DE68915423T2

DE68915423T2 - Samenüberzüge.

Info

Publication number: DE68915423T2
Application number: DE68915423T
Authority: DE
Inventors: Paul Michael Williams
Original assignee: Agricultural Genetics Co Ltd
Current assignee: MicroBio Group Ltd
Priority date: 1989-01-06
Filing date: 1989-12-22
Publication date: 1994-09-01
Anticipated expiration: 2009-12-23
Also published as: EP0378000A3; CA2007277C; ES2052032T3; GB8900313D0; US5106648A; ATE105669T1; AU4763890A; EP0378000A2; JP3119857B2; JPH03198703A; EP0378000B1; AU630910B2; DE68915423D1; NZ232027A; CA2007277A1

Description

Die Erfindung bezieht sich auf Samenüberzüge und insbesondere auf Verfahren zum Inoculieren von in der Landwirtschaft verwendeten Samen mit nützlichen Mikroorganismen. Der Ausdruck Mikroorganismus wird in dieser Beschreibung im weitesten Sinne verstanden, um Bakterien, Pilze und höhere und niedrigere Organismen zu bezeichnen.
Bestimmte Mikroorganismen können auf vielfältige Weise fungieren, um Pflanzenwachstum zu verbessern, N- und P-Zustand von Pflanzen zu verbessern oder um bestimmte Seuchen und Krankheiten, die Pflanzen befallen, zu steuern. Diese Organismen umfassen Bakterien der Gattungen Rhizobium (einschließlich Bradyrhizobium), Pseudomonas, Serratia, Bacillus, Pasteuria, Azotobacter, Enterobacter, Azospirillum und Cyanobacteria (Blau-Grün Algen), Pilze der Gattung Gliocladium, Trichoderma, Coniotherium, Verticillium, Paecilomyces, Metarhizium und myrcorrhizale Pilze und entomophile Nematoden, sofern sie im Boden in der Nähe der Wurzeln bestimmter Pflanzen vorliegen. Die zu verwendenden Mikroorganismen werden im allgemeinen in den Boden beim Säen unter Verwendung von Inoculum-Zusammensetzungen eingebracht. Das Inoculum wird normalerweise in engen Kontakt mit dem Samen durch entweder trockene, nasse oder aufschlämmende Inoculierungs-Arbeitsweisen gebracht. Bei dem Aufschlämmungs-Inoculieren wird das Inoculum mit Wasser vermischt, und es wird allgemein ein Haftmittel wie z. B. Gummi arabicum oder Methylcellulose zur Verbesserung der Haftung verwendet.
UK-Patent 2 080 669 schlägt die Verwendung eines wasserlöslichen Polyvinylpyrrolidons (PVP) in Rhizobium-Inoculierungsmitteln vor. Es wird angegeben, daß das wasserlösliche Polyvinylpyrrolidon das Überleben der Mikroorganismen verbessert. Unsere frühere europäische Patentanmeldung Nr. 87 306 343.2 offenbart eine Inoculum-Zusammensetzung für Pflanzen, umfassend ein Trägermedium, eine vorteilhafte Spezies an Mikroorganismus und ein Copolymer aus Vinylpyrrolidon und Vinylacetat, Styrol oder einem substituierten Styrol.
Die auf-dem-Bauernhof-Praxis der Inoculierung erweitert das Samenpflanzen um eine zusätzliche Stufe und wird deshalb von Bauern nicht geschätzt. Darüberhinaus haben bestehende Verfahren für das Beschichten von Samen mit Mikroorganismen den Nachteil, daß sie zu geringen Beladungen lebensfähiger Mikroorganismen und ungenügender Haltbarkeit führen. In der handelsüblichen Praxis sind überzogene Samen mit einer Haltbarkeit von wenigstens 6 Monaten bei Umgebungstemperatur wünschenswert.
Im Unterschied zu den auf dem Bauernhof verwendeten trockenen, nassen oder aufschlämmenden Inoculierungs-Arbeitsweisen, wird Vorinoculierung bei Samenbeschichtern verwendet, wobei Samen mit Formulierungen (üblicherweise auf Tongrundlage) beschichtet werden, die Mikroorganismen enthalten. Handelsübliche Samen-Beschichtungsverfahren umfassen im allgemeinen eine Trocknungsphase bei Temperaturen, die nachteilig das Überleben des Mikroorganismus beeinflussen können. Darüberhinaus müssen, da Samen vor der Aussaat gut beschichtet wird, die Mikroorganismen oft während mehrerer Monate unter Bedingungen kontunuierlicher Austrocknung lebendig bleiben. Aufgrund der vorstehend erwähnten Probleme hat die kommerzielle Vorinoculierung von Samen wenig Erfolg gebracht.
Zum Beispiel beschreibt UK-Patent 2 080 669 ein Verfahren zur Beschichtung von Samen mit Rhizobia, welches aus den folgenden Stufen besteht: Samen werden mit Natrium-Caseinat, fein gemahlenem Kalkstein und Torf beschichtet, getrocknet - um überschüssige Feuchtigkeit zu entfernen - und mit einer Aufschlämmung aus einer Rhizobia-Kultur in einem Torf-Medium in einer Lösung aus Polyvinylpyrrolidon in Wasser vermischt. Zum Schluß wird eine Kaolin/Kalk-Mischung mit dem beschichteten Samen vermischt, um irgendeinen Feuchtigkeitsüberschuß zu entfernen. Obwohl behauptet wird, daß dieses Verfahren 100 %iges Überleben von Rhizobia ergibt, ergab eine genauere Untersuchung der Ergebnisse, daß dies nicht der Fall ist. In einem Fall wurde 100 %iges Überleben nach 21 Tagen Lagerung berichtet, die Reproduzierbarkeit der Ergebnisse war jedoch gering. In allen anderen Beispielen wurde ein 0,5-19 %iges Überleben von Rhizobia nach 28 Tagen Lagerung berichtet.
Ein anderes Problem der Vorinoculierung von Samen mit Rhizobia ist es, eine ausreichende Anzahl von Bakterien pro Samen zu erreichen, um eine günstige Wirkung auf das Pflanzenwachstum zu erzielen. Es wird anerkannt, daß für Soja 10&sup5; Bakterien pro Samen notwendig sind und daß für Luzerne 10³ Bakterien pro Samen notwendig sind. Vorher beschriebene Verfahren zur Vorinoculierung von Samen erwiesen sich als ungeeignet diese Ziele zu erreichen. Aufschlämmung von Samen mit einer Inoculum-Zusammensetzung, die ein haftendes Polymer enthält, wie ein Copolymer aus Vinylpyrrolidon und Vinylacetat, wie in unserer vorhergehenden europäischen Patentanmeldung Nr. 87 306 343.2 beschrieben, ist eine Verbesserung des Standes der Technik, in dem sie die Ziele von 10&sup5; Bakterien pro Sojasamen und 10³ Bakterien pro Luzernesamen erreicht. Es bleibt jedoch noch genügend Raum zur Verbesserung der Lagerfähigkeit.
