CN103356705B - 制备用以治疗烧伤伤口的药物的方法 - Google Patents

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Abstract

本发明涉及羊膜来源的基本上纯化的细胞群，包含所述基本上纯化的羊膜来源的细胞群的组合物，以及制备这类基本上纯化的羊膜来源的细胞群的方法以及使用方法。本发明进一步涉及抗体，具体而言，涉及单克隆抗体，所述抗体与羊膜来源的细胞结合，或者与一种或多种羊膜来源的细胞表面蛋白质标志结合。本发明进一步涉及生产所述抗体的方法，使用所述抗体的方法和含有所述抗体的试剂盒。

Description

制备用以治疗烧伤伤口的药物的方法
相关申请的交叉引用
本申请根据35 USC §119(e)，要求以2005年3月31日提交的美国临时申请60/666,949、2005年7月14日提交的美国临时申请60/699,257、2005年12月2日提交的美国临时申请60/742,067作为优先权基础；并且根据35 USC §120，要求以2006年1月18日提交的美国专利申请11/333,849作为优先权基础，这些申请的全部内容通过引用方式纳入本说明书中。
技术领域
本发明的领域涉及羊膜来源的细胞群，含有所述羊膜来源的细胞群的组合物，扩增的羊膜来源细胞群，制备这类羊膜来源的细胞群的方法，及其使用方法。所述领域还涉及抗体，具体而言，涉及单克隆抗体，所述抗体与羊膜来源的细胞结合，或者与一种或多种羊膜来源的细胞表面蛋白质标志结合，还涉及用于生产所述抗体的方法，使用所述抗体的方法和含有所述抗体的试剂盒。本发明的领域进一步涉及新的胰细胞组合物、它们的生产方法及其用途，并且涉及新的细胞培养因子系统。
相关技术说明
初步证据表明，被分离并置于培养基中的羊膜上皮细胞表现出很多定义干细胞群所需的特征(Brivanlou，A.H.，et al.，Science，2003.300(5621)：p.913-6)。
从胎盘分离的胎盘来源的干细胞已被证明呈现出阶段特异性胚胎抗原SSEA-3和SSEA-4、TRA1-60、TRA1-81、c-kit和Thy-1的异源蛋白质表达(参见US2003/0235563和US2004/0161419)。这些细胞还被证明了表达细胞表面蛋白质Oct-4和nanog，根据报道Oct-4和nanog是由多潜能干细胞表达的标志。已表明，在合适的条件下，胎盘来源的干细胞能分化为具有以下细胞的特征的细胞：肝脏细胞(肝细胞)、胰细胞(即α和β细胞)、中枢神经系统细胞(神经元和神经胶质)、心肌细胞(cardiac muscle cell)(心肌细胞(cardiomyocyte))和血管内皮细胞。胎盘来源的干细胞在移植后不会致瘤(Miki，T.，et al.，Stem Cells2005；23：1549-1559)。事实上，免疫妥协的小鼠在被移植超过2000万个胎盘来源的干细胞后，并未在其体内观察到肿瘤；而在同样条件下ES细胞则形成被称为畸胎瘤的非恶性肿瘤。US2003/0235563和US2004/0161419公开了初步研究，该研究表明，在添加了10mM烟酰胺的基质胶(Matrigel)中培养14天的胎盘来源的干细胞表达胰岛素和胰高血糖素以及胰细胞标志PDX1(不明显)、Pax6和Nkx2.2。
其他研究中，为尝试治疗溶酶体贮积症，已经将羊膜细胞移植到志愿者和患者体内，并且没有显示出致肿瘤性(Tylki-Szymanska，A.，et al.，Journal of Inherited Metabolic Disease，1985.8(3)：p.101-4；Yeager，A.M.，et al.，American Journal of Medical Genetics，1985.22(2)：p.347-55)。
羊膜通常作为用于眼球表面重建的移植物而用于移植，并且移植后也不会形成肿瘤(John，T.，Human amniotic membrane transplantation：past，present，and future.Opthalmol Clin North Am，2003.Mar16(1)：p.43-65，vi.)。这种缺乏致肿瘤性是ES细胞和胎盘来源的干细胞的一个重要区别。
WO 2005/017117、WO 2005/0042595、US 2005/0019865、US2005/0032209、US 2005/0037491、US 2005/0058631和US 2005/0054093中公开了其他细胞的初步研究结果。这些其他细胞的初步研究结果表明它们具有分化为多种细胞类型的潜能。
一百多年来，羊膜在临床上一直被用作烧伤患者的伤口敷料以促进上皮形成、减轻疼痛并预防感染(Bose，B.(1979)Ann R Coll Surg Engl，61：444-7；Sawhney，C.P.(1989)Burns，15：339-42，Thomson，P.D.，Parks，D.H.(1981)Ann Plast Surg，7：354-6)。US2003/0235580描述了一种用羊膜上皮细胞将治疗分子送递到皮肤的方法。US2004/0057938描述了人羊膜组合物在眼部和皮肤疾病及病症的预防和治疗中的用途。美国专利4,361,552描述了一种治疗伤口或烧伤的方法，该方法包括用交联的羊膜敷料覆盖所述伤口或烧伤的表面。
