Verfahren zum spezifischen Nachweis von Mikroorganismen durch Polymerase-Kettenreaktion
Die Erfindung betrifft ein Verfahren zum spezifischen Nachweis von Mikroorganismen, insbesondere zu deren Unterscheidung von nahe verwandten Mikroorganismen, in einer Probe durch Polymerase-Kettenreaktion (PCR). Insbesondere betrifft die Erfindung ein Verfahren zum spezifischen Nachweis von Mikroorganismen der Gattung Listeria unterhalb der Artebene sowie Primer, die bei diesem Verfahren eingesetzt werden können.
Durch das Verfahren der Polymerase-Kettenreaktion (polymerase chain reaction, PCR; Saiki et al., Science, 293 (1988), 487-491) werden enzymatisch in vitro spezifische DNA-Bereiche amplifiziert. Diese Amplifizierung erfolgt durch eine Reihe von unterschiedlichen Temperatur-Zeitzyklen, die die Denaturierung der DNA, das Anlagern der Primer (Annealing), die Elongationsphase durch eine DNA- abhängige DNA-Polymerase und eine abschließende Elongation umfassen. Mittels der PCR können bestimmte Bereiche eines mikrobiellen Genoms, die für eine Gruppe oder eine Art von Mikroorganismen spezifisch sind, amplifiziert werden. Der Nachweis dieses Amplifikats zeigt, daß die DNA des Mikroorganismus tatsächlich in der untersuchten Probe vorhanden war.
Voraussetzung für den spezifischen Nachweis eines Mikroorganismus durch PCR ist jedoch, daß diese bestimmten Bereiche eines mikrobiellen Genoms, insbesondere die Bereiche, in denen das Annealing der Primer erfolgt, einmalig sind, also nur in der nachzuweisenden Mikroorganismengruppe oder dem nachzuweisenden Mikroorganismus enthalten sind. Häufig weist jedoch die DNA eines nahe verwandten Mikroorganismus von der DNA-Zielsequenz des nachzuweisenden Mikroorganismus nur eine geringe Abweichung in Form von ein oder zwei Basen auf. Somit ergibt sich häufig das Problem, daß die verwendeten Primer nur schwache Basenfehlpaarungen zur DNA nahe verwandter Nicht-Zielmikroorganismen besitzen und deshalb auch mit der DNA dieser Organismen Amplifikate liefern.
Üblicherweise wurde bislang versucht, nahe verwandte Mikroorganismen während des Nachweisverfahrens dadurch zu diskriminieren, daß die Bedingungen während der PCR stringenter eingestellt werden, beispielsweise durch eine Temperaturerhöhung während der Annealing-Phase. Bei einer erhöhten Temperatur bindet dann der Primer nur an die spezifische Zielregion, nicht aber an die DNA- Region, die ein oder zwei Basen Fehlpaarungen im Vergleich zur DNA-Zielregion besitzt. Nachteilig an einer derartigen Temperaturerhöhung ist jedoch, daß auch die Bindung des Primers an die spezifische DNA-Zielregion geschwächt wird und dadurch eine Amplifikation des DNA-Zielbereiches verhindert werden kann.
Ferner sind schwache Basenfehlpaarungen in der Mitte des zu bindenden Bereichs oder am 5 '-Ende des Primers für einen spezifischen Nachweis nachteilig, da bei der Verlängerung des 3 '-Endes des Primers ein vollständiges Binden des Primers an die Zielstelle nicht notwendig ist. So kann beispielsweise bei einer Basenfehlpaarung im 5'-Bereich oder im mittleren Bereich des Primers der Primer zwar nur teilweise binden, aber trotzdem am 3 '-Ende verlängert werden, da es unerheblich ist, ob das nicht zu verlängernde Ende am 5 '-Ende an die Zielregion bindet oder nicht bindet und damit absteht.
Somit ist es eine wesentliche Aufgabe der vorliegenden Erfindung, ein Verfahren bereitzustellen, mit dem Mikroorganismen durch PCR-Reaktion hochspezifisch und schnell nachgewiesen und dabei auch von naheverwandten Mikroorganismen unterschieden werden können. Ein derartiges Verfahren ist insbesondere zum Nachweis von Mikroorganismen wünschenswert, bei denen die einzelnen nahe verwandten Arten bzw. Stämme unterschiedliche Eigenschaften, wie zum Beispiel eine unterschiedliche Virulenz, aufzeigen.
So werden beispielsweise für einzelne Stämme der Art Listeria monocytogenes bedeutende Unterschiede in der Virulenz postuliert (z.B. Munk et al, Microb. Pathogen., 5 (1988), 49). Die Gattung Listeria besteht nach herkömmlicher
Definition aus bei 20°C beweglichen Gram-positiven, Katalase-positiven, Oxidase- negativen Stäbchen. Anhand von 16S-rRNA-Sequenzen wurde gezeigt, daß sie phylogenetisch den Gram-positiven Bakterien mit niedrigem GC-Gehalt zugeordnet werden können. Listerien zeichnen sich durch eine ubiquitäre Lebensweise aus und können somit zahlreich aus Umweltproben unterschiedlicher Herkunft sowie aus Lebensmitteln isoliert werden (z.B. Geuenich et al., Zbl. Bakt. Hyg., 179 (1984), 266-273).
Bislang sind sechs Arten der Gattung Listeria beschrieben, von denen L. ivanovü nur bei Tieren eine Listeriose hervorruft, während L. monocytogenes humanpathogen ist. Dagegen handelt es sich bei den vier weiteren Vertretern der Gattung, L. innocua, L. welshimeri, L. seeligeri und L. grayi um nicht-pathogene Organismen.
Als Vertreter der psychrotrophen „Kühlschrankflora" geht von L. monocytogenes ein erhebliches Infektionsrisiko bei gekühlten Lebensmitteln aus (Hof et al., The role of Listeria monocytogenes and other Listeria spp. in foodborne infections, 2nd world congress on foodborne infections and intoxifications, Berlin, 1986). Infektionserkrankungen, die von Listerien ausgelöst werden, sind deshalb häufig auf kontaminierte Nahrung, vor allem auf infiziertes Geflügel, Milchprodukte und rohes Gemüse zurückzuführen (z.B. Beckers et al., The occurence of Listeria in Food, In: Foodborne listeriosis, Behr-Verlag, Hamburg, 1989). Weitere Infektionswege sind Kontaminationen mit Listerien in Lebensmittel-verarbeitenden Betrieben (Nesbakken et al., Int. J. Food Microbiol., 31 (1996), 161 -171) und infizierte Tiere (Jensen et al. , Int. J. Food Microbiol, 32 (1996), 209-216). So wurde ein möglicher Infektionsweg über Kühe beschrieben, die aufgrund einer Listeriose die Symptome einer Mastitis entwickelten, wobei durch diese Infektion indirekt eine Kontamination der Milch hervorgerufen wird.
