DE69230254T2

DE69230254T2 - Herstellung von Mikropartikeln

Info

Publication number: DE69230254T2
Application number: DE69230254T
Authority: DE
Inventors: Lisbeth Illum; Olufunmiloyo Johnson
Original assignee: Danbiosyst UK Ltd
Current assignee: Kyowa Kirin Services Ltd
Priority date: 1991-08-01
Filing date: 1992-08-03
Publication date: 2000-03-16
Anticipated expiration: 2012-08-04
Also published as: EP0596984B1; ES2140415T3; GB9116610D0; FI940456A0; DE69230254D1; GB2273657A; ATE186221T1; JPH06511423A; AU2376892A; GB2273657B; FI940456A; GR3032234T3; DK0596984T3; US5648095A; EP0596984A1; JP3604381B2; CA2113901A1; NO940319D0; WO1993002712A1; NO940319L

Description

Die vorliegende Erfindung betrifft Mikroteilchen und ihre Herstellung und insbesondere Arzneimittelträger zur intranasalen und intravaginalen Verabreichung sowie Diagnosehilfsmittel, insbesondere echoerzeugende Substanzen zur Echokardiographie oder sonstigen Zwecken.
Mikroteilchen in Form von Mikrokügelchen und Mikrokapseln sind in der pharmazeutischen Literatur beschrieben (vgl. beispielsweise das Buch "Microspheres and Drug Therapy, Pharmaceutical Immunological and Medical Aspects", Herausgeber S. S. Davis, L. Illum, J. G. McVie und E. Tomlinson, Verlag Elsevier, Amsterdam, 1984). Solche Systeme können als Träger für Arzneimittel und Impfstoffe, als Diagnosemittel und bei chirurgischen Maßnahmen (Embolisierung) verwendet werden. Andere Anwendungsmöglichkeiten liegen auf kosmetischem Gebiet. Die Größen dieser Mikroteilchen können je nach der Anwendung von Hunderten von Mikron bis zu einigen weniger Nanometern reichen. Mikroteilchen-Arzneimittelabgabesysteme können auf den verschiedensten Wegen, insbesondere jedoch in den Blutstrom, in den Muskel oder den subkutanen Raum, in Kompartimente des Körpers, z. B. das Brustfell, in Gelenke, in das Auge, in das Atmungssystem (Nase und Lungen), in den Gastrointestinaltrakt (einschließlich einer buccalen und rektalen Verabreichung) und in den Urogenitaltrakt (Einträufeling in die Blase, vaginale Verabreichung) verabreicht werden.
Aus der EP-A-324 938 ist es bekannt, daß luftgefüllte Albuminmikrokapseln von etwa 1-10 um in den Blutstrom injiziert werden können und Ultraschall derart reflektierne, daß zur Diagnose brauchbare Bilder wiedergegeben werden. Diese Mikrobläschen werden dadurch hergestellt, daß durch Beschallen viskoser Albuminlösungen zunächst Mikrobläschen hergestellt und diese dann hitzedenaturiert werden, um das Albumin wasserunlöslich zu machen.
Stärke stellt ein natürliches Mikroteilchen einer Größe im Bereich von 5-20 um dar. Für mehr als ein Jahrhundert wurde dieses Material als pharmazeutisches Streckmit tel verwendet. Es ist nur schwach immunogen und biologisch abbaubar. Stärke kann physikalisch und chemisch modifiziert werden. Diese Modifikation kann die körnige Natur der Stärke konservieren oder zerstören oder kann zu Modifizierungen auf molekularer Ebene führen. Die Eigenschaften von Stärke und ihren Derivaten wurden detailliert von M. S. Wurzburg in "Modified Starches, Properties and Uses", Verlag CRC Press, Boca Raton, 1986 und T. Gaillard (Herausgeber) "Stärke: Properties and Potential", Critical reports on Applied Chemistry, Band 13, Verlag John Wiley, Chichester, 1987, beschrieben.
K. Mosbach und U. Schröder beschreiben in "Enzyme Eng.", 5, 239-41 (1980) die Herstellung magnetischer Mikrokügelchen. Hierbei wird zusammen mit einem magnetischen Material suspendierte, säurehydrolysierte Stärke in netzmittelhaltiges Toluol gegossen, um Perlen eines mittleren Durchmessers von etwa 10 um herzustellen. Die Herstellung kristallisierter Kohlenhydratkügelchen wurde von U. Schröder, A. Stahl und L. G. Salford in "Microspheres and Drug Therapie, Pharmaceutical, Immunological and Medical Aspects", Herausgeber S. S. Davis et al., Verlag Elsevier, Amsterdam, 1984, S. 427 und U. Schröder in PCT/SE83/00268, 1983 (WO84/00294) beschrieben. Hierbei wird eine wäßrige Kohlenhydratlösung gründlich mit (darin) einzuschließenden Substanzen gemischt, worauf nach Zugabe eines Emulgiermediums (Mais, Rapssamen- oder Baumwollsamenöl) eine Emulsion gebildet wird. Diese Emulsion wird anschließend langsam in ein nichtionisches Netzmittel in geringer Konzentration enthaltendes Aceton gegossen. Dabei fallen die Kohlenhydratkügelchen aus und können gesammelt werden.
B. M. Ekman und A. R. Lindahl benutzten zwei miteinander nicht mischbare wäßrige Phasen zur Herstellung von Stärkemikrokügelchen (EP-A-213 303). Die kleinen kugeligen Teilchen wurden durch Verfestigen der dispergierten Tröpfchen eines mäßig löslichen Materials (beispielsweise Stärke, Agaragar, Gelatine, Pektin, Kollagen, Karrageen, Fibrin) in einer kontinuierlichen Phase einer zweiten nicht mischbaren wäßrigen Phase hergestellt.
