EP4351663A1

EP4351663A1 - Trislinker-konjugierte dimere markierungsvorläufer und daraus abgeleitete radiotracer

Info

Publication number: EP4351663A1
Application number: EP22734235.9A
Authority: EP
Inventors: Frank RÖSCH; Marcel Martin; Tilmann Grus; Euy Sung Moon; Chandra Sekhar Bal
Original assignee: Medianezia GmbH
Current assignee: Medianezia GmbH
Priority date: 2021-06-08
Filing date: 2022-06-07
Publication date: 2024-04-17
Also published as: KR20240019301A; AU2022288744A1; DE102021114711A1; BR112023023149A2; AU2022288744A9; DE102021114711B4; CA3222226A1; WO2022258637A1; CN117642190A; JP2024522200A

Abstract

Ein Markierungsvorläufer für Radiotracer mit der Struktur (I) umfasst einen ersten Targetvektor TV1, einen zweiten Targetvektor TV2, eine Markierungsgruppe MG für die Komplexierung oder die kovalente Bindung eines Radioisotops, einen ersten Spacer S1, einen zweiten Spacer S2, einen dritter Spacer S3 und einen Trislinker TL.

Description

Trislinker-konjugierte dimere Markierungsvorläufer und daraus abgeleitete Radiotracer Die vorliegende Erfindung betrifft dimere Markierungsvorläufer und daraus mittels Komplexierung mit einem Radioisotop abgeleitete Radiotracer für die Diagnose und Behandlung von Krebserkrankungen. Der Markierungsvorläufer hat die Struktur TV1—S1—TL—S2—TV2 | S3 | MG worin TV1 ein erster Targetvektor, TV2 ein zweiter Targetvektor, MG eine Markierungsgruppe für die Komplexierung oder die kovalente Bindung eines Radioisotops, S1 ein erster Spacer, S2 ein zweiter Spacer, S3 ein dritter Spacer und TL ein Trislinker ist. Die erfindungsgemäßen Markierungsvorläufer und Radiotracer sind vorgesehen für die bildgebende nuklearmedizinische Diagnostik, insbesondere Positronen-Emissions- Tomographie (PET) und Einzelphotonen-Emissionscomputertomographie (single photon emission computed tomography, SPECT), sowie die Radionuklidtherapie/Endoradiotherapie von Karzinomen und Metastasen diverser Krebsarten. In der nuklearmedizinischen Diagnostik werden Tumorzellen bzw. Metastasen mit Hilfe eines radioaktiven Isotops, wie beispielsweise Gallium-68 (⁶⁸Ga), Technetium-99m (^99mTc) oder Scandium-44 (⁴⁴Sc) markiert und abgebildet. Für metallische Radionuklide des vorstehenden Typs werden komplexbildende Chelatoren eingesetzt. Nicht-metallische Radioisotope, wie Fluor-18 (¹⁸F), Jod-123 (¹²³I), Jod-131 (¹³¹I) und Astat-211 (²¹¹At) werden kovalent gebunden, d.h. es wird kein Chelator benötigt. Im Gegensatz zur Diagnostik werden in der nuklearmedizinischen Therapie höhere Strahlen- dosen eingesetzt, um Tumorgewebe zu zerstören. Hierfür werden beispielsweise Beta-Minus- emittierende Radioisotope, wie Lutetium-177 (¹⁷⁷Lu), Yttrium-90 (⁹⁰Y) und Iod-131 (¹³¹I) oder Alpha-Emitter wie Actinium-225 (²²⁵Ac) verwendet. Alpha- und Beta-Minus-Strahlen haben eine geringe Reichweite im Gewebe. Die geringe Reichweite ermöglicht eine lokalisierte Bestrahlung von Tumoren und Metastasen mit geringer Strahlendosis und Schädigung des umliegenden gesunden Gewebes. In den letzten Jahren gewinnt die Kombination aus Diagnostik und Therapie – in Fachkreisen als Theranostik bezeichnet – zunehmend an Bedeutung. Hierbei kann sowohl für die Diagnostik wie auch die Therapie der gleiche Markierungsvorläufer verwendet werden. Der Markierungsvorläufer wird dabei lediglich mit unterschiedlichen Radioisotopen markiert, z.B. mit ⁶⁸Ga und ¹⁷⁷Lu, so dass PET-Diagnostik und Radiotherapie mit chemisch im Wesentlichen identischen Verbindungen durchführbar sind. Dies gestattet eine Übertragung (Translation) der Ergebnisse der bildgebenden nuklearmedizinischen Diagnose in die nuklearmedizinische Behandlung (Theranostik) mit verbesserter Dosiseinstellung. Durch die Markierungsgruppe ‒ insbesondere durch Chelatoren ‒ werden die Konfiguration und chemischen Eigenschaften eines mit der Markierungsgruppe konjugierten Targetvektors modifiziert und in der Regel dessen Affinität zu Tumorzellen beeinflusst. Dementsprechend muss der Markierungsvorläufer neu evaluiert werden hinsichtlich der Komplexierung mit Radioisotopen und vor allem bezüglich seiner biochemischen und pharmakologischen in vitro- und in vivo-Eigenschaften. Die Markierungsgruppe und ihre chemische Kupplung mit dem Targetvektor sind maßgeblich für die biologische und nuklearmedizinische Potenz des zugehörigen Radiotracers. Nach intravenöser Injektion in den Blutkreislauf reichert sich der mit dem Radioisotop markierte Markierungsvorläufer – im Folgenden auch als Radiotracer bezeichnet – auf bzw. in Tumorzellen oder Metastasen an. Um die Strahlendosis in gesundem Gewebe zu minimieren, werden Radioisotope mit kurzer Halbwertszeit von wenigen Stunden bis wenigen Tagen verwendet. Zusammenfassend lässt sich sagen, dass der Markierungsvorläufer und davon abgeleitete Radiotracer folgende Anforderungen erfüllen müssen: 1. schnelle und effektive Komplexierung bzw. Bindung des jeweiligen Radioisotops; 2. hohe Selektivität für Tumorzellen und Metastasen relativ zu gesundem Gewebe; 3. in vivo-Stabilität, d. h. biochemische Beständigkeit in Blutserum unter physiologischen Bedingungen; 4. hohe Anreicherung im Tumor und etwaigen Metastasen, welches eine präzise Diagnostik und effektive Therapie ermöglicht; 5. geringe Retention und schnelle Ausscheidung aus gesundem Gewebe und dem Blut, um die Dosis und Toxizität für diese Organe zu minimieren. Prostatakrebs Für Männer in den Industrieländern ist Prostatakrebs die häufigste Krebsart und die dritt- häufigste tödliche Krebserkrankung. Das Tumorwachstum schreitet bei dieser Erkrankung nur langsam voran und bei einer Diagnose im frühen Stadium liegt die 5-Jahres-Überlebensrate bei nahezu 100%. Wird die Krankheit jedoch erst entdeckt, nachdem der Tumor metastasiert hat, sinkt die Überlebensrate drastisch. Andererseits kann ein zu frühes und zu aggressives Vorgehen gegen den Tumor die Lebensqualität des Patienten unnötig stark beeinträchtigen. So kann z. B. die operative Entfernung der Prostata zu Inkontinenz und Impotenz führen. Eine sichere Diagnose und Informationen über das Stadium der Krankheit sind essentiell für eine erfolgreiche Behandlung mit hoher Lebensqualität des Patienten. Ein weitverbreitetes Diagnosemittel neben dem Abtasten der Prostata durch einen Arzt ist die Bestimmung von Tumormarkern im Blut des Patienten. Der prominenteste Marker für ein Prostatakarzinom ist die Konzentration des prostataspezifischen Antigens (PSA) im Blut. Allerdings ist die Aussagekraft der PSA-Konzentration umstritten, da Patienten mit leicht erhöhten Werten oft kein Prostatakarzinom haben, jedoch 15% der Patienten mit Prostatakarzinom keine erhöhte PSA-Konzentration im Blut zeigen. Eine weitere Zielstruktur für die Diagnose von Prostatatumoren ist das prostataspezifische Membranantigen (PSMA). Im Gegensatz zu PSA kann PSMA im Blut nicht nachgewiesen werden. Es ist ein membrangebundenes Glykoprotein mit enzymatischer Aktivität. Seine Aufgabe ist die Abspaltung von C-terminalem Glutamat von N-Acetyl-Aspartyl-Glutamat (NAAG) und Folsäure-(poly)-γ-Glutamat. PSMA tritt in normalem Gewebe kaum auf, wird aber von Prostatakarzinomzellen stark überexprimiert, wobei die Expression mit dem Stadium der Tumorerkrankung eng korreliert. Auch Lymphknoten- und Knochenmetastasen von Prostatakarzinomen zeigen zu 40% eine Expression von PSMA. Eine Strategie des molekularen Targetings von PSMA besteht darin, mit Antikörpern an die Proteinstruktur des PSMA zu binden. Im Weiteren werden Liganden eingesetzt, welche die enzymatische Bindungstasche von PSMA adressieren. Die zentrale enzymatische Bindungstasche von PSMA enthält zwei Zn²⁺-Ionen, die Glutamat binden. Der zentralen Bindungstasche ist eine aromatische Bindungstasche vorgelagert. Das PSMA-Protein ist in der Lage sich aufzuweiten und sich an verschiedene Liganden, wie Inhibitoren oder enzymatisch spaltbare anzupassen (induced fit). So bindet PSMA neben NAAG auch Folsäure, wobei die Pteroinsäuregruppe in der aromatischen Bindungstasche andockt. Die Adressierung der PSMA-Bindungstasche mit einem Inhibitor oder Substrat induziert in der Regel eine zelluläre Inkorporation (Endozytose). PSMA-Inhibitoren eignen sich insbesondere als Targetvektoren für bildgebende diagnostische und theranostische Radiopharmazeutika bzw. Radiotracer. Die radioaktiv markierten Inhibitoren docken an die zentrale PSMA-Bindungstasche, wobei sie enzymatisch nicht umgesetzt bzw. gespalten und der Inhibitor/Targetvektor von dem radioaktiven Label nicht gelöst wird. Begünstigt durch Endozytose wird der Inhibitor mit dem radioaktiven Label in die Tumorzelle aufgenommen und darin angereichert. Inhibitoren mit hoher Affinität zu PSMA (Schema 1) enthalten in der Regel ein Glutamat-Motiv und eine enzymatisch nicht spaltbare Struktur. Ein hoch effektiver PSMA-Inhibitor ist 2-Phosphonomethylglutarsäure bzw.2-Phosphonomethylpentandisäure (2-PMPA), in der das Glutamat-Motiv an eine durch PSMA nicht spaltbare Phosphonatgruppe gebunden ist. Im Weiteren werden Harnstoff-basierte PSMA-Inhibitoren eingesetzt, wie beispielsweise in klinisch relevanten Radiotracern des Typs PSMA-11 (Schema 2) und PSMA-617 (Schema 3). Es hat sich als vorteilhaft erwiesen, zusätzlich zu der zentralen Bindungstasche die aromatische Bindungstasche von PSMA zu adressieren. Beispielsweise ist in hoch wirksamen Radiotracern des Typs PSMA-11 das Bindungsmotiv L-Lysin-Urea-L-Glutamat (KuE) über Hexyl (Hexyl-Spacer) an einen aromatischen HBED-Chelator (N,N'-Bis-[2-hydroxy-5-carboxy- ethyl)benzyl)ethylen-diamin-N,N'-diacetat) gebunden. Wird L-Lysin-Urea-L-Glutamat (KuE) hingegen an den nicht-aromatischen Chelator DOTA (1,4,7,10-Tetraazacyclododecan-1,4,7,10-tetraacetat) gebunden, so ist eine verminderte Affinität und Anreicherung in Tumorgewebe zu konstatieren. Um dennoch den DOTA-Chelator für ein PSMA-affines Radiopharmakon mit therapeutischen Radionukliden, wie ¹⁷⁷Lu oder ²²⁵Ac nutzen zu können, muss der Spacer angepasst werden. Mittels gezielter Substitution des Hexyl-Spacers durch verschiedene aromatische Strukturen wurde der Markierungsvorläufer PSMA-617 und der daraus abgeleitete hochwirksame Radiotracer ¹⁷⁷Lu-PSMA-617, der derzeitige Goldstandard, gefunden.

Tumorstroma Maligne Epithelzellen sind Bestandteil vieler Tumore und Tumorarten und bilden spätestens ab einer Größe von 1 – 2 mm ein den Tumor umgebendes Tumorstroma aus. Das Tumorstroma (Tumormikroumgebung bzw. tumor microenvironment, TME) umfasst verschiedene nicht-maligne Arten von Zellen und kann bis zu 90 % der gesamten Tumormasse betragen. Es spielt eine wichtige Rolle bei der Tumorprogression, respektive Tumorwachstum und Metastasierung. Die wichtigsten zellulären Komponenten des Tumorstromas sind die extrazelluläre Matrix inklusive diverser Zytokine, Endothelzellen, Perizyten, Makrophagen, Immunregulationszellen und aktivierte Fibroblasten. Die den Tumor umgebenden aktivierten Fibroblasten werden als krebsassoziierte Fibroblasten (CAF, cancer associated fibroblasts) bezeichnet. Im Laufe der Tumorentwicklung verändern CAFs ihre Morphologie und biologische Funktion. Diese Veränderungen werden durch interzelluläre Kommunikation zwischen Krebszellen und CAFs induziert. Hierbei bilden CAFs eine Umgebung, die das Wachstum der Krebszellen begünstigt. Es hat sich gezeigt, dass allein auf Krebszellen zielende Therapien unzulänglich sind. Effektive Therapien müssen die Tumormikroumgebung und damit auch die CAFs miteinbeziehen. Bei mehr als 90 % aller menschlichen epithelialien Karzinome wird von CAFs das Fibroblasten- Aktivierungs-Protein (FAP) überexprimiert. Daher repräsentiert FAP einen erfolgsver- sprechenden Angriffspunkt für die nuklearmedizinische Diagnostik und Therapie. Analog zu PSMA eignen sich insbesondere FAP-Inhibitoren (FAPI oder FAPi) als Targetvektoren für FAP- Markierungsvorläufer und daraus abgeleitete Radiotracer. Die Rolle von FAP in vivo ist noch nicht vollständig verstanden, jedoch ist bekannt, dass es ein Enzym mit spezieller katalytischer Aktivität ist. Es weist sowohl Dipeptidylpeptidase- (DPP) als auch Prolyloligopeptidase- Aktivität (PREP) auf. Dementsprechend kommen Inhibitoren in Betracht, welche die DPP- und/oder die PREP-Aktivität von FAP hemmen. Entscheidend ist die Selektivität des Inhibitors gegenüber anderen ähnlichen Enzymen wie den Dipeptidylpeptidasen DPPII, DPPIV, DPP8 und DPP9, sowie gegenüber Prolyloligopeptidase (PREP). Bei Krebsarten, bei denen sowohl FAP als auch PREP überexprimiert wird, können jedoch auch Inhibitoren verwendet werden, die keine hohe Selektivität zwischen PREP und FAP aufweisen, sondern beide Enzyme hemmen. Im Jahre 2013 wurde eine hochaffine und hochselektive Inhibitorstruktur entwickelt und publiziert, deren Basis eine modifizierte Glycin-Prolin-Einheit ist, die an ein Chinolin gekoppelt ist (JANSEN et al. ACS Med. Chem. Lett.2013, 4, 491–496). Die betreffende Verbindung (S)-N- (2-(2-Cyanopyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)chinolin-4-carboxamid ist in Schema 4 (links) abgebildet. In nachfolgenden Struktur-Aktivitäts-Studien (SAR) wurden Verbindungen mit verbesserter Affinität und Selektivität gefunden, u. a. das difluorierte Derivat (S)-N-(2-(2- Cyano-4,4'-difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)chinolin-4-carboxamid, kurz UAMC1110, welches in Schema 4 (rechts) abgebildet ist (JANSEN et al. J. Med. Chem.2014, 57 (7), 3053– 3074). UAMC1110 bildet die Grundlage für Targektvektoren diverser FAP-Markierungsvorläufer und -Radiotracer für die nuklearmedizinische Anwendung. In Schema 5 (oben) ist exemplarisch der Markierungsvorläufer FAPI-04 gezeigt (LINDNER et al. J. Nucl. Med.2018, 59 (9), 1415–1422). Schema 5 (unten) zeigt einen weiteren, den Chelator DOTA umfassenden FAP- Markierungsvorläufer. Darin ist der Chelator DOTA über eine 4-Aminobutoxy-, eine Quadratsäure- und eine Ethylendiamin-Gruppe an die Chinolin-Einheit des pharmakophoren FAPi-Targetvektors gekoppelt.

