DE68922606T2

DE68922606T2 - Markierung von chemischen produkten zur feststellung der identität und der herkunft.

Info

Publication number: DE68922606T2
Application number: DE68922606T
Authority: DE
Inventors: Ronald Colin Garner; Carl Nigel Martin
Original assignee: Biocode Inc
Current assignee: Authentix Inc
Priority date: 1988-02-08
Filing date: 1989-02-08
Publication date: 1996-01-18
Anticipated expiration: 2009-02-09
Also published as: GB2234588A; ATE122466T1; EP0409842B1; EP0409842A1; HK207796A; WO1989007272A1; GB9017364D0; JP2551486B2; DE68922606D1; GB2234588B; GB8802838D0; JPH03502487A

Description

Technisches Gebiet

Die vorliegende Erfindung betrifft die Markierung chemischer Produkte, um deren Identität und Herkunft zu bestimmen. Die Produkte können beispielsweise Pharmazeutika, Nahrungsmittelzusätze, Kosmetika, landwirtschaftliche Chemikalien, Öle und Erdölprodukte oder andere Chemikalien und Chemikalien-Gemische sein.

Stand der Technik

Es ist normalerweise schwierig, ein chemisches Produkt mit einer bestimmten chemischen Formel, das von einem Hersteller erzeugt wurde, von der gleichen Chemikalie mit derselben Formel, die aber von einem anderen Hersteller erzeugt wurde, zu unterscheiden. Das gilt insbesondere, wenn die beiden Hersteller das gleiche Herstellungsverfahren anwenden. Aus diesem Grund ist es für Betrüger nicht schwierig, die chemische Formel eines Wirkstoffs in einer Zusammensetzung und die relativen Mengen der verschiedenen Ingredienzien in der Zusammensetzung festzustellen und sein eigenes Produkt dann als jenes eines anderen Herstellers auszugeben.
Die Erfinder des vorliegenden Anmeldungsgegenstandes haben ein Verfahren entwickelt, um eine chemische Verbindung oder Zusammensetzung mit einer Markersubstanz auf solche Weise zu markieren, daß das Vorhandensein der Markersubstanz von jemandem, der die Identität des Markers kennt, leicht festgestellt werden kann, aber von einem Fälscher oder einer mit dem Marker nicht vertrauten Person nicht routinemäßig ermittelt werden kann. Somit könnten eine Fälschung und ein echtes Produkt durch das Fehlen des Markers in ersterer und das Vorhandensein des Markers in letzterem unterschieden werden.
Der Marker dient auch dazu, andere Informationen über die Chemikalie oder die chemische Zusammensetzung anzugeben, wie z.B. deren Herstellungsdatum und folglich das Ende ihrer Haltbarkeit.
WO 87/06383 offenbart ein Verfahren zum Markieren eines Objekts oder Substrats mit einer Nukleinsäure oder einem Protein-Marker. Gemäß diesem Dokument ist die Markersubstanz im allgemeinen in einem am zu markierenden Objekt befestigten Anhänger enthalten, und die im Dokument beschriebenen Tests bestimmen das Vorhandensein oder Fehlen des Markers ohne Quantifizierung des Markers.