Überraschenderweise haben wir gefunden, daß Aufschlämmen von Samen mit-einer Inoculum-Zusammensetzung, wie z. B. in unserer europäischen Patentanmeldung Nr. 87 306 343.2 beschrieben, in Gegenwart einer Suspension eines haftenden Polymers, das getrennt als eine wäßrige Suspension während des Aufschlämm-Verfahrens zugegeben wird, und anschließendem an-der- Luft-Trocknen bei Umgebungstemperaturen, ein beschichtetes Samen-Produkt mit angemessenen Rhizobia-Zahlen pro Samen ergibt, und in dem ausreichend viel Rhizobia für eine Zeitdauer von länger als 5 Monate am Leben bleibt.
Gemäß der vorliegenden Erfindung umfaßt ein Verfahren zur Herstellung von überzogenen Samen das Aufschlämmen von Samen mit einer Inoculum-Zusammensetzung, die ein Trägermedium, wenigstens eine Art von Mikroorganismus, der eine vorteilhafte Wirkung auf Pflanzen, die aus den Samen wachsen, hat und ein haftendes Polymer enthält, wobei das Aufschlämmen in Gegenwart einer wäßrigen Suspension eines haftenden Polymers durchgeführt wird, und an-der-Luft-Trocknen des sich ergebenden Produkts bei einer Temperatur von nicht höher als 30 ºC.
Die Erfindung stellt ein verbessertes Samenüberzugs-Produkt dar, umfassend wenigstens einen Samen, der von einer Beschichtungs-Zusammensetzung umgeben ist, die einen Träger umfaßt, einen Mikroorganismus, der für den Samen oder für Pflanzen vorteilhaft ist, die aus den Samen wachsen und ein haftendes Polymer, das mit dem Mikroorganismus kompatibel ist.
Das haftende Polymer wird vorzugweise ausgwählt aus Copolymeren von Vinylpyrrolidon und Vinylacetat, Poly(methylvinylether)/Maleinanhydrdid-Copolymeren, freie Säuren des Copolymers von Methylvinylether und Maleinsäureanhydrid, Vinylpyrrolidon/Styrol-Copolymeren, teilweise hydrolysierten Polyvinylalkoholen, Vinylacetat/Butylacrylat-Copolymeren, Vinylacetat-Homopolymeren, Vinylacetat/VeoVa 10/Butylacrylat-Terpolymeren, Acryl-Copolymeren, Styrol/Acrylester-Copolymeren, Vinylacetat/Ethylen-Copolymeren und Polyvinylacetat. Ein besonders bevorzugtes Polymer ist ein Copolymer aus Vinylpyrrolidon und Vinylacetat in den jeweiligen Gewichtsverhältnissen von 50:50 bis 70:30. Vorzugsweise enthält die Suspension 10-20 Gew.-% des Copolymeren. Gebräuchlicherweise kann das haftende Polymer in der Suspension das gleiche sein wie in der Inoculum-Zusammensetzung.
Der Träger ist vorzugsweise Torf. Alternativ kann Vermiculit, Ton, Silt, Graphit, Talcum, Filter-Schlamm, Kokosfaserstaub, Bagasse, kompostierte Maiskolben oder Kohlestaub verwendet werden.
Der Mikroorganismus wird vorzugsweise aus Rhizobium (einschließlich Bradyrhizobium), Pseudomonas, Serratia, Bacillus, Pasteuria, Azotobacter, Enterobacter, Azospirillum, Cyanobacteria, Gliocladium, Trichoderma, Coniotherium, Verticillium, Paecilomyces, Metarhizium, myrcorrhizalen Pilzen und entomophile Nematoden ausgewählt.
Unter bestimmten Umständen kann es nützlich sein, die überzogenen Samen mit pulverförmigem Ton einzustauben, um ihr Aussehen zu verbessern. Es kann auch erwünscht sein, Pigmente in die überzogenen Samen einzubauen, um sie von anderen Produkten zu unterscheiden. Wir haben gezeigt, daß sowohl pulverförmige Tone als auch Pigmente in die Samenüberzugs-Zusammensetzungen, ohne eine schädigende Wirkung auf Rhizobia auszuüben, eingebaut werden können. Ein Beispiel eines geeigneten Tons ist Calcium-Montmorillonit, der auch als Surrey-Pulver bekannt ist. Das Pigment wir vorzugsweise ausgewählt aus Farbstoffen wie Rhodamin B500, Methylviolett, Blau 2313, Eosin Y, Sunset Yellow, Magenta, Blau 23123, Pigmentgrün 7, Tartrazin, Malachitgrün, Auramin 0, Ölgelb 21756, Grün 19102 und Methylenblau 2B und aus mit Titandioxid beschichtetem Glimmer (Lüster) wie 100 Perlsilber, 120 Perllüster, 235 Perlgrün, 300 Perlgold, 500 Perlbronze und 504 Perlrot.
Viele Samen werden mit chemischen Fungiziden beschichtet. Diese können auch gemäß der vorliegenden Erfindung verwendet werden, wobei es notwendig ist, rhizobiale Stränge zu verwenden, die gegenüber diesen Fungiziden resistent sind, wodurch es ermöglicht wird, Samen mit Fungiziden und Rhizobia zur gleichen Zeit zu beschichten. Die Fungizide sind vorteilhafterweise aus Metalaxyl, Carbathiin und Thiram ausgewählt. Das Samenüberzugs-Produkt der vorliegenden Erfindung kann durch Vermischen von Samen mit Bestandteilen der Beschichtungs-Zusammensetzung und Trocknen der Oberfläche des sich ergebenden überzogenen Samens hergestellt werden. Trocknen sollte bei Raumtemperatur erfolgen (d.h. bei weniger als 30 ºC). Das Verhältnis von Inoculum zu Samen kann in Abhängigkeit vom Samentyp im Bereich von 0,5 bis 2,5 Gew.-% ausgewählt werden.
Gemäß dem hierin beschriebenen Verfahren hergestellte überzogenen Samen haben die folgenden Vorteile:
a) Die überzogenen Samen können ungehindert fließen.
b) Die Beschichtung hat keine negative Auswirkung auf das Keimen.
c) Es geht sehr wenig der Beschichtung beim Abfüllen und Säen verloren.
d) Die überzogenen Samen halten eine große Anzahl von lebendigen Rhizobia-Zellen pro Samen während einer Zeitdauer von wenigstens 3 Monaten am Leben.
Das Verfahren wird durch die nachstehenden Beispiele erläutert, bei denen Beispiele 1 bis 4 Vergleiche sind und von Beispiel 5 an aufwärts, das erfindungsgemäße Verfahren erläutert wird.

