmente equivalente a ellos, sobre una superficie
sólida a través de reticulación covalente mientras se sigue
conservando la actividad biológica suficiente para permitir que los
fragmentos funcionen (por ej. como en una matriz de purificación de
afinidad). Los propios fragmentos son inmovilizados directamente en
la superficie sólida; éstos son desprovistos de cualquier grupo
polipéptido añadido a través del cual la inmovilización podría ser
de lo contrario mediada. Los fragmentos VHH descritos son
normalmente inferiores a 20 kDa en peso molecular y contienen sólo
la secuencia de aminoácidos necesaria para formar un fragmento VHH
funcional completo o una proporción del mismo (fragmento
truncado).
truncado).
La presente invención puede ser mejor entendida
con referencia a la descripción siguiente leída con los dibujos
anexos donde:
Figura 1 muestra un análisis por
SDS-PAGE del acoplamiento de fragmentos de
anticuerpos VHH a CnBr-
sepharosa 4B (Amersham Pharmacia Biotech). Las proteínas fueron teñidas usando azul brillante de Coomassie. El set marcador de peso molecular fue de GibcoBRL (BenchMark Lot. Nº.: 1080925).
sepharosa 4B (Amersham Pharmacia Biotech). Las proteínas fueron teñidas usando azul brillante de Coomassie. El set marcador de peso molecular fue de GibcoBRL (BenchMark Lot. Nº.: 1080925).
Figura 2 muestra cromatogramas obtenidos durante
la purificación de IgG de ratón de suero por cromatografía de
inmunoafinidad usando la versión marcada inmovilizada (codificada
1A) y la versión no marcada (codificada 3) de VHH#1.
Figura 3 representa muestras de purificación de
IgG de ratón de suero por cromatografía de inmunoafinidad,
analizadas en un gel SDS-PAGE teñido con azul
brillante de Coomassie.
- \quad
- Panel izquierdo: purificación usando VHH#1 inmovilizado no marcado. (línea 1: marcadores de peso molecular; línea 2: suero de ratón; línea 3: flujo (fracción 3 - véase figura 2); línea 4: elución (fracción 10 - véase figura 2).
- \quad
- Panel derecho: purificación usando VHH#1 inmovilizado marcado. (línea 1: marcadores de peso molecular; línea 2: suero de ratón; línea 3: flujo (fracción 3); línea 4: elución (fracción 10).
- \quad
- Marcadores de peso molecular: marcador GibcoBRL BenchMark (Lot. No.: 1080925).
\vskip1.000000\baselineskip
Figura 4 representa muestras de purificación de
IgG de suero de ratón analizado por transferencia Western.
- \quad
- Línea 1,5,9: marcadores
- \quad
- Líneas 2-4: purificación usando VHH#1 inmovilizado no marcado (línea 2: suero de ratón; línea 3: flujo (fracción 3 - véase figura 2); línea 4: elución (fracción 10 - véase figura 2).
- \quad
- Líneas 6-8: purificación usando VHH#1 inmovilizado marcado (línea 6: suero de ratón; línea 7: flujo (fracción 3 - véase figura 2); línea 8: elución (fracción 10 - véase figura 2)
- \quad
- Marcadores de peso molecular: Marcador GibcoBRL BenchMark (Lot. No.: 1080925).
\vskip1.000000\baselineskip
Figura 5 muestra un cromatograma obtenido
durante la purificación de hierba AFP de caldo por cromatografía de
inmunoafinidad usando la versión de VHH#2 inmovilizado no
marcado.
\vskip1.000000\baselineskip
La invención se basa en el descubrimiento de que
los fragmentos VHH clonados pueden ser fijados a una superficie de
matriz de fase sólida (y además conservar actividad suficiente para
funcionar como ligando de afinidad de una matriz de purificación)
en ausencia de cualquier grupo polipéptido añadido tal como colas
peptídicas o dominios de proteína extras (dominio pesado no
variable).
Esto contrasta sorprendentemente con la
situación con los fragmentos VH clásicos donde, para conservar
actividad de unión, se descubrió que era necesario proveer al
fragmento con una cola de polipéptido a través de la cual se podía
mediar la inmovilización, de manera que se produzca la fijación a
la superficie sólida en una ubicación remota del sitio de unión del
antígeno. Las razones convencionales de ello es que parece ser que
todos los residuos en tal dominio de unión pequeño son importantes
ya sea para el enlace del antígeno o para asegurar la integridad
estructural y en consecuencia que la reticulación en cualquier punto
de la molécula tienda a producir su inactivación. Suponiendo que
los dominios VHH y VH son de tamaño similar, generalmente sería de
esperar que ambos sean sometidos a perturbaciones de inactivación
similares tras la inmovilización en una superficie.
