DE4224125A1 - Verfahren zur verbesserung der stabilitaet von enzymen und stabilisierte enzyme - Google Patents
Verfahren zur verbesserung der stabilitaet von enzymen und stabilisierte enzymeInfo
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Description
Die vorliegende Erfindung bezieht sich auf ein Ver
fahren zur Verbesserung der Stabilität von Enzymen gegen
über ionischen Tensiden durch gerichtete Mutagenese von
für diese Enzyme codierenden DNA-Sequenzen und nachfol
gende Expression dieser Enzyme mit verbesserter ionischer
Tensidstabilität.
Enzyme wie Proteasen, Lipasen, Amylasen, Cellulasen
etc. sind wertvolle industrielle Produkte mit vorteilhaf
ten Anwendungen in der Waschmittelindustrie, da sie z. B.
enzymatisch spaltbare Verunreinigungen abbauen und somit
eine leichtere Entfernung dieser Verunreinigungen ermögli
chen. Um wirksam zu sein, müssen diese Enzyme nicht nur
enzymatische Aktivität unter Waschbedingungen (pH-Wert,
Temperatur) besitzen, sondern müssen darüber hinaus auch
mit anderen Waschmittelbestandteilen, insbesondere z. B. in
Kombination mit Tensiden, verträglich sein, d. h. in Gegen
wart dieser Substanzen ausreichende Stabilität und ausrei
chende Wirksamkeit aufweisen. Hierbei können insbesondere
die in Wasch- und Reinigungsmittelzusammensetzungen häufig
verwendeten Tenside ionischen Typs die Stabilität der ver
wendeten Waschmittelenzyme negativ beeinflussen, so daß
die Aktivität der Enzyme in Gegenwart des ionischen Ten
sids rasch absinkt und die Aktivität selbst bei kurzen
Waschzyklen von etwa 30 Minuten kaum ausreichend genutzt
werden kann. Die auf die mangelnde Stabilität der Enzyme
gegenüber ionischen Tensiden zurückzuführende unzurei
chende Ausnutzung der enzymatischen Aktivität während des
Wasch- bzw. Reinigungsvorganges bedingt somit auch deut
lich verminderte Wasch- bzw. Reinigungsleistungen. Eine
gute Stabilität der Wasch- und Reinigungsmittelenzyme ge
genüber ionischen Tensiden ist insbesondere für Flüssig
formulierungen von Wasch- und Reinigungsmitteln erforder
lich, da die Enzyme in diesen Formulierungen nicht wie in
Pulverformulierungen durch Beschichtungsverfahren gegen
destabilisierende Einwirkungen anderer Formulierungskompo
nenten, wie insbesondere ionische Tenside, geschützt wer
den können.
Es bestand daher die Aufgabe, Enzyme mit einer guten
Stabilität gegenüber ionischen, insbesondere anionischen,
Tensiden bereitzustellen und ein hierfür geeignetes Ver
fahren anzugeben.
Es wurde gefunden, daß in Enzymen durch Austausch von
Aminosäuren in einem hydrophoben Oberflächenbereich des
Enzyms eine gute Stabilität gegenüber ionischen Tensiden
erzielt werden kann.
Gegenstand der Erfindung sind gegen destabilisierende
Einwirkungen von ionischen Tensiden stabilisierte Enzyme,
bei denen wenigstens eine der Aminosäuren, die sich in
einem hydrophoben Oberflächenbereich des Enzyms oder in
direkter Nachbarschaft zu diesem hydrophoben Oberflächen
bereich befinden, durch eine andere Aminosäure ausge
tauscht ist, wobei
- a) eine hydrophobe Aminosäure, deren Aminosäurerest an der Bildung eines hydrophoben Oberflächenbereiches be teiligt ist, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Aminosäure mit ionischem Aminosäure rest befindet, durch eine andere Aminosäure mit hydro philem Aminosäurerest ausgetauscht ist, und/oder wobei
- b) eine polare, ungeladene Aminosäure, die an einen hydrophoben Oberflächenbereich angrenzt, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Amino säure mit ionischem Aminosäurerest befindet, durch eine gegenüber der ursprünglichen Aminosäure sterisch anspruchsvollere Aminosäure, vorzugsweise durch eine sterisch anspruchsvollere Aminosäure mit einem langket tigeren hydrophilen Aminosäurerest, ausgetauscht ist, und/oder wobei
- c) eine ionische Aminosäure, die sich in räumlicher Nach barschaft zu einem hydrophoben Oberflächenbereich be findet, durch eine Aminosäure mit einem ungeladenen hydrophilen Aminosäurerest oder durch eine geladene Aminosäure, deren Aminosäurerest eine zum ionischen Tensid gleichgerichtete Ladung aufweist, ausgetauscht ist.
In einer zweckmäßigen Ausgestaltung der Erfindung
liegen Enzyme vor, in denen die ursprüngliche Aminosäure
gemäß (a), (b) und/oder (c) in bzw. bei einem solchen
hydrophoben Oberflächenbereich des Enzyms ausgetauscht
ist, der auf der Enzymoberfläche als eine Vertiefung, ins
besondere als eine Mulde, eine Senke oder ein in das
Enzyminnere eindringendes Loch, ausgebildet ist.
Ohne hier eine bestimmte Theorie festlegen zu wollen,
kann angenommen werden, daß geladene Gruppen von ionischen
Tensiden durch elektrostatisch entgegengesetzt geladene
Bereiche auf der Enzymoberfläche angezogen werden und
durch elektrostatische Kräfte eine erste Bindung mit dem
Enzym eingehen. Es kann wahrscheinlich angenommen werden,
daß nach dieser ersten Bindung des ionischen Tensids der
langkettige unpolare Rest des Tensidmoleküls in enge
Wechselwirkung mit zugänglichen hydrophoben Oberflächenbe
reichen des Enzyms treten kann, die sich in direkter Nach
barschaft zur elektrostatischen Bindungsstelle des ioni
schen Tensids befinden. Die Wechselwirkungen zwischen dem
apolaren Tensidrest und dem hydrophen Oberflächenbereich
des Enzyms kann zur Denaturierung des Enzyms und damit zu
dessen Desaktivierung führen, insbesondere dann, wenn der
hydrophobe Bereich als Mulde, Senke oder Loch ausgebildet
ist. Hierdurch wird dem apolaren Tensidrest der Zugang in
den hydrophoben Kern des Enzyms ermöglichst, sofern dem
apolaren Tensidrest der Weg in das Enzyminnere nicht durch
stabile Strukturelemente des Enzyms wie beispielsweise
eine Helix oder eine rigide Faltung etc. versperrt wird.
Kann der apolare Tensidrest, insbesondere im Falle von
hydrophoben Mulden, Senken oder Löchern, über den hydro
phoben Oberflächenbereich des Enzyms leicht in das Enzym
innere eindringen, so ist die Auffaltung und des Desakti
vierung des Enzyms wahrscheinlich.
In bevorzugten stabilisierten Enzymen der Erfindung
ist die Stabilität des Enzyms gegen destabilisierende Ein
wirkung von anionischen Tensiden durch einen Aminosäure
austausch gemäß (a) oder (b) oder durch einen Austausch
einer kationischen Aminosäure durch eine Aminosäure mit
einem ungeladenen hydrophilen oder mit einem anionischen
Aminosäurerest verbessert.
Die erfindungsgemäßen stabilisierten Enzyme können an
sich jedes in der Wasch- und Reinigungsmittelindustrie
einsetzbare Enzym umfassen, beispielsweise Enzyme wie Pro
teasen, Lipasen, Amylasen, Pullulanasen, Glucanasen, Pek
tinasen, Nukleasen, Oxidoreduktasen etc. Zweckmäßig sind
als stabilisierte Enzyme insbesondere Proteasen, Lipasen,
Amylasen oder Cellulasen, wobei gegen destabilisierende
Einwirkungen von ionischen Tensiden stabilisierte Prote
asen in einer Ausgestaltung der Erfindung bevorzugt sind.
Im folgenden wird daher die Erfindung stellvertretend für
die vorstehend genannten Enzyme am Beispiel der Proteasen
eingehender beschrieben. Als Proteasen sind insbesondere
die sogenannten Subtilisine vorteilhaft. Subtilisine sind
alkalische Serinproteasen, d. h. Proteasen mit pH-Optimum
im alkalischen pH-Bereich und mit einem essentiellen
Serinrest im aktiven Zentrum. Die Subtilisine der vorlie
genden Erfindung können durch Kultivierung von Gram-posi
tiven Bakterien oder Pilzen gewonnen werden. Sehr bekannte
Subtilisine des Standes der Technik werden aus Bacillus-Stämmen
gewonnen, beispielsweise Subtilisine wie Subtili
sin BPN′ oder Subtilisin Carlsberg. Hierzu gehören auch
alkalische Proteasen, die durch Kultivierung von Bacillus
subtilis, Bacillus amyloliquefaciens, Bacillus lichenifor
mis oder Bacillus lentus gewonnen werden können. Ganz be
sonders bevorzugte Subtilisine sind die hochalkalischen
Serinproteasen, die insbesondere durch Kultivierung von
Bacillus-Spezies wie z. B. Bacillus alcalophilus gewonnen
werden können.
In einer speziellen Ausgestaltung der Erfindung be
sitzen diese hochalkalischen Proteasen eine Aminosäurense
quenz mit mindestens 80%, vorzugsweise mindestens 90%,
insbesondere aber mindestens 95% Homologie zu der in
Fig. 1 angegebenen Aminosäurensequenz, wobei in der Amino
säurensequenz der hochalkalischen Protease wenigstens eine
der ursprünglichen Aminosäuren wie oben unter (a), (b)
und/oder (c) angegeben gegen eine andere Aminosäure ausge
tauscht ist.
Unter Homologie zu der in Fig. 1 angebenen Aminosäu
rensequenz wird hier die strukturelle Verwandtschaft der
betreffenden Aminosäurensequenzen zu der in Fig. 1 angege
benen Aminosäurensequenz verstanden. Zur Bestimmung der
Homologie werden jeweils die einander strukturell entspre
chenden Abschnitte der Aminosäurensequenz der Fig. 1 und
der damit zu vergleichenden Aminosäurensequenz so zur
Deckung miteinander gebracht, daß maximale Strukturüber
einstimmung zwischen den Aminosäurensequenzen besteht,
wobei durch Deletion oder Insertion einzelner Aminosäuren
verursachte Unterschiede berücksichtigt und durch entspre
chende Verschiebungen von Sequenzabschnitten ausgeglichen
werden. Die Zahl der nunmehr in den Sequenzen miteinander
übereinstimmenden Aminosäuren ("homologe Positionen") be
zogen auf die Gesamtzahl der in der Sequenz der Fig. 1
enthaltenen Aminosäuren gibt dabei die Homologie in % an.
Abweichungen in den Sequenzen können sowohl durch Varia
tion, Insertion als auch Deletion von Aminosäuren bedingt
sein.
Es versteht sich dementsprechend von selbst, daß bei
Einsatz von zur Fig. 1 wenigstens zu 80% homologen hoch
alkalischen Proteasen, die mit Bezug auf die Fig. 1 be
zeichneten Aminosäurenpositionen sich auf die dazu homolo
gen Positionen der jeweils eingesetzten Protease beziehen.
Deletionen oder Insertionen in den Aminosäurensequenzen
der zu Fig. 1 homologen Proteasen können zu einer relati
ven Verschiebung der Aminosäurenpositionen führen, so daß
in homologen Teilstücken von zueinander homologen Amino
säurensequenzen die numerischen Bezeichnungen der einander
entsprechenden Aminosäurepositionen nicht identisch zu sein
brauchen.
Zweckmäßig stabilisierte hochalkalische Proteasen der
Erfindung sind insbesondere solche, die durch Austauschen
von Aminosäuren in wenigstens einer der Positionen 4, 14,
27, 39, 43, 47, 49, 77, 80, 89, 111, 117, 118, 127, 143,
161, 164, 165, 208, 232, 233, 235, 237, 249 oder 256, vor
zugsweise 27, 43, 118, 143, 164, 237, oder 249, der Fig. 1
oder in einer der dazu homologen Positionen stabilisiert
sind. Von den vorstehenden Austauschpositionen sind insbe
sondere die Positionen 27, 43, 118, 143, 164, 237 und 249
der Fig. 1 sowie die dazu homologen Postitionen vorteil
haft. Beispiele für besonders bevorzugt stabilisierte
hochalkalische Proteasen sind solche, die durch wenigstens
einen der Aminosäureaustauscher K27Q, I43R, I43K, I43Q,
I43E, H118W, H118Y, R143N, R143S, R143T, R164Q, N237P,
T249R, T249K, T249Q und T249E, mit den auf Fig. 1 bezo
genen Positionen oder einen hierzu homologen Aminosäure
austausch stabilisiert sind. Für die Bezeichnung der Muta
tionen wird hier die im Stand der Technik übliche Nomen
klatur verwendet. Die Aminosäuren werden durch den Ein
buchstabencode bezeichnet, wobei die ursprüngliche Amino
säure der Positionsangabe vorangestellt und die zur Stabi
lisierung eingeführte Aminosäure der Positionsangabe nach
gestellt ist.
