CN110013034A - 提高花色苷稳定性的微胶囊化方法及其产品、用途 - Google Patents

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Abstract

本发明公开了一种提高花色苷稳定性的微胶囊化方法及其产品、用途，其包括：S1、以海藻酸钠为壁材，将所述海藻酸钠、碳酸钙加入所述水中溶胀1‑2h，以获得壁材凝胶体系；S2、以特殊制备工艺获得花色苷为芯材，将所述壁材凝胶体系与花色苷溶液充分混匀待用，以获得水相；S3、将Span80、植物油进行混合，以获得油相；且将所述水相、油相进行混合，磁力搅拌进行乳化后获得W/O乳浊液；S4、调节所述W/O乳浊液pH至酸性，将所述W/O乳浊液、食盐缓冲液进行混合，静置1‑2h后分离油水相以得到液态花色苷微胶囊。其通过特殊的制备工艺来制备花色苷，以提高其产率和纯度，同时采用改进的工艺参数优化花色苷的微胶囊化方法及干燥条件，保证花色苷结构稳定性，同时降低成本。

Description

提高花色苷稳定性的微胶囊化方法及其产品、用途
技术领域
本发明涉及色素制备领域。更具体地说，本发明涉及一种提高花色苷稳定性的微胶囊化方法及其产品、用途。
背景技术
花色苷(Anthocyanin)是一类水溶性天然着色剂，具有一定的抗氧化、抗炎症等多种生物活性，在食品等领域有巨大的应用潜力，但易受温度、光照等因素影响导致其稳定性较差，因此采用胶囊化技术提高花色苷的稳定性，扩展适用范围。
目前花色苷的微胶囊化常用方法有喷雾干燥法、脂质体法和凝聚法等，其中喷雾干燥在食品工业中是最常用的封装技术，喷雾干燥过程中，溶剂快速蒸发，活性成分瞬间被保留从而形成非晶态的固体分散体，此法工艺简单、成本较低，适用于对温度敏感的活性物质，喷雾干燥法已被证实能有效保护多酚化合物，但其高温条件在一定程度上可能会降解热敏性的花色苷。
因此，有必要提供一种工艺简单、成本低，且同时在高温条件能保持花色苷结构稳定性的微胶囊化方法。
发明内容
为解决上述技术问题，本发明提供了一种提高花色苷稳定性的微胶囊化方法及其产品、用途，其通过特殊的制备工艺来制备花色苷，以提高其产率和纯度，同时采用改进的工艺参数优化花色苷的微胶囊化方法，保证花色苷结构稳定性，同时降低成本。
为了实现根据本发明的这些目的和其它优点，一方面，提供了一种提高花色苷稳定性的微胶囊化方法，其包括如下步骤：
S1、以海藻酸钠为壁材，按重量比计，按照海藻酸钠：碳酸钙：水＝(2-4)：1：(15-25)分别预备所述海藻酸钠、碳酸钙以及水，再将所述海藻酸钠、碳酸钙加入所述水中溶胀1-2h，以获得壁材凝胶体系；
S2、以花色苷为芯材，将所述壁材凝胶体系与花色苷溶液充分混匀待用，且按照重量比计，海藻酸钠：花色苷＝(12-20)：1，以获得水相；
S3、按体积比计，按照Span80：植物油＝(1-2)：1将所述Span80、植物油进行混合，以获得油相；且按体积比计，按照水相：油相＝(3-5)：1将所述水相、油相进行混合，磁力搅拌进行乳化后获得W/O乳浊液；
S4、调节所述W/O乳浊液pH至酸性，按体积比计，按照W/O乳浊液：缓冲液＝1：(3-5)将所述W/O乳浊液、缓冲液进行混合，静置1-2h后分离油水相以得到液态花色苷微胶囊。
优选的，所述步骤S1中，按重量比计，海藻酸钠：碳酸钙：水＝3：1：20。
优选的，所述步骤S2中，按重量比计，所述海藻酸钠：花色苷＝15：1。
优选的，所述步骤S3中，按体积比计，水相：油相＝4：1。
优选的，所述步骤S4中，调节所述W/O乳浊液pH至酸性的步骤包括：在所述W/O乳浊液中加入含有酸性溶液的植物油，且按重量比，所述酸性溶液：碳酸钙＝3：1。
优选的，所述步骤S4中，所述缓冲液为含有NaCl的磷酸盐缓冲液，且NaCl质量浓度为0.9％。
优选的，所述提高花色苷稳定性的微胶囊化方法还包括：S5、对所述液花色苷微胶囊进行喷雾干燥处理，以获得花色苷微胶囊粉，且喷雾干燥条件为：加热器温度100-130℃、进料速率10-15r/min、真空压力0.02-0.05MPa。
优选的，所述步骤S2中，所述花色苷的制备过程包括：
S21、将用于提取花色苷的原料干燥、粉碎，并过200-300目筛，以获得原料粉；
S22、按照重量体积比计，将原料粉与提取液按照1：(15-20)混合均匀后加入所述原料粉重量 0.02-0.03％的复合酶，以获得提取体系，且所述在提取体系35-45℃条件下超声提取60-90min；按重量计，所述提取液包括：70-75％体积分数85％的乙醇、2-4％的体积分数5％的醋酸、10-12％的蔗糖、10-12％的氯化胆碱；所述超声提取中超声功率为200-400W；所述复合酶由纤维素酶、果胶酶及淀粉酶组成，且按重量份数计，所述纤维素酶：果胶酶：淀粉酶＝1:1:1.5；完成超声提取后进行固液分离，以获得第一滤渣和第一滤液；
S23、在所述第一滤渣中加入其重量5-8倍的体积分数为85％的乙醇、第一滤渣重量0.2-0.3倍的质量分数为3％的柠檬酸溶液，在35-45℃条件下超声提取45-60min；超声提取完成后进行固液分离，以获得第二滤渣和的第二滤液；
S24、合并第一滤液和第二滤液，以获得粗提液，再将所述粗提液于8000-10000rpm条件下进行离心，去除沉淀后获得精提液；将所述精提液依次通过孔径为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05μm的超滤膜、 0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤，以获得提取清液；其中，通过孔径为为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05 μm的超滤膜过滤时的过滤压力均为0.2-0.4MPa，过滤温度均为25-35℃；通过0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤时的过滤压力均为1.5-2.0MPa，过滤温度均为25-35℃；
S25、在所述提取清液中加入其体积1-2倍的体积分数为85％的乙醇，于12000rpm条件下离心15min，弃沉淀后获得的上清液过装有XAD-7HP大孔吸附树脂的柱子，且所述上清液与柱子的体积比为3：1，待大孔吸附树脂形成饱和均匀色带后用体积分数5％的乙醇洗脱大孔吸附树脂以去除杂质；再用1-2个柱体积的体积分数70％的酸性乙醇解吸大孔吸附树脂吸附的色素，至大孔吸附树脂无色为止，收集洗脱液；
