DE19853640C2 - Mehrgefäßanordnung mit verbesserter Empfindlichkeit für die optische Analytik, Verfahren zu ihrer Herstellung sowie ihre Verwendung in optischen Analyseverfahren - Google Patents

Description

Die Erfindung betrifft Mehrgefäßanordnungen, die Verwendung dieser Mehrgefäßanordnungen sowie Verfahren zu ihrer Herstellung.

Mehrgefäßanordnungen wie z. B. Mikrotiterplatten sind zu einem Standard in der biochemischen Analytik geworden, da sie insbesondere den Vorteil aufweisen, eine Vielzahl von Analysen oder Assays parallel und automatisiert zu ermöglichen. Solche Assays schließen beispielsweise ELISA- Tests (Enzyme-linked Immunosorbant Assays), die Bestimmung der Konzentration von Chemikalien, Proteinen und DNA, die Bestimmung der α-, β- und/oder γ-Strahlung bei Szintillationsmessungen, Fluoreszenz-, Phosphoreszenz- oder Lumineszenzmessungen etc. ein. Weiterhin haben sich Mehrgefäßanordnungen auch für die automatisierte Analyse an Zellkulturen als vorteilhaft erwiesen. Im Regelfall erfolgt die Analyse derart, daß die Proben in den Mehrgefäßanordnungen mit Licht aus dem UV/VIS- Wellenlängenbereich bestrahlt werden und die Absorption bzw. Emission der Proben durch geeignete Detektoren bestimmt wird. Die Empfindlichkeit dieser Messungen war jedoch aufgrund der optischen Eigenschaften der für die Herstellung der Mehrgefäßanordnungen verwendeten Kunststoffe, i. d. R. Polystyrol, beschränkt. Daher sind in jüngster Zeit Anstrengungen unternommen worden, die optischen Eigenschaften der Mehrgefäßanordnungen durch Wahl geeigneter Materialien bzw. durch Wahl geeigneter Geometrien der Mehrgefäßanordnungen zu verbessern. So offenbart die Europäische Patentanmeldung EP 0 797 088 A1.

Mehrgefäßanordnungen mit Böden aus Kunststoffmaterialien, die eine besonders hohe UV-Durchlässigkeit aufweisen. Die Empfindlichkeit solcher Mehrgefäßanordnungen ist jedoch nach wie vor für eine Vielzahl von Assays, bei denen teilweise nur geringste Probenmengen bis hinunter zum Einzelmolekül zu analysieren sind, wie beispielsweise bei durch kombinatorische Chemie hergestellten Substanzbibliotheken, unzureichend.

DD 236 400 A1 schreibt ein Verfahren, bei dem Mikrotestplatten durch ein Tauchverfahren oder durch Einfüllen von 0,050 bis 0,250 ml einer Lösung von nitrierter Cellulose in die einzelnen Vertiefungen mit anschließendem Verdampfen beschichtet werden.

WO 92/03732 A2 offenbart die Verwendung von Dextranadipinhydrazit-Polymeren zur Anbindung von Rezeptoren, wie z. B. IGG, in Mehrgefäßanordnungen.

WO 88/08789 A1 beschreibt biokompatible Harze, die eine Polyorganosiloxan-Zusammensetzung, deren Oberfläche mit einem Amin, einer Carbonsäure oder elementarem Kohlenstoff modifiziert ist, umfassen, die u. a. als Böden für Zellkulturplatten verwendet wird.

US 5 545 531 offenbart Mikrotiterplatten mit einem Wafer, der vorzugsweise lichtdurchlässig ist und ein Substrat und eine Oberfläche umfasst. An der Oberfläche können durch "light directed probesynthesis" Moleküle derivatisiert werden. Diese Moleküle umfassen u. a. Polysaccharide.

Es ist daher die erfindungsgemäße Aufgabe, Mehrgefäßanordnungen mit einer verbesserten Empfindlichkeit für optische Analyseverfahren bereitzustellen.