US2004/0170615描述了在胎儿组织中表达的化合物在皮肤修复和皮肤形态改善中的用途
Wei等人(Wei，JP5et al，(2003)Cell Transplantation 12：545-552)已经证明从人羊膜分离的细胞能够使链脲佐菌素诱导的糖尿病小鼠的血糖正常化。
背景技术
干细胞-干细胞具有在体内分化为多种不同细胞类型的显著潜能。作为身体的修复系统，理论上，干细胞在人的一生中能够不受限制的分裂以补充其他细胞。当干细胞分裂时，每个新的细胞具有保持为干细胞或者成为具有更具体的功能的另一种细胞类型的潜能，所述另一种细胞类型例如肌细胞、红细胞或脑细胞。人干细胞最重要的潜在应用可能是产生可用于细胞疗法的细胞和组织。Tylki-Szymanska，A.，et al.，Journalof Inherited Metabolic Disease，1985.8(3)：p.101-4；Yeager，A.M.，et al.，American Journal of Medical Genetics，1985.22(2)：p.347-55；John，T.，2003.16(1)：p.43-65，vi.中提供了干细胞研究的实例。
胎盘组织作为一种被称为胎盘来源干细胞的干细胞类型的废弃物来源是可以大量获得的。尽管羊膜作为胎盘膜的一部分被丢弃，但是谱系分析表明，与胎盘的其他组织不同，羊膜的上皮层是唯一从胚胎发育中的上胚层遗传下来的(图1)，从所述羊膜上皮层可分离出羊膜来源的干细胞。所述上胚层包含最终将分化为胚胎的细胞以及将产生胚外组织(即羊膜)的细胞。迄今为止，在文献记载中只有四种类型的细胞被描述为具有多能性。它们是：产生上胚层的前植入胚胎的内细胞群(ICM)、上胚层本身、胚胎干细胞(ES)和胚胎生殖细胞(EG)。因此，从废弃的羊膜组织中识别、纯化一种多潜能细胞群并使其增殖，将会为替代细胞疗法提供非常有价值的干细胞来源。
由于每个胎盘平均能产生超过2亿个胎盘来源的干细胞，因此可以从这一来源获取大量的细胞。如果胎盘来源的干细胞能够成为移植医学中有用的细胞，它们则能够在世界各地提供几乎取之不竭的原料供应。没有任何其他干细胞来源能够提供如此大量的初始细胞群，并且这些细胞的收集不需要侵入性或破坏性的操作。此外，由于所述组织获自胎盘，因此这些胎盘来源的干细胞不存在伦理、宗教或社会问题。
在干细胞治疗中另一个重要的需要考虑的问题是移植物耐受性。在人体内，细胞表面标志HLA-G的蛋白质表达最初被认为是局限于免疫特免位点(例如胎盘)和相关细胞，所述细胞包括一些从羊水分离到的细胞、胎盘巨噬细胞和脐带血，由此暗示了HLA-G在母体-胎儿耐受性方面的作用(Urosevic，M.and Dummer，R.(2002)ASHI Quarterly；3rdQuarter 2002：106-109)。另外，涉及心脏移植物耐受性的研究已经表明HLA-G的蛋白质表达可能会提高移植物的耐受性(LiIa，N.，et al.(2000)Lancet 355：2138；LiIa，N.et al.(2002)Circulation 105：1949-1954)。HLA-G蛋白质在未分化的或分化的胚胎干细胞表面不表达(Drukker，M，et al.(2002)PNAS99(15)：9864-9869)。因此，希望用于细胞疗法的干细胞表达HLA-G蛋白质。
伤口愈合-胎盘来源的细胞已经被证明能分泌多种细胞因子和生长因子，包括前列腺素E2、PGES、TGF-β、EGF、IL-4、IL-8、TNF、干扰素、激活素A、头蛋白、bFGF、一些神经保护因子以及多种血管生成因子(Koyano et al.，(2002)Develop.Growth Differ.44：103-112；Blumenstein et al.(2000)Placenta21：210-217；Tahara et al.(1995)J.Clin.Endocrinol.Metabol.80：138-146；Paradowska et al.(1997)Placenta 12：441-446；Denison et al.(1998)Hum.Reprod.13：3560-3565；Keelan et al.(1998) Placenta 19：429-434；Uchida et al.(2000)J.Neurosci.Res.62：585-590；Sunet al.(2003)J.Clin.Endocrinol.Metabol.88(11)：5564-5571；Marvin et al.(2002)Am.J.Obstet.Gynecol.187(3)：728-734)。这些细胞因子中有很多与伤口愈合有关，并且其中一些被认为有助于胎儿的无瘢痕愈合。
在美国，每年进行大约5千万例外科手术。另外有5千万由创伤性损伤造成的伤口。在任何解剖部位发生的后续急性伤口愈合障碍会导致发病率和死亡率升高。急性伤口障碍的非限制性实例包括肌肉、筋膜和皮肤的开裂、切口疝形成、胃肠道瘘管形成和血管吻合渗漏。此外，除直接的功能障碍外，急性伤口愈合失败后通常接着形成无功能的伤疤。