Die GB-A-1 288 583 hat die Bildung von Mikrokügelchen nach einem Doppelemulgierverfahren aus Nichtkohlenhydrat-, nicht biologisch abbaubaren Substanzen für die Herstellung organischer Pigmentmikrokapseln zur Verwendung in Lacken vorgeschlagen. Bei den verwendeten Polymeren handelt es sich um unlösliche Polymere, wie Polystyrol. Es gibt keinen Hinweis auf die Verwendung der Mikrokapseln zur pharmazeutischen, biomedizinischen oder kosmetischen Anwendung oder auf eine nasale Verabreichung oder als injizierbare Zubereitung zur Echokardiographie. Dagegen sind die erfindungsgemäßen Zubereitungen - sofern sie zumindest für diese Zwecke verwendet werden - biologisch verträglich, biologisch abbaubar und nichtimmunogen. Die US-A-3 919 110 beschreibt im wesentlichen kugelige lufthaltige Mikrokapseln eines durchschnittlichen Durchmessers von etwa 2 um. Vorläufermikrokapseln wurden nach einem einfachen Öl-in-Wasser-Emulgierverfahren, bei welchem die wäßrige Phase eine Dispersion eines teilweise kondensierten Formaldehyd-Kondensationsprodukts mit der Fähigkeit, von der wäßrigen Phase bei Verdünnung mit Wasser in Form fester Teilchen abgeschieden zu werden, enthielt. Als bevorzugtes Emulgiermittel wurde hydrophobe Stärke verwendet. Auch hier fehlt jeglicher Hinweis darauf, daß solche Teilchen für pharmazeutische, biomedizinische oder kosmetische Anwendungen, z. B. zu einer nasalen Verabreichung oder als injizierbare Zubereitung zur Echokardiographie, verwendet werden könnten.
A. Kondo schlägt in "Microcapsule Processing and Technology" (Verlag Marcel Dekker Inc., New York, 1979) die Bildung hohler Kapseln unter Nutzung eines niedrigsiedenden Lösungsmittels als Kern bei einem Trocknungsverfahren in der Flüssigkeit (Seite 109) und ölhaltige Gelatinekapseln, aus denen anschließend das Öl nicht entfernt wird, vor. Die US-A-4 173 488, 3 781 230 und 4 089 800 beschreiben die Verwendung hydrophober Harze und hydrophober Stärkesorten zum Beschichten der Öltröpfchen in einer Öl-in-Wasser-Emulsion sowie der anschließenden Bildung von Mikrokapseln. Keines dieser Dokumente erwähnt die Verwendung der Mikrokapseln zur Echokardiographie. Die EP-A-0 327 490 beschreibt die Verwendung synthetischer Polymere zum Einhüllen von Gasblasen in einem flüssigen Medium und anschließenden Bildung von Mikrokapseln zur Echokardiographie. Die ses Verfahren unterscheidet sich von demjenigen der vorliegenden Erfindung.
Die WO-A-92/17212 (NYCOMED AS) wurde nach dem wirksamen Anmeldetag der vorliegenden Patentanmeldung veröffentlicht und stellt dann, wenn ihr ihr Prioritätsanspruch zuerkannt wird, lediglich einen Stand der Technik gemäß Artikel 54 (3) EPÜ dar.
Die WO 92/17212 betrifft Mikroblasen eines Gases oder Gasvorläufers, die durch nichteiweißartige, vernetzte oder polymerisierte, amphiphile Einheiten eingekapselt sind. Die als Amphiphile benutzten PEG-modifizierten Substanzen sind sämtliche lipophil und werden bei der Bildung der Mikroblasen einem Vernetzungs- oder Polymerisationsverfahren unterworfen.
Die WO 91/12823 (DELTA BIOTECHNOLOGY LIMITED) wurde nach dem wirksamen Anmeldetag der vorliegenden Patentanmeldung veröffentlicht und stellt in den gemeinsam benannten Staaten lediglich einen Stand der Technik gemäß Artikel 54(3) EPÜ dar. Die WO 91/12823 betrifft hohle Mikrokapseln aus Albumin, die durch Ausbilden einer Hülle um einen festen oder flüssigen Kern und anschließendes Entfernen des Kerns hergestellt werden.
Folglich betrifft die vorliegende Erfindung, die in den beigefügten Ansprüchen definiert ist, verbesserte Verfahren zur Herstellung fester Mikrokügelchen oder luftgefüllter Mikrokapseln, Mikrokügelchen und Mikrokapseln und ihre Verwendung bei Diagnoseverfahren sowie diese enthaltende Arzneimittelzubereitungen.
Im Falle fester Mikrokügelchen verstehen wir unter einem "PEG-modifizierten Material" jegliches Material, das durch Konjugation mit Polyethylenglykol modifiziert wurde und sich zur Bildung der Mikrokügelchen eignet oder ein Gemisch eines derartigen PEG-modifizierten Materials mit einem geeigneten nichtmodifizierten Material. Der Hinweis auf irgendein "PEG-modifiziertes Material" umfaßt solche Mischungen.
Im Fall gasgefüllter Mikrokapseln verstehen wir unter einem "PEG-modifizierten Material" ein Material mit der Definition in Anspruch 1, das durch Konjugation mit Polyethylenglykol hergestellt wurde und sich zur Bildung der Mikro kapseln eignet, oder ein Gemisch aus einem derartigen PEGmodifizierten Materal mit einem geeigneten nichtmodifizierten Material. Der Hinweis auf irgendein "PEG-modifiziertes Material" soll solche Gemische einschließen.
Bei dem Kern handelt es sich im Rahmen des erfindungsgemäßen Verfahrens vorzugsweise um ein mit Wasser nicht mischbares Öl und dieses ist vorzugsweise ferner relativ flüchtig, so daß es nach Bildung der Mikrokapseln - mit anderen Worten gesagt - während oder nach der Aushärtung der Wand verdampft werden kann. Dies ist, was wir unter "relativ flüchtig" verstehen. Im allgemeinen eignet sich - genauer gesagt - jedes inerte Öl, vorzugsweise eine Perfluorverbindung - eines Kochpunkts von 20-100, zweckmäßigerweise 40-90 und vorzugsweise 50-80ºC. Perfluorhexan, Perfluorheptan, Perfluormethylcyclohexan, Cyclopentan, Hexan, 2-Methylpentan, 3-Methylpentan, 2,2-Dimethylbutan, 2,3-Dimethylbutan, 1-Chlorpropan, 2-Chlor-2-methylpropan, Chloroform, Methylenchlorid, 1,1-Dichlorethan und Bromethan eignen sich sämtlich. In jeder Mikrokapsel kann mehr als ein Kern vorgesehen sein.
Das Verfahren zur Herstellung der hohlen Mikrokapseln oder festen Mikrokügelchen kann irgendeines der allgemein bekannten Verfahren, z. B. eine einfache Koazervation, eine komplexe Koazervation, MSIEP (Minimierung der Löslichkeit am isoelektrischen Punkt) und die Doppelemulsion, vorzugsweise letztere, sein. Bei einigen wandbildenden Materialien, allerdings nicht bei eiweißartigen Materialien, kann eine Grenzflächenpolymerisation durchgeführt werden.