Knochenmetastasen Knochenmetastasen exprimieren Farnesyl-Pyrophosphat-Synthase (FPPS), ein Enzym im HMG-CoA-Reduktase-(Mevalonat)-Weg. Durch die Hemmung von FPPS wird die Produktion von Farnesyl, einem wichtigen Molekül für das Docking von Signalproteinen an der Zellmembran unterdrückt. Als Folge wird die Apoptose von kanzerogenen Knochenzellen induziert. FPPS wird durch Bisphosphonate, wie Alendronat, Pamidronat und Zoledronat inhibiert. Beispielweise wird der Tracer BPAMD mit dem Targetvektor Pamidronat regelmäßig bei der Behandlung von Knochenmetastasen eingesetzt. Als besonders effektiver Tracer für die Theranostik von Knochenmetastasen hat sich Zoledronat (ZOL), ein Hydroxy-Bisphosphonat mit einer heteroaromatischen Imidazol-Einheit erwiesen. Mit den Chelatoren NODAGA- und DOTA-konjugiertes Zoledronat (Schema 6) sind die derzeit potentesten Radio-Theranostika für Knochenmetastasen. Im Stand der Technik ist eine Vielzahl von Markierungsvorläufern für Diagnose und Theranostik von Krebserkrankungen mit radioaktiven Isotopen bekannt. So offenbart WO 2015055318 A1 Radiotracer für die Diagnose und Theranostik von Prostata- oder epithelialen Karzinomen, wie unter anderem, den in Schema 3 gezeigten Markierungs- vorläufer PSMA-617. Monomere Radiotracer mit einem Targetvektor (TV) spielen eine zentrale Rolle in der Nuklearmedizin und verdienen zu Recht die Bezeichnung "Precision Oncology". Seit kurzem werden auch dimere Markierungsvorläufer mit zwei Targetvektoren untersucht. Hierbei wird angenommen, dass ein Radiotracer mit zwei Targetvektoren eine erhöhte Affinität aufweist. Im Stand der Technik sind "lineare" homodimere Markierungsvorläufer mit zwei identischen, jeweils an einen zentralen Chelator gekoppelten Targetvektoren bekannt und erste Studien hierzu stützen diese Hypothese (Zia, N.A. et al. Angw. Chem. Int. Ed.2019, 58, 14991 –14994). In der vorliegenden Erfindung werden erstmals homo- und heterodimere Markierungs- vorläufer bereitgestellt, die zwei gleiche oder zwei voneinander verschiedene Targetvektoren umfassen, die über einen Trislinker (TL) mit einer Markierungsgruppe konjugiert sind. Als Trislinker (TL) dient beispielsweise ein Aminosäurerest, wie insbesondere ein Lysin- oder Glutaminsäurerest. Durch die erfindungsgemäßen Trislinker (TL) sind der Chelator und die Targetvektoren hinsichtlich sterischer und elektronisch induzierter Wechselwirkungen voneinander entkoppelt. Die Kopplung des Trislinkers (TL) mit dem Chelator ist derart ausgebildet, dass sie die Komplexierung mit klinisch relevanten Radioisotopen nicht beeinträchtigt. Hierfür kann auf Kopplungen zurückgegriffen werden, die für monomere Markierungsvorläufer bewährt sind. Die Erfindung ermöglicht eine unabhängige (orthogonale) Optimierung der Radioisotop- Komplexierung, der Affinität sowie der Pharmakokinetik und Pharmakodynamik von homo- und heterodimeren Radiotracern. Demgegenüber erfordern die bekannten linearen, homodimeren Markierungsvorläufer ein aufwendiges und oftmals mit funktionellen Beeinträchtigungen verbundenes Molecular Engineering. Erfindungsgemäße FAP-adressierende Markierungsvorläufer und Radiotracer zeichnen sich darüber hinaus aus durch: 1. Eine hohe Bindungsaffinität zu FAP mit IC₅₀-Werten im nanomolaren und sub- nanomolaren Bereich. 2. Eine außergewöhnliche Bindungsspezifität bezüglich der konkurrierenden Proteasen PREP sowie der DPPIV-Familie wie vor allem DPP4 (Typ II integrales Protein mit intrazellularen und extrazellularen Formen), aber auch DPP8 and DPP9 (intrazellulare Proteine) (Hamson et al., Proteomics Clin. Appl. 2014, 8, 454-463). Hier liegen die Bindungsaffinitäten der erfindungsgemäßen Verbindungen im mikromolaren Bereich, wodurch das Verhältnis der Bindung zum Target FAP und den konkurrierenden Proteasen meist einen Wert von > 1000 annimmt. Das Verhältnis kann mit Hilfe eines Selektivitätsindex (SI) zwischen den IC₅₀-Werten verdeutlicht werden (s. Tabelle 2). Das reduziert die Akkumulation der radioaktiv markierten erfindungsgemäßen Verbindungen in Geweben außerhalb der Tumormikroumgebung (gesundem Gewebe) signifikant und garantiert einen außerordentlich hohen Kontrast in der molekularen Bildgebung. 3. Eine hohe Hydrophilie (niedriger logD-Wert), welche zu einer geringen Verweilzeit der erfindungsgemäßen Verbindungen im Blut führt. Das garantiert einen außerordentlich hohen Kontrast in der molekularen Bildgebung zwischen den Tumoren und den umliegenden durchbluteten gesunden Gewebe. 4. Eine schnelle Anreicherung und lange Verweilzeit der erfindungsgemäßen Verbindungen in der Tumormikroumgebung. Dies sorgt für eine hohe Strahlendosis, die selbst bei der Anwendung in der Endoradiotherapie mit relativ langlebigen Radioisotopen wie Lutetium-177 und Actinium-225 im Tumor bzw. dessen Umgebung deponiert werden kann. 5. Ein geringe Verweilzeit der erfindungsgemäßen Verbindungen im gesunden Gewebe durch eine zügige Elimination über Nieren und Blase. Das garantiert neben einen außerordentlich hohen Kontrast in der molekularen Bildgebung zwischen den Tumoren und den umliegenden durchbluteten gesunden Gewebe auch eine geringe Strahlenbelastung für die Patienten. Darüber hinaus kann das erfindungsgemäße Konzept leicht auf Verbindungen mit zwei unterschiedlichen Targetvektoren angewendet werden. Hier kann beispielsweise ein Knochenmetastasen-adressierender Targetvektor (Bisphosphonat) zusammen mit einem Prostatakrebs-adressierenden Targetvektor (PSMA-Inhibitor) verwendet werden. Dies hat den Vorteil, dass bei Prostatakrebspatienten mit Knochentmetastasen diese besser adressiert werden können als von Radiopharmaka, die nur einen PSMA-Targetvektor haben. Der Grund hierfür liegt in der großen Heterogenität der PSMA-Expression in den Knochenmetastasen von Patienten, sodass diese unter Umständen nur unzureichend mit PSMA-Inhibitor-Strukturen adressiert werden können. Nur in etwa 90% der an einem Prostatakarzinom erkrankten Patienten kommt es zu einer Überexprimierung von PSMA. Dementsprechend sind im Rahmen der Erfindung auch hetero- dimere Markierungsvorläufer mit einem FAP-Targetvektor und einem PSMA-Targetvektor vorgesehen. Derartige heterodimere Markierungsvorläufer adressieren sowohl PSMA exprimierendes Tumorgewebe wie auch Tumor-assoziierte, FAP exprimierende Stromazellen. Somit können auch Prostatakarzinome und -metastasen, die PSMA nicht überexprimieren mittels PET und SPECT detektiert und visualisiert werden. Die vorliegende Erfindung hat die Aufgabe, Markierungsvorläufer und Radiotracer für eine verbesserte Diagnose und Theranostik von Krebserkrankungen bereitzustellen. Insbesondere sollen Markierungsvorläufer und Radiotracer mit erhöhter Selektivität und Spezifizität, effektiver Radioisotop-Komplexierung und -Konjugation sowie schneller Resorption und systemischer Ausscheidung geschaffen werden. Diese Aufgabe wird gelöst durch einen Markierungsvorläufer mit der Struktur TV1—S1—TL—S2—TV2 | S3 | MG worin TV1 ein erster Targetvektor, TV2 ein zweiter Targetvektor, MG ein Chelator oder ein Linker für die Komplexierung oder kovalente Bindung eines Radioisotops, S1 ein erster Spacer, S2 ein zweiter Spacer, S3 ein dritter Spacer und TL ein Trislinker ist. Zweckmäßige Ausführungsformen des erfindungsgemäßen Markierungsvorläufers sind gekennzeichnet durch die nachfolgenden Merkmale in beliebiger Kombination, insoweit sich die Merkmale nicht gegenseitig ausschließen, und denen zufolge: – TV1 und TV2 unabhängig voneinander gewählt sind aus einer der Strukturen [1] bis [43] mit wobei – die Strukturen [1] bis [8] und [43] Peptide bezeichnen; – X = H oder F ist; – Y = H, CH₃, CH(CH₃)₂, C(CH₃)₃ oder (CH₂)_nCH₃ mit n = 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 oder 10 ist; – TV1 gleich TV2 ist (TV1 = TV2); – TV1 und TV2 voneinander verschieden sind (TV1 ≠ TV2); – TV1 die Struktur [13] aufweist; – TV1 die Struktur [14] aufweist; – TV2 die Struktur [13] aufweist; – TV2 die Struktur [14] aufweist; – TV1 und TV2 jeweils die Struktur [13] aufweisen; – TV1 und TV2 jeweils die Struktur [14] aufweisen; – TV1 eine der Strukturen [9] bis [12] und TV2 eine der Strukturen [13] oder [14] aufweist; – TV1 eine der Strukturen [9] bis [12] und TV2 eine der Strukturen [40] oder [41] aufweist; – TV2 eine der Strukturen [9] bis [12] und TV1 eine der Strukturen [13] oder [14] aufweist; – TV2 eine der Strukturen [9] bis [12] und TV1 eine der Strukturen [40] oder [41] aufweist; – S1, S2 und S3 unabhängig voneinander eine Struktur aufweisen, die gewählt ist aus ; und worin A, B, C unabhängig voneinander gewählt sind aus der Gruppe umfassend Amid-, Carbonsäureamid-, Phosphinat-, Alkyl-, Triazol-, Thioharnstoff-, Ethylen-, Maleimid-, Aminosäure-Reste, , , und mit s = 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 oder 10; p, q und r unabhängig voneinander gewählt sind aus der Menge {0, 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20}; – S1, S2, S3 unabhängig voneinander die Struktur aufweisen; – S1, S2, S3 unabhängig voneinander eine Peptidgruppe ist mit der Struktur – S1, S2, S3 unabhängig voneinander eine Dipeptidgruppe ist mit der Struktur – S1, S2, S3 unabhängig voneinander eine Tripeptidgruppe ist mit der Struktur ‒ die Seitenketten R¹, R², R³ peptidischer Spacer S1, S2, S3 unabhängig voneinander gewählt sind aus der Gruppe umfassend ‒H , ‒CH₃ , ‒CH(CH₃)₂ , ‒CH₂CH(CH₃)₂ , ‒CH(CH₃)‒CH₂CH₃ , ‒CH₂‒Phe , ‒CH₂‒Phe‒OH , ‒CH₂SH , ‒(CH₂)₂‒S‒CH₃ , ‒CH₂OH , ‒(CH)(OH)(CH₃) , ‒(CH₂)₄NH₂ , ‒(CH₂)₃NH(C=NH)NH₂ , ‒CH₂COOH , ‒(CH₂)₂COOH , ‒CH₂(C=O)NH₂ , ‒(CH₂)₂(C=O)NH₂ , – MG ein Chelator ist für die Komplexierung eines Radiosisotop aus der Gruppe umfassend 4³Sc, ⁴⁴Sc, ⁴⁷Sc, ⁵⁵Co, ⁶²Cu, ⁶⁴Cu, ⁶⁷Cu, ⁶⁶Ga, ⁶⁷Ga, ⁶⁸Ga, ⁸⁹Zr, ⁸⁶Y, ⁹⁰Y, ⁸⁹Zr, ⁹⁰Nb, ^99mTc, ¹¹¹In, 1³⁵Sm, ¹⁴⁰Pr ¹⁵⁹Gd, ¹⁴⁹Tb, ¹⁶⁰Tb, ¹⁶¹Tb, ¹⁶⁵Er, ¹⁶⁶Dy, ¹⁶⁶Ho, ¹⁷⁵Yb, ¹⁷⁷Lu, ¹⁸⁶Re, ¹⁸⁸Re, ²¹¹At, 2¹²Pb, ²¹³Bi, ²²⁵Ac und ²³²Th; – MG ein Chelator ist, gewählt aus der Gruppe, umfassend H₄pypa, EDTA (Ethylendiamin- tetraacetat), EDTMP (Diethylentriaminpenta(methylenphosphonsäure)), DTPA (Diethylentriaminpentaacetat) und dessen Derivate, NOTA (Nona-1,4,7-triamin-triacetat) und dessen Derivate, wie NODAGA (1,4,7-triazacyclononan,1-glutarsäure,4,7-acetat), TRAP (Triazacyclononan-phosphinsäure), NOPO (1,4,7-triazacyclononan-1,4- bis[methylen(hydroxymethyl)phosphinsäure]-7-[methylen(2-carboxyethyl)phosphin- säure]), DOTA (Dodeca-1,4,7,10-tetraamin-tetraacetat), DOTAGA (2-(1,4,7,10- Tetraazacyclododecan-4,7,10)-pentandisäure) und anderen DOTA-Derivaten, TRITA (Trideca-1,4,7,10-tetraamin-tetraacetat), TETA (Tetradeca-1,4,8,11-tetraamin-tetra- acetat) und dessen Derivate, PEPA (Pentadeca-1,4,7,10,13-pentaaminpentaacetat), HEHA (Hexadeca-1,4,7,10,13,16-hexaamin-hexaacetat) und dessen Derivate, HBED (N,N'- Bis-(2-hydroxybenzyl)ethylen-diamin-N,N'-diacetat) und dessen Derivate wie HBED-CC (N,N'-Bis-[2-hydroxy-5-carboxyethyl)benzyl)ethylen-diamin-N,N'-diacetat), DEDPA und dessen Derivate, wie H₂dedpa (1,2-[[6-(Carboxyl)pyridin-2-yl]methylamin]ethan) und H₄octapa (1,2-[[6-(Carboxyl)pyridin-2-yl]methylamin]ethan-N,N'-diacetat), DFO (Deferoxamin) und dessen Derivate, Trishydroxypyridinon (THP) und dessen Derivate wie H₃THP-Ac und H₃THP-mal (YM103), TEAP (Tetraazycyclodecan-phosphinsäure) und dessen Derivate, AAZTA (6-Amino-6-methylperhydro-1,4-diazepan-N,N,N',N'- tetraacetat) und deren Derivate, wie AAZTA⁵ (5-[(6-Amino)-1,4-diazepan]pentansäure- N,N,N',N'-tetraacetat) DATA^5m (5-[[6-(N-methyl)amino]-1,4-diacetat-1,4-diazepan] pentansäure-N,N',N',-triacetat); Sarcophagin SAR (1-N-(4-aminobenzyl)-3,6,10,13,16,19- hexaazabicyclo[6.6.6]-eicosan-1,8-diamin) und deren Derivate, wie (NH₂)₂SAR (1,8- diamino-3,6,10,13,16,19-hexaazabicyclo [6.6.6]icosane), N4 (3-[(2'-Aminoethyl)amino]- 2-[(2"-aminoethyl) aminomethyl] propionsäure) und anderer N₄-Derivate, PnAO (6-(4-Isothiocyanatobenzyl)-3,3,9,9,-tetramethyl-4,8-diazaundecan-2,10-dion-dioxim) und Derivate, wie BMS181321 (3,3‘-(1,4-Butandiyldiamino)-bis(3-methyl-2- butanon)dioxim), MAG2 (Mercaptoacetylglycylglycin) und dessen Derivate, MAG3 (Mercaptoacetylglycylglycylglycin) und dessen Derivate, wie N₃S-adipat, MAS3 (Mercaptoacetylserylserylserin) und dessen Derivate, MAMA (N-(2-Mercaptoethyl)-2- [(2-mercaptoethyl)amino]acetamid) und dessen Derivate, EC (Ethylendicystein) und dessen Derivate, dmsa (Dimercaptobernsteinsäure) und deren Derivate, DADT (Diaminodithiol), DADS (Diaminodisulfid), N₂S₂-Chelatoren und deren Derivate, Aminothiole und deren Derivate; Salze der vorstehenden Chelatoren; Hydrazinnicotinamide (HYNIC) und Hydrazinnicotinamid-Derivate; – die Markierungsgruppe MG eine Struktur hat, gewählt aus der Gruppe umfassend die Strukturen [44], [45], [46] und [47] mit H ‒ die Markierungsgruppe MG eine Struktur hat, gewählt aus der Gruppe umfassend die Strukturen [48], [49], [50] und [51] mit – MG gleich DOTA (Dodeca-1,4,7,10-tetraamin-tetraacetat) ist; – MG gleich DATA^5m (1,4-Bis(carboxymethyl)-6-[methyl-carboxymethyl-amino]-6- pentansäure-1,4-diazepan) ist; – MG gleich AAZTA (1,4-Bis(carboxymethyl)-6-[bis(carboxymethyl)-amino]-6-pentansäure- 1,4-diazepan) ist; – MG ein Linker für die kovalente Bindung von ¹⁸F, ¹³¹I oder ²¹¹At ist;

– MG ein Linker des Typs mit einer Abgangsgrupp ¹⁸ e X für die Substitution mit F, 1³¹I oder ²¹¹At ist; – MG eine Abgangsgruppe X enthält, die gewählt ist aus einem Rest von Brom (Br), Chlor (Cl) oder Iod (I), Tosyl (Ts), Brosylat (Bs), Nosylat (Nos), 2-(N-Morpholino)ethansulfon- säure (MES), Triflat (Tf) und Nonaflat (Non); – der Trislinker TL gewählt ist aus einer der Strukturen [52] bis [64], mit