Diese Aufgabe wird erfindungsgemäß gelöst durch Mehrgefäßanordnungen, mit den Merkmalen der Ansprüche 1, 9 oder 10.

Die Fig. 1 und 2 zeigen bevorzugte Mehrgefäßanordnungen. Fig. 1 zeigt eine Mehrgefäßanordnung, umfassend eine Gefäßwandmatrix (1) mit durchgehenden Vertiefungen und eine daran angebrachte optisch transparente Bodenplatte (2), die mit dem Film (3) beschichtet ist. Fig. 2 zeigt eine erfindungsgemäße Mehrgefäßanordnung, umfassend eine Gefäßwandmatrix (1) mit durchgehenden Vertiefungen und mehrere daran angebrachte optisch transparente Bodenplatten (2), die mit dem Film (3) beschichtet sind, wobei pro Vertiefung der Gefäßwandmatrix eine Bodenplatte vorliegt.

Die Mehrgefäßanordnungen ermöglichen im Gegensatz zu den Mehrgefäßanordnungen des Standes der Technik eine unabhängige Kontrolle der Oberflächeneigenschaften des Bodens der Mehrgefäßanordnung, durch den bzw. an dem die optische Analytik durchgeführt wird, und der Gefäßwand, die lediglich zur Aufbewahrung der Flüssigkeit dient und für die Analyse in der Regel nicht wesentlich ist. Durch diese Kontrolle der Oberflächeneigenschaften der Bodenoberfläche kann die Empfindlichkeit optischer Analyseverfahren mit Mehrgefäßanordnungen erhöht werden.

Die Mehrgefäßanordnung ist bezüglich der Anzahl der Vertiefungen nicht beschränkt und umfaßt insbesondere Mehrgefäßanordnungen mit 24 (4 . 6), 48 (6 . 8), 96 (8 . 12), 384 (16 . 24), 864 (24 . 36) bzw. 1536 (32 . 48) Vertiefungen, ist jedoch nicht auf diese Konfigurationen beschränkt. Die Vorzüge der Vorrichtung werden jedoch mit zunehmender Anzahl an Vertiefungen deutlicher, da diese mit einem zunehmenden Oberflächen-Volumen-Verhältnis einhergeht, d. h. Oberflächeneffekte werden bei steigender Anzahl an Vertiefungen relevanter. Die Abmessungen der Mehrgefäßanordnungen orientieren sich vorzugsweise an den Standards der "Society of Biomolecular Screening" (SBS), d. h. die Mehrgefäßanordnung ist vorzugsweise und unabhängig von der Anzahl der Vertiefungen 86 mm breit und 128 mm lang.