Das Doppelemulgierverfahren wird zur Bildung sowohl der hohlen, luftgefüllten Mikrokapseln als auch der festen Mikrokügelchen besonders bevorzugt. Bei der Herstellung fester Mikrokügelchen beträgt die bei der Primäremulsion eingesetzte Ölmenge weniger als bei der Herstellung hohler Mikrokapseln, in typischer Weise 0,5-10 ml. Zur Verhinderung des Einschlusses von Sojaöl, der Ölphase der Sekundäremulsion, in die festen Mikrokügelchen wird ein geringes Volumen Öl, z. B. Perfluorhexan, benötigt. Der Einschluß von Sojaöl oder eines ähnlichen, bei dem Sekundäremulgierverfahren verwendeten Pflanzenöls in den Kern der Mikrokügelchen macht die Dispersion in einem wäßrigen Medium schwie rig und ineffizient und könnte (darüber hinaus) die Verwendung solcher Mikroteilchen in getrockneter Form zur anschließenden Wiederaufbereitung vor der Verabreichung ausschließen. Dieses bei der Primäremulsion benutzte geringe Ölvolumen wird verdampft, bevor die anfänglichen Mikrokapseln vollständig erstarrt sind. Auf diese Weise entstehen feste Mikrokapseln als Endprodukt.
Jedes geeignete lösliche Stärkederivat, bei dem es sich nicht um ein amphiphiles Material oder Hydroxyethylstärke handelt, kann als wandbildendes Material für die hohlen Mikrokapseln verwendet werden, sofern es wasserlöslich ist und nach Bildung der Mikrokapseln wasserunlöslich gemacht werden kann. Besonders bevorzugt sind Amylodextrin, Amylopektin und Carboxymethylstärke. Zum menschlichen Gebrauch wird Amylodextrin bevorzugt. Dieses kann man durch Behandeln von Kartoffel- oder Maisstärke mit verdünnter Salzsäure nach bekannten Techniken herstellen.
Stärke (oder ihre Derivate), die mit Polyethylenglykol zur Bildung eines PEG-Stärke-Konjugats modifiziert ist (sind), kann (können) zur Herstellung hohler Mikrokapseln oder fester Mikrokügelchen mit PEG-Gruppen an ihrer Oberfläche, die solchen Mikrokügelchen lange Umlaufzeiten in vivo verleihen können, verwendet werden. (Illum & Davis in "J. Pharm. Sci.", 72, 1983, 1086-1089; Illum & Davis in "FEBS Lett.", 167, 1984, 79-82). PEG-Stärke (oder Stärkederivat) kann als solche oder in Kombination mit einem nichtmodifizierten Stärkederivat oder Albumin verwendet werden. Die Pfropfung von Polyethylenglykol auf Kohlenhydrate wurde von Corretge et al., in "Polym. Med.", III, Herausgeber C. Migliaresi et al., Verlag Elsevier, Amsterdam, 1988, S. 61-72, beschrieben.
Durch Konjugation an Polyethylenglykol-modifiziertes Albumin, das in den verschiedensten Veröffentlichungen und Patenten beschrieben ist als Übersichtsartikel (vgl. beispielsweise Harris, "Macromol. Chem. Phys." C25, 1985, 325-373; Inada et al., "J. Bioact. Compat. Polym.", 5, 1990, 343-364; Pizzo, "Adv. Drug Del. Rev.", 6, 1991, 153-166; Fuertges und Abuchowski, "J. Cont. Rel.", 11, 1990, 139-148; Nucci et al., "Adv. Drug Del. Rev.", 6, 1991, 123-151), kann erfindungsgemäß ebenfalls zur Herstel lung der hohlen Mikrokapseln und festen Mikrokügelchen verwendet werden. Albumin-PEG kann entweder als solches oder in Kombination mit nichtmodifiziertem Albumin oder einem Stärkederivat verwendet werden. Solche Mikrokügelchen besitzen an ihrer Oberfläche PEG-Gruppen. Dies führt nach Illum (Illum und Davis, "J. Pharm. Sci.", 72, 1983, 1086- 1089; Illum und Davis, "FEBS Lett.", 167, 1984, 79-82) zu verlängerten Umlaufzeiten.
Das erfindungsgemäß benutzte PEG besitzt ein Molekulargewicht von zweckmäßigerweise 200 - 10000, vorzugsweise 1000-6000.
Das Verfahren zum Konjugieren von PEG an Substanzen, wie Albumin oder Stärke, bzw. eine PEGylierung als Verfahren ist auf dem einschlägigen Fachgebiet bekannt und detailliert in der US-A-4 179 337 - auf die hierin Bezug genommen wird - beschrieben. Das PEG kann nach einem beliebigen einschlägig bekannten Verfahren zur Konjugation aktiviert werden, so kann beispielsweise ein N-Hydroxysuccinimidderivat von PEG hergestellt und verwendet werden.
Die Konjugationsmenge des Albumins oder der Stärke (oder ihrer Derivate) liegt zwischen 1 und 90, vorzugsweise zwischen 5 und 50%.
Für die festen Mikrokügelchen kann jedes geeignete wandbildende Material, das
(i) wasserdispergierbar, vorzugsweise wasserlöslich, ist,
(ii) wasserunlöslich gemacht werden kann, nachdem die Mikrokapseln einmal gebildet sind, und
(iii) zumindest unter den Einsatzbedingungen physiologisch nichttoxisch und nichtimmunogen ist,
verwendet werden. Bevorzugt werden Materialien, die nach ihrer Verabreichung im Patienten biologisch abbaubar sind. Es eignen sich eiweißartige Materialien, wie Serumalbumin. Der hierin benutzte Ausdruck "eiweißartig" beschreibt Proteine, natürlich vorkommende und synthetische Polypeptide und Fragmente von Proteinen und Polypeptiden. Andere Materialien sind Gelatine, Stärke und Dextran. Bevorzugt werden lösliche Stärkederivate. Besonders bevorzugt sind Amylodextrin, Amylopektin, Carboxymethylstärke und Hydroxyethylstärke. Die Eigenschaften einiger Materialien, z. B. von Albumin, können durch die Anwesenheit eines zugesetzten nichtionischen Netzmittels modifiziert werden, wie dies von Omotosho et al. als Grenzflächenkomplexbildung beschrieben ist (1986 "J. Pharm. Pharmacol.", 38, 865-870). Die Materialien werden nach Bildung der Mikrokapseln chemisch oder thermisch denaturiert, um sie unlöslich zu machen.