Los presentes inventores han mostrado claramente
que la inmovilización de dominios VHH, desprovistos de cualquier
extensión peptídica, en una superficie a través de reticulación
covalente no destruye su capacidad de enlazar antígenos con alta
afinidad y selectividad. Además, se ha demostrado que la provisión
de una extensión de péptido reticulable no mejora ni la eficiencia
de la reacción de reticulación ni la capacidad de enlace del
antígeno o selectividad de los dominios VHH unidos.
La capacidad de fijar fragmentos de anticuerpos
funcionales directamente a una superficie, mejor que a través de
una secuencia marcadora fundida, es extremadamente ventajosa porque
es bien conocido que las proteínas de fusión de este tipo son
altamente susceptibles de proteolisis, con pérdida consecuente del
anticuerpo inmovilizado de la superficie; véase por ejemplo
McCafferty, J. et al (1990) Nature 348,
552-554.
Un dominio VHH es un dominio variable de cadena
pesada derivado de una inmunoglobulina naturalmente desprovista de
cadenas ligeras, tal como puede obtenerse de camélidos como se ha
descrito anteriormente. La capacidad de unión y especificidad del
antígeno está localizada natural y exclusivamente en el dominio
variable de cadena pesada; es decir, el dominio variable de cadena
pesada forma el sitio de unión del antígeno completo.
Los términos "inmunoglobulina" y
"anticuerpo" son usados como sinónimos en toda esta
especificación a menos que se indique lo contrario.
Una ventaja del uso de inmunoglobulinas o
dominios variables de cadena pesada naturalmente desprovistos de
cadenas ligeras es que pueden ser fácil y convenientemente
producidos económicamente a gran escala, por ejemplo, usando un
huésped eucariótico inferior transformado como se describe en WO
94/25591, mencionado arriba. Además, como se indicó anteriormente,
la ausencia de dependencia de una cadena ligera para asegurar la
integridad estructural y funcional hace los dominios VHH aislados
más estables y más fáciles de manejar que otro pequeños fragmentos
de anticuerpos tales como los dominios VH clásicos. Esto es
especialmente ventajoso para la preparación de matrices de afinidad
reutilizables.
Por funcionalmente equivalente se entiende
cualquier proteína que tenga las mismas o similares propiedades de
unión de antígeno localizadas en un único dominio de unión. Se
apreciará que también se pueden usar proteínas modificadas para que
puedan funcionar como dominios de unión de la misma manera que los
dominios variables de inmunoglobulina de cadena pesada de camélidos
(véase Davies et al, Bio Technology, 13,
475-479, (1995 )) de manera adecuada según la
invención.
Según una forma de realización de la invención,
el dominio VHH o proteína funcionalmente equivalente es fijado a
una superficie sólida por reticulación covalente usando químicas de
acoplamiento convencional.
Se apreciará que como el dominio VHH o funcional
equivalente es fijado a una superficie sólida por acoplamiento
covalente, la superficie debe ser capaz de acoplarse de manera
covalente al dominio VHH. La superficie sólida puede naturalmente
comprender residuos reticulables adecuados para la fijación
covalente o puede ser revestida o derivatizada para introducir
grupos adecuados reticulables según métodos bien conocido en la
técnica.
La superficie sólida sobre la que la
inmovilización según la invención se desarrolla puede ser
proporcionada por una variedad de materiales y puede de manera
adecuada ser cualquier material de soporte de fase sólida usado
normalmente en la inmovilización de proteínas.