Die Gefäßwandmatrix (1) besteht vorzugsweise aus einem Kunststoffmaterial, besonders bevorzugt aus einem solchen Kunststoffmaterial, welches eine möglichst geringe unspezifische Adsorption für die zu analysierende Substanz, wie z. B.. DNA bzw. Proteine aufweist. Bevorzugte Materialien für die Gefäßwandmatrix schliessen Polystyrol, Polycarbonat, Polyethylen und/oder Polypropylen ein. Weiterhin können als Gefäßwandmatrix Kunststoffe erfindungsgemäß verwendet werden, deren Oberflächen mit Substanzen beschichtet sind, die einen Film auf dem Gefäßwandmaterial bilden, der die Adsorption des Analyten an der Gefäßwandmatrix vermindert. Geeignete Substanzen diesbezüglich schliessen insbesondere Rinderserumalbumin, fluorierte Kohlenwasserstoffe, Oligoethylenoxid-haltige Polymere wie beispielsweise Polymere der Substanzklasse Pluronics sowie Polysaccharide wie z. B. Cellulose- und Dextran-Derivate ein. Weiterhin enthält der Kunststoff der Gefäßwandmatrix (1) vorteilhafterweise eine optisch nicht transparente Substanz wie Titandioxid oder Ruß, um so ein optisches Übersprechen zwischen den einzelnen Vertiefungen zu verhindern. Die Seite der Gefäßwandmatrix (1), die mit der bzw. den Bodenplatten (2) verbunden wird, ist im Regelfall planar, insbesondere bei einer großen Anzahl von Vertiefungen. Bei einer geringeren Anzahl von Vertiefungen und damit i. d. R. einer größeren Fläche einer jeden Vertiefung kann auch jede Vertiefung bzw. eine Gruppe von Vertiefungen, beispielsweise 4 oder 9 Vertiefungen, eine Aussparung in der Größe der daran anzubringenden Bodenplatte aufweisen, d. h. in diesem Fall wird pro Vertiefung bzw. pro Gruppe von Vertiefungen eine Bodenplatte verwendet. Obwohl dies bezüglich der Herstellung nicht bevorzugt ist, kann eine solche Mehrgefäßanordnung bezüglich einer weiteren Empfindlichkeitserhöhung bevorzugt sein, da so ein optisches Übersprechen zwischen den einzelnen Vertiefungen entlang des Bodens verhindert werden kann. Die Vertiefungen der erfindungsgemäß verwendeten Gefäßwandmatrix können rund, rechteckig oder quadratisch sein. Erfindungsgemäß bevorzugt sind runde Vertiefungen, da diese bei gleichem Volumen gegenüber den quadratischen Vertiefungen eine geringere Oberfläche aufweisen und daher bei ansonsten gleichen Eigenschaften zu einer geringeren Adsorption des Analyten führen.

Die optisch transparente Bodenplatte (2) der Mehrgefäßanordnung weist vorteilhafterweise in dem Wellenlängenbereich, bei der der Assay durchgeführt wird, eine besonders hohe Transmission auf. Für eine Vielzahl von optischen Messungen ist insbesondere Quarzglas oder Borosilikatglas bevorzugt, jedoch können auch weitere Materialien wie z. B. das 4-Methyl-penten- 1-Polymer TPX® von Mitsui Petrochemical Industries, Japan bzw. Polymethylmethacrylat verwendet werden. Die Bodenplatte (2) weist vorzugsweise eine geringe Dicke auf, besonders bevorzugt eine Dicke unter 200 µm, insbesondere 130 bis 170 µm, besonders bevorzugt 150 µm. Eine möglichst dünne Bodenplatte ist insbesondere dann erwünscht, wenn für den zu verwendenden Assay stark fokussiertes Licht bzw. Objektive mit einer hohen numerischen Apertur verwendet werden, wie beispielsweise bei der Fluoreszenzkorrelationsspektroskopie. Besonders bevorzugt sind Bodenplatten, die eine möglichst geringe Rauhigkeit aufweisen. Die Abmessungen der Bodenplatte hängen bei Verwendung einer Bodenplatte pro Vertiefung von der Anzahl der Vertiefungen ab. Bei einer 24er Anordnung kann die Größe ca. 17 mm . 17 mm betragen. Wird nur eine Bodenplatte für die erfindungsgemäße Mehrgefäßanordnung verwendet, so beträgt die Größe der Bodenplatte normalerweise 75 mm . 115 mm.

Der als Beschichtung der Bodenplatte(n) der Mehrgefäßanordnung verwendete Film (3) mit zur kovalenten Immobilisierung von Molekülen geeigneten funktionellen Gruppen erlaubt eine gezielte Oberflächenmodifizierung der Bodenoberfläche, d. h. der Oberfläche, die für die Analyse relevant ist. Hierdurch kann die Empfindlichkeit von optischen Messungen erhöht werden.

Die Art des Filmes (3) ist nicht beschränkt, sofern dieser geeignete funktionelle Gruppen aufweist, und umfaßt beispielsweise Silanfilme, Langmuir-Blodgett-Filme und Hydrogel-Filme wie beispielsweise Dextran-Filme.