Das Material kann durch chemische Vernetzung, Denaturierung (beispielsweise durch Erwärmen) Chelatbildung oder Pfropfung wasserunlöslich gemacht werden, Die erfindungsgemäßen hohlen Mikrokapseln sind mit Gas oder Dampf, bei dem es sich um Luft oder irgendein sonstiges echtes Gas handeln kann, das jedoch oftmals aus einem Gemisch aus Luft und dem Dampf aus dem flüchtigen Öl besteht, gefüllt. In dieser Beschreibung werden die Ausdrücke "luftgefüllt" und "gasgefüllt" beide locker benutzt, um reine Luft, irgendein sonstiges Gas, irgendeinen Dampf oder Gemische derselben abzudecken. Der Luftgehalt der Mikrokapseln kann durch Ändern des Phasenvolumens des Öls bei der Primäremulsion im Bereich von 0,5-100 ml variiert werden. Darüber hinaus kann das Phasenvolumen der Ölphase bei der Primäremulsion zur Erhöhung des Anteils an gebildeten festen Mikrokügelchen vermindert werden.
Die gebildeten festen Mikrokügelchen und hohlen Mikrokapseln besitzen vorzugsweise einen Durchmesser von 0,1- 500 um. Zur nasalen und intravaginalen Verabreichung sind Teilchen in einem Größenbereich von 1-100 um Durchmesser bevorzugt. Für die hohle Mikrokapsel zur Verwendung bei der Echokardiographie reicht der Größenbereich zweckmäßigerweise von 1,0-10, vorzugsweise von 2,0-8 um. Solche Größen lassen sich durch geeignete Wahl der Verfahrensparameter und/oder durch Abtrennen, beispielsweise durch Sieben, der gewünschten Größe aus den gebildeten Mikrokapseln erreichen. Da sich üblicherweise ein Größenbereich ergibt, beziehen sich die Zahlenangaben dieser Beschreibung auf 90% der Gewichtspopulation. Der Größenbereich läßt sich mittels eines Lichtmikroskops oder unter Benutzung bekannter Größenmeßvorrichtungen, z. B. des Coulter-Zählers und eines Laserdiffraktometers, bestimmen.
Es kann eine Mehrkammermikrokapsel entsprechend einer Honigwabe oder eine einzelne Kammer, d. h. eine Hülle, ent stehen. In jeder Mikrokapsel kann es eine bis mehrere hundert Kammer(n) geben.
Das Endprodukt wird in typischer Weise in Form einer Suspension, die gewaschen, sterilisiert und verwendet werden kann, erhalten. In zumindest einigen Fällen können jedoch die Mikrokapseln - ohne zusammenzufallen - gefriergetrocknet und als freifließendes Pulver zur zukünftigen Verwendung gelagert werden.
Mischsysteme mit sowohl festen Mikrokügelchen als auch hohlen Mikrokapseln können als solche verwendet werden. Sie können bei Bedarf auch mittels Flotation oder Zentrifugieren mit erforderlichenfalls Dichtegradienten aufgetrennt werden.
Die luftgefüllten Mikrokapseln können bei der Echokardiographie und sonstigen Ultraschallabbildungstechniken auf auf dem einschlägigen Fachgebiet bekannten Wegen, bei welchen eine Zubereitung mit den Mikrokapseln im Blutstrom eines Patienten eingebracht und Ultraschallwellen von den Mikrokapseln bei ihrer Passage oder durch Ablagerung in ein(em) abzubildendes (abzubildenden) Organ reflektiert werden, um ein Bild aus den reflektierten Wellen zu bilden, in Abgabesystemen für Arzneimittel in die Nase und Lunge (bei Verarbeitung derselben als Pulver und nicht als Suspensionen) und als Trübungsmittel oder Reflexionsverstärker in Kosmetika verwendet werden.
Die luftgefüllten Mikrokapseln als solche und ihre Verwendung insbesondere als echoerzeugende Substanzen bei Diagnoseverfahren bilden weitere Aspekte der Erfindung. Die festen Mikrokügelchen können als Arzneimittelabgabesysteme zur nasalen, oralen und vaginalen Abgabe sowie zur Abgabe an die Lunge verwendet werden. Sie eignen sich besonders gut zur Verwendung in nasalen Abgabesystemen und können zur Abgabe von Arzneimitteln, wie:
Polypeptiden und deren Derivaten (vorzugsweise mit einem Molekulargewicht von 1000-300000),
Insulin (in hexameren/dimeren/monomeren Formen)
Glucagon,
Somatostatin,
Wachstumshormon,
Calcitoninen und synthetischen Modifikationen derselben,
Enkephalinen,
Interferonen (insbesondere Alpha-2-Interferon zur Behandlung von üblichen Erkältungen),
LHRH und Analogen (Nafarelin, Buserelin, Goserelin),
GHRH (Wachstumshormon freisetzendes Hormon),
Sekretin,
CCK (Cholesytekinin),
Bradykinantagonisten,
GRF (Wachstum freisetzender Faktor),
THF,
TRH (Thyrotropin freisetzendes Hormon),
ACTH-Analogen,
CSFs (Kolonie stimulierende Faktoren),
EPO (Erythropoetin),
IGF (insulinartige Wachstumsfaktoren),
CGRP (zum Calcitoningen verwandtes Peptid),
atrionatriumausscheidendem Peptid,
Vasopressin und Analogen (DDAVP, Lypressin), sowie ferner:
Antibiotika,
Metoclopramid,
Mitteln zur Migränbehandlung (Dihydroergotamin, Ergometrin,
Ergotamin, Pizotizin),
Impfstoffen (insbesondere AIDS-Impfstoffen),
FAKTOR VIII,
niedrigmolekularen Heparinen,
Antibiotika und antimikrobiellen Mitteln, wie Tetracyclinhydrochloid, Leucomycin, Penicillin, Penicillinderivaten und Erythromycin, Chemotherapeutika, wie Sulfathiazol und Nitrofurazon; Lokalanästhetika, wie Benzocain, gefäßverengenden Mitteln, wie Phenylephrinhydrochlorid, Tetrahydrozolinhydrochlorid, Naphazolinnitrat, Oxymetazolinhydrochlorid und Tramazolinhydrochlorid; kardiotonischen Mitteln, wie Digitalis und Digoxin; gefäßerweiternden Mitteln, wie Nitroglycerin und Papaverinhydrochlorid; Antiseptika, wie Chlorhexidinhydrochlorid, Hexylresorcin, Dequaliniumchlorid und Ethacridin; Enzymen, wie Lysozymchlorid, Dextranase; Knochenmetabolismussteuerstoffen, wie Vitamin D&sub3; und aktiven Vitamin Da; Sexualhormonen, blutdrucksenkenden Mitteln; Sedativa; und Antikrebsmitteln, verwendet werden.