Offenbarung der Erfindung

Gemäß vorliegender Erfindung wird jedoch ein Verfahren zum Identifizieren der Herkunft einer Chemikalie oder chemischen Zusammensetzung bereitgestellt, wobei das Verfahren umfaßt:
(a) Zugabe einer oder mehrerer Markerverbindungen zu einer Chemikalie oder chemischen Zusammensetzung, deren Herkunft zu bestimmen ist, um dadurch eine markierte Chemikalie oder markierte chemische Zusammensetzung herzustellen; anschließend
(b) Binden jeglicher zumindest einen inerten Markerverbindung, die in einer Testchemikalie oder chemischen Testzusammensetzung vorhanden ist, deren Herkunft bestimmt werden soll, an ein komplementäres Bindeglied für die oder jede inerte Markerverbindung, um ein immunologisches Bindungspaar zu bilden, um dadurch die oder jede Markerverbindung zu konzentrieren; und
(c) Bestimmen der Konzentration der oder jeder Markerverbindung in der Testchemikalie oder chemischen Testzusammesnetzung durch Analyse des oder jedes gebundenen Markers; und
(d) Vergleichen des Ergebnisses von Schritt (c) mit dem, das erzielbar ist, wenn die gleichen Konzentrations- und Analyseschritte an der markierten Chemikalie oder markierten chemischen Zusammensetzung durchgeführt werden.
Zur Analyse kann jede geeignete Analysetechnik eingesetzt werden, beispielsweise Immunoassay oder Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC).
Die inerte Markerverbindung sollte im allgemeinen eine sein, die normalerweise nicht in der Chemikalie oder Zusammensetzung vorhanden ist; beispielsweise ist sie kein Nebenprodukt des Herstellungsverfahrens, keine normale Verunreinigung oder kein Standardadditiv für diese Chemikalie oder chemische Zusammensetzung. Die Markerverbindung ist in sehr geringen Konzentrationen in der Größenordnung von ug pro kg der markierten Zusammensetzung oder darunter vorhanden. Obwohl sie in dem Sinne inert ist, daß sie nicht mit der Chemikalie reagiert, die sie markiert, muß sie nichtsdestoweniger fähig sein, sich an ein komplementäres Bindungselement zu binden. Beispielsweise ist der Marker geeigneterweise ein Molekül, das von einem Antikörper, vorzugsweise einem monoklonalen Antikörper, dagegen gebunden werden kann.
Die vorliegende Erfindung erleichtert die Identifizierung mehrerer verschiedener Chargen einer Chemikalie oder chemischen Zusammensetzung durch die Verwendung einer einzigen Markerverbindung. Der Grund dafür ist, daß eine einzige Markerverbindung in verschiedenen Konzentrationen in verschiedenen Chargen eingesetzt und jede Charge durch die Bestimmung der Konzentration des Markers in dieser Charge identifiziert werden kann.
Bei bevorzugten Ausführungsformen ist eine Vielzahl von Markerverbindungen in einer Chemikalie oder Zusammensetzung enthalten. In diesem Fall wird die Anzahl der möglichen Permutationen der Konzentration und der Marker erhöht, und Chargen können mit erhöhter Sicherheit durch das Messen der relativen Konzentrationen der Marker identifiziert werden.
Bei manchen Ausführungsformen der vorliegenden Erfindung wird die oder jede Markersubstanz aus der Chemikalie oder Zusammensetzung in ein Lösungsmittel extrahiert, bevor sie an ihr komplementäres Bindungselement gebunden wird. Das Lösungsmittel ist vorzugsweise eines, das mit dem komplementären Bindungselement kompatibel ist. Alternativ dazu kann, wenn das Extraktionslösungsmittel mit dem komplementären Bindungselement inkompatibel ist, der Extrakt vor dem Binden an das komplementäre Bindungselement mit einem kompatiblen Lösungsmittel verdünnt werden.
Das komplementäre Bindungselement ist vorzugsweise ein Antikörper und besonders bevorzugt ein monoklonaler Antikörper. Das oder die komplementären Bindungselemente sind wünschenswerterweise auf einer Immunoaffinitätssäule angebracht.
Die markierte Chemikalie oder chemische Zusammensetzung enthält vorzugsweise zumindest eine inerte Markerverbindung, wobei die oder jede Markerverbindung in einer Konzentration von nicht mehr als 5 Gew.-ppm vorhanden ist. Besonders bevorzugt ist der oder jeder Marker in einer Konzentration von nicht mehr als 100 Gew.-ppb vorhanden.
Aus der obigen Erörterung ist ersichtlich, daß bevorzugte Markerverbindungen solche sind, die sich an einen entsprechenden Antikörper binden können. Vorzugsweise sind sie kleine, organische Moleküle, die haptenisch sind; d.h. Moleküle, gegen die Antikörper erzeugt werden können, indem sie in Verbindung mit einem Trägermolekül verabreicht werden.
Vorzugsweise sind in einer Chemikalie oder Zusammensetzung mehrere Marker enthalten. Die Konzentrationsverhältnisse der Marker in jeder markierten Chemikalie oder Zusammensetzung sind dann vorzugsweise Einheitsverhältnisse, z.B. kann in jenem Fall, wo zwei Marker vorhanden sind, das Verhältnis der Konzentration des einen zu jener des anderen 1:1, 1:2, 1:3, 1:4 usw. sein.
Vorzugsweise besitzen, wenn eine Vielzahl von Markern vorhanden ist, diese eine gemeinsame Stelle, die es ihnen ermöglicht, sich an das gleiche komplementäre Bindungselement zu binden und darauf konzentriert zu werden, während sie durch die darauffolgenden Analysetechniken trennbar bleiben. So kann bei manchen Ausführungsformen zumindest eine der Markerverbindungen eine Aminosäure, eine Nukleinsäure, einen Oligonukleotid- oder Oligopeptidsubstituenten tragen, die/der die Bindung der Markerverbindung an ihr komplementäres Bindungselement nicht beeinflußt. Durch derartige Substituenten sind Markerverbindungen durch Analysetechniken wie HPLC leichter voneinander zu unterscheiden.
Es kann zwar eine Vielzahl von Substanzen markiert werden, aber die Chemikalie oder Zusammensetzung, die eine Markerverbndung enthält, ist vorzugsweise ein hochwertiges Produkt, wie ein Nahrungsmittelzusatz, ein Pharmazeutikum oder ein Kosmetikum.
Das Verfahren gemäß vorliegender Erfindung kann unter Verwendung eines Sets zum Markieren einer Chemikalie oder chemischen Zusammensetzung und zum Identifizieren einer vorbestimmten Markersubstanz durchgeführt werden. Das Set umfaßt vorzugsweise zumindest eine inerte Markerverbindung und zumindest ein komplementäres Bindungselement für die zumindest eine inerte Markerverbindung, das den Marker bindet, um ein immunologisches Bindungspaar zu bilden.
Es ist klar, daß, da die Markerverbindung in solch geringen Konzentrationen in der markierten Chemikalie oder Zusammensetzung vorhanden ist, ihr Vorhandensein darin für jemanden, der sich der Zugabe nicht bewußt ist, nicht sofort offensichtlich ist. Weiters wäre es für Dritte nicht einfach, den Marker unter Einsatz von Routinetechniken zu identifizieren und ihn in eine gefälschte Zusammensetzung aufzunehmen. Der Grund dafür ist, daß das Isolieren und Konzentrieren des Markers auf einem dafür spezifischen Antikörper basiert, und dieser für jemanden, der die Identität des Markers nicht kennt, nicht verfügbar wäre.

