DE19545320A1

DE19545320A1 - Thermolabile Uracil-DNA-Glykosylase, Verfahren zu deren Herstellung und Verwendung zur Entfernung von Uracil aus DNA

Info

Publication number: DE19545320A1
Application number: DE19545320A
Authority: DE
Inventors: Harald Dipl Biol Dr Sobek; Manfred Schmidt; Brunno Dipl Biol Dr Frey; Klaus Dipl Biol Dr Kaluza
Original assignee: Boehringer Mannheim GmbH
Current assignee: Roche Diagnostics GmbH
Priority date: 1995-12-05
Filing date: 1995-12-05
Publication date: 1997-06-12
Also published as: EP0865488B1; CA2238313A1; AU1176197A; ATE290593T1; CA2238313C; JP2000502251A; ZA9610175B; JP3425765B2; AU719912B2; DE59611206D1; WO1997020922A1; EP0865488A1; US6187575B1

Description

Die Erfindung betrifft ein thermolabiles (hitzelabiles) Enzym mit Uracil-DNA-Glykosy lase-Aktivität, ein Verfahren zur Gewinnung des Enzyms aus Gramm-positiven Mikro organismen sowie ein verbessertes Verfahren zum Nachweis bzw. Entfernung von Uracil aus uracilhaltiger DNA, insbesondere aus DNA-Fragmenten, die nach spezifischer Amplifikation (z. B. PCR) erhalten werden.

Uracil-DNA-Glykosylasen (UNG; EC 3.2.2.3) sind weit verbreitete, hochkonservierte und extrem spezifische DNA-Reparaturenzyme. Ihre biologische Funktion ist die spezi fische Entfernung der Base Uracil aus DNA. Uracil kann in DNA durch die spontane De aminierung von Cytosin, oder durch die Mißincorporation von dUTP während der DNA- Synthese entstehen. Deaminierung von Cytosin führt zu promutagenen U:G Falschpaa rungen, die, wenn sie nicht korrigiert werden, zu Transitions-Mutationen in der nächsten Runde der DNA-Synthese führen (Lindahl, T. (1993) Nature 362, 709-715).

UNGs werden insbesondere im Rahmen der PCR-Technologie bei der Dekontaminierung von PCR-Ansätzen verwendet. Die sogenannte "carry-over" -Kontaminierung von PCR- Ansätzen durch amplifizierte Target-DNA kann zu falsch-positiven Resultaten führen. Die "carry-over"-Kontaminierung kann durch den Einbau von dUTP in alle PCR-Pro dukte (wobei dTTP durch dUTP ersetzt wird) und die Behandlung von fertig gemixten PCR-Reaktionen mit UNG, gefolgt von thermischer Inaktivierung der UNG, kontrolliert werden. UNG spaltet dabei Uracil aus allen uracilhaltigen DNAs, hat jedoch keinen Ef fekt auf natürliche (d. h. Ziel-)DNA. Die entstehenden abasischen Stellen blockieren die Replikation der DNA durch DNA-Polymerasen. Durch diese "carry-over-prevention"- Technologie kann verhindert werden, daß PCR-Produkte aus resultierenden PCRs durch Kontamination zu falsch-positiven Resultaten führen können (Longo et al. (1990) Gene 93, 125-128). Für diese Methode wird heute in der Regel eine UNG aus E. coli verwen det (WO 92/0181, EP 0 415 755). Auch die entsprechende Verwendung von UNGs für die isothermale Amplifikation ist beschrieben (EP 0 624 643).

Die meisten heute bekannten UNGs zeigen eine ausreichend hohe Spezifität für die effi ziente Spaltung von Uracil aus Einzel- und Doppelstrang-DNA und sind somit prinzipiell zur Optimierung spezifischer Amplifikationsverfahren verwendbar. Die UNGs zeigen dagegen keine Aktivität gegenüber anderen, "normalen" DNA-Basen oder gegenüber Uracil in RNA.

Eine Reihe von UNGs, isoliert aus prokaryotischen und eukaryotischen Organismen so wie einige viralen Ursprungs, sind beschrieben. Mikrobielle UNGs sind insbesondere aus E. coli (T. Lindahl, PNAS 21 (9), 3649-3653 (1974); Lindahl et al., J. Biol. Chem. 252 (10), 3286-3294 (1977)), Bacillus subtilis (Cone et al., Biochemistry 16 (14), 3194-3201 (1977)), Bacillus stearothermophilus (Kaboev et al., FEBS Letters 132 (2), 337-340 (1981)), Thermothrix thiopara (Kaboev et al., J. Bacteriology 164 (1), 421-424 (1985)) und Micrococcus luteus (Leblanc et al., J. Biol. Chem. 252 (7), 3477-3483 (1982) be kannt. Darüber hinaus sind eine UNG vom Menschen (Krokan et al., Nucl. Acid Res. 2 (11), 2599-2613 (1981) und einige UNGs viralen Ursprungs beschrieben. Des weiteren ist die strukturelle Basis für die Spezifität und Katalyse der UNG seit kurzem geklärt (Savva et al., Nature 373, 487-493 (1995); Mol et al., Cell 80, 869-878 (1995)).