S26、洗脱液通过孔径为0.02-0.05μm的超滤膜后，再经高压反渗透膜浓缩，得固形物含量为15-25％的截留浓缩液，其中，经高压反渗透膜浓缩时，所述高压反渗透膜截留分子量为200Da，浓缩温度为25-35℃，压力为3.0-4.5MPa；
S27、将所述截留浓缩液在35-55℃条件下进行真空减压浓缩至乙醇全部脱除，得波美度为3-5°的浓缩液；
以及S28、在所述浓缩液中加入其体积4-5％的体积分数10％的乙酸，并在30-40℃下加热30min，再置于-70℃条件下速冻，然后冷冻干燥，以获得所述花色苷。
另一方面，还提供了一种通过上述微胶囊化方法制备获得的花色苷微胶囊产品。
另一方面，还提供一种上述花色苷微胶囊产品在制备食品或保健品或药品或食品添加剂中的用途。
本发明至少包括以下有益效果：
本发明通过酶解、超声、多重过滤以及树脂吸附的制备工艺来制备花色苷，以提高其产率和纯度；采用改进的工艺参数(包括芯材和壁材的配比、喷雾干燥的参数设置等等)优化花色苷的微胶囊化方法，保证花色苷结构稳定性，同时，添加乙酸增加花色苷结构在高温等条件下的稳定性，并且本发明中的微胶囊化方法工艺简单、操作成本低。
本发明的其它优点、目标和特征将部分通过下面的说明体现，部分还将通过对本发明的研究和实践而为本领域的技术人员所理解。
附图说明
图1a为温度对花色苷稳定性的影响；
图1b为光照对花色苷稳定性的影响；
图1c为避光对花色苷稳定性的影响；
图2为本发明实施例4中加热器温度对花色苷微胶囊粉平均粒径及包埋率的影响；
图3为本发明实施例4中进料速率对花色苷微胶囊粉平均粒径及包埋率的影响；
图4为本发明实施例4中真空压力对花色苷微胶囊粉平均粒径及包埋率的影响；
图5为本发明实施例4中花色苷微胶囊粉在扫描电镜下的形态；
图6为本发明实施例4中花色苷微胶囊粉花色苷微胶囊的粒径分布；
图7a为本发明实施例4中未超声处理、超声处理的花色苷微胶囊粉的紫外可见光谱特征；
图7b为本发明实施例4中的花色苷微胶囊粉与花色苷的紫外可见光谱特征；
图8a为光照对本发明实施例4中花色苷微胶囊粉与花色苷的稳定性影响；
图8b为避光对本发明实施例4中花色苷微胶囊粉与花色苷的稳定性影响；
图9为光照对本发明实施例4中花色苷微胶囊粉与花色苷降解的影响；
图10为避光对本发明实施例4中花色苷微胶囊粉与花色苷降解的影响；
图11a为温度对花色苷稳定性的影响；
图11b为温度对本发明实施例4中花色苷微胶囊粉稳定性的影响；
图12为光照对花色苷热降解的影响；
图13为光照对本发明实施例4中花色苷热降解的影响；
图14为花色苷在人工模拟胃液中的保存率；
图15为花色苷在人工模拟肠液中的保存率。
具体实施方式
下面结合实例对本发明做进一步的详细说明，以令本领域技术人员参照说明书文字能够据以实施。
应当理解，本文所使用的诸如“具有”、“包含”以及“包括”术语并不配出一个或多个其它元件或其组合的存在或添加。
需要说明的是，下述实施方案中所述试验方法，如无特殊说明，均为常规方法，所述试剂和材料，如无特殊说明，均可从商业途径获得。
<实施例1>
本实施例中，所述提高花色苷稳定性的微胶囊化方法包括如下步骤：
S1、以海藻酸钠为壁材，按重量比计，按照海藻酸钠：碳酸钙：水＝2：1：15分别预备所述海藻酸钠2g、碳酸钙1g以及水15mL(本实施例中，每mL水的重量视为1g，并且上述重量单位、体积单位对应扩大相同倍数后也属于本实施例的保护范围)，再将所述海藻酸钠、碳酸钙加入所述水中溶胀 1h，以获得壁材凝胶体系；
S2、将1mg冻干后的花色苷溶于蒸馏水，配制成1mg/mL的花色苷溶液，以花色苷为芯材，将所述壁材凝胶体系与166.7mL花色苷溶液充分混匀待用，且使得按照重量比计，海藻酸钠：花色苷＝12： 1，以获得水相；
S3、按体积比计，按照Span80：植物油＝1：1取Span80、植物油，并将所述Span80、植物油进行混合，以获得油相，所述植物油优选为大豆油；且按体积比计，按照水相：油相＝3：1将所述水相、油相进行混合，磁力搅拌进行乳化后获得W/O乳浊液；
S4、调节所述W/O乳浊液pH至酸性(优选pH为3.5-4.5)，按体积比计，按照W/O乳浊液：缓冲液＝1：3将所述W/O乳浊液、缓冲液进行混合，静置1h后分离油水相以得到液态花色苷微胶囊；具体的，调节所述W/O乳浊液pH至酸性的步骤包括：在所述W/O乳浊液中加入含有酸性溶液的植物油，本实施例中，所述酸性溶液为无水乙酸，且按重量比，所述无水乙酸：碳酸钙＝3：1；所述缓冲液为含有NaCl的磷酸盐缓冲液(0.1mol/L，pH＝7)，且NaCl质量浓度为0.9％。
进一步的，为便于保存和使用，所述步骤S4后还包括：S5、对所述液态花色苷微胶囊进行喷雾干燥处理，以获得花色苷微胶囊粉，且喷雾干燥条件为：加热器温度100℃、进料速率10r/min、真空压力0.02MPa。
上述微胶囊化方法中以海藻酸钠为壁材制备湿态/固态花色苷微胶囊，其具体通过将海藻酸钠溶液、水不溶性钙盐及包埋物共混后分散到油相中形成W/O型乳化液，加入酸引发钙盐中Ca2+的解离，促使Ca2+在乳液液滴内部与海藻酸钠作用生成海藻酸钙凝胶珠，由此通过包埋活性物质来稳定活性物质结构，提高结构的稳定性。同时，上述方法中所采用的组分原料(如海藻酸钠、植物油、食盐等) 均为食品级的无毒原料，不涉及异丙酮等有毒有机试剂的使用，因而可安全应用于生物、食品、医药等行业。
进一步的，所述步骤S2中，所述花色苷的制备过程包括：
S21、将用于提取花色苷的原料干燥、粉碎，并过200-300目筛，以获得原料粉；本实施例中，所述原料为含有红色或紫色色素的植物根、茎、叶和果实中的一种或几种；
S22、按照重量体积比计，将原料粉与提取液按照1：15取原料粉1g、提取液15mL(本实施例中，上述重量单位、体积单位对应扩大相同倍数后也属于本实施例的保护范围)，混合均匀后加入所述原料粉重量0.02％的复合酶，以获得提取体系，且所述在提取体系35℃条件下超声提取60min；按重量计，所述提取液包括：75％体积分数85％的乙醇、2％的体积分数5％的醋酸、12％的蔗糖、11％的氯化胆碱；所述超声提取中超声功率为200W；所述复合酶由纤维素酶、果胶酶及α-淀粉酶组成，且按重量份数计，所述纤维素酶：果胶酶：α-淀粉酶＝1:1:1.5；完成超声提取后进行固液分离，以获得第一滤渣和的第一滤液；
S23、在所述第一滤渣中加入其重量5倍的体积分数为85％的乙醇、第一滤渣重量0.2倍的质量分数为3％的柠檬酸溶液，在35℃条件下超声提取45min；超声提取完成后进行固液分离，以获得第二滤渣和的第二滤液；