Weitere (verabreichbare) Mittel sind steroide entzündungshemmende Mittel, wie Hydrocortison, Prednison, Fluticason, Predonisolon, Triamcinolon, Triamcinolonacetonid, Dexamethason, Betamethason, Beclomethason und Beclomethasondipropionat; nichtsteroide entzündungshemmende Mittel, wie Acetaminophen, Aspirin, Aminopyrin, Phenylbutazon, Mefenaminsäure, Ibuprofen, Diclofenacnatrium, Indomethacin, Colchicin und Probenozid; enzymatische entzündungshemmende Mittel, wie Chymotrypsin und Bromelainseratiopeptidase; Antihistaminika, wie Diphenhydraminhydrochlorid, Chlorpheniraminmaleat und Clemastin; antiallergische Mittel (Antiasthmatika gegen Husten und als Expektorantien, wie Natriumcromoglycat, Codeinphosphat und Isoprotereolhydrochlorid).
Zur nasalen Abgabe können die Mikrokügelchen zusammen mit einem Verstärker, z. B. einem Lysophosphatid, verwendet werden. Lysophosphatide werden durch die Hydrolyse von Phospholipiden hergestellt. Solche Substanzen sind oberflächenaktiv und bilden Mizellenstrukturen. Lysolecithin und sonstige Lysophosphatide können verwendet werden, um möglicherweise die Absorption bei der Arzneimittelabgabe zu verstärken und durch die biologische Verfügbarkeit an dem aktiven Arzneimittel zu erhöhen. Lysophosphatidylcholin ändert die Durchlässigkeit der Membranen und ermöglicht eine stärkere Aufnahme von Proteinen und Peptiden einschließlich von beispielsweise Insulin, menschlichem Wachstumshormon und sonstigen Produkten biotechnologischer und rekombinanter DNA-Verfahren. Nach der Verabreichung werden die Lysophosphatide durch die Zellen der Endothelauskleidung der Schleimhaut zu den normale Zellenkomponenten darstellenden intakten Phosphatiden umgewandelt (vgl. de Vries et al. (11). (Lysolecithin selbst ist ebenfalls in Zellmembranen in sehr geringen Mengen vorhanden (12)). Diese rasche und wirksame Umwandlung von Lysophosphatiden in die vollständige Phosphatidstruktur führt zu stark verminderten Gegenreaktionen und Nebenwirkungen in Form von Reizungen und Toxizität.
Ein die biologische Verfügbarkeit steigerndes bevorzugtes Material ist das aus Ei oder Sojalecithin gewonnene Lysophosphatidylcholin. Es können auch andere Lysophospha tidylcholine, die unterschiedliche Acylgruppen aufweisen, sowie aus Phosphatidylethanolaminen und Phosphatidinsäure hergestellte Lysoverbindungen, die ähnliche membranmodifizierende Eigenschaften aufweisen, verwendet werden. Eine Alternative bilden Acylcarnitine (beispielsweise Palmitoyl- DL-canitin-chlorid).
Andere geeignete Mittel sind Chelatbildner (EGTA, EDTA, Alginate), Netzmittel (insbesondere nichtionische Substanzen), Acylglycerine, Fettsäuren und deren Salze, Tyloxapol und in dem SIGMA-Katalog 1988, Seiten 316-321 aufgeführte biologische Detergentien. Ferner eignen sich Mittel, die die Membranfließfähigkeit und -permeabilität modifizieren, z. B. Enamine (beispielsweise Phenylalaninenamin von Ethylacetoacetat), Malonate (z. B. Diethylenoxymethylenmalonat), Salicylate, Gallensalze und deren Analoge sowie Fusidate. Geeignete Konzentrationen reichen bis zu 10%. Dasselbe Abgabekonzept für ein in ein biologisch haftendes Mikrokügelchen eingearbeitetes oder auf diesem haftendes Arzneimittel mit zugesetztem pharmazeutischen Hilfsstoff gilt auch für Systeme, die ein aktives Arzneimittel und ein schleimlösendes Mittel, Peptidaseinhibitoren oder ein irrelevantes Polypeptidsubstrat einzeln oder in Kombination enthalten. Geeignete schleimlösende Mittel sind thiolhaltige Verbindungen, wie N-Acetylcystein und deren Derivate. Peptidinhibitoren sind Actinonin, Amastatin, Antipain, Bestatin, Chloracetyl-HOLeu-Ala-Gly-NH2, Diprotin A und B, Ebelacton A und B, E-64, Leupeptin, Pepstatin A, Phisphoramion, H-Thr-(tBu)-Phe-Pro-Oh. Aprotinin, Kallikrein, Inh.1, Chymostation, Benzamidin, Chymotrypsin Ing.11, Trypsin Inh. 111-O. Geeignete Konzentrationen reichen von 0,01-5%.
Bei derartiger Verwendung sollten die Mikrokügelchen vorzugsweise 10-100 um groß sein.
Die Mikrokügelchen können über die nasale Route nach üblichen Standardverfahren, z. B. mittels einer Naseeinblasvorrichtung, verabreicht werden. Beispiele für derartige Geräte sind die bereits für handelsübliche Pulversysteme für nasale Applikation benutzten Geräte (beispielsweise Fisons Lomudal-System). Einzelheiten bezüglich anderer Geräte finden sich in der pharmazeutischen Literatur (vgl. bei spielsweise A. Beil, "Intranasal Delivery Devices" in "Drug Delivery Devices Fundamentals and Applications", Herausgeber P. Tyle, Verlag Dekker, New York, 1988).
Die Mikrokügelchen können insbesondere bei einem Abgabesystem, wie es in unserer anhängigen Anmeldung PCT/GB88/00396 beschrieben ist, verwendet werden. Die Mikrokügelchen können auch ohne Verstärker und insbesondere in einem Abgabesystem, wie es in unserer anhängigen Anmeldung PCT/GB88/00836 beschrieben ist, verwendet werden. Die Verwendung der Mikrokügelchen ohne Verstärker eignet sich besonders zur Erhöhung der biologischen Verfügbarkeit von ein maximales Molekulargewicht von 6000 aufweisenden Peptidarzneimitteln zur systemischen Verabreichung. Die Mikrokügelchen können - wie zuvor beschrieben - auf nasalem Weg abgegeben werden.
Im folgenden werden unter Bezugnahme auf die beigefügten Zeichnungen erfindungsgemäße Beispiele beschrieben. In den Zeichnungen zeigen:
Fig. 1 eine von oben und einer Seite gezeigte Darstellung eines Rührflügels und
Fig. 2 eine von unten gesehene Plandarstellung des Flügels von Fig. 1.