Beispiel 1

Herstellung von Inoculierungsstoffen auf Torf-Basis

Ausgewählter Seggentorf (Fisons) wurde auf einen pH-Wert von 6,5 unter Verwendung von Calciumhydroxid und Calciumcarbonat eingestellt. Dieser wurde bei 60 ºC ofengetrocknet und in einer Hammermühle gemahlen, um ein 0,4 mm-Sieb passieren zu können. 150 g-Aliqote von pulverförmigem Torf wurden in 300er-Polyethylenbeuteln versiegelt und mittels Gammastrahlung (50 KGy) sterilisiert. In die Packungen wurden 115 ml einer reinen Kultur von Bradyrhizobium japanicum, Rhizobium meliloti oder R. leguminosarum biovar trifolii injiziert, das Injektionsloch wieder versiegelt und der Inhalt vor der Inkubation während 7 Tagen bei 26 ºC intensiv gemischt. Derartige Inoculierungsstoffe enthalten durchschnittlich 5 x 10&sup9; lebensfähige Zellen pro g.
Inoculierungsstoffe auf der Basis von Torf/Ton-Mischungen (Surrey-Pulver, Calcium-Montmorillonit) können durch ein identisches Verfahren hergestellt werden. 150 g-Aliqote einer pulverförmigem Torf/Ton-Mischung (25 oder 50 Gew. -% Ton) wurden in 300er-Polyethylensäcken versiegelt und mittels Gammastrahlung (50 KGy) sterilisiert. In die Packungen wurden 115 ml einer reinen Kultur von B. japanicum, R. meliloti oder R. leguminosarum biovar trifolii injiziert, das Injektionsloch wieder versiegelt und der Inhalt vor der Inkubation während 7 Tagen bei 26 ºC intensiv gemischt. Derartige Inoculierungsstoffe enthalten durchschnittlich 3,6 x 10&sup9; lebensfähige Zellen pro g.