Die funktionellen Gruppen an diesem Film sind nicht beschränkt und schliessen beispielsweis Hydroxy-, Amino-, Aldehyd-, und Carboxy-Gruppen ein. Vorzugsweise liegen diese Gruppen geschützt vor, d. h. daß vor der kovalenten Immobilisierung von Molekülen an diese Gruppen eine Schutzgruppe abgespalten werden muß. Geeignete Schutzgruppen sind dem Fachmann bekannt.

Der Film ist vorzugsweise ein Langmuir-Blodgett-Film, insbesondere ein zwei- oder dreidimensional vernetzbarer Langmuir-Blodgett-Film, besonders bevorzugt ein Langmuir-Blodgett-Film auf Polysaccharid-, insbesondere Cellulosebasis. Vorteilhafterweise ist der Film photochemisch vernetzbar. Die Langmuir-Blodgett-Filme weisen den Vorteil auf, daß sie nach Immobilisierung von Rezeptoren eine hohe spezifische Adsorption bei geringer unspezifischer Adsorption aufweisen, lagerstabil sind und eine topologisch sehr definierte Oberfläche bereitstellen.

Die bevorzugten Polysaccharid- oder Cellulose-Derivate für den Langmuir-Blodgett-Film weisen vorzugsgwiese einen Polymerisationsgrad von mehr als 5 und sind besonders bevorzugt gemischte Celluloseether, die a) mindestens einen hydrophoben und b) mindestens einen ein Stickstoff-Atom enthaltenden Substituenten aufweisen.

In bevorzugten Ausführungsformen weisen die gemischten Celluloseether als Substituenten a) eine Trialkylsilyl- und als Substituenten b) eine Aminoalkylgruppe auf, wobei der Alkylrest insbesondere im Substituenten a) 1 oder 2 C-Atome und im Substituenten b) 2 bis 8 C-Atome hat. Zusätzlich kann das Polysaccharidderivat noch c) mindestens einen weiteren Substituenten enthalten, der eine photochemisch, radikalisch oder thermisch vernetzbare Gruppe trägt.

Unter den bevorzugten gemischten Celluloseethern sind vorwiegend solche Verbindungen zu verstehen, bei denen einzelne der OH-Gruppen des Cellulosegrundgerüstes am H durch organische oder Organosilylgruppen ersetzt sind, d. h. das direkt dem O benachbarte Atom ein C oder Si ist. Darüber hinaus können unter dieser Bezeichnung aber auch noch Derivate verstanden werden, die zusätzlich weitere Substituenten (insbesondere am O der OH-Gruppe) tragen, beispielsweise ist der Substituent c) ein solcher. In den konkreten Molekülen (siehe dazu Lothar Brandt in Ullmann's Encyclopedia of Industrial Chemistry, Vol. A5, 2. Auflage, Stichwort "Cellulose Ethers", S. 461 ff.) muß nicht jede einzelne Moleküleinheit (Anhydroglucose-Einheit) im Celluloseethermolekül an einer oder mehreren OH-Gruppen substituert sein, sondern die Verbindungsbezeichnung bezieht sich auf die Gesamtheit der Moleküle bzw. Moleküleinheiten, stellt also eine Mittelwertbezeichnung dar; im allgemeinen sind maximal 3 OH-Gruppen pro Moleküleinheit substituierbar. Zur Herstellung bzw. zum Verhalten von die Substituenten a) oder c) (jedoch nicht b)) enthaltenden Cellulosederivaten wird auf Frank Löscher et al., Proc. SPIE Vol. 2928, 1996, S. 209 bis 219 und auf Dieter Klemm et al., Z. Chem., 24. Jg. (1984), Heft 2, S. 62 in "4-Dimethylamino-pyridin- katalysierte Synthese von Celluloseestern über organlösliche Synthese von Celluloseestern über organolösliche Trimethylcellulose" verwiesen.