Während eine Infektion mit L. monocytogenes in den meisten Fällen asymptomatisch verläuft, oder sich in leichten grippeähnlichen Symptomen wie Fieber oder
Erbrechen äußert, können bei Kleinkindern und Säuglingen, schwangeren Frauen oder immunsupprimierten Personen, wie beispielsweise Transplantations-, Krebsoder HIV-Patienten, aufgrund einer Dissemination der Erreger im Körper schwere Komplikationen auftreten (z.B. Albritton et al, Clin. Invest. Med., 7 (1984)). In diesem Zusammenhang werden oftmals eine Blutvergiftung sowie Infektionen mit der Leber und Milz beobachtet. Da L. monocytogenes sowohl die Blut-Hirn- Schranke als auch die plazentale Barriere überwinden kann, rufen die Erreger außerdem Gehirnerkrankungen wie Meningitis und Encephalitis hervor und führen bei einer transplazentaren Infektion auch zu einer schweren Schädigung des Fötus, dessen unreifes Abwehrsystem die Ausbreitung der Listerien ermöglicht. Die dabei am häufigsten beschriebene Krankheit des ungeborenen Kindes ist die Granulomatosis infantiseptica, die mit verbreiteten Abszessen an Leber, Nieren, Lunge, Milz, Gehirn und der Haut des Embryo in Verbindung gebracht wird (z.B. Southwick et al, N. Eng. J. Med., 334 (1996), 770-776). Bei schwangeren Frauen führt eine Infektion mit L. monocytogenes daher in den ersten
Schwangerschaftsmonaten sehr wahrscheinlich zum Abort des Fötus, während es in späteren Phasen der Schwangerschaft zu Totgeburten kommen kann. Bei der Mutter verläuft die Infektion dagegen oft asymptomatisch oder äußert sich allenfalls in leichten grippalen Symptomen. Aus diesem Grund wird die Infektion meist nicht erkannt oder fehlgedeutet. Die konnatale Listeriose ist nach der Toxoplasmose die häufigste konnatale Infektion.
Insgesamt liegt die anhand von zahlreichen epidemiologischen Studien in den U.S.A. und in Europa ermittelte Letalität der Listeriosen bei symptomatischem Verlauf trotz Therapie bei 30% (Sizmur et al, Lancet, 1 (1988), 1167).
Der Infektionszyklus von L. monocytogenes wird durch das komplexe Zusammenwirken zahlreicher Virulenzgene reguliert. Nach Adhäsion an die eukaryontische Wirtszelle werden die Bakterien - auch von nicht professionell phagozytischen Zellen (beispielsweise Epithelzellen, Hepatozyten; Gaillard et al.,
Inf. Imm., 55 (1987), 2822-2829) - aktiv aufgenommen und befinden sich daraufhin innerhalb einer Vakuole in der Wirtszelle. Dieser erste Schritt der Invasion wird von einer Reihe verschiedener Proteine, den Internalinen (inl) und p60, das vom invasion associated protein (iap)-Gen kodiert wird, initialisiert (Gaillard et al., Cell, 65 (1991 ), 1 127-1 141 ). Listeriolysin O (LLO), ein Hämolysin, verursacht durch die Zerstörung der Vakuole, in der sich die Listerien nach der Infektion befinden, eine Freisetzung der Bakterien ins Cytosol der Wirtszelle. Dort findet durch das Enzym ActA eine Polymerisierung von wirtszelleigenen Actin-Monomeren vorwiegend an einem Pol der Bakterienzellen statt, woraus für die Bakterien eine propellerähnliche Wirkung resultiert. Durch diesen „Kometenschweif" bewegen sie sich mit einer
Geschwindigkeit von bis zu 1 μm/s durch die Wirtszelle und gelangen so auch an die Zellmembran, von wo aus sie durch die Bildung Pseudopodien-ähnlicher Strukturen in die benachbarten Zellen eindringen. In diesen sind sie dann von einer Doppelmembran umgeben. Der Infektionszyklus wird anschließend von einer Phosphatidylcholin- und einer Phosphatidylinositol-spezfischen Phosphohpase C (PC-PLC, plcA, PI-PLC, plcB) geschlossen, welche neben dem Listeriolysin O eine Zerstörung der Doppelmembran bewirken.
Bislang sind zur Charakterisierung von L. monocytogenes nur aufwendige Isolierungsprozeduren bekannt, bei der zumeist über verschiedene
Anreicherungsmedien Listerien isoliert und anschließend in Reinkultur gebracht werden müssen (Lovett et al., Assoc. Off. Anal. Chem., 71 (1988), 658-660). Für die ebenfalls herkömmlich verwendeten serologischen und biochemischen Verfahren sind ebenfalls Listerien-Reinkulturen notwendig, so daß diese Nachweise einen Zeitaufwand von bis zu 4 Wochen erfordern.
Zur Unterscheidung verschiedener L. monocytogenes Stämme wurden in den letzten Jahren u.a. in Studien der WHO zahlreiche weitere Verfahren entwickelt. Von besonderer Bedeutung ist dabei das Verfahren der Serotypisierung (z.B. Seeliger et al., Serotyping of Listeria monocytogenes and Related Species, in: T. Bergen and
J.R. Norris (Hrsg.), Methods in Microbiology, Vol. 13, New York: Academic Press, 31-39, 1979; Schönberg et al., International Journal of Food Microbiology, 32 (1996), 279-287). Dieses Verfahren beruht auf der molekularbiologischen Analyse der O- und H-Antigene von L. monocytogenes und wird als Routinennachweis in diagnostischen Labors verwendet.