Gemäß Variante (a) der Erfindung ist in den Enzymen
eine hydrophile Aminosäure anstelle einer hydrophoben
Aminosäure in einen apolaren Bereich der Enzymoberfläche
eingeführt. Die ausgetauschten hydrophoben Aminosäuren im
Sinne der Erfindung können Glycin (= Gly, G), Alanin
(= Ala, A), Valin (= Val, V), Leucin (= Leu, L), Isoleucin
(= Ile, I), Phenylalanin (= Phe, F), Prolin (= Pro, P)
sein; insbesondere die Aminosäuren Alanin, Valin, Leucin
und Isoleucin. Die an die Stelle der ursprünglichen,
hydrophoben Aminosäure tretende neue, hydrophile Amino
säure kann sowohl einen geladenen als auch einen ungela
denen polaren Aminosäurerest besitzen. Hydrophile Amino
säuren mit geladenem Aminosäurerest sind z. B. die Amino
säuren Asparaginsäure (= Asp, D), Glutaminsäure
(= Glu, E), Lysin (= Lys, K), Arginin (= Arg, R); hydro
phile Aminosäuren mit einem ungeladenen polaren Amino
säurerest sind insbesondere z. B. Asparagin (= Asn, N) und
Glutamin (= Gln, Q). Bevorzugt sind insbesondere die lang
kettigeren Aminosäuren Glutamin, Glutaminsäure, Arginin
und Lysin. Ein Beispiel für einen hydrophoben Bereich, in
dem ein Aminosäureaustausch gemäß (a) zu einer stabili
sierten hochalkalischen Protease aus Bacillus alcalophilus
führt, ist der in Fig. 9 dargestellte hydrophobe Bereich
der Aminosäureposition Ile 43. Dieser hydrophobe Bereich
ist durch die polaren Aminosäuren Gln 57, Asn 42 und die
ionische Aminosäure Arg 44 umgeben. In diesem hydrophoben
Bereich führt der Ersatz von Ile 43 beispielsweise durch
Arginin, Lysin, Glutamin oder Glutaminsäure zu erfindungs
gemäß stabilisierten hochalkalischen Proteasen mit einer
der Mutationen I43R, I43K, I43Q und I43E.
Gemäß Variante (b) der Erfindung ist in den Enzymen
anstelle einer polaren ungeladenen, an den apolaren
Bereich der Enzymoberfläche angrenzenden Aminosäure eine
gegenüber dieser ursprünglichen Aminosäure sterisch an
spruchsvollere Aminosäure eingeführt. Die auszutauschenden
polaren ungeladenen Aminosäuren im Sinne dieser Variante
der Erfindung sind bspw. die Aminosäuren Tyrosin, und ins
besondere Threonin, Asparagin und Histidin. Für den Aus
tausch der ursprünglichen Aminosäure gemäß Variante (b)
der Erfindung ist an sich jede gegenüber der ursprüngli
chen Aminosäure sterisch genügend anspruchsvolle Amino
säure, ggf. sogar hydrophobe Aminosäure, geeignet. Durch
die sterisch anspruchsvollere Aminosäure wird der apolare
Bereich gegen die destabilisierende Einwirkung des lipo
philen Tensidrestes abgeschirmt, so daß der lipophile Ten
sidrest nicht mehr in das hydrophobe Enzyminnere ein
dringen kann. Diese Variante der Erfindung eignet sich
insbesondere zum Abschirmen von hydrophoben Löchern gegen
die destabilisierende Einwirkung eines lipophilen Tensid
restes. Ein Beispiel für Variante (b) der Erfindung mit
einem hydrophoben Bereich, bei dem der Austausch einer an
grenzenden polaren ungeladenen Aminosäure durch eine
sterisch anspruchsvollere Aminosäure zu einer stabilisier
ten hochalkalischen Protease führt, ist in Fig. 10 darge
stellt. Dieser hydrophobe Bereich ist als ein tief in das
hydrophobe Enzyminnere eindringendes Loch ausgebildet,
welches von einem polaren, durch die Aminosäuren His 118,
Lys 229, Asn 237 und Arg 143 gebildeten Bereich umgeben
ist. Die polaren ungeladenen Aminosäuren His 118 und
Asn 237 grenzen direkt an den hydrophoben Bereich an. Der
Ersatz der Aminosäure His 118 oder der Aminosäure Asn 237
durch eine der hier bspw. sterisch anspruchsvolleren
Aminosäuren Tryptophan, Tyrosin oder Prolin führt zu er
findungsgemäß stabilisierten hochalkalischen Proteasen mit
z. B. einer der Mutationen H118W, H118Y oder N237P.
Vorzugsweise wird der apolare Bereich der Enzymober
fläche in Variante (b) der Erfindung durch eine gegenüber
der ursprünglichen Aminosäure sterisch anspruchsvollere
Aminosäure mit einem langkettigeren hydrophilen Amino
säurerest abgeschirmt. Ein Beispiel für einen solchen
hydrophoben Bereich, bei dem der Austausch einer angren
zenden polaren ungeladenen Aminosäure durch eine langket
tigere hydrophile Aminosäure zu einer stabilisierten hoch
alkalischen Protease führt, ist in Fig. 11 dargestellt.
Dieser hydrophobe Bereich wird von den Aminosäuren Leu 261
und Val 262 gebildet und ist von einem polaren Bereich aus
den Aminosäuren Glu 265, Asn 263, Gln 12, Arg 10, Asn 178
umgeben. Die polare ungeladene Aminosäure, die an den
hydrophoben Bereich bei Leu 261-Val 262 angrenzt, ist
Thr 249. Der Ersatz der Aminosäure Thr 249 durch bspw.
eine der langkettigeren hydrophilen Aminosäuren Arginin,
Lysin, Glutamin oder Glutaminsäure führt zu erfindungsge
mäß stabilisierten hochalkalischen Proteasen mit z. B.
einer der Mutationen T249R, T249K, T249Q, und T249E.
Gemäß Variante (c) der Erfindung ist anstelle einer
ionischen Aminosäure, die in Nachbarschaft zu einem apola
ren Bereich der Enzymoberfläche angesiedelt ist und deren
geladener Aminosäurerest einen Anknüpfungspunkt für das
ionische Tensid bilden kann, eine ungeladene hydrophile
oder eine zum Tensid gleichgerichtet geladene Aminosäure
eingeführt. Die auszutauschenden ionischen als auch die
zum Tensid gleichgerichtet geladenen Aminosäuren im Sinne
der Erfindung sind hierbei die oben bereits genannten
hydrophilen Aminosäuren mit geladenen Aminosäureresten,
d. h. Asparaginsäure, Glutaminsäure, Lysin und Arginin. In
Enzymen, die gegen kationische Tenside stabilisiert sind,
ist eine der anionischen Aminosäuren wie Asparaginsäure
und Glutaminsäure gegen eine kationische Aminosäure wie
Lysin oder Arginin ausgetauscht. Demgegenüber ist in
Enzymen, die gegen anionische Tenside stabilisiert sind,
gemäß dieser Variante der Erfindung eine kationische
Aminosäure wie Lysin und Arginin gegen eine anionische
Aminosäure ausgetauscht. In einer weiteren, hier bevorzug
ten Ausgestaltung der Variante (c) der Erfindung ist die
auszutauschende ionische Aminosäure jedoch durch eine un
geladene hydrophile Aminosäure ausgetauscht. Ungeladene
hydrophile Aminosäuren für diese bevorzugte Ausgestaltung
sind insbesondere die Aminosäuren Serin (= Ser, S), Threo
nin (Thr, T), Asparagin (= Asp, N), Glutamin (= Gln, Q),
Tyrosin (= Tyr, Y); die Aminosäuren mit kürzeren polaren
Aminosäureresten wie Serin, Threonin und insbesondere As
paragin sind bevorzugt, in den Fällen, in denen die Ladung
der ursprünglichen ionischen Aminosäure vom Enzym weit in
das umgebende Medium hineinragt. Die Einführung einer un
geladenen hydrophilen Aminosäure für die ursprüngliche,
ionische Aminosäure führt zu Enzymen, die sowohl gegen die
Einwirkung von kationischen als auch von anionischen Ten
siden stabilisiert sind. Ein Beispiel für einen hydropho
ben Bereich der Enzymoberfläche, in dem ein Aminosäureaus
tausch gemäß Variante (c) der Erfindung zu einer stabili
sierten hochalkalischen Protease aus Bacillus alcalophilus
führt, ist in Fig. 12 dargestellt. Dieser hydrophobe Be
reich ist als ein tief in das hydrophobe Enzyminnere ein
dringendes Loch ausgebildet und ist von den Aminosäuren
Glu 110, Asn 114 und Arg 143 umgeben. Der Austausch der
ionischen Aminosäure Arg 143, die einen bevorzugten An
knüpfungspunkt für ein anionisches Tensid bilden kann,
durch bspw. insbesondere Asparagin, Serin oder Threonin
führt zu erfindungsgemäß stabilisierten hochalkalischen
Proteasen mit z. B. einer der Mutationen R143N, R143S oder
R143T.
Die oben beschriebenen, erfindungsgemäß stabilisier
ten hochalkalischen Proteasen sind bspw. solche, die durch
Kultivierung von Mikroorganismen wie z. B. Bacillus alcalo
philus erhältlich sind. Insbesondere sind diese hochalka
lischen Bacillus-Proteasen durch Kultivierung von
Bacillus-Spezies erhältlich, die die Identifizierungsmerk
male von Bacillus alcalophilus DSM 5466 aufweisen. Die er
findungsgemäß stabilisierten Proteasen besitzen somit eine
durch die oben angegebene Homologie definierte Verwandt
schaft zu der aus Bacillus alcalophilus DSM 5466 erhält
lichen Protease, deren Aminosäurensequenz in Fig. 1 als
Bezugspunkt für die erfindungsgemäß stabilisierten Prote
asen angegeben ist. Diese hochalkalischen Proteasen besit
zen Molekulargewichte von 26 000 bis 28 000 g/mol, gemessen
durch SDS-Polyacrylamid-Gelelektrophorese gegenüber Refe
renzproteinen mit bekanntem Molekulargewicht. Sie zeichnen
sich weiterhin durch ein pH-Optimum im Bereich von 10 bis
12,5 aus, wobei unter pH-Optimum derjenige pH-Bereich ver
standen wird, in dem die Proteasen maximale proteolytische
Aktivität aufweisen und die Proteasen eine gute pH-Stabi
lität besitzen.
Die oben beschriebenen, erfindungsgemäß stabilisier
ten Enzyme können durch das in den Ansprüchen angegebene
Verfahren zur Stabilisierung hergestellt werden. Dieses
Verfahren zur Verbesserung der Stabilität von Enzymen ge
gen destabilisierende Einwirkungen von ionischen Tensiden
zeichnet sich dadurch aus, daß man wenigstens eine der
Aminosäuren, die sich in einem hydrophoben Oberflächenbe
reich des Enzyms oder in direkter Nachbarschaft zu diesem
hydrophoben Oberflächenbereich befinden, durch eine andere
Aminosäure austauscht, wobei
- a) eine hydrophobe Aminosäure, deren Aminosäurerest an der Bildung eines hydrophoben Oberflächenbereiches be teiligt ist, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Aminosäure mit ionischem Aminosäure rest befindet, durch eine andere Aminosäure mit hydro philem Aminosäurerest ausgetauscht wird, und/oder wobei
- b) eine polare, ungeladenen Aminosäure, die an einem hydrophoben Oberflächenbereich angrenzt, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Amino säure mit ionischem Aminosäurerest befindet, durch eine gegenüber der ursprünglichen Aminosäure sterisch anspruchsvollere Aminosäure, vorzugsweise durch eine sterisch anspruchsvollere Aminosäure mit einem langket tigen hydrophilen Aminosäurerest, ausgetauscht wird, und/oder wobei
- c) eine ionische Aminosäure, die sich in räumlicher Nach barschaft zu einem hydrophoben Oberflächenbereich be findet, durch eine Aminosäure mit einen ungeladenen hydrophilen Aminosäurerest oder durch eine geladene Aminosäure, deren Aminosäurerest eine zum ionischen Tensid gleichgerichtete Ladung aufweist, ausgetauscht wird.
Nach dem erfindungsgemäßen Verfahren werden in der
Aminosäurensequenz des jeweils zu stabilierenden Enzyms
gemäß den Vorgaben der Verfahrensvarianten (a), (b)
und/oder (c) Aminosäuren durch gerichtete Mutagenese der
DNA-Sequenz, die für die Aminosäurensequenz des Enzyms
codiert, ausgetauscht. Die nachfolgende Expression der
mutierten DNA-Sequenz mit Hilfe eines geeigneten Mikroor
ganismus liefert dann das durch Aminosäurenaustausch er
findungsgemäß stabilisierte Enzym. Hierbei kann zur Durch
führung des Verfahrens im Einzelnen so vorgegangen werden,
daß man
- a) zunächst aus einem geeigneten Mikroorganismus, welcher das zu stabilisierende Enzym produziert, die für das Enzym codierende DNA-Sequenz (d. h. das Strukturgen des Enzyms) isoliert;
- b) die Nukleotidabfolge dieser DNA-Sequenz bestimmt;
- c) in der nunmehr bekannten DNA-Sequenz solche Mutatio nen erzeugt, daß die mutierte DNA-Sequenz nun für ein Enzym codiert, in dem eine Aminosäure des Ursprungsen zyms gemäß den Vorgaben der Verfahrensvarianten (a), (b) und/oder (c) durch eine andere Aminosäure ausge tauscht ist;
- d) nachfolgend die mutierte DNA-Sequenz in einen geeig neten Expressionsvektor einbaut;
- e) mit dem erhaltenen Expressionsvektor einen geeigneten Mikroorganismus, welcher schließlich zur Herstellung des mutierten Enzyms eingesetzt werden kann, trans formiert.