– der Trislinker TL gewählt ist aus einer der Strukturen [65] bis [116], mit

In den Peptiden bzw. Strukturformeln [1] bis [8] werden für synthetische Aminosäuren die folgenden Bezeichnungen verwendet: Aph(Hor) = 4–[2,6–Dioxo–hexahydro–pyrimidin–4–carbonylamino]–L–phenylalanin Cpa = 4–Chloro–phenylalanin D-Aph(Cbm) = D–4–Amino–carbamoyl–phenylalanin Pal = 2–, 3– oder 4–Pyridylalanin Eine Markierungsgruppe MG für die kovalente Bindung der Radioisotope ¹⁸F, ¹³¹I oder ²¹¹At umfasst insbesondere eine Abgangsgruppe X, die gewählt ist aus einem Rest von Brom (Br), Chlor (Cl), Iod (I), Tosyl (–SO₂–C₆H₄–CH₃; abgekürzt "Ts"), Brosylat (–SO₂–C₆H₄–Br; abgekürzt "Bs"), Nosylat bzw. Nitrobenzolsulfonat (–OSO₂–C₆H₄–NO₂; abgekürzt "Nos"), 2-(N-Morpho- lino)ethansulfonsäure (–SO₃–(CH₂)₂–N(CH₂)₄O; abgekürzt "MES"), Triflat bzw. Trifluor- methansulfonyl (–SO₂CF₃; abgekürzt "Tf") oder Nonaflat (–OSO₂–C₄F₉; abgekürzt "Non"). Die Erfinder haben überraschend gefunden, dass die vorstehend beschriebenen dimeren Markierungsvorläufer bzw. die daraus abgeleiteten Radiotracer mit zwei Targetvektoren TV1 und TV2 im Vergleich zu monomeren Radiotracern mit einem Targetvektor bei gleicher systemischer Dosis und unspezifischer Anreicherung (off-target exposure) eine deutlich höhere Anreicherung in Tumorgewebe (target exposure) aufweisen. Es wird vermutet, dass diese vorteilhafte Eigenschaft auf eine erhöhte Docking-Wahrscheinlichkeit und/oder Selektivität zurückzuführen ist. Die erfindungsgemäß eingesetzten Targetvektoren TV1 und TV2 weisen eine hohe Bindungs- affinität zu membranständigen Tumormarkern, wie insbesondere PSMA (prostataspezifisches Membranantigen), FAP (Fibroblasten-Aktivierungs-Protein) und FPPS (Farnesyl-Pyro- phosphat-Synthase) auf. Mit den erfindungsgemäßen heterodimeren Markierungsvorläufern und Radiotracern können verschiedene Tumorgewebe und Metastasen adressiert werden. Dies ist vorteilhaft für die Behandlung von Knochenmetastasen, die durch ein Prostatakarzinom induziert sind. Hierfür kommen insbesondere Markierungsvorläufer bzw. Radiotracer mit einem ersten Targetvektor TV1 für PSMA (PSMA-Targetvektor) und einem zweiten osteotropen Targetvektor TV2 für FPPS (FPPS-Targetvektor) in Betracht. Gleichermaßen eignen sich die erfindungsgemäßen Markierungsvorläufer und Radiotracer für die Adressierung des Tumorstromas. Beispielsweise mangelt es bei dreifach negativem Brustkrebs (TNBC, triple negative breast cancer) an spezifischen Rezeptoren auf der Oberfläche kanzerogener Zellen, die eine direkte Adressierung ermöglichen. Hier kommt eine "indirekte" Adressierung des Tumorstromas in Betracht. Bei TNBC umfasst das Tumorstroma krebsassoziierte Fibroblasten (CAFs) und veränderte Endothelzellen (ECs), die FAP und respektive PSMA überexprimieren. Dementsprechend eignen sich sowohl homodimere Vorläufer mit PSMAi-, FAPi oder Bisphosphonate-Vektoren als auch heterodimere Markierungsvorläufer mit einem ersten PSMA-Targetvektor und einem zweiten FAP- Targetvektor für die Diagnose und Behandlung von TNBC. Ähnliches gilt für Prostatakarzinome, die PSMA-negativ sind, d. h. PSMA nicht über- exprimieren, was bei etwa 10 % der Prostatakrebserkrankungen zutrifft. PSMA-negative Tumore und Metastasen können jedoch durch Adressierung des Tumorstromas mithilfe von FAP-Targetvektoren diagnostiziert und behandelt werden. Dementsprechend eignet sich ein heterodimerer Markierungsvorläufer mit einem ersten PSMA-Targetvektor und einem zweiten FAP-Targetvektor für die umfassende Diagnose und Behandlung von PSMA-positiven sowie PSMA-negativen Prostatakrebserkrankungen. Die theranostische Adressierung des Tumorstromas mit Radioisotopen, wie ¹⁷⁷Lu und ²²⁵Ac schädigt unmittelbar die für die Progression essentielle Tumormikroumgebung und bewirkt "indirekte" Strahlenschäden (radiation induced bystander effect, RIBE) in benachbarten Krebszellen. Die Spacer S1, S2 und S3 fungieren als sterische Abstandshalter und pharmakokinetische Modulatoren, welche die biochemische Funktion der Targetvektoren (Bindungsaffinität zum Target), die radiochemische Funktion der Markierungsgruppe (stabile Komplexierung oder Konjugation des Radioisotops) und die Halbwertszeit im Blutserum optimieren (Hydrophilie). Vorzugsweise enthalten die Spacer S1, S2, S3 Strukturelemente, wie z. B. Quadratsäureamide oder andere aromatische Einheiten, welche die Affinität zu PSMA verbessern. Der Trislinker TL schafft die Voraussetzung für die orthogonale, sterisch und pharmako- kinetisch optimierte Kopplung der Markierungsgruppe MG und der beiden Targetvektoren TV1 und TV2 in Analogie zu etablierten monomeren Radiopharmaka mit lediglich einem Targetvektor. Somit ermöglicht die Erfindung die Synthese effektiver Markierungvorläufer und Radiotracer mit hoher theranostischer Potenz. Die Erfindung umfasst Radiotracer, bestehend aus einem der vorstehend beschriebenen Markierungsvorläufer und einem ‒ mit dem Markierungsvorläufer komplexierten Radioisotop, gewählt aus der Gruppe umfassend ⁴³Sc, ⁴⁴Sc, ⁴⁷Sc, ⁵⁵Co, ⁶²Cu, ⁶⁴Cu, ⁶⁷Cu, ⁶⁶Ga, ⁶⁷Ga, ⁶⁸Ga, ⁸⁹Zr, ⁸⁶Y, ⁹⁰Y, ⁸⁹Zr, ⁹⁰Nb, 9^9mTc, ¹¹¹In, ¹³⁵Sm, ¹⁴⁰Pr ¹⁵⁹Gd, ¹⁴⁹Tb, ¹⁶⁰Tb, ¹⁶¹Tb, ¹⁶⁵Er, ¹⁶⁶Dy, ¹⁶⁶Ho, ¹⁷⁵Yb, ¹⁷⁷Lu, ¹⁸⁶Re, 1⁸⁸Re, ²¹¹At, ²¹²Pb, ²¹³Bi, ²²⁵Ac und ²³²Th; oder ‒ mit dem Markierungsvorläufer kovalent gebundenen Radioisotop, gewählt aus der Gruppe umfassend ¹⁸F, ¹³¹I und ²¹¹At. In einer zweckmäßigen Ausführungsform der Erfindung besteht der Radiotracer aus einem der vorstehend beschriebenen Markierungsvorläufer mit – einer Markierungsgruppe MG, die gewählt ist aus der Gruppe umfassend NOTA (Nona- 1,4,7-triamin-triacetat), DATA^5m (5-[[6-(N-methyl)amino]-1,4-diacetat-1,4-diazepan] pentansäure-N,N',N',-triacetat) und NODAGA (1,4,7-triazacyclononan,1-glutarsäure,4,7- acetat); und – der mit dem Markierungsvorläufer komplexierten radioaktiven Verbindung Aluminium[¹⁸F]fluorid (bzw. [¹⁸F]AlF). Im Fall einer als Chelator ausgebildeten Markierungsgruppe MG dient der Chelator zur Markierung (labeling) mit einem Radioisotop, welches gewählt ist aus der Gruppe umfassend ⁴³Sc, ⁴⁴Sc, ⁴⁷Sc, ⁵⁵Co, ⁶²Cu, ⁶⁴Cu, ⁶⁷Cu, ⁶⁶Ga, ⁶⁷Ga, ⁶⁸Ga, ⁸⁹Zr, ⁸⁶Y, ⁹⁰Y, ⁸⁹Zr, ⁹⁰Nb, ^99mTc, ¹¹¹In, ¹³⁵Sm, ¹⁴⁰Pr, ¹⁵⁹Gd, ¹⁴⁹Tb, ¹⁶⁰Tb, ¹⁶¹Tb, ¹⁶⁵Er, ¹⁶⁶Dy, ¹⁶⁶Ho, ¹⁷⁵Yb, ¹⁷⁷Lu, ¹⁸⁶Re, ¹⁸⁸Re, ²¹¹At, ²¹²Pb, ²¹³Bi, ²²⁵Ac und ²³²Th. Dementsprechend umfasst die Erfindung Radiotracer, die aus den vorstehend beschriebenen Markierungsvorläufern durch Komplexierung mit einem Radioisotop erhältlich sind, wobei das Radioisotop gewählt ist aus der Gruppe umfassend ⁴³Sc, ⁴⁴Sc, ⁴⁷Sc, ⁵⁵Co, ⁶²Cu, ⁶⁴Cu, ⁶⁷Cu, ⁶⁶Ga, ⁶⁷Ga, ⁶⁸Ga, ⁸⁹Zr, ⁸⁶Y, ⁹⁰Y, ⁸⁹Zr, ⁹⁰Nb, ^99mTc, ¹¹¹In, ¹³⁵Sm, ¹⁴⁰Pr ¹⁵⁹Gd, ¹⁴⁹Tb, ¹⁶⁰Tb, ¹⁶¹Tb, ¹⁶⁵Er, ¹⁶⁶Dy, ¹⁶⁶Ho, ¹⁷⁵Yb, ¹⁷⁷Lu, ¹⁸⁶Re, ¹⁸⁸Re, ²¹¹At, ²¹²Pb, ²¹³Bi, ²²⁵Ac und ²³²Th. Chelatoren Im Stand der Technik ist eine Vielzahl von Chelatoren für die Komplexierung von Radioisotopen bekannt. In Schema 7 sind Beispiele erfindungsgemäß verwendeter Chelatoren wiedergegeben.