Für die Anwendung für die "carry-over-prevention"-Methode im Rahmen von Ampli fikationsverfahren, wie z. B. der PCR, genügen die meisten UNGs jedoch aufgrund ihres mangelnden Reinheitsgrads bzw. anderer Eigenschaften, insbesondere zu geringen Thermolabilität nicht dem Anforderungen. So wird selbst nach drastischer Hitzeeinwir kung, wie beispielsweise 10 Minuten, 95°C und anschließender PCR eine Restaktivität an UNG nachgewiesen (Thornton et al., Bio Techniques 13 (2), 180-183 (1992)). Die Restaktivität an UNG, d. h. der weitere Abbau von uracilhaltigen PCR-Produkten wird routinemäßig in der Regel dadurch verhindert, daß die entsprechenden Ansätze nach der PCR-Reaktion bei hohen Temperaturen von ca. 70° bis 72°C weiter inkubiert werden. Zudem wurde beobachtet, daß die Lagerung des PCR-Ansatzes/des PCR-Produkts selbst bei ca. 4°C oft zum weiteren Abbau des PCR-Produktes führt. Daher werden weit tiefere Temperaturen, wie ca. -20°C, für die Lagerung und/oder die Inhibierung der Restaktivität von UNG durch den Zusatz von Chloroform oder Phenol empfohlen. Darüber hinaus führte die Suche nach besser geeigneten hitzelabilen Mutanten bisher nicht zum Ziel (Duncan et al., J. Bacteriology 134, (3), 1039-1045 (1978); WO 92/0181).

Somit läßt sich die Aktivität der derzeit zur Verfügung stehenden UNGs nicht vollstän dig bzw. nur unter Anwendung zusätzlicher, das gesamte Verfahren zusätzlich kompli zierender Maßnahmen ausschalten.

Aufgabe der vorliegenden Erfindung war somit, ein Enzym mit Uracil-DNA-Glykosy lase-Aktivität zur Verfügung zu stellen, durch die die aus dem Stand der Technik be kannten Schwierigkeiten bei der Entfernung von Uracil aus DNA weitestgehend aus geräumt bzw. vermieden werden können.

Die Aufgabe wird gelöst durch ein thermolabiles Enzym mit Uracil-DNA-Glykosylase- Aktivität, welches aus Gramm-positiven Mikroorganismen mit einem Reinheitsgrad von mindestens 95% (SDS-Gel) erhältlich ist und durch eine Halbwertszeit von weniger als 5 Minuten bei 40°C und ungefähr oder weniger als 2 Minuten bei 45°C charakterisiert ist. Neben Arthrobacter kommen hier insbesondere Mikroorganismen der Gattung Micro coccus in Betracht. Besonders vorteilhaft hat sich erwiesen, wenn der Mikroorganismus DSM 10239 (BMTU 3346) als Enzymquelle verwendet wird. DSM 10239 ist bei der Deutschen Sammlung für Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, Mascheroder Weg 1b, D-38124 Braunschweig hinterlegt.

Die Reinigung des erfindungsgemäßen Enzyms erfolgt in der Regel unterhalb von ca. 10°C, vorteilhafterweise bei ca. 4°C. Zunächst werden die Zellen durch dem Fachmann bekannte Maßnahmen aufgeschlossen; bevorzugt geschieht dies mechanisch mittels einer Hochdruckpresse oder eines Homogenisators. Anschließend werden die DNA-Bestand teile abgetrennt, z. B. durch eine Polymin-Fällung. Der Überstand wird zur weiteren Rei nigung zunächst einer Hydroxyapatit-Chromatographie (z. B. Hydroxyapatit-Ultrogel) unterzogen, der eine Anionenaustauschchromatographie (bevorzugt an Q-Sepharose ff high load) und eine hydrophobe Interaktionschromatographie folgt. Letztere kann z. B. an Phenyl-Sepharose ff stattfinden.

Im einzelnen wird für die Reinigung des Enzyms wie folgt vorgegangen:
Eine bestimmte Menge Zellen werden in Form ihres Trockengewichts in gefrorenem Zu stand mit einer niedrig konzentrierten, im pH-Bereich von ca. 7,2 bis 8,0 gut puffernden Substanz, wie z. B. Phosphatpuffer mit einem SH-Reagenz suspendiert. Anschließend erfolgt zum Aufschluß der Zellen eine Inkubation mit Lysozym; in der Regel sind hier 30 Minuten bei ca. 4°C ausreichend. Der eigentliche Zellaufschluß erfolgt mechanisch, beispielsweise mittels einer Hochdruckpresse oder eines Homogenisators. In der Regel wird ein Aufschlußgrad von ca. 30% erreicht.