Die einzelnen Verfahrensschritte zur erfindungsgemä
ßen Stabilisierung und zur Gewinnung der erfindungsgemäß
stabilisierten Enzyme, sowie die hierbei erhaltenen Pro
dukte sowie Zwischenprodukte in Form von DNA-Sequenzen,
Vektoren, insbesondere Expressionsvektoren, und transfor
mierten Mikroorganismen werden nachfolgend am Beispiel der
hochalkalischen Proteasen näher beschrieben. Zur erfin
dungsgemäßen Stabilisierung anderer Enzyme - bspw. Lipa
sen, Amylasen, Cellulasen etc. - kann in analoger Weise
vorgegangen werden.
Zu Herstellung von erfindungsgemäß stabilisierten
hochalkalischen Proteasen wird zunächst aus einem geeig
neten Bakterium, welches eine hochalkalische Protease mit
einer Aminosäurensequenz mit mindestens 80%, vorzugsweise
mindestens 90%, insbesondere aber mindestens 95% Homolo
gie zu der Aminosäurensequenz der Fig. 1 produziert, die
für die Protease codierende DNA-Sequenz (d. h. das Struk
turgen der Protease) isoliert. Die Strukturgene, die für
Aminosäurensequenzen dieser hochalkalischen Proteasen co
dieren, können nach an sich bekannten, allgemeinen Metho
den erhalten werden. Hierzu wird z. B. aus einem Bakterium
("Donor-Bakterium"), insbesondere aus einer Bacillus-Spe
zies, die die hochalkalische Protease produziert, die
chromosomale DNA nach an sich bekannten Methoden isoliert
und mit geeigneten Restriktionsendonukleasen in an sich be
kannter Weise partiell hydrolysiert. Die hierdurch erhal
tenen Restriktionsfragmente der Donor-DNA können z. B.
durch Gelelektrophorese nach Größe aufgetrennt und die
Fragmente gewünschter Größe dann mit einer geeigneten,
doppelsträngigen Vektor-DNA in vitro verbunden (ligiert)
werden (Rekombination). Häufig verwendete Vektoren sind
die sogenannten Plasmide, d. h. extrachromosomale, ring
förmige, doppelsträngige Bakterien-DNA, die sich durch
geeignete Methoden (Transformation) in Mikroorganismen
einbringen läßt und dort vermehrbar (autonom replizierbar)
ist. Gegebenenfalls besitzen die Plasmide sogenannte
Marker, d. h. DNA-Fragmente, die für bestimmte, beobacht
bare Eigenschaften (z. B. Antibiotika-Resistenz) codieren
und die zur Selektion der transformierten Mikroorganismen
(Transformanten) dienen können.
Mit den vorstehenden Plasmiden (aus Vektor-DNA + Re
striktionsfragmenten der Donor-DNA) können Bakterien, vor
zugsweise eine Bacillus-Spezies, transformiert werden und
die Transformanten nach der bekannten Markereigenschaft
(z. B. Neomycin-Resistenz) selektiert werden. Man erhält so
Klone, d. h. genetisch identische Transformanten. Unter
diesen Transformanten können solche, die vermehrt Protease
ausscheiden, auf proteinhaltigen Platten gesucht und da
nach isoliert werden. Aus einem Klon mit Proteaseaktivität
wird schließlich die in diesen Transformanten eingeführte
Plasmid-DNA isoliert und durch erneute Transformation
eines Bakteriums überprüft, ob die Proteaseaktivität Plas
mid-gebunden ist, d. h. ob die Proteaseaktivität mit der
Markereigenschaft gekoppelt ist.
Das so isolierte Plasmid enthält neben der Vektor-DNA
mit bekannten Restriktionsstellen das gewünschte Struktur
gen für die zu stabilisierende hochalkalische Ausganspro
tease und weitere, hier aber nicht benötigte DNA-Sequenzen
aus dem Donor-Bakterium. Um den Aufwand für die nachfol
gende Sequenzierung des Strukturgens der zu stabilisieren
den hochalkalischen Protease möglichst gering zu halten,
empfiehlt es sich, vor der eigentlichen Sequenzierung die
zusätzlichen, nicht benötigten DNA-Sequenzen aus der
Donor-DNA-Sequenz zu eliminieren und die Donor-DNA-Sequenz
im wesentlichen auf das Strukturgen für die Protease zu
reduzieren. Hierzu wird z. B. das Plasmid, welches das
Strukturgen und die zusätzliche DNA-Sequenz umfaßt, mit
einer Anzahl verschiedener Restriktionsendonukleasen ge
schnitten (restringiert), die erhaltenen DNA-Fragmente
durch Gelelektrophorese nach Größe getrennt und anhand des
gefundenen Bandenmusters eine Restriktionskarte erstellt.
Es werden so die Restriktionsstellen, die im Bereich der
Donor-DNA-Sequenz angesiedelt sind, ermittelt. Die Kennt
nis der Restriktionskarte des Plasmids ermöglicht es,
durch Schneiden mit ausgewählten Restriktionsendonukleasen
ein DNA-Fragment aus der Donor-DNA-Sequenz herauszuschnei
den, welches im wesentlichen nur das Strukturgen für die
hochalkalische Protease, die zugehörigen Pre- und Pro-Ein
heiten, sowie die für die Genexpression benötigte Promo
tor-Einheit umfaßt.
Durch den Wiedereinbau dieser in der Größe reduzier
ten Donor-DNA-Sequenz in einen geeigneten Vektor kann ein
neuer, replizierbarer Vektor erhalten werden, dessen
Fähigkeit zur Expression der hochalkalischen Ausgangspro
tease überprüft werden kann, indem man ein Bakterium, ins
besondere eine Bacillus-Spezies, mit diesem Vektor trans
formiert, den erhaltenen Transformanten kultiviert und auf
Proteaseaktivität überprüft. Ein Beispiel für einen sol
chen reduzierten Vektor mit der Bezeichnung pCLEAN4 gibt
die Restriktionskarte der Fig. 2 wieder.
Zur Bestimmung der Nukleotidsequenz (Sequenzierung)
des Proteasestrukturgens wird zunächst der vorstehend be
schriebene Vektor in einem geeigneten Mikroorganismus re
pliziert, und das Proteasegen isoliert. Dieses wird sodann
in einen Phagemiden subkloniert und die erhaltenen Phage
miden anschließend in einen geeigneten Mikroorganismus
z. B. E. coli transformiert und durch Kultivierung der
Transformanten einzelsträngige, das Proteasegen enthal
tende DNA produziert. Die gebildete einzelsträngige DNA
wird isoliert und der Sequenzierung zugeführt. Die Sequen
zierung wird nach an sich bekannten Methoden ausgeführt,
indem man z. B. die Einzelstrang-DNA mit dem Proteasegen
nach Maxam und Gilbert einer basenspezifischen partiellen
chemischen Spaltung zuführt (1980, in Methods in Enzymo
logy, Grossmann L., Moldave K., eds., Academic Press Inc.,
New York und London, Vol. 65, 499), oder indem man z. B.
die Einzelstrang-DNA mit dem Proteasegen als Matrize für
die partielle Synthese von Teilstücken des komplementären
DNA-Stranges nach der Dideoxy-Kettenterminator-Methode
nach Sanger et al. (1977, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 74:
5463) einsetzt.
Die ermittelte Nukleotidsequenz kann nunmehr mit
Hilfe des genetischen Codes (ein Triplett-Wort = Codon
steht für eine definierte Aminosäure) in die Aminosäuren
sequenz der Protease übersetzt werden. Zur Bestimmung des
Anfangspunktes der Aminosäurensequenz des reifen Protease-Enzyms
(d. h. das Enzym ohne die Pre- und Pro-Einheiten)
wird am N-terminalen Ende der reifen Protease ein kurzes
Stück der Aminosäurenabfolge durch an sich bekannte Metho
den zur Bestimmung von Aminosäurensequenzen in Peptiden
bestimmt. Die bekannte N-terminale Aminosäurensequenz kann
nun anhand des genetischen Codes dem entsprechenden Teil
stück der obigen Nukleotidsequenz zugeordnet werden und so
der Anfangspunkt der für die reife Protease codierenden
DNA-Sequenz festgelegt werden. Die weitere Aminosäuren
abfolge der Protease ergibt sich dann zwangsläufig aus der
DNA-Sequenz durch Zuordnung der nachfolgenden Aminosäuren
mit Hilfe des genetischen Codes.
Erfindungsgemäß wird die für die hochalkalische Pro
tease codierende DNA-Sequenz durch Änderung der entspre
chenden Codons derart mutiert, daß die mutierte DNA-Se
quenz für eine gegen Einwirkung von ionischen Tensiden
stabilisierte hochalkalische Protease codiert, in deren
Aminosäurensequenz in einer der Positionen 4, 14, 27, 39,
43, 47, 49, 77, 80, 89, 111, 117, 118, 127, 143, 161, 164,
165, 208, 232, 233, 235, 237, 249, 256 der Fig. 1 oder in
einer der dazu homologen Positionen die betreffende Amino
säure durch eine Aminosäure gemäß einer der Verfahrens
varianten (a), (b) und/oder (c) ausgetauscht ist.
Die Einführung der Mutationen in die für die hochal
kalische Protease codierende DNA wird durch an sich be
kannte Methoden zur gerichteten Mutagenese bewerkstelligt.
Hierzu wird aus geeigneten Vektoren (Phagemide), z. B. aus
pCLMUTN1 der Fig. 4 oder pCLMUTC1 der Fig. 5, gegebenen
falls unter Mithilfe eines Helfer-Phagen, ringförmige
Einzelstrang-DNA erzeugt, die das gesamte Strukturgen,
oder aber vorzugsweise nur denjenigen Teil (z. B. nur den
N-terminalen Teil bzw. den C-terminalen Teil) des Struk
turgens der Ursprungsprotease, in welchem die Mutation
vorgenommen werden soll, enthält. Mit dieser ringförmigen
Einzelstrang-DNA hybridisiert man ein synthetisches, hy
bridisierfähiges Oligonukleotid, welches in der gewünsch
ten Mutationsstelle ein Basentriplett (Codon) enthält,
welches statt für die originäre, auszutauschende Amino
säure erfindungsgemäß für eine neue Aminosäure, gemäß (a),
(b) oder (c) codiert. Zusätzlich ist das Oligonukleotid
gegenüber der zu hybridisierenden, originären Nukleotid
sequenz noch derart durch einen oder einige wenige weitere
Nukleotidbausteine abgewandelt, daß die Codierung der
originären Aminosäurensequenz zwar im Rahmen der Degenera
tion des genetischen Codes erhalten bleibt, jedoch in der
originären Protease-Nukleotidsequenz eine gegebenenfalls
vorhandene Restriktionsstelle im synthetischen Oligo
nukleotid entfernt bzw. eine weitere Restriktionsstelle in
das synthetische Oligonukleotid eingeführt wird. Die ent
fernte bzw. eingeführte Restriktionsstelle dient später
mit Hilfe geeigneter Restriktionsendonukleasen zur Identi
fizierung der Mutanten-DNA-Sequenz gegenüber der Ausgangs
typ-DNA-Sequenz. Die durch Hybridisierung erhaltene, par
tiell doppelsträngige DNA-Sequenz wird durch Zugabe der
benötigten Nukleotide und unter Einwirkung von DNA-Poly
merase und DNA-Ligase zum vollständigen Doppelstrang er
gänzt. Die erzeugte ringförmige, doppelsträngige DNA-Se
quenz wird nachfolgend als Vektor in einen geeigneten
Mikroorganismus transformiert und nach ausreichender Re
plikation die mutierten DNA-Sequenzen über die entfernte
bzw. zusätzlich eingeführte Restriktionsstelle im Oligo
nukleotidsequenzteil identifiziert und anschließend iso
liert.
In einer Verfahrensvariante wird in der gerichteten
Mutagenese uracylierte Einzelstrang-DNA als Matrize er
zeugt und für die Hybridisierung mit den synthetischen
Oligonukleotiden verwendet. Nach Beendigung der Reaktionen
des Verfahrens der gerichteten Mutagenese kann der Uracil-hal
tige DNA-Einzelstrang, der als Matrize zur Erzeugung
mutierter DNA-Stränge (Vektoren) diente, durch Behandlung
mit Uracil-N-Glycosylase beseitigt werden, ohne daß es
einer phänotypischen Selektion von Mutanten bedarf. Die
Glycosylase-Behandlung kann z. B. mit Hilfe eines geeigne
ten Mikroorganismus mit Uracil-N-Glycosylase-Aktivität
durchgeführt werden, der mit mutierter Vektor-DNA trans
formiert wurde. Die Replikation kann z. B. in einem E.
coli-Stamm vorgenommen werden, der nur den mutierten,
nicht-uracylierten DNA-Strang des im Mutationsverfahren
erzeugten Doppelstrang-Vektors vermehrt. Hierdurch wird
die Selektion der mutierten DNA-Vektoren zusätzlich er
leichtert.
Die für die gerichtete Mutagenese benötigten syn
thetischen Oligonukleotide werden nach an sich bekannten
Methoden hergestellt. Beispielsweise kann die Herstellung
der Oligonukleotide nach Beaucage S. L. und Caruthers M. H.