S24、合并第一滤液和第二滤液，以获得粗提液，再将所述粗提液于8000rpm条件下进行离心，去除沉淀后获得精提液；将所述精提液依次通过孔径为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05μm的超滤膜、 0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤，以获得提取清液；其中，通过孔径为为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05 μm的超滤膜过滤时的过滤压力均为0.2MPa，过滤温度均为25℃；通过0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤时的过滤压力均为1.5MPa，过滤温度均为25℃；
S25、在所述提取清液中加入其体积1倍的体积分数为85％的乙醇，于12000rpm条件下离心 15min，弃沉淀后获得的上清液过装有XAD-7HP大孔吸附树脂的柱子，且所述上清液与柱子的体积比为3：1，待大孔吸附树脂形成饱和均匀色带后用体积分数5％的乙醇洗脱大孔吸附树脂以去除杂质；再用1个柱体积的体积分数70％的酸性乙醇解吸大孔吸附树脂吸附的色素，至大孔吸附树脂无色为止，收集洗脱液；
S26、洗脱液通过孔径为0.02-0.05μm的超滤膜后，再经高压反渗透膜浓缩，得固形物含量为15％的截留浓缩液，其中，经高压反渗透膜浓缩时，所述高压反渗透膜截留分子量为200Da，浓缩温度为 25℃，浓缩压力为3.0MPa；
S27、将所述截留浓缩液在35℃条件下进行真空减压浓缩至乙醇全部脱除，得波美度为3°的浓缩液；
以及S28、在所述浓缩液中加入其体积4％的体积分数10％的乙酸，并在30℃下加热30min，再置于-70℃条件下速冻，然后冷冻干燥，以获得所述花色苷。
<实施例2>
本实施例中，所述提高花色苷稳定性的微胶囊化方法包括如下步骤：
S1、以海藻酸钠为壁材，按重量比计，按照海藻酸钠：碳酸钙：水＝3：1：20分别预备所述海藻酸钠3g、碳酸钙1g以及水20mL，再将所述海藻酸钠、碳酸钙加入所述水中溶胀2h，以获得壁材凝胶体系；
S2、将1mg冻干后的花色苷溶于蒸馏水，配制成1mg/mL的花色苷溶液，以花色苷为芯材，将所述壁材凝胶体系与200mL花色苷溶液充分混匀待用，且使得按照重量比计，海藻酸钠：花色苷＝15：1，以获得水相；
S3、按体积比计，按照Span80：植物油＝2：1取Span80、植物油，并将所述Span80、植物油进行混合，以获得油相，所述植物油优选为大豆油；且按体积比计，按照水相：油相＝5：1将所述水相、油相进行混合，磁力搅拌进行乳化后获得W/O乳浊液；
S4、调节所述W/O乳浊液pH至酸性(优选pH为3.0)，按体积比计，按照W/O乳浊液：缓冲液＝1：5将所述W/O乳浊液、缓冲液进行混合，静置2h后分离油水相以得到液态花色苷微胶囊；
S5、对所述液态花色苷微胶囊进行喷雾干燥处理，以获得花色苷微胶囊粉，且喷雾干燥条件为：加热器温度130℃、进料速率15r/min、真空压力0.05MPa。
进一步的，所述步骤S2中，所述花色苷的制备过程包括：
S21、将用于提取花色苷的原料干燥、粉碎，并过200-300目筛，以获得原料粉；
S22、按照重量体积比计，将原料粉与提取液按照1：20混合均匀后加入所述原料粉重量0.03％的复合酶，以获得提取体系，且所述在提取体系35℃条件下超声提取60min；按重量计，所述提取液包括：74％体积分数85％的乙醇、4％的体积分数5％的醋酸、10％的蔗糖、12％的氯化胆碱；所述超声提取中超声功率为300W；所述复合酶由纤维素酶、果胶酶及α-淀粉酶组成，且按重量份数计，所述纤维素酶：果胶酶：α-淀粉酶＝1:1:1.5；完成超声提取后进行固液分离，以获得第一滤渣和的第一滤液；
S23、在所述第一滤渣中加入其重量7倍的体积分数为85％的乙醇、第一滤渣重量0.3倍的质量分数为3％的柠檬酸溶液，在45℃条件下超声提取60min；超声提取完成后进行固液分离，以获得第二滤渣和的第二滤液；
S24、合并第一滤液和第二滤液，以获得粗提液，再将所述粗提液于10000rpm条件下进行离心，去除沉淀后获得精提液；将所述精提液依次通过孔径为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05μm的超滤膜、 0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤，以获得提取清液；其中，通过孔径为为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05 μm的超滤膜过滤时的过滤压力均为0.4MPa，过滤温度均为35℃；通过0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤时的过滤压力均为2.0MPa，过滤温度均为35℃；
S25、在所述提取清液中加入其体积2倍的体积分数为85％的乙醇，于12000rpm条件下离心 15min，弃沉淀后获得的上清液过装有XAD-7HP大孔吸附树脂的柱子，且所述上清液与柱子的体积比为3：1，待大孔吸附树脂形成饱和均匀色带后用体积分数5％的乙醇洗脱大孔吸附树脂以去除杂质；再用2个柱体积的体积分数70％的酸性乙醇解吸大孔吸附树脂吸附的色素，至大孔吸附树脂无色为止，收集洗脱液；
S26、洗脱液通过孔径为0.02-0.05μm的超滤膜后，再经高压反渗透膜浓缩，得固形物含量为25％的截留浓缩液，其中，经高压反渗透膜浓缩时，所述高压反渗透膜截留分子量为200Da，浓缩温度为 35℃，浓缩压力为4.5MPa；
S27、将所述截留浓缩液在55℃条件下进行真空减压浓缩至乙醇全部脱除，得波美度为5°的浓缩液；
以及S28、在所述浓缩液中加入其体积5％的体积分数10％的乙酸，并在40℃下加热30min，再置于-70℃条件下速冻，然后冷冻干燥，以获得所述花色苷。
其他技术特征与实施例1相同，在此不再赘述。
<实施例3>
S1、以海藻酸钠为壁材，按重量比计，按照海藻酸钠：碳酸钙：水＝4：1：25分别预备所述海藻酸钠4g、碳酸钙1g以及水25mL，再将所述海藻酸钠、碳酸钙加入所述水中溶胀2h，以获得壁材凝胶体系；
S2、将1mg冻干后的花色苷溶于蒸馏水，配制成1mg/mL的花色苷溶液，以花色苷为芯材，将所述壁材凝胶体系与200mL花色苷溶液充分混匀待用，且使得按照重量比计，海藻酸钠：花色苷＝20：1，以获得水相；