Zur Beschichtung der Bodenplatte wird mindestens eine monomolekulare Schicht, vorzugsweise 2 bis 10 monomolekulare Schichten des Polysaccharidderivates auf die Bodenplatte aufgebracht, wobei dieses als Substituenten a) bevorzugt einen hydrophoben Substituenten mit Alkyl-, Alkenyl-, Aryl-, Alkylsilyl-, Alkensilyl- und/oder Arylsilyl-Resten, aber auch andere Substituenten, die den Übertrag auf Oberflächen mit der Langmuir-Blodgett-(LB) und/oder Langmuir-Blodgett- Schäfer-(LBS)-Technik ermöglichen, aufweist.

Die Aufbringung dieser Schicht kann durch Inkubation in einer Lösung, durch einen Self-Assembly-(SA)-Prozeß oder vorzugsweise mit der Langmuir-Blodgett- oder Langmuir- Blodgett-Schäfer-Technik erfolgen. Die Polysaccharidderivate sind geeignet, sowohl auf hydrophilen wie auf hydrophoben Oberflächen zu haften. Somit kann diese Substanzklasse als oberflächenmodifizierender Film aufgetragen und verwendet werden.

Eine zusätzliche Stabilisierung erfahren diese Schichten, wenn photopolymerisierbare oder thermisch polymerisierbare Gruppen in das/die Molekül(e) eingebaut werden, z. B. Cinnamoylgruppen, aber auch alle anderen in der Chemie bekannten Gruppen, da diese durch die Polymerisation vor, während und nach der Übertragung die Schicht vernetzend stabilisieren.

Hierbei können die polymerisierbaren Gruppen entweder am obengenannten Polysaccharidderivat angebracht sein oder aber in Form eines weiteren Moleküls, das vermischt mit dem Polysaccharidderivat auf oder in die Schicht aufgebracht wird, vorliegen. Die Polymerisation kann innerhalb einer Monolage stattfinden; sind jedoch mehrere Monolagen übereinander vorhanden, kann die Polymerisation auch zwischen Molekülen der einzelnen Schichten stattfinden.

Die Mehrgefäßanordnung kann wie folgt hergestellt werden:
Die Bodenplatte wird mit dem Film beschichtet, beispielsweise mit dem oben beschriebenen Langmuir-Blodgett-Film. Eine vorgeformte Gefäßwandmatrix, beispielsweise eine durch Spritzguß von Polystyrol hergestellte Gefäßwandmatrix, wird in einem getrennten Arbeitsgang zunächst gereinigt, beispielsweise durch Ultraschallbehandlung. Anschließend wird die Gefäßwandmatrix vorzugsweise in eine Lösung enthaltend eine Substanz, die die Adsorption von Analyten wie Protein bzw. DNA an der Wand der Gefäßwandmatrix herabsetzt, wie beispielsweise in das Rinderserumalbumin, getaucht.

Anschließend erfolgt eine Trocknung der Gefäßwandmatrix. An den Kanten der Gefäßwandmatrix, die die Kontaktfläche mit der aufzubringenden Bodenplatte bilden sollen, wird dann ein Kleber, beispielsweise mit Hilfe einer Rolle, angebracht, beispielsweise ein Silikonkautschukkleber, ein Epoxidharzklebstoff oder ein Acrylatkleber (z. B. Loctite).

Besonders bevorzugt sind lichtaktivierbare Einkomponentenkleber. Die so vorbehandelte Gefäßwandmatrix wird vorsichtig auf die mit dem Langmuir-Blodgett-Film beschichtete Bodenplatte gedrückt. Alternativ kann der Kleber auch direkt auf die Bodenplatte mit Hilfe der Siebdrucktechnik in einem Muster aufgetragen werden, welches der Kontaktfläche mit der Gefäßwandmatrix entspricht. So wird die erfindungsgemäße Mehrgefäßanordnung erhalten. Die aufgeklebte Bodenplatte weist vorzugsweise nur einen minimalen Niveauunterschied von ca. 1 mm zur äußeren Kante des Kunststoffkörpers auf. Somit wird gewährleistet, daß sämtliche Vertiefungen der erfindungsgemäßen Mehrgefäßanordnung optisch von der Bodenseite vermessen werden können und es zu keiner sterischen Behinderung der Meßoptik durch den Rand der Gefäßwandmatrix kommt.