腹壁切口疝为研究急性伤口愈合障碍的机制和后果提供了很好的范例。大型的、前瞻性的、控制良好的系列研究已经表明超过4百万例腹壁筋膜闭合中有11-20％不会导致形成腹部切口疝。即使是在急性伤口障碍被修复后，复发率仍高达58％。在缝合材料、缝线间隔、缝线距伤口边缘的距离以及为避免感染而进行的预防性抗生素的给药等方面的改善显著地降低了临床上明显的急性伤口开裂的比率，但是只微弱地降低了腹疝的形成和复发比率。通过引入组织假体(典型地，合成网)产生肌-筋膜缺陷的无张力桥接或补片，明显降低了首次复发率，这支持了机械因素在复发疝的发病机制中起主要作用这一观点。
传统的外科学说认为剖腹术的伤口障碍很少见，报道的“筋膜开裂”率集中在0.1％左右。一项前瞻性研究发现真实的剖腹术伤口障碍率更接近11％，并且其中的大多数(94％)在腹部手术后的前三年中继续形成切口疝。这更符合切口疝形成的高发病率。因此，真正的剖腹术伤口障碍率是多数外科医生所认为的100倍。简而言之，大多数切口疝来自于临床上隐蔽的剖腹术伤口障碍或隐蔽的筋膜开裂。表面的皮肤伤口愈合掩盖了下面的肌筋膜缺陷。这种早期机械剖腹术伤口障碍的机理更符合现代急性伤口愈合科学。没有其他的急性伤口愈合模型存在，表明了成功愈合的急性伤口会在后期继续出现破裂和机械性障碍。这一机理也是独特的，因为它假设大部分的腹壁剖腹术伤口障碍发生在没有明显可识别的伤口愈合缺陷的宿主体内。产生剖腹术伤口障碍的一种模型会导致形成切口疝。旁正中皮瓣设计将皮肤和肌筋膜切口分离，使得可以同时研究中线剖腹术伤口修复和旁正中皮肤修复。皮肤和肌筋膜修复可以被控制达到100％的完整修复或100％结构损伤和伤口开裂。
美容剂-胎儿皮肤具有更有效的修复机制，并且一旦受伤，它能愈合而不形成伤疤。这种能力似乎需要胎儿免疫系统、胎儿血清或羊水(Bleacher J C，et al.，J Pediatr Surg 28：1312-4，1993)；Ihara S，Motobayashi Y.，Development 114：573-82.1992)。胎儿组织的这些能力已经使得有人提出将胎儿组织产生的化合物用于再生和/或改善皮肤形态(参见，例如US 2004/0170615，该文献全部内容通过引用方式纳入本说明书。)
糖尿病-传统的胰岛素治疗能够延长I型糖尿病患者的生命，但不能预防在疾病进展中产生的长期全身并发症。即使是用于监控全身葡萄糖水平使之处于可接受范围内的最佳的注射/输液方案，都不可避免地会造成组织微血管化的衰退，从而导致产生过多与该疾病相关的影响健康的并发症。这些并发症可归因于可注射的或口服给药的胰岛素不能完全替代胰岛进行胰岛素分泌的正常补给。胰岛素无法作为胰岛β细胞替代品，在很大程度上可以通过研究胰岛本身的细胞构造而得到解释。由附近紧邻的胰岛细胞所实现的激素分泌的胞内加强调控是防止血糖水平较大的短暂波动所需的，所述波动导致细胞损伤以及随之发生的该疾病的并发症。
目前，移植尸体胰腺或者分离并移植尸体胰岛是胰岛素给药的唯一替代疗法，这种方法可用于依赖胰岛素控制其糖尿病的患者。然而供体组织的稀缺使得只能将这种替代疗法留给选定的用传统胰岛素注射/输液方案不能稳定其血糖的患者。
这一难题使得糖尿病成为细胞疗法的首要候选对象。由于胰岛素具有用作自身完备的、功能性的葡萄糖感应多细胞单元的独特性质，因而强化了糖尿病的这一候选治疗对象的资格。
也已经进行了这样的研究：利用诸如HIV-1 TAT蛋白质中包含的蛋白质转导结构域(PTD)促进干细胞、祖细胞或它们的子代分化。所述HIV-1 TAT蛋白质已被发现能以依赖浓度，而不依赖受体的方式穿透细胞。已经对TAT PTD进行研究以确定它们在将蛋白质送递到细胞中的作用(参见，例如US 2005/0048629，Wadia et al.，2004，NatureMedicine 10：310-315 and Krosl et al.，2003，Nature Medicine 9：1-10)这些蛋白质可以被用于促进干细胞、祖细胞及其它们的子代的分化。
发明内容
虽然之前已经利用已确定的胚胎干细胞表面蛋白质标志(例如c-kit、SSEA-3和SSEA-4)来表征胎盘来源的干细胞的异源细胞群，但是还需要一组用于表征和分离优选的基本上纯化的细胞群的蛋白质标志。这样即可将这种基本上纯化的细胞群(被称为羊膜来源的细胞群)与其他细胞诸如胚胎干细胞，间充质干细胞或成体来源的干细胞完全区分开。因此，本发明的一个目的是提供能够表征羊膜来源的细胞并将其从胎盘来源的干细胞中分离出来的蛋白质标志。本发明的另一目的是将这些蛋白质标志用作抗原以制备能产生针对这些蛋白质标志的特异性单克隆抗体的杂交瘤细胞系。
因此，本发明的第一方面为一种羊膜来源的基本上纯化的细胞群，所述细胞群阴性表达蛋白质标志CD90和CD117。
本发明的第二方面为本发明第一方面所述的基本上纯化的细胞群，所述细胞群进一步阴性表达蛋白质标志CD105。
本发明的第三方面为本发明第一方面所述的基本上纯化的细胞群，所述细胞群阳性表达蛋白质标志CD29。
本发明的第四方面为本发明第三方面所述的基本上纯化的细胞群，所述细胞群阴性表达蛋白质标志CD105。
本发明的第五方面为本发明第三方面所述的基本上纯化的细胞群，所述细胞群进一步阳性表达至少一种选自CD9、CD10、CD26、CD71、CD166、CD227、EGF-R、SSEA-4和HLA-G的蛋白质标志。
本发明的第六方面为本发明第四方面所述的基本上纯化的细胞群，所述细胞群进一步阳性表达至少一种选自CD9、CD10、CD26、CD71、CD166、CD227、EGF-R、SSEA-4和HLA-G.的蛋白质标志。