S3、按体积比计，按照Span80：植物油＝1.5：1取Span80、植物油，并将所述Span80、植物油进行混合，以获得油相，所述植物油优选为大豆油；且按体积比计，按照水相：油相＝4：1将所述水相、油相进行混合，磁力搅拌进行乳化后获得W/O乳浊液；
S4、调节所述W/O乳浊液pH至酸性(优选pH为4.0)，按体积比计，按照W/O乳浊液：缓冲液＝1：4将所述W/O乳浊液、缓冲液进行混合，静置1.5h后分离油水相以得到液态花色苷微胶囊；
S5、对所述液态花色苷微胶囊进行喷雾干燥处理，以获得花色苷微胶囊粉，且喷雾干燥条件为：加热器温度120℃、进料速率12r/min、真空压力0.03MPa。
进一步的，所述步骤S2中，所述花色苷的制备过程包括：
S21、将用于提取花色苷的原料干燥、粉碎，并过200-300目筛，以获得原料粉；
S22、按照重量体积比计，将原料粉与提取液按照1：18混合均匀后加入所述原料粉重量0.025％的复合酶，以获得提取体系，且所述在提取体系40℃条件下超声提取75min；按重量计，所述提取液包括：73％体积分数85％的乙醇、3％的体积分数5％的醋酸、12％的蔗糖、12％的氯化胆碱；所述超声提取中超声功率为400W；所述复合酶由纤维素酶、果胶酶及α-淀粉酶组成，且按重量份数计，所述纤维素酶：果胶酶：α-淀粉酶＝1:1:1.5；完成超声提取后进行固液分离，以获得第一滤渣和的第一滤液；
S23、在所述第一滤渣中加入其重量8倍的体积分数为85％的乙醇、第一滤渣重量0.25倍的质量分数为3％的柠檬酸溶液，在40℃条件下超声提取50min；超声提取完成后进行固液分离，以获得第二滤渣和的第二滤液；
S24、合并第一滤液和第二滤液，以获得粗提液，再将所述粗提液于11000rpm条件下进行离心，去除沉淀后获得精提液；将所述精提液依次通过孔径为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05μm的超滤膜、 0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤，以获得提取清液；其中，通过孔径为为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05 μm的超滤膜过滤时的过滤压力均为0.3MPa，过滤温度均为30℃；通过0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤时的过滤压力均为1.8MPa，过滤温度均为30℃；
S25、在所述提取清液中加入其体积1.5倍的体积分数为85％的乙醇，于12000rpm条件下离心 15min，弃沉淀后获得的上清液过装有XAD-7HP大孔吸附树脂的柱子，且所述上清液与柱子的体积比为3：1，待大孔吸附树脂形成饱和均匀色带后用体积分数5％的乙醇洗脱大孔吸附树脂以去除杂质；再用1.5个柱体积的体积分数70％的酸性乙醇解吸大孔吸附树脂吸附的色素，至大孔吸附树脂无色为止，收集洗脱液；
S26、洗脱液通过孔径为0.02-0.05μm的超滤膜后，再经高压反渗透膜浓缩，得固形物含量为20％的截留浓缩液，其中，经高压反渗透膜浓缩时，所述高压反渗透膜截留分子量为200Da，浓缩温度为 30℃，浓缩压力为4.0MPa；
S27、将所述截留浓缩液在45℃条件下进行真空减压浓缩至乙醇全部脱除，得波美度为4°的浓缩液；
以及S28、在所述浓缩液中加入其体积4.5％的体积分数10％的乙酸，并在35℃下加热30min，再置于-70℃条件下速冻，然后冷冻干燥，以获得所述花色苷。
其他技术特征与实施例1相同，在此不再赘述。
<花色苷得率和纯度检测>
将葡萄皮粉碎后用乙醇加热回流提取2-3次；将提取液过滤，回收乙醇得初提物；将所述初提物用调pH值至2.5-3.0，离心分离、收集沉淀物，并用水洗涤沉淀物至中性，得到花色苷粗提物；将所得花色苷粗提物用大孔吸附树脂进行吸附，乙醇洗脱后收集洗脱液；喷雾干燥后获得作为对比例1的花色苷。将其与通过本发明实施例1-3中制备方法制备获得的花色苷进行纯度、得率、含量、对超氧阴离子(O2·-)的清除能力以及对羟自由基(OH·)的清除能力进行检测，结果如表1.1所示。另外，图1a-1c示出了温度、光照对本发明制备的花色苷与对比例1中制备的花色苷稳定性的影响，其中花色苷保存率(％)＝Ct1/C0，C0为花色苷溶液初始吸光值；Ct1为受光照、温度处理后的溶液吸光值。
表1.1花色苷纯度、得率、含量、O2·-清除率、OH·清除率检测
从表1数据可以看出，本发明实施例1-3制备获花色苷的纯度、得率平均为93.59％、12.2％，其分别相对于对比例1而言提高了7.8％、41％，进一步的，本发明制备的花色苷在对超氧阴离子(O2·-) 以及羟自由基(OH·)的清除能力上均有显著提高，其分别提高18％、16.5％，含量相对对比例1提高21％。同时，从图1a中可以看出，虽然随着温度的升高，实施例1-3、对比例1中的花色苷的保存率均有所降低，但可以看出，实施例1-3的花色苷的保存率下降速度明显小于对比例1，且在同一温度处理下，本发明的花色苷的保存率均显著大于对比例1。从图1b中可以看出，光照会影响实施例1-3、对比例1中的花色苷的稳定性，使其保存率均有所下降，但光照条件下实施例1-3的花色苷的保存率下降速度明显小于对比例1，且在同一光照处理下，本发明的花色苷的保存率均显著大于对比例1，另外从图1c中可以看出，避光条件下经过相同时间段处理，实施例1-3、对比例1中的花色苷的保存率均大于光照条件下的保存率，说明避光有利于花色苷的保存。
其原因在于，本发明中先通过复合酶、超声提取充分酶解细胞壁，使其内含的花色苷能够充分释放，以此提高得率，同时采用特殊配比的提取液，通过提取液中的乙醇进一步提取花色苷同时采用醋酸、蔗糖以氯化胆碱来作为基团供体，通过分子间或分子内的辅色作用来增强花色苷结构的稳定性；同时还采用多重滤膜过滤以及大孔吸附树脂的方式对花色苷进行纯化，以此提高其纯度，最后再加入乙酸作为氢键供体，进一步稳定花色苷结构。
<实施例4>
本实施例这种提供了一种通过实施例1-3任一项所述的微胶囊化方法制备获得的花色苷微胶囊产品。
以下对本发明中制备花色苷微胶囊粉(以下均为“花色苷微胶囊粉”)的参数进行优化设计，其具体过程包括如下步骤。
1、采用Plackett-Burman设计筛选影响制备花色苷微胶囊的主因素
根据制备微胶囊的工艺选取海藻酸钠(即NaALG)浓度、CaCO3与NaALG质量比、芯壁材比例 (即海藻酸钠与花色苷的重量比)、水油相体积比、Span80浓度、乳化速率、酸钙比(即酸性溶液与碳酸钙的重量比)、酸化时间和NaCl质量浓度等为因素水平，并对它们进行主要因素的筛选。 Plackett-Burman设计因素与水平表如表1所示。