Allerdings konnte in einer Studie über die Zuverlässigkeit der Serotypisierung einige der untersuchten Stämme nicht immer eindeutig bestimmt werden (Schönberg et al., supra). So können mit diesem Verfahren bislang nur 13 L. monocytogenes-Subtypen differenziert werden. Da insbesondere der Serotyp 4b von epidemiologischem
Interesse ist, diese Gruppe aber sehr inhomogene Ausprägungen aufzuweisen scheint (Rasmussen et al., Microbiol., 141 (1995), 2053-2061 ; Schönberg et al., supra), ist in diesem Fall eine Kombination mit weiteren Subtypisierungsmethoden zur genaueren Differenzierung des Serovars 4b unumgänglich.
Weitere Methoden basieren auf dem Nachweis anderer genetischer oder phänotypischer Merkmale der einzelnen Stämme. Beispiele hierfür sind die Phagentypisierung (beispielsweise Bannerman et al., Int. J. Food Microbiol., 31 (1996), 245-262), RFLP (restriction fragment length polymorphism; z.B. Saito et ed., Microbiologica, 21 (1998), 87-92), MEE (multilocus enzyme electrophoresis; Flint et al., Int. J. Food Microbiol., 31 (1996), 349-355), die Interaktion von Listerien mit Lektinen (Facinelli et al., J. Clin. Microbiol, 32 (1994), 2929-2935) oder Nachweise von Produkten bestimmter Virulenzgene, die mit spezifischen Antikörpern detektiert werden (Friedrich et al., Nachweis von L. monocytogenes sowie des Genus Listeria mittels p60-spezifischen Antikörpern, Tagung: 36. Arbeitstagung des Arbeitsgebietes Lebensmittelhygiene, Garmisch-Partenkirchen, 26.-29. September 1995, S. 75-80, Offset Köhler KG (Hrsg.)).
Diese zahlreichen Möglichkeiten zur Differenzierung der einzelnen Stämme von L. monocytogenes liefern allerdings nicht immer übereinstimmende und aufgrund ihrer
häufig auf instabilen phänotypischen Ausprägungen basierenden Verfahrensweise häufig schlecht reproduzierbare Ergebnisse. So sind im Stand der Technik bereits eine Reihe von Verfahren beschrieben, die zwischen L. monocytogenes-Slämmen differenzieren, eine Detektion aller bekannten Isolate dieser Art mit einer Methode ist allerdings nicht möglich.
Mit Hilfe der Phagentypisierung können zwar sehr viele verschiedene Phagentypen determiniert werden, es gibt jedoch zahlreiche Isolate, die mit keinem bislang verwendeten Phagenset hinreichend exakt bzw. überhaupt typisiert werden können. Ferner ist dieses Verfahren zahlreichen Schwankungen aufgrund der hohen
Variabilität der Phagen unterworfen und kann nur schlecht reproduziert werden.
Des weiteren sind auf genotypischen Ausprägungen basierende Verfahren bekannt, die allgemein den auf den Phänotyp gerichteten Praktiken bezüglich der Reproduzierbarkeit und Detektierbarkeit zahlreicher Stämme überlegen sind. Hier stellt die Pulsed Field-Gelelektrophorese (PFGE) ein nahezu ideales Mittel zur Stammunterscheidung von L. monocytogenes dar. Allerdings erfordert die PFGE ein relativ hohes Maß an gerätetechnischer Ausstattung und kann daher nicht in jedem Labor durchgeführt werden.
Des weiteren wird bislang in vielen Labors eine Unterscheidung von L. monocytogenes mit Hilfe von Restriktionsendonukleasen vorgenommen, mittels derer alle Listerien erfaßbar und unterscheidbar sind.
Allen diesen im Stand der Technik beschriebenen Verfahren ist gemeinsam, daß sie nur auf Listerien-Reinkulturen angewendet werden können und somit mit diesen Verfahren kein Schnellnachweis von Listerien in Umwelt- oder Lebensmittelproben möglich ist. Es ist jedoch insbesondere bei Patienten, die ein auf Listeriose hindeutendes Krankheitsbild erkennen lassen, von entscheidender Bedeutung, die Ursache der Krankheit möglichst schnell aufzuklären. Deshalb ist es eine wesentliche
Aufgabe der vorliegenden Erfindung, ein Verfahren bereitzustellen, das einen stammspezifischen Nachweis von Listerien auch aus komplexen Proben erlaubt.
Als zeitsparende molekularbiologische Nachweisverfahren wurden in den letzten Jahren u.a. zahlreiche Variationen der Polymerasekettenreaktion (Vaneechoutte et al, Int. J. Syst. Bacteriol, 48 (1998), 127-139; Graham et al, Can. J. Microbiol, 42 (1996), 1 155-1162; Bubert et al, Appl. Environ. Microbiol, 58 (1992), 2625-2632; u.a.), Hybridisierungen auf Nukleinsäureebene und Proteinnachweise mit Hilfe spezifischer Antiköφer sowie unterschiedliche Methoden der Gelelektrophorese, wie beispielsweise die PFGE (z.B. Brosch et al., Int. J. Food Microbiol, 32 (1996), 343- 355), entwickelt.
Ferner sind bereits zahlreiche Untersuchungen über PCR-Nachweise zur Unterscheidung von Listerien und zur Identifizierung von L. monocytogenes aus komplexem Material bekannt (z.B. Wang et al., Appl. Environ. Microbiol, 58 (1992), 2872-2931). Von Interesse sind hierbei Methoden wie die rep-PCR (repetitive element sequence based PCR; Jersek et al., Journal of Clinical Microbiology, 37 (1999), 103-109), RAPD (random amplification of polymoφhic DNA; Wernars et al, Int. J. Food Microbiol, 32 (1996), 325-341) oder die auf RNA- Ebene durchgeführte NASBA-Technik (Nucleic Acid Sequence Based
Amplification; Uyttendaele et al, Int. J. Food Microbiol, 27 (1995), 77-89). Diese Techniken dienen allerdings nur zur Differenzierung der Art L. monocytogenes von den restlichen Arten der Gattung Listeria und können nicht zur Unterscheidung einzelner Stämme innerhalb der Art L. monocytogenes verwendet werden.
Folglich ist es eine weitere wesentliche Aufgabe der Erfindung, reproduzierbare und schnelle PCR- Verfahren zur Unterscheidung einzelner Stämme insbesondere innerhalb der Art L. monocytogenes zu entwickeln, da für diese Stämme bedeutende Unterschiede in der Virulenz postuliert werden (z.B. Munk et al, supra).