Beispiel 2

Bestrahlte Torf-Packungen wurden wie in Beispiel 1 beschrieben hergestellt, und es wurden 57,5 ml einer reinen Kultur von B. japanicum, R. meliloti oder R. leguminosarum biovar trifolii sowie 57,5 ml einer autoklavenbehandelten 10 %igen wäßrigen Suspension aus PVP-VA-S-630 oder 57,5 ml einer autoklavenbehandelten 10 %igen wäßrigen Lösung aus PVP (Molekulargewicht 44 000) injiziert. PVP-VA-S-630 ist ein 60:40 Vinylpyrrolidon/Vinylacetat-Copolymer (Molekulargewicht 700 000), das von GAF (Großbritannien) Co., Limited, Manchester) bezogen werden kann. Es ist ein sprühgetrocknetes Pulver, das stabile Emulsionen in Wasser bilden kann.
Kontroll-Inoculierungsstoffe wurden auf ähnliche Weise hergestellt, mit der Abänderung, daß die wäßrige Suspension oder Lösung des Polymers durch 57,5 ml Wasser ersetzt wurde. Alle Packungen wurden vollständig gemischt, bei 26 ºC während sieben Tagen inkubiert und bei Raumtemperatur aufbewahrt. Kontrolle, PVP- und PVP-VA-S-630 enthaltende Inoculierungsstoffe enthielten bei der Anwendung jeweils 6 x 10&sup9;, 1,7 x 10&sup8; und 4,25 x 10&sup9; Rhizobia pro g.
Sojabohnen-Samen wurden mit B. japanicum wie folgt inoculiert:
Die Kontroll-Inoculierungsstoffe wurden verwendet, um Sojabohnen-Samen auf dreierlei Art zu inoculieren:
1) Trocken - 1 g Inoculum wurde mit 300 g Samen vermischt.
2) Wäßrige Aufschlämmmung - 1 g Inoculum wurde mit 2 ml Wasser aufgeschlämmt und dann mit 300 g Samen vermischt.
3) Gummi arabicum-Aufschlämmung - 1 g Inoculum wurde mit 2 ml einer 40 %igen wäßrigen Lösung von Gummi arabicum (Hersteller - Sigma) aufgeschlämmt und dann mit 300 g Samen vermischt.
Bei allen Behandlungen wurden die inoculierten Samen vor der Entfernung von nicht anhaftendem Inoculum durch Sieben während 30 Minuten bei Raumtemperatur gehalten.
Die PVP oder PVP-VA-S-630 enthaltende Inoculierungsstoffe wurden zum Inoculieren von Sojabohnen-Samen auf dreierlei Art verwendet:
1) Trocken - 1 g Inoculum wurde mit 300 g Samen vermischt.
2) Feucht - 300 g Samen wurden vor dem Vermischen mit 1 g Inoculum mit 0,3 ml Wasser leicht angefeuchtet.
3) Aufschlämmmung - 1 g Inoculum wurde mit 2 ml Wasser aufgeschlämmt und dann mit 300 g Samen vermischt.
Inoculierte Samen wurden vor der Entfernung von nicht anhaftendem Inoculum durch Sieben während 30 Minuten bei Raumtemperatur gehalten.
Alle Samenchargen wurden dann der Luft ausgesetzt und bei 25 ºC während einer Zeitspanne von 8 Tagen gehalten, wobei während dieser Zeitspanne die Anzahl der Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt wurden. Ergebnisse sind in Tabelle 1 aufgeführt.
Aus Tabelle 1 ist ersichtlich, daß es nur bei den PVP-VA-S- 630-Inoculierungsstoffen möglich ist, die erwünschte Anzahl von Rhizobia pro Samen (d. h. von mehr als 10&sup5; pro Samen) zu erreichen. Es ist ersichtlich, daß sowohl Gummi arabicum als auch PVP Rhizobia auf der Samenoberfläche ein gewisses Maß an Schutz verleihen, so daß das Überleben von Rhizobia im Vergleich zu dem ohne Vorliegen eines schützendes Mittels verlängert wird. Das Überleben von Rhizobia auf der Samenoberfläche wird weiterhin bei der Verwendung von PVP-VA-S-630- Inoculum verbessert, wodurch die Überlegenheit von PVP-VA-S- 630 über PVP und Gummi arabicum als Schutzmittel gezeigt wird. Die besten Ergebniise werden erhalten, wenn Samen als Aufschlämmung mit PVP-VA-S-630-Inoculum vermischt werden, aber selbst in diesem Fall ist das Überleben von Rhizobia für ein handelsübliches überzogenes Samenprodukt nicht angemessen und weitere Verbesserung ist notwendig. Tabelle 1 Anzahl von Rhizobia pro Samen Zeit nach dem Inoculieren (Tage) trocken wäßrige Aufschlämmung Gummi arabicum-Aufschlämmung Kontroll-Inoculum trocken PVP-Inoculum PVP-VA-S-630-Inoculum feucht Aufschlämmung