表1 Plackett-Burman设计因素与水平表
2、根据Plackett-Burman设计所筛选的主因素及其正负走势，逼近响应面最大响应区域。
3、选取最陡爬坡实验最大值为中心点，分别取上水平和下水平，根据Box-Behnken中心设计原理，以花色苷微胶囊包埋率及平均粒径为响应值，选取对包埋率和平均粒径影响最大的四个因素为自变量，运用Design Expert软件进行四因素三水平响应面设计，优化内源乳化法制备花色苷微胶囊的制备条件，并进行验证。
通过Plackett-Burman设计筛选了其中影响包埋率的显著因素。按照表2的实验设计，共有9个因素，12组实验。以包埋率为考察指标，得到表3的实验结果。
由回归方程得到的因素主次顺序：X11(NaCl浓度)>X8(酸钙比)>X2(CaCO3与NaALG质量比)>X3(芯壁比)>X6(乳化速率)>X5(Span80浓度)>X1(NaALG浓度)>X4(油水相体积比)>X10(酸化时间)。
由表2的实验结果，得出回归方程的检验结果，见表3。由表3可知，整个模型是显著的，根据 Plackett-Burman设计筛选出的主因素是CaCO3与NaALG质量比、芯壁材比例、酸化比和NaCl质量浓度，四个因素对包埋率影响显著，并且都是与考察指标成负相关，其他因素也为负相关，所以均选低水平。根据所筛选出来的主因素的负相关的陡峭程度，来设计相应的最陡爬坡实验，进而能更好的使用响应面法对包埋率、粒径进行优化。
表2 Plackett-Burman试验设计结果
表3回归方差检验结果
注a：*-影响显著，P<0.05。
按照表2的试验设计及Plackett-Burman实验得出的结论，由于筛选出的主因素与包埋率呈负相关，所以最陡爬坡实验按个因素递减顺序设计。以包埋率为考察指标，并且比较不同实验设计的平均粒径，结果见表4。
表4最陡爬坡实验结果
根据最陡爬坡实验确定响应面中心点为碳酸钙与海藻酸钠质量比1：3，芯壁比1：15，酸钙比3， NaCl质量浓度0.9％，在此条件下，测得包埋率为67.9％。
在Plackett-Burman实验和最陡爬坡试验设计基础上，进行响应面试验设计与分析，确定制备花色苷微胶囊的最佳工艺条件。试验因素与水平见表5，试验设计方案与结果见表6。
表5响应面试验因素与水平表
表6响应面试验设计(Box-Behnken设计)与结果
用Design expert软件对表6数据进行二次多元回归拟合。得到包埋率对X1、X2、X3、X4的二次多项回归模型：
Y1＝-1459.952-44.51483X1+125.48667X2+168.45017X3+867.24667X4+2.38X1X2-0.17X1X3+65.075X1X4-3.6 9X2X3+30.35X2X4-45.225X3X4-7.93225X1 2-4.961X2 2-11.37725X3 2-757.35X4 2 (1)
平均粒径对X1、X2、X3、X4的二次多项回归方程：
Y2＝5431.2-213.85X1-747.5X2+85.23X3+1034.5X4+7.5X1X2-4.25X1X3-70X1X4+2X2X3-275X2X4 -207.5X3X4+30.39X1 2+32.02X2 2+13.02X3 2+2264.17X4 2 (2)
对以上二次多项回归模型进行方差分析的结果见表7-8。
表7 Y1，包埋率方差分析结果
注a：**-影响非常显著，P<0.01；
注b：*-影响显著，P<0.05；
注c：N-影响不显著，P>0.05，下同。
表8 Y2，平均粒径方差分析结果
对回归方程Y1进行检验，P<0.01，表明回归方程非常显著，拟合程度好，有实际应用具有指导意义。对回归方程系数进行显著性检验(表7)，表明NaALG与CaCO3质量比的二次项X1 2、酸钙比的二次项X3 2和NaCl浓度的二次项X4 2对花色苷包埋率有非常显著的影响；壁材与芯材之比X3、NaALG 与CaCO3质量比和NaCl浓度的相互作用X1X4和芯壁比的二次项X2 2对花色苷包埋率有显著影响；其他变量对包埋率的影响均不显著(P>0.05)。根据因素的P值判断因素的主效应关系为酸钙比>NaCl 浓度>NaALG与CaCO3质量比>壁材与芯材之比。
在α＝0.05显著水平下剔除不显著项后，对模型(式3)进化可得：
Y1＝-1459.952+168.45017X3+65.075X1X4-7.93225X1 2-11.37725X3 2-757.35X4 2 (3)
对回归方程Y2进行检验，P<0.05，表明回归方程显著，拟合程度好，有实际应用的意义。对回归方程系数进行显著性检验(表8)，表明NaALG与CaCO3质量比的二次项X1 2和壁材与芯材之比的二次项X2 2对平均粒径有非常显著的影响；NaCl浓度X4、壁材与芯材之比和NaCl浓度的相互作用X2X4、酸钙比与NaCl浓度的相互作用X3X4和NaCl浓度的二次项X4 2对平均粒径有显著的影响；其他变量对平均粒径的影响均不显著(P>0.05)。根据因素的P值判断因素的主效关系为NaCl浓度>酸钙比> 壁材与芯材之比>NaALG与CaCO3质量比。
在α＝0.05显著水平下剔除不显著项后，对模型进行优化可得：
Y2＝5431.2+1034.5X4-275X2X4-207.5X3X4+30.39X1 2+32.02X2 2+2264.17X4 2 (4)
要使Y1最大，Y2最小，根据Design Expert分析所得最优工艺条件为NaALG与CaCO3质量比2.98： 1，壁材与芯材之比15：1，酸钙比3.17：1，NaCl浓度0.89％，包埋率为74.12％，平均粒径为118.1μm。
为了验证本响应面试验设计中得出的回归模型的可用性与可靠性，采用上述最佳制备参数进行验证试验，设定NaALG与CaCO3质量比为3：1，壁材与芯材重量之比为15：1，酸钙比为3：1，NaCl 质量浓度为0.9％，并进行3次平行实验，包埋率为75.12％，平均粒径为120μm，与预测值相近，表明该方程与实际情况拟合良好，因此基于响应面法的分析所得的内源乳化法制备花色苷微胶囊的工艺参数准确可靠，具有实际参考价值。
进一步的，考察喷雾干燥时加热器温度、进料速率和真空压力3个单因素对微胶囊化粉的影响，根据单因素试验结果，进行正交试验设计L9(33)确定最佳制备工艺参数。
1.1、包埋率的测定
根据花色苷紫外可见光谱吸收特性可以分别测定包埋前后分离液的吸光值：
式(5)中：A1为包埋前花色苷的吸光度；A2为包埋后花色苷的吸光度。