Zur Abtrennung von Nukleinsäurebestandteilen werden diese unter nicht denaturierenden Bedingungen gefällt. Insbesondere hat sich hier eine stufenweise Fällung mit einer ver dünnten Polymin-Lösung als geeignet erwiesen. Nach kurzer Inkubationsphase und Zen trifugation wird der Überstand vorteilhafterweise gegen die Pufferlösung dialysiert, die für die Suspensierung der Biomasse verwendet worden ist. Es hat sich gezeigt, daß die Dialyse in der Regel nach ca. 16 Stunden abgeschlossen ist. Das Dialysat wird über eine Hydroxyapatit-Ultrogelsäule aufgetrennt. In jedem Fall wird das entsprechende Chro matographie-Material zunächst mit der Lösung, in der sich auch die aufzutrennende Fraktion befindet, äquilibriert. Die das Enzym enthaltene Fraktion wird mit einem linea ren Gradienten von ca. 10 mM bis 1 M Pufferlösung, z. B. eines Phosphatpuffers bei ca. pH 7,5 eluiert. Die vereinigten Fraktionen werden gegen eine bei ca. pH 8,0 puffernde Lösung dialysiert. Als Puffer ist hier beispielsweise Tris/HCl, aber auch Triethanola mine, N-Methyldiethanolamine oder andere organische bzw. anorganische Puffer mit einer Pufferkapazität zwischen pH 7,8 bis 8,4 geeignet. Das vereinigte Dialysat wird auf eine mit dem Dialysat-Puffer äquilibrierte Anionenaustauschersäule, wie beispielsweise Q-Sepharose ff high load aufgetragen und mit einem linearen Gradienten mit steigenden Konzentrationen Natriumchlorid eluiert. Die vereinigten Eluatfraktionen werden mit Ammoniumsulfat versetzt (Endkonzentration: 1,3 M) und auf ein hydrophobes Säu lenmaterial aufgetragen. Als Säulenmaterial hat sich hier besonders Phenylsepharose ff als geeignet erwiesen. Das Säulenmaterial wird mit Puffer, beispielsweise Kaliumphos phat-Puffer enthaltend zusätzlich insbesondere ca. 1 M Ammoniumsulfat äquilibriert. Nach Beladung des Säulenmaterials wird mit einem linearen Gradienten enthaltend stei gende Mengen an Glycerin bei pH ca. 6,0 eluiert. Die entsprechende Enzymaktivität aufweisenden Fraktionen werden vereinigt und gegen ein geeignetes Puffersystem, wel ches mindestens 100 mM Natriumchlorid und mindestens 40% Glycerin enthält dialy siert. Dieser Dialysepuffer hat sich gleichfalls als Lagerpuffer für das Enzym als geeignet erwiesen, wenn die Mischung aus ca. 10 bis 250 mM einer im schwach alkalischen pH- Bereich puffernder Substanz, wie beispielsweise Hepes, Tris oder Triethanolamin, ca. 0,1 bis 5 mM eines organischen Komplexbildners wie beispielsweise EDTA, eines SH- Gruppen stabilisierenden bzw. SS-Gruppen reduzierenden Agenzes in einer Konzen tration von ca. 0,5 bis 5,0 mM, 200 bis 350 mM Natriumchlorid und ca. 45 bis 55% Gly cerin aufweist. Als ganz besonders vorteilhaft für die Lagerung hat sich eine entspre chende Mischung erwiesen, die ca. 300 mM Natriumchlorid sowie ca. 50% (v/v) Gly cerin sowie gegebenenfalls ca. 0,1 bis 5,0 mg/ml Rinderserumalbumin enthält. Das UNG-Enzym kann in einem solchen Puffer zwischen ca. +4° und -20°C bis zu einem Jahr aufbewahrt werden, ohne daß ein merklicher Aktivitätsverlust festzustellen ist.

Das Enzym kann mit dem erfindungsgemäßen Reinigungsverfahren mit einem Reinheits grad von mindestens 95% (SDS-PAGE) und einer spezifischen Aktivität von mindestens 5 × 10⁴ Units/mg erhalten werden.

Ein weiterer Vorteil des erfindungsgemäßen Enzyms ist, daß es nahezu frei von Fremd aktivitäten ist. D.h. es konnte gezeigt werden, daß bezogen auf die Gesamtaktivität der UNG weniger als 2%, in vielen Fällen weniger als 0,1% von fremden Enzymaktivitäten enthalten sind. Insbesondere Aktivitäten der folgenden Enzyme konnten nicht festgestellt werden: DNasen, Nicking Aktivität, Einzelstrang-DNasen, RNasen und Exonukleasen.

Ein weiterer Vorteil des erfindungsgemäßen UNG-Enzyms ist seine geringe Hitzebe ständigkeit. Bei ca. 40°C beträgt die Halbwertszeit des Enzyms weniger als 5 Minuten, während einer Inkubation von ca. 45°C konnte eine Halbwertszeit von ungefähr 2 Minu ten oder weniger, oft von ca. 60 Sekunden oder weniger ermittelt werden. Diese Stabili tätsdaten wurden in Tris/HCl-Puffer (pH-Bereich 8,3 bis 8,9), der darüber hinaus Magne siumchlorid und Kaliumchlorid enthält, bestimmt.