Beispiel 1

Aus Amylodextrin werden nach dem folgenden Verfahren hohle, luftgefüllte Mikrokapseln hergestellt.

Formulierung der Primäremulsion

Durch Dispergieren von 10 g Amylodextrin (lösliche Kartoffelstärke) (Sigma Chemical Company) in 100 ml kaltem destilliertem Wasser wurde ein 10%iges Gel zubereitet. Die Dispersion wurde danach so lange erwärmt, bis sie durchsichtig geworden war. Dies erfolgte bei etwa 90ºC. Dann wurde das Gel unter Rühren mit einem Magnetrührer abkühlen gelassen. Nachdem das abgekühlte Gel mit 30 ml Perfluorhexan (95%ig, Aldrich Chemical Company, Gillingham, Dorset) versetzt worden war, wurde das Ganze 4 min lang bei 7000 Umin&supmin;¹ homogenisiert.

Bildung der Sekundäremulsion

15 ml der Primäremulsion wurden zu 500 ml Sojaöl (J. Sainsbury plc) zugegeben, worauf das Ganze 3 min lang bei 6000 Umin&supmin;¹ homogenisiert wurde.

Fixieren der Mikrokügelchen

Die Sekundäremulsion wurde in ein heißes Ölbad (80ºC) überführt und unter Rühren mit 1500 Umin&supmin;¹ mittels eines 6-flügeligen Schaufelrührers (Fig. 1) weiter erwärmt. Die Emulsion wurde mit einer Geschwindigkeit von 2ºC pro min bis zu einer Maximalemulsionsmassetemperatur von 100ºC rasch erwärmt. Danach wurde sie abkühlen gelassen. Anschließend wurden die Mikrokügelchen unter fortgesetztem Rühren mit 1500 Umin&supmin;¹ durch Zusatz von 200 ml Aceton entwässert.

Ernten der Mikrokügelchen

Die Mikrokügelchen/Acetondispersion wurde mit 4000 Umin&supmin;¹ 10 min lang zentrifugiert. Das Pellet wurde abgetrennt und in Aceton (Analar, Fisons, Loughborough) resuspendiert. Danach wurde die Acetonsuspension durch ein 1-um- Glasmikrofaserfilter filtriert. Die Mikrokügelchen wurden auf der Filterscheibe als trockener Kuchen gesammelt. Der Mikrokügelchenkuchen wurde lufttrocknen gelassen und in einem Exsikkator bei Raumtemperatur gelagert. Die Mikrokügelchen konnten (brauchten es aber nicht) gefriergetrocknet werden.
Die Teilchen besaßen eine mittels eines Lichtmikroskops bestimmte Größe von 5-20 um.

Beispiel 2

Die Methode basiert auf der Bildung einer Öl-in- Wasser-Emulsion. Die wäßrige Phase bestand aus einem Amylodextringel, die nicht-wäßrige oder ölige Phase aus einem aus einer Reihe von flüchtigen Ölen. Durch Dispergieren von Kartoffelamylodextrin oder Amylodextrin (zubereitet nach der Lintner-Methode) in Wasser wurde ein 10%iges Amylodextringel hergestellt. Die Suspension wurde zur Bildung eines klaren Gels auf 80ºC erwärmt. Zur Herstellung der Emulsion konnte eine Reihe flüchtiger Öle verwendet werden. Hierzu gehören Dichlormethan (Kp: 39-40ºC), Perfluorhexan (Kp: 58-60ºC), Perfluormethylcyclohexan (Kp: 76ºC), Perfluordimethylcyclohexan (Kp: 101-102ºC). Das Ölphasenvolumen lag im Bereich von 5-20% (v/v) der Emulsion. Der Emulsion wurde als Stabilisator ein Netzmittel, nämlich Span 80, zugesetzt. Der Rest des Volumens bestand aus dem Amylodextringel. Die Emulsion wurde mittels eines Silverson-Maschinenkreiselhomogenisators während 2-5 min bei Raumtemperatur bei 5000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert. Die Emulsion wurde durch Erwärmen unter Rühren (15000 Umin&supmin;¹) bis zu einer Maximaltemperatur von 120ºC fixiert. Den Mikrokügelchen, die durch Zentrifugieren und Filtrieren geerntet wurden, wurde ein Entwässerungsmittel, wie Isopropanol, Ethanol oder Aceton, oder 20%iges g/v Natriumsülfat (30-50% des Gesamtvolumens) zugegeben. Die Mikrokügelchen wurden in einem Exsikkator bei Raumtemperatur gelagert. Der Teilchendurchmesser wurde durch Lichtmikroskopie und Laserbeugung betimmt.
Dem Amylodextringel konnte auch Albumin (beispielsweise Humanserum-, Rinderserum- oder Eialbumin) oder seine Addukte, wie HSA-PEG (Polyethylenglykol), HSA-PAA (Polyamidoamid)-PEG zugesetzt werden. Es wurden 10%ige g/v wäßrige Lösungen von Albumin oder seiner Addukte zubereitet und in einer Menge bis zu 5-10% des Gelvolumens dem Amylodextringel zugesetzt. Die Herstellung wurde dann, wie zuvor beschrieben, fortgesetzt.
Die Beispiele 3 bis 6 beschreiben die Herstellung hohler oder luftgefüllter Amylodextrinmikrokügelchen nach dem Doppelemulgierverfahren.
Die Primäremulsion besteht aus einer Öl-in-Wasser- Emulsion, in der die Ölphase aus einem flüchtigen Öl, wie Perfluorhexan (Kp: 58-60ºC), und die wäßrige oder fortlaufende Phase aus einem Amylodextrin in Kombination mit Albumin bestehen oder es können auch Albuminaddukte, HSA- PEG (Polyethylenglykol), HSA-PAA (Polyamidoamid)-PEG und Pluronic F-68 zugesetzt werden. Ferner können auch andere flüchtige Öle, wie Dichlormethan (Kp: 39-40ºC), Perfluormethylcyclohexan (Kp: 76ºC) und Perfluordimethylcyclohexan (Kp: 101-102ºC) verwendet werden.

Beispiel 3

10 ml 1-3% Albumin wurden zu 60 ml des gekühlten 10%igen Amylodextringels zugegeben. Das Amylodextringemisch wurde mit 20-40 ml des flüchtigen Öls (Perfluorhexan) versetzt, worauf das Ganze 3 min lang bei 6000-8000 Umin1 homogenisiert wurde. 15 ml der Emulsion wurden in 500 ml Sojaöl B. P. mit 5 ml eines Antischäummittels, nämlich von Poly(methylphenylsiloxan), eingetragen. Die Sekundäremulsion wurde 3 min lang bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert und durch Erwärmen in einem heißen Ölbad unter Rühren mit 1500 Umin&supmin;¹ bis zu einer maximalen Temperatur von 120ºC fixiert. Nach Abkühlen des Gemischs wurde es mit 200 ml Aceton versetzt, um die Amylodextrinmikrokügelchen zu entwässern. Die Mikrokügelchen wurden durch Zentrifugieren und Filtrieren geerntet.