1.2、微胶囊粉形态观察及粒径的测定
扫描式电子显微镜(SEM)观察干燥的花色苷微胶囊形态：将花色苷微胶囊样品固定于载玻片上，用离子溅射仪镀一层金膜后在SEM下观察微胶囊的微观形态。
马尔文激光粒度仪测定花色苷微胶囊的平均粒径和粒径分布：取少量干燥的花色苷微胶囊用纯水溶解，按一定比例稀释，用激光粒度仪测定花色苷微胶囊的平均粒径和粒径分布。
1.3、花色苷微胶囊粉的紫外可见光谱分析
称取一定质量的花色苷微胶囊粉溶于无水乙醇，采用超声波振荡破碎释放花色苷，微孔滤膜过滤后在300-800nm波长范围内进行紫外全扫描，对照组仅将色苷微胶囊溶解在无水乙醇中后进行紫外全扫描；将花色苷微胶囊溶解在无水乙醇中后进行紫外全扫描，对照组为花色苷。
1.4、花色苷微胶囊粉的光照稳定性
对照组：以pH＝2.0柠檬酸-磷酸氢二钠缓冲液为溶剂配制0.05mg/mL的花色苷溶液；
实验组：微胶囊预先采用1％DMSO充分溶解，再以pH＝2.0柠檬酸-磷酸氢二钠缓冲液为溶剂配制0.05mg/mL的花色苷溶液。
将两组溶液密封静置于50W日光灯下考察0、1、2、3、4、5h花色苷的光照稳定性。采用紫外分光光度计测定吸光值，由以下公式计算样品花色苷保存率。
对花色苷微胶囊和花色苷光降解动力学分析，符合一级反应动力学方程：
ln(Ct/C0)＝k×t (7)
t1/2＝ln0.5×k-1 (8)
式(6)-(8)中：C0为花色苷溶液初始吸光值；Ct为受光照t小时后的溶液吸光值；t1/2为花色苷受光降解半衰期；k为降解反应速率常数(h-1)。
1.5、花色苷微胶囊粉的热稳定性
对照组：以pH＝2.0柠檬酸-磷酸氢二钠缓冲液为溶剂配制0.05mg/mL的花色苷溶液；
实验组：花色苷微胶囊粉预先采用1％DMSO充分溶解，再以pH＝2.0柠檬酸-磷酸氢二钠缓冲液为溶剂配制0.05mg/mL的花色苷溶液。
将两组溶液密封置于试管架，于50、60、70、80、90℃条件下避光水浴，每半小时取样测定其在 2.5h内吸光值变化。按公式1.2计算花色苷保存率；对花色苷微胶囊和花色苷光降解动力学分析，符合一级反应动力学方程(即公式7)，并按公式(8)计算花色苷温度降解半衰期。
2、花色苷微胶囊粉在模拟人胃肠消化环境中的稳定性
2.1人工模拟胃消化
取1.0g胃蛋白酶溶于8mL0.1mol/LHCl，配制成胃蛋白酶溶液；称取花色苷微胶囊粉与花色苷粉末，分别加入微量无水乙醇涡旋充分溶解后加入50mL超纯水，通过氮吹仪挥发溶液乙醇，最后高速分散混匀得到花色苷样液。取25mL花色苷样液并调节pH至2.0，加入0.5mL胃蛋白酶溶液，置于37℃水浴振荡，转速为100r/min，测定0、0.5、1、1.5、2h模拟胃液中样品吸光值的变化。反应期间，密封避光保存防止花色苷降解。
2.2人工模拟肠消化
取0.313g胰蛋白酶和1.88g猪胆盐混合溶于50mL0.1mol/LNaHCO3缓冲液，配置成模拟肠溶液。将经过2h胃消化样品置于-4℃下2h，于3000r/min下离心15min去除胃蛋白酶，取上清液加入2mL胰蛋白酶和猪胆盐混合溶液，用0.1mol/LNaHCO3缓冲溶液调至pH6.8，置于37℃水浴振荡，转速为 100r/min，测定0、0.5、1、1.5、2h模拟肠液中样品吸光值的变化。在反应期间，密封避光保存防止花色苷降解。
3、结果与分析
3.1喷雾干燥单因素试验结果分析
3.1.1加热器温度对花色苷微胶囊粒径及包埋率的影响
低温喷雾干燥参数设置中，在进料速率12r/min，真空压力0.03MPa为定值的条件下，加热器温度对花色苷微胶囊粉平均粒径及包埋率的影响结果见图2。
由图2可知，花色苷微胶囊粉平均粒径随温度的升高而先减后增，包埋率呈下降趋势，包埋率随温度变化波动较小则主要考虑粒径变化。加热器温度为120℃时微胶囊平均粒径达到最小值552.3nm，包埋率为75.4％，此时进出料口温度分别为70.2℃、64.8℃，此后平均粒径随加热器温度的上升而增大，可能是加热器温度过低时进出料口温度过低，微胶囊化时间长，溶剂蒸发速度慢，流动性差，且易回潮，导致微胶囊颗粒聚集大小不均一，粒径分布较为广泛，加热器温度过高时溶剂蒸发速度太快，囊壁破碎从而影响花色苷微胶囊的稳定性及生物活性。因此确定喷雾干燥法制备花色苷微胶囊粉的最佳加热器温度为120℃。
3.1.2进料速率对花色苷微胶囊粉粒径及包埋率的影响
低温喷雾干燥参数设置中，在真空压力0.03MPa，加热器温度120℃为定值的条件下，进料速率对花色苷微胶囊平均粒径及包埋率的影响结果见图3。
由图3可知，花色苷微胶囊粉的平均粒径随进料速率的增加而先减后增，包埋率呈下降趋势，综合粒径和包埋率的变化趋势及波动性，选择主要参考平均粒径。进料速率达到12r/min时，平均粒径达到最小值571.5nm，包埋率为77.3％，之后平均粒径随着进料速率的增加而增大，可能是在喷雾干燥过程中，进料速率过快，样品流量过大，较多样品进入雾化器降低样品与热空气的传热传质效率，样品未能充分干燥导致微胶囊颗粒发生聚集，从而影响花色苷微胶囊的粒径大小。因此确定喷雾干燥法制备花色苷微胶囊粉的最佳进料速率为12r/min。
3.1.3真空压力对花色苷微胶囊粒径及包埋率的影响
低温喷雾干燥参数设置中，在加热器温度120℃，进料速率12r/min为定值的条件下，真空压力对花色苷微胶囊平均粒径及包埋率的影响见图4。
由图4可知，花色苷微胶囊的平均粒径及包埋率均随真空压力的增加而先减后增，综合粒径和包埋率的变化趋势及波动性，选择主要参考平均粒径。在0.03MPa时，其平均粒径仅为560.1nm，包埋率为74.3％，之后平均粒径随真空压力的升高而变大，可能是较小真空压力影响溶剂蒸发速度及颗粒成型速度，进出料口间隔距离较短，样品未能及时干燥成型；真空压力太大则超出囊壁承压范围致使囊壁破碎，芯材流出。因此确定喷雾干燥法制备花色苷微胶囊的最佳真空压力为0.03MPa。
3.2喷雾干燥正交试验结果分析
根据单因素试验结果，正交试验设计与结果如表9。
表9正交试验设计与结果
分析表9正交试验的结果可知：影响因素的主次顺序为A加热器温度、B进料速率、C真空压力。最优方案为加热器温度120℃、进料速率12r/min、真空压力0.03MPa。经验证试验，以最优条件进行喷雾干燥时，花色苷微胶囊粉的平均粒径仅为558.2nm，包埋率为75.12％，优于表中其他方案组。因此，在试验范围内A2B2C2为喷雾干燥花色苷微胶囊的最佳试验条件。
3.3花色苷微胶囊的形态及粒径大小
3.3.1花色苷微胶囊的形态
由图5微胶囊形态可知，喷雾干燥的花色苷微胶囊粉中，花色苷微胶囊分布均匀、颗粒完整，呈现圆形外部结构并且有不同尺寸的附聚物，具有喷雾干燥粉末的特征。