Die stammspezifischen Unterschiede in der Virulenz von L. monocytogenes spielen ebenfalls eine wesentliche Rolle bei einem Impfverfahren, bei dem dem zu immunisierenden Patienten mit Hilfe sogenannter DNA-Träger die DNA des Organismus, gegen den er geimpft werden soll, inokuliert wird (Dietrich et al, Nature Biotechnology, 16 (1998), 181-185). Aufgrund der Fähigkeit zur intrazellulären Vermehrung kann L. monocytogenes als DNA-Träger verwendet werden. Bei dieser Methode wird L. monocytogenes mit einem Vektor transformiert, in dem der ausschließlich intrazellulär aktivierte Promotor des actA-Gens vor ein Gen kloniert ist, gegen dessen Genprodukt immunisiert werden soll, so daß das Gen nur innerhalb der Wirtszellen exprimiert werden kann. Ebenfalls unter der Kontrolle des actA-Promotors steht das Gen eines gegen Listerien gerichteten Phagenlysins, das, ebenfalls intrazellulär exprimiert, die Lyse der Bakterien induziert und damit zum einen die Verbreitung der Erreger im Köφer verhindert und zum anderen die Freisetzung der gesamten bakteriellen DNA bewirkt. Diese DNA kann in das Genom der Wirtszellen und auch in Antigen-präsentierende Zellen integrieren, woraufhin sie dort exprimiert wird und damit eine Immunreaktion des Köφers auslöst. Da über die Risiken dieser Methode noch nichts genaues bekannt ist, ist es von großer Bedeutung, zumindest das Risiko einer Sekundärinfektion durch die Trägerorganismen ausschließen zu können. Dafür ist eine genaue Kenntnis der Virulenz des verwendeten Stammes von L. monocytogenes wesentlich.
Es ist daher eine Aufgabe der vorliegenden Erfindung, ein Verfahren bereitzustellen, mit dem Mikroorganismen nachgewiesen werden können und auch von sehr nahe verwandten Mikroorganismen, beispielsweise Mikroorganismen derselben Art, insbesondere von L. monocytogenes, unterschieden werden können und dabei ebenfalls die Vorteile der PCR, insbesondere die schnelle und reproduzierbare Anwendbarkeit auch in komplexen Proben, zu nutzen. Weitere Aufgaben der Erfindung ergeben sich aus der folgenden Beschreibung.
Diese Aufgaben werden durch die Gegenstände der unabhängigen Ansprüche, insbesondere basierend auf der Verwendung von nachstehend beschriebenen Kompetitor-Primern bei dem Nachweisverfahren durch PCR, gelöst.
Vorteilhafte Ausgestaltungen sind in den Unteransprüchen beschrieben.
Diese Aufgabe wird bei dem erfindungsgemäßen Verfahren zum spezifischen Nachweis von Mikroorganismen und zu deren Unterscheidung von nahe verwandten Mikroorganismen in einer Probe durch PCR folgendermaßen gelöst: zusätzlich zu den für den Ziel-Mikroorganismus spezifischen Primern (im folgenden als
Reaktions-Primer bezeichnet) werden für Nichtziel-Mikroorganismen spezifische Primer (im folgenden als Kompetitor-Primer bezeichnet) eingesetzt. Vorzugsweise werden die Reaktions- und Kompetitor-Primer, die bei dem erfindungsgemäßen Verfahren eingesetzt werden, auf Basis von Struktur- und/oder Funktionsgenen der Mikroorganismen entwickelt, wobei diese Gene sowohl artspezifische Bereiche als auch stammspezifische Bereiche aufweisen.
Die Kompetitor-Primer weisen bei einer weiteren bevorzugten Ausführungsform als wesentliches Merkmal am 3 '-Ende ein Didesoxynukleotid an Stelle des Desoxynukleotids auf, wodurch eine Kettenverlängerung durch die Polymerase verhindert wird. Werden diese Kompetitor-Primer mit einer Sequenz, die komplementär zu den Nichtziel-Mikroorganismen ist, dem Reaktionsansatz zugegeben, so binden sie mit einer höheren Spezifität als die Reaktions-Primer an die Nichtziel-Mikroorganismen. Dadurch wird die Anlagerung der Reaktionsprimer an die DNA der Nichtziel-Mikroorganismen und somit die Amplifikation dieser DNA verhindert.
Durch das erfindungsgemäße Verfahren ist der Nachweis von Mikroorganismen und deren Unterscheidung von nahe verwandten Mikroorganismen, insbesondere die Unterscheidung von verschiedenen Stämmen derselben Art eines Mikroorganismus,
möglich, wobei zur Erhöhung der Stringenz eine Temperaturerhöhung über den Temperaturbereich, der für das Binden des spezifischen Primers an seine Zielregion notwendig ist, nicht erforderlich ist. Dadurch wird vermieden, daß durch eine Temperaturerhöhung die Bindung des spezifischen Primers an die Zielregion geschwächt wird und dadurch eine erfolgreiche PCR-Amplifikation nicht möglich ist. Ferner können durch das erfindungsgemäße Verfahren auch schwache Basenfehlpaarungen diskriminiert werden. Des weiteren können Basenfehl- paarungen, die sich in der Mitte der Zielregion bzw. am 5 '-Ende des Primers befinden, diskriminiert werden.
Das erfindungsgemäße Verfahren, im folgenden auch als Kompetitor-PCR bezeichnet, kann insbesondere zum spezifischen Nachweis von Listerien auch unterhalb der Artebene, d.h. auf Stammebene, eingesetzt werden. So gibt es innerhalb der Art L. monocytogenes verschiedene Isolate, die bislang vor allem durch die Methode der Serotypisierung (beispielsweise Schönberg et al, supra) voneinander unterschieden werden konnten, und die wahrscheinlich bedeutende Unterschiede in der Virulenz zeigen.
Ein erster Schritt zur molekularbiologischen Stammunterscheidung von L. monocytogenes stellt die vergleichende Sequenzanalyse geeigneter Gene oder der entsprechenden Proteine dar. Die ribosomale 16S-RNA, die für phylogenetische Untersuchungen ideale Eigenschaften aufweist (Woese, Microbiol. Rev., 51 (1987), 221-271), ermöglicht in der Regel keine Unterscheidung unterhalb des Artniveaus, da hier meist kaum noch Sequenzunterschiede vorliegen.