本发明的第七方面为本发明第二方面所述的基本上纯化的细胞群，所述细胞群进一步阴性表达至少一种选自CD140b、端粒末端转移酶、CD34、CD44和CD45的蛋白质标志。
本发明的第八方面为本发明第四方面所述的基本上纯化的细胞群，所述细胞群进一步阴性表达至少一种选自CD140b、端粒末端转移酶、CD34、CD44和CD45的蛋白质标志。
本发明的第九方面为本发明第六方面所述的基本上纯化的细胞群，所述细胞群进一步阴性表达至少一种选自CD140b、端粒末端转移酶、CD34、CD44和CD45的蛋白质标志。
本发明的第十方面为本发明第一至第九方面所述的羊膜来源的细胞群，所述细胞群为一种组合物。在一个优选实施方案中，所述组合物为一种药物组合物。
本发明的第十一方面为一种获得本发明第一方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述羊膜来源的细胞群接触抗CD90和抗CD117抗体；并且c)将结合所述抗体的羊膜来源的细胞与不结合所述抗体的细胞分开，从而获得不结合所述抗体的、本发明第一方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第十二方面为一种获得本发明第二方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述细胞接触抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体；并c)将不结合所述抗体的细胞与结合所述抗体的细胞分开，从而获得不结合所述抗体的、本发明第二方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第十三方面为一种获得本发明第七方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体并且接触(ii)至少一种选自抗CD140b、抗CD34、抗CD44和抗CD45抗体的抗体；并且c)将不结合所述(i)的抗体的细胞与结合所述(i)的抗体的细胞分开，并且将不结合所述(ii)的抗体的细胞与结合所述(ii)的抗体的细胞分开；从而获得不结合所述(i)和(ii)的抗体的、本发明所述第七方面的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第十四方面为一种获得本发明第三方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述细胞接触(i)抗CD90和抗CD117抗体并且接触(ii)抗CD29抗体；并且c)将结合(i)的抗体的细胞与不结合(i)的抗体的细胞分开，并且将结合(ii)的抗体的细胞与不结合(ii)的抗体的细胞分开；从而获得不结合所述(i)的抗体(i)并且结合所述(ii)的抗体(ii)的、本发明第三方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第十五方面为一种获得本发明第四方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体，并且接触(ii)抗CD29抗体；并且c)将结合所述(i)的抗体的细胞与不结合所述(i)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(ii)的抗体的细胞与不结合所述(ii)的抗体的细胞分开；从而获得不结合所述(i)的抗体并且结合所述(ii)的抗体的、本发明第四方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第十六方面为一种获得本发明第五方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述细胞接触(i)抗CD90、抗CD117抗体以及(ii)抗CD29抗体，并且接触(iii)一种或多种选自抗CD9、抗CD10、抗CD26、抗CD71、抗CD166、抗CD227、抗EGF-R、抗SSEA-4和抗HLA-G抗体的抗体；并且c)将结合所述(i)的抗体的细胞与不结合所述(i)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(ii)的抗体的细胞与不结合所述(ii)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(iii)的抗体的细胞与不结合所述(iii)的抗体的细胞分开；从而获得不结合(i)的抗体、结合(ii)的抗体并且结合(iii)的抗体的，本发明第五方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第十七方面为一种获得本发明第六方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体，以及(ii)抗CD29抗体，并且接触(iii)一种或多种选自抗CD9、抗CD10、抗CD26、抗CD71、抗CD166、抗CD227、抗EGF-R、抗SSEA-4和抗HLA-G抗体的抗体；并且c)将结合所述(i)的抗体的细胞与不结合所述(i)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