(1981, Tetrahedron Letters 22: 1859-1862) mit β-Cyano
ethylphosphoramidit in einem Cyclone-Synthetiser (Bio
search) erfolgen. Die erhaltenen Oligonukleotide können
z. B. durch Elution aus Polyacrylamid-Gelen und gegebenen
falls anschließende Entsalzung mit Hilfe von Sephadex-Säu
len gereinigt und der weiteren Verwendung zugeführt
werden. Die synthetischen Oligonukleotide können direkt
als Primer für die DNA-Polymerase im vorstehend beschrie
benen Mutagenese-Verfahren dienen. Die synthetischen
Oligonukleotidsequenzen umfassen z. B. 20 bis 30 Nukleotid
bausteine, die für etwa 7 bis 10 Aminosäuren codieren. Es
ist natürlich auch möglich längere Nukleotidsequenzen für
die obige Hybridisierung einzusetzen, doch führt dies zu
keinen weiteren Vorteilen, solange eine ausreichende Hy
bridisierungsfähigkeit der kurzkettigen synthetischen
Oligonukleotide sichergestellt ist.
Die durch das oben beschriebene Verfahren der ge
richteten Mutagenese erhaltenen ringförmigen, doppelsträn
gigen DNA-Sequenzen mit den eingeführten Mutationen stel
len mutierte Vektoren dar, aus denen durch Behandlung mit
geeigneten Restriktionsendonukleasen, je nach Fall, das
gesamte mutierte Protease-Strukturgen oder das mutierte
Teilstück des Protease-Strukturgens herausgeschnitten und
in einen geeigneten Expressionsvektor eingebracht (subklo
niert) werden kann. Mit diesem Expressionsvektor werden
dann geeignete Mikroorganismen, z. B. Bacillus-Spezies,
transformiert, die nachfolgend zur Expression und Gewin
nung der mutierten hochalkalischen Proteasen unter geeig
neten Bedingungen kultiviert werden.
In einer bevorzugten Ausgestaltung des Verfahrens
wird nicht das gesamte Strukturgen für die gerichtete
Mutagenese eingesetzt, sondern nur ein Teilstück dessel
ben, in dem die Mutation erzeugt werden soll. Hierzu wird
aus dem Vektor der zur Replikation der Strukturgene dient,
z. B. die N-terminale oder C-terminale Hälfte des Struktur
gens mit geeigneten Restriktionsendonukleasen herausge
schnitten und in einen passenden Phagemiden subkloniert.
Man erhält so Vektoren, die entweder die N-terminale oder
die C-terminale Hälfte des Strukturgens der Protease ent
halten und die in einem geeigneten Mikroorganismus, z. B.
E. coli, zunächst ausreichend repliziert und dann der oben
beschriebenen, gerichteten Mutagenese zugeführt werden.
Die Mutagenese von Teilstücken des Strukturgenes hat den
Vorteil, daß kürzere Einzelstrang-DNA-Sequenzen verwendet
werden können und somit nach dem Hybridisierungsschritt
mit synthetischen Oligonukleotiden im partiellen DNA-Dop
pelstrang wesentlich weniger Nukleotide als bei Verwendung
der gesamten DNA-Sequenz zu ergänzen sind. Hier durch wird
der synthetische Aufwand und zusätzlich die Gefahr uner
wünschter zufälliger Mutationen reduziert.
Die mutierten DNA-Sequenzen können aus dem zur Er
zeugung der Mutationen dienenden Klonierungsvektoren durch
geeignete Restriktionsendonukleasen herausgeschnitten und
in Vektoren mit passenden Restriktionsstellen eingebaut
werden. Die erhaltenen Vektoren sind bspw. Vorläufer der
eigentlichen, für die Expression der hochalkalischen Pro
tease benötigten Expressionsvektoren. Diese Vektoren sind
so aufgebaut, daß sie außer den geeigneten Restriktions
stellen (z. B. aus einem synthetischen Linker) auch bereits
die für die Proteaseexpression in einem Wirtsorganismus
benötigten regulatorischen Sequenzen, Signalsequenzen,
Promotorsequenzen und die für die Pre- und Proeinheiten
der Protease codierenden DNA-Sequenzen enthalten.
Durch die Subklonierung einer mutierten DNA-Sequenz
in einen solchen Vektor wird der eigentliche Expressions
vektor für eine optimierte hochalkalische Protease erhal
ten. Der Einbau der mutierten DNA-Sequenz in diesen Vor
läufer des Expressionsvektors erfolgt so, daß ein Expres
sionsvektor mit geeignetem Leseraster entsteht. Hierbei
können mutierte Teilstücke der für die Protease codieren
den DNA-Sequenz, z. B. ein C-terminales oder ein N-termi
nales Teilstück, in bereits das jeweils restliche nicht
mutierte Teilstück enthaltende Vektoren eingebaut werden;
oder es wird die gesamte für die Protease codierende
mutierte DNA-Sequenz in Vektoren, welche noch keine Teil
stücke dieser Protease-DNA-Sequenz enthalten, eingebaut.
Beispiele für solche, bereits ein Teilstück der nicht-mu
tierten DNA-Sequenz enthaltende Vorläufervektoren eines
Expressionsvektors sind die weiter unten und in den Bei
spielen näher beschriebenen Vektoren mit der Bezeichnung
pAL1N und pAL1C. Ein Vektor, der noch kein Teilstück der
Protease-DNA-Sequenz enthält, ist der Vektor pAL1P mit der
in Fig. 7 angegebenen Restriktionskarte.
Die Expressionsvektoren-Vorläufer für die bevorzugte
Variante der Erfindung (Mutation in der N-terminalen Hälf
te oder in der C-terminalen Hälfte) werden z. B. wie folgt
erhalten. Zunächst führt man in ein Bacillus-Plasmid eine
Polyklonierungsstelle ein. Das so erhaltene Plasmid wird
restringiert und mit einem E. coli-Plasmidfragment, wel
ches Marker und für die Replikation wichtige Sequenzteile
enthält, rekombiniert. Anschließend werden gegebenenfalls
solche Restriktionsstellen z. B. durch gerichtete Mutage
nese entfernt, die spätere Verfahrensschritte stören wür
den. Aus dem so erhaltenen Plasmid wird ein neuer Vektor
konstruiert, der die aus dem Bacillus-Plasmid und dem
E. coli-Plasmid zur Replikation dienenden DNA-Sequenzen,
DNA-Sequenzen für den Promotor, DNA-Sequenzen, die für die
Pre-Prosequenz der Protease codieren (erhalten aus z. B.
dem Plasmid pCLEAN4 der Fig. 2), und einen synthetischen
Linker enthält. Ein Beispiel für ein solches Plasmid mit
der Bezeichnung pAL1P gibt die Restriktionskarte der
Fig. 7 wieder. Der synthetische Linker ist dabei derart
ausgewählt, daß nach Schneiden mit geeigneten Restrik
tionsendonukleasen entweder mit dem gesamten Ursprungs
strukturgen bzw. dem gesamten mutierten Strukturgen bzw.
mit mutierten oder nicht mutierten Teilstücken des Struk
turgens rekombiniert werden kann. Zur Herstellung eines
Expressionsvektor-Vorläufers, der z. B. mit einer mutierten
N-terminalen Hälfte des Strukturgens rekombiniert werden
soll, wird in den vorstehend konstruierten Vektor, der die
genannten Bacillus-, E. coli-, die Promotor- und die Pre- und
Prosequenzen der Protease sowie den synthetischen
Linker enthält, durch Schneiden des synthetischen Linkers
z. B. zunächst die nichtmutierte C-terminale Hälfte des
Strukturgens der Protease eingeführt. Man erhält so die
bereits genannten Vektoren vom Typ pAL1C. Anschließend
wird durch nochmaliges Schneiden des synthetischen Linkers
die noch fehlende, mutierte N-terminale Hälfte des Pro
tease-Strukturgens eingeführt. Auf diese Weise erhält man
einen Vektor vom Typ pAL1NC der Fig. 8. Analoges gilt für
den umgekehrten Fall. Es wird dann zunächst die nicht-mu
tierte N-terminale Hälfte in einen Vektor vom Typ pAL1P
und in den so erhaltenen Vektor vom Typ pAL1N später die
mutierte C-terminale Hälfte eingeführt, wobei man eben
falls einen Vektor vom Typ pAL1NC der Fig. 8 erhält.
Mit den oben beschriebenen Expressionsvektoren werden
geeignete Bakterien, vorzugsweise Bacillus-Spezies, insbe
sondere Bacillus subtilis, licheniformis und alcalophilus,
transformiert. Die Transformanten werden anschließend in
an sich bekannter Weise kultiviert und die gebildete, er
findungsgemäß stabilisierte hochalkalische Protease aus
dem Kulturmedium isoliert. Die Expressionsvektoren können
hierzu sowohl in Bakterien, die noch zur Bildung von Ei
genprotease befähigt sind, als auch in Protease-defiziente
Bakterien (die keine Eigenprotease mehr bilden) transfor
miert werden. Bei Wirtsorganismen mit Eigenproteasebildung
kann die erfindungsgemäß stabilisierte hochalkalische Pro
tease gewünschtenfalls durch anschließende Reinigungsope
rationen, z. B. durch hochauflösende Flüssigchromatographie
(HPLC), von den gebildeten Eigenproteasen befreit werden.
Ein solcher Reinigungsschritt kann demgegenüber bei Pro
tease-defizienten Wirtsorganismen entfallen, da diese nur
(oder im wesentlichen nur) die stabilisierte Protease zu
bilden vermögen.
Durch das erfindungsgemäße Verfahren zur Stabili
sierung von Enzymen gegen destabilierende Einwirkungen von
ionischen Tensiden werden auch neue DNA-Sequenzen erzeugt,
die ebenfalls einen Erfindungsgegenstand darstellen. Diese
erfindungsgemäßen DNA-Sequenzen zeichnen sich dadurch aus,
daß sie für eine hochalkalische Protease codieren, deren
Aminosäurensequenz mindestens 80%, vorzugsweise minde
stens 90%, insbesondere aber mindestens 95% Homologie zu
der in Fig. 1 angegebenen Aminosäurensequenz aufweist und
sich von dieser in einer der Positionen 4, 14, 27, 39, 43,
47, 49, 77, 80, 89, 111, 117, 118, 127, 143, 161, 164,
165, 208, 232, 233, 235, 237, 249 oder 256, vorzugsweise
27, 43, 118, 143, 164, 237 oder 249, der Fig. 1 oder in
einer der dazu homologen Positionen, die sich in einem
hydrophoben Oberflächenbereich der Protease oder in Nach
barschaft zu diesem hydrophoben Oberflächenbereich befin
den, dadurch unterscheidet, daß die in der betreffenden
Position befindliche Aminosäure im Falle von Positionen
mit
- a) einer hydrophoben Aminosäure, deren Aminosäurerest an der Bildung eines hydrophoben Oberflächenbereiches be teiligt ist, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Aminosäure mit ionischem Aminosäure rest befindet, durch eine andere Aminosäure mit hydro philem Aminosäurerest ersetzt ist, und/oder daß im Falle von Positionen mit
- b) einer polaren ungeladenen Aminosäure, die an einen hydrophoben Oberflächenbereich angrenzt, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Amino säure mit ionischem Aminosäurerest befindet, durch eine gegenüber der ursprünglichen Aminosäure sterisch anspruchsvollere Aminosäure, vorzugsweise durch eine sterisch anspruchsvollere Aminosäure mit einem lang kettigeren, hydrophilen Aminosäurerest, ersetzt ist, und/oder daß im Falle von Positionen mit
- c) einer ionischen Aminosäure, die sich in räumlicher Nachbarschaft zu einem hydrophoben Oberflächenbe reich befindet, durch eine Aminosäure mit einem un geladenen hydrophilen Aminosäurerest oder durch eine geladene Aminosäure, deren Aminosäurerest eine zum ionischen Tensid gleichgerichtete Ladung aufweist, ersetzt ist.
Positionen hydrophober Aminosäuren, die sich in einem
hydrophoben Bereich der Enzymoberfläche befinden sind
bspw. Val 4, Pro 14, Pro 39, Ile 43, Ala 47, Phe 49, Ile
77, Leu 80, Trp 111, Met 117, Pro 127, Pro 233, Trp 235,
Leu 256. Positionen polarer ungeladener Aminosäuren, die
an einen hydrophoben Bereich der Enzymoberfläche angrenzen
sind bspw. die Tyrosinpositionen 89, 161, 165, 208; die
Asparaginpositionen 232 und 237; die Histidinposition 118
und die Threoninposition 249. Beispiele für Positionen
ionischer Aminosäuren, die sich in Nachbarschaft zu einem
hydrophoben Bereich befinden, sind insbesondere die Argi
ninpositionen 143 und 164 sowie die Lysinposition 27.