Kurze Beschreibung der Zeichnungen

Nachstehend werden Ausführungsformen der Erfindung anhand von Beispielen unter Bezugnahme auf die beiliegenden Figuren beschrieben, von denen
Fig. 1 die Formeln von Pilz-Metaboliten zeigt, die als Marker eingesetzt werden können,
Fig. 2 Inhibierungs-ELISA-Ergebnisse für monoklonalen Anti-Resorcylsäurelacton-(RAL)- Antikörper und Anti-Aflatoxin-Antikörper zeigt;
Fig. 3A das isokratische Elutionsprofil von 25 ul einer Standardlösung zeigt, die jeweils 200 ng/ml von Zearalenol (ii), Zearalanol (iii) und Zearalenon (iv) enthält;
Fig. 3B das Elutionsprofil derselben Verbindungen nach der Extraktion von Paracetamol zeigt;
Fig. 4A das Elutionsprofil von N-Acetyl-L-lysin-aflatoxin B¹ (250 ul von 300 ng/ml) zeigt;
die Fig. 4B und 4C die Elutionsprofile von N-Acetyl-L-lysin-aflatoxin B¹, nach zwei verschiedenen Verfahren aus Aftershave extrahiert, zeigen.

Verfahren zur Durchführung der Erfindung

In den Beispielen werden zwei getrennte Gruppen von Pilz-Metaboliten als Beispiele für kleine, organische Moleküle verwendet, die in sehr geringen Konzentrationen verwendet werden können, um ein Substrat zu markieren, und die spezifisch durch Immunoaffinitätschromatographie extrahiert und quantifiziert werden können, um die Identifikation sowohl der Herkunft als auch der Charge dieses Substrats zu ermöglichen. Obwohl die bei diesen Beispielen verwendeten Pilz-Metaboliten Toxine sind, weisen die erzielten Ergebnisse darauf hin, daß die Technik erweitert werden könnte, sodaß auch Pharmazeutika und Nahrungsmittelzusätze mit anderen kleinen Molekülen markiert werden könnten, die keine Gefahr für die Gesundheit von Menschen darstellen.
In den Beispielen werden zwei monoklonale Antikörper verwendet, die gegen die beiden getrennten Gruppen von Pilz-Metaboliten gerichtet sind. Der erste, der gegen Resorcylsäurelactone (RALs) gerichtet ist, reagiert mit den drei Molekülen Zearalenon, Zearalenol und Zearalanol, die sich durch Hochleistungsflüssigkeitschromatographie (HPLC) leicht abtrennen lassen. Der zweite Antikörper reagiert mit mehreren Aflatoxinen (der anderen Gruppe von Pilz-Metaboliten). Diese Aflatoxine könne ebenfalls durch HPLC getrennt werden.
Jeder monoklonale Antikörper reagiert mit mehreren ähnlichen Pilz-Metaboliten, weil die Antigenbindungsstellen auf dem Antikörper auf eine chemische Spezies abzielen, die allen Pilz-Metaboliten einer speziellen Gruppe gemeinsam ist. Es ist auch möglich, bestimmte Teile der Metaboliten zu derivatisieren, ohne deren Bindung an den Antikörper zu behindern. Beispielsweise wird N-Acetyllysin-aflatoxin B&sub1; weiterhin vom Anti-Aflatoxin-Antikörper gebunden. Die Strukturen der bei dieser Untersuchung verwendeten kleinen, organischen Moleküle werden in Fig. 1 gezeigt.
Es ist möglich, Aminosäuren als Baublöcke zu verwenden, um eine enorme Vielfalt potentieller Markerchemikalien zu erzeugen, mit denen hochwertige Produkte zu markieren sind. Als Modell haben die Anwender daher ein Aminosäurederivat mit der Bezeichnung N-Acetyllysin mit Aflatoxin B&sub1; konjugiert, um dieses Verfahren beispielhaft zu veranschaulichen, und die Verwendung dieses Derivats zum Markieren eines kosmetischen Produktes demonstriert.

MATERIALIEN UND VERFAHREN

A. Konjugationsreaktionen

A(i) Herstellung von N-Acetyllysin-aflatoxin B&sub1;

Aflatoxin B&sub1; (16,7 mg) wurde in Dichlormethan (1 ml) gelöst. Chlorgas wurde 5 Minuten lang durch die Lösung durchgeleitet, gefolgt von Eindampfen im Vakuum. Das resultierende Gemisch aus Verbindungen, das 8,9-Dihydro-8,9-dichloraflatoxin B&sub1; enthielt, wurde in 0,6 ml Dimethylsulfoxid (DMSO) gelöst und mit 500 mg N- Acetyllysin, gelöst in 20 ml 0,1 m Phosphatpuffer (pH 7,4), vermischt. Die Reagenzien wurden 48 Stunden lang bei Raumtemperatur gerührt, gefolgt von HPLC-Reinigung auf einer S5-ODS2-Säule, die mit einem Acetonitril-in-Wasser-Gradienten wie folgt eluiert wurde: Zeit Vol.-% Acetonitril:Wasser

A(ii) Herstellung von Aflatoxin-Protein-Konjugaten

Kurz gesagt wurde Aflatoxin B&sub1;-Eialbumin zur Impfung von Mäusen (siehe unten) durch direkte Chlorierung von Aflatoxin B&sub1; hergestellt, sodaß 8,9-Dihydro-8,9-dichloraflatoxin B&sub1; entstand (Sabbioni et al, 1987), gefolgt von der Umsetzung mit Eialbumin in 0,1 m Phosphatpuffer (pH 7,4) und Dialyse. Das resultierende Antigen bestand aus 10 bis 15 Molekülen Aflatoxin B&sub1;, die kovalent an Eialbumin gebunden waren.
Aflatoxin B&sub1; wurde auf die gleiche Weise zur Beschichtung von ELISA-Platten an Rinderserumalbumin (BSA) gebunden (siehe unten).