Die erfindungsgemäße UNG ist zum Nachweis uracilhaltiger DNA bzw. zur Entfernung der Base Uracil aus DNA, insbesondere von uracilhaltigen PCR-Produkten geeignet. Die UNG wird hierfür in einem zwischen pH 7,5 und pH 9,2 puffernden System vorgelegt. Insbesondere haben sich hier solche Puffersysteme als geeignet erwiesen, die dem Fach mann für die Anwendung der PCR bekannt sind (Sambrook, J., Fritsch, E.F., Maniatis, T., Molecular Cloning: A Laboratory Manual, 2nd edition, Cold Spring Harbor Labora tory Press, 1989). Insbesondere haben sich hier anorganische oder organische Puffer, wie beispielsweise Tris-HCl in einem Konzentrationsbereich von 5 bis 100 mM, die zudem über 30 mM Kaliumchlorid und ca. 0,5 bis 3 mM Magnesiumchlorid enthalten, als vor teilhaft erwiesen. Die UNG liegt vorteilhafterweise in einer Konzentration von ca. 5 bis 40 U/ml, besonders bevorzugt von ca. 20 U/ml vor. Eine Inkubation von ca. eine bis 30 Minuten bei einer Temperatur von ca. 10°C bis 30°C hat sich in den meisten Fällen für den Abbau von kontaminierender uracilhaltiger DNA als ausreichend erwiesen. An schließend wird die UNG inaktiviert, indem zwischen ca. 1 und 10 Minuten, vorteil hafterweise ca. 2 Minuten, auf ca. 95°C erhitzt wird. Als vorteilhaft hat sich dabei er wiesen, daß die erfindungsgemäße UNG nach der Inaktivierung bei längerer Inkubation (ca. 4°C) von mehreren Stunden (ca. 4h) keine Restaktivität aufweist. Diese Eigenschaft hat sich als besonders vorteilhaft in der sogenannten "carry-over-prevention"-Methode erwiesen, da die bekannten UNGs, wie z. B. das aus E. coli erhältliche Enzym, weniger leicht durch Hitzeeinwirkung zu inaktivieren sind und somit eine deutlich höhere Rest aktivität zurück bleibt. Durch die Anwesenheit einer geringeren Restaktivität nach der Behandlung von DNA, beispielsweise PCR-Produkten, mit dem erfindungsgemäßen Enzym ist zudem der Vorteil der besseren bzw. längeren Lagerbarkeit verbunden.

Ein weiterer Gegenstand der Erfindung ist ein Kit (Testbesteck) zur Vervielfältigung spezifischer Nukleinsäurefragmente, insbesondere zur Durchführung von PCR unter den beschriebenen verbesserten carry-over-prevention-Bedingungen. Der Kit enthält neben den konventionellen Nukleotidtriphosphaten das Nukleotidtriphosphat dUTP, eine ther mostabile Polymerase, die erfindungsgemäße hitzelabile UNG sowie einen geeigneten Reaktionspuffer. Im besonderen enthält dieser Kit die hitzelabile UNG, in einer Konzen tration von 0,1 bis 5 U/µl. Daneben enthält der Kit die Nukleotidtriphosphate dATP, dCTP, dGTP in einer Konzentration von 10 mM sowie das Nukleotidtriphosphat dUTP in einer Konzentration von 30 mM. Des weiteren enthält der Kit einen Puffer zur Durch führung der Dekontamination, Hitzeinaktivierung der UNG und PCR. Dieser Puffer ist im schwach-alkalischen Bereich gepuffert, zwischen pH 7,5 und 9,2, vorzugsweise pH 8,3 bis 8,9. Geeignete Puffersubstanzen sind dabei beispielsweise Tris/HCl 10 mM. Fer ner enthält der Puffer ca. 10 bis 100 mM KCI (bevorzugt sind 50 mM), MgCl₂ zwischen 1,0 und 5 mM. Die bevorzugt verwendete Polymerase ist Taq-DNA-Polymerase, isoliert aus Thermus aquaticus; die Konzentration beträgt 2 bis 10 U/µl, bevorzugt 5 U/µl.

Zusammenfassend kann somit festgehalten werden, daß das erfindungsgemäße hitze labile Enzym mit Uracil-DNA-Glykosylase-Aktivität im Vergleich zu bekannten Enzy men überraschenderweise leichter durch Hitzebehandlung zu inaktivieren ist. Zudem konnte gezeigt werden, daß die Verwendung des erfindungsgemäßen Enzyms bei der "carry-over-prevention"-Methode eine deutlich geringere Restaktivität nach Durchfüh rung der PCR zeigt. Dies führt zu einer deutlichen Verbesserung bezüglich Quantität und Qualität des PCR-Produktes; insbesondere da uracilhaltige PCR-Produkte nach der PCR nicht aufgrund von Restaktivität (und/oder Reaktivierung) der UNG degradiert werden.

Erläuterungen der Abbildungen Abb. 1

Vergleich Hitzeinaktivierung der UNG aus DSM 10239 und E. coli.

Es wurden jeweils 1 U der UNG aus DSM 10239 und E. coli in 100 µl PCR-Puffer ver dünnt und bei 40 und 45°C inkubiert. Zu bestimmten Zeiten wurden Proben genommen und die verbleibende Restaktivität bestimmt,

( (40°C), (45°C): UNG DSM 10239;
-∆- (40°C), -- (45°C): UNG E. coli).

Abb. 2A

Bestimmung der Restaktivität von UNG nach Inaktivierung und PCR.

Es wurden jeweils 2 U der UNG aus DSM 10239 sowie aus E. coli zu einem PCR-An satz zugegeben. Danach wurde die UNG für 2 min bei 95°C inaktiviert. Anschließend wurde die PCR (Amplifikation mit einem 103 Basenpaare langen Fragment) durchge führt. Nach der PCR wurde die Probe auf 4°C abgekühlt. Die Spuren A 1-4 zeigen den Versuch des Ansatzes für die UNG aus DSM 10239. Die Spuren B 1-4 zeigen den ent sprechenden Versuch für die UNG aus E. coli, die Spuren C 1-4 die Kontrollansätze ohne UNG. Die Spuren A1, B1, C1 zeigen die Probe für eine Inkubationszeit T = 0; die Spuren A2, B2, C2 die Probe nach einer Inkubationszeit T = 1 h; die Spuren A3, B3, C3 nach 4 h Inkubation und die Spuren A4, B4, C4 nach 16 h Inkubation. Nach 16 h zeigen sich bei beiden UNGs Abbauprodukte des PCR-Produktes. Bei der UNG aus E. coli ist das Auftreten solcher Abbauprodukte bereits zur Zeit T = 0 zu beobachten. Die Spuren D und E zeigen den Verlauf des Abbaus der PCR-Produkte bei Zugabe der UNG aus DSM 10239 (Spur D) und E. coli (Spur E) nach der PCR.