Die erfindungsgemäß stabilisierten Enzyme eignen sich
einzeln oder in Kombination miteinander oder mit anderen
im Stand der Technik bekannten Enzymen hervorragend für
die Anwendung in festen und flüssigen Wasch- und Reini
gungsmittelformulierungen, insbesondere aber für die An
wendung in Flüssigformulierungen. Diese Wasch- und Reini
gungsmittelformulierungen können in an sich üblicher Weise
formuliert werden. Die erfindungsgemäß stabilisierten
Enzyme können dazu z. B. in Form von Granulaten, Prills
oder Pellets, gegebenenfalls auch mit Oberflächenüberzügen
versehen, oder bei Flüssigformulierungen auch in gelöster
Form, mit den anderen Komponenten der Wasch- und Reini
gungsmittelformulierung in an sich bekannter Weise ver
mischt werden. Die erfindungsgemäß stabilisierten Enzyme
können in den Formulierungen in für Wasch- und Reinigungs
mittelenzyme üblichen Mengen, insbesondere in Mengen von
bis zu 3 Gew.-% (bezogen auf die Trockensubstanz der Ge
samtzusammensetzung), vorzugsweise in einer Menge von 0,2
bis 1,5 Gew.-%, eingesetzt werden. Die Erfindung umfaßt
daher weiterhin Wasch- und Reinigungsmittelformulierungen,
die wenigstens eines der erfindungsgemäß stabilisierten
Enzyme enthalten; insbesondere solche Formulierungen, die
erfindungsgemäße Enzyme und ionische, vorzugsweise an
ionische Tenside, enthalten. Außer den erfindungsgemäßen
Enzymen können in den Wasch- und Reinigungsmittelformulie
rungen weiterhin auch an sich bekannte Enzyme und alle an
sich im Stand der Technik üblichen Waschmittelinhaltstoffe
wie Tenside, Bleichmittel oder Gerüststoffe (Builder),
sowie weitere übliche Hilfstoffe für die Formulierung von
Waschmitteln in an sich üblichen Mengen enthalten sein. Zu
den Hilfsstoffen gehören z. B. Verstärker, Enzymstabilato
ren, Schmutzträger und/oder Kompatibilisierungsmittel,
Komplex- und Chelatbildner, Seifenschaumregulatoren und
Zusatzstoffe wie optische Aufheller, Opazifizierungsmit
tel, Korrosionsinhibitoren, Antielektrostatika, Farb
stoffe, Bakterizide, Bleichmittelaktivatoren, Persäure
bleichmittelvorstufen. So enthalten erfindungsgemäße
Wasch- und Reinigungsmittelformulierungen in typischer
beispielhafter Zusammensetzung bezogen auf Trockensubstanz
- a) wenigstens 5 Gew.-% z. B. 10 bis 50 Gew.-%, eines ioni schen, vorzugsweise anionischen Tensids oder eines Ge misches dieser Tenside;
- b) bis zu 40 Gew.-% eines Builders oder eines Builder-Ge misches;
- c) bis zu 40 Gew.-% eines Bleichmittels oder Bleichmittel gemisches, vorzugsweise ein Perborat wie Natriumperbo rat-Tetrahydrat oder Natriumperborat-Monohydrat;
- d) bis zu 3 Gew.-% wenigstens eines erfindungsgemäßen Enzyms, insbesondere einer erfindungsgemäßen Protease;
- e) weitere Bestandteile wie Hilfsstoffe etc. zur Ergänzung auf 100 Gew.-%.
Fig. 1 Sequenzprotokoll für die DNA-Sequenz des AvaI/HindIII-Frag
mentes mit dem Strukturgen der hochalkalischen Aus
gangsprotease aus Bacillus alcalophilus HA1, sowie die
Aminosäurensequenz dieser Ausgangsprotease.
Fig. 2 Restriktionskarte des Plasmides pCLEAN4.
Fig. 3 Beispiele für DNA-Sequenzen für zur gerichteten Mutagenese
verwendete synthetische Oligonukleotide und Angabe elimi
nierter bzw. erzeugter Erkennungsstellen für einzelne Re
striktionsendonukleasen; die gegenüber der ursprünglichen
DNA-Sequenz der Ausgangsprotease erzeugten Nukleotidverän
derungen sind durch Angabe der veränderten Nukleotide mit
kleinen Buchstaben gekennzeichnet.
Fig. 4 Restriktionskarte des Vektors pCLMUTN1.
Fig. 5 Restriktionskarte des Vektors pCLMUTC1.
Fig. 6 Restriktionskarte des Vektors pUBC132.
Fig. 7 Restriktionskarte des Plasmides pAL1P.
Fig. 8 Restriktionskarte der Expressionsvektoren vom Typ pAL1NC
für die Expression der durch Mutation stabilisierten hoch
alkalischen Proteasen und der nicht-mutierten hochalkali
schen Ausgangsprotease.
Fig. 9 Die Figur zeigt einen flachen hydrophoben Bereich bei der
Position Ile 43.
Fig. 10
Die Figur zeigt ein hydrophobes, tief in das Enzyminnere
eindringendes Loch, an das die austauschbaren, polaren
ungeladenen Aminosäuren His 118 und Asn 237 angrenzen.
Fig. 11 Die Figur zeigt einen hydrophoben Bereich bei den Positio
nen Val 261-Leu 262.
Fig. 12 Die Figur zeigt ein hydrophobes, tief in das Enzyminnere
eindringendes Loch, in dessen Nachbarschaft sich die aus
tauschbare, ionische Aminosäure Arg 143 befindet.
Die folgende Offenbarung gibt zur weiteren Erläute
rung der Erfindung typische beispielhafte Ausgestaltungen
der Erfindung am Beispiel einer hochalkalischen Protease
aus Bacillus alcalophilus HA1 wieder, ohne jedoch dadurch
die Erfindung zu beschränken.
Um die Beispiele zu vereinfachen werden einige häufig
wiederkehrende Methoden und Begriffe im folgenden näher
erläutert und dann in den einzelnen Beispielen nur noch
durch eine Kurzbezeichnung referiert. Sofern nicht anders
angegeben, wurde generell nach Methoden gearbeitet, wie
sie in Maniatis et al. (Maniatis et al. = T. Maniatis, E.
F. Fritsch, J. Sambrook, Molecular Cloning, A Laboratory
Manual, Cold Spring Harbor Laboratory, 1982) beschrieben
sind.
Hier verwendete Ausgangsvektoren sind käuflich und
auf unbeschränkter Basis verfügbar; oder sie können nach
an sich bekannten Methoden aus verfügbaren Vektoren herge
stellt werden. Beispielsweise wurden Phagemide mit der
Bezeichnung pBS (z. B. pBS(+), pBS(-) etc.) von Stratagene,
La Jolla, Kalifornien bezogen; der Helfer-Phage M13K07 von
Bio-Rad Laboratories, Richmond, Kalifornien; der Vektor
M13tg131 von Amersham, Buckinghamshire, England; das Plas
mid pUC18 von Pharmacia LKB, Uppsala, Schweden.
Die verschiedenen benutzten Restriktionsendonukleasen
gehören zum Stand der Technik und sind kommerziell verfüg
bar. Die bei Verwendung dieser bekannten Restriktionsendo
nukleasen jeweils erforderlichen Reaktions-, Kofaktor- und
übrigen Bedingungen sind ebenfalls bekannt.
An das Schneiden von Vektoren mit Restriktionsendo
nukleasen kann sich gegebenenfalls eine Hydrolyse des
terminalen 5′-Phosphatrestes mit einer alkalischen Phos
phatase (Dephosphorylierung) anschließen. Dadurch kann
verhindert werden, daß die beim Schneiden entstandenen
Enden des restringierten Vektors mit sich selbst rekom
binieren und somit die gewünschte Insertion eines
Fremd-DNA-Fragmentes in die Restriktionsstelle verhindert würde.
Sofern in den Beispielen eine Dephosphorylierung des
5′-Endes vorgenommen wurde, geschah dieses in an sich
bekannter Weise. Weitere Angaben zur Durchführung einer
Dephosphorylierung und zu dafür benötigten Reagentien
können Maniatis et al. (S. 133-134) entnommen werden.
Partielle Hydrolyse bedeutet unvollständige Verdauung
von DNA durch eine Restriktionsendonuklease. Die Reak
tionsbedingungen werden dabei so gewählt, daß in einem
DNA-Substrat zwar an einigen, nicht aber an allen Erken
nungsstellen für die eingesetzte Restriktionsendonuklease
geschnitten wird.
Zur Gewinnung und Isolierung von bestimmten DNA-Frag
menten, z. B. nach Behandlung von DNA mit Restriktionsendo
nukleasen, wurden die angefallenen DNA-Fragmente in an
sich bekannter Weise durch Gelelektrophorese (z. B. auf
Agarosegel) getrennt, nachfolgend über das Molekularge
wicht (Bestimmung durch Vergleich mit Referenz-DNA-Frag
menten mit bekanntem Molekulargewicht) identifiziert und
die gewünschten DNA-Fragmente aus den entsprechenden Gel
zonen abgetrennt.
Behandlung mit dem Klenow-Fragment der DNA-Polymerase
I aus E. coli bedeutet ein Verfahren zum Auffüllen der
inneren 3′-Enden von doppelsträngiger DNA mit Nukleotiden,
die zu den Nukleotiden der jeweiligen überstehenden
5′-Enden des DNA-Doppelstranges komplementär sind. Das
Klenow-Fragment sowie für die Klenow-Behandlung benötigte
Reagentien sind im Stand der Technik bekannt und kommer
ziell verfügbar. Details zur Klenow-Behandlung sind z. B.
aus Maniatis et al. (S. 107 bis 108) entnehmbar.
Ligation (ligieren) bedeutet ein Verfahren zur Bil
dung von Phosphodiesterbindungen zwischen DNA-Fragmenten
(siehe z. B. Maniatis et al., S. 146). Ligationen können
unter an sich bekannten Bedingungen, z. B. in einem Puffer
mit etwa 10 Units T4-DNA-Ligase pro 0,5 µg einer etwa
gleich molaren Menge der zu ligierenden DNA-Fragmente,
ausgeführt werden.
Unter Transformation wird die Einschleusung von DNA
in einen Mikroorganismus verstanden, so daß die DNA in
diesem repliziert bzw. exprimiert werden kann. Für die
Transformation von E. coli ist z. B. die Calciumchlorid
methode nach Mandel et al. (1970, J. Mol. Biol. 53: 159)
oder nach Maniatis et al. (S. 250 bis 251) geeignet. Für
Bacillus-Spezies ist z. B. die Methode Anagnostopoulos et
al. (1961, J. Bact. 81: 741-746) geeignet.
Ein Linker ist ein kurzkettiges doppelsträngiges
DNA-Fragment, welches einige Erkennungsstellen für Re
striktionsendonukleasen aufweist und sich zum Verbinden
von DNA-Fragmenten eignet. Linker werden z. B. beim Re
kombinieren von DNA-Fragmenten zu einem Vektor eingesetzt
und können zur Einführung bestimmter Erkennungsstellen für
Restriktionsendonukleasen in diesen Vektor dienen.
Eine Polyklonierungsstelle (Polylinker) ist ein kur
zes bis mittleres doppelsträngiges DNA-Fragment, welches
eng benachbart eine Vielzahl von Erkennungsstellen für Re
striktionsendonukleasen aufweist. Eine in den Beispielen
verwendete, aus dem Vektor M13tg131 entstammende, Polyklo
nierungsstelle besitzt z. B. eine Größe von etwa 0,07 KB
(Kilo Basenpaare) und weist Erkennungsstellen für 14 ver
schiedene Restriktionsendonukleasen auf.
Der im Beispiel 1 eingesetzte und als Bacillus
alcalophilus HA1 benannte Bacillus alcalophilus-Stamm ist
bei der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen (DSM) mit
der DSM-Nummer 5466 am 28. Juli 1989 hinterlegt worden.
Andere verwendete Mikroorganismen sind käuflich verfügbar,
z. B. Bacillus subtilis BD244 (Bacillus Genetic Stock
Center 1A 46) oder Bacillus subtilis BD 366 (Bacillus
Genetic Stock Center 1E 6).
Herstellung einer genomischen DNA-Bibliothek und Iso
lierung des Gens für ein Enzym am Beispiel von B. alca
lophilus und dessen hochalkalischer Protease.
Aus dem Naturisolat Bacillus alcalophilus HAI (hinterlegt
bei der Deutschen Sammlung von Mikroorganismen unter der
Nummer DSM 5466) wurde nach der Methode von Saito et al.
(1963, Biochim.Biophys. Acta. 72: 619-629) chromosomale DNA
isoliert und mit der Restriktionsendonuklease Sau3A par
tiell hydrolisiert. Die Restriktionsfragmente wurden durch
Elektrophorese auf einem Agarosegel aufgetrennt und die
Fragmente mit einer Größe von 3 bis 8 Kilobasen (KB) wur
den isoliert.
Die isolierten und größenselektierten DNA-Fragmente aus
Bacillus alcalophilus HA1 wurden mit Vektor-DNA des Plas
mids pUB 110 (Gewinnung wie in Beispiel 7 beschrieben) in
vitro neukombiniert.
Hierzu wurde das Plasmid pUB110 zunächst mit der Restrik
tionsendonuklease BamHI restringiert und anschließend mit
alkalischer Phosphatase aus Kälberdarm dephosphoryliert.
Anschließend wurden 2 µg der restringierten und dephos
phorylierten Vektor-DNA mit 8 µg der Bacillus alcalophilus
DNA-Fragmente in einem Gesamtvolumen von 100 µl mit T4-DNA
Ligase 24 h bei 16°C inkubiert.