Beispiel 3

In Hinblick auf die Härte des Testes, der in Beispiel 2 angegeben wurde, wurde der in diesem Beispiel angewendete Test durchgeführt, um das Verhalten des Schutzmittels mit in Beuteln gelagerten überzogenen Samen zu vergleichen.
Die Wirkung des PVP-VA-S-630-Copolymers auf das Überleben von Rhizobia auf Überzug der Samen wurde mit der Aufschlämmungs- Inoculieren mit 40 %iger wäßriger Lösung von Gummi arabicum und dem Trocken-Inoculieren mit gebräuchlichen (Kontroll)- Inoculierungsstoffen verglichen.
100 g-Chargen von mit Gammastrahlen bestrahlten Soja-Samen wurden mit 1 g gebräuchlichem Inoculierungsstoff (hergestellt wie in Beispiel 2 beschrieben - 9,6 x 10&sup9; Rhizobia pro g) durch Schütteln in einer sterilisierten Flasche trockeninoculiert. Andere wurden mit 1 ml sterilisierter Gummi arabicum- Lösung vor dem Inoculieren vermischt. Samen-Chargen, die für das Inoculieren von PVP-VA-S-630-enthaltenden Inoculierungsstoffen (hergestellt wie in Beispiel 2 beschrieben - 2,2 x 10¹&sup0; Rhizobia pro g) verwendet wurden, wurden mit 0,1 ml sterilisiertem Wasser vorher angefeuchtet. Die Samen-Chargen wurden in bestrahlte Polyethylen-Beutel überführt, die versiegelt und bei Laboratoriums-Temperatur während 6 Monaten aufbewahrt wurden. In Zeitintervallen wurden 50 Samen-Chargen von jeder Behandlung entfernt, und es wurden die lebensfähigen Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt (siehe Tabelle 2). Tabelle 2 Rhizobia-Anzahl pro Samen Zeit nach dem Inoculieren (Monate) trockenes Inoculieren Gummi arabicum-Aufschlämmungs-Inoculieren Inoculieren mit PVA-VA-S-630-enthaltendem Inoculum N.D.: nicht gefunden
Die Ergebnisse in Tabelle 2 zeigen, daß in diesem Beispiel sowohl Aufschlämmungs-Inoculieren von Samen mit Gummi arabicum als auch feuchtes Inoculieren mit PVP-VA-S-630-Inoculum die erwünschte Anzahl von Rhizobia pro Samen (d.h. mehr als 10&sup5; pro Samen) ergeben. Trocken-Inoculieren durch gebräuchliches Inoculieren war unzureichend. In allen Fällen fällt jedoch die Anzahl der Rhizobia pro Samen unter 10&sup5; innerhalb 3-6 Monaten Lagerung, selbst wenn die überzogenen Samen in Beuteln aufbewahrt wurden.

Beispiel 4

PVP-VA-S-630 verbessert klar das Überleben von Rhizobia auf der Samenoberfläche, so daß es interessant war zu bestimmen, ob zunehmende Konzentrationen von PVP-VA-S-630 in Torf- Inoculierungsstoffen das Überleben von Rhizobia in einem Maße verbessern würden, das ausreichend wäre, um eine angemessene Lagerfähigkeit zu ergeben.
Beutel von Inoculierungsstoffen auf Torfbasis, die 0, 5, 10 und 15 g PVP-VA-S-630 enthalten, wurden wie in Beispiel 2 beschrieben hergestellt. Es ist nicht möglich 150 g Torf- Beutel herzustellen, die mehr als 15 g PVP-VA-S-630 enthalten, da dies zur Agglomerierung von Torf-Teilchen führt, wodurch überzogene Samen unwirksam gemacht werden.
Die Inoculierungsstoffe wurden zum Inoculieren von Sojabohnen-Samen auf zwei Arten verwendet:
1) Feucht - 300 g Samen wurden vor dem Vermischen mit 1 g Inoculum mit 0,4 ml Wasser leicht angefeuchtet.
2) Aufschlämmmung - 1 g Inoculum wurde mit 2 ml Wasser aufgeschlämmt und dann mit 300 g Samen vermischt.
Inoculierte Samen wurden vor der Entfernung von nicht anhaftendem Inoculum durch Sieben während 30 Minuten bei Raumtemperatur gehalten. Die Samen wurden dann der Luft ausgesetzt und bei Raumtemperatur während 1 Stunde vor der Bestimmung der Anzahl von Rhizobia pro Samen gehalten. Die Ergebnisse sind in Tabelle 3 aufgeführt.
Die Ergebnisse zeigen, daß durch Zunahme des PVP-VA-S-630- Gehalts von Torf-Inoculierungsstoffen auf die maximal mögliche Menge die erwünschte Anzahl von Rhizobis pro Samen (d.h. mehr als 10&sup5; pro Samen) erreicht werden kann, daß aber weitere Verbesserungen erwünscht sind. Tabelle 3 PVP-VA-S-30-Gehalt des Inoculums (g) Anzahl von Rhizobia pro g Inoculum Anzahl von Rhizobia pro Samen Feuchtes Inoculierem Aufschlämmungs-Inoculieren