(ii)的抗体的细胞与不结合所述(ii)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(iii)的抗体的细胞与不结合所述(iii)的抗体的细胞分开；从而获得不结合(i)的抗体、结合(ii)的抗体并且结合(iii)的抗体的，所述本发明第六方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第十八方面为一种获得本发明第八方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体，以及(ii)抗CD29抗体，并且接触(iii)一种或多种选自抗CD140b、抗CD34、抗CD44和抗CD45抗体的抗体；并且c)将结合所述(i)的抗体的细胞与不结合所述(i)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(ii)的抗体的细胞与不结合所述(ii)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(iii)的抗体的细胞与不结合所述(iii)的抗体的细胞分开；从而获得不结合(i)的抗体、结合(ii)的抗体并且不结合(iii)的抗体的，所述本发明第八方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第十九方面为一种获得本发明第九方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体，以及(ii)抗CD29抗体，并且接触(iii)一种或多种选自抗CD140b、抗CD34、抗CD44和抗CD45抗体的抗体，并且接触(iv)一种或多种选自抗CD9、抗CD10、抗CD26、抗CD71、抗CD166、抗CD227、抗EGF-R、抗SSEA-4和抗HLA-G抗体的抗体；并且c)将结合所述(i)的抗体的细胞与不结合所述(i)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(ii)的抗体的细胞与不结合所述(ii)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(iii)的抗体的细胞与不结合所述(iii)的抗体的细胞分开，并且将不结合所述(iv)的抗体细胞与结合所述(iv)的抗体的细胞分开；从而获得不结合(i)的抗体、结合(ii)的抗体、不结合(iii)的抗体并结合(iv)的抗体的，所述本发明第九方面所述的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第二十方面为一种获得羊膜来源的基本上纯化的细胞群的方法，包括：a)提供一种羊膜来源的细胞群；b)使所述细胞接触一种或多种选自抗CD105、抗CD90、抗CD117、抗CD140b、抗CD34、抗CD44和抗CD45抗体的抗体；并接触一种或多种选自抗CD29、抗CD9、抗CD10、抗CD26、抗CD71、抗CD166、抗CD227、抗EGF-R、抗SSEA-4和抗HLA-G抗体的抗体；并且c)将结合所述(i)的抗体的细胞与不结合所述(i)的抗体的细胞分开，并且将结合所述(ii)的抗体的细胞与不结合所述(ii)的抗体的细胞分开；从而获得不结合所述(i)的抗体并且结合所述(ii)的抗体的、羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
本发明的第二十一方面为第11至笫20方面的所述方法，其中通过FACS分选来分离所述细胞。
本发明的第二十二方面为所述第11至第20方面的抗体是单克隆抗体、完全人抗体、人化抗体、嵌合抗体、scfv或者前述的任一种抗体的片段或衍生物。
除了本发明的第1至第22方面外，其他的方面提供了扩增的和/或成簇的羊膜来源的细胞和细胞群，所述细胞和细胞群与前述的胎盘来源的细胞组合物以及胚胎干细胞组合物相比，提供了几种优势。
因此，本发明的第二十三方面为本发明第一方面所述的羊膜来源的细胞，所述细胞为一种扩增的羊膜来源的细胞组合物。在一个优选的实施方案中，第二十三方面的组合物为非动物来源的。在另一个优选的实施方案中，所述组合物为成簇的羊膜来源的细胞组合物。
本发明的第二十四方面为一种组合物，所述组合物包括从本发明第二十三方面所述的扩增的羊膜来源的细胞组合物获得的条件培养基。
本发明的第二十五方面为一种组合物，所述组合物包括从本发明第二十三方面所述的羊膜来源的细胞组合物获得的细胞溶胞产物。
本发明的第二十六方面为所述第二十三方面的扩增的羊膜来源的细胞组合物，所述组合物的浓度至少为500×106个羊膜来源的细胞/g初始羊膜。
本发明的第二十七方面为一种产生肝细胞的方法，所述方法包括在体外或体内分化本发明第一方面所述的羊膜来源的细胞群。
本发明的第二十八方面为一种由本发明第二十七方面所述的方法产生的肝细胞。
本发明的第二十九方面为一种肝辅助装置，包括本发明第二十七方面所述的羊膜来源的细胞组合物。
本发明的第三十方面为一种产生心肌细胞的方法，所述方法包括在体外或体内分化本发明第一方面所述的羊膜来源的细胞群。
本发明的第三十一方面为一种由本发明第三十方面所述方法产生的心肌细胞。