Mit der erhaltenen in vitro neukombinierten DNA wurden
Protoplasten des Stammes Bacillus subtilis BD224 nach der
von S. Chang und N. Cohen (1979, Mol. Gen. Genet. 168:
111-115) beschriebenen Methode transformiert. Die Trans
formanten wurden auf Platten mit Neomycin selektiert und
anschließend auf Magermilchagar überführt. Unter 13 800
untersuchten Transformanten wurde eine gefunden, die durch
Proteolyse des Magermilchagars einen deutlich größeren Hof
bildete. Aus diesem Klon wurde die Plasmid-DNA nach Mania
tis et al. isoliert. Das in diesem Plasmid enthaltene klo
nierte Fragment aus der B. alcalophilus-DNA hatte eine
Größe von 4,1 KB und enthielt die vollständige Information
für die hochalkalische Protease aus Bacillus alcalophilus
HAI.
Zur Vereinfachung des weiteren Verfahrens wurde das 4,1 KB
große DNA-Fragment zunächst in der Größe reduziert. Hierzu
wurden die auf dem DNA-Fragment befindlichen Erkennungs
stellen für Restriktionsendonukleasen durch Schneiden des
Plasmids mit verschiedenen Restriktionsendonukleasen und
Auftrennung der Fragmente der restringierten DNA durch
Elektrophorese auf einem Agarosegel ermittelt. Es wurde
ein 2,3 KB großes, durch Schneiden mit den Restriktions
endonukleasen AvaI und HindIII erhältliches DNA-Fragment
ermittelt, welches die vollständige Information für die
hochalkalische Protease aufwies und welches für das wei
tere Verfahren verwendet wurde. Hierzu wurde das obige
Plasmid mit dem 4,1 KB-Fragment mit den Restriktionsendo
nukleasen AvaI und HindIII restringiert. Das 2,3 KB große
DNA-Fragment wurde isoliert und mit dem Vektor pUB131 (Ge
winnung wie in Beispiel 7 beschrieben), der zuvor eben
falls mit AvaI und HindIII geschnitten wurde, ligiert.
Das erhaltene Plasmid, das die Bezeichnung pCLEAN4 er
hielt, wurde in den Stamm B. subtilis BD224 eingebracht.
Die Transformanten waren in der Lage, die hochalkalische
Protease auszuscheiden, was zeigt, daß das AvaI/HindIII-Frag
ment das vollständige Strukturgen für die hochalka
lische Protease aus B. alcalophilus HA1 enthält. Die Re
striktionskarte des Plasmids pCLEAN4 ist in Fig. 2 wieder
gegeben.
Zur Herstellung von Einzelstrang-DNA des Protease
strukturgens wurde das Plasmid pCLEAN4 mit den Restrik
tionsendonukleasen AvaI und HindIII geschnitten und das
etwa 2,3 KB große AvaI/HindIII-DNA-Fragment (Protease
strukturgen) in den Phagemiden pBS(+) oder pBS(-) ein
gebracht. Die Nukleotidsequenz des in den isolierten Ein
zelstrang-Phagemiden enthaltenen Proteasegens wurde nach
der Dideoxy-Kettenterminator-Methode von Sanger et al.
(1977, Proc. Natl. Acad. Sci. USA 74: 5463) und der Methode
der basenspezifischen chemischen Spaltung des DNA-Einzel
stranges nach Maxam et al. (1980, in Methods in Enzymo
logy, Grossmann L., Moldave K., eds., Academic Press Inc.,
New York und London, Vol. 65, 499) bestimmt. Die ermit
telte Nukleotidsequenz und die zugeordnete Aminosäuren
sequenz der Protease sind in Fig. 1 wiedergegeben. Der
Start für die Aminosäurensequenz der reifen hochalkali
schen Protease in Position 1190 der Nukleotidsequenz wurde
durch Aminosäurensequenzierung des N-terminalen Endes der
hochalkalischen Protease bestimmt.
Die gerichteten Mutationen wurden in DNA-Teilsequenzen
des Proteasestrukturgens mit der von Kunkel, T.A. (1985,
Proc.Natl.Acad.Sci.USA 82: 488-492) beschriebenen "primer
extension" Technik durchgeführt. Hierzu wurden die Plas
mide pCLMUTN1 (Herstellung wie in Beispiel 4 beschrieben)
und pCLMUTC1 (Herstellung wie in Beispiel 5 beschrieben),
die zunächst wie nachfolgend beschrieben in ihre uracy
lierten, einzelsträngigen Analoga umgewandelt wurden, ein
gesetzt. Die Ausgangsvektoren pCLMUTN1 und pCLMUTC1 ent
halten nicht die gesamte DNA-Sequenz des Proteasestruk
turgens aus B. alcalophilus HA1, sondern nur die N-termi
nale Hälfte (pCLMUTN1) oder die C-terminale Hälfte
(pCLMUTC1) desselben.
Diese Vektoren sind als Abkömmlinge eines Phagemiden in
gewissem Umfange zur Bildung von Einzelstrang-Vektor-DNA
befähigt, die unter den hier gegebenen Bedingungen aus dem
zur Replikation dienenden Wirtsorganismus ausgeschleust
und isoliert werden konnte.
Jeder dieser Vektoren wurde nach Maniatis et al. (S. 250
bis 251) mit Hilfe der CaCl2 Methode in E. coli CJ236 als
Wirtsorganismus eingebracht.
Da das Bakterium E. coli CJ236 (Uracil-N-Glycosylase-Mangel
mutante) bei der Replikation von Vektoren statt
Thymin das Nukleotid Uracil in die DNA-Sequenz des Vektors
einbaut, wurden durch Kultivierung der vorstehenden Trans
formanten die Uracil-haltigen Analoga des Vektors pCLMUTN1
oder pCLMUTC1 erhalten. Diese Uracil-enthaltenden Vektoren
sind von den gewöhnlichen Thymin-enthaltenden Vektoren bei
in vitro-Reaktionen nicht unterscheidbar. Der Uracil-Ge
halt in der Vektor-DNA stört in vitro DNA-Synthesen nicht,
da Uracil weder in vitro noch in vivo mutagen ist und Ura
cil gleichermaßen wie Thymin codiert. Uracylierte Vektoren
lassen sich vorteilhaft für die nachfolgenden in vitro Re
aktionen der gerichteten Mutagenese einsetzen. Nach Be
endigung der Reaktionen kann der Uracil-haltige DNA-Ein
zelstrang, der als Matrize zur Erzeugung mutierter
DNA-Stränge (Vektoren) diente, durch Behandlung mit
Uracil-N-Glycosylase beseitigt werden, ohne daß es einer phäno
typischen Selektion von Mutanten bedarf. Die Glyco
sylase-Behandlung kann sowohl mit dem isolierten Enzym als
auch mit einem durch Vektor-DNA transformierten E. coli-Stamm
mit Uracil-N-Glycosylase-Aktivität durchgeführt
werden.
Die für die gerichtete Mutagenese als Matrize benötigte,
uracylierte einzelsträngige DNA der Vektoren pCLMUTN1 und
pCLMUTC1 wurde hergestellt, indem mit einem der beiden
Vektoren transformierte E. coli CJ236-Bakterien kultiviert
wurden, die zusätzlich mit dem Helfer-Phagen M13K07 infi
ziert wurden.
Der Helfer-Phage selbst ist kaum vermehrungsfähig und
zeigt keine störende Interaktion mit der Vektor-DNA der
Vektoren pCLMUTN1 oder pCLMUTC1. Seine Aufgabe besteht in
der Synthese von Hüllproteinen für die gebildete uracy
lierte einzelsträngige Vektor-DNA. Umhüllte Einzelstrang-
Vektor-DNA wird aus dem Wirtsorganismus E. coli CJ236 aus
geschleust und kann aus dem Kulturmedium isoliert werden.
Durch die Mithilfe des Helfer-Phagen wird die qualitative
und quantitative Ausbeute an (hier an uracylierter)
Einzelstrang-Vektor-DNA wesentlich erhöht.
Die isolierten, uracylierten DNA-Einzelstrang-Vektoren
pCLMUTN1 oder pCLMUTC1 wurden mit den nach Beispiel 6
hergestellten, synthetischen Oligonukleotiden hybridi
siert, die eine Mutationsstelle enthielten und gleichzei
tig als Primer für die nachfolgende Ergänzung zum voll
ständigen DNA-Doppelstrang mit Mutation dienten.
Die Synthese des zweiten DNA-Stranges wurde unter Zugabe
von Nukleotiden mit T4-DNA-Polymerase und die nachfolgende
Ligation des neugebildeten Stranges mit T4-DNA-Ligase
durchgeführt (Kunkel et al. 1987, Methods in Enzymol. 154,
367-382). Die gebildete Doppelstrang-Vektor-DNA wurde in
E. coli MC1061 transformiert und die mutierten Vektoren
wurden durch Überprüfen der entsprechenden unitären Re
striktionsendonukleasen-Erkennungsstellen, die mit den
synthetischen Oligonukleotiden eingeführt bzw. entfernt
wurden, identifiziert.
Das in Beispiel 1 hergestellte Plasmid pCLEAN4 wurde mit
AvaI geschnitten. Die überstehenden Enden ("sticky ends")
wurden unter Zugabe der benötigten Nukleotide mit Hilfe
des Klenow-Fragments der E. coli DNA-Polymerase I (Mania
tis et al., S. 114) zum DNA-Doppelstrang aufgefüllt. Nach
anschließender Restriktion dieser DNA mit XbaI wurde das
N-terminale 1618 Basenpaar (BP) umfassende Fragment des
Proteasegens isoliert und in die SmaI/XbaI-Stelle von pBS
kloniert. Der resultierende Vektor erhielt die Bezeichnung
pCLMUTN1. Die Restriktionskarte dieses Vektors ist in
Fig. 4 wiedergegeben.
Das in Beispiel 1 hergestellte Plasmid pCLEAN4 wurde mit
den Restriktionsendonukleasen XbaI und Asp718 geschnitten.
Das 658 BP umfassende Xbal/Asp718-Doppelstrang-DNA-Frag
ment, welches die C-terminale Hälfte des Proteasestruktur
gens umfaßt, wurde in die XbaI/Asp718-Stelle von pBS klo
niert. Der resultierende Vektor erhielt die Bezeichnung
pCLMUTC1. Die Restriktionskarte des Vektors ist in Fig. 5
wiedergegeben.
Synthetische Oligonukleotide wurden nach Beaucage S.L. und
Caruthers M.H. (1981, Tetrahedron Letters 22: 1859-1862)
mit β-Cyanoethyl-phosphoramidit in einem Cyclone Synthe
tiser (Biosearch) hergestellt. Die erhaltenen Oligonukleo
tide wurden gereinigt durch Elution aus Polyacrylamidgelen
und anschließende Entsalzung mit Hilfe von Sephadex-G25-Säulen.
Beispiele für die synthetisierten Nukleotidsequen
zen und deren Eigenschaften sind in Fig. 3 wiedergegeben.
Die Sequenzen der synthetischen Oligonukleotide, die im
Verfahren nach Beispiel 3 zur Einführung der Mutationen in
das Proteasegen dienten, waren so gewählt, daß sie die
nachfolgenden Bedingungen erfüllten.
- - Die DNA-Sequenz der synthetischen Oligonukleotide war zur entsprechenden Sequenz des Proteasegens noch so weit komplementär, daß ausreichende Hybridisierungs fähigkeit derselben sichergestellt war.
- - Austausch eines oder mehrerer Nukleotide innerhalb des Codons, welches für die auszutauschende Amino säure codiert, durch andere Nukleotide, so daß dieses mutierte Codon nunmehr für eine Aminosäure mit einem voluminöseren und/oder ionischen Aminosäurerest codierte (Mutationen). Für die neue Aminosäure wurde dasjenige Codon eingesetzt, welches im Proteasegen für die entsprechende Aminosäure am häufigsten vorge funden wurde.
- - Austausch von weiteren Nukleotiden innerhalb anderer Codons, so daß die ursprüngliche Codierung der Amino säure zwar erhalten blieb, aber dadurch im Protease gen vorkommende Erkennungssequenzen für Restriktions endonukleasen entfernt oder neue erzeugt wurden. Diese dienten im Verfahren nach Beispiel 3 zur Er leichterung des Screenings nach den Vektoren mit den mutierten DNA-Sequenzen für die neuen hochalkalischen Proteasen.
Aus dem Stamm Bacillus subtilis BD366 wurde nach der
Methode von T.J. Gryczan et al. (1978, J. Bacteriol. 134:
318-329) das Plasmid pUB110 isoliert und anschließend nach
Maniatis et al. (S. 93) über Cäsiumchlorid-Dichtegradien
tenzentrifugation gereinigt. Der Vektor pUB110 enthält
eine nur einmal vorkommende Restriktionsstelle für die
Restriktionsendonuklease BamHI und als Marker eine
DNA-Sequenz, die für Antibiotikaresistenz gegenüber Neomycin
codiert, sowie für die Replikation in Bacillus-Spezies
benötigte DNA-Sequenzen ("origin of replication").
Das vorstehend erhaltene Plasmid pUB110 wurde mit EcoRI
und BamHI restringiert. Das kleinere Fragment (790 BP)
wurde ersetzt durch einen aus 67 Basenpaaren bestehenden
Polylinker, der zuvor als EcoRI/BglII-Fragment aus dem
Vektor M13tg131 isoliert worden war. Der so erhaltene Vek
tor mit der Bezeichnung pUB131 ist somit ein Abkömmling
von pUB110, bei dem das etwa 0,8 KB große EcoRI/BamHI
Fragment deletiert und dafür eine Polyklonierungsstelle
eingebaut wurde.