Nach erfolgter Herstellung der Mehrgefäßanordnung wird die Oberfläche vorzugsweise mit einem Deckel und/oder einer Folie geschützt. Der Deckel ist vorzugsweise so konstruiert, daß er auf der Oberseite einer erfindungsgemäßen Mehrgefäßanordnung zwangspositioniert ist. Desweiteren ermöglicht er auch das zwangspositionierte Stapeln der Mehrgefäßanordnungen. Die Größe des Deckels beträgt vorzugsweise etwa 86 mm . 128 mm . 8 mm. Die Verwendung einer Folie weist den Vorteil auf, daß die Oberfläche der Bodenplatte auch dann geschützt bleibt, wenn beispielsweise in eine Vertiefung mittels einer Spritze mit Nadel, die durch die Folie hindurchgestochen wird, Flüssigkeit eingegeben wird.

An den Boden der Mehrgefäßanordnung können dann für die Durchführung von optischen Assays Moleküle kovalent angekoppelt werden, die abhängig von der Art des Analyseverfahrens bzw. Assays die Oberflächeneigenschaften bestimmen. Hierbei ist zwischen homogenen und heterogenen Assays zu unterscheiden, d. h. Assays, bei denen der Analyt in Lösung vorliegt, und Assays, bei denen der Analyt, wie z. B. ein Rezeptor oder Ligand, an einem an einer Oberfläche befindlichen Liganden oder Rezeptor bindet. Zu den homogenen Assays, bei denen die Mehrgefäßanordnung besonders vorteilhaft zu verwenden ist, gehören die Fluoreszenzkorrelations-Assays, Fluoreszenzpolarisations-Immunosorbent-Assay und Förster- Energietransfer-Assays. Zu den heterogenen Assays, bei denen die erfindungsgemäße Mehrgefäßanordnung besonders vorteilhaft zu verwenden ist, gehören alle optischen Assays, bei denen eine Aufkonzentrierung des Analyten an der Bodenoberfläche vorteilhaft ist, wie z. B. Evaneszenzassays oder Assays, bei denen zur Anregung von Fluoreszenz mit einem stark fokussierten Laserstrahl die Oberfläche abgerastert wird.

Abhängig von der Art des Assays wird die Oberflächenfilm auf der Bodenplatte mit Molekülen derivatisiert. Während bei homogenen Assays durch die Immobilisierung von Molekülen auf eine möglichst geringe Adsorption des Analyten abgezielt wird, um so eine hohe Beweglichkeit des Analyten an der Oberfläche sicherzustellen, wird bei heterogenen Assays auf die Immobilisierung des Analyten abgezielt. Bei homogenen Assays wird daher der Film vorzugsweise mit beispielsweise Rinderserumalbumin, Oligoethylenoxidketten-haltigen Substanzen, fluorierten Kohlenwasserstoffen oder Polysacchariden wie Cellulose- oder Dextran-Derivaten modifiziert. Bei heterogenen Assays werden hingegen an den Film Substanzen gekoppelt, die den Analyten zu binden vermögen. Abhängig von der Art des Analyten weiß der Fachmann, wie geeignete Substanzen auszuwählen sind, die den Analyten zu binden vermögen, beispielsweise, DNA, Proteine wie z. B. Antikörper oder Peptide.