Abb. 2B

Versuchsanordnung wie in Abb. 2A; die Inaktivierungszeit der UNG betrug jedoch 10 min bei 95°C. Die Spuren A, B entsprechen den Spuren A, B der Abb. 2A. Es ist deutlich zu erkennen, daß die UNG aus DSM 10239 im Bereich zwischen T = 0 und T = 4 h kei nerlei Abbauprodukte des PCR-Fragmentes aufweist.

Die folgenden Beispiele erläutern die Erfindung weiter Beispiel 1 Reinigung der hitzelabilen Uracil-DNA-Glykosylase Definition der Enzymeinheiten

1 U ist definiert als die Menge von Uracil-DNA-Glykosylase, die benötigt wird, um 1 µg Einzelstrang uracilhaltige DNA (Bakteriophage M13, gewachsen in E. coli CJ236 DUT negativ, UNG negativ) bei 37°C in 60 min vollständig abzubauen.

Testvolumen: 50 µl, Konzentration 60 mM Tris/HCl, pH 8/,0; 1 mM EDTA, 1 mM DTT, 0,1 mg/ml BSA.

Nach Inkubation für 60 min bei 37°C werden 16,5 µl 0,6 M NaOH zugegeben, für 5 min bei 37°C inkubiert, danach auf Eis abgestoppt und anschließend 16,5 Nil 0,6 M HCl zuge geben. Die Auswertung erfolgt auf einem 1%igen Agarosegel.

Reinigung

Die Reinigung der Uracil-DNA-Glykosylase erfolgt bei 4°C. Das hier beschriebene Ver fahren bezieht sich auf die Reinigung der Uracil-Glykosylase aus DSM 10239. Das Reinigungsverfahren umfaßt folgende Schritte:
Aufschluß der Zellen in einer Hochdruckpresse, Polymin-Fällung zur Abtrennung der DNA, Reinigung der UNG durch Chromatographie an HA-Ultrogel, Anionenaustausch chromatographie (Q-Sepharose ff high load) und hydrophobe Interaktionschromatogra phie (Phenyl-Sepharose ff).

Lösungen:
Puffer 1 : 10 mM Kaliumphosphat, pH 7,5, 1 mM β-Mercaptoethanol
Puffer 2 : 10 mM Tris/HCl, pH 8,0/4°C, 1 mM β-Mercaptoethanol
Puffer 3 : 100 mM Kaliumphosphat. pH 6,0, 1 M Ammoniumsulfat, 1 mM β-Mer captoethanol
Puffer 4 : 100 mM Kaliumphosphat, pH 6,0, 10% Glycerin, 1 mM β-Mercaptoetha nol
Lagerpuffer: 50 mM Hepes/KOH, pH 8,0, 1 mM EDTA, 1 mM DTT, 300 mM NaCl, 50% Glycerin
40 g Biomasse (Trockengewicht) werden mit 400 ml Puffer 1 versetzt, aufgetaut und suspendiert. Die Suspension wird mit 100 mg Lysozym versetzt und für 30 min bei 4°C gerürt. Anschließend erfolgt der Aufschluß der Zellen in einer Hochdruckpresse in zwei Durchgängen. Der Druck beträgt dabei 550 kg/cm². Der Aufschlußgrad beträgt unter diesen Bedingungen üblicherweise 20-30%.

Anschließend erfolgt eine Polyminfällung: 10 ml 10%ige Polymin-P-Lösung werden tropfenweise zugegeben. Falls die Fällung nicht vollständig ist, erfolgt eine weitere Polymin-Zugabe in je 2 ml-Schritten. Nach beendeter Titration wird das Präzipitat ca. 30 min bei 4°C stehen gelassen. Anschließend wird die Suspension für 30 min bei 13.000 × g bei 4°C zentrifugiert. Der Überstand der Zentrifugation wird insgesamt gegen 5 × 5 Liter Puffer 1 dialysiert (Dauer 16 h). Das Dialysat wird auf eine mit Puffer 1 äquili brierte HA-Ultrogelsäule (2,6 × 10 cm) aufgezogen und mit ca. 500 ml Puffer 1 gewa schen. Anschließend wird das Enzym mit einem linearen Gradienten aus Puffer 1 und Puffer 1 + 1 M Kaliumphosphat pH 7,5 in einem Gesamtvolumen von 1,5 l eluiert.

Die Fließgeschwindigkeit beträgt 5 ml pro Minute, die Fraktionsgröße 10 ml pro Frak tion.

Das Enzym eluiert zwischen 50 und 150 mM Kaliumphosphat. Die gepoolten Lösungen werden gegen 4 × 2 Liter Puffer 2 dialyisert. Die dialysierte Lösung wird auf eine mit Puffer 2 äquilibrierte Q-Sepharose ff-high load (2,6 × 10 cm) aufgezogen und mit ca. 500 ml Puffer 2 die Säule gewaschen.