La invención es aplicable a cualquier material
de fase sólida que sea tratable para la inmovilización de proteínas
o fragmentos de proteína, bien directamente o después de un
tratamiento previo. Los materiales de soporte pueden ser granulosos
(p. ej. perlas o gránulos, generalmente usados en columnas de
extracción) o en forma de hoja (por ej. membranas o filtros, placas
de vidrio o plástico, placas de ensayo de microtitulación, tira
reactiva, dispositivos de llenado capilar, o similares), que pueden
ser planos, con pliegues, o fibras huecas o tubos. Las matrices
siguientes son dadas como ejemplos y no son exhaustivas, tales
ejemplos podrían incluir sílice (sílice amorfo poroso), es decir la
serie FLASH de cartuchos conteniendo sílice irregular 60A
(32-63 \mum o 35-70 \mum)
suministradas por Biotage (una división de Dyax Corp.), soportes de
agarosa o poliacrilamida, por ejemplo la gama de sefarosa de
productos suministrados por Amersham Pharmacia Biotech, o los
soportes Affi-gel suministrados por
Bio-rad. Además hay polímeros macroporosos, tales
como los soportes Affi-Prep estables a la presión
suministrados por Bio-rad. Otros soportes que
podrían ser utilizados incluyen; dextrano, colágeno, poliestireno,
metacrilato, alginato de calcio, vidrio de poro controlado,
aluminio, titanio y cerámicas porosas. De forma alternativa, la
superficie sólida puede comprender parte de un sensor dependiente de
la masa, por ejemplo, un detector de resonancia de plasmón de
superficie. Otros ejemplos de soportes comercialmente disponibles
son explicados por Taylor, R.F. (1991), al que se hace referencia
arriba. Convenientemente se provee una matriz comprendiendo una
pluralidad de fragmentos de unión del antígeno individual unidos a
una superficie sólida.
Los avances en biología molecular,
particularmente a través de mutagénesis dirigida al sitio, permiten
la mutación de residuos de aminoácidos específicos en una secuencia
de proteína. La mutación de un aminoácido particular (en una
proteína con estructura conocida o inferida) a una lisina o
cisteína (u otro aminoácido deseado) pueden proporcionar un sitio
específico para el acoplamiento covalente, por ejemplo. También es
posible volver a diseñar una proteína específica para alterar la
distribución de aminoácidos disponibles en la superficie implicada
en el acoplamiento químico (Kallwass et al, Biotechnol.
Lett., 15 (1), 29 34, 1993), controlando efectivamente la
orientación de la proteína acoplada. Un procedimiento similar puede
ser aplicado a fragmentos de anticuerpos, específicamente
fragmentos VHH, suministrando así unos medios de inmovilización
orientada sin la adición de colas de péptido VHH extra o dominios
que contengan aminoácidos ya sean naturales o artificiales. Se
prefiere la introducción de mutaciones en la región tipo del
fragmento de anticuerpo, minimizando la rotura de la actividad de
unión del antígeno del fragmento VHH. Una región particular del
fragmento VHH adecuada para la mutagénesis se encuentra en la parte
de la molécula que está cerca del dominio pesado constante, que
ocurre en anticuerpos de cadena pesada natural.
Una ventaja particular de la invención es que se
conserva una actividad biológica suficiente del dominio del
anticuerpo, más específicamente del fragmento VHH después de la
inmovilización para permitir que el fragmento acoplado funcione
como un ligando de afinidad. En una forma de realización particular,
se mantiene funcionalidad suficiente tras el acoplamiento covalente
directo a la matriz deseada a través de una fracción reactiva que
no contiene un brazo separador químico.
Los materiales preparados según la invención
pueden ser usados en cualquier proceso en los que se necesite unir
una molécula a un fragmento de anticuerpo inmovilizado. Las
aplicaciones adecuadas ya sugerirán por sí mismas al experto
corriente en la materia. Convenientemente, los materiales
inmovilizados pueden ser usados en procesos de inmunoadsorción tal
como inmunoensayos, por ejemplo ELISA, o procesos de purificación
de inmunoafinidad poniendo en contacto un material según la
invención con una muestra para ensayo según métodos estándares
convencionales en la técnica. De forma alternativa se puede usar un
ensayo comprendiendo una pluralidad de fragmentos de unión del
antígeno individuales ligados a una superficie sólida según la
invención, por ejemplo, para probar la presencia de uno o más
compañeros de enlace específico.
Los ejemplos siguientes se proveen sólo a título
ilustrativo, no son exhaustivos y no deberían ser considerados como
limitadores del ámbito de la invención. Las técnicas usadas para la
manipulación y análisis de materiales de ácido nucleico pueden ser
realizadas como se describe en Sambrook et al, (1989), a
menos que se indique lo contrario.
\vskip1.000000\baselineskip
El protocolo siguiente es tomado como un ejemplo
de cómo se pueden aislar los fragmentos VHH específicos, clonados,
expresados, luego acoplados en la matriz deseada:
Aunque los fragmentos VHH particulares descritos
en este ejemplo fueron derivados de un repertorio inmunológico,
también podrían haber sido seleccionados de una librería VHH nativa
sintética/semisintética (ver WO 00/43507, Unilever).