A(iii) Herstellung von Zearalenon-Protein-Konjugaten

Kurz zusammengefaßt wurde Zearalenon-Eialbumin zur Impfung von Mäusen durch Carboxylierung von Hydroxylgruppen auf Zearalenon mit Carboxymethoxyalanin, gefolgt von der Umsetzung der neuen Carboxylgruppe mit Aminogruppen auf dem Protein durch Carbodiimidreaktion, hergestellt (Thouvenot und Morfin, 1983). Das resultierende Antigen bestand aus 10 bis 15 Zearalenon-Molekülen, die kovalent mit einem Eialbumin-Molekül verbunden waren.
Zearalenon wurde auf die gleiche Weise zur Beschichtung von ELISA-Platten auch an Rinderserumalbumin (BSA) gebunden.

B Herstellung monoklonaler Antikörper

B(i) Impfung von Mäusen

Antigene (hergestellt als Proteinkonjugate, wie oben beschrieben), wurden als 1 mg/ml- Lösungen in 50 Vol.-% Emulsion aus Freund'schem komplettem Adjuvans in phosphatgepufferter Salzlösung hergestellt. Diese Emulsion wurde in die Bauchfellhöhle von 10 weiblichen C57-Black x BALB-C-f-1-Mäusen eingeimpft. Mehrere Impfungen (300 ug Antigen/Impfung) wurden in etwa 3-wöchigen Intervallen durchgeführt, gefolgt von sinoorbitaler Blutabnahme an den Mäusen. Die Antiserumwerte wurden durch indirekte und Indirekt-Inhibierungs-ELISAs auf Antikörper mit spezifischer Bindung von Aflatoxin/Zearalenon überwacht.

B(ii) Mäusemilz-Fusionstechnik

Das HT-Medium bestand aus RPMI-Medium mit L-Glutamin (Gibco Europe Ltd.), das (20 Vol.-%) fötales Kalbserum, 0,05 mM 2-Mercaptoethanol, 1 mM Natriumpyruvat, 100 mM Hypoxanthin, 100 mM Thymidin, 100 ug/ml Gentamycin und 2,5 ug/ml Fungizon enthielt. X63-Myelomzellen (Flow Laboratories, UK) wurden in HT-Medium gezüchtet, wobei Hypoxanthin und Thymidin durch 8-Azaguanin (100 mM) ersetzt wurden. Milzzellen von einer immunisierten Mäusemilz (10&sup8;) wurden mit X63- Myelomzellen (5 x 10&sup6; in der log-Phase) verschmolzen, wobei laut GC reines Polyethylenglykol 4000 (Merck) 50% w/v in serumfreiem Medium verwendet wurde, das 20 Vol.-% Dimethylsulfoxid (DMSO) enthielt, das langsam über 60 Sekunden zugegeben wurde, gefolgt von 90 s Stehenlassen bei Raumtemperatur. Das Gemisch wurde allmählich mit 10 ml GKN (8 g NaCl, 0,4 g KCl, 1,42 g Na&sub2;HPO&sub4;, 0,78 g NaH&sub2;PO&sub4; 2H&sub2;O, 2 g Glukose, 0,1 g Phenolrot in 1l H&sub2;O) über 5 Minunten verdünnt, gefolgt von Stehenlassen bei Raumtemperatur für 10 Minuten. Zellen wurden auf 10 x 96 Napf-Costar -Gewebekulturplatten (Northumbria Biologicals, UK) verteilt, die etwa 10&sup4; Mäuse-Peritonealmakrophagen pro Napf enthielten, und Hybridome in HAT- Medium (Aminopterin enthaltendes HT-Medium) selektiert. Nach etwa 2 Wochen wurden die Überstände durch ELISA auf die Produktion spezifischer Antikörper gescreent und die Spezifität durch Inhibierungs-ELISA bestätigt, wie nachstehend beschrieben. Positive Hybridome wurden durch Grenzverdünnnung klassiert.

B(iii) ELISA-Techniken

Lösungen und Puffer.

PBS (11,3 mM KCl, 0,7 mM KH&sub2;PO&sub4;, 8,2 mM Na&sub2;HPO&sub4;, 138 mm NaCl, pH 7,2). Lösung A: PBS, die 1,5 mM MgCl&sub2;, 2 mM 2-Mercaptoethanol, 0,05 Vol.-% Tween 20. Lösung B: 10 mM K&sub2;HPO&sub4;, 150 mM NaCl, 1 % Gew/Vol Rinderserumalbumin, pH 7,2. Lösung C: 3,3¹,5,5¹-Tetramethylbenzidin (100 ug/ml), frisch hergestellt in 100 mM Trinatriumcitrat, 100 mM Natriumacetat, (pH 6,0) mit H&sub2;O&sub2; (20 ul von 100 Volumsteilen pro 100 ml Lösung).

Techniken

Es wurden indirekte ELISA- und Inhibierungs-ELISA-Techniken eingesetzt, wie zuvor beschrieben (Voller et al., 1979), um die monoklonalen Antikörper zu screenen und zu quantifizieren. An diesen Verfahren wurden 5 Änderungen vorgenommen: (i) Entweder Aflatoxin B&sub1;-Rinderserumalbumin oder Zearalenon- Rinderserumalbumin-Antigene (50 ng/Napf) in PBS wurden bei 37ºC 24 Stunden lang nach dem Auftragen auf 96-Napf-Costar -Mikrotiterplatten aus durchsichtigem Polyvinylchlorid (Northumbria Biologicals, UK) getrocknet; (ii) Lösung A wurde zum Waschen der Platten (viermal) zwischen den Inkubationsschritten verwendet; (iii) erste und zweite Antikörper wurden in Lösung B verdünnt und auf den Platten 1 Stunde lang bei Raumtemperatur unter Rütteln inkubiert; (iv) für einen kompetitiven Inhibierungs- ELISA wurden vor dem Waschen und den darauffolgenden Schritten Gemische aus Antigen und Antikörpern 1 Stunde lang bei Raumtemperatur auf der Platte inkubiert (Gesamtvolumen: 75 ul); (v) vor der Inkubation mit Substrat (Lösung C) wurden die Platten sechsmal mit Lösung A und zweimal mit destilliertem Wasser gewaschen. 15 Minuten nach der Inkubation mit Substrat wurde die Reaktion mit einem gleichen Volumen an 2 m H&sub2;SO&sub4; gestoppt.