Amidkupplung In der Erfindung werden funktionelle Gruppen, wie der Chelator Chel, die Targetvektor TV1 und TV2, die Spacer S1, S2, S3, und der Trislinker TL vorzugsweise mittels einer Amidkupplungsreaktion konjugiert. In der medizinischen Chemie ist die das Rückgrat von Proteinen bildende Amidkupplung die am häufigsten eingesetzte Reaktion. Ein generisches Beispiel einer Amidkupplung ist in Schema 8 gezeigt. Aufgrund eines praktisch unbegrenzten Satzes leicht verfügbarer Carbonsäure- und Amin- derivate eröffnen Amidkupplungsstrategien einen einfachen Weg für die Synthese neuer Verbindungen. Dem Fachmann sind zahlreiche Reagenzien und Protokolle für Amid- kupplungen bekannt. Die gebräuchlichste Amidkupplungsstrategie beruht auf der Kondensation einer Carbonsäure mit einem Amin. Die Carbonsäure wird hierfür in der Regel aktiviert. Vor der Aktivierung werden verbleibende funktionelle Gruppen geschützt. Die Reaktion erfolgt in zwei Schritten entweder in einem Reaktionsmedium (single pot) unter direkter Umsetzung der aktivierten Carbonsäure oder in zwei Schritten unter Isolierung einer aktivierten "gefangenen" Carbonsäure und Umsetzung mit einem Amin. Hierbei reagiert die Carbonsäure mit einem Kupplungsreagenz unter Bildung eines reaktiven Zwischenprodukts, das isoliert oder direkt mit einem Amin umgesetzt werden kann. Für die Carbonsäureaktivierung stehen zahlreiche Reagenzien zur Verfügung, wie Säurehalogenide (Chlorid, Fluorid), Azide, Anhydride oder Carbodiimide. Zusätzlich können als reaktive Zwischenprodukte Ester wie Pentafluorphenyl- oder Hydroxysuccinimidoester gebildet werden. Aus Acylchloriden oder Aziden abgeleitete Zwischenprodukte sind hochreaktiv. Harsche Reaktionsbedingungen und hohe Reaktivität stehen jedoch häufig einer Anwendung für empfindliche Substrate oder Aminosäuren entgegen. Demgegenüber erschließen Amidkupplungsstrategien, die Carbodiimide wie DCC (Dicyclohexylcarbodiimid) oder DIC (Diisopropylcarbodiimid) nutzen, ein breites Anwendungsspektrum. Häufig, insbesondere bei der Festphasensynthese werden Additive verwendet, um die Reaktionseffizienz zu verbessern. Aminiumsalze sind hocheffiziente Peptidkupplungsreagenzien mit kurzen Reaktionszeiten und minimaler Racemisierung. Mit einigen Additiven, wie beispielsweise HOBt kann die Racemisierung sogar vollständig vermieden werden. Aminiumreagenzien werden äquimolar zur Carbonsäure eingesetzt, um eine überschießende Reaktion mit dem freien Amin des Peptids zu verhindern. Phosphoniumsalze reagieren mit Carboxylat, was in der Regel zwei Äquivalente einer Base, wie beispielsweise DIEA erfordert. Ein wesentlicher Vorteil von Phosphoniumsalzen gegenüber Iminiumreagenzien besteht darin, dass Phosphonium nicht mit der freien Aminogruppe der Aminkomponente reagiert. Dies ermöglicht Kupplungen in äquimolarem Verhältnis von Säure und Amin und hilft, die intra- molekularer Zyklisierung linearer Peptide sowie überschüssigen Einsatz teurer Amin- komponenten zu vermeiden. Eine umfangreiche Zusammenstellung von Reaktionsstrategien und Reagenzien für Amid- kupplungen findet sich in den Übersichtsartikeln: – Analysis of Past and Present Synthetic Methodologies on Medicinal Chemistry: Where Have All the New Reactions Gone?; D. G. Brown, J. Boström; J. Med. Chem.2016, 59, 4443−4458; – Peptide Coupling Reagents, More than a Letter Soup; A. El-Faham, F. Albericio; Chem. Rev. 2011, 111, 6557–6602; – Rethinking amide bond synthesis; V. R. Pattabiraman, J. W. Bode; Nature, Vol.480 (2011) 22/29; – Amide bond formation: beyond the myth of coupling reagents; E. Valeur, M. Bradley; Chem. Soc. Rev., 2009, 38, 606–631. Zahlreiche der erfindungsgemäß verwendeten Chelatoren, wie z. B. DOTA und deren Derivate, weisen eine oder mehrere Carboxy- oder Amingruppen auf. Dementsprechend können diese Chelatoren mithilfe einer der im Stand der Technik bekannten Amidkupplungsstrategien auf einfache Weise mit dem Spacer S3 konjugiert werden. Im Rahmen der vorliegenden Erfindung werden einige Begriffe verwendet, deren Bedeutung nachfolgend erläutert ist. Theranostik: Diagnostik und Therapie von Krebserkrankungen unter Verwendung nuklearmedizinischer Radiotracer mit analogem Targetingvektor. Markierungsvorläufer (Precursor): Chemische Verbindung, die einen ersten und zweiten Targetvektor sowie einen Chelator oder eine funktionelle Gruppe für die Markierung mit einem Radioisotop enthält. Radiotracer: Mit einem Radioisotop markierter Markierungsvorläufer für nuklear- medizinische Diagnostik oder Theranostik, der in geringer Konzentration eingesetzt wird, ohne den Metabolismus eines Patienten zu beeinflussen. Target: Biologische Zielstruktur, insbesondere (membrangebundener) Rezeptor, Protein, Enzym oder Antikörper im lebenden Organismus, an die ein Targetvektor bindet. Targetvektor: Chemische Gruppe bzw. Rest, der als Ligand, Agonist, Antagonist oder Inhibitor für ein biologisches Target (z.B. ein Protein, Enzym oder Rezeptor) fungiert und eine hohe Bindungsaffinität zu diesem Target aufweist. Trislinker: Struktureinheit mit drei funktionellen Gruppen für die Konjugation mit einem ersten, zweiten und dritten Spacer für einen ersten und zweiten Targetvektor und eine Markierungsgruppe. Spacer: Struktureinheit, Gruppe oder Rest, der einen ersten und zweiten Targetvektor sowie eine Markierungsgruppe mit einem Trislinker verknüpft und als sterischer und/oder pharmakokinetischer Modulator fungiert. Beispiele Die Verbindung (S)-6-(4-Aminobutoxy)-N-(2-(2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl) chinolin-4-carboxamid wird im Folgenden als FAPi-NH₂ abgekürzt: Schema 9: Struktur von FAPi-NH₂ = (S)-6-(4-Aminobutoxy)-N-(2-(2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)chinolin-4-carboxamid. Materialien und Methoden: Kernspinresonanzspektroskopie (NMR): Die NMR-Spektren wurden in deuterierten Lösungsmitteln auf einem Avance II 400 (400 MHz) Spektrometer mit einem 5 mm BBFO-Probenkopf (z-Gradient) von Bruker (Rheinstätten, Deutschland) aufgenommen. Die chemischen Verschiebungen δ (in ppm) beziehen sich auf das Protonensignal des deuterierten Lösungsmittels relativ zum Tetramethylsilan-Standard (= 0.00 ppm). Die berechneten Kopplungskonstanten wurden in Hertz (Hz) angegeben. Die Spinmultiplizität wurde wie folgt abgekürzt: s = Singulett, d = Dublett, t = Triplett, q = Quartett und m = Multiplett oder Kombinationen davon. Zur Analyse der Spektren wurde die Software MestReNova 14.2.0 von Mestrelab Research (Santiago de Compostela, Spanien) verwendet. ESI-LC/MS: ESI-LC/MS Massenspektren wurden mit der 1220 Infinity LC von Agilent Technologies, gekoppelt an ein 6130B Single Quadruple LC/MS-System von Agilent Technologies mit einer Agilent Zorbax SB-C18 Säule (21x50 mm, 1.8 µm) mit linearen Gradienten von Acetonitril (ACN) / Milli-Q^® Wasser (H₂O) + 0.05% Ameisensäure (HFo) und einer Flow-Rate von 0.5 mL/min gemessen. ESI-HPLC/MS: HPLC-MS Messungen erfolgten mit einem G6545A Q-ToF von Agilent Technologies mit Elektronensprayionisation gekoppelt an ein 1260 Infinity II HPLC-System (Agilent Technologies) mit G7111B 1260 Quaternary Pump, G7129A 1260 Vialsampler und G7116A Multicolumn Thermostat. Die Trennung erfolgte mit einer Agilent Poroshell 120 EC-C8 Säule (2.1x100 mm, 2.7 µm) mit H₂O + 2% ACN / ACN + 2% H₂O + 0.05% HFo und einer Flow-Rate von 0.1 mL/min. RP-HPLC: Semipräparative Reversed-phase high-pressure liquid chromatography (RP-HPLC) wurde mit LaChrom-HPLC (7000 series) von Merck Hitachi mit L-7100 Pumpe, L-7400 UV-Detektor (λ = 254 nm), einem D-7000 Interface und Autosampler durchgeführt. Die Trennung erfolgte mit einer Phenomenex Synergi Max-RP C18-Säule (250x10 mm, 4 µm) und linearem Gradienten von ACN/ H₂O + 0.1% Trifluoessigsäure (TFA) und einer Flow-Rate von 5 mL/min. Radio-DC: Radio-DCs wurden mit einem CR-35 Bio Test-Imager und der Software AIDA von Raytest ausgewertet. Radio-HPLC: Analytische Radio-HPLC wurden mit einer baugleichen Merck Hitachi LaChrom-HPLC (7000 series) durchgeführt. Die Trennung erfolgte mit Phenomenex Luna C18-Säule (250x4.6 mm, 5 µm) und linearem Gradienten von ACN/H₂O + 0.1% TFA und einer Flow-Rate von 1 mL/min. Die Radio-HPLC ist zusätzlich mit einem analogen Radio-Detektor Ramona von Elysia Raytest ausgestattet, dessen Energiefenster für ⁶⁸Ga-Messungen auf 100-1200 keV und für ¹⁷⁷Lu- Messungen auf 100-250 keV eingestellt. Stabilitätsmessungen: Die Stabilität der jeweiligen markierten Verbindung in Humanserum (HS) und Phosphat- gepufferter Salzlösung (PBS) wurde untersucht (je n=3), indem ca. 10 MBq der Markierungslösung in 0.5 mL HS bzw. PBS für ca.2 Halbwertszeiten (⁶⁸Ga: 2h, ¹⁷⁷Lu: 14 d) bei 37 °C inkubiert wurden. Bestimmung des logD-Wertes (Lipophilie-Messung): Der logD-Wert der jeweiligen markierten Verbindung wurde bestimmt, indem 4x je ca.10 MBq der Markierungslösung mit PBS auf 700 µL verdünnt wurden. Dazu wurden je 700 µL 1-Octanol gegeben und für 2 min stark geschüttelt und anschließend 1 min zentrifugiert. Die organische und wässrige Phase wurden getrennt und je 400 µL isoliert. Es wurden Proben von 3 µL (PBS) bzw. 6 µL (1-Octanol) auf eine DC-Platte getüpfelt. Der Großteil der Aktivität befand sich in der wässrigen Phase. Diese wurde anschließend auf 700 µL verdünnt und zwei weitere Male mit 1-Octanol extrahiert und erneut getüpfelt. Die DC wurde ca. 5 min belichtet und das Integral jedes Spots (Octanol-Phase: I_O, wässrige PBS-Phase: I_W) bestimmt. Bei der Berechnung des logD-Wertes mittels Gleichung (1) wurden die unterschiedlichen Volumen V_O = 6 µL und V_W = 3 µL berücksichtigt: Für die Auswertung wurden jeweils die Werte der 2. und 3. Extraktion der 4 Ansätze gemittelt. In vitro-Assays: Das Enzyme rhFAP (Fibroblasten-Aktivierungs-Protein), PREP (Prolylendopeptidase), DPP4 (Dipeptidylpeptidase IV), DPP8 (Dipeptidylpeptidase VIII) und DPP 9 (Dipeptidylpeptidase IX) wurden vor Nutzung in den in vitro-Assays exprimiert und anschließend aufgereinigt. Die IC₅₀-Messungen wurden mit dem Gerät Infinite 200 (Tecan Group Ltd.) durchgeführt und mit der Software Magellan ausgewertet. Die Daten wurden mittels GraFit 7 ausgewertet, indem ein non-linearer Fit nach folgender Gleichung benutzt wurde, wobei y die verbliebene Enzymaktivität im Vergleich zur nicht-inhibierten Probe, x die finale im Assay verwendete Inhibitor-Konzentration, s der Steigungsfaktor und IC₅₀ die mittlere inhibitorische Konzentration ist. Beispiel 1: FAPi-NH₂ Schema 10 zeigt die Synthese von FAPi-NH₂. 4-Brombutylamin 4-Aminobutanol (5.39 g, 60.47 mmol, 1.00 eq) wurde langsam mit 70 mL 47%iger Bromwasserstoffsäure versetzt und danach für 4 h unter Rückfluss erhitzt. Das Reaktionsgemisch wurde anschließend unter verminderten Druck vollständig eingeengt. Es wurde ein farbloser Feststoff erhalten (13.521 g, 58.04 mmol, 96%). Dieses wurde ohne weitere Aufreinigung direkt in den nächsten Syntheseschritt eingesetzt. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 152.0 (100, [M+H]⁺), 154.0 (98, [M+H]⁺), berechnet für C₄H₁₀BrN: 151.00 [M]. 1H-NMR (400 MHz, MeOD): δ [ppm] = 3.51 (t, J = 6.4 Hz, 2H), 2.98 (t, J = 7.6 Hz, 2H), 2.00 - 1.78 (m, 4H). tert-Butyl-(4-bromobutyl)carbamat 4-Brombutylamin (7.01 g, 30.09 mmol, 1.0 eq.) wurde zusammen mit Di-tert-butyldicarbonat (Boc₂O, 7.34 g, 33.63 mmol, 1.12 eq.) unter Argon in trockenem THF (34 mL) gelöst. Danach wurde TEA (4.6 mL, 36.12 mmol, 1.2 eq.) zugegeben. Zur entstandenen Suspension wurde MeOH (36 mL) zugegeben, bis die Lösung wieder klar wurde und anschließend für 19 h bei RT gerührt. Dann wurde das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und zum Rückstand wurde verdünnte HBr zugegeben, sodass ein pH = 2.5 erreicht wurde. Die wässrige Lösung wurde mit Et₂O (5 × 80 mL) extrahiert und die vereinigten organischen Phasen jeweils einmal mit wenig NaHCO3 und Brine gewaschen und anschließend über Na₂SO₄ getrocknet. Das Lösungsmittel wurde unter vermindertem Druck entfernt. Mittels Säulenchromatographie (CH/EA 5:1) wurde ein farbloser Feststoff (5.08 g, 20.15 mmol, 66%) erhalten. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 196.0 (100, [M-tBu]⁺), 198.0 (100, [M-tBu]⁺), berechnet für C₉H₁₈BrNO₂: 251.05 [M]. ¹H-NMR (400 MHz, CDCl₃): δ [ppm] = 3.36 - 3.21 (m, 4H), 1.86 - 1.76 (m, 4H), 1.43 (s, 9H). Boc-Gly-Pro-CONH₂ (tert-Butyl-(S)-(2-(2-carbamoyl-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2- oxoethyl)carbamat) Boc-Gly-OH (1.38 g, 7.88 mmol, 1.05 eq.) und HBTU (3.12 g, 8.20 mmol, 1.1 eq.) wurden unter Argon in trockenem DCM (8 mL) und DMF (8 mL) gelöst. Danach wurde DIPEA (1.53mL, 8.97 mmol, 1.2 eq.) zugegeben und 1 h bei RT gerührt. In einem weiteren Reaktionsgefäß wurde 4,4-Difluoro-L-prolinamid-hydrochlorid in trockenem DCM (5 mL) und DMF (5 mL) gelöst und ebenfalls mit DIPEA (2.54 mL, 14.90 mmol, 2.0 eq.) versetzt. Die Lösungen wurden zusammengegeben und 19 h bei RT gerührt. Der ausgefallene Niederschlag wurde filtriert und die Mutterlauge wurde über Nacht gekühlt, um die Fällung zu vervollständigen. Die beiden Niederschläge wurden vereinigt. Es wurde ein farbloser Feststoff (1.97 g, 6.41 mmol, 86%) erhalten. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 207.8 (62, [M-Boc+H]⁺), 251.8 (100, [M-^tBu+H]⁺), 307.9 (39, [M+H]⁺), 329.9 (24, [M+Na]⁺), berechnet für C₁₂H₁₉F₂N₃O₄: 307.13 [M]⁺. ¹H-NMR (400 MHz, DMSO-d₆): δ [ppm] = 7.40 (s, 1H), 7.16 (s, 1H), 6.87 (dt, J = 10.4, 5.8 Hz, 1H), 4.45 (dd, J = 9.0 Hz, 1H), 4.15 – 3.85 (m, 2H), 3.86 - 3.63 (m, 2H), 2.81-2.27 (m, 2H), 1.37 (s, 9H). Boc-Gly-Pro-CN (tert-Butyl-(S)-(2-(2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamat) Boc-Gly-Pro-CONH₂ (1.97 g, 6.41 mmol, 1.0 eq.) wurde unter Argon in trockenem THF (50 mL) gelöst und auf 0°C gekühlt. Es wurde Pyridin (4.1 mL, 51.3 mmol, 8.0 eq.) zugegeben. In einem weiteren Reaktionsgefäß wurde TFAA (2.7 mL, 19.2 mmol, 3.0 eq.) unter Argon in trockenem DCM (35 mL) gelöst und langsam unter Rühren zur Reaktionslösung getropft. Es wurde für 3 h bei RT gerührt. Danach wurde 1 M HCl (80 mL) zugegeben und die wässrige Lösung mit DCM (5 × 80 mL) extrahiert. Die vereinigten organischen Phasen wurden jeweils einmal mit wenig Na₂CO₃ und Brine gewaschen und über Na₂SO₄ getrocknet. Das Lösungsmittel wurde im Vakuum entfernt und das Produkt via Säulenchromatographie (CH/EA = 3:2) aufgereinigt. Es wurde ein farbloser Feststoff (1.49 g, 4.81 mmol, 81%) erhalten. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 190.0 (31, [M-Boc+H]⁺), 233.9 (100, [M-^tBu+H]⁺), berechnet für C12H17F2N₂O3: 289.12 [M]⁺. ¹H-NMR (400 MHz, DMSO-d₆): δ [ppm] = 5.34 (s, 1H), 4.97 (t, J = 6.5 Hz, 1H), 4.04 - 3.78 (m, 4H), 2.81 – 2.69 (m, 2H), 1.45 (s, 9H). Gly-Pro-CN ((S)-4,4-Difluoro-glycylpyrrolidin-2-carbonitril) Boc-Gly-Pro-CN (1.15 g, 3.97 mmol, 1.0 eq.) wurde unter Argon in trockenem MeCN (2 mL) gelöst und TFA (2 mL) wurde langsam zugetropft. Es wurde 5 h bei RT gerührt und danach wurde das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt und mit MeOH (5 × 25 mL) co- destilliert. Es wurde ein gelbliches Öl erhalten, welches ohne weitere Aufreinigung in der nächsten Stufe eingesetzt wurde erhalten. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 189.9 (100, [M+H]⁺), 231.0 (20, [M+ACN+H]⁺), berechnet für CH C₇H₉F₂N₃O: 189.07 [M]⁺. ¹H-NMR (400 MHz, MeOD): δ [ppm] = 8.25 (s, 2H), 5.22 – 5.15 (m, 1H), 4.15 – 3.91 (m, 4H), 3.00 - 2.81 (m, 2H). 6-Hydroxychinolin-4-carbonsäurehydrobromid 6-Methoxychinolin-4-carbonsäure (2.46 g, 12.1 mmol, 1.0 eq.) wurde in 47%iger HBr (28.18 mL, 242.42 mmol, 20 eq.) gelöst und für 1 d unter Rückfluss erhitzt. Nach Abkühlen auf RT wurde die Bromwasserstoffsäure im Vakuum teilweise entfernt und der Niederschlag anschließend filtriert und zuerst mit kaltem EA (20 mL) und anschließend mit wenig kaltem EA/MeOH (90:10) gewaschen. Es wurde ein gelber Feststoff (3.25 g, 12.1 mmol, 100%) erhalten. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 190.0 (100, [M+H]⁺), 191.0 (12, [M+H]⁺), berechnet für C₁₀H₈BrNO₃: 189.04 [M]. ¹H-NMR (400 MHz, MeOD): δ [ppm] = 9.04 (d, J = 5.6 Hz, 1H), 8.41 (d, J = 5.6 Hz, 1H), 8.34 (d, J = 2.6 Hz, 1H), 8.19 (d, J = 9.3 Hz, 1H), 7.77 (dd, J = 9.3, 2.6 Hz, 1H). 6-Hydroxychinolin-4-carbonsäuremethylester Zuerst wurde trockenes MeOH (20 mL) unter Argon auf 0°C gekühlt wurde und anschließend SOCl2 (4.43 mL, 61.09 mmol, 5.0 eq.) zugetropft. 6-Hydroxychinolin-4- carbonsäurehydrobromid wurde in trockenem MeOH (20 mL) gelöst und ebenfalls unter Argon auf 0°C gekühlt. Danach wurde die SOCl₂-MeOH-Lösung tropfenweise zugegeben. Die Reaktionslösung wurde auf RT erwärmt und unter Rückfluss für 1 d erhitzt. Es wurde erneut SOCl₂ (2.91 g, 24.44 mmol, 2 eq.) und MeOH (20 mL) bei 0 °C zusammengegeben und bei RT zur Reaktionsmischung gegeben. Die Lösung wurde für weitere 24 h unter Rückfluss erhitzt. Der zuvor beschriebene Schritt wurde ein weiteres Mal wiederholt und nach weiteren 4 h Erhitzen unter Rückfluss wurde das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt. Es wurde ein gelber Feststoff erhalten, der ohne weitere Aufreinigung in die nächste Stufe eingesetzt wurde. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 204.0 (100, [M+H]⁺), 205.1 (12, [M+H]⁺), berechnet für C₁₁H₉NO₃: 203.06 [M]. ¹H-NMR (400 MHz, MeOD): δ [ppm] = 9.02 (d, J = 5.5 Hz, 1H), 8.38 (d, J = 5.5 Hz, 1H), 8.24 (d, J = 2.6 Hz, 1H), 8.17 (d, J = 9.3 Hz, 1H), 7.75 (dd, J = 9.3, 2.6 Hz, 1H), 4.09 (s, 3H). Boc-Chino-COOMe (6-(4-((tert-Butoxycarbonyl)amino)butoxy)chinolin-4- carbonsäuremethylester) Unter Argon wurden 6-Hydroxychinolin-4-carbonsäuremethylester (2.48 g, 12.1 mmol, 1.0 eq.) und Cs2CO3 (4.37 g, 13.4 mmol, 1.25 eq.) in trockenem DMF (55 mL) suspendiert. Die Reaktionslösung wurde auf 70°C erhitzt. Anschließend wurde tert-Butyl-(4- bromobutyl)carbamat (3.76 g, 14.91 mmol, 1.22 eq.) in trockenem DMF (80 mL) gelöst und in die heiße Reaktionsmischung getropft. Die Lösung wurde für 3 h bei 70°C gerührt. Nach der Reaktionskontrolle wurde erneut tert-Butyl-(4-bromobutyl)carbamat (1.23 g, 4.88 mmol, 0.4 eq.) in trockenem DMF (20 mL) gelöst und zur Reaktionsmischung gegeben. Es wurde über Nacht bei 70°C gerührt. Nach einer weiteren Zugabe (308 mg, 1.22 mmol, 0.1 eq.) und 3 h bei 70°C wurde das Lösungsmittel im Vakuum entfernt und der Rückstand in verdünnte HBr (150 mL, pH = 2.6) aufgenommen. Es wurde mit EA (5 × 80 mL) extrahiert, die vereinigten organischen Phasen mit Brine gewaschen und über Na2SO4 getrocknet. Das Lösungesmittel wurde unter vermindertem Druck entfernt und das Rohprodukt via Säulenchromatographie (CHCl₃/MeOH, 100:1) als schwach-gelber Feststoff (2.68 g, 7.17 mmol, 59%) erhalten. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 375.2 (100, [M+H]⁺), 376.2 (23, [M+H]⁺), berechnet für C₂₀H₂₆N₂O₅: 374.18 [M]. ¹H-NMR (400 MHz, CDCl₃): δ [ppm] = 8.84 (d, J = 4.6 Hz, 1H), 8.24 (dd, J = 16.7, 2.8 Hz, 1H), 8.11 (d, J = 9.2 Hz, 1H), 7.94 (d, J = 4.6 Hz, 1H), 7.43 (dd, J = 9.2, 2.8 Hz, 1H), 4.74 - 4.60 (m, 1H), 4.15 (t, J = 6.21 Hz, 2H), 4.03 (s, 3H), 3.27 - 3.16 (m, 2H), 1.95 - 1.86 (m, 2H), 1.78 - 1.67 (m, 2H), 1.42 (s, 9H). Boc-Chino-COOH (6-(4-((tert-Butoxycarbonyl)amino)butoxy)chinolin-4-carbonsäure) Boc-Chino-COOMe (3.34 g, 8.92 mmol, 1.0 eq.) wurde in 1,4-Dioxan (40 mL) gelöst. Anschließend wurde 1 M LiOH (17.8 mL, 17.84 mmol, 2.0 eq.) zugegeben und 4 h bei RT gerührt. Das organische LM wurde im Vakuum entfernt und danach wurde mit 1 M HCl ein pH = 3,5 eingestellt. Die wässrige Lösung wurde mit EA (8 × 80 mL) extrahiert und die vereinigten organischen Phasen über Na₂SO₄ getrocknet und das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt. Es wurde ein schach-gelber Feststoff (1.82 g, 5.05 mmol, 57%) erhalten. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 261.1 (20, [M-Boc+H]⁺), 361.2 (100, [M+H]⁺), 362.2 (22, [M+H]⁺), berechnet für C₁₉H₂₄N₂O₅: 360.17 [M]. ¹H-NMR (400 MHz, DMSO-d₆): δ [ppm] = 8.86 (d, J = 4.5 Hz, 1H), 8.15 (d, J = 2.8 Hz, 1H), 8.02 (d, J = 9.3 Hz, 1H), 7.92 (d, J = 4.4 Hz, 1H), 7.49 (dd, J = 9.2 Hz, 2.8 Hz, 1H), 6.87 (t, J = 5.8 Hz, 1H), 4.10 (t, J = 6.3 Hz, 2H), 3.00 (q, J = 6.6 Hz, 2H), 1.78 (q, J = 11.8, 6.5 Hz, 2H), 1.62 - 1.51 (m, 2H), 1.37 (s, 9H). FAPi-NHBoc (tert-Butyl-(S)-(4-((4-((2-(2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2- oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)carbamat) Unter Argon wurden Boc-Chino-COOH (1.64 g, 4.55 mmol, 1.0 eq.) und DIPEA (0.93 mL, 5.46 mmol, 1.2 eq.) in trockenem DMF (16 mL) gelöst. Danach wurden HOBt (0.68 g, 5.01 mmol, 1.1 eq.) und HBTU (1.90 g, 5.01 mmol, 1.1 eq.) zugegeben und die Reaktionsmischung für 1 h bei RT gerührt. Anschließend wurde Gly-Pro-CN, ebenfalls in trockenem DMF (10 mL) gelöst und mit DIPEA (1.93 ml, 11.38 mmol, 2.5 eq.) versetzt, zugegeben und die gesamte Reaktionsmischung wurde weitere 1 d bei RT gerührt. Danach wurde das Lösungsmittel in vacuo entfernt und der Rückstand in EA aufgenommen. Die organische Phase wurde mit 1 M Zitronensäure, gesättigter Na₂CO₃ und Brine gewaschen. Nun wurde die wässrige Phase mit EA extrahiert (3 × 100 mL) und die vereinigten organischen Extrakte über Na2SO4 getrocknet. Das Lösungsmittel wurde unter vermindertem Druck entfernt und das Produkt via Säulenchromatographie (CHCl₃/MeOH, 100:3) als farbloser Feststoff (1.74 g, 3.27 mmol, 72%) erhalten. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 432.0 (33, [M-Boc+H]⁺), 476.1 (46, [M-^tBu+H]⁺), 532.4 (100, [M+H]⁺), berechnet für C₂₆H₃₁F₂N₅O₅: 531.23 [M]⁺. ¹H-NMR (400 MHz, MeOD): δ [ppm] = 8.74 (d, J = 4.4 Hz, 1H), 7.96 (d, J = 9.3 Hz, 1H), 7.93 – 7.88 (m, 1H), 7.56 (d, J = 4.4 Hz, 1H), 7.46 (dd, J = 9.3, 2.7 Hz, 1H), 5.15 (dd, J = 9.4, 3.1 Hz, 1H), 4.39 – 3.98 (m, 8H), 3.19 – 3.09 (m, 2H), 3.02 - 2.70 (m, 2H), 1.94 – 1.83 (m, 2H), 1.76 – 1.65 (m, 2H), 1.43 (s, 9H). FAPi-NH₂ ((S)-6-(4-Aminobutoxy)-N-(2-(2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2- oxoethyl)chinoline-4-carboxamid) FAPi-NHBoc (531.6 mg, 1.0 mmol, 1.0 eq) wurde bei 0 °C und unter Argon in trockenem Acetonitril (10 mL) gelöst. Es wurde 4 M HCl in 1,4-Dioxan (5.0 mL, 5.0 mmol, 5.0 eq) und langsam auf RT erwärmt. Nach 3 h wurde nochmals 4 M HCl in 1,4-Dioxan (2.5 mL, 2.5 mmol, 2.5 eq) zugegeben und nach weiteren 4 h bei RT mit weiterem Acetonitril (30 mL) verdünnt und anschließend in vacuo vollständig eingeengt. Es wurde ein farbloser Feststoff (467 mg, 1.0 mmol, 100%) erhalten. MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 216.7 (100, [M+H]²⁺), 237.2 (27, [M+ACN+H]²⁺), 432.1 (22, [M+H]⁺), berechnet für C₂₁H₂₃O₅F₂N₅O₃: 431.18 [M]⁺. 1H-NMR (400 MHz, MeOD): δ [ppm] = 9.10 (d, J = 5.5 Hz, 1H), 8.32 (d, J = 2.7 Hz, 1H), 8.24 (d, J = 9.3 Hz, 1H), 8.08 (d, J = 5.5 Hz, 1H), 7.86 (dd, J = 9.4, 2.6 Hz, 1H), 5.15 (dd, J = 9.4, 3.1 Hz, 1H), 4.48 – 4.33 (m, 4H), 4.32 – 4.07 (m, 2H), 3.06 (t, J = 6.5 Hz, 2H), 3.02 - 2.74 (m, 2H), 2.09 – 1.87 (m, 4H). Beispiel 2: DOTA.Glu.(FAPi)₂, DOTAGA.Glu.(FAPi)₂, DATA^5m.Glu.(FAPi)₂ Im Folgenden ist die Synthese der Markierungsvorläufer DOTA.Glu.(FAPi)₂, DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ und DATA^5m.Glu.(FAPi)₂ beschrieben. Die ersten Syntheseschritte sind für alle 3 Verbindungen identisch und eine repräsentative Synthese ist in Schema 11 dargestellt. Boc-Glu.(FAPi)₂ (tert-Butyl-((S)-1,5-bis((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2- oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5-dioxopentan-2-yl)carbamat) tert-Butoxycarbonyl-L-glutaminsäure (Boc-Glu-OH, 40 mg, 162 µmol, 1.0 eq), 1- Hydroxybenzotrazol (HOBt, 55 mg, 405 µmol, 2.5 eq) und 1-Ethyl-3-(3- dimethylaminopropyl)carbodiimid hydrochlorid (EDC*HCl, 78 mg, 405 µmol, 2.5 eq) wurden in trockenem N,N-Dimethylformamid (DMF, 4 mL) gelöst und mit N,N-Diisopropylethylamin (DIPEA, 68.9 µL, 405 µmol, 2.5 eq) versetzt und unter Argon-Atmosphäre für 90 min bei Raumtemperatur (RT) gerührt. Dann wurde eine Lösung aus FAPi-NH₂*TFA (265 mg, 486 µmol, 3 eq) und DIPEA (110 µL, 648 µmol, 4 eq) in DMF (4 mL) zugegeben und über Nacht weiter bei RT gerührt. Es wurde weiteres HOBt (16 mg, 121 µmol, 0.75 eq) und EDC*HCl (23 mg, 121 µmol, 0.75 eq) zugegeben und nach weiteren 60 min erneut eine Lösung aus FAPi-NH₂*TFA (88 mg, 162 µmol, 1.0 eq) und DIPEA (41.4 µL, 243 µmol, 1.5 eq) in DMF (2 mL). Nachdem weiter über Nacht bei RT gerührt wurde, wurde das Lösungsmittel in vacuo entfernt. Nach Säulenchromatographie (CHCl₃/MeOH (100:10-15)) wurden 127 mg (118 µmol, 73%) Boc- Glu.(FAPi)₂ als gelbes Öl erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 487.8 (100, [M−Boc+H]²⁺), 537.8 (73, [M+H]²⁺), 1074.4 (9, [M+H]⁺), 1075.4 (6, [M+H]⁺), berechnet für C₅₂H₅₉F₄N₁₁O₁₀: 1073.44 [M]⁺. Glu.(FAPi)₂ ((S)-2-Amino-N¹,N⁵-bis(4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2- oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)pentandiamid) Zu Boc-Glu.(FAPi)₂ (127 mg, 118 µmol) wurden 50 µL Milli-Q^® Wasser, 50 µL Triisopropylsilan (TIPS) und 1.9 mL TFA (TFA:TIPS:H₂O (95:2,5:2,5)) gegeben und für 1 h bei RT gerührt. Anschließend wurden 5x jeweils ca.10 mL MeOH zugegeben und die Lösungsmittel wieder in vacuo entfernt und ein gelbes Öl erhalten. Es wurde ohne weitere Aufreinigung in der nächsten Stufe eingesetzt. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 325.6 (100, [M−Boc+H]³⁺), 487.8 (28, [M+H]²⁺), 974.3 (5, [M+H]⁺), berechnet für C₄₇H₅₁F₄N₁₁O₈: 973.39 [M]⁺. Die Synthese des Markierungsvorläufers DOTA.Glu.(FAPi)₂ ist nachfolgend in Schema 12 gezeigt. DOTA(tBu)₃-NHS (2,2',2''-(10-(2-((2,5-Dioxopyrrolidin-1-yl)oxy)-2-oxoethyl)-1,4,7,10- tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure-tert-butylester) DOTA-tris(tert-butylester) (129 mg, 224 µmol, 1.0 eq) und 2-(1H-Benzotriazol-1-yl)-1,1,3,3- tetramethyluronium-hexafluorophosphat (HBTU, 87 mg, 229 µmol, 1.0 eq) wurden in trockenem ACN (5 mL) gelöst. Unter Argon-Atmosphäre wurde für 75 min bei RT gerührt und anschließend N-Hydroxysuccinimid (NHS, 31 mg, 267 µmol, 1.2 eq) zugegeben. Nach weiterem Rühren über Nacht wurden erneut HBTU (52.2 mg, 138 µmol, 0.6 eq) und eine Stunde später NHS (22 mg, 191 µmol, 0.85 eq) zugegeben und einen weiteren Tag gerührt. Nachdem sämtliche Lösungsmittel in vacuo entfernt wurden, wurden nach Säulenchromatographie (DCM:MeOH (100:15)) 145 mg (217 µmol, 97%) DOTA(tBu)₃-NHS als farbloser Feststoff erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 335.7 (100, [M+H]²⁺), 670.4 (50, [M+H]⁺), 671.4 (18, [M+H]⁺), berechnet für C₃₂H₅₅N₅O₁₀: 669.39 [M]⁺. DOTA(tBu)₃.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(2-(((S)-1,5-Bis((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5- dioxopentan-2-yl)amino)-2-oxoethyl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure- tert-butylester) DOTA(tBu)₃-NHS (40 mg, 60 µmol, 1.2 eq) wurde zusammen mit Glu.(FAPi)₂ (48.7 mg, 50 µmol, 1.0 eq) in trockenem DMF (2 mL) gelöst und mit DIPEA (200 µL) versetzt. Es wurde 1 d bei 40 °C unter Argon-Atmosphäre gerührt und anschließend alle Lösungsmittel vollständig in vacuo entfernt. Es wurde ein gelbes Öl erhalten ohne weitere Aufreinigung direkt in die nächste Stufe eingesetzt. HPLC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 382.95 (22, [M+H]⁴⁺), 383.20 (19, [M+H]⁴⁺), 491.57 (34, [M- tBu+H]³⁺), 491.90 (28, [M-tBu+H]³⁺), 492.24 (13, [M-tBu+H]³⁺), 510.26 (100, [M+H]³⁺), 510.59 (90, [M+H]³⁺), 510.93 (44, [M+H]³⁺), 511.26 (14, [M+H]³⁺), 764.88 (42, [M+H]²⁺), 765.38 (37, [M+H]²⁺), 765.89 (17, [M+H]²⁺), 1528.76 (25, [M+H]⁺), 1529.76 (22, [M+H]⁺), 1530.77 (10, [M+H]⁺), berechnet für: C₇₅H₁₀₁F₄N₁₅O₁₅: 1527.75 [M]⁺. DOTA.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(2-(((S)-1,5-Bis((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1- yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5-dioxopentan-2-yl)amino)-2- oxoethyl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure) Zu DOTA(tBu)₃.Glu.(FAPi)₂ wurden 50 µL Milli-Q^® Wasser, 50 µL TIPS und 1.9 mL TFA (TFA:TIPS:H₂O (95:2,5:2,5)) gegeben und für 8 h bei RT gerührt. Anschließend wurden 4x jeweils ca. 10 mL MeOH zugegeben und die Lösungsmittel wieder in vacuo entfernt. Das Rohprodukt wurde mittels semipräparativer RP-HPLC aufgereinigt (22-23% ACN in 16 min, tR = 14-15 min). Es wurden 19.9 mg (14.6 µmol, 29%) eines gelben Feststoffes erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 340.85 (42, [M+H]⁴⁺), 351.00 (57, [M+ACN+H]⁴⁺), 361.35 (13, [M+2ACN+H]⁴⁺), 454.15 (100, [M+H]³⁺), 468.00 (20, [M+ACN+H]³⁺), 680.85 (9, [M+H]²⁺), berechnet für C₆₃H₇₇F₄N₁₅O₁₅: 1359.57 [M]⁺. [^natLu]Lu-DOTA.Glu.(FAPi)₂ DOTA.Glu.(FAPi)₂ (2.8 mg, 2.0 µmol, 1.0 eq) wurde in 500 µL 1 M HEPES-Puffer (pH = 5.5) gelöst, mit 40 µL einer 0.1 M LuCl₃-Lösung (4 µmol, 2.0 eq) versetzt und für 4 h bei 90 °C geschüttelt. Anschließende semipräparative RP-HPLC (20-25% ACN in 20 min, t_R = 14-15 min) ergab 0.7 mg (0.46 µmol, 23%) [^natLu]Lu-DOTA.Glu.(FAPi)₂ als gelben Feststoff. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 511.55 (100, [M+H]³⁺), 766.75 (14, [M+H]²⁺), berechnet für C₆₃H₇₄F₄LuN₁₅O₁₅: 1531.48 [M]⁺. [⁶⁸Ga]Ga-DOTA.Glu.(FAPi)₂ 100 MBq [⁶⁸Ga]GaCl₃ wurden vorgelegt und bei 95 °C wurde eine Lösung aus 400 µL 1 M HEPES-Puffer (pH = 4.5 oder 5.5) und 5-20 nmol DOTA.Glu.(FAPi)₂ (5-20 µL einer 1 µmol/mL- Stammlösung mit Trace-Select H₂O) zugegeben und anschließend 30 min geschüttelt. Dabei wurde die Markierung für jede Stoffmenge (5, 10 und 20 nmol) mindestens dreimal durchgeführt (n=3) und jeweils via Radio-DC mit 0.1 M Na₃Citrat-Puffer (pH = 4.0) als mobile Phase (s. Fig.1) untersucht. Zusätzlich wurde die Konsistenz im Vergleich zu Radio-DCs mit 1 M AmOAc (pH = 4)/MeOH (1:1) und analytischer Radio-HPLC (Fig.2) untersucht. Es konnte ein hoher radiochemischer Umsatz von > 98% erreicht werden. Die Stabilität beträgt nach 2h in HS und PBS mehr als 98% (s. Fig.3). Der logD-Wert wurde zu -2.08 ± 0.07 bestimmt. [¹⁷⁷Lu]Lu-DOTA.Glu.(FAPi)₂ 50-100 MBq [¹⁷⁷Lu]LuCl₃ in 20-40 µL 0.04 M HCl wurden vorgelegt und bei 95 °C wurde eine Lösung aus 400 µL 1 M HEPES-Puffer (pH = 5.5) und 2-5 nmol DOTA.Glu.(FAPi)₂ (2-5 µL einer 1 µmol/mL-Stammlösung mit Trace-Select H₂O) zugegeben und anschließend 60 min geschüttelt. Dabei wurde die Markierung mehrmals durchgeführt (n=3 (50 MBq), n=2 (100 MBq)) und untersucht, indem jeweils Radio-DCs mit 0.1 M Na₃Citrat-Puffer (pH = 4.0) als mobile Phase (s. Fig.4) entwickelt und ausgewertet wurden. Zusätzlich wurde die Konsistenz im Vergleich zu Radio-DCs mit 1 M AmOAc (pH = 4)/MeOH (1:1) und analytischer Radio-HPLC (Fig.5) untersucht. Es konnte ein hoher radiochemischer Umsatz von > 99% erreicht werden. Die Stabilität beträgt nach 14 d ca.99% in HS und 95% in PBS (s. Fig.6). Der logD-Wert wurde zu -1.77 ± 0.10 bestimmt.