Una llama fue inmunizada con fragmentos Fc
obtenidos de IgG policlonales de suero de ratón o con un péptido
Anti-congelación (AFP) de Lolium perenne
(hierba AFP) (Sidebottom et al. (2000), Nature 406, 256). La
llama fue sobrealimentada varias veces después de la inmunización
inicial (un mes entre inyecciones) para aumentar la especificidad
de la respuesta inmunitaria. Entonces pudo aislarse el ADN que
codifica los fragmentos de VHH específicos usando métodos similares
a aquellos descritos en WO 94/04678 (Casterman et al). Si es
necesario se puede seleccionar un repertorio inmunológico de
fragmentos VHH contra el antígeno deseado como se describe en WO
94/18330 (Frenken et al). De forma alternativa se pueden usar
métodos de selección basados en exposición en fago para aislar el
VHH anti-Fc o VHH anti-AFP
produciendo clones de producción de repertorios inmunológicos.
La secuencia de aminoácidos codificada del
fragmento VHH anti-Fc aislado usado en este ejemplo
es presentado abajo:
\vskip1.000000\baselineskip
VHH#1
(Clonado en E. coli como un VHH marcado
con MYC-His6 en plásmido de producción pUR1490 y
como VHH no marcado en plásmido de producción pUR1491):
La secuencia de aminoácidos del VHH
anti-AFP usada en este ejemplo es como sigue:
\vskip1.000000\baselineskip
VHH#2
(Clonado en E. coli como un VHH marcado
con MYC-His6 en plásmido de producción pUR1492 y
como VHH no marcado en plásmido de producción pUR1493):
Las marcas usadas son C-MYC
(mostrados en negrita abajo), reconocidos por anticuerpo monoclonal
9E10 (Munro, S., y Pelham, H.R. (1986) Cell 46,
291-300), seguido de un péptido
12-mer que codifica una señal de biotinilación in
vivo (mostrado en negrita y subrayado) y la cola de
hexahistidina (mostrada en cursiva) para la purificación con IMAC
(Hochuli, E., Bannwart, W., döbeli, H., Gentz, R., y Stüber, D.
(1988) Biotechnology 6, 1321-1325); la secuencia
completa fundida al terminal de carboxi del VHH es presentada
abajo:
Para la expresión en Escherichia coli
usando los plásmidos de producción indicados en el ejemplo 1, los
transformantes fueron cultivados en 400 ml de medio 2TY e inducidos
con
isopropil-\beta-D-thiogalactopiranosido
como se describe (Skerra y Pluckthun (1991) Prot. Eng. 4,
971-979). Las células fueron cosechadas por
centrifugado y lisadas en una Prensa Francesa. Se eliminó la
proteína insoluble por centrifugado y de la fracción de proteína
soluble se purificó el VHH marcado.
Los fragmentos de VHH aislados pueden de forma
alternativa ser expresados en una eucariota inferior transformada
tal como Saccharomyces cerevisiae o Pichia pastoris
como se describe en WO 94/25591 (Frenken et al). El VHH
marcado puede ser purificado por IMAC usando material de columna
TALON según las instrucciones del proveedor (Clontech). Los
fragmentos VHH expresados sin marcas pueden ser aislados por
cromatografía de afinidad con Proteína G o Proteína A por ejemplo
usando columnas HiTrap Proteína A (Pharmacia Biotech) según las
instrucciones del fabricante.
De forma alternativa, si los fragmentos VHH no
pueden ser purificados por Proteína G o Proteína A entonces se
puede usar cromatografía de intercambio iónico como alternativa,
por ejemplo usando un sistema de cromatografía AKTAexplorer
(Pharmacia Biotech) según las instrucciones del fabricante. De otro
modo se podrían usar matrices que contengan antígeno acoplado para
purificar los fragmentos.
Se realizó la purificación de los fragmentos de
anticuerpos VHH no marcados (AFP anti-hierba y Fc
anti-ratón) usando un concentrador Centriplus de 50
giros (Amicon); el concentrador fue centrifugado a 3,000 g (Sorvall
RCSB). Se realizó la purificación del fragmento VHH marcado con
anti-ratón Fc con IMAC usando material de columna
TALON según las instrucciones del proveedor (Clontech).