C Herstellung von Immunoaffinitätssäulen

Ein Immunoaffinitätsharz wurde durch Umsetzen von Bromcyan-Sepharose CL-4B- Harz (Pharmacia Ltd.) mit monoklonalem Antikörper (Verhältnis: 1 ml Harz auf 2,5 mg Antikörper) umgesetzt. Bromcyan-Sepharose Cl-4B wurde durch Quellen in 75 ml/g 1 mM HCl aktiviert. Das Harz wurde dann mit 5 ml/g Kopplungspuffer (100 mM Natriumhydrogenkarbonat, 500 mM Natriumchlorid, pH 8,3) gewaschen. Die Antikörper wurden mit PBS auf 1,56 mg/ml verdünnt, gefolgt von Verdünnung mit einem gleichen Volumen an Kopplungspuffer. Dieses Gemisch wurde mit dem gequollenen, gewaschenen Harz 1 Stunde lang unter Rühren bei Raumtemperatur umgesetzt. Das Harz wurde filtriert und 1 Stunde lang bei Raumtemperatur mit Ethanolamin (1 M bei pH 8,0) gerührt. Das Harz wurde gewaschen und mit PBS gelagert, das 0,05 % (w/v) Natriumazid mit pH 7,4 enthielt.
Aliquoten des fertigen Harzes (Volumen des abgesetzten Betts: 0,04 ml) wurden dann zwischen poröse Fritten in Kunststoffsäulen gefüllt. Diese Säulen wurden auf ihre Fähigkeit untersucht, Mycotoxinstandards zu binden, wenn diese in 50 ml PBS aufgetragen und mit Acetonitril (2 ml) eluiert wurden. Die Quanitifizierung erfolgte durch HPLC-Analyse.

D. Extraktionsverfahren

D(i) Extraktion von Resorcylsäurelactonen (RALs) aus pharmazeutischen Produkten

Die Konzentrationen von Standard-RAL-Lösungen wurden mittels Absorptionsbestimmungen bei λmax aus dem Extinktionskoeffizienten für das jeweilige RAL und aus dessen Molekulargewicht ermittelt. Zu Aliquoten zermahlener Paracetamoltabletten (6 g pro Aliquote) wurden jeweils 2,4 ug der RALs, von Zearalenon, Zearalenol und Zearalanol in verschiedenen Kombinationen zugesetzt, wie in Tabelle 1 gezeigt. Jede Probe wurden dann durch Mischen mit 12 ml 30 Vol.-% Acetonitril:Wasser 2 Minuten lang extrahiert. Jede Probe wurde bei 1400g (av) 2 Minuten lang zentrifugiert, 4 ml entnommen und vor der Immunoaffinitätschromatographie auf den in Abschnitt 2.C hergestellten Säulen auf 40 ml verdünnt. Die Säule wurde vor dem Eluieren mit 2 ml Acetonitril mit 10 ml destilliertem Wasser gewaschen; 2 ml HPLC-reines Wasser wurde zugegeben und das Volumen gemessen.
Proben (250 ul) wurden durch isokratische Elution (50 Vol.-% Acetonitril:Wasser) auf einer S5-ODS2-HPLC-Säule chromatographiert und das Absorptionsvermögen bei 236 nm überwacht. Standards mit vergleichbarer Peakfläche wurden vor und nach wiederholten Probendurchgängen chromatographiert, um die Konzentrationen der RALs zu quantifizieren, die in jedem Eluens auftraten.

D(ii) Extraktion von Aflatoxinen aus pharmazeutischen Produkten

Die Konzentrationen an Aflatoxin G&sub1;- und G&sub2;-Standards wurden spektralphotometrisch ermittelt und jeweils 200 ng zu 10 g gemahlenes Paracetamol zugesetzt, gefolgt von 2- minütigem Mischen mit 20 ml 30 Vol.-% Acetonitril:Wasser. Dies wurde dann bei 1400g (av) 2 Minuten lang zentrifugiert. 4 ml Überstand wurden entnommen und zu 44 ml PBS zugegeben, gefolgt von Immunoaffinitätschromatographie, wie für die RALs beschrieben. Eluierte Aflatoxine wurden auf einer S5-ODS2-Säule chromatographiert, die isokratisch mit einem 50%-igen Gemisch von Acetonitril:Methanol (5,4:1 Volumsteile) in Wasser eluiert wurde, wobei nach der Säule eine Derivatisierung der Aflatoxine mit gesättigter wäßriger Jodlösung erfolgte, bevor die Fluoreszenz gemessen wurde. Standards wurden vor und nach wiederholten Probendurchläufen chromatographiert, um die Konzentration an Aflatoxinen im Eluens zu quantifizieren.

D(iii) Extraktion von derivatisiertem Lysin aus Kosmetika

N-Acetyllysin-aflatoxin B&sub1; wurde mit 1 mg/ml in Wasser gelöst, und Teile dieser Stammlösung wurden zu Aramis -Aftershave zugesetzt, das nach zwei Verfahren extrahiert wurde.