Die Synthese des Markierungsvorläufers DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ ist nachfolgend in Schema 12 dargestellt. DOTAGA(tBu)4.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(5-(((S)-1,5-Bis((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)quinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5- dioxopentan-2-yl)amino)-1-(tert-butoxy)-1,5-dioxopentan-2-yl)-1,4,7,10- tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure-tert-butylester) DOTAGA(tBu)4 (60 mg, 85.6 µmol, 1.0 eq) und O-(7-AzaBenzotriazol-1-yl)-N,N,N´,N´- tetramethyluronium-hexafluorophosphat (HATU, 36 mg, 94.2 µmol, 1.1 eq) wurde unter Argon-Atmosphäre in trockenem DMF (2 mL) gelöst und mit DIPEA (17.5 µL, 103 µmol, 1.2 eq) versetzt. Nach 1 h bei 30 °C wurde eine Lösung aus Glu.(FAPi)₂ (104 mg, 107 µmol, 1.25 eq) und DIPEA (43.7 µL, 257 µmol, 3 eq) in trockenem DMF (3 mL) zugegeben. Es wurde über Nacht bei 30 °C gerührt und dann nochmal HATU (16 mg, 42 µmol, 0.5 eq) zugegeben. Nach einem weiteren Tag unter Rühren bei 30 °C wurde das Lösungsmittel in vacuo entfernt. Säulenchromatographische Aufreinigung (CHCl₃:MeOH:Triethylamin(TEA) (100:10-15:1)) ergab 39 mg (23.5 µmol, 27%) DOTAGA(tBu)₄.Glu.(FAPi)₂ als gelbes Öl. HPLC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 414.97 (13, [M+H]⁴⁺), 415.22 (12, [M+H]⁴⁺), 552.95 (100, [M+H]³⁺), 553.29 (97, [M+H]³⁺), 553.62 (51, [M+H]³⁺), 553.96 (18, [M+H]³⁺), 828.93 (82, [M+H]²⁺), 829.43 (78, [M+H]²⁺), 829.93 (40, [M+H]²⁺), 830.43 (15, [M+H]²⁺), 1656.85 (87, [M+H]⁺), 1657.85 (85, [M+H]⁺), 1658.85 (43, [M+H]⁺), 1659.86 (15, [M+H]⁺),berechnet für C82H113F4N15O17: 1655.84 [M]⁺. DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(4-(((S)-1,5-Bis((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin- 1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)quinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5-dioxopentan-2-yl)amino)-1- carboxy-4-oxobutyl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure) Zu DOTAGA(tBu)₄.Glu.(FAPi)₂ wurden 50 µL Milli-Q^® Wasser, 50 µL TIPS und 1.9 mL TFA (TFA:TIPS:H₂O (95:2,5:2,5)) gegeben und für 7 h bei RT gerührt. Anschließend wurden 5x jeweils ca. 10 mL MeOH zugegeben und die Lösungsmittel wieder in vacuo entfernt. Das Rohprodukt wurde mittels semipräparativer RP-HPLC aufgereinigt (23% ACN isokratisch, tR = 10-10.5 min). Es wurden 16.4 mg (11.5 µmol, 49%) eines gelben Feststoffes erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 358.85 (65, [M+H]⁴⁺), 369.05 (24, [M+ACN+H]⁴⁺), 478.30 (100, [M+H]³⁺), 717.30 (6, [M+H]²⁺), 1432.40 (1, [M+H]⁺), 1454.70 (1, [M+Na]⁺), berechnet für C₆₆H₈₁F₄N₁₅O₁₇: 1431.59 [M]⁺. [^natLu]Lu-DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ (2.8 mg, 2.0 µmol, 1.0 eq) wurde in 550 µL 1 M HEPES-Puffer (pH = 5.5) und 50 µL EtOH gelöst, mit 40 µL einer 0.1 M LuCl₃-Lösung (4 µmol, 2.0 eq) versetzt und für 4 h bei 90 °C geschüttelt. Anschließende semipräparative RP-HPLC (23% ACN isokratisch, tR = 13-14 min) ergab 0.5 mg (0.31 µmol, 16%) [^natLu]Lu.DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ als gelben Feststoff. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 535.50 (100, [M+H]³⁺), 802.95 (36, [M+H]²⁺), berechnet für C₆₆H₇₈F₄LuN₁₅O₁₇: 1603.50 [M]⁺. [⁶⁸Ga]Ga-DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ 100 bzw.400 MBq [⁶⁸Ga]GaCl₃ in 0.05 M HCl (0.5 bzw.2 mL) wurden vorgelegt und bei 95 °C wurde eine Lösung aus 0.5 bzw. 2 mL 1 M HEPES-Puffer (pH = 4.5) und 10-40 nmol DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ (10-40 µL einer 1 µmol/mL-Stammlösung mit Trace-Select H₂O) zugegeben und anschließend 30 min geschüttelt. Dabei wurde die Markierung mehrmals durchgeführt (n=4 (100 MBq), n=2 (400 MBq)) und die Reaktionskinetik jeweils via Radio-DC mit 0.1 M Na₃Citrat-Puffer (pH = 4.0) als mobile Phase (s. Fig.7) untersucht. Zusätzlich wurde die Konsistenz im Vergleich zu Radio-DCs mit 1 M AmOAc (pH = 4)/MeOH (1:1) und analytischer Radio-HPLC (Fig.8) untersucht. Es konnte ein hoher radiochemischer Umsatz von > 97% erreicht werden. Die Stabilität beträgt nach 2h in HS und PBS mehr als 95% (s. Fig.9). Der logD-Wert wurde zu -2.48 ± 0.05 bestimmt. [¹⁷⁷Lu]Lu-DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ 50-100 MBq [¹⁷⁷Lu]LuCl₃ in 20-40 µL 0.04 M HCl wurden vorgelegt und bei 95 °C wurde eine Lösung aus 400 µL 1 M HEPES-Puffer (pH = 5.5) und 1-5 nmol DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ (1-5 µL einer 1 µmol/mL-Stammlösung mit Trace-Select H₂O) zugegeben und anschließend 60 min geschüttelt. Dabei wurden die Reaktionskinetiken untersucht (Anzahl der Markierungen: n=3 (50 MBq), n=1-2 (100 MBq)), indem Radio-DCs mit 0.1 M Na₃Citrat-Puffer (pH = 4.0) als mobile Phase (s. Fig.10) entwickelt und ausgewertet wurden. Zusätzlich wurde die Konsistenz im Vergleich zu Radio-DCs mit 1 M AmOAc (pH = 4)/MeOH (1:1) und analytischer Radio-HPLC (Fig.11) untersucht. Es konnte ein hoher radiochemischer Umsatz von > 99% erreicht werden. Die Stabilität beträgt nach 14 d > 99% in HS und PBS (s. Fig.12). Der logD-Wert wurde zu -2.77 ± 0.10 bestimmt. [²²⁵Ac]Ac-DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ 1.6-3.2 MBq [²²⁵Ac]AcCl₃ in 100 µL 0.04 M HCl wurden vorgelegt und bei 95 °C wurde eine Lösung aus 1 mL 0.1 Natriumascorbat (pH = 7.0) und 30 nmol/MBq DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ (30 µl/MBq 1 µmol/mL-Stammlösung mit Trace-Select H₂O) zugegeben und anschließend 60 min geschüttelt. Dabei wurde die Markierung dreimal durchgeführt (n=3) und die Reaktionskinetik untersucht. Dafür wurden Radio-DCs mit 0.1 M Na₃Citrat-Puffer (pH = 4.0) als mobile Phase (s. Fig.13) entwickelt und zu verschiedenen Zeitpunkten (1h und 1d) belichtet und ausgewertet. Es konnte ein hoher radiochemischer Umsatz von > 94.3 ± 2.1% (Belichtung nach 1d) nach 15 min beobachtet werden. Anschließende Aufreinigung mittels SepPak^® Light C18- Kartusche ergab das Produkt schließlich in hoher radiochemischer Reinheit (> 98%, bestimmt via Radio-DC und hochauflösender Gamma-Spektroskopie mit HPGe-Detektor). Für die Stabilitätsmessungen von [²²⁵Ac]Ac-DOTAGA.Glu.(FAPi)₂ wurden 350-400 kBq der Markierungslösung zu HS und PBS (je n=3) gegeben und für 20 d bei 37 °C inkubiert (s. Fig.14). Die Synthese des Markierungsvorläufers DATA^5m.Glu.(FAPi)₂ ist nachfolgend in Schema 13 dargestellt. DATA^5m(tBu)₃.Glu.(FAPi)₂ (2,2'-(6-(5-(((S)-1,5-bis((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)quinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5- dioxopentan-2-yl)amino)-5-oxopentyl)-6-((2-(tert-butoxy)-2-oxoethyl)(methyl)amino)-1,4- diazepan-1,4-diyl)diessigsäure-tert-butyester) DATA^5m(tBu)₃ (22.8 mg, 40 µmol, 1.0 eq) und HATU (17.5 mg, 46 µmol, 1.15 eq) wurde in trockenem DMF (1 mL) gelöst und mit DIPEA (8.5 µL, 50 µmol, 1.25 eq) versetzt. Unter Argon- Atmosphäre wurde nach 1 h bei 25 °C wurde eine Lösung aus Glu.(FAPi)₂ (39 mg, 40 µmol, 1.0 eq) und DIPEA (17 µL, 100 µmol, 2.5 eq) in trockenem DMF (2 mL) zugegeben. Es wurde für 2 h bei 25 °C weitergerührt Das Lösungsmittel wurde in vacuo entfernt und anschließende säulenchromatographische Aufreinigung (CHCl₃:MeOH:Triethylamin(TEA) (100:10-15:1)) ergab 60 mg (39.2 µmol, 98%) eines gelben Öls. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 510.0 (100, [M+H]³⁺), 764.5 (24, [M+H]²⁺), berechnet für C₇₆H₁₀₂F₄N₁₄O₁₅: 1526.76 [M]⁺. DATA^5m.Glu.(FAPi)₂ (2,2'-(6-(5-(((S)-1,5-Bis((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)- 2-oxoethyl)carbamoyl)quinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5-dioxopentan-2-yl)amino)-5- oxopentyl)-6-((carboxymethyl)(methyl)amino)-1,4-diazepan-1,4-diyl)diessigsäure) Zu DATA^5m(tBu)₃.Glu.(FAPi)₂ wurden 25 µL Milli-Q^® Wasser, 25 µL TIPS und 950 µL TFA (TFA:TIPS:H₂O (95:2,5:2,5)) gegeben und für 2.5 h bei RT gerührt. Anschließend wurden 3x jeweils ca. 10 mL MeOH zugegeben und die Lösungsmittel wieder in vacuo entfernt. Das Rohprodukt wurde mittels semipräparativer RP-HPLC aufgereinigt (23% ACN isokratisch, t_R = 13-13.5 min). Es wurden 8.2 mg (6.0 µmol, 15%) eines gelben Feststoffes erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 340.7 (6, [M+H]⁴⁺), 454.0 (100, [M+H]³⁺), 680.4 (48, [M+H]²⁺), 706.8 (47, [M+Fe]²⁺), 707.3 (35, [M+Fe]²⁺), 1359.5 (6, [M+H]⁺), 1360.5 (5, [M+H]⁺), berechnet für C₆₄H₇₈F₄N₁₄O₁₅: 1358.57 [M]⁺. [⁶⁸Ga]Ga-DATA^5m.Glu.(FAPi)₂ 50 MBq [⁶⁸Ga]GaCl₃ wurden vorgelegt und bei Raumtemperatur wurde eine Lösung aus 400 µL 0.5 M HEPES-Puffer (pH = 5.5) und 10-20 nmol DOTA.Glu.(FAPi)₂ (10-20 µL einer 1 µmol/mL- Stammlösung mit Trace-Select H₂O) zugegeben und anschließend 30 min geschüttelt. Die Markierungen wurden für beide Stoffmengen viermal (n=4) durchgeführt und via Radio-DC mit 0.1 M Na3Citrat-Puffer (pH = 4.0) als mobile Phase (s. Fig.15) untersucht. Zusätzlich wurde die Konsistenz im Vergleich zu Radio-DCs mit 1 M AmOAc (pH = 4)/MeOH (1:1) und analytischer Radio-HPLC (Fig.16) untersucht. Es konnte ein hoher radiochemischer Umsatz von > 96% erreicht werden. Die Stabilität beträgt nach 2h in HS und PBS ist > 97% (s. Fig.17). ^{Der logD-Wert wurde zu -2.03 ± 0.05 bestimmt.} Tabelle 1 fasst die experimentell ermittelten logD-Werte zusammen. Tabelle 1: logD-Messwerte der ⁶⁸Ga- und ¹⁷⁷Lu-markierten Verbindungen DOTAGA.Glu.(FAPi)₂, DOTA.Glu.(FAPi)₂ und DATA^5m.Glu.(FAPi)₂. In vitro-Untersuchungen: FAP: IC₅₀-Messungen wurden mit Z-Gly-Pro-7-Amino-4-methylcumain (AMC) als Substrat in einer Konzentration von 50 µM bei pH = 8 (0.05 M Tris-HCl-Puffer, 1 mg/mL Bovines Serumalbumin (BSA) und 140 mM NaCl) durchgeführt. Es wurden 8 Konzentrationen der untersuchten FAP- Inhibitoren untersucht, wobei die DMSO-Konzentration immer gleich war. Die Inhibitoren wurden für 15 min bei 37 °C vorinkubiert bevor das Substrat Z-Gly-Pro-AMC zugegeben wurde. Die Freisetzungskinetik von AMC wurde bei einer Anregungswellenlänge λ_ex = 380 nm und Emissionswellenlänge λ_em = 465 nm für mindestens 10 min gemessen. PREP: IC50-Messungen wurden mit N-Succinyl-Gly-Pro-AMC als Substrat in einer Konzentration von 250 µM bei pH = 7.4 (0.1 M K-Phosphat-Puffer, 1 mM EDTA, 1 mM DTT und 1 mg/mL BSA) durchgeführt. Es wurden 8 Konzentrationen der untersuchten FAP-Inhibitoren untersucht, wobei die DMSO-Konzentration immer gleich war. Die Inhibitoren wurden für 15 min bei 37 °C vorinkubiert bevor das Substrat N-Succinyl-Gly-Pro-AMC zugegeben wurde. Die Freisetzungskinetik von AMC wurde bei einer Anregungswellenlänge λ_ex = 380 nm und Emissionswellenlänge λ_em = 465 nm für mindestens 10 min gemessen. DPP4, DPP8 und DPP9: IC₅₀-Messungen wurden mit Ala-Pro-p-nitroanilid (pNA) als Substrat in einer Konzentration von 25 µM (DPP4), 300 µM (DPP8) bzw.150 µM (DPP9) bei pH = 7.4 (0.05 M HEPES-NaOH- Puffer mi t0.1% Tween-20, 1 mg/mL BSA und 150 mM NaCl) durchgeführt. Es wurden mindestens 8 Konzentrationen der untersuchten FAP-Inhibitoren untersucht, wobei die DMSO-Konzentration immer gleich war. Die Inhibitoren wurden für 15 min bei 37 °C vorinkubiert, bevor das Substrat Ala-Pro-pNA zugegeben wurde. Die Freisetzungskinetik von pNA wurde bei einer Wellenlänge λ_ex = 405 nm für mindestens 10 min gemessen. Tabelle 2 fasst die Ergebnisse der IC₅₀-Messungen zusammen. Der Selektivitäts-Index (SI) ergibt sich aus dem Verhältnis des IC₅₀-Wertes von FAP und dem jeweiligen Konkurrenzenzym (PREP, DPP4, DPP8, DPP9). Tabelle 2: IC₅₀-Messwerte der Verbindungen DOTAGA.Glu.(FAPi)₂, DOTA.Glu.(FAPi)₂ und DATA^5m.Glu.(FAPi)₂ und des etablierten FAP-Inhibitors UAMC1110 (s. Schema 4 rechts). Beispiel 3: DOTA.NPyr.(FAPi)₂, DOTAGA.NPyr.(FAPi)₂ Im Folgenden wird die Synthese der Markierungsvorläufer DOTA.NPyr.(FAPi)₂, DOTAGA.NPyr.(FAPi)₂ beschrieben. Die ersten Syntheseschritte sind für beide Verbindungen identisch und eine repräsentative Synthese ist in Schema 14 dargestellt.