\vskip1.000000\baselineskip
Se acoplaron 200 \mug y 2 mg de fragmento VHH
a Sefarosa 4B activada con CnBr (aprox. 0.3 g, Amersham Pharmacia
Biotech, código de producto
17-0430-01) siguiendo las
instrucciones del fabricante. Antes del acoplamiento se realizó un
intercambio de tampón por filtración en gel en columnas PD10
(Amersham Pharmacia Biotech), de modo que los fragmentos VHH
estuvieran en un tampón compatible con el procedimiento de
inmovilización. El material acoplado fue llenado en una columna de
1 cm de diámetro, para dar un volumen de lecho de aproximadamente
1.5 ml. La columna fue luego lavada con tampón A (10 mM
Na2HPO4/NaH2PO4 150 mM NaCl pH 7.4) y preeluida con tampón de
elución B (10 mM Na2HPO4/NaH2PO4 150 mM NaCl pH 2.1), luego lavada
con aproximadamente 5 volúmenes de columna de tampón A.
Se acoplaron cuatro fragmentos diferentes a una
matriz activada con CnBr de esta manera, tanto el VHH#1
anti-ratón Fc como el VHH#2
anti-hierba AFP; ambas versiones marcada y no
marcada.
El análisis de las fracciones antes y después
del acoplamiento en un gel teñido con Coomassie mostró que el grado
de acoplamiento de tanto la versión marcada como la no marcada de
los dos fragmentos VHH diferentes fue alto y no reveló ninguna
diferencia en eficiencia de acoplamiento entre el VHH marcado y el
no marcado (véase Fig. 1).
Este resultado demuestra que los fragmentos VHH
pueden ser eficazmente acoplados a una superficie sólida a través
de enlaces covalentes incluso cuando no hay ninguna cola peptídica
para proporcionar sitios adicionales para la reticulación.
\vskip1.000000\baselineskip
Para analizar el rendimiento de las matrices
preparadas según el Ejemplo 3, se realizaron diferentes
purificaciones. Después de acoplar ambos VHH
Anti-ratón Fc marcado y no marcado, se cargó suero
de ratón completo en las columnas. Los tampones para la
purificación fueron tampón A: 10 mM Na2HPO4/NaH2PO4 150 mM NaCl pH
7.4, y tampón de elución B: 10 mM Na2HPO4/NaH2PO4 150 mM NaCl con
una adición de 12 mM HCl, pH 2 final. La recogida de fracción fue
hecha manualmente, las fracciones fueron inmediatamente
neutralizadas con 10% (v/v) 0.2 M tampón Tris.HCl, sin ajustar el
pH. En Fig. 2 se muestra un cromatograma de la señal de 280 nm de
las fracciones recogidas.
Las fracciones eluidas fueron analizadas en gel
teñido con Coomassie y transferencia Western usando conjugado de
fosfatasa alcalina Ig anti-ratón para la detección
según las instrucciones del proveedor (Promega) (véase Fig. 3).
Cuando se usa suero de ratón completo para la
purificación de afinidad una fracción grande de los anticuerpos
policlonales son ligados y eluidos, mientras que no se encontró
ninguna proteína contaminante tal como albúmina de suero en las
fracciones eluidas. Sólo una pequeña proporción de anticuerpos fue
encontrada en la fracción no ligada, que son probablemente
derivados de otros isotipos de Ig (tales como IgM, IgD u
otros).
Los resultados obtenidos con VHH inmovilizado
marcado y VHH inmovilizado no marcado son esencialmente los mismos,
lo que demuestra que el suministro de una extensión peptídica no es
necesario para asegurar que el VHH inmovilizado mantenga su
capacidad de unión del antígeno.
\vskip1.000000\baselineskip
Después del acoplamiento del VHH AFP
anti-hierba se cargó un caldo conteniendo hierba
AFP en la columna. Los tampones para la purificación fueron tampón
A: 10 mM Na2 HPO4 /NaH2 PO4, 150 mM NaCl pH 7.4, y tampón de elución
B 10 mM Na2 HPO4 /NaH2 PO4, 150 mM NaCl con una adición de 12 mM
HCl, pH 2 final. La recogida de las fracciones se efectuó
manualmente; las fracciones fueron inmediatamente neutralizadas con
10% (v/v) 0.2 M de tampón Tris.HCl, sin ajustar el pH. En la Fig. 5
se muestra un cromatograma de la señal de 280 nm de la purificación
de hierba AFP con la versión no marcada de VHH#2. La identidad del
valor máximo eluido (Fracción 11) fue verificada usando análisis de
secuencia de aminoácidos N-terminal. Este fue
realizado usando la degradación de Edman en un secuenciador de
proteínas LF 3000 (Beckman) según el protocolo del proveedor. La
secuencia N-terminal encontrada fue
Asp-Glu-Gln-Pro-Asn-Thr-Ile-Ser-Gly-,
en otras palabras, los primeros nueve residuos del
N-terminal de la secuencia conocida de AFP de
Lolium perenne.