Verfahren A:

N-Acetyllysin-aflatoxin B&sub1; (2 ug) wurde in 2 ml Aramis -Aftershave eingebracht. Nach etwa 30-minütiger HPLC wurde Wasser (1 ml) zugegeben und das Gemisch bis zu einem Volumen von etwa 1 ml unter Rotation eingedampft. Dies wurde mit 50 ml PBS verdünnt, gefolgt von Immunoaffinitätschromatographie. N-Acetyllysin-aflatoxin B&sub1;, das sich an die Säule band, wurde mit 2:1 Volumsteilen Acetonitril:Wasser eluiert, gefolgt von Eindampfen unter Rotation auf etwa 600 ul. Diese Probe wurde vor der Chromatographie über eine S5-ODS2HPLC-Säule, wobei ein Gradient, wie in Abschnitt A(i) beschrieben, zum Eluieren verwendet wurde, mit HPLC-reinem Wasser verdünnt. Die Peakflächen der Proben wurden zur Quantifizierung von N-Acetyllysin-aflatoxin B&sub1; mit den Peakflächen von Standards mit bekannter Konzentration verglichen.

Verfahren B:

N-Acetyllysin-aflatoxin B&sub1; (500 g) wurde in 0,5 ml Aramis-Aftershave eingebracht. Das Gemischt wurde mit PBS auf 50 ml verdünnt, gefolgt von Immunoaffinitätschromatographie. Die Elution und HPLC-Analyse erfolgten wie für Verfahren A beschrieben.

ERGEBNISSE UND DISKUSSION

A.Spezifität monoklonaler Antikörper

Gegen jede Gruppe von Pilz-Metaboliten wurden (wie im obigen Abschnitt B) mehrere monoklonale Antikörper erzeugende Hybridomzellinien erzeugt. Die Produktivität dieser Zellinien wurde durch indirekten ELISA von Überstandsmedium ermittelt, nachdem die Zellen bis zum Absterben gezüchtet worden waren, und ein Maß für die Empfindlichkeit und Spezifität dieser monoklonalen Antikörper wurde durch Inhibierungs-ELISA (siehe B(iii) oben) ermittelt. Die Inhibierungs-ELISA-Ergebnisse für die ausgewählten monoklonalen Anti-RAL-Antikörper und Anti-Aflatoxin-Antikörper werden in Fig. 2 gezeigt. Beide wurden auf der Basis ihrer 50%-Inhibierungs- Konzentration (IC&sub5;&sub0;-Werte) ausgewählt, die beide im pMol-Bereich liegen und auf dieser Basis die Herstellung effizienter Immunoaffinitätsharze ermöglichen sollten.

B. Kapazitäten von Immunoaffinitätssäulen zur Bindung von RALs und Aflatoxinen

Spezifische Immunoaffinitätssäulen, die wie im obigen Abschnitt C hergestellt worden waren, wurden auf ihre Fähigkeit untersucht, zunehmende Mengen an Pilz-Metaboliten aus PBS zu binden.
Anti-RAL-Immunoaffinitätssäulen hatten eine Bindungs-Kapazität von über 7,0 ug Zearalenon aus 50 ml PBS. Sie banden zwischen 85 und 95% von bis zu 5000 ng RALs, aufgetragen in 50 ml PBS.
Anti-Aflatoxin-Immunoaffinitätssäulen banden über 2 ug Aflatoxin B&sub1; aus 50 ml PBS. Sie banden beständig über 90 % von bis zu 1000 ng an entweder Aflatoxin B&sub1;, B&sub2;, G&sub1; oder G&sub2;.
Die an die Immunoaffinitätssäulen gebundene Aflatoxinmenge muß nicht so groß sein wie jene an RALs, da Aflatoxine in viel geringeren Mengen nachgewiesen werden können als RALs. Der nächste Abschnitt zeigt, wie diese Immunoaffinitätssäulen verwendet wurden, um Derivate von Pilz-Metaboliten aus zwei hochwertigen Produkten zu extrahieren.