Boc-NPyr(OBzl)₂ ((S)-2,2'-((1-(tert-Butoxycarbonyl)pyrrolidin-3-yl)azandiyl)- diessigsäurebenzylester) (S)-1-Boc-3-aminopyrrolidin (1.07 g, 5.74 mmol, 1.0 eq) und DIPEA (1.5 mL) wurden in Acetonitril (6 mL) gelöst. Nach 60 min wurde eine Lösung aus Bromessigsäurebenzylester (1.74 g, 7.55 mmol, 1.3 eq) in Acetonitril (6 mL) langsam zugetropft und für weitere 2 h bei RT gerührt. Acetonitril wurde unter vermindertem Druck entfernt. Anschließende Säulenchromatographie (CHCl₃:MeOH (30:1) + 1% TEA) lieferte Boc-NPyr(OBzl)₂ (1.31 g, 2.71 mmol, 47%) als Nebenprodukt neben Boc-NPyr-OBzl (Benzyl-(S)-N-(pyrrolidin-3-tert-butoxy- carbamat)glycin, 680 mg, 2.03 mmol, 35%). LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 383.2 (45, [M−Boc+H]⁺), 483.2 (100, [M+H]⁺), 484.2 (30, [M+H]⁺), berechnet für C₂₇H₃₄N₂O6: 482.24 [M]⁺. Boc-NPyr ((S)-2,2'-((1-(tert-Butoxycarbonyl)pyrrolidin-3-yl)azandiyl)diessigsäure) Boc-NPyr(OBzl)₂ (1.21 g, 2.51 mmol, 1.0 eq) wurde mit Palladium auf Aktivkohle (10 wt% Pd, 53 mg, 50 µmol, 0.02 eq) und trockenem Methanol (8 mL) versetzt. Unter Wasserstoff- Atmosphäre wurde für 2 d bei RT gerührt. Es wurde über Celite filtriert und Methanol anschließend unter vermindertem Druck entfernt. Es wurde ein farbloser Feststoff erhalten (643 mg, 2.13 mmol, 85%). LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 247.0 (100, [M-^tBu+H]⁺), 303.1 (36, [M+H]⁺), 605.3 (23, [2M+H]⁺), berechnet für C₁₃H₂₂N₂O₆: 302.15 [M]⁺. Boc-NPyr.(FAPi)₂ (tert-Butyl (S)-3-(bis(2-((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2- oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-2-oxoethyl)amino)pyrrolidin-1- carboxylat) Boc-NPyr (30.2 mg, 100 µmol, 1.0 eq), HOBt (36 mg, 266 µmol, 2.7 eq) und EDC*HCl (50 mg, 260 µmol, 2.6 eq) wurden in trockenem DMF (3 mL) gelöst und unter Argon-Atmosphäre für 60 min bei 30 °C gerührt. Dann wurde eine Lösung aus FAPi-NH₂*TFA (110 mg, 202 µmol, 2.0 eq) und DIPEA (51.0 µL, 300 µmol, 3.0 eq) in DMF (2 mL) zugegeben und für 3.5 h weiter bei 30 °C gerührt. Dann wurde HOBt (8.5 mg, 63 µmol, 0.63 eq) und EDC*HCl (12 mg, 63 µmol, 0.63 eq) zugegeben und 30 min später eine Lösung aus FAPi-NH₂*TFA (25 mg, 46 µmol, 0.46 eq) und DIPEA (17.0 µL, 100 µmol, 1.0 eq) in DMF (1 mL). Nach Rühren bei 30 °C über Nacht wurden die Zugaben wiederholt, indem HOBt (8.5 mg, 63 µmol, 0.63 eq), EDC*HCl (12 mg, 63 µmol, 0.63 eq) und nach weiteren 30 min FAPi-NH₂*TFA (16 mg, 29 µmol, 0.29 eq) und DIPEA (17.0 µL, 100 µmol, 1.0 eq) in DMF (1 mL) zugegeben wurde. Es wurde weitere 5 h bei 30 °C gerührt und dann das Lösungsmittel in vacuo entfernt. Nach Säulenchromatographie (CHCl₃:MeOH:TEA (100:7.5-10:1)) wurden 102 mg (90.3 µmol, 90%) Boc-NPyr.(FAPi)₂ als gelbes Öl erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 358.6 (86, [M−^tBu+H]³⁺), 372.2 (58, [M−^tBu+ACN+H]³⁺), 377.3 (100, [M+H]³⁺), 390.3 (68, [M+ACN+H]³⁺), 515.3 (36, [M−Boc+H]²⁺), 537.5 (8, [M−^tBu+H]²⁺), 565.5 (84, [M+H]²⁺), 1129.6 (28, [M+H]⁺), 1130.6 (17, [M+H]⁺), berechnet für C₅₅H₆₄F₄N₁₂O₁₀: 1128.48 [M]⁺. NPyr.(FAPi)₂ (6,6'-((((2,2'-(((S)-Pyrrolidin-3-yl)azandiyl)bis(acetyl))bis(azandiyl))bis(butan-4,1- diyl))bis(oxy))bis(N-(2-((S)-2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)chinolin-4- carboxamid) Zu Boc-NPyr.(FAPi)₂ (102 mg, 90 µmol) wurden 50 µL Milli-Q^® Wasser, 50 µL Triisopropylsilan (TIPS) und 1.9 mL TFA (TFA:TIPS:H₂O (95:2,5:2,5)) gegeben und für 1 h bei RT gerührt. Anschließend wurden 5x jeweils ca.10 mL MeOH zugegeben und die Lösungsmittel wieder in vacuo entfernt und ein gelbes Öl erhalten. Es wurde ohne weitere Aufreinigung in der nächsten Stufe eingesetzt. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 344.1 (100, [M+H]³⁺), 357.6 (45, [M+ACN+H]³⁺), 515.5 (18, [M+H]²⁺), 1029.5 (3, [M+H]⁺), berechnet für C₅₀H₅₆F₄N₁₂O₈: 1028.43 [M]⁺.