La versión no marcada de VHH#2 se purificó de la
misma manera que la versión marcada.
Este ejemplo demuestra que la ausencia de una
cola peptídica no afecta la capacidad de VHH unido a la superficie
para enlazar antígenos.
\vskip1.000000\baselineskip
Esta lista de documentos citados por el
solicitante ha sido recopilada exclusivamente para la información
del lector y no forma parte del documento de patente europea. La
misma ha sido confeccionada con la mayor diligencia; la OEP sin
embargo no asume responsabilidad alguna por eventuales errores u
omisiones.
\vskip1.000000\baselineskip
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\bulletSkerra; Pluckthun.
Prot. Eng., 1991, vol. 4, 971-979
[0042]
<110> Unilever plc
\hskip1cm Unilever NV
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<120> inmovilización de proteína
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<130> T3082
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<160> 4
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<170> PatentIn version 3.0
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 1
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 118
\vskip0.400000\baselineskip
<212> PRT
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Lama
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 1
\vskip1.000000\baselineskip
\hskip1cm3
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 2
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 128
\vskip0.400000\baselineskip
<212> PRT
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Lama
\newpage
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 2
\hskip1cm4
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 3
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 32
\vskip0.400000\baselineskip
<212> PRT
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Artificial
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<220>
\vskip0.400000\baselineskip
<223> Secuencia de marcado para VHH
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 3
\hskip1cm5
\vskip0.400000\baselineskip
<210> 4
\vskip0.400000\baselineskip
<211> 9
\vskip0.400000\baselineskip
<212> PRT
\vskip0.400000\baselineskip
<213> Lolium perenne
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip0.400000\baselineskip
<400> 4
\hskip1cm6
Claims (9)
1. Material inmunoactivo que comprende un único
fragmento de unión de antígeno de único dominio de una
inmunoglobulina naturalmente desprovista de cadenas ligeras, o una
proteína que tiene las mismas propiedades o similares de unir
antígenos localizada en un único dominio, cuyo fragmento está
desprovisto de cualquier grupo polipéptido añadido, inmovilizado
mediante enlaces covalentes en una superficie sólida.
2. Material según la reivindicación 1, donde el
fragmento de unión de antígeno de un dominio es de una
inmunoglobulina de camélido.
3. Material según la reivindicación 1 ó 2 donde
uno o más residuos de aminoácidos en la región tipo del fragmento
es sustituido por un aminoácido diferente para facilitar la
inmovilización en la superficie sólida.
4. Material según cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 3, donde la superficie sólida es seleccionada
de poliestireno, polipropileno, cloruro de polivinilo,
poliacrilamida, celulosas, dextranos, polímeros sintéticos y
copolímeros, látex, sílice, agarosa, metal, vidrio, carbono.
5. Material según cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 4 constituyendo todo o parte de una placa de
microtitulación, una tira reactiva, un portaobjetos, una columna o
perlas poliméricas.
6. Uso de un material según cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 5 en un proceso de inmunoadsorción.
7. Uso según la reivindicación 6 en un proceso
de purificación de inmunoensayo o de inmunoafinidad.
8. Método para inmunoensayo o purificación
comprendiendo poner en contacto un material según cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 5 con una muestra de ensayo.
9. Matriz comprendiendo una pluralidad de
fragmentos de unión de antígenos individuales de un solo dominio de
una inmunoglobulina naturalmente desprovista de cadenas ligeras, o
una pluralidad de proteínas que tienen las mismas propiedades o
similares de enlace de antígeno localizadas en un único dominio,
cuyos fragmentos son desprovistos de cualquier grupo polipéptido
añadido, inmovilizado en una superficie sólida, mediante enlaces
covalentes.
Applications Claiming Priority (2)
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EP99309516 | 1999-11-29 |
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