3.3.2花色苷微胶囊的粒径
如图6所示，喷雾干燥的花色苷微胶囊粉呈粉末状，圆球度好，大小均一，粒径分布均匀，平均粒径可达到558.2nm。综上可知，喷雾干燥法有利于制备胶囊化产品，制备所需时间较短能避免样品受热时间过长，并且可有效降低微胶囊的粒径大小，使粒径分布更为集中。
3.4花色苷微胶囊粉的紫外可见光谱特征
由图7a-7b可知，超声波破碎处理的花色苷微胶囊粉及花色苷样品在542nm处有最大的光谱吸收峰，在花色苷最大吸收区域465-550nm范围内符合花色苷的可见光吸收特性，此时花色苷微胶囊粉包埋率为75.12％，表花色苷很好地包裹于微胶囊内，基本无损失。
3.5光照对花色苷微胶囊粉稳定性影响
由图8a-8b可知，光照3h和5h，花色苷微胶囊粉的保存率分别为93.8％和82.1％，花色苷的保存率分别为80.0％和63.7％，可见花色苷微胶囊粉的光稳定性要明显高于花色苷，表明以海藻酸钠为壁材制备微胶囊可有效保护花色苷芯材；避光保存5h，花色苷和花色苷微胶囊的保存率分别为78.6％和 91.4％，结果表明微胶囊化可提高花色苷的保存率。分别比较花色苷和花色苷微胶囊在光照和避光条件下的保存率，发现光照能加速花色苷的降解，而微胶囊化可增强花色苷对光照的耐受力，提高其稳定性。
进一步的，以光照时间为横坐标，-Ln(Ct/C0)为纵坐标回归拟合直线，光照对花色苷和花色苷微胶囊的降解如图9、10所示，通过线性回归分析可知-Ln(Ct/C0)与时间呈良好的线性关系，花色苷和花色苷微胶囊的光照降解动力学均符合一级动力学反应，其降解动力学参数如表10所示。
表10花色苷、花色苷微胶囊粉的光降解动力学参数
由表10可知，相较于避光状态，在光照条件下花色苷和花色苷微胶囊粉的一级反应速率常数k值均增大，且半衰期t1/2(h)均减小，表明花色苷在光照条件下不稳定，避光状态更利于保存。在光照和避光条件下，花色苷微胶囊粉的半衰期t1/2(h)比花色苷的半衰期t1/2(h)大，说明微胶囊化粉的花色苷由于壁材的保护作用未直接暴露于光照而更加稳定。
3.6温度对花色苷微胶囊粉稳定性影响
由图11a-11b可知，花色苷和花色苷微胶囊粉在高温下均发生了不同程度的热降解。由图11a可知高温加热1h，花色苷保存率急速降低，90℃加热2.5h，其保存率仅为53.3％；且高温加热1.5h花色苷微胶囊粉保存率逐渐降低，90℃加热2.5h，其保存率为74.7％。由此可知，随着加热时间和温度的增加，相较于微胶囊化花色苷，花色苷的热降解更加显著，即高温状态微胶囊化的花色苷的热稳定性更高，可能是微胶囊化的花色苷受海藻酸钠壁材的保护其结构未被直接破坏。
进一步的，以加热时间为横坐标，-Ln(Ct/C0)为纵坐标回归拟合直线如图11-12，通过线性回归分析，可以得知-Ln(Ct/C0)与时间呈良好的线性关系，花色苷和花色苷微胶囊的光照降解动力学均符合一级动力学反应，其降解动力学参数如表11所示。
表11花色苷、花色苷微胶囊粉的热降解动力学参数
如图12-13所示，随温度的升高，花色苷和花色苷微胶囊粉的一级反应速率常数k值均增大，而半衰期t1/2(h)均减小，表明花色苷及花色苷微胶囊在高温状态下热稳定性下降且热降解速率快；在相同温度条件下，花色苷微胶囊的热降解速率常数k(0.040938)比花色苷(0.077732)小，而半衰期t1/2(h) (16.93h)比花色苷的半衰期t1/2(h)(8.92h)大，说明微胶囊化的花色苷在高温状态下比花色苷更稳定，同时体现出微胶囊化包埋花色苷的有效性。
3.7花色苷微胶囊粉在模拟人胃肠消化环境中的稳定性
由图14可知，花色苷、花色苷微胶囊粉经过人工模拟胃液的消化后，均发生了不同程度的降解。经过2h胃液消化后，花色苷和花色苷微胶囊粉的保存率分别为45.3％、83.7％，在人工模拟胃液的酸性条件下，壁材结构稳定能更好的保护芯材，故微胶囊化的花色苷稳定性更高，有更好的缓释效果。有文献记载，微胶囊可以修饰样品结构从而改变释放速率，所以花色苷微胶囊对酸性环境更具抗性，其保存率高于花色苷，并且有一半以上的花色苷能进入肠道环境。
根据现有文献可知，模拟胃消化时间一般采取2h，也可进行0.5-1h或长达5h。由表12可知当样品经过胃消化2h后，样品的保存率趋于稳定，因此以胃消化2h后的去酶样品作为模拟肠消化的初始样品，经过4h人工模拟肠道消化，此时人工模拟肠液pH＝6.8。由图15可知花色苷和花色苷微胶囊粉在人工模拟肠道环境中发生显著降解，2h胃消化和4h肠消化后，花色苷和花色苷微胶囊粉的保存率分别为0.9％、24.4％，说明微胶囊化对花色苷有较好的控释性能，可抑制花色苷的降解。
表12经过人工模拟消化后花色苷、花色苷微胶囊粉的保存率
通过分析上述实验可知，微胶囊化的花色苷在胃环境(pH＝2.0)中稳定性较强，保存率较高，在人工模拟胃、肠液中花色苷微胶囊粉的稳定性均高于花色苷。
通过比较花色苷微胶囊化前后的光照、温度和人工模拟胃肠液的稳定性，微胶囊化的花色苷的稳定性明显优于花色苷。以海藻酸钠为壁材的保护作用，再结合喷雾干燥微胶囊呈粉末状、质地细腻、流动性好、结构致密的优良特性，在一定程度上隔绝了花色苷与外界环境的接触，延缓了花色苷的释放时。且在实际生产过程中，喷雾干燥可以连续进料、生产效率高且节约成本，适合大规模的连续化生产。
本实验以海藻酸钠为壁材，采用内源乳化法制备湿态花色苷微胶囊，再考察喷雾干燥工艺对微胶囊化湿态花色苷的影响，通过单因素、正交试验获得喷雾干燥花色苷微胶囊的最佳工艺参数为加热器温度120℃、进料速率12r/min、真空压力0.03MPa，花色苷微胶囊的平均粒径为558.2nm，包埋率为 75.12％。
研究结果表明，微胶囊化前后花色苷的光降解稳定性均符合一级反应动力学方程，在避光条件下较光照条件下的保存率更高；且花色苷微胶囊稳定性在光照和避光贮藏条件下均高于花色苷。微胶囊化前后花色苷的热降解稳定性也符合一级反应动力学方程，其保存率均随温度升高而降低，但花色苷微胶囊的温度稳定性高于花色苷。在人工模拟胃肠液中花色苷微胶囊的稳定性均高于花色苷。
本发明以海藻酸钠为壁材，先制备湿态花色苷微胶囊，再考察喷雾干燥工艺对微胶囊化湿态花色苷的影响，通过单因素、正交试验获得喷雾干燥花色苷微胶囊的最佳工艺条件参数为加热器温度120℃、进料速率12r/min、真空压力0.03MPa，花色苷微胶囊粉的平均粒径为558.2nm，包埋率为75.12％。