本发明的第三十二方面为一种用于促进需要伤口愈合的受伤患者的加速伤口愈合的方法，所述方法包括给予所述患者一种或多种胎盘来源的细胞的组合物。在一个优选的实施方案中，所述胎盘来源的细胞的组合物为扩增的羊膜来源的细胞组合物。在本方法的另一个优选的实施方案中，给予一种支架或基质中的所述组合物。在一个具体的优选的实施方案中，所述支架或基质为羊膜组织。在另一个优选的实施方案中，所述伤口选自机械伤口、热伤、急性伤口、慢性伤口、感染的伤口和无菌伤口。在又一个优选的实施方案中所述受伤患者为人类。
本发明的第三十三方面为一种美容制剂，包括一种或多种胎盘来源的细胞的组合物。在一个优选的实施方案中，所述胎盘来源的细胞的组合物为扩增的羊膜来源的细胞组合物。
本发明的第三十四方面为一种对需要治疗的患者治疗听力丧失的方法，包括给予所述患者一种或多种胎盘来源的细胞的组合物。在一个优选的实施方案中，所述胎盘来源的细胞的组合物为一种扩增的羊膜来源的细胞组合物。
本发明的第三十五方面为一种使胚胎干细胞增殖的方法，包括将第一方面所述的羊膜来源的细胞用作饲养层。这一方面的一个优选的实施方案为不具有动物产物的实施方案。
除本发明的第23至35方面外，本发明也考虑到了包含分化的羊膜来源的细胞群的组合物，识别该细胞群的方法，制备该细胞群的方法，及使用它们的方法。
因此，本发明的第三十六方面为本发明第一方面所述的细胞群，其中所述细胞表达一种胰祖细胞标志蛋白质。在一个优选的实施方案中，所述祖细胞标志为PDX1蛋白质。在另一个优选的实施方案中，所述PDX1蛋白在细胞核中表达。
本发明的第三十七方面为所述第三十六方面的细胞群，所述细胞群进一步任选地表达任何一种或多种选自Foxa2、p48、Hblx9和Neurogenin3(Ngn3)的蛋白质标志。在一个优选的实施方案中，所述细胞进一步任选地表达任何一种或多种选自NKx2.2、Nkx6.1、胰岛素和islet-1的蛋白质标志。
本发明的第三十八方面为所述第三十六方面的细胞群，其中所述细胞为分化的胰祖细胞。在一个优选的实施方案中，所述分化的祖细胞表达任何一种或多种选自PDX1、胰岛素、C-肽、促生长素抑制素、胰多肽和胰高血糖素的蛋白质标志。在另一个优选的实施方案中，所述分化的胰祖细胞为胰岛样细胞。在一个具体的优选的实施方案中，所述胰岛样细胞为α、β、δ或细胞，在一个最优选的实施方案中，所述胰岛样细胞为功能性胰岛样细胞。在另一个优选的实施方案中，所述胰岛样细胞的功能为增量葡萄糖依赖性胰岛素分泌。
本发明的第三十九方面为一种包括第三十六和第三十八方面所述的细胞群的胰岛。
本发明的第四十方面为一种包括第三十六和第三十八方面所述的细胞群的组织。
本发明的第四十一方面为所述第三十六方面的细胞群，其中所述细胞形成球状体。在一个优选的实施方案中，所述球状体形成芽体。在另一个优选的实施方案中所述芽体表达PDX1蛋白质，在一个最优选的实施方案中，所述PDX1蛋白质在细胞核中表达。
本发明的第四十二方面为本发明第三十六方面所述的细胞群，所述细胞群包括一种或多种哺乳动物胚胎胰岛祖细胞。在这一方面的一个优选的实施方案中，所述哺乳动物胚胎胰岛祖细胞为人类细胞。
本发明的第四十三方面为所述第三十六方面的细胞群，其中所述细胞表达一种异源蛋白质。在一个实施方案中，所述异源蛋白质为TAT融合蛋白。在一个具体实施方案中，所述TAT融合蛋白为TAT-PDX1、TAT-Hblx9、TAT-p48、TA-Ngn3或TAT-Foxa2。在另一个优选的实施方案中，所述异源蛋白质为目标治疗蛋白。
本发明的第四十四方面为所述第三十六方面的细胞群，其中所述细胞具有内胚层的识别特征。在一个优选的实施方案中，所述内胚层的识别特征为HNF1α、HNF1β、HNF4α、HNF6、Foxa2和PDX1蛋白质的表达。在另一个优选的实施方案中，所述细胞进一步任选地表达蛋白质标志Soxl7、Cerberus、Hesxl、LeftyA、Otxl或Otx2的任何一种或多种。
本发明的第四十五方面为一种组合物，所述组合物包括从所述第三十八方面的胰祖细胞分离出的一种或多种细胞核，其中所述细胞在细胞核中表达PDX1蛋白质，表达Nkx2.2、Nkx6.1、胰岛素和islet-1蛋白质，并且/或者具有内胚层的识别特征。在这一方面的一个优选的实施方案中，所述内胚层的识别特征为HNF1α、HNF1β、HNF4α、HNF6、Foxa2和PDX1的蛋白质表达。在另一个优选的实施方案中，所述细胞进一步任选地表达蛋白质标志Soxl7、Cerberus、Hesxl、LeftyA、Otxl或Otx2的任何一种或多种。
本发明的第四十六方面为一种药物组合物，包括有效量的本发明第一、第十三、第三十六和第三十八方面所述的细胞群，以及一种载体。
本发明的第四十七方面为包括一种或多种未分化细胞的基本上纯化的组合物，其中所述细胞表达一种胰祖细胞标志蛋白质。在一个优选的实施方案中，所述细胞为胚胎干细胞。在另一个优选的实施方案中，所述细胞为成体干细胞。在又一个优选的实施方案中，所述细胞为造血干细胞，在再一个优选的实施方案中，所述细胞为间充质干细胞。
本发明的第四十八方面为所述第四十七方面的组合物，所述组合物被移植到受试者体内。在一个优选的实施方案中所述受试者为人类受试者。
本发明的第四十九方面为一种用于诱导固有胰细胞分化为胰岛细胞的体内方法，包括a)将因子引入受试者的胰内；并b)使得所述引入的因子激发(prime)所述固有胰细胞，从而诱导所述细胞分化为胰岛祖细胞和/或胰岛细胞。在一个优选的实施方案中，所述胰岛细胞为α、β、δ或细胞。