Das Plasmid pUC18 wurde mit AatII und PvuII geschnitten.
Das 1990 Basenpaar große Fragment mit dem β-Lactamase-Gen
und dem E. coli "origin of replication" wurde isoliert.
Die überstehenden Enden ("sticky ends") wurden unter Zu
gabe der benötigten Nukleotide mit Hilfe des Klenow-Frag
mentes der E. coli DNA-Polymerase I (Maniatis et al.,
S. 114) zum DNA-Doppelstrang aufgefüllt. Das Fragment
wurde anschließend in die SnaBI-Stelle des nach Beispiel 7
erhaltenen Vektors pUB131 eingebaut, wodurch der Vektor
mit der Bezeichnung pUBC131 erhalten wurde.
Das 2187 BP EcoRI/BglII-Fragment des vorstehend erhal
tenen Vektors pUBC131 wurde in die EcoRI/BamHI-Stelle von
pBS(+) subkloniert, wobei man den Vektor mit der Bezeich
nung pBSREPU erhielt. Anschließend wurde die NcoI- bzw.
StyI-Erkennungsstelle, die in der DNA-Sequenz für das
repU-Polypeptid im Vektor pBSREPU vorhanden ist (I. Maciag
et al. 1988, Mol. Gen. Genet. 212: 232-240), durch gerich
tete Mutagenese eliminiert, indem die Nukleotidsequenz CCA
TGG durch die Nukleotidsequenz CCG TGG (beide Nukleotidse
quenzen codieren für die Aminosäurenfolge Tryptophan-Pro
lin) ersetzt wurde. Die Durchführung war analog der Ver
fahrensweise des Beispiels 3. Hierzu wurde uracylierte
einzelsträngige DNA des Vektors pBSREPU als Matrize für
die gerichtete Mutation zur Eliminierung der NcoI- bzw.
StyI-Erkennungsstelle hergestellt. Anschließend wurde
diese Matrize analog zur im Beispiel 3 beschriebenen "pri
mer extension"-Technik unter Verwendung des folgenden syn
thetischen Oligonukleotids (hergestellt und gereinigt ana
log zum Verfahren zur Herstellung der synthetischen Oligo
nukleotide des Beispiels 6),
zum DNA-Doppelstrang-Vektor ergänzt und durch Transforma
tion und Kultivierung von E. coli MC1061 die nunmehr NcoI- bzw.
StyI-Erkennungstellen-freien Vektoren isoliert. Das
1726 BP EcoRI/ApaI-Fragment des isolierten Vektors wurde
in die EcoRI/ApaI-Stelle von pUBC131 eingeführt. Der neue
Vektor, dessen Restriktionskarte in Fig. 6 wiedergegeben
ist, erhielt die Bezeichnung pUBC132.
Das Plasmid pAL1P wurde hergestellt durch Ligation der
folgenden drei Elemente:
- - das 2218 Basenpaar große AvaI/NcoI-Fragment von pCLEAN4; das Fragment enthält den Promotor und die Prepro-Region der hochalkalischen Ausgangsprotease.
- - Der folgende synthetische Linker mit einzelnen Erken nungsstellen für die Restriktionsendonukleasen NcoI, XbaI und Asp718, die die Einführung der mutierten N-terminalen bzw. C-terminalen Hälften des Proteasegens aus den mutierten Vektoren pCLMUT1 bzw. pCLMUTC1 oder die Einführung des gesamten Gens der Ausgangsprotease aus dem Plasmid pCLEAN4 ermöglichen; Der vorstehende doppelsträngige synthetische Linker mit überstehenden 5′-Enden wurde hergestellt, indem man zunächst die beiden Einzelstrang-DNA-Sequenzen analog zur Synthese der synthetischen Oligonukleotide in Beispiel 6 jeweils für sich herstellte und reinigte. Die so erhaltenen Einzelstränge wurden nachfolgend miteinander zum Doppelstrang hybridisiert.
- - das 5776 Basenpaar große AvaI/HindIII-Fragment aus dem in Beispiel 8 hergestellten Vektor pUBC132; dieses Fragment enthält DNA-Sequenzen zur Replikation und selektierbare Marker in E. coli, sowie DNA-Sequenzen zur Replikation und selektierbare Marker in B. subti lis, B. licheniformis und B. alcalophilus.
Die Konstruktion des Vektors pAL1P wurde in E. coli
MC1061 durchgeführt und der Vektor aus Ampicillin-resi
stenten E. coli-Transformanten isoliert. Die Restriktions
karte des erhaltenen Vektors ist in Fig. 7 wiedergegeben.
Die Konstruktion der Vektoren pAL1N und pAL1C wurde in
E. coli MC1061 durchgeführt, wobei die Vektoren aus
Ampicillin-resistenten E. coli-Transformanten isoliert
wurden.
Das Plasmid pAL1N wurde konstruiert, indem zunächst der in
Beispiel 1 erhaltene Vektor pCLEAN4 mit den Restriktions
endonukleasen NcoI und XbaI geschnitten und das erhaltene
NcoI/XbaI-Fragment anschließend in die NcoI/XbaI-Stelle
des Vektors pAL1P (hergestellt nach Beispiel 9) kloniert
wurde. Der hergestellte Vektor enthielt den N-terminalen
Teil der DNA-Sequenz, die für das reife Enzym codiert, und
die regulatorischen Elemente für die Transkription und
Translation der hochalkalischen Protease, sowie die
Signal-Sequenz und die Processing-Sequenz.
Das Plasmid pAL1C wurde konstruiert, indem zunächst der
in Beispiel 1 erhaltene Vektor pCLEAN4 mit den Restrik
tionsendonukleasen XbaI und Asp718 geschnitten und das
erhaltene XbaI/Asp718-Fragment in die xbaI/Asp718-Stelle
des Vektors pAL1P (hergestellt nach Beispiel 9) kloniert
wurde. Der hergestellte Vektor enthielt den C-terminalen
Teil der DNA-Sequenz, die für die reife Protease codiert,
und die regulatorischen Elemente für die Transkription und
Translation der hochalkalischen Protease, sowie die Sig
nal-Sequenz und die Processing-Sequenz.
Es wurden Expressionsvektoren mit Mutationen im C-termi
nalen Teil der Protease-DNA-Sequenz, Expressionsvektoren
mit Mutationen im N-terminalen Teil der Protease-DNA-Se
quenz und zu Vergleichszwecken auch Expressionsvektoren
ohne Mutationen in der Protease-DNA-Sequenz hergestellt.
Die Konstruktion der drei nachfolgend aufgeführten Expres
sionsvektoren wurde jeweils in E. coli MC1061 durchge
führt. Aus Ampicillin-resistenten E. coli-Transformanten
wurden die Expressionsvektoren isoliert. Zur Expression
mutierter und nicht-mutierter Proteasegene wurden die in
diesem Beispiel hergestellten und isolierten Expressions
vektoren in B. subtilis BD224 eingebracht. Die Selektion
erfolgte hier nach Neomycin- oder Phleomycin-Resistenz.
Die Transformanten waren zur Produktion der durch Mutation
stabilisierten (Transformanten mit Vektoren aus Abschnit
ten A., B. dieses Beispiels) bzw. der nicht-mutierten
(Transformanten mit Vektor aus Abschnitt C. dieses Bei
spiels) hochalkalischen Protease befähigt. Die Restrik
tionskarte der hergestellten Vektoren des Typs pAL1NC ist
in Fig. 8 wiedergegeben.
Der nach Beispiel 3 durch gerichtete Mutagenese erhaltene
mutierte Vektor pCLMUTN1 wurde mit den Restriktionsendo
nukleasen NcoI und XbaI geschnitten. Das isolierte
NcoI/XbaI-Fragment (mutierter N-terminaler Teil des Prote
asestrukturgens mit den Mutationen K27Q, I43R, I43K, I43Q,
I43E, H118W, H118Y) wurde in die NcoI/XbaI-Stelle des nach
Beispiel 10 erhaltenen Plasmides pAL1C kloniert. Die er
haltenen Vektoren stellten vollständige Expressionsvekto
ren mit geeignetem Leseraster zur Expression der durch
Mutation stabilisierten Proteasen dar.
Der nach Beispiel 3 durch gerichtete Mutagenese erhal
tene mutierte Vektor pCLMUTC1 wurde mit den Restriktions
endonukleasen XbaI und Asp718 geschnitten. Das isolierte
Xbal/Asp718-Fragment (mutierter C-terminaler Teil des
Proteasestrukturgens mit den R143N, R143S, R143T, R164Q,
N237P, T249R, T249K, T249Q, T249E) wurde in die
XbaI/Asp718-Stelle des nach Beispiel 10 erhaltenen Plas
mides pAL1N kloniert. Die erhaltenen Vektoren stellten
vollständige Expressionsvektoren mit geeignetem Leseraster
zur Expression der durch Mutation stabilisierten Proteasen
dar.
Der Expressionsvektor mit dem nicht-mutierten Ausgangs
strukturgen der Protease wurde erhalten, indem entweder
das nicht-mutierte NcoI/XbaI-Fragment aus dem nach Bei
spiel 1 erhaltenen Plasmid pCLEAN4 in die NcoI/XbaI-Stelle
von pAL1C (Beispiel 10) kloniert wurde; oder indem das
XbaI/Asp718-Fragment aus dem nach Beispiel 1 erhaltenen
Plasmid pCLEAN4 in die XbaI/Asp718-Stelle von pAL1N (Bei
spiel 10) kloniert wurde. Die so erhaltenen Vektoren waren
vollständige Expressionsvektoren mit geeignetem Leseraster
zur Expression der Ausgangsprotease.
50 ml Vorkulturmedium (20 g Tryptone, 10 g Hefe-Extrakt,
5 g NaCl, 75 g lösliche Stärke, 10 ml Maisquellwasser pro
Liter) wurden mit einer Kolonie der zu testenden Stämme
(jeweils mit einem der nach Beispiel 11 hergestellten
Vektoren pAL1NC transformierte B. subtilis BD224) beimpft.
Die Kultur wurde für 16 h bei 37°C und 250 Upm inkubiert.
Mit 2,5 ml dieser Kultur wurden 50 ml Hauptkulturmedium
(30 g Sojamehl, 90 g Kartoffelstärke, 10 g Na-Caseinat und
10 ml Maisquellwasser pro Liter) beimpft.
Die Hauptkultur wurde unter den gleichen Bedingungen wie
die Vorkultur inkubiert. Nach 72 h wurden die Kulturen
zentrifugiert. Die gebildeten Proteasen wurden aus den
Kulturüberständen mit Aceton gefällt und anschließend
wie folgt gereinigt: Kationenaustauscher Mono S, FPLC;
Elution mit ansteigendem Gradient 20 mM bis 200 mM
Ammoniumacetat, pH = 6.
Es wurden einerseits die Ausgangsprotease und andererseits
die stabilisierten Proteasen der Aminosäurensequenz der
Fig. 1 mit den Mutationen K27Q, I43K, I43Q, I43E, H118,
H118Y, R143N, R143S, R143T, R164Q, N237P, T249R, T249K,
T249Q und T249E gewonnen.
Die Waschleistungen erfindungsgemäß stabilisierter Pro
teasen wurde in Waschversuchen mit unterschiedlichen
Waschmitteln und für unterschiedlich verschmutzte Gewebe
ermittelt.
Es wurde die Waschleistung der Proteasen durch Waschver
suche am Testgewebe EY-PC (Eigelb/Tusche-Anschmutzung auf
Polyester-Baumwolle-Mischgewebe - eigene Herstellung) in
Laborwaschmaschinen (Typ: Polycolor) bestimmt. Hierzu
wurden das Testgewebe mit einer wäßrigen Waschlauge, der
die jeweils zu untersuchende Protease in einer Konzen
tration von 0,71 mg/l zugesetzt wurde, gewaschen. Als
Waschmittel wurde eine für ein pulverförmiges Vollwasch
mittel übliche Waschmittelformulierung mit üblichen
Waschmittelinhaltsstoffen (18,4% Zeolith, 7,3% Na2CO3,
4,8% lineares Alkylbenzolsulfonat, 3,3% Nonionics, 3,3%
Seife, 0,1% Entschäumer, 1,5% Carboxymethylcellulose,
0,15% optischen Aufheller, 3,8% Natrium-di-silikat, 25%
Perborat, 1,5% TAED, 30,85% Na2SO4) eingesetzt. Die
Dosierung der Waschmittelformulierung in der Waschlauge
betrug 6 g/l. Das verwendete Wasser hatte eine Wasserhärte
von 15°dH (°dH = deutsche Härte). Gewaschen wurde im Tem
peraturbereich von 15°C bis 60°C für 45 min (2°C/min;
22,5 min Haltezeit bei 60°C). Die enzymhaltige Waschlauge
wirkte in einem rotierenden Probengefäß, das über ein
Wasserbad entsprechend dem Temperaturprogramm gesteuert
wurde, auf das Testgewebe ein. Nach dem Waschvorgang wurde
das Testgewebe zweimal mit Leitungswasser gespült und an
schließend gebügelt.
Die Waschleistung wurde durch Messung der Reflektion des
gewaschenen Testgewebes mit Hilfe eines Remissionsphoto
meters bestimmt. Zum Vergleich wurde ebenfalls die Reflek
tion des unter gleichen Bedingungen nur mit der Waschmit
telformulierung ohne Proteasezusatz gewaschenen Test
gewebes ermittelt.