同时，本发明中微胶囊化前后花色苷的光降解稳定性均符合一级反应动力学方程，在避光条件下较光照条件下的保存率更高；且花色苷微胶囊粉稳定性在光照和避光贮藏条件下均高于花色苷。微胶囊化前后花色苷的热降解稳定性也符合一级反应动力学方程，其保存率均随温度升高而降低，但花色苷微胶囊粉的温度稳定性高于花色苷。在人工模拟胃肠液中花色苷微胶囊的稳定性均高于花色苷。
<实施例5>
本实施例这种提供了一种通过实施例4所述的微胶囊化方法花色苷微胶囊产品在制备食品或保健品或药品或食品添加剂中的用途。
综上可知，本发明中，通过采用改进的工艺参数(包括海藻酸钠：碳酸钙：水、海藻酸钠：花色苷、水相：油相、酸性溶液：碳酸钙比例以及NaCl质量浓度等)优化花色苷的微胶囊化方法，保证花色苷结构稳定性，同时结合优化后的喷雾干燥参数，可显著提高花色苷微胶囊的光照、温度、胃肠消化稳定性。
这里说明的设备数量和处理规模是用来简化本发明的说明的。对本发明的应用、修改和变化对本领域的技术人员来说是显而易见的。且上述实施例1-5中的技术特征可进行任意组合，且组合而成的技术方案均属于本发明的保护范围。
尽管本发明的实施方案已公开如上，但其并不仅仅限于说明书和实施方式中所列运用，它完全可以被适用于各种适合本发明的领域，对于熟悉本领域的人员而言，可容易地实现另外的修改，因此在不背离权利要求及等同范围所限定的一般概念下，本发明并不限于特定的细节和这里示出与描述的实例。

Claims (10)

1.提高花色苷稳定性的微胶囊化方法，其特征在于，包括如下步骤：
S1、以海藻酸钠为壁材，按重量比计，按照海藻酸钠：碳酸钙：水＝(2-4)：1：(15-25)分别预备所述海藻酸钠、碳酸钙以及水，再将所述海藻酸钠、碳酸钙加入所述水中溶胀1-2h，以获得壁材凝胶体系；
S2、以花色苷为芯材，将所述壁材凝胶体系与花色苷溶液充分混匀待用，且按照重量比计，海藻酸钠：花色苷＝(12-20)：1，以获得水相；
S3、按体积比计，按照Span80：植物油＝(1-2)：1将所述Span80、植物油进行混合，以获得油相；且按体积比计，按照水相：油相＝(3-5)：1将所述水相、油相进行混合，磁力搅拌进行乳化后获得W/O乳浊液；
S4、调节所述W/O乳浊液pH至酸性，按体积比计，按照W/O乳浊液：缓冲液＝1：(3-5)将所述W/O乳浊液、缓冲液进行混合，静置1-2h后分离油水相以得到液态花色苷微胶囊。
2.如权利要求1所述的微胶囊化方法，其特征在于，所述步骤S1中，按重量比计，海藻酸钠：碳酸钙：水＝3：1：20。
3.如权利要求1所述的微胶囊化方法，其特征在于，所述步骤S2中，按重量比计，所述海藻酸钠：花色苷＝15：1。
4.如权利要求1所述的微胶囊化方法，其特征在于，所述步骤S3中，按体积比计，水相：油相＝4：1。
5.如权利要求1所述的微胶囊化方法，其特征在于，所述步骤S4中，调节所述W/O乳浊液pH至酸性的步骤包括：在所述W/O乳浊液中加入含有酸性溶液的植物油，且按重量比计，所述酸性溶液：碳酸钙＝3：1。
6.如权利要求1所述的微胶囊化方法，其特征在于，所述步骤S4中，所述缓冲液为含有NaCl的磷酸盐缓冲液，且NaCl质量浓度为0.9％。
7.如权利要求1-6任一项所述的微胶囊化方法，其特征在于，所述提高花色苷稳定性的微胶囊化方法还包括：S5、对所述液花色苷微胶囊进行喷雾干燥处理，以获得花色苷微胶囊粉，且喷雾干燥条件为：加热器温度100-130℃、进料速率10-15r/min、真空压力0.02-0.05MPa。
8.如权利要求7所述的微胶囊化方法，其特征在于，所述步骤S2中，所述花色苷的制备过程包括：
S21、将用于提取花色苷的原料干燥、粉碎，并过200-300目筛，以获得原料粉；
S22、按照重量体积比计，将原料粉与提取液按照1：(15-20)混合均匀后加入所述原料粉重量0.02-0.03％的复合酶，以获得提取体系，且所述在提取体系35-45℃条件下超声提取60-90min；按重量计，所述提取液包括：70-75％体积分数85％的乙醇、2-4％的体积分数5％的醋酸、10-12％的蔗糖、10-12％的氯化胆碱；所述超声提取中超声功率为200-400W；所述复合酶由纤维素酶、果胶酶及淀粉酶组成，且按重量份数计。所述纤维素酶：果胶酶：淀粉酶＝1:1:1.5；完成超声提取后进行固液分离，以获得第一滤渣和第一滤液；
S23、在所述第一滤渣中加入其重量5-8倍的体积分数为85％的乙醇、第一滤渣重量0.2-0.3倍的质量分数为3％的柠檬酸溶液，在35-45℃条件下超声提取45-60min；超声提取完成后进行固液分离，以获得第二滤渣和的第二滤液；
S24、合并第一滤液和第二滤液，以获得粗提液，再将所述粗提液于8000-10000rpm条件下进行离心，去除沉淀后获得精提液；将所述精提液依次通过孔径为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05μm的超滤膜、0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤，以获得提取清液；其中，通过孔径为为2-5μm的微滤膜、0.02-0.05μm的超滤膜过滤时的过滤压力均为0.2-0.4MPa，过滤温度均为25-35℃；通过0.001-0.002μm的纳滤膜进行过滤时的过滤压力均为1.5-2.0MPa，过滤温度均为25-35℃；
S25、在所述提取清液中加入其体积1-2倍的体积分数为85％的乙醇，于12000rpm条件下离心15min，弃沉淀后获得的上清液过装有XAD-7HP大孔吸附树脂的柱子，且所述上清液与柱子的体积比为3：1，待大孔吸附树脂形成饱和均匀色带后用体积分数5％的乙醇洗脱大孔吸附树脂以去除杂质；再用1-2个柱体积的体积分数70％的酸性乙醇解吸大孔吸附树脂吸附的色素，至大孔吸附树脂无色为止，收集洗脱液；
S26、洗脱液通过孔径为0.02-0.05μm的超滤膜后，再经高压反渗透膜浓缩，得固形物含量为15-25％的截留浓缩液，其中，经高压反渗透膜浓缩时，所述高压反渗透膜截留分子量为200Da，浓缩温度为25-35℃，压力为3.0-4.5MPa；
S27、将所述截留浓缩液在35-55℃条件下进行真空减压浓缩至乙醇全部脱除，得波美度为3-5°的浓缩液；
以及S28、在所述浓缩液中加入其体积4-5％的体积分数10％的乙酸，并在30-40℃下加热30min，再置于-70℃条件下速冻，然后冷冻干燥，以获得所述花色苷。
9.一种通过权利要求8所述的微胶囊化方法制备获得的花色苷微胶囊产品。
10.一种如权利要求9所述的花色苷微胶囊产品在制备食品或保健品或药品或食品添加剂中的用途。
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