Beispiel 4

10 ml 1-3% HSA-PAA-PEG wurden zu 60 ml des abgekühlten 10%igen Amylodextringels zugegeben. Nach Zugabe von 20 -40 ml des flüchtigen Öls (Perfluorhexan; Kp: 58-60ºC) zu dem Amylodextringemisch wurde das Ganze 3 min lang bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert. 15 ml der Emulsion wurden in 500 ml Sojaöl B. P. mit 5 ml eines Antischäummittels, nämlich von Poly(methylphenylsiloxan), eingetragen. Die Sekundäremulsion wurde 3 min lang bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert und durch Erwärmen in einem heißen Ölbad unter Rühren mit 1500 Umin&supmin;¹ bis zu einer maximalen Temperatur von 120ºC fixiert. Nach dem Abkühlen wurde das Gemisch mit 200 ml Aceton versetzt, um die Amylodextrinmikrokügelchen zu entwässern. Die Mikrokügelchen wurden durch Zentrifugieren und Filtrieren geerntet.

Beispiel 5

10 ml 1-3% HSA-PEG wurden zu 60 ml des abgekühlten 10%igen Amylodextringels zugegeben. Nach Zugabe von 20-30 ml des flüchtigen Öls (Perfluorhexan) zu dem Amylodextringemisch wurde das Ganze 3 min lang bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert. 15 ml der Emulsion wurden in 500 ml Sojaöl B. P. mit 5 ml eines Antischäummittels, nämlich von Poly(methylphenylsiloxan), eingetragen. Die Sekundäremulsion wurde 3 min lang bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert und durch Erwärmen in einem heißen Ölbad unter Rühren mit 1500 Umin&supmin;¹ bis zu einer maximalen Temperatur von 120ºC fixiert. Nach dem Abkühlen wurde das Gemisch mit 200 ml Aceton versetzt, um die Amylodextrinmikrokügelchen zu entwässern. Die Mikrokügelchen wurden durch Zentrifugieren und Filtrieren geerntet.

Beispiel 6

10 ml 1-3% Pluronic F-68 wurden zu 60 ml des abgekühlten 10%igen Amylodextringels zugegeben. Nach Zugabe von 20-40 ml des flüchtigen Öls (Perfluordecalin) zu dem Amylodextringemisch wurde das Ganze 3 min lang bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert. 15 ml der Emulsion wurden in 500 ml Sojaöl B. P. mit 5 ml eines Antischäummittels, nämlich von Poly(methylphenylsiloxan), eingetragen. Die Sekundäremulsion wurde 3 min lang bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert und durch Erwärmen in einem heißen Ölbad unter Rühren mit 1500 Umin&supmin;¹ bis zu einer maximalen Temperatur von 120ºC fixiert. Nach dem Abkühlen wurde das Gemisch mit 200 ml Aceton versetzt, um die Amylodextrinmikrokügelchen zu entwässern. Die Mikrokügelchen wurden durch Zentrifugieren und Filtrieren geerntet.
Die Beispiele 7 und 8 beschreiben die Herstellung von Albuminaddukte eingearbeitet enthaltenden hohlen Albuminmikrokügelchen.

Beispiel 7

Es wurden 60 ml einer 10%igen wäßrigen Lösung von Albumin (HSA) zubereitet und zu 40 ml eines flüchtigen Öls (Perfluorhexan) zugegeben. Das Gemisch wurde unter Verwendung eines Silverson-Maschinenkreiselhomogenisators 3 min lang bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert. Nach Zugabe von 5 ml Polymethylphenylsiloxan zu 500 ml Sojaöl B. P. wurde das Ganze gründlich verrührt. 15 ml der Albuminemulsion wurden zu dem Sojaöl zugegeben, worauf das Ganze 3 min lang bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert wurde. Die Emulsion wurde in einem Ölbad unter Rühren mit 1500 Umin&supmin;¹ mittels eines Flügelrührers 15 min lang bis zu einer maximalen Temperatur von 115ºC erwärmt. Nach dem Abkühlen wurde das Ge misch mit Petrolether versetzt. Die Mikrokügelchen wurden durch Zentrifugieren und Filtrieren geerntet.

Beispiel 8

Eine 10%ige wäßrige Lösung von Albumin (HSA), in welcher 5-10% des gesamten Proteins aus einem Albuminaddukt, wie HSA-PEG (Polyethylenglykol) oder HSA-PAA (Polyamidoamid)-PEG, bestand, wurde hergestellt und in einer Menge von 60 ml zu 40 ml eines flüchtigen Öls, wie Perfluorhexan (Kp: 58-60ºC) zugegeben, worauf das Ganze 3 min lang unter Verwendung eines Silverson-Maschinenkreiselhomogenisators bei 6000-8000 Umin&supmin;¹ homogenisiert wurde. Nach Zugabe von 5 ml Polymethylphenylsiloxan zu 500 ml Sojaöl B. P. wurde das Ganze gründlich gerührt. 15 ml der Albuminemulsion wurden zu dem Sojaöl zugegeben, worauf das Ganze 3 min lang bei 6000 Umin&supmin;¹ homogenisiert wurde. Die Emulsion wurde in einem Ölbad unter Rühren mit 1500 Umin&supmin;¹ mittels eines Flügelrührers 15 min lang bis zu einer maximalen Temperatur von 115ºC erwärmt. Nach dem Abkühlen wurde das Gemisch mit Petrolether versetzt. Die Mikrokügelchen wurden durch Zentrifugieren und Filtrieren geerntet.
Es können auch andere flüchtige Öle, wie Dichlormethan (Kp: 39-40ºC), Perfluormethylcyclohexan (Kp: 76ºC) und Perfluordimethylcyclohexan (Kp. 101-102ºC) verwendet werden.

Beispiel 9

Nach dem folgenden Verfahren wurden aus Amylodextrin feste Mikrokügelchen hergestellt.