本发明的第五十方面为一种用于促进在受试者体内产生胰岛细胞的体内方法，包括a)将羊膜来源的细胞移植到所述受试者的胰内；b)将因子引入所述受试者的胰内；并c)使得所述引入的因子促进所述移植的羊膜来源的细胞生成胰岛祖细胞或胰岛细胞。在一个优选的实施方案中，所述羊膜来源的细胞为未分化的羊膜来源的细胞或部分分化的羊膜来源的细胞。在另一个实施方案中，所述细胞通过皮下途径移植到肝、乳腺、肾被膜、脾或者所述细胞能够移入的任何其他位点。
本发明的第五十一方面为一种用于促进羊膜来源的细胞分化为胰细胞的体内方法，包括(a)将所述羊膜来源的细胞和正在分化的胚胎胰组织或非胰组织共培养；并(b)将共培养物移植到受试者的胰内。在一个优选的实施方案中，所述非胰组织选自上皮组织、间充质组织、胰岛组织、导管组织和外分泌腺组织。在另一个优选的实施方案中，所述羊膜来源的细胞为未分化的羊膜来源的细胞或部分分化的羊膜来源的细胞。在另一个实施方案中，所述细胞通过皮下途径移植到肝、乳腺、肾被膜、脾或者所述细胞能够移入的任何其他位点。
本发明的第五十二方面为一种用于促进羊膜来源的细胞分化为胰细胞的体内方法，包括(a)将所述羊膜来源的细胞和正在分化的或分化前的非胚胎的异源或自体组织共培养；并(b)将共培养物移植到受试者的胰内。在一个优选的实施方案中，所述羊膜来源的细胞为未分化的羊膜来源的细胞或部分分化的羊膜来源的细胞。在另一个实施方案中，所述细胞通过皮下途径移植到肝、乳腺、肾被膜、脾或者所述细胞能够移入的任何其他位点。
本发明的第五十三方面为一种用于促进羊膜来源的细胞分化为胰细胞的体内方法，包括(a)在体外将因子引入所述羊膜来源的细胞；并(b)然后将所述羊膜来源的细胞移植到受试者的胰内。在一个优选的实施方案中，所述羊膜来源的细胞为未分化的羊膜来源的细胞或部分分化的羊膜来源的细胞。在另一个实施方案中，所述细胞通过皮下途径移植到肝、乳腺、肾被膜、脾或者所述细胞能够移入的任何其他位点。
本发明的第五十四方面为一种细胞培养系统，包括一种含有SHh拮抗剂的细胞培养基和本发明第一方面或者第三十六方面所述的细胞群。在一个优选的实施方案中，所述细胞培养系统进一步包括一种或多种哺乳动物胚胎胰岛祖细胞。在另一个优选的实施方案中，所述SHh拮抗剂为环王巴明(cyclopamine)或介藜芦胺(jervine)。在一个具体优选的实施方案中，所述环王巴明的浓度为10μM。在另一个优选的实施方案中，所述细胞培养系统进一步包括一种固体表面。在一个具体的实施方案中，所述固体为细胞外基质，在另一个具体的实施方案中，所述细胞外基质由选自基质胶(Matrigel)、纤连蛋白、超纤连蛋白(superfibornectin)、层粘连蛋白、胶原、硫酸肝素蛋白聚糖和天然存在的无细胞生物物质的一种或多种物质构成。在另一个实施方案中，所述固体表面形成一种支架，在一个具体的实施方案中，所述支架为一种纤维、凝胶、织物、海绵样片层或含有孔和通道的复杂三维形式。
本发明的第五十五方面为一种细胞培养系统，包括一种含有TAT融合肽的细胞培养基，以及本发明第一方面或者第三十六方面所述的细胞群。在一个优选的实施方案中，所述TAT融合蛋白为TAT-PDX1、TAT-Hblx9、TAT-Ngn3、TAT-p48或TAT-Foxa2。在一个优选的实施方案中，所述细胞培养系统进一步包括一种SHh拮抗剂。在另一个优选的实施方案中，所述细胞培养系统进一步包括一种或多种哺乳动物胚胎胰岛祖细胞。在另一个优选的实施方案中，所述SHh拮抗剂为环王巴明或介藜芦胺。在一个具体的优选的实施方案中，所述环王巴明的浓度为10μM。在另一个优选的实施方案中，所述细胞培养系统进一步包括一种固体表面。在一个具体的实施方案中，所述固体为细胞外基质，在另一个具体的实施方案中，所述细胞外基质由选自基质胶、纤连蛋白、超纤连蛋白、层粘连蛋白、胶原、硫酸肝素蛋白聚糖和天然存在的无细胞生物物质的一种或多种物质构成。在另一个实施方案中，所述固体表面形成一种支架，在一个具体的实施方案中，所述支架为一种纤维、凝胶、织物、海绵样片层或含有孔和通道的复杂三维形式。
本发明的第五十六方面为一种用于获得胰祖细胞的方法，所述方法包括在本发明第五十五方面所述的培养系统中培养一种未分化的细胞。
本发明的第五十七方面为一种含有一种供体细胞的组合物，所述供体细胞包含一种从本发明第一方面所述的羊膜来源的细胞分离到的细胞核。在一个优选的实施方案中，所述羊膜来源的细胞为本发明第二十三方面所述的扩增的羊膜来源的细胞。在另一个优选的实施方案中，所述羊膜来源的细胞为本发明第三十六方面所述的胰祖细胞。在另一个优选的实施方案中，所述羊膜来源的细胞为α、β、δ或细胞。在另一个优选的实施方案中，所述受体细胞为一种哺乳动物细胞，在一个具体的实施方案中，所述哺乳动物细胞选自生殖细胞、卵母细胞和精子。
定义
本文所述的氨基酸残基优选为“L”异构型。然而，只要多肽可保持所期望的功能，则“D”异构型的残基可以取代任何L-氨基酸残基。NH2指的是存在多肽氨基末端的游离氨基基团。COOH指的是存在于多肽羧基末端的游离羧基基团。
本文所定义的“分离的”指的是物质从其初始环境中被移出，因此它被“人为地”改变了其自然状态。
本文所定义的“基因”为参与产生多肽链的DNA区段；它包括编码区之前和之后的区域，以及各个编码区段(外显子)间的间插序列(内含子)。