Die Synthese des Markierungsvorläufers DOTA.NPyr.(FAPi)₂ ist nachfolgend in dem Schema 15 dargestellt. DOTA(tBu)₃.NPyr.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(2-((S)-3-(Bis(2-((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-2- oxoethyl)amino)pyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7- triyl)triessigsäure-tert-butylester) DOTA(tBu)₃-NHS (33.5 mg, 50 µmol, 1.25 eq) wurde zusammen mit NPyr.(FAPi)₂ (41.2 mg, 40 µmol, 1.0 eq) in trockenem DMF (1 mL) gelöst und mit DIPEA (50 µL) versetzt. Es wurde 3 d bei 40 °C unter Argon-Atmosphäre gerührt und anschließend alle Lösungsmittel vollständig in vacuo entfernt. Es wurde ein gelbes Öl erhalten ohne weitere Aufreinigung direkt in die nächste Stufe eingesetzt. HPLC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 396.71 (35, [M+H]⁴⁺), 396.96 (33, [M+H]⁴⁺), 397.21 (15, [M+H]⁴⁺), 509.92 (48, [M-^tBu+H]³⁺), 510.25 (42, [M-^tBu+H]³⁺), 510.59 (20, [M-^tBu+H]³⁺), 528.61 (100, [M+H]³⁺), 528.94 (95, [M+H]³⁺), 529.27 (50, [M+H]³⁺), 529.61 (17, [M+H]³⁺), 792.40 (30, [M+H]²⁺), 792.91 (28, [M+H]²⁺), 793.41 (13, [M+H]²⁺), 1583.80 (18, [M+H]⁺), 1584.81 (17, [M+H]⁺), 1585.81 (8, [M+H]⁺), 1605.79 (8, [M+Na]⁺), 1606.79 (8, [M+Na]⁺), berechnet für: C₇₈H₁₀₆F₄N₁₆O₁₅: 1582.80 [M]⁺. DOTA.NPyr.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(2-((S)-3-(Bis(2-((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin- 1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-2-oxoethyl)amino)pyrrolidin-1-yl)- 2-oxoethyl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure) Zu DOTA(tBu)₃.NPyr.(FAPi)₂ wurden 50 µL Milli-Q^® Wasser, 50 µL TIPS und 1.5 mL TFA (TFA:TIPS:H₂O (94:3:3)) gegeben und für 12 h bei RT gerührt. Anschließend wurden 4x jeweils ca.10 mL MeOH zugegeben und die Lösungsmittel wieder in vacuo entfernt. Das Rohprodukt wurde mittels semipräparativer RP-HPLC aufgereinigt (21-22% ACN in 20 min, t_R = 18.5-19.5 min). Es wurden 5.6 mg (4.0 µmol, 10%) eines gelben Feststoffes erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 354.55 (95, [M+H]⁴⁺), 364.750 (59, [M+ACN+H]⁴⁺), 472.60 (100, [M+H]³⁺), 708.55 (13, [M+H]²⁺), 1415.50 (5, [M+H]⁺), berechnet für C66H82F4N16O15: 1414.61 [M]⁺. Die Synthese des Markierungsvorläufers DOTAGA.NPyr.(FAPi)₂ ist nachfolgend in dem Schema 16 dargestellt. DOTAGA(tBu)₄.NPyr.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(5-((S)-3-(Bis(2-((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-2- oxoethyl)amino)pyrrolidin-1-yl)-1-(tert-butoxy)-1,5-dioxopentan-2-yl)-1,4,7,10- tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure-tert-butylester) DOTAGA(tBu)₄ (23.5 mg, 33.5 µmol, 1.0 eq), NHS (8.0 mg, 70 µmol, 2.0 eq) und HBTU (26.5 mg, 70 µmol, 2.0 eq) wurden in trockenem DMF (0.5 mL) gelöst und über Nacht bei 30 °C geschüttelt. Es wurde nochmal NHS (4.5 mg, 39.0 µmol, 1.26 eq) und HBTU (13.5 mg, 35.6 µmol, 1.06 eq) zugegeben.4 h später wurde es mit einer Lösung aus NPyr.(FAPi)₂ (41.2 mg, 40 µmol, 1.0 eq) und DIPEA (50 µL) in trockenem DMF (1 mL) versetzt. Es wurde 3 d bei 40 °C gerührt und anschließend alle Lösungsmittel vollständig in vacuo entfernt. Es wurde ein gelbes Öl erhalten ohne weitere Aufreinigung direkt in die nächste Stufe eingesetzt. HPLC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 428.73 (100, [M+H]⁴⁺), 428.98 (32, [M+H]⁴⁺), 429.23 (25, [M+H]⁴⁺), 571.64 (16, [M+H]³⁺), 571.97 (10, [M+H]³⁺), 856.45 (5, [M+H]²⁺), 856.95 (5, [M+H]²⁺), 1711.89 (2, [M+H]⁺), 1712.89 (2, [M+H]⁺), 1733.87 (2, [M+Na]⁺), 1734.87 (2, [M+Na]⁺), berechnet für: C₈₅H₁₁₈F₄N₁₆O₁₇: 1710.88 [M]⁺. DOTAGA.NPyr.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(4-((S)-3-(Bis(2-((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-2- oxoethyl)amino)pyrrolidin-1-yl)-1-carboxy-4-oxobutyl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7- triyl)triessigsäure) Zu DOTA(tBu)₃.NPyr.(FAPi)₂ wurden 50 µL Milli-Q^® Wasser, 50 µL TIPS und 1.9 mL TFA (TFA:TIPS:H₂O (95:2.5:2.5)) gegeben und für 8 h bei RT gerührt. Anschließend wurden 4x jeweils ca. 10 mL MeOH zugegeben und die Lösungsmittel wieder in vacuo entfernt. Das Rohprodukt wurde mittels semipräparativer RP-HPLC aufgereinigt (21% ACN isokratisch, t_R = 23-24 min). Es wurden 3.0 mg (2.0 µmol, 6%) eines gelben Feststoffes erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 372.55 (100, [M+H]⁴⁺), 382.90 (38, [M+ACN+H]⁴⁺), 496.60 (76, [M+H]³⁺), 744.40 (5, [M+H]²⁺), berechnet für C₆₉H₈₆F₄N₁₆O₁₇: 1486.63 [M]⁺. Beispiel 4: DOTA.PEG2.Glu.(FAPi)₂, DOTAGA.PEG2.Glu.(FAPi)₂ Im Folgenden wird die Synthese der Markierungsvorläufer DOTA.PEG2.Glu.(FAPi)₂, DOTAGA.PEG2.Glu.(FAPi)₂ beschrieben. Die ersten Syntheseschritte sind für beide Verbindungen identisch und eine repräsentative Synthese ist in Schema 17 dargestellt. Fmoc-PEG2.Glu(OBzl)₂ ((1-(9H-Fluoren-9-yl)-3-oxo-2,7,10-trioxa-4-azatridecan-13-oyl)-L- glutaminsäuredibenzylester) Die Fmoc-N-amido-dPEG2-säure (450.0 mg, 1.1 mmol, 1.00 eq.) und DIPEA (182.0 mg, 240 µL, 1.4 mmol, 1.25 eq.) wurden in trockenem DMF (9.0 mL) gelöst und HBTU (470.3 mg, 1.2 mmol, 1.10 eq.) und HOBt (167.6 mg, 1.2 mmol, 1.10 eq.) hinzugegeben. Die farblose Lösung wurde unter Argon-Atmosphäre 24 h bei 25 °C gerührt. Nach einer Stunde wurde in trockenem DMF (3.0 mL) gelöstes Dibenzylglutamat (460.6 mg, 1.4 mmol, 1.25 eq.) und DIPEA (320.5 mg, 422 µL, 4.5 mmol, 2.20 eq.) zugegeben. Nach beendeter Reaktion wurde das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt und das gelbliche Öl mittels Säulenchromatographie (DCM:MeOH (100:2)) aufgereinigt. Das Fmoc-PEG2.Glu(OBzl)₂ (795.1 mg, 1.1 mmol, 99%) wurde als farbloses Öl erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 709.4 (100, [M+H]⁺), 710.2 (15, [M+H]⁺), berechnet für C₄₁H₄₄N₂O₉: 708.30 [M]⁺. Fmoc-PEG2.Glu ((1-(9H-Fluoren-9-yl)-3-oxo-2,7,10-trioxa-4-azatridecan-13-oyl)-L- glutaminsäure) Fmoc-PEG2.Glu(OBzl)₂ (196.4 mg, 0.3 mmol, 1.00 eq.) wurde in trockenem Tetrahydrofuran (THF) (2.0 mL) gelöst und Palladium auf Aktivkohle (10 wt% Pd, 30.0 mg, 0.3 mmol, 1.00 eq.) hinzugegeben. Es wurde anschließend unter Wasserstoff-Atmosphäre 24 h lang gerührt. Die Suspension wurde über Celite filtriert, der Rückstand mit THF gewaschen und das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt. Das Fmoc-PEG2.Glu (122.2 mg, 231.3 µmol, 82%) wurde als farbloses Öl erhalten und ohne weitere Aufarbeitung in der nächsten Stufe eingesetzt. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 529.25 (100, [M+H]⁺), 530.15 (12, [M+H]⁺), berechnet für C₂₇H₃₂N₂O₉: 528.21 [M]⁺. Fmoc-PEG2.Glu.(FAPi)₂ ((9H-Fluoren-9-yl)methyl ((11S)-19-((4-((2-(2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)-11-((4-((4-((2-(2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)carbamoyl)-9,14-dioxo- 3,6-dioxa-10,15-diazanonadecyl)carbamat) Fmoc-PEG2.Glu (32.0 mg, 60.0 µmol, 1.00 eq.) wurde zusammen mit HOBt (20.4 mg, 150.0 µmol, 2.50 eq.) und EDC*HCl (28.8 mg, 150.0 µmol, 2.50 eq.) in trockenem DMF (1.0 mL) gelöst und unter Argon-Atmosphäre bei Raumtemperatur gerührt. Nach 1 h wurde eine farblose Lösung aus FAPi*TFA (65.4 mg, 120.0 µmol, 2.00 eq.), DIPEA (23.3 mg, 30 µL, 180.0 µmol, 3.00 eq.) und trockenem DMF (0.5 mL) hinzugegeben. Weitere 3 h später wurde erneut HOBt (7.8 mg, 60.0 µmol, 1.00 eq.) und EDC*HCl (11.4 mg, 60.0 µmol, 1.00 eq.) hinzugegeben. Kurz darauf wurde weiteres FAPi*TFA (16.5 mg, 30.0 µmol, 0.50 eq.), gelöst in DIPEA (7.8 mg, 10 µL, 60.0 µmol, 1.00 eq.) und 0.5 mL trockenem DMF, hinzugegeben. Am nächsten Tag wurden erneut ein halbes Äquivalent HOBt (3.9 mg, 30.0 µmol, 0.50 eq.) und EDC*HCl (5.7 mg, 30.0 µmol, 0.5 eq.) zugegeben und die Reaktion nach weiteren 4 h beendet. Das DMF wurde unter vermindertem Druck entfernt und nach Aufreinigung mittels Säulenchromatographie (CHCl₃:MeOH (100:10)) wurde Fmoc-PEG2.Glu.(FAPi)₂ (79.1 mg, 58.4 µmol, 97%) als leicht gelblicher Feststoff erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 452.50 (31, [M+H]³⁺), 678.45 (100, [M+H]²⁺), 679.25 (13, [M+H]²⁺), 1355.85 (9, [M+H]⁺), berechnet für C₆₉H₇₄F₄N₁₂O₁₃: 1354.54 [M]⁺. PEG2.Glu.(FAPi)₂ ((2S)-2-(3-(2-(2-Aminoethoxy)ethoxy)propanamido)-N¹,N⁵-bis(4-((4-((2-(2- cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6- yl)oxy)butyl)pentandiamid) Fmoc-PEG2.Glu.(FAPi)₂ (67.0 mg, 50.0 µmol, 1.00 eq.) wurde in 1.0 mL trockenem DMF gelöst und 10% Piperidin (0.1 mL) hinzugegeben. Die leicht gelbliche Lösung wurde 2 h bei Raumtemperatur gerührt und anschließend das Lösemittel unter vermindertem Druck entfernt. Es wurde PEG2.Glu.(FAPi)₂ in quantitativer Ausbeute erhalten, welches ohne weitere Aufreinigung eingesetzt wurde. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 378.40 (100, [M+H]³⁺), 567.35 (26, [M+H]²⁺), 1133.35 (3, [M+H]⁺), berechnet für C₅₄H₆₄F₄N₁₂O₁₁: 1132.48 [M]⁺. Die Synthese des Markierungsvorläufers DOTA.PEG2.Glu.(FAPi)₂ ist nachfolgend in Schema 18 gezeigt. DOTA(tBu)₃.PEG2.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(2-(((S)-1,5-Bis((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5- dioxopentan-2-yl)amino)-2-oxoethyl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure- tert-butylester) PEG2.Glu.(FAPi)₂ (13.4 mg, 20.0 µmol, 1.00 eq.) wurde in DMF (0.4 mL) und 1 Vol% DIPEA (10.4 mg, 14 µL, 82.3 µmol) gelöst und anschließend das ebenfalls in DMF (1.0 mL) gelöste DOTA(tBu)₃-NHS (22.7 mg, 20.0 µmol, 1.00 eq.) hinzugegeben. Es wurde drei Tage lang bei 35 °C gerührt und dann das DMF unter vermindertem Druck entfernt. Das gelblich-braune Öl wurde ohne weitere Aufarbeitung weiter umgesetzt. HPLC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 432.70 (55, [M+H]⁴⁺), 576.60 (26, [M+H]³⁺), 864.90 (18, [M+Na]²⁺), ₁₆₈₇.84 (1, [M+H]⁺), 1709.82 (1, [M+Na]⁺), berechnet für C₈₂H₁₁₄F₄N₁₆O₁₈: 1686.84 [M]⁺. DOTA.PEG2.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(2-(((S)-1,5-Bis((4-((4-((2-((S)-2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5- dioxopentan-2-yl)amino)-2-oxoethyl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure) Zu DOTA(tBu)₃.PEG2.Glu.(FAPi)₂ wurden 50 µL Wasser, 50 µL TIPS und 1.5 mL Trifluoressigsäure (TFA) hinzugegeben. Die braune Lösung wurde 5 h lang bei Raumtemperatur gerührt und die Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt. Das erhaltene dunkel braune Öl wurde mittels semipräparativer RP-HPLC aufgereinigt (22-23% ACN in 20 min, t_R = 16-17 min) aufgereinigt und DOTA.PEG₂.Glu.(FAPi)₂ (1.8 mg, 1.2 µmol, 6%) als gelblicher Feststoff erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 380.60 (66, [M+H] ⁴⁺), 507.30 (100, [M+H]³⁺), 760.30 (12, [M+H]²⁺), 1519.55 (4, [M+H]⁺), 1541.75 (7, [M+Na]⁺), berechnet für C₇₀H₉₀F₄N₁₆O₁₈: 1518.66 [M]⁺. Die Synthese des Markierungsvorläufers DOTAGA.PEG2.Glu.(FAPi)₂ ist nachfolgend in Schema 19 gezeigt. DOTAGA(tBu)₄.PEG2.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-((20S)-28-((4-((2-(2-Cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)-20-((4-((4-((2-(2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)carbamoyl)-2,2- dimethyl-4,8,18,23-tetraoxo-3,12,15-trioxa-9,19,24-triazaoctacosan-5-yl)-1,4,7,10- tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure-tert-butylester) DOTAGA(tBu)₄ (10.0 mg, 14.3 µmol, 1.00 eq.) wurde mit HBTU (10.8 mg, 28.6 µmol, 2.00 eq.) in 0.8 mL trockenem MeCN gelöst, NHS (3.3 g, 28.6 µmol, 2.00 eq.) hinzugegeben und die farblose Lösung unter Argon-Atmosphäre gerührt. Nach 6 h wurde weiteres HBTU (5.4 mg, 14.3 µmol, 1.00 eq.) und NHS (1.6 mg, 14.3 µmol, 1.00 eq.) hinzugeben. .Glu.(FAPi)₂ (8.2 mg, 8.7 µmol, 1.00 eq.) wurde in 0.4 mL trockenem MeCN und 1.0 mL trockenem DMF gelöst, 1 Vol% DIPEA (19 mg, 25 µL, 147.0 µmol) hinzugegeben und zu der roten DOTAGA(tBu)4-NHS-Lösung (11.4 mg, 14.3 µmol, 1.65 eq. in 1.1 mL MeCN) gegeben. Die Reaktion wurde 24 h bei 40 °C gerührt und anschließend wurde weiteres PEG2.Glu.(FAPi)₂ (8.2 mg, 8.7 µmol, 1.00 eq.) zugegeben. Nach weiteren 24 h wurde das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt und ein gelbliches Öl erhalten, welches ohne weitere Aufarbeitung in der nächsten Stufe eingesetzt wurde. HPLC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 454.99 (100, [M+H]⁴⁺), 606.31 (55, [M+H]³⁺), 908.97 (34, [M+H]²⁺), 1815.93 (4, [M+H]⁺), 1837.91 (2, [M+Na]⁺), berechnet für C₈₉H₁₂₆F₄N₁₆O₂₀: 1814.93 [M]⁺. DOTAGA.PEG2.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-((20S)-28-((4-((2-(2-Cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)- 2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)-20-((4-((4-((2-(2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2- oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)carbamoyl)-2,2-dimethyl-4,8,18,23-tetraoxo- 3,12,15-trioxa-9,19,24-triazaoctacosan-5-yl)-1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7- triyl)triessigsäure) Zu DOTAGA(tBu)₄.PEG₂.Glu.(FAPi)₂ wurden 50 µL Wasser, 50 µL TIPS und 1.5 mL Trifluoressigsäure (TFA) hinzugegeben. Die dunkelbraune Lösung wurde 6 h lang bei Raumtemperatur gerührt und die Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt. Es wurde ein braunes Öl erhalten, welches mittels semipräparativer RP-HPLC (22% ACN isoktratisch, tR = 17-18 min) aufgereinigt wurde. DOTAGA.PEG2.Glu.(FAPi)₂ (2.3 mg, 1.5 µmol, 10%) wurde als gelblicher Feststoff erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 398.70 (93, [M+H] ⁴⁺), 531.30 (100, [M+H]³⁺), 796.20 (8, [M+H]²⁺), 1591.85 (3, [M+H]⁺), berechnet für C₇₃H₉₄F₄N₁₆O₂₀: 1590.68 [M]⁺.