Anschließend wir das Enzym mit einem linearen Gradienten aus Puffer 2 und Puffer 2 + 1 M NaCl in einem Gesamtvolumen von 1,5 Liter eluiert. Fließgeschwindigkeit beträgt ca. 10,0 ml/min, die Fraktionsgröße 10 ml.

Das Enzym eluiert zwischen 200 und 300 mM NaCl-Konzentration.

Zu den gepoolten Fraktionen wird festes Ammoniumsulfat bis zu einer Endkonzentration von 1,3 M unter Rühren bei 4°C zugegeben und gelöst. Diese Lösung wird auf eine mit Puffer 3 äquilibrierte Phenylsepharose ff-Säule (1,6 × 10 cm) geladen. Nach Waschen mit ca. 200 ml Puffer 3 wird das Enzym mit einem linearen Gradienten aus Puffer 3 und Puffer 4 in einem Volumen von 100 ml eluiert. Die Fließgeschwindigkeit beträgt ca. 2,5 ml pro min, die Fraktionsgröße 4 ml. Die aktiven Fraktionen werden vereinigt und gegen Lagerpuffer dialysiert. Die gereinigte UNG ist zwischen +4°C und -20°C in Lagerpuffer stabil.

Die beschriebene Methode liefert eine Uracil-DNA-Glykosylase mit einem Reinheitsgrad von mindestens 95% (8-25% SDS-PAGE, Phastgel von Pharmacia, Phastgelsystem) und einer spezifischen Aktivität von mindestens 5 × 10⁴ Units/mg (Proteinbestimmung nach Coomassie). Das Enzym ist zudem frei von kontaminierenden Fremdaktivitäten (Nicking-Aktivität, Exonuklease und Endonuklease).

Bestimmung von kontaminierenden Fremdaktivitäten

Der Test auf das Vorhandensein von kontaminierenden Fremdenzymaktivitäten wurde in einer Lösung bestehend aus 10 mM Tris-HCl, pH 7,5, 10 mM MgCl₂, 1 mM DTE durch geführt. Die einzelnen Enzymfraktionen (20 µl) wurden mit den entsprechenden Nu kleinsäuren inkubiert. Sogenannte Nicking-Aktivität wurde durch Inkubation von 1 µg pBR322 für 16 Stunden bei 37°C bestimmt. Einzel- und doppelsträngige Nukleasen wurden unter Verwendung von M13mp9-ss DNA und entsprechend von λ/Eco RI, HindII getestet; die Inkubation erfolgte bei 37°C für 16 Stunden. Die Abwesenheit von RNasen wurde getestet durch Inkubieren der Proben mit 5 µg MS 2 RNA für 1 Stunde bei 37°C. Für den Test auf Exonukleasen wurden die Proben mit 1 µg [3H]-gelabelter DNA 4 Stunden bei 37°C inkubiert und die freigesetzten [3H]-markierten Nukleotide be stimmt.

Beispiel 2 Hitzelabilität der UNG

Die Hitzelabiltät (Hitzeinaktivierbarkeit) der UNG aus DSM 10239 wurde mit einem ra dioaktiven Testsystem bestimmt.

Zu diesem Zweck wurde ein radioaktives Testsubstrat über Random primed labeling her gestellt. 5 ml Reaktionsvolumen enthielten: 2,5 mg Kalbsthymus-DNA, je 0,5 µM dCTP, dATP, dGTP, 2,6 nM H3-dUTP, 23 nM dUTP, 1 ml Hexanukleotidmix (62,5 OD/ml) und 5 KU Klenow-Fragment. Der Reaktionsansatz wurde 1 h bei 37°C inkubiert. Nicht eingebaute Nukleotide wurden durch Chromatographie an Sephadex G50 (2,5 × 10 cm) abgetrennt (Sephadex G50, äquilibriert in 10 mM Tris/HCl, pH 8,0/4°C). Die Fraktionen, die markierte DNA enthielten, wurden gesammelt und durch Lyophilisation eingeengt.

Durchführung des Testes

Der Testansatz (50 µl) enthielt 5 µl der markierten Kalbsthymus-DNA (10.000 cpm ent spricht 0,82 pMol H3-Uracil), 60 mM Tris/HCl, pH 8,0, 1 mM EDTA, 1 mM DTT, 0,1 mg/ml BSA. Nach Zugabe von UNG in einer geeigneten Verdünnung wurde der Reak tionsansatz für 10 min bei 37°C inkubiert.

Anschließend wurde auf Eis abgestoppt, 100 µl Fällungs-DNA (1 mg/ml) zugegeben und 300 µl 10%ige Trichloressigsäure (TCA) zugegeben. Nach 10 min Inkubation auf Eis (4°C) wurde für 5 min in einer Tischzentrifuge zentrifugiert, 400 µl des Überstandes wurden zur Zählung in einem Szintillationszähler verwendet.

Im Rahmen der "carry-over-prevention"-Methode wird UNG in einem für PCR geeigne ten Puffer verwendet. Die Inaktivierungskinetik der erfindungsgemäßen UNG wurde des halb in einem für PCR geeigneten Puffer durchgeführt. Der PCR-Puffer enthielt 10 mM Tris/HCl, pH 8,3, 1,5 mM MgCl₂, 50 mM KCI.