Beispiel 5

Vor-Inoculieren von Soja-Samen

2 g Inoculum auf Torf-Basis, der PVP-VA-S-630 (hergestellt wie in Beispiel 2) enthält, wurde mit 3 ml einer wäßrigen Suspension von PVP-VA-S-630 (10, 20 oder 30 Gew.-%) bei Raumtemperatur vermischt. Die Suspension wurde mit 300 g Soja- Samen aufgeschlämmt, und die Aufschlämmung wurde an der Luft trocknen gelassen. Die Samenchargen wurden in bestrahlte Polyethylen-Beutel überführt, die versiegelt und bei Raumtemperatur während 5 Monaten aufbewahrt wurden. In Zeitintervallen wurden 50 Samen-Chargen jeder Behandlung entfernt, und es wurden die lebensfähigen Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt (siehe Tabelle 4).
Es wurde die Auswirkung wechselnder Mengen an Inoculum auf Torf-Basis untersucht. 2, 3, 4 oder 5 g des Inoculums wurden mit jeweils 3, 4, 4 oder 5 ml PVP-VA-S-630-Suspension vermischt. Bei der Verwendung von 3 oder 4 g Inoculum, wurde ebenfalls 1 ml Wasser zur Mischung zugegeben. Bei der Verwendung von 5 g Inoculum wurden 2 ml Wasser zur Mischung zugegeben. Die Suspensionen wurden mit Samen aufgeschlämmt, getrocknet, in Beutel verpackt, und es wurden lebensfähige Rhizobia-Zellen wie vorstehend beschrieben (siehe Tabelle 4) bestimmt.
Torf-Ton-Inoculierungsstoffe, die PVP-VA-S-630 enthalten (hergestellt wie in Beispiel 2 beschrieben), wurden anstelle von Inoculierungsstoffen auf Torfbasis verwendet und vorinoculierte Soja-Samen wurden wie oben beschrieben hergestellt. Lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen wuren bestimmt (siehe Tabelle 5).
Inoculierungsstoffe auf Torf-Basis, die PVP-VA-S-630 und eine von drei verschiedenen B. japanicum-Stämmen RCR 3407 (CB 1809), 532c und G49 enthalten, wurden zum Vorinoculieren von Soja-Samen wie vorstehend beschrieben verwendet und es wurden lebensfähige Rhizobia-Zellen (siehe Tabelle 4) bestimmt. Tabelle 4 Lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen Lagerungszeit (Monate) Stamm RCR 3407 (Torf-Inoculum) Inoculum PVP-VA-S-630 Tabelle 5 Lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen Lagerungszeit (Monate) Stamm RCR 3407 (75 % Torf/25 % Ton-Inoculum) Inoculum PVP-VA-S-630)
Die Ergebnisse in den Tabellen 4 und 5 zeigen, daß das Ziel von 10&sup5; Rhizobia pro Samen erreicht werden kann und daß die so hergestellten überzogenen Samen eine Lagerungsbeständigkeit von mehr als 5 Monaten haben.
Aus diesen Ergebnissen kann geschlossen werden, daß 10 oder 20 gew.-%ige PVP-VA-S-630-Suspensionen optimal sind und daß 2-4 g Inoculum pro 300 g Sojasamen (d.h. eine Inoculierensrate von 0,7-1,3 %) angemessene, lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen nach 5 Monaten Lagerung ergeben. Das Verfahren ist für einen Bereich von B. japanicum-Stämmen anwendbar.

Beispiel 6

Vor-Inoculieren von Luzerne-Samen

100 g Luzerne-Samen wurden mit Inoculum auf Torfbasis, der PVP- VA-S-630 und R. meliloti RCR 2001 enthält, wie in Beispiel 5 beschrieben vorinoculiert. Behandelte Samen wurden in Beutel gepackt und wie in Beispiel 5 beschrieben gelagert. In Zeitintervallen wurden lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt (siehe Tabelle 6). Tabelle 6 Lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen Lagerungsdauer (Monate) Inoculum PVP-VA-S-630
Die Ergebnisse der Tabelle 6 zeigen, daß das Ziel von 10³ Rhizobia Pro Luzernesamen erreicht werden kann und daß die derartig hergestellten überzogenen Samen eine Lagerungsfähigkeit von mehr als 6 Monaten aufweisen.
Aus diesen Ergebnissen kann geschlossen werden, daß 10 oder 20 gew.-%ige PVP-VA-S630-Suspensionen optimal sind und daß 1,5-2 g Inoculum pro 100 g Luzernesamen (d.h. eine Inoculationsrate von 1,5-2 %) das Ziel von 1 x 10³ lebensfähigen Rhizobia-Zellen pro Samen nach 6 Monaten Lagerung erreicht.

Beispiel 7

Vorinoculieren über Kleesamen

100 g weißer Kleesamen wurden mit Inoculum auf Torfbasis, der PVP-VA-S630 und R. leguminosarum biovar trifolii TA1 enthält, wie in Beispiel 5 beschrieben vorinoculiert. Behandelte Samen wurden in Beutein verpackt und und wie in Beispiel 5 beschrieben gelagert. In Zeitintervallen wurden lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt (siehe Tabelle 7).
Die Ergebnisse der Tabelle 7 zeigen, daß 10³ Rhizobia-Zellen pro Kleesamen erreicht werden können und daß die derartig hergestellten überzogenen Samen eine Lagerungsfähigkeit von mehr als 3 Monaten aufweisen. Tabelle 7 lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen Lagerungszeit (Monate Inoculum PVP-VA-S-630

Beispiel 8

2 g B. japanicum-Inoculum auf Torfbasis, der PVP-VA-S-630 enthält (hergestellt wie in Beispiel 2) wurde mit 3 ml einer 20 gewichtsprozentigen, wäßrigen PVP-VA-S-630-Suspension bei Raumtemperatur vermischt. Die Suspension wurde mit 300 g Soja-Samen aufgeschlämmt, und die Autschlämmung wurde mit 9 kg Surrey-Pulver eingestaubt. Nach dem Trocknen an der Luft wurden die Samen-Chargen in bestrahlte Polyethylenbeutel überführt, die versiegelt und bei Raumtemperatur gelagert wurden. In Zeitintervallen wurden 50 Samen-Chargen entfernt und lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt (siehe Tabelle 8). Tabelle 8 Lagerungszeit (Monate) Lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen

Beispiel 9

2 g B. japanicum-Inoculum auf Torfbasis, der PVP-VA-S-630 enthält (hergestellt wie in Beispiel 2) wurde mit 4,2 ml einer 20 gewichtsprozentigen, wäßrigen PVP-VA-S-630-Suspension, die 0,12 g der Farbstoffe Rhodamin B500 oder Blau 23123 enthält, vermischt. Die Suspension wurde mit 300 g Soja-Samen aufgeschlämmt, und die Aufschlämmung wurde an der Luft getrocknet. Samen-Chargen wurden in bestrahlte Polyethylenbeutel überführt, die versiegelt und bei Raumtemperatur gelagert wurden. In Zeitintervallen wurden 50 Samen-Chargen entfernt und lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt (siehe Tabelle 9). Tabelle 9 Lagerungszeit (Monate) Lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen Rhodamin B500 Blau 23123

Beispiel 10

2 g B. japanicum-Inoculum auf Torfbasis, der PVP-VA-S-630 enthält (hergestellt wie in Beispiel 2) wurde mit 4,2 ml einer 20 gewichtsprozentigen, wäßrigen PVP-VA-S-630-Suspension, die 0,6 des mit Titandioxid beschichteten Glimmers (Lüster)-100 Perlsilber enthält, vermischt. Die Suspension wurde mit 300 g Soja-Samen aufgeschlämmt und die Aufschlämmung wurde an der Luft getrocknet. Samen-Chargen wurden in bestrahlte Polyethylenbeutel überführt, die versiegelt und bei Raumtemperatur gelagert wurden. In Zeitintervallen wurden 50 Samen-Chargen entfernt und lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt (siehe Tabelle 10) Tabelle 10 Lagerungszeit (Monate) Lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen

Beispiel 11

2 g B. japanicum-Inoculum auf Torfbasis, der PVP-VA-S-630 enthält (hergestellt wie in Beispiel 2), wurde mit 4,2 ml einer 20 gewichtsprozentigen, wäßrigen PVP-VA-S-630-Suspension, die entweder 0,12 g der Farbstoffe Rhodamin B500 oder Blau 23123 und 6 g 100 Perlsilber enthält, vermischt. Die Suspension wurde mit 300 g Soja-Samen aufgeschlämmt und die Aufschlämmung an der Luft getrocknet. Samen-Chargen wurden in bestrahlte Polyethylenbeutel überführt, die versiegelt und bei Raumtemperatur gelagert wurden. In Zeitintervallen wurden 50 Samen-chargen entfernt und lebensrähige Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt (siehe Tabelle 11) Tabelle 11 Lagerungszeit (Monate) Lebens fähige Rhizobia-Zellen pro Samen Blau 23123 Rhodamin B500

Beispiel 12

Auswahl der gegenüber Fungiziden toleranten Rhizobia-Stämme

Gegenüber Fungiziden tolerante Rhizobia-Stämme wurden mittels des Verfahrens von Rennie (1986) hergestellt. Reine Kulturen von R. meliloti RCR 2001 wuren auf TY-Medium (Beringer, 1974) übertragen, in welches 0, 20, 40. 60. 100 oder 500 ppm Metalaxyl eingebaut worden waren. Stämme wurden als tolerant angesehen, wenn sie sich in Gegenwart von 100 ppm Metalaxyl vermehren konnten, als immun, wenn sie 500 ppm Metalaxyl tolerieren konnten. Spontane Mutanten, die innerhalb von 14 Tagen Wachstum aufwiesen, wurden auf TY-Medium ohne Metalaxyl rekultiviert und dann auf TY-Medium, das Metalaxyl enthält, mit zunehmenden Konzentrationen wieder plattiert. Dieses Verfahren wurde dreimal im Verlauf eines Jahres wiederholt, um die genetische Stabilität der beobachteten Toleranz gegenüber Metalaxyl sicherzustellen.
Das gleiche Verfahren wurde angewendet, um Mutanten von B. japanicum RCR 3407 zu erhalten, die sowohl gegenüber Carbathiin als auch Thiram resistent sind.

Beispiel 13

Inoculierungsstoffe auf Torfbasis, die PVP-VA-S-630 und gegenüber Metalaxyl tolerante R. meliloti-Stämme oder Carbathiin- und Thiram-tolerante B. japanicum-Stämme enthalten, wurden wie in Beispiel 2 beschrieben hergestellt.
2 g R. meliloti-Inoculum wurde mit 3 ml einer 20 gewichtsprozentigen, wäßrigen PVP-VA-S-630-Suspension, die 0,126 g Apron FL (enthält 28,35 % Metalaxyl, Hersteller Gustafson) enthält, vermischt. Die Suspension wurde mit 100 g Luzerne- Samen aufgeschlämmt und die Aufschlämmung an der Luft getrocknet.
2 g B. japanicum-Inoculum wurde mit 42 ml einer 20 gewichtsprozentigen, wäßrigen PVP-VA-S-630-Suspension, die 1,8 ml Anchor (enthält 66,7 g Carbathiin und 66,7 g Thiaram pro Liter (Hersteller Uniroyal) enthält, vermischt. Die Suspension wurde mit 300 g Soja-Samen aufgeschlämmt und die Aufschlämmung an der Luft getrocknet.
Samen-Chargen wurden in bestrahlte Polyethylenbeutel überführt, die versiegelt und bei Raumtemperatur gelagert wurden. In Zeitintervallen wurden 50 Samen-Chargen entfernt und lebensfähige Rhizobia-Zellen pro Samen bestimmt (siehe Tabelle 12). Tabelle 12 Lagerungszeit (Monate) Lebens fähige Rhizobia-Zellen pro Samen R. welilati B. japanicum