Beispiel 5: DOTA.Glu.Glu.(FAPi)₂, DOTAGA.Glu.Glu.(FAPi)₂ Die Synthese der Markierungsvorläufer DOTA.Glu.Glu.(FAPi)₂ und DOTAGA.Glu.Glu.(FAPi)₂ ist nachfolgend in Schema 20 illustriert. Die ersten Syntheseschritte sind für beide Verbindungen identisch. Fmoc-Glu(OtBu).Glu(OBzl)₂ ((S)-4-((((9H-Fluoren-9-yl)methoxy)carbonyl)amino)-5-(tert- butoxy)-5-oxopentanoyl)-L-glutaminsäuredibenzylester) Fmoc-Glu-OtBu (400.0 mg, 0.94 mmol, 1.00 eq.) wurde in trockenem DMF (2.0 mL) gelöst und DIPEA (151.9 mg, 200 µL, 1.2 mmol, 1.25 eq.) und HATU (393.2 mg, 1.0 mmol, 1.10 eq.) hinzugegeben. Anschließend wurde die Lösung unter Argon-Atmosphäre bei 25 °C gerührt. Nach einer Stunde wurde, in trockenem DMF (1.0 mL) gelöstes Dibenzylglutamat (384.7 mg, 1.2 mmol, 1.25 eq.) und DIPEA (267.3 mg, 352 µL, 2.1 mmol, 2.20 eq.), hinzugegeben. Am nächsten Tag wurde erneut HATU (357.4 mg, 0.9 mmol, 1.00 eq.) und DIPEA (121.5 mg, 156 µL, 0.9 mmol, 1.00 eq.) hinzugegeben. Drei Tage später wurde 1.00 eq. HATU und eine Stunde später eine Lösung von Dibenzylglutamat (153.87 mg, 0.5 mmol, 0.50 eq.) und 1.00 eq. DIPEA in 0.5 mL DMF hinzugegeben. Nach einem weiteren Tag bei 25 °C wurde das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt und das Produkt mittels Säulenchromatographie (Cyclohexan:Ethylacetat (CH:EA, 3:1)) aufgereinigt. Es wurde das Fmoc-Glu(OtBu).Glu(OBzl)₂ (657.3 mg, 0.89 mmol, 95%) als leicht gelblicher Feststoff erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 679.20 (27, [M-^tBu+H]⁺), 680.30 (11, [M-^tBu+H]⁺), 735.50 (100, [M+H]⁺), 736.15 (15, [M+H]⁺), berechnet für C₄₃H₄₆N₂O₉: 734.32 [M]⁺. Fmoc-Glu(OtBu).Glu ((S)-4-((((9H-Fluoren-9-yl)methoxy)carbonyl)amino)-5-(tert-butoxy)-5- oxopentanoyl)-L-glutaminsäure) Fmoc-Glu(OtBu).Glu(OBzl)₂ (25.0 mg, 34.0 µmol, 1.00 eq.) wurde in 1.0 mL trockenem THF gelöst und Palladium auf Aktivkohle (10 wt % Pd, 7.25 mg, 78.0 µmol, 2.00 eq.) hinzugegeben. Die Suspension wurde über Nacht unter Wasserstoff-Atmosphäre gerührt und am nächsten Tag über Celite filtriert. Der Rückstand wurde mit THF gewaschen und dieses anschließend unter vermindertem Druck entfernt. Es wurde Fmoc-Glu(OtBu).Glu (17.8 mg, 32.1 µmol, 94%) als farbloser Feststoff erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 499.05 (57, [M-^tBu+H]⁺), 500.15 (11, [M-^tBu+H]⁺), 555.25 (100, [M+H]⁺), 556.15 (21, [M+H]⁺), berechnet für C₂₉H₃₄N₂O₉: 554.23 [M]⁺. Fmoc-Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ (N²-(((9H-Fluoren-9-yl)methoxy)carbonyl)-N⁵-((2S)-1,5-bis((4-((4- ((2-(2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6- yl)oxy)butyl)amino)-1,5-dioxopentan-2-yl)-L-glutaminsäure-tert-butylester) Fmoc-Glu(OtBu).Glu (33.3 mg, 60.0 µmol, 1.00 eq.) wurde zusammen mit HOBt (20.4 mg, 15.0 µmol, 2.50 eq.) und EDC*HCl (28.8 mg, 15.0 µmol, 2.50 eq.) in trockenem DMF (2.5 mL) gelöst und 1 h unter Argon-Atmosphäre bei Raumtemperatur gerührt. Dann wurde in trockenem DMF (0.5 mL) gelöstes FAPi*TFA (65.4 mg, 12.0 µmol, 2.00 eq.) und DIPEA (23.3 mg, 31 µL, 18.0 µmol, 3.00 eq.) hinzugegeben. Am nächsten Tag wurden ein weiteres Äquivalent HOBt (7.8 mg, 60.0 µmol, 1.00 eq.) und EDC*HCl (11.4 mg, 60.0 µmol, 1.00 eq.) und 30 min später ein halbes Äquivalent FAPi*TFA (16.5 mg, 30.0 µmol, 0.50 eq.) gelöst in ein Äquivalent DIPEA (7.8 mg, 10 µL, 60.0 µmol, 1.00 eq.) und 0.5 mL DMF hinzugegeben. 24 h später wurden erneut HOBt (3.9 mg, 30.0 µmol, 0.50 eq.) und EDC*HCl (5.7 mg, 30.0 µmol, 0.50 eq.) hinzugegeben und nach einer Stunde weiteres FAPi*TFA (16.5 mg, 30.0 µmol, 0.50 eq.) und DIPEA (3.9 mg, 5 µL, 30.0 µmol, 0.50 eq.) gelöst in DMF (0.5 mL). Dieser Schritt wurde am nächsten Tag noch einmal wiederholt. Die leicht gelbliche Lösung wurde dann noch einen weiteren Tag gerührt und dann das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt. Es wurde mittels Säulenchromatographie (CHCl₃:MeOH (100:10)) Fmoc-Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ (86.7 mg, 62.8 µmol, 79%) als gelblicher Feststoff erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 461.25 (32, [M+H]³⁺), 691.45 (100, [M+H]²⁺),692.25 (12, [M+H]²⁺), 1381.95 (12, [M+H]⁺), berechnet für C₇₁H₇₆F₄N₁₂O₁₃: 1380.56 [M]⁺. Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ (N⁵-((2S)-1,5-Bis((4-((4-((2-(2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2- oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5-dioxopentan-2-yl)-L-glutaminsäure- tert-butylester) Fmoc-Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ (72.2 mg, 52.2 µmol, 1.00 eq.) wurde in trockenem DMF (1.0 mL) gelöst, 10% Piperidin (0.1 mL) hinzugegeben und für 90 min bei Raumtemperatur gerührt. Anschließend wurde das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt und ein gelbliches Öl erhalten, welches ohne weitere Aufreinigung direkt in die nächste Stufe eingesetzt wurde. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 387.10 (99, [M+H]³⁺), 580.35 (37, [M+H]²⁺), 1159.30 (4, [M+H]⁺), berechnet für C₅₆H₆₆F₄N₁₂O₁₁: 1158.49 [M]⁺. Die Synthese des Markierungsvorläufers DOTA.Glu.Glu.(FAPi)₂ ist nachfolgend in Shema 21 dargestellt. DOTA(tBu)₃.Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(2-(((2S)-5-(((2S)-1,5-Bis((4-((4-((2-(2-cyano- 4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5- dioxopentan-2-yl)amino)-1-(tert-butoxy)-1,5-dioxopentan-2-yl)amino)-2-oxoethyl)-1,4,7,10- tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure-tert-butylester) Das DOTA(tBu)₃-NHS (17,5 mg, 26.1 µmol, 1.00 eq.) wurde in 1.0 mL trockenem DMF gelöst und das in 0.5 mL DMF und 1 Vol% DIPEA (11.4 mg, 15 µL, 88.2 µmol) gelöste Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ (30.3 mg, 26.1 µmol, 1.00 eq.) zugegeben. Die leicht gelbliche Lösung wurde 24 h bei 40 °C unter Argon-Atmosphäre gerührt und dann das Lösemittel unter vermindertem Druck entfernt. Anschließend wurde das erhaltene gelbliche Öl in 0.5 mL trockenes DMF gelöst und DIPEA (3.4 mg, 4 µL, 26.1 µmol, 1.00 eq.) hinzugegeben. DOTA (17,5 mg, 26.1 µmol, 1.00 eq.), HATU (14.9 mg, 39.2 µmol, 1.50 eq.) und DIPEA (6.7 mg, 9 µL, 52.2 µmol, 2.00 eq.) wurden 0.5 mL trockenes DMF vorgelegt, eine Stunde lange gerührt und dann hinzugegeben. Die gelbliche Lösung wurde 24 h bei 30 °C unter Argon-Atmosphäre gerührt und danach weiters HATU (1.50 eq.) und DIPEA (2.00 eq.) hinzugegeben. Nach weiteren 6 h bei 40 °C wurde ein weiteres Mal HATU (1.50 eq.) und DIPEA (2.00 eq.) hinzugegeben. Am nächsten Tag wurde das Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt und ein gelbliches Öl erhalten, welches ohne weitere Aufarbeitung weiter umgesetzt wurde. HPLC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 429.47 (9, [M+H]⁴⁺), 571.96 (10, [M+H]³⁺), 857.43 (3, [M+H]²⁺), berechnet für C₈₄H₁₁₆F₄N₁₆O₁₈: 1712.94 [M]⁺. DOTA.Glu.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(2-(((1S)-4-(((2S)-1,5-Bis((4-((4-((2-(2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5- dioxopentan-2-yl)amino)-1-carboxy-4-oxobutyl)amino)-2-oxoethyl)-1,4,7,10- tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure) Zu DOTA(tBu)₃.Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ wurden 50 µL Wasser, 50 µL TIPS und 1.5 mL Trifluoressigsäure (TFA) hinzugegeben. Die gelbliche Lösung wurde 5 h lang bei Raumtemperatur gerührt und die Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt. Das Rohprodukt wurde mittels semipräparativer RP-HPLC aufgereinigt (22-23% ACN in 20 min, t_R = 13-14 min) aufgereinigt und DOTA.Glu.Glu.(FAPi)₂ (6.6 mg, 4.4 µmol, 17%) als gelblicher Feststoff erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 373.05 (84, [M+H]⁴⁺), 497.15 (100, [M+H]³⁺), 745.70 (5, [M+H]²⁺), 1511.35 (1, [M+Na]⁺), berechnet für C₆₈H₈₄F₄N₁₆O₁₈: 1488.61 [M]⁺. Die Synthese des Markierungsvorläufers DOTAGA.Glu.Glu.(FAPi)₂ ist nachfolgend in Schema 22 gezeigt. DOTAGA(tBu)₄.Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-((10S,15S)-10-(tert-Butoxycarbonyl)-23-((4- ((2-(2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)-15-((4-((4- ((2-(2-cyano-4,4-difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6- yl)oxy)butyl)carbamoyl)-2,2-dimethyl-4,8,13,18-tetraoxo-3-oxa-9,14,19-triazatricosan-5-yl)- 1,4,7,10-tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure-tert-butylester) DOTAGA(tBu)₄ (22.4 mg, 32.6 µmol, 1.00 eq.) wurde mit HBTU (24.7 mg, 65.3 µmol, 2.00 eq.) in trockenem MeCN (1.0 mL) gelöst und NHS (7.5 mg, 65.3 µmol, 2.00 eq.) hinzugegeben. Die farblose Lösung wurde 4 h unter Argon-Atmosphäre gerührt und in DMF (0.2 mL) gelöstes HBTU (12.4 mg, 32.6 µmol, 1.00 eq.) und NHS (3.8 mg, 32.6 µmol, 1.00 eq.) hinzugegeben. Anschließend wurde das in DMF (1.0 mL) und 1 Vol% DIPEA (19 mg, 25 µL, 147.0 µmol) gelöste Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ (30.3 mg, 26.1 µmol, 1.00 eq.) zugegeben. Die farblose Lösung wurde über Nacht bei Raumtemperatur gerührt und am nächsten Tag das Lösemittel unter vermindertem Druck entfernt. Es wurde ein gelbliches Öl erhalten und ohne Aufarbeitung weiter umgesetzt. HPLC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 461.49 (52, [M+H]⁴⁺), 614.99 (100, [M+H]³⁺), 921.97 (56, [M+H]²⁺), 1841.94 (35, [M+H]⁺), 1863.93 (6, [M+Na]⁺), berechnet für C₉₁H₁₂₈F₄N₁₆O₂₀: 1840.94 [M]⁺. DOTAGA.Glu.Glu.(FAPi)₂ (2,2',2''-(10-(4-(((1S)-4-(((2S)-1,5-Bis((4-((4-((2-(2-cyano-4,4- difluoropyrrolidin-1-yl)-2-oxoethyl)carbamoyl)chinolin-6-yl)oxy)butyl)amino)-1,5- dioxopentan-2-yl)amino)-1-carboxy-4-oxobutyl)amino)-1-carboxy-4-oxobutyl)-1,4,7,10- tetraazacyclododecan-1,4,7-triyl)triessigsäure) Zu DOTAGA(tBu)4.Glu(OtBu).Glu.(FAPi)₂ wurden 50 µL Wasser, 50 µL TIPS und 1.5 mL Trifluoressigsäure (TFA) hinzugegeben. Die gelbliche Lösung wurde 6 h lang bei Raumtemperatur gerührt und die Lösungsmittel unter vermindertem Druck entfernt. Das Rohprodukt wurde mittels semipräparativer RP-HPLC aufgereinigt (22% ACN isokratisch, t_R = 14-15 min) aufgereinigt und DOTAGA.Glu.Glu.(FAPi)₂ (2.0 mg, 1.3 µmol, 5%) als gelblicher Feststoff erhalten. LC-MS (ESI-Positiv): m/z (%) = 391.10 (78, [M+H]⁴⁺), 401.15 (19, [M+ACN+H]⁴⁺), 521.30 (100, [M+H]³⁺), 781.75 (6, [M+H]²⁺), 1561,65 (3, [M+H]⁺) berechnet für C₇₁H₈₈F₄N₁₆O₂₀: 1560.63 [M]⁺. Beispiel 6: Beispiele erfindungsgemäßer Verbindungen ohne Spacer-Einheiten (S1,S2,S3) sind nachfolgend gezeigt.

Beispiel 7: Beispiele erfindungsgemäßer Verbindungen mit einer Spacer-Einheiten (S3) sind nachfolgend gezeigt. Beispiel 8: Beispiele erfindungsgemäßer Verbindungen mit zwei Spacer-Einheiten (S1+S2) sind nachfolgend gezeigt.

Beispiel 9: Beispiele erfindungsgemäßer Verbindungen mit drei Spacer-Einheiten (S1+S2+S3) sind nachfolgend gezeigt.

Claims

Patentansprüche 1. Dimerer Markierungsvorläufer für nuklearmedizinische Diagnostik und Theranostik mit der Struktur TV1—S1—TL—S2—TV2 | S3 | MG worin TV1 ein erster Targetvektor, TV2 ein zweiter Targetvektor, MG ein Chelator oder ein Linker für die Komplexierung oder kovalente Bindung eines Radioisotops, S1 ein erster Spacer, S2 ein zweiter Spacer, S3 ein dritter Spacer und TL ein Trislinker ist; – TV1 und TV2 unabhängig voneinander gewählt sind aus einer der Strukturen [1] bis [43] mit

wobei – die Strukturen [1] bis [8] und [43] Peptide bezeichnen; – X = H oder F ist; – Y = H, CH₃, CH(CH₃)₂, C(CH₃)₃ oder (CH₂)_nCH₃ mit n = 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 oder 10 ist; – der Trislinker TL gewählt ist aus einer der Strukturen [52] bis [116], mit

2. Markierungsvorläufer nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass MG ein Chelator ist, gewählt aus der Gruppe, umfassend H4pypa, EDTA (Ethylendiamintetraacetat), EDTMP (Diethylentriaminpenta(methylenphosphonsäure)), DTPA (Diethylentriamin- pentaacetat) und dessen Derivate, NOTA (Nona-1,4,7-triamin-triacetat) und dessen Derivate, wie NODAGA (1,4,7-triazacyclononan,1-glutarsäure,4,7-acetat), TRAP (Triazacyclononan-phosphinsäure), NOPO (1,4,7-triazacyclononan-1,4- bis[methylen(hydroxymethyl)phosphinsäure]-7-[methylen(2-carboxyethyl)phosphin- säure]), DOTA (Dodeca-1,4,7,10-tetraamin-tetraacetat), DOTAGA (2-(1,4,7,10- Tetraazacyclododecan-4,7,10)-pentandisäure) und anderen DOTA-Derivaten, TRITA (Trideca-1,4,7,10-tetraamin-tetraacetat), TETA (Tetradeca-1,4,8,11-tetraamin-tetra- acetat) und dessen Derivate, PEPA (Pentadeca-1,4,7,10,13-pentaaminpentaacetat), HEHA (Hexadeca-1,4,7,10,13,16-hexaamin-hexaacetat) und dessen Derivate, HBED (N,N'- Bis-(2-hydroxybenzyl)ethylen-diamin-N,N'-diacetat) und dessen Derivate wie HBED-CC (N,N'-Bis-[2-hydroxy-5-carboxyethyl)benzyl)ethylen-diamin-N,N'-diacetat), DEDPA und dessen Derivate, wie H₂dedpa (1,2-[[6-(Carboxyl)pyridin-2-yl]methylamin]ethan) und H4octapa (1,

2-[[6-(Carboxyl)pyridin-2-yl]methylamin]ethan-N,N'-diacetat), DFO (Deferoxamin) und dessen Derivate, Trishydroxypyridinon (THP) und dessen Derivate wie H3THP-Ac und H3THP-mal (YM103), TEAP (Tetraazycyclodecan-phosphinsäure) und dessen Derivate, AAZTA (6-Amino-6-methylperhydro-1,4-diazepan-N,N,N',N'- tetraacetat) und deren Derivate, wie AAZTA⁵ (5-[(6-Amino)-1,4-diazepan]pentansäure- N,N,N',N'-tetraacetat) DATA^5m (5-[[6-(N-methyl)amino]-1,4-diacetat-1,4-diazepan] pentansäure-N,N',N',-triacetat); Sarcophagin SAR (1-N-(4-aminobenzyl)-3,6,10,13,16,19- hexaazabicyclo[6.6.6]-eicosan-1,8-diamin) und deren Derivate, wie (NH₂)₂SAR (1,8- diamino-3,6,10,13,16,19-hexaazabicyclo [6.6.6]icosane), N4 (3-[(2'-Aminoethyl)amino]- 2-[(2"-aminoethyl) aminomethyl] propionsäure) und anderer N₄-Derivate, PnAO (6-(4-Isothiocyanatobenzyl)-3,3,9,9,-tetramethyl-4,8-diazaundecan-2,10-dion-dioxim) und Derivate, wie BMS181321 (3,3‘-(1,4-Butandiyldiamino)-bis(3-methyl-2- butanon)dioxim), MAG2 (Mercaptoacetylglycylglycin) und dessen Derivate, MAG3 (Mercaptoacetylglycylglycylglycin) und dessen Derivate, wie N₃S-adipat, MAS3 (Mercaptoacetylserylserylserin) und dessen Derivate, MAMA (N-(2-Mercaptoethyl)-2- [(2-mercaptoethyl)amino]acetamid) und dessen Derivate, EC (Ethylendicystein) und dessen Derivate, dmsa (Dimercaptobernsteinsäure) und deren Derivate, DADT (Diaminodithiol), DADS (Diaminodisulfid), N₂S₂-Chelatoren und deren Derivate, Aminothiole und deren Derivate; Salze der vorstehenden Chelatoren; Hydrazinnicotinamide (HYNIC) und Hydrazinnicotinamid-Derivate.

3. Markierungsvorläufer nach Anspruch 2, dadurch gekennzeichnet, dass MG gleich DOTA (Dodeca-1,4,7,10-tetraamin-tetraacetat), DATA^5m (1,4-Bis(carboxymethyl)-6-[methyl- carboxymethyl-amino]-6-pentansäure-1,4-diazepan) oder AAZTA (1,4-Bis(carboxy- methyl)-6-[bis(carboxymethyl)-amino]-6-pentansäure-1,4-diazepan) oder ist. 4. Markierungsvorläufer nach Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass MG gewählt ist aus 5. Markierungsvorläufer nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, dass die Spacer S1, S2, S3 unabhängig voneinander eine Struktur aufweisen, die gewählt ist aus worin A, B, C unabhängig voneinander gewählt sind aus der Gruppe umfassend Amid-, Carbonsäureamid-, Phosphinat-, Alkyl-, Triazol-, Thioharnstoff-, Ethylen-, Maleimid-, Aminosäure-Reste, und mit s = 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9 oder 10; und p, q und r unabhängig voneinander gewählt sind aus der Menge {0, 1, 2, 3,

4,

5,

6,

7,

8,

9, 10, 11, 12, 13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20}. 6. Markierungsvorläufer nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, dass die Spacer S1, S2, S3 unabhängig voneinander die Struktur aufweisen. 7. Markierungsvorläufer nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 4, dadurch gekennzeichnet, dass die Spacer S1, S2, S3 unabhängig voneinander gewählt sind aus einer Peptid-, Dipeptid- oder Tripeptidgruppe mit der Struktur 8. Markierungsvorläufer nach Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, dass R¹, R², R³ unabhängig voneinander gewählt sind aus der Gruppe umfassend ‒H , ‒CH₃ , ‒CH(CH₃)₂ , ‒CH₂CH(CH₃)₂ , ‒CH(CH₃)‒CH₂CH₃ , ‒CH₂‒Phe , ‒CH₂‒Phe‒OH , ‒CH₂SH , ‒(CH₂)₂‒S‒CH₃ , ‒CH₂OH , ‒(CH)(OH)(CH₃) , ‒(CH₂)4NH₂ , ‒(CH₂)₃NH(C=NH)NH₂ , ‒CH₂COOH , ‒(CH₂)₂COOH , ‒CH₂(C=O)NH₂ , ‒(CH₂)₂(C=O)NH₂ , 9. Markierungsvorläufer nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 8, dadurch gekennzeichnet, dass TV1 gleich TV2 ist (TV1 = TV2).

10. Markierungsvorläufer nach einem oder mehreren der Ansprüche 1 bis 8, dadurch gekennzeichnet, dass TV1 und TV2 voneinander verschieden sind (TV1 ≠ TV2).

11. Markierungsvorläufer nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, dass TV1 eine der Strukturen [9] bis [12] und TV2 eine der Strukturen [13] oder [14] aufweist.

12. Markierungsvorläufer nach Anspruch 10, dadurch gekennzeichnet, dass TV1 eine der Strukturen [9] bis [12] und TV2 eine der Strukturen [40] oder [41] aufweist.

13. Radiotracer für nuklearmedizinische Diagnostik und Theranostik bestehend aus einem Markierungvorläufer nach einem der Ansprüche 1 bis 12 und einem Radioisotop, das gewählt ist aus der Gruppe umfassend ⁴⁴Sc, ⁴⁷Sc, ⁵⁵Co, ⁶²Cu, ⁶⁴Cu, ⁶⁷Cu, ⁶⁶Ga, ⁶⁷Ga, ⁶⁸Ga, 8⁹Zr, ⁸⁶Y, ⁹⁰Y, ⁸⁹Zr, ⁹⁰Nb, ^99mTc, ¹¹¹In, ¹³⁵Sm, ¹⁴⁰Pr ¹⁵⁹Gd, ¹⁴⁹Tb, ¹⁶⁰Tb, ¹⁶¹Tb, ¹⁶⁵Er, ¹⁶⁶Dy, ¹⁶⁶Ho, 1⁷⁵Yb, ¹⁷⁷Lu, ¹⁸⁶Re, ¹⁸⁸Re, ²¹¹At, ²¹²Pb, ²¹³Bi, ²²⁵Ac, ²³²Th, ¹⁸F, ¹³¹I oder ²¹¹At.