Eine Möglichkeit, auch innerhalb der Art L. monocytogenes zu differenzieren, ist die vergleichende Analyse von Struktur- und/oder Funktionsgenen und bei pathogenen Mikroorganismen insbesondere von Virulenzgenen (Rasmussen et al, supra), die eine im Vergleich zur RNA erhöhte Variabilität innerhalb der einzelnen Stämme aufweisen. Geeignete Gene für die Entwicklung von Primern, auf deren Basis ein
spezifischen Nachweis von L/ster/α-Mikroorganismen durch PCR auch unterhalb der Artebene möglich ist, sind das iap-Gen, welches für das Protein p60 codiert, das prfA-Gen, welches ein Regulator der Virulenzgene ist, das plcA-Gen, welches für das Protein PC-PLC (Phosphatidylcholin-spezifische Phospholipase C) codiert, das plcB-Gen, welches für das Protein PI-PLC (Phosphatidylinositol-spezifische Phospholipase C) codiert, das actA-Gen, welches für das Protein ActA (Aktin- polymerisierendes Enzym) codiert, sowie das hlyA-Gen, welches für Listeriolysin (Hämolysin) codiert, das die Zerstörung der Vakuole der Wirtszelle bewirkt.
Ein weiterer wesentlicher Gegenstand der vorliegenden Erfindung sind somit die vorstehend beschriebenen DNA-Primer, die auf der Basis von Struktur- und/oder Funktionsgenen der Mikroorganismen, insbesondere von Listeria, entwickelt worden sind, wobei die Gene sowohl artspezifische Bereiche als auch stammspezifische Bereiche aufweisen.
Die erfindungsgemäßen Reaktions- und Kompetitor-Primer zum Nachweis von I/sterzα-Mikroorganismen unterhalb der Artebene sind insbesondere auf der Basis von Struktur- und/oder Funktionsgenen von Listeria, umfassend iap, prfA, plcA, plcB, actA und hlyA, entwickelt worden.
Bei einer besonders bevorzugten Ausführungsform der vorliegenden Erfindung wird das iap-Gen aus L. monocytogenes zur Entwicklung der erfindungsgemäßen Primer herangezogen, da es aufgrund seiner Struktur, die neben konservierten Regionen auch hochvariable Bereiche aufweist, ein ideales Molekül zur Unterscheidung von Mikroorganismen der Gattung Listeria auch unterhalb des Artniveaus ist.
Das vom iap-Gen kodierte Protein p60 ist in allen Arten der Gattung Listeria vorhanden und liegt in Listerienkulturen in großen Mengen extrazellulär vor. In geringen Mengen ist es auch an die Zellmembran gebunden (Ruhland et al, J. Gener. Microbiol, 139 (1993), 609-616). Die anhand von SDS-Polyacrylamid-
gelelektrophoretischer Auftrennung ermittelte Größe liegt bei 60 kDa , während die theoretisch bestimmte Größe des prozessierten Proteins mit 47,5 kDa bedeutend kleiner ist (Köhler et al, Inf. Imm., 58 (1990), 1943-1950). Diese Beobachtung ist auf die veränderte Wanderungsgeschwindigkeit von p60 im elektrischen Feld aufgrund des hohen isoelektrischen Punkts von etwa 9,5 zurückzuführen (Köhler et al, supra). Die Ursache des hohen isoelektrischen Punkts ist die große Anzahl positiv geladener Aminosäuren, insbesondere von Lysin und Arginin.
Die Bedeutung von p60 im Infektionszyklus der Bakterien liegt - zusammen mit den Internalinen - in der Adhäsion der Bakterien an die Wirtszelle. Aufgrund seiner zusätzlichen Aktivität als essentielle Mureinhydrolase ist p60 auch an späteren Schritten der Zellteilung beteiligt und ist damit als housekeeping-Protein von zusätzlicher Bedeutung (Wuenscher et al, J. Bacteriol, 175 (1993), 3491-3501). Im iap-Gen mutierte Listerien, sog. Down-Mutanten, exprimieren nur noch eine geringe Menge an p60 und zeigen als filamentöse Formen, die nur durch Septen voneinander getrennt sind, eine deutlich veränderte Moφhologie. Solche Mutanten, sog. R- Mutanten aufgrund ihrer veränderten Koloniemoφhologie, sind avirulent (Köhler et al, supra; Bubert et al, supra) und können im Zellkulturmodell in verschiedene Zelllinien, wie z.B. nicht-phagozytische 3T6-Mausfibroblasten nicht eindringen.
In diesen vorstehend genannten Studien wurden anhand von Sequenzanalysen einzelne Bereiche des p60-Proteins mit charakteristischen Merkmalen beschrieben (siehe Abbildung 1). So sind innerhalb dieses Proteins bei den Arten L. monocytogenes und L. innocua hochvariable Bereiche zu finden, die eine immer wiederkehrende Folge von Threonin-Asparagin (TN)-Einheiten, getrennt durch ein PSK (Pro-Ser-Lys)-Motiv, aufweisen. Die variablen Bereiche unterscheiden sich in der Anzahl der TN-Einheiten und erlauben somit eine Stammunterscheidung der Art L. monocytogenes aufgrund der damit verbundenen Längenpolymoφhismen des für das p60-Protein codierenden iap-Gens. Das N-terminale Signalpeptid sowie weitere Bereiche am N-Terminus und am C-Terminus sind dagegen hochkonserviert. Die
entsprechenden DNA-Bereiche können somit zur Unterschiedung innerhalb der Gattung Listeria herangezogen werden. Die zentrale Domäne des iap-Gens der vier weiteren Arten der Gattung, L. welshimeri, L. seeligeri, L. ivanovii und L. grayi, umfaßt an Stelle der repetitiven TN-Einheiten eine 54 Aminosäuren lange Insertion (Bubert et al, supra).
Das erfindungsgemäße Verfahren wird im folgenden am Beispiel des Nachweises von Z/ster/α-Mikroorganismen veranschaulicht, es ist jedoch für sämtliche Arten von Mikroorganismen für den Fachmann ohne weiteres entsprechend durchführbar.