C. Verwendung kleiner, organischer Moleküle zur Identifizierung von Produkten

3 RALs (400 ng/g) und zwei Aflatoxine (20 ng/g), die in verschiedenen Kombinationen in Paracetamoltabletten eingebracht wurden, wurden mit mehr als 70%-iger Effizienz aus diesem Pharmazeutikum extrahiert (Tabelle 1). Jeder Pilz-Metabolit wurde aus dem Mittelwert der Peakfläche von drei Probenbestimmungen, verglichen mit Peakflächen von vor und nach den Proben chromatographierten Standardlösungen, quantifiziert. Beispielsweise zeigt Fig. 3A das isokratische Elutionsprofil von 250 ul einer Standardlösung, die jeweils 200 ng/ml von Zearalenol (ii), Zearalanol (iii) und Zearalenon (iv) enthielt. Fig. 3B zeigt das Elutionsprofil der RALs nach der Extraktion aus Paracetamol, wie im obigen Abschnitt D (i) beschrieben. Ein Teil des polaren Materials (Peak (i)) kontaminiert den Extrakt, was jedoch keine Relevanz besitzt, da es die Quantifizierung von RALs nicht stört. Die Retentionszeiten (Minuten) sind an der Spitze der integrierten Peaks angegeben. Daher können verschiedene Kombinationen aus RALs und Aflatoxinen, die als Zusätze verwendet werden, eingesetzt werden, um zwischen verschiedenen Produktchargen zu unterscheiden. Die Extraktion dieser Pilz- Metaboliten erfolgte in zwei Phasen.
Phase 1. Der Erfolg dieser ersten Lösungsmittelextraktion aus Pracetamol war nicht nur von der Löslichkeit des Pilz-Metaboliten in den 30 Vol.-% Acetonitril:Wasser abhängig, sondern auch von der Löslichkeit anderer chemischer Bestandteile von Paracetamol. Die Extraktion in dieser Phase erwies sich im Vergleich zu 10, 50 und 70 Vol.-% in 30 Vol.-% Acetonitril:Wasser als optimal.
Phase 2. Die zweite Extraktionsphase umfaßte das Aufbringen des ersten Extrakts auf die Immunoaffinitätssäule. Zuerst wurde das Lösungsmittel in wäßriger Lösung auf einen Wert verdünnt, bei dem sich Antikörper an Antigen binden konnten (da organische Lösungsmittel diese Fähigkeit zerstören). Die Löslichkeit des Pilz-Metaboliten in diesem Stadium beeinflußt dessen Bindung an die Immunoaffinitätssäule.
Vor dem Aufbringen auf die Säulen wurden die Aflatoxin-Extrakte auf wengier als 2,5 Vol.-% Acetonitril: PBS und die RAL-Extrakte auf weniger als 10 Vol.-% Acetonitril:Wasser verdünnt.
Die Effizienz des Eluens beim Entfernen des Antigens aus dem Immunoaffinitätsharz hängt wiederum von der Löslichkeit des Antigens im Eluens, aber auch von der Fähigkeit des Eluens zur Denaturierung des Antikörpers ab. Letzteres hängt von einer Vielzahl an Effekten ab. Wahrscheinlich die wichtigsten dieser Effekte sind Faktoren, welche die Hydratation des Antikörpers in der Eluenslösung beeinflussen. 100%-iges Acetonitril erwies sich als optimales Eluens. Das ergab zufriedenstellende Ausbeuten, sowohl an RALs als auch Aflatoxinen, und konnte auf 50 Vol.-% Acetonitril in HPLC- reinem Wasser zur direkten Quantifizierung durch HPLC verdünnt werden.
Es ist wahrscheinlich, daß die Beschaffenheit der Extraktionslösungsmittel und Eluenslösungsmittel von der Beschaffenheit der Chemikalien abhängt, die als Zusatz zu jeweiligen Substraten ausgewählt werden. Jedoch zeigen die hier beschriebenen Ergebnisse, daß es möglich ist, geringe Konzentrationen kleiner, organischer Moleküle zu pharmazeutischen Produkten zuzugeben und Immunoaffinitätschromatographie einzusetzen, um verschiedene Chargen des Produktes zu identifizieren und zu unterscheiden.

D. Die Verwendung von Aminosäuren als Baublöcke

Als Ausweitung der Möglichkeit, kleine, organische Moleküle dafür zu nutzen, Chargen hochwertiger Produkte zu identifizieren und zu unterscheiden, ist es möglich, eine Anzahl verschiedener Aminosäuren an ein bestimmtes, kleines, organisches Molekül zu konjugieren, gegen das Antikörper erzeugt worden sind. Dies ändert zwar nicht die Immunoaffinitätschromatographie dieser konjugierten, kleinen, organischen Moleküle, macht sie jedoch leichter durch ein Nachweisverfahren wie HPLC trennbar. Tatsächlich konnten mittels HPLC verschiedene Aminosäuren und/oder verschiedene Sequenzen derselben Aminosäuren leicht getrennt werden. Die Anzahl der möglichen Kombinationen ist sehr groß, da es 20 natürliche Aminosäuren und viele synthetische Chemikalien gibt, die in einem solchen Verfahren eingesetzt werden können. Die Wahl der Konjugate hängt von deren Löslichkeit in den Lösungsmitteln ab, die zur Immunoaffinitätschromatographie verwendet werden, wie in Abschnitt C von "Ergebnisse und Diskussion" beschrieben.
Als Modell für dieses Verfahren haben die Anmelder N-Acetyllysin an Aflatoxin B&sub1; konjugiert und die Bedingungen zu dessen Extraktion aus Aftershave unter Verwendung von gegen Aflatoxin gerichteten Immunoaffinitätssäulen untersucht. Die Konjugation wurde wie in Abschnitt A(i) von "Materialien und Verfahren" durchgeführt und wurde spektralphotometrisch als N-Acetyl-L-lysin-aflatoxin B&sub1; bestätigt. Dieses Konjugat läßt sich leicht aus flüssigen Kosmetika extrahieren. Beispielsweise wurde mit N-Acetyl-L- lysin-aflatoxin B&sub1; (500 ng) versetztes Aramis -Aftershave (500 ul) entweder (a) unter Rotation eingedampft oder (b) mit PBS auf 1 Vol.-% verdünnt, um den Alkoholgehalt dieses Produktes zu verringern. Das ermöglichte es der Immunoaffinitätssäule, das Konjugat zu binden, das durch Aufbringen von 67 Vol.-% Acetonitril:HPLC-reines Wasser auf die Säule selektiv eluiert wurde. Acetonitril (nichtwäßrig) ist kein wirksames Eluens und ergab eine sehr schlechte Ausbeute, da das Konjugat darin weniger löslich ist als in wäßrigem Acetonitril.
Fig. 4 zeigt das Elutionsprofil von N-Acetyl-L-lysin-aflatoxin B&sub1; (250 ul von 300 ng/ml), das wie in Abschnitt A(i) von "Materialien und Verfahren" hergestellt und unter Bedingungen chromatographiert wurde, wie in Abschnitt D (iii) von "Materialien und Verfahren" beschrieben. Der Elutionsgradient (Y-Achse) ist über das Profil gelegt, wobei die Elutionsdauer in Minuten auf der X-Achse aufgetragen ist. Fig. 4B zeigt das Ergebnis des Einsatzes von Verfahren A (Abschnitt D (iii) von "Materialien und Verfahren") zur Extraktion von Aramis -Aftershave (d.h. das anfängliche Eindampfen unter Rotation, um Alkohol zu entfernen). Wäre die Extraktion 100%-ig gewesen, würde diese Probe 242 ng/ml N-Acetyl-L-lysin-aflatoxin B&sub1; enthalten. Der tatsächliche Wirkungsgrad betrug 79%. Fig. 4C zeigt das Ergebnis des Einsatzes von Verfahren B (Abschnitt D(iii) von "Materialien und Verfahren") zur Extraktion aus Aramis (d.h. die direkte Verdünnung von Aftershave). Wäre die Extraktion 100%-ig gewesen, würde diese Probe 325 ng/ml N-Acetyl-L-lysin-aflatoxin B&sub1; enthalten. Der tatsächliche Wirkungsgrad betrug 73%. Aramis , das den N-Acetyl-L-lysin-aflatoxin B&sub1;-Marker nicht enthielt, zeigte bei der Elution keinen Peak im Chromatogramm. TABELLE 1: EXTRAKTION KLEINER, ORGANISCHER MOLEKÜLE AUS PARACETAMOL ZEARALENOL ZEARALANOL ZEARALENON AFLATOXIN Zugegebene Menge ng/g Gewonnene Menge ng/g % Ausbeute