Eine kovalente Immobilisierung der Moleküle kann direkt an die reaktiven Gruppen des Oberflächenfilms oder nach vorheriger Abspaltung von Schutzgruppen erfolgen. Im Falle der oben beschriebenen Langmuir-Blodgett-Filme eignen sich beispielsweise zur direkten Ankopplung von Molekülen die vorhandenen Aminoalkylgruppen. Die Aminoalkylgruppen dienen als nukleophiles Agens und bilden kovalente Bindungen mit elektrophile Gruppen tragenden Molekülen. Andererseits können, sofern die Filme Silylgruppen, z. B. Trialkyl-, Triaryl- oder Trialkenylsilylgruppen, aufweisen, die Oberflächeneigenschaften in der Weise verändert werden, daß die Silylgruppen nach der Beschichtung abgespalten werden, so daß Hydroxygruppen verbleiben. Dies kann z. B. durch die Einwirkung von Säure erreicht werden. Diese Hydroxygruppen können dann als funktionelle Gruppen für die kovalente Immobilisierung dienen.

Nach der Immobilisierung der Moleküle können die Assays in dem Fachmann geläufiger Art und Weise durchgeführt werden.

Claims (12)

1. Mehrgefäßanordnung, umfassend eine Gefäßwandmatrix (1) mit durchgehenden Vertiefungen und eine oder mehrere daran angebrachte optisch transparente Bodenplatte(n) (2), dadurch gekennzeichnet, dass ausschließlich die Bodenplatte(n) mit mindestens einer monomolekularen Schicht eines Polysaccharidderivates (3) beschichtet ist (sind).

2. Mehrgefäßanordnung gemäß Anspruch 1, dadurch gekennzeichnet, dass die Gefäßwandmatrix (1) aus Kunststoff besteht.

3. Mehrgefäßanordnung gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Gefäßwandmatrix (1) aus einem lichtundurchlässigen Material besteht.

4. Mehrgefäßanordnung gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Bodenplatte(n) (2) aus Quarzglas besteht (bestehen).

5. Mehrgefäßanordnung gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die mindestens eine monomolekulare Schicht eines Polysaccharidderivates (3) durch einen Self-Assembly-Prozess oder durch die Langmuir-Blodgett- Technik aufgebracht wurde.

6. Mehrgefäßanordnung gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die mindestens eine monomolekulare Schicht eines Polysaccharidderivates (3) ein Langmuir-Blodgett-Film auf Cellulose-Basis ist.

7. Mehrgefäßanordnung gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche, dadurch gekennzeichnet, dass die Bodenplatte(n) (2) mit Hilfe eines Klebers an der Gefäßwandmatrix angebracht ist (sind).

8. Mehrgefäßanordnung gemäß Anspruch 7, dadurch gekennzeichnet, dass der Kleber ein mit Licht härtbarer Kleber ist.

9. Mehrgefäßanordnung umfassend eine Gefäßwandmatrix mit durchgehenden Vertiefungen und eine oder mehrere daran angebrachte optisch transparente Bodenplatte(n), die dadurch gekennzeichnet ist, dass ausschließlich die Bodenplatte(n) mit einem Film beschichtet ist (sind), der mit Rezeptormolekülen derivatisiert ist.

10. Mehrgefäßanordnung umfassend eine Gefäßwandmatrix mit durchgehenden Vertiefungen und eine oder mehrere daran angebrachte optisch transparente Bodenplatte(n), die dadurch gekennzeichnet ist, dass ausschließlich die Bodenplatte(n) mit einem Film beschichtet ist (sind), der Rinderserumalbumin, Oligoethylenoxidketten-haltige Substanzen, fluorierte Kohlenwasserstoffe oder Polysaccharide umfasst.

11. Verwendung einer Mehrgefäßanordnung gemäß einem der vorhergehenden Ansprüche für optische Analyseverfahren.

12. Verfahren zur Herstellung einer Mehrgefäßanordnung gemäß einer der Ansprüche 1 bis 8, umfassend die folgenden Schritte:

• a) Aufbringen mindestens einer monomolekularen Schicht eines Polysaccharidderivates auf die Bodenplatte(n);
• b) Auftragen eines Klebers auf die Kanten der Gefäßwandmatrix, die die Kontaktfläche mit der aufzubringenden Bodenplatte bilden sollen;
• c) Drücken der so behandelten Gefäßwandmatrix an die beschichtete Bodenplatte(n).