Im Rahmen der vorliegenden Erfindung wurde das iap-Gen von 34 verschiedenen L. monocytogenes-Stämmen analysiert. Auf der Basis der gewonnen Daten wurde eine Datenbank erstellt, in die neben den iap-Sequenzen von 34 L. monocytogenes- Stämmen auf die vollständigen iap-Sequenzen von L. grαyi, L. welshimeri, L. innocuα, L. ivanovii und von vier Stämmen der Art L. seeligeri aufgenommen wurden. Dabei konnte anhand des iap-Gens eine eindeutige und stabile Zuordnung der L. monocytogenes-Stämme zu drei distinkten Gruppen vorgenommen werden. Diese Gruppen werden im folgenden als Cluster oder Genovare bezeichnet (siehe Abbildung 2).
Alle bislang bekannten L. monocytogenes-Stämme konnten einem der drei identifizierten Genovare zugeordnet werden, wobei hochvirulente Stämme bislang nur dem Cluster II zugeordnet werden konnten. Eine Abschätzung der Virulenz hinsichtlich der Cluster I und III kann noch nicht getroffen werden.
Die im Stand der Technik bekannten PCR-gestützten Nachweise für L. monocytogenes (z.B. Bubert et αl., supra; Deneer et αl., Appl. Environ. Microbiol, 57 (1991), 606-609; Graham et αl., supra) können nur auf artspezifischer Ebene angewendet werden und erlauben keine exaktere Differenzierung von L. monocytogenes-Stämmen. Auf der Basis der iap-Sequenzen der jeweiligen Stämme
konnten nun überraschenderweise clusterspezifische Primer entwickelt werden, mit deren Hilfe eine spezifische Detektion der drei L. monocytogenes-C uster ermöglicht wurde. Damit ist durch die erfindungsgemäßen Primer eine Differenzierung nahe verwandter Stämme unterschiedlicher Cluster mittels einer cluster spezifischen PCR möglich.
Mit dem erfindungsgemäßen Verfahren zum spezifischen Nachweis von Mikroorganismen und deren Unterscheidung von nahe verwandten Mikroorganismen in einer Probe konnte die DNA eines L. monocytogenes-Stammes auch in einem DNA-Gemisch identifiziert werden. Da die Clusterbildung der L. monocytogenes- Stämme sehr wahrscheinlich mit Virulenzunterschieden korreliert, können mit der erfindungsgemäßen Kompetitor-PCR auf schnellstem Wege zum einen Listerien nachgewiesen werden, und zum anderen kann die Virulenz des die Symptome eines Patienten verursachenden Keims abgeschätzt werden. Dies führt zu einer bedeutenden Erleichterung der Diagnose und Therapie entsprechender Krankheiten.
Somit können die erfindungsgemäßen Primer bei einem weiteren Aspekt der vorliegenden Erfindung zur Diagnose von bakteriellen Infektionen, insbesondere von Listeria-Infektionen, verwendet werden.
Erfindungsgemäß wird ein in v/tro-Verfahren zur DNA-Amplifikation bereitgestellt, das sich von den bisher bekannten PCR-Verfahren durch die Möglichkeit der Unterscheidung von Mikroorganismen auch unterhalb der Artebene unterscheidet. Die Entwicklung Genovar-spezifischer Primer für die Spezies L. monocytogenes, mittels derer auch unterhalb der Artebenen noch eine Differenzierung möglich ist, basiert auf der Erstellung einer umfangreichen iap-Datenbank. Damit lassen sich erfindungsgemäß L. monocytogenes-lsolate einem der drei vorstehend beschriebenen Genovare zuordnen.
Aufgrund der umfangreichen iap-Sequenzanalyse verschiedener L. monocytogenes- Isolate wurden bei der vorliegenden Erfindung vier Stellen innerhalb des iap-Gens bestimmt, die für die Entwicklung spezifischer Primer für jedes Genovar geeignet sind. In der folgenden Tabelle 1 sind die anhand des Alignments entwickelten erfindungsgemäßen PCR-Reaktionsprimer aufgeführt:
Tabelle
Auch von der Erfindung umfaßt sind solche Primer, die sich von den in Tabelle aufgeführten Primern in bis zu drei Basen unterscheiden, aber dennoch eine spezifische Hybridisierung und Amplifizierung gewährleisten.
Aufgrund der hohen Ähnlichkeit der iap-Sequenzen zwischen den drei ermittelten L. mottocytogenes-Entwicklungslinien weisen die Primer oft nur wenige und schwache Basenfehlpaarungen zu den entsprechenden Binderegionen der jeweiligen Nicht- Zielcluster auf und führen deshalb zur Bildung unspezifischer PCR-Produkte mit der DNA der entsprechenden Stämme. Um diesem Problem zu begegnen, wurden bei dem erfindungsgemäßen Verfahren Kompetitor-Primer eingesetzt, die keine
Basenfehlpaarung zu den entsprechenden Binderegionen der Nicht-Zielorganismen aufweisen. Ein wesentliches Merkmal dieser Kompetitoren ist ein Didesoxynukleotid
an ihrem 3'-Ende. Binden nun die Kompetitoren an die entsprechende Binderegion der Nicht-Zielorganismen, wird die Bindungsstelle blockiert, und die PCR- Reaktionsprimer mit ihren schwachen Basenfehlpaarungen können nicht mehr unspezifisch binden. Eine Kettenverlängerung des Kompetitor-Primers ist aufgrund des 3'-Didesoxynukleotids nicht möglich. Die Bildung eines unspezifischen PCR- Produkts wird somit verhindert. Die Sequenzen der erfindungsgemäßen Kompetitor- Primer sind in Tabelle 2 aufgeführt, wobei K für G oder T, Y für C oder T, W für A oder T, und M für A oder C steht und die mit * markierten Basen Didesoxynukleotide sind. Bei den Kompetitor-Bezeichnungen bestimmt die römische Zahl vor dd (dd: Didesoxy) die Cluster, die mit Hilfe dieser Kompetitoren detektiert werden sollen, während die römische Zahl hinter dd für die Cluster steht, an welche die Kompetitoren binden sollen.
Tabelle 2
Auch von der Erfindung umfaßt sind solche Primer, die sich von den in Tabelle 2 aufgeführten Primern in bis zu drei Basen unterscheiden, aber dennoch eine spezifische Kompetition gewährleisten.
Die nachfolgenden Beispiele dienen der Erläuterung der vorliegenden Erfindung, ohne diese in irgendeiner Weise einzuschränken.