1 U UNG wurde in 100 µl PCR-Puffer verdünnt und bei unterschiedlichen Temperaturen inkubiert. Zu bestimmten Zeiten wurden Proben genommen und die verbleibende Rest aktivität mit dem oben beschriebenen Testsystem bestimmt (Tabelle 1). Dabei wurden für die erfindungsgemäße UNG folgende Halbwertszeiten ermittelt: 0,5 min bei 45°C, 2 min bei 40°C (Abb. 1). Für die UNG aus E. coli wurden unter entsprechenden Bedingun gen folgende Halbwertszeiten ermittelt: 8 min bei 45°C und 27 min bei 40°C.

Tabelle 1

Beispiel 3 Restaktivität der erfindungsgemäßen UNG nach Inaktivierung und PCR

Das im folgenden beschriebene System dient zum Nachweis von Restaktivitäten an UNG nach Hitzeinaktivierung und anschließender PCR. Dabei wird der Abbau eines uracilhal tigen PCR-Produkts verfolgt. Die Detektion des PCR-Produkts erfolgt über den Nach weis einer eingebauten Digoxigenin (DIG)-Markierung. Diese Markierung wurde durch Verwendung eines am 5′-Ende DIG-markierten Primers in der PCR vorgenommen; der zweite Primer trägt keine Markierung. Der Abbau des uracilhaltigen PCR-Produkts er folgt durch den Nachweis der Abbauprodukte. Die Abbauprodukte werden dabei über ein Sequenzgel aufgetrennt und die DIG-Markierung über ein Anti-DIG/Chemoluminescenz- System detektiert.

Es wurde eine 103 Basenpaare lange Sequenz aus dem Multiple Cloning Site des pUC 18-Vectors amplifiziert. Als Primer wurden dazu der pUC-sequencing, 5′-Digoxigenin markierte Primer (Sequenz: 5′-DIG-d[GTAAAACGA CGGCCAGT]-3′ sowie der pUC- reverse sequencing primer (Sequenz: d[CAGGAAAC AGCTATGAC]-3′ verwendet. 100 µl des Ansatzes enthielten PCR-Puffer mit 10 mM Tris/CCl, pH 8,3, 50 mM KCl, 1,5 mM MgCl₂; je 200 µM der Nukieotide dATP, dCTP, dGTP sowie 600 µM dUTP, 2,5 U Taq-DNA-Polymerase, 1 ng pUC 18-DNA/Pst 1, 2 U UNG sowie je 1 µM der beiden Primer. Danach werden die Proben in einen Thermocycler (z. B. Perkin Elmer 9600) überführt. Die Hitzeinaktivierung der UNG erfolgt innerhalb von 2-10 min bei 95°C. Anschließend wird die PCR zur Amplifikation des 103 Basenpaare-Fragments durchge führt. Die PCR besteht aus 25 Zyklen a 1 min bei 94°C, 1 min bei 50°C sowie 3 min bei 72°C. Danach wird die Probe bei 4°C aufbewahrt und zu geeigneten Zeitpunkten Proben entnommen, um den Abbau des PCR-Produkts nachzuweisen. 20 µl der entsprechenden Probe werden mit 5 µl 0,6 M NaOH versetzt, für 5 min bei 37°C inkubiert, danach auf Eis abgestoppt und anschließend 5 µl 0,6 M HCl sowie 4 µl Formamid-Stopper-Lösung zugegeben. Anschließend werden die Proben 3 min bei 95°C erhitzt, um Einzelstränge zu erhalten.

1,5 µl der Probe werden auf ein 8%iges Sequenzgel aufgetragen und getrennt (Laufzeit 50 min bei 2500 V, 26 mA). Die anschließende Detektion des DIG-markierten PCR-Pro dukts sowie der DIG-markierten Abbauprodukte erfolgte nach dem Protokoll des DIG Tag DNA Sequencing Kit (Boehringer Mannheim) und des DIG-Lumineszenz-Detek tion-Kit (Boehringer Mannheim).

Abb. 2A zeigt die Auswertung eines solchen Experiments. Dabei wurden die PCR- Ansätze bei 4°C aufgewahrt und nach 0 h, 1 h, 4 h, 16 h jeweils Proben entnommen.

Im Vergleich zu der UNG aus DSM 10239 (Spur A 1-4) wurde die UNG aus E. coli (Spur B 1-4) eingesetzt. Als Kontrolle diente ein Ansatz ohne UNG (Spur C 1-4). Im Gegensatz zur E. coli-UNG treten bei der erfindungsgemäßen UNG in den Zeiten 0 bis 4 h nahezu keine Abbauprodukte auf. Bei einer Hitzeinaktivierung für 2 Minuten bei 95°C zeigt die erfindungsgemäße UNG somit einen deutlichen Vorteil gegenüber der UNG aus E. coli (Abb. 2A). Die minimale verbleibende Aktivität der erfindungsgemäßen UNG kann durch eine Verlängerung des Inaktivierungsschrittes (z. B. 10 min bei 95°C) weiter gesenkt werden (Abb. 2B).

Claims

1. Thermolabiles Enzym mit Uracil-DNA-Glykosylase-Aktivität erhältlich aus Gramm-positiven Mikroorganismen mit einem Reinheitsgrad von mindestens 95% (SDS-Gel) und Halbwertszeiten von weniger als 5 Minuten bei ca. 40°C und weniger als 2 Minuten bei ca. 45°C.