Formulierung der Primäremulsion

Durch Dispergieren von 10 g Amylodextrin-Kartoffelstärke (Sigma Chemical Company) in 100 ml kaltem destilliertem Wasser wurde ein 10%iges Stärkegel zubereitet. Die Dispersion wurde danach bis zum Durchsichtigwerden erwärmt. Dies erfolgte bei etwa 90ºC. Dann wurde das Gel unter Rühren mit einem Magnetrührer abkühlen gelassen. Nach Zugabe von 10 ml Perfluorhexan (95% Aldrich Chemical Company, Gillingham, Dorset) zu dem abgekühlten Gel wurde das Ganze 4 min lang bei 7000 Umin&supmin;¹ homogenisiert oder durch einen Mikroverwirbler laufengelassen.

Bildung der Sekundäremulsion

15 ml der Primäremulsion wurden in 500 ml Sojaöl (J. Sainsbury plc) eingetragen, worauf das Ganze 3 min lang bei 6000 Umin&supmin;¹ homogenisiert wurde.
Das Fixieren und Ernten der Mikrokügelchen erfolgten wie in Beispiel 1 beschrieben.

Beispiel 10

Nach einem Doppelemulgierverfahren wurden feste Humanserumalbuminmikrokügelchen hergestellt. Die Mikrokügelchen waren hart. Ihr mittlerer Durchmesser konnte je nach den Herstellungsbedingungen zwischen 1 um und 30 um variiert werden.

Herstellung der Primäremulsion

10 ml Perfluorhexan
20 ml 10%igen Humanserumalbumins (Albutein 25%ig: Alpha Therapeutics).
Die Albuminlösung und das Perfluorhexan wurden miteinander gemischt und 3mal durch den bei 14000 psi arbeitenden Mikroverwirbler laufengelassen. Eine mit Eis bepackte Kühlschlange wurde dazu benutzt, sicherzustellen, daß die Temperatur der Emulsion nicht über 40ºC anstieg. Temperaturen von 50ºC und darüber ließen die Emulsion übermäßig stark schäumen und beschleunigten ihre Destabilisierung.

Zubereitung der Sekundäremulsion

15 ml der Primäremulsion wurden in 500 ml Sojaöl eingetragen, worauf das Ganze 3 min lang bei 6800 Umin&supmin;¹ homogenisiert wurde.
Fixieren und Ernten der Mikrokügelchen Die Sekundäremulsion wurde in ein Ölbad überführt und darin sehr langsam (1ºC pro Minute) erwärmt. Das Rühren der Emulsion erfolgte mittels eines 6-flügeligen Rührers mit 1500 Umin&supmin;¹. Der Rührerflügel war derart angeordnet, daß sich der Rührerkopf 4 cm unter der Emulsionsoberfläche befand. Die Temperatur der Emulsion durfte auf 120ºC steigen. Bei dieser Temperatur wurde die Emulsion 20 min lang ins Gleichgewicht gesetzt.

Ernten der Mikrokügelchen

Die Emulsion wurde abkühlen gelassen und mit 200 ml Petrolether versetzt. Dann wurde das Gemisch 20 min lang bei 4500 Umin&supmin;¹ zentrifugiert. Das Pellet wurde abgetrennt. Dann wurde das Pellet in Ether resuspendiert, worauf das Ganze durch ein 1-um-Fluorporfilter filtriert wurde. Der Filterkuchen wurde in Ethanol bzw. Aceton gewaschen. Danach wurde die Suspension erneut filtriert. Der Filterkuchen wurde in einem Exsikkator bei Raumtemperatur lufttrocknen gelassen. Die Mikrokügelchen konnten (brauchten es aber nicht) gefriergetrocknet werden.

Claims

1. Verfahren zur Herstellung fester Mikrokügelchen oder gasgefüllter Mikrokapseln durch Ausbilden anfänglicher Mikrokapseln mit einem flüssigen Kern und Entfernen mindestens eines Teils der Flüssigkeit zur Schaffung entweder fester Mikrokügelchen oder gasgefüllter Mikrokapseln, wobei das für die gasgefüllten Mikrokapseln verwendete wandbildende Material aus

(a) einem wasserlöslichen Stärkederivat, bei welchem es sich nicht um ein amphiphiles Material oder Hydroxyethylstärke handelt, oder

(b) einem wasserlöslichen, PEG-modifizierten Material, bei welchem mindestens eines der folgenden Kriterien erfüllt ist:

(i) es ist kein amphiphiles Material und/oder

(ii) es umfaßt Konjugate von PEG-Stärke, PEG- Stärkederivaten oder PEG-Albumin,

besteht und wobei in jedem Falle das wandbildende Material nach Bildung der Mikrokügelchen oder Mikrokapseln die Fähigkeit besitzt, wasserunlöslich gemacht zu werden.

2. Verfahren nach Anspruch 1, wobei die Mikrokapselwände bei der Bildung der festen Mikrokügelchen aus einem wasserlöslichen Stärkederivat oder einem PEG-modifizierten Material gebildet und anschließend wasserunlöslich gemacht werden.

3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, wobei das Stärkederivat aus Amylodextrin besteht.

4. Verfahren nach einem der Ansprüche 1 bis 3, wobei das PEG-modifizierte Material aus einem Konjugat von PEG- Albumin oder einer PEG-Stärke oder einem PEG-Stärkederivat besteht.

5. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei der Kern aus einem mit Wasser nicht mischbaren Öl besteht.

6. Verfahren nach Anspruch 5, wobei das Öl relativ flüchtig ist und aus den ölgefüllten Kapseln durch Verdampfen entfernt wird.

7. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, wobei die anfänglichen Mikrokapseln nach einem Doppelemulsionsverfahren gebildet werden.

6. Verfahren nach einem der vorhergehenden Ansprüche, bei welchem ferner die festen Mikrokügelchen der gasgefüllten Mikrokapseln von jeglichem flüssigem Medium abgetrennt und die festen Mikrokügelchen oder Mikrokapseln gefriergetrocknet werden.

9. Gasgefüllte Mikrokapseln, erhältlich nach einem Verfahren gemäß einem der Ansprüche 1 bis 8.

10. Feste Mikrokügelchen, erhältlich nach einem Verfahren gemäß einem der Ansprüche 1 bis 8, bei welchem das wandbildende Material durch Denaturierung, Chelatbildung oder Pfropfung unlöslich gemacht ist.

11. Arzneimittelzubereitung zur Verabreichung an den Körper, umfassend feste Mikrokügelchen oder gasgefüllte Mikrokapseln nach Anspruch 9 oder Anspruch 10 und einen pharmazeutisch akzeptablen Träger.

12. Verwendung gasgefüllter Mikrokapseln nach Anspruch 9 bei der Herstellung einer Zubereitung zur Verwendung im Rahmen eines Verfahrens zur Erzeugung eines diagnostischen Bildes.