Beispiel 1 : Nachweis der drei Genovare der Listeria monocytogenes-Stämme
a) Enzymatische Markierung von Oligonukleotiden am 3'-Ende mittels terminaler Transferase Für die Durchführung der Kompetitor-PCR wurden als Kompetitor-Primer
Oligonukleotide eingesetzt, die an ihrem 3'-Ende an Stelle des Desoxynukleotides ein Didesoxynukleotid enthalten. Hierdurch wird eine Kettenverlängerung dieser Kompetitor-Primer verhindert. Da eine chemische Synthese eines Oligonukleotids, welches am 3 '-Ende durch ein Didesoxynukleotid abgeschlossen wird, nicht möglich ist, wurden die erfindungsgemäßen Kompetitor-Primer auf biochemischem Wege durch enzymatische Markierung hergestellt. Dabei wurden durch Digoxygenin markierte oder unmarkierte ddNTPs mittels terminaler Transferase an das 3 '-Ende des Oligonukleotids addiert. Dazu wurden die folgenden Lösungen verwendet:
- Terminale Transferase-Kit (Boehringer, Mannheim)
- Stoplösung: 0,2 M EDTA-Lösung (200 μl)
Glykogen (Sigma, Deisenhofen) (1 μl)
- Lithiumchlorid-Lösung (4 M LiCl)
Alle weiteren verwendeten Lösungen (CoCl2, Tailing Buffer) sind im Terminale Transferase-Kit enthalten.
Der Reaktionsansatz hatte folgende Zusammensetzung:
Oligonukleotid lOO pmol
Tailing Buffer 4 μl
CoCl2 4 μl ddNTP (Boehringer,Mannheim) 1 μl
Terminale Transferase 1 μl (25 Einheiten)
Der Reaktionsansatz wurde vorsichtig gemischt, für 15 min bei 37°C inkubiert und danach sofort auf Eis abgekühlt. Zum Beenden der Reaktion wurde anschließend 2 μl Stoplösung und 2,5 μl 4 M LiCl zugegeben. Zum Ausfällen der Produkte wurden 75 μl Ethanol zugegeben und diese für mindestens 2,5 Stunden oder über Nacht bei - 20°C gefällt. Anschließend wurden die Oligonukleotide für 30 min bei 14000 φm und 4°C zentrifugiert und mit 150 μl 70%> Ethanol gewaschen. Die gefällten und gewaschenen Kompetitoren wurden im Vakuum (SpeedVac, Bachofer, Reutlingen) getrocknet, in 100 μl H2Oreιπst aufgenommen und bei -20°C gelagert.
b) Durchführung der Kompetitor-PCR
Die Effizienz der PCR ist u.a. von der Konzentration der eingesetzten Menge an Template abhängig. Zur Bestimmung der optimalen Konzentration wurden die PCR- Reaktionen mit variierenden DNA-Konzentrationen von 10 bis 1000 ng/μl (10, 20, 50, 100, 500 und 1000 ng/μl) und mit unverdünnter DNA durchgeführt. Dabei erwies sich eine DNA-Konzentration von 50 ng/μl zum Nachweis der DNA der Mikroorganismen aller drei Cluster als optimal.
Die Spezifität der Reaktionen ist ferner im Falle der Kompetitor-PCR durch das richtige Konzentrationsverhältnis der eingesetzten Kompetitoren zu den eingesetzten
Reaktionsprimern bedingt. Für eine spezifische Reaktion waren unter den gewählten Bedingungen mindestens 3 pmol jedes einzelnen Kompetitors für 50 μl Reaktionsansatz und 15 pmol jedes PCR-Primers notwendig.
Da neben der Annealingtemperatur auch die Konzentration an zweiwertigen Ionen, insbesondere von Mg"+-Ionen von Bedeutung für die Bildung spezifischer PCR- Produkte ist, wurden in diesem Rahmen auch Versuchsreihen zur Bestimmung der jeweils optimalen MgCl2-Konzentration im Reaktionsansatz durchgeführt. Eine mit 40 mM sehr hohe MgCl -Konzentration ergab nach einem Vergleich der PCR- Banden aus einer MgCl2-Reihe mit 15, 20, 25, 30, 35 und 40 mM MgCl2 optimale Ergebnisse für den Nachweis der DNA von Mikroorganismen der Cluster I und II. Ein spezifischer Nachweis der DNA von Mikroorganismen des Clusters III war dagegen nur bei einer MgCl -Konzentration von 25 mM möglich.
Für das Annealing erwiesen sich Temperaturen von 60 bzw. 57°C für den spezifischen Nachweis der DNA von Mikroorganismen der Cluster I und II und von 52°C für den spezifischen Nachweis der DNA von Mikroorganismen des Clusters III als optimal.
Die ebenfalls in mehreren PCR-Experimenten optimierten Elongationszeiten betrugen 20 Sekunden für den spezifischen Nachweis der DNA von Mikroorganismen des Cluster I, 15 Sekunden für den spezifischen Nachweis der DNA von Mikroorganismen des Cluster II und 40 Sekunden für den spezifischen Nachweis der DNA von Mikroorganismen des Cluster III. Die genannten Annealingtemperaturen und Elongationszeiten beziehen sich auf die Verwendung eines Kapillar-PCR-Gerätes (Rapid Cycler Idaho Technologies, Idaho Falls, U.S.A.).
Die Reaktionsbedingungen sind in der folgenden Tabelle 3 dargestellt:
Tabelle 3
c) Eignung der Kompetitoren zur Inhibierung unspezifischer PCR-Produkte Ohne die Verwendung der erfindungsgemäßen Kompetitoren (siehe Tabelle 2) trat bei den PCR-Reaktionen, mittels derer die DNAs von Mikroorganismen der Cluster I und II differenziert werden sollten, unabhängig von der Wahl des PCR-Programms unspezifische Produkte auf. Deren Bildung konnte durch die Verwendung der vorstehend erwähnten Kompetitoren verhindert werden.
In Abbildung 3 ist beispielhaft die gelelektrophoretische Auftrennung von PCR- Reaktionen zum spezifischen Nachweis der DNA von Mikroorganismen des Cluster I mit bzw. ohne die erfindungsgemäßen Kompetitoren abgebildet, die diesen Sachverhalt aufzeigt. Dabei ist ohne den Einsatz der erfindungsgemäßen
Kompetitoren eine schwache unspezifische Bande mit Nicht-Zielorganismen erkennbar (Spur 10). Bei der Verwendung von Kompetitoren (siehe Tabelle 2) konnte die Entstehung dieses PCR-Produkts unterdrückt werden (Spur 5). Eine Erhöhung der Annealingtemperatur allein brachte nicht den gewünschten Erfolg, da bei zu hohen Temperaturen auch die Bildung spezifischer Produkte inhibiert wurde (nicht in Abbildung 3 dargestellt).