2. Enzym nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, daß der Gehalt an kontaminieren den Fremdaktivitäten kleiner als 2% ist und die spezifische Aktivität mindestens 5 × 10⁴ U/mg Protein beträgt.

3. Enzym nach Anspruch 1 oder 2 erhältlich aus Mikroorganismen der Gattung Ar throbacter oder Micrococcus.

4. Enzym nach einem der Ansprüche 1, 2 oder 3, dadurch gekennzeichnet, daß das En zym aus dem Stamm DSM 10239 isoliert wird.

5. Stabilisierte Lösung des thermolabilen Enzyms mit Uracil-DNA-Glykosylase-Akti vität nach Anspruch 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, daß das Enzym in einer Mi schung bestehend aus 10 bis 250 mM einer im schwach alkalischen Bereich puffern der Substanz, 0,1 bis 5 mM eines Komplexbildners, 0,5 bis 5 mM eines SH-Gruppen stabilisierenden Agenzes, mindestens 100 mM Natriumchlorid, 45 bis 55% (v/v) Glycerin und gegebenenfalls 0,1 bis 5,0 mg/ml Rinderserumalbumin enthalten ist.

6. Stabilisierte Enzymlösung nach Anspruch 5, dadurch gekennzeichnet, daß ca. 50 mM Hepes/KOH, pH 8,0, ca. 1 mM EDTA, ca. 1 mM Dithiothreithol, ca. 300 mM Natriumchlorid und ca. 50% (v/v) Glycerin enthalten sind.

7. Verfahren zur Gewinnung eines thermolabilen Enzyms mit Uracil-DNA-Glykosy lase-Aktivität und einer Halbwertszeit von weniger als 5 Minuten bei ca. 40°C und einer Halbwertszeit von weniger als 2 Minuten bei ca. 45°C aus Gramm-positiven Mikroorganismen, dadurch gekennzeichnet, daß nach Aufschluß der Zellen und Abtrennung von DNA eine Hydroxyapatit-Chromatographie, eine Anionenaus tauschchromatographie und eine hydrophobe Chromatographie ausgeführt wird.

8. Verfahren nach Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, daß die DNA-Abtrennung durch Polymin-Fällung erfolgt.

9. Verfahren nach Anspruch 7 oder 8, dadurch gekennzeichnet, daß die Anionenaus tauschchromatographie an Q-Sepharose ff (high load) erfolgt.

10. Verfahren nach Anspruch 7, 8 oder 9, dadurch gekennzeichnet, daß der hydrophobe Chromatographieschritt an Phenyl-Sepharose ff erfolgt.

11. Verfahren nach Anspruch 7, 8, 9 oder 10, dadurch gekennzeichnet, daß der Gramm positive Mikroorganismus DSM 10239 verwendet wird.

12. Verwendung eines thermolabilen Enzyms mit Uracil-DNA-Glykosylase-Aktivität nach einem der Ansprüche 1 bis 6 zum Nachweis uracilhaltiger DNA bzw. zur Ent fernung der Base Uracil aus DNA, dadurch gekennzeichnet, daß eine Mischung mit uracilhaltiger DNA mit dem Enzym ca. eine Minute bis 30 Minuten bei einer Tem peratur von ca. 10°C bis 30°C inkubiert und ca. 1 bis 10 Minuten auf ca. 95°C er hitzt wird.

13. Verwendung nach Anspruch 12, dadurch gekennzeichnet, daß es sich bei der uracil haltigen DNA um spezifisch amplifizierte DNA handelt.

14. Verwendung nach Anspruch 12 oder 13, dadurch gekennzeichnet, daß bei Inkuba tion zwischen ca. 30 Sekunden und vier Stunden bei ca. 4°C keine Aktivität von Uracil-DNA-Glykosylase mehr feststellbar ist.

15. Kit zur Vervielfältigung von spezifischen Nukleinsäuren bzw. entsprechender Frag mente, dadurch gekennzeichnet, daß folgende Komponenten enthalten sind:

(a) ein thermolabiles Enzym gemäß einem der Ansprüche 1 bis 4 in einem geeigne ten Lagerpuffer,
(b) die Nukleotidtriphosphate dATP, dCTP, dGTP und dUTP,
(c) eine thermostabile DNA-Polymerase und
(d) einen im pH-Bereich von 7,5 bis 9,2 puffernde Substanz (Reaktionspuffer).

16. Kit nach Anspruch 15, dadurch gekennzeichnet, daß das thermolabile Enzym in ei ner Konzentration von ca. 0,1 bis 5,0 U/µl vorliegt.

17. Kit nach Anspruch 15 oder 16, dadurch gekennzeichnet, daß die Nukleotidtriphos phate dATP, dCTP und dGTP jeweils ca. ein Drittel der Konzentration von dUTP ausmachen.

18. Kit nach einem der Ansprüche 15 bis 17, dadurch gekennzeichnet, daß ca. 2 bis 10 U/µl (Endkonzentration) der thermostabilen DNA-Polymerase vorliegt.

19. Kit nach einem der Ansprüche 15 bis 19, dadurch gekennzeichnet, daß der Reak tionspuffer außerdem ca. 10 bis 100 mM Kaliumchlorid und/oder ca. 1,0 bis 5,0 mM Magnesiumchlorid enthält.