In Waschversuchen mit der durch Austausch in der Amino
säurensequenz in Position N237P stabilisierten Protease
wurde eine um 6,8% höhere Reflektion des Testgewebes als
bei ohne Proteasezusatz gewaschenen Testgewebe gemessen.
Die Waschversuche wurden wie im Beispiel 13a beschrieben
durchgeführt. Als Waschmittel wurde eine enzymfreie von
Waschmittelherstellern beziehbare Waschmittelformulierung
eingesetzt, wie sie für ein pulverförmiges Kompaktvoll
waschmittel üblich ist. Die Dosierung der Waschmittelfor
mulierung in der Waschlauge betrug 3 g/l. In diesen Ver
suchen wurde im Temperaturbereich 15°C bis 40°C für
45 min (2°C/min; 32,5 min Haltezeit bei 40°C) gewaschen.
Als Testgewebe wurde ein mit Blut, Milch und Tusche ange
schmutztes Polyester-Baumwolle-Mischgewebe (EMPA 117, be
zogen von der Eidgenössischen Materialprüfungsanstalt,
St. Gallen, Schweiz) verwendet.
Es wurden die in der nachfolgenden Tabelle 1 angegebenen
Proteasen auf ihre Waschleistungen untersucht. Die ange
gebene Erhöhung der Reflexion des gewaschenen Testgewebes
bezieht sich dabei auf unter gleichen Bedingungen ohne
Proteasezusatz nur mit der Waschmittelformulierung ge
waschenes Testgewebe.
Waschleistungen erfindungsgemäß stabilisierter Proteasen auf Testgewebe EMPA 117 in Waschversuchen mit einer für ein pulverförmiges Kompaktvollwaschmittel üblichen Waschmittelformulierung | |
Stabilisierte Protease durch Austausch in der Aminosäurensequenz in Position | |
Erhöhung der Reflexion des Testgewebes in Relation zu ohne Proteasezusatz gewaschenes Testgewebe in % | |
I43Q | |
21,3 | |
I43K | 20,9 |
N114R/N237P | 20,7 |
Die Waschversuche wurden wie im Beispiel 13b beschrieben
durchgeführt. Es wurde jedoch ein Testgewebe EY-PC
(Eigelb/Tusche-Anschmutzungen auf Polyester-Baumwolle-Misch
gewebe - eigene Herstellung) verwendet.
Es wurden die in der nachfolgenden Tabelle 2 angegebenen
Proteasen auf ihre Waschleistungen untersucht. Wie bereits
beschrieben, bezieht die angegebene Erhöhung der Reflexion
des Testgewebes sich auf ohne Proteasezusatz unter
gleichen Bedingungen nur mit der Waschmittelformulierung
gewaschenes Testgewebe.
Waschleistungen erfindungsgemäß stabilisierter Proteasen auf Testgewebe EY-PC in Waschversuchen mit einer für ein pulverförmiges Kompaktvollwaschmittel üblichen Waschmittelformulierung | |
Stabilisierte Protease durch Austausch in der Aminosäurensequenz in Position | |
Erhöhung der Reflexion des Testgewebes in Relation zu ohne Proteasezusatz gewaschenes Testgewebe in % | |
I43Q | |
11,0 | |
I43K | 7,7 |
Die Waschversuche wurden wie im Beispiel 13a beschrieben
durchgeführt. Als Waschmittel wurde eine enzymfreie von
Waschmittelherstellern beziehbare Waschmittelformulierung
eingesetzt, wie sie für ein Flüssigvollwaschmittel üblich
ist. Die Dosierung der Waschmittelformulierung in der
Waschlauge betrug 4 g/l. Gewaschen wurde im Temperatur
bereich 15°C bis 40°C für 45 min (2°C/min; 32,5 min
Haltezeit bei 40°C). Als Testgewebe wurde ein Testgewebe
EY-PC (Eigelb/Tusche-Anschmutzungen auf Polyester-Baum
wolle-Mischgewebe - eigene Herstellung) eingesetzt.
Es wurden die in der nachfolgenden Tabelle 3 angegebenen
Proteasen auf ihre Waschleistungen untersucht. Die ange
gebene Reflexion des Testgewebes bezieht sich dabei auf
ohne Proteasezusatz unter gleichen Bedingungen nur mit der
Waschmittelformulierung gewaschenes Testgewebe.
Waschleistungen erfindungsgemäß stabilisierter Proteasen auf Testgewebe EY-PC in Waschversuchen mit einer für ein Flüssigvollwaschmittel üblichen Waschmittelformulierung | |
Stabilisierte Protease durch Austausch in der Aminosäurensequenz in Position | |
Erhöhung der Reflexion des Testgewebes in Relation zu ohne Proteasezusatz gewaschenes Testgewebe in % | |
T249K | |
4,0 | |
T249E | 5,3 |
I43E | 4,5 |
In allen durchgeführten Waschversuchen wurde für das unter
Zusatz erfindungsgemäßer Proteasen gewaschene Testgewebe
eine höhere Reflexion als bei für mit der Waschmittel
formulierung gewaschenes Testgewebe gemessen. Dies belegt
die sehr guten Wascheigenschaften erfindungsgemäß stabili
sierter Proteasen, wobei auch unterschiedliche Proteinver
schmutzungen problemlos beim Waschgang aus dem Gewebe ent
fernt wurden.
Claims (11)
1. Gegen destabilisierende Einwirkungen von ionischen
Tensiden stabilisiertes Enzym, dadurch gekennzeichnet, daß
wenigstens eine der Aminosäuren, die sich in einem hydro
phoben Oberflächenbereich des Enzyms oder in direkter
Nachbarschaft zu diesem hydrophoben Oberflächenbereich be
finden, durch eine andere Aminosäure ausgetauscht ist,
wobei
- a) eine hydrophobe Aminosäure, deren Aminosäurerest an der Bildung eines hydrophoben Oberflächenbereiches be teiligt ist, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Aminosäure mit ionischem Aminosäure rest befindet, durch eine andere Aminosäure mit hydro philem Aminosäurerest ausgetauscht ist, und/oder wobei
- b) eine polare, ungeladene Aminosäure, die an einen hydrophoben Oberflächenbereich angrenzt, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Amino säure mit ionischem Aminosäurerest befindet, durch eine gegenüber der ursprünglichen Aminosäure sterisch anspruchsvollere Aminosäure, vorzugsweise durch eine sterisch anspruchsvollere Aminosäure mit einem lang kettigeren hydrophilen Aminosäurerest, ausgetauscht ist, und/oder wobei
- c) eine ionische Aminosäure, die sich in räumlicher Nachbarschaft zu einem hydrophoben Oberflächenbereich befindet, durch eine Aminosäure mit einem ungeladenen hydrophilen Aminosäurerest oder durch eine geladene Aminosäure, deren Aminosäurerest eine zum ionischen Tensid gleichgerichtete Ladung aufweist, ausgetauscht ist.
2. Stabilisiertes Enzym nach Anspruch 1, dadurch ge
kennzeichnet, daß die Enzyme in einem solchen hydrophoben
Oberflächenbereich des Enzyms durch Austausch von Amino
säuren stabilisiert sind, der als Vertiefung, insbesondere
als Mulde, Senke oder Loch ausgebildet ist.
3. Stabilisiertes Enzym nach einem der vorhergehenden
Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß die Stabilität des
Enzyms gegen destabilisierende Einwirkung von anionischen
Tensiden durch einen Aminosäureaustausch gemäß (a) oder
(b) oder durch einen Austausch einer kationischen Amino
säure durch eine Aminosäure mit einem ungeladenen hydro
philen oder mit einem anionischen Aminosäurerest verbes
sert ist.
4. Stabilisiertes Enzym nach einem der vorhergehenden
Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, daß das Enzym eine Pro
tease, Lipase, Amylase oder Cellulase, vorzugsweise eine
Protease ist.
5. Stabilisiertes Enzym nach Anspruch 4, dadurch ge
kennzeichnet, daß die Protease eine Bacillus-Protease,
vorzugsweise ein Subtilisin ist.
6. Stabilisiertes Enzym nach Anspruch 5, dadurch ge
kennzeichnet, daß das Subtilisin eine hochalkalische Pro
tease mit einer Aminosäurensequenz mit mindestens 80%,
vorzugsweise mindestens 90%, insbesondere aber mindestens
95% Homologie zu der in Fig. 1 angegebenen Aminosäurense
quenz ist.
7. Stabilisiertes Enzym nach Anspruch 6, dadurch ge
kennzeichnet, daß die hochalkalische Protease durch Aus
tausch von Aminosäuren in wenigstens einer der Positionen
4, 14, 27, 39, 43, 47, 49, 77, 80, 89, 111, 117, 118, 127,
143, 161, 164, 165, 208, 232, 233, 235, 237, 249 oder 256,
vorzugsweise 27, 43, 118, 143, 164, 237 oder 249, der
Fig. 1 oder in einer der dazu homologen Positionen
stabilisiert ist.
8. Stabilisiertes Enzym nach Anspruch 7, dadurch ge
kennzeichnet, daß die hochalkalische Protease durch wenig
stens einen der Aminosäureaustausche K27Q, I43R, I43K,
I43Q, I43E, Y89Q, H118W, H118Y, R143N, R143S, R143T,
R164Q, N237P, T249R, T249K, T249Q und T249E, mit den auf
Fig. 1 bezogenen Positionen, oder einen hierzu homologen
Aminosäureaustausch stabilisiert ist.
9. Verfahren zur Verbesserung der Stabilität von En
zymen gegen destabilisierende Einwirkungen von ionischen
Tensiden, dadurch gekennzeichnet, daß man wenigstens eine
der Aminosäuren, die sich in einem hydrophoben Ober
flächenbereich des Enzyms oder in direkter Nachbarschaft
zu diesem hydrophoben Oberflächenbereich befinden, durch
eine andere Aminosäure austauscht, wobei
- a) eine hydrophobe Aminosäure, deren Aminosäurerest an der Bildung eines hydrophoben Oberflächenbereiches be teiligt ist, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Aminosäure mit ionischem Aminosäure rest befindet, durch eine Aminosäure mit hydrophilem Aminosäurerest ausgetauscht wird, und/oder wobei
- b) eine polare, ungeladene Aminosäure, die an einen hydrophoben Oberflächenbereich angrenzt, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Amino säure mit ionischem Aminosäurerest befindet, durch eine gegenüber der ursprünglichen Aminosäure sterisch anspruchsvollere Aminosäure, vorzugsweise durch eine sterische anspruchsvollere Aminosäure mit einem lang kettigeren hydrophilen Aminosäurerest, ausgetauscht wird, und/oder wobei
- c) eine ionische Aminosäure, die sich in räumlicher Nach barschaft zu einem hydrophoben Oberflächenbereich be findet, durch eine Aminosäure mit einem ungeladenen hydrophilen Aminosäurerest oder durch eine geladene Aminosäure, deren Aminosäurerest eine zum ionischen Tensid gleichgerichtete Ladung aufweist, ausgetauscht wird.
10. DNA-Sequenz, codierend für eine hochalkalische
Protease mit einer Aminosäurensequenz, welche mindestens
80%, vorzugsweise mindestens 90%, insbesondere aber min
destens 95% Homologie zu der in Fig. 1 angegebenen Amino
säurensequenz aufweist und sich von dieser in wenigstens
einer der Positionen 4, 14, 27, 39, 43, 47, 49, 77, 80,
89, 111, 117, 118, 127, 143, 161, 164, 165, 208, 232, 233,
235, 237, 249 oder 256, vorzugsweise 27, 43, 118, 143,
164, 237 oder 249, der Fig. 1 oder in einer der dazu homo
logen Positionen dadurch unterscheidet, daß Positionen mit
- a) einer hydrophoben Aminosäure, deren Aminosäurerest an der Bildung eines hydrophoben Oberflächenbereiches be teiligt ist, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Aminosäure mit ionischem Aminosäure rest befindet, durch eine andere Aminosäure mit hydro philem Aminosäurerest ersetzt sind, und/oder daß Posi tionen mit
- b) einer polaren, ungeladenen Aminosäure, die an einen hydrophoben Oberflächenbereich angrenzt, in dessen räumlicher Nachbarschaft sich wenigstens eine Amino säure mit ionischem Aminosäurerest befindet, durch eine gegenüber der ursprünglichen Aminosäure sterisch anspruchsvollere, vorzugsweise durch eine sterisch anspruchsvollere Aminosäure mit einem langkettigeren hydrophilen Aminosäurerest, ersetzt sind, und/oder daß Positionen mit
- c) einer ionischen Aminosäure, die sich in räumlicher Nachbarschaft zu einem hydrophoben Oberflächenbereich befindet, durch eine Aminosäure mit einem ungeladenen hydrophilen Aminosäurerest oder durch eine geladene Aminosäure, deren Aminosäurerest eine zum ionischen Tensid gleichgerichtete Ladung aufweist, ausgetauscht sind.
11. Wasch- und Reinigungsmittelzusammensetzungen,
insbesondere enthaltend ionische Tenside, vorzugsweise an
ionische Tenside und ggf. weitere an sich übliche Wasch- und
Reinigungsmittelkomponenten, dadurch gekennzeichnet,
daß die Zusammensetzungen wenigstens ein stabilisiertes
Enzym gemäß einem der Ansprüche 1 bis 8 enthalten.
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