LITERATURVERWEISE

1. Sabboni G, Skipper P L, Buchi G, Tannenbaum S R (1987). Isolation and Characterization of the Major Serum Albumin Adduct Formed by Aflatoxin B&sub1; in vivo in rats. Carcinogenesis, 8 (6), 819-824.
2. Thouvenot D und Morfin R F (1983). Radioimmunoassay for Zearalenone and Zearalenol in Human Serum. Applied Environ. Microbiol., 45 (1), 16-23.
3. Voller A, Bidwell D E Bartlett A (1979). The Enzyme Linked Immunosorbent Assay (ELISA). A Guide With Abstracts of Microplate Applications Available from Dynatech Europe, Borough House, Rue du Pre, Guernsey.

Claims

1. Verfahren zur Verwendung beim Identifizieren der Herkunft einer Chemikalie oder chemischen Zusammensetzung, wobei das Verfahren umfaßt:

(a) Zugabe einer oder mehrerer Markerverbindungen zu einer Chemikalie oder chemischen Zusammensetzung, deren Herkunft zu bestimmen ist, um dadurch eine markierte Chemikalie oder markierte chemische Zusammensetzung herzustellen; anschließend

(b) Binden jeglicher zumindest einen inerten Markerverbindung, die in einer Testchemikalie oder chemischen Testzusammensetzung vorhanden ist, deren Herkunft bestimmt werden soll, an ein komplementäres Bindeglied für die oder jede Markerverbindung, um ein immunologisches Bindungspaar zu bilden, um dadurch die oder jede Markerverbindung zu konzentrieren; und

(c) Bestimmen der Konzentration der oder jeder Markerverbindung in der Testchemikalie oder chemischen Testzusammensetzung durch Analyse der oder jeder konzentrierten Markerverbindung.

2. Verfahren nach Anspruch 1, worin die Chemikalie oder chemische Zusammensetzung ein Pharmazeutikum, Nahrungsmittelzusatz, Kosmetikum oder eine landwirtschaftliche Chemikalie ist.

3. Verfahren nach Anspruch 1 oder 2, worin die oder jede Markerverbindung zugegeben wird, um eine Konzentration von nicht mehr als 5 Gew.-ppm zu ergeben.

4. Verfahren nach Anspruch 3, worin die Konzentration des oder jedes Markers nicht mehr als 100 Gew.-Teile pro Milliarde beträgt.

5. Verfahren nach irgendeinem der vorangegangenen Ansprüche, worin eine Vielzahl von Markerverbindungen im Schritt (a) zugegeben wird.

6. Verfahren nach Anspruch 5, worin jede der Markerverbindungen fähig ist, sich an dasselbe komplementäre Bindeglied zu binden, und dieses für den Bindungsschritt (b) verwendet wird.

7. Verfahren nach irgendeinem der vorangegangenen Ansprüche, worin in Schritt (b) das komplementäre Bindeglied für den oder jeden Marker ein korrespondierender Antikörper ist.

8. Verfahren nach irgendeinem der vorangegangenen Ansprüche, worin Schritt (a) die Zugabe von zumindest einer Markerverbindung umfaßt, die einen Aminosäure-, Nukleinsäure-, Oligopeptid- oder Oligonukleotid-Substituenten aufweist, der die Bindung der Markerverbindung an ihr komplementäres Bindeglied nicht beeinflußt.

9. Verfahren nach irgendeinem der vorangegangenen Ansprüche, worin der oder jeder Marker aus der Chemikalie oder Zusammensetzung vor dem Binden an sein komplementäres Bindeglied extrahiert wird.

10. Verfahren nach irgendeinem der vorangegangenen Ansprüche, worin die oder jede inerte Markerverbindung durch ihr entsprechendes komplementäres Bindeglied gebunden wird, das auf einer Immunoaffinitäts-Säule vorliegt.

11. Verfahren nach irgendeinem der vorangegangenen Ansprüche, worin jedes entsprechende komplementäre Bindeglied ein monoklonaler Antikörper ist, der für seine inerte Markerverbindung spezifisch ist.