Dabei wurde der folgende Ansatz mit einem Kapillar-PCR-Gerät (Rapid Cycler Idaho Technologies) durchgeführt. MgCl und lOx BSA wurden von ebenfalls von Rapid Cycler Idaho Technologies bezogen. Die verwendeten Desoxynukleotidtriphosphate wurden von Pharmacia (Uppsala, Schweden), und die Polymerase wurde von Promega (Madison, USA) bezogen.
Standardansatz für eine Reaktion ohne Kompetitoren: Chemikalie Endkonzentration Volumen lO BSA 5 μl
10x MgCl2 (25 mM) 5 μl lOx dNTPs (2,5 mM) 5 μl
Primer-V (15 pmol) l μl
Primer-R (15 pmol) l μl
H*)Orpinst ad 50 ul
Taq-Polymerase 0,3 μl
DNA (50 ng) 3 μl rdansatz für eine Reaktion mit Kompetitoren:
Chemikalie Endkonzentration Volumen lOx BSA 5 μl
10x MgCl2 (25-40 mM) 5 μl lOx dNTPs (2,5 mM) 5 μl
Primer-V (15 pmol) l μl
Primer-R (15 pmol) l μl je 3 pmol Kompetitor-Primer x μl
H?Oreinst ad 50 ul
Taq-Polymerase 0,3 μl DNA (50 ng) 2 μl
Programmierung des Thermocyclers
Primeφaar iap-412-I-V/iap-1047-I-R (spezische PCR für Cluster I) Einleitende Denaturierung 94°C 4 min Denaturierung 94°C 20 s Annealing 60°C 15s 55 Zyklen Elongation 72°C 20 s Abschließende Elongation 72°C 1 min
Primeφaar iap-820 II-V/iap-1047-II-R (spezifische PCR für Cluster II) Einleitende Denaturierung 94°C 4 min
Denaturierung 94°C 20 s Annealing 57°C 15 s 35 Zyklen Elongation 72°C 15s Abschließende Elongation 72°C 1 min
Primeφaar iap-217-III-V/iap- 1047-III-R (spezifische PCR für Cluster III) Einleitende Denaturierung 94°C 4 min Denaturierung 94°C 20 s Annealing 52°C 15s 35 Zyklen Elongation 72°C 40s
Abschließende Elongation 72°C 1 min
Die erhaltenen PCR.-Produkte wurden für die Verwendung als Template zur Sequenzierreaktion mit Hilfe des PCR Purification-Kit (Qiagen, Hilden, Deutschland) von den weiteren Bestandteilen der PCR-Reaktion wie Primer, Polymerase und Puffersystem abgetrennt. Diese Reinigung beruht auf einer säulenchromatographischen Auftrennung. Alle Puffer und Reagenzien waren im Kit enthalten und wurden entsprechend dem beigelegten Handbuch eingesetzt.
Die Konzentrationsbestimmung der Nukleinsäurelösungen (Clark und Swika, 1977) erfolgte im Spektralphotometer (Beckmann DU 650, München).
Zur qualitativen Analyse der einzelnen Nukleinsäurepräparationen wurde eine horizontale Agarosegelelektrophorese durchgeführt (Elektrophoreseapparatur: Gel Electrophoresis GNA-100, Pharmacia, Uppsala, Schweden; Gelwanne: Typ H3 Elektrophoresewanne 1 1 x 14 cm für 100 ml Gelvolumen, Gibco-BRL, Eggenstein). Dabei wurden im einzelnen folgende Lösungen verwendet:
- Auftragspuffer: 25% (w/v) Ficoll (Sigma, Deisenhofen)
50 mM EDTA 0,5%) (w/v) Bromphenolblau 0,5%o (w/v) Xylencyanol
- TAE-Puffer: 40 mM Tris
10 mM Natriumacetat 1 mM EDTA pH 8,0
- Agarosegel: l-2%ig in TAE-Puffer
- Längenstandard:
75 bp-12,2kb DNA-Leiter (KBL; Boehringer, Mannheim)
Die zu untersuchenden Proben wurden vor der Elektrophorese mit Auftragspuffer versetzt Die Auftrennung der Nukleinsäuren erfolgte bei einer Stromstärke von etwa 130 mA und bei maximal 150 V Spannung für etwa 1 bis 2 Stunden. Anschließend wurde das Gel gefärbt (10 μg Ethidiumbromid/ml H2O, 20 Minuten, Raumtemperatur) und nachfolgend gewässert (10 Minuten, Raumtemperatur). Die Dokumentation der Ergebnisse erfolgte mit einem Videodokumentationssystem
(Cybertech CS-1 Image Documentation System) unter UV-Durchstrahlung (302 nm, Bachofer Transilluminator, Reutlingen) und dem dazugehörigen Image Capture Computer (ICC/4).
Für die Isolierung von DNA-Fragmenten aus Agarosegelen wurde ein Reinigungskit verwendet (DNA Gel Extraktions Kit, Boehringer, Mannheim, Deutschland) entsprechend den Angaben des Herstellers.
Abbildungen Abbildung 1 : Schematischer Aufbau des iap-Gens, gesamte Länge: 1454 bp bei L. monocytogenes EGD.
Abbildung 2: Nach dem Neighbour Joining- Verfahren (Woese, supra) anhand des iap-Gens entwickeltes, auf Nukleinsäuresequenzen basierendes Dendrogram aller Listeria- Arten, davon 34 L. monocytogenes-Stämme; ohne Verwendung eines Filters.
Abbildung 3: Spezifische PCR für Cluster I; Spuren 1 , 6 und 1 1 : Längenstandard; Spuren 2 und 7: Negativkontrolle ohne DNA; Spuren 3 und 8: Positivkontrolle mit L. monocytogenes sv 4ab; Spuren 4 und 9: Nachweis von L. monocytogenes sv 4ab aus einem Gemisch mit 5 weiteren Stämmen anderer Cluster; Spuren 5 und 10:
Spezifitätskontrolle mit der DNA zweier Stämme aus Cluster II und III; Spuren 2 bis 5: PCR mit Kompetitoren; Spuren 7 bis 10: PCR ohne Kompetitoren.