Beispiel 14

Das gleiche Verfahren zum Vorinoculieren von Soja-Samen wie in Beispiel 5 beschrieben, kann für jedes der nachstehenden Polymere, die PVP-VA-S-630 ersetzen, verwendet werden: Poly(methylvinylether)/Maleinsäureanhydrid-Copolymere, freie Säuren des Copolymers aus Methylvinylether)/Maleinsäureanhydrid, Vinylpyrrolidon/Styrol-Copolymere, teilweise hydrolysierte Polyvinylalkohole, Vinylacetat/Butylacrylat-Copolymere, Vinylacetat-Homopolymere, Vinylacetat/VeoVa 10/Butylacrylat-Terpolymere, acrylische Copolymere, Styrol/Acrylester-Copolymere, Vinylacetat/Ethylen-Copolymere und Polyvinylacetat.

Beispiel 15

Luzerne-Samen wurden mit R. meliloti und dem Farbstoff Blau 23123 unter Verwendung des in Beispiel 7 beschriebenen Verfahrens beschichtet. Fünf Monate nach der Beschichtung wurden die Samen auf ein Versuchsfeld gesät und das Wachstum der sich ergebenden Pflanzen mit dem der Pflanzen verglichen, die von unbehandelten Samen stammten. Zehn Wochen nach der Aussaat wurden die Pflanzen aus einer 40 cm langen Reihe abgeschnitten und das Gewicht der Pflanzenspitzen gemessen (Tabelle 13). Vorinoculation von Luzerne-Samen mit R. meliloti ergab erhöhtes Pflanzenwachstum. Tabelle 13 Prozentuale Zunahme des Gewichts der Pflanzenspitzen* Stelle * Verglichen mit nicht inoculierten Samen

Beispiel 16

Soja-Samen wurden mit B. japanicum und dem Farbstoff Rhodamin B500 unter Verwendung des in Beispiel 9 beschriebenen Verfahrens beschichtet. Drei Monate nach dem Beschichten wurden die Samen in ein Feld ausgesät. Das Versuchsfeld wurde geerntet und die Anzahl der Knötchen und das Gewicht plus Samenausbeute wurden gemessen (Tabelle 14). Vorinoculierung von Soja-Samen mit B. japanicum ergab erhöhte Samenausbeute, Anzahl der Knötchen und Gewicht, verglichen mit nicht inoculierten Samen. Tabelle 14 Anzahl der Knötchen (Durchschnitt von 10 Pflanzen) Frischgewicht der Knöchten (g pro 10 Pflanzen) Samenausbeute (bushel/acre) Nicht inoculiert vorinoculiert

Referenzen

Beringer, J.E. (1974), "R-factor transfer in Rhizobium leguminosarum", J. Gen. Microbiol. 84, 188-198
Rennie, R.J. (1986), "Selection for captan tolerance in the Rhizobium phaseoli-Phaseolus vulgaris L.N&sub2;-fixing symbiosis. Can. J. Soil. Sci. 66, 143-150.

Claims

1. Verfahren zur Herstellung von überzogenen Samenn, umfassend das Aufschlämmen von 1) Samen, 2) einer Inoculum- Zusammensetzung, die ein Trägermedium, wenigstens eine Art von Mikroorganismen, die eine vorteilhafte Wirkung auf Pflanzen, die aus den Samen wachsen, haben und ein erstes haftendes Polymer enthält und 3) einer wäßrigen Suspension eines zweiten haftenden Polymeren, wobei Bestandteil 3) separat vor oder während des Aufschlämmens zugesetzt wird, und das an-der-Luft-Trocknen des sich ergebenden Produkts bei einer Temperatur von nicht höher als 30 ºC.

2. Verfahren gemäß Anspruch 1, worin das haftende Polymer in der Suspension ein Copolymer aus Vinylpyrrolidon und Vinylacetat ist.

3. Verfahren gemäß Anspruch 2, worin das haftende Polymer ein Copolymer aus Vinylpyrrolidon und Vinylacetat in jeweiligen Gewichtsantellen von 50:50 bis 70:30 ist.

4. Verfahren gemäß einem der Ansprüche 2 oder 3, worin die Suspension 10 - 20 Gew.-% des Copolymeren enthält.

5. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, worin das Verhältnis von Inoculum zu Samen im Bereich 0,5 bis 2,5 Gew.-%, in Abhängigkeit von der Art des Samens, ausgewählt ist.

6. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, worin das haftende Polymer in der Suspension das gleiche wie in der Inoculum-Zusammensetzung ist.

7. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, worin die Samen Gemüsesamen und der Mikroorganismus Rhizobium- Bakterium ist.

8. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, worin das Trägermedium Torf ist.

9. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, worin die überzogenen Samen nach dem Trocknen an der Luft mit pulverigem Ton eingestäubt werden.

10. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, worin wenigstens ein Pigment in den Überzug eingebaut wird.

11. Verfahren gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, worin eine kompatibles Fungizid in den Überzug eingebaut wird.