本文所使用的术语“蛋白质标志”意为一种细胞或某些情况下一种特定细胞类型的质膜的任何蛋白质分子特征。
本文所使用的“富集”表示通过去除不需要的物质或者从混合物中选择并分离需要的物质(即从异源细胞群中分离具有特定细胞标志的细胞，在所述异源细胞群中并非细胞群的所有细胞都表达所述的标志)，从而选择性浓集或增加一种或多种物质的量。
本文所使用的术语“基本上纯化的”表示一群对于一种特定的标志或标志组合来说基本上为同质性的细胞。基本上为同质性表示对一种特定的标志或标志组合来说至少为90％，并且优选为95％的同质性。
本文所使用的术语“单克隆抗体库”表示至少一种单克隆抗体的集合，所述单克隆抗体用于识别独特的羊膜来源的细胞的蛋白质标志或者产生羊膜来源的基本上纯化的细胞群。本文所定义的“特异性针对”表示所述一种或多种抗体特异性结合羊膜来源的细胞，而不是胚胎干细胞、间充质干细胞或成体来源的干细胞。
本文所使用的术语“胎盘”意指早产胎盘和足孕胎盘。
本文所使用的术语“全能细胞”具有如下含义：在哺乳动物中，全能细胞应具有成为成体中任何细胞类型和胚外膜(例如胎盘)的任何细胞类型的潜能。全能细胞为受精卵及其分裂产生的大约前四个细胞。
本文所使用的术语“多潜能干细胞(pluripotent stem cell)”应具有如下含义：多潜能干细胞为真正的干细胞，它具有产生成体中任何分化的细胞的潜能，但它不能参与形成来源于滋养层的胚外膜的组分。羊膜从上胚层而非滋养层发育而来。目前已确定了三种类型的多潜能干细胞：胚胎干(ES)细胞(在灵长类中也可以是全能的)、胚胎生殖(EG)细胞和胚胎癌(EC)细胞。这些EC细胞可以从畸胎癌中分离得到，畸胎癌为偶尔发生在胎儿生殖腺的肿瘤。与其他两种细胞不同，EC细胞通常为非整倍体。
本文所使用的术语“多能干细胞(multipotent stem cell)”为真正的干细胞但是只能分化为有限数量的细胞类型。例如，骨髓含有能产生所有血细胞但不能分化为其他细胞类型的多能干细胞。
“羊膜来源的细胞”为来源于胎盘的羊膜的细胞群。羊膜来源的细胞的生长不依赖饲养层，不表达端粒末端转移酶蛋白质，并且是非致瘤性的。羊膜来源的细胞不表达造血干细胞标志CD34蛋白质。这种细胞群中缺少CD34阳性细胞，这表明所述分离物未被造血干细胞例如脐带血或胚胎成纤维细胞污染。几乎100％的所述细胞与低分子量细胞角蛋白的抗体反应，这证实了这些细胞的上皮性质。新分离的羊膜来源的细胞不会与干细胞/祖细胞标志c-kit和Thy-1的抗体反应。几种用于从足孕胎盘或早产胎盘获得细胞的方法是本领域已知的(参见，例如US2004/0110287；Anker et al.，2005，Stem Cells22：1338-1345；Ramkumaret al.，1995，Am.J.Ob.Gyn.172：493-500)。然而，本文所使用的方法提供了改进的组合物和细胞群。
本文所使用的术语“胎盘来源的细胞的组合物”包括在本申请和以下文件中所描述的细胞和组合物：US2003/0235563、US2004/0161419、US2005/0124003，美国临时申请60/666,949、60/699,257、60/742,067和美国申请11/333,849，这些文件的全部内容通过引用方式纳入本文。
术语“非动物来源的”当涉及本发明所描述的组合物、生长条件、培养基等时，表示在所述组合物的制备、生长、培养、扩增或配制或所述方法中，不使用动物来源的材料，例如动物血清，但人的材料除外，如天然的或重组产生的人类蛋白质。
术语“扩增的”在涉及羊膜来源的细胞组合物时，表示与用先前的方法所获得的多能细胞浓度相比，所述羊膜来源的细胞群包含显著更高浓度的多能细胞。经5次传代后，在扩增的组合物中每克羊膜组织的多能细胞水平比原代培养中的细胞数量增加至少50倍，并最高达150倍；与此相比，用先前的方法只能使该细胞的数量增加约20倍。因此，与用先前的方法获得的细胞群相比，“扩增的”细胞群的每克羊膜组织的细胞数量提高了至少2倍，并最高达10倍。术语“扩增的”只意在包括那些有人介入其中以提高羊膜来源的细胞比例的情况。本文所使用的“传代”或“传代的”指的是细胞的继代培养。例如，从羊膜分离的细胞称为原代细胞。通过在文中所述的生长培养基中培养这种细胞从而使其扩增。当这种原代细胞进行继代培养时，每一轮继代培养均称为传代。本文所使用的“原代培养”指的是新分离的羊膜来源的细胞群。
本文所使用的“条件培养基”为一种培养过特定的细胞或细胞群后又将它们除去的培养基。当细胞在培养基中被培养时，它们可能会分泌细胞因子，所述细胞因子为其他细胞提供支持或者影响其他细胞的行为。这类因子包括但不限于激素、细胞因子、细胞外基质(ECM)、蛋白质、囊泡、抗体和颗粒。含有所述细胞因子的培养基为条件培养基。美国专利6,372,494中描述了制备条件培养基的方法的实例，该专利的全部内容通过引用方式纳入本说明书。本文所使用的条件培养基也指从条件培养基或从羊膜来源的细胞回收和/或纯化的组分，例如蛋白质。
本文所使用的术语“溶胞产物”指的是当羊膜来源的细胞被溶解并移除细胞碎片(例如细胞膜)时所获得的组合物。这可以通过以下方法实现：机械方法、冻融、使用去污剂(例如EDTA)或者使用例如透明质酸酶、分散酶、蛋白酶和核酸酶进行酶消化。
本文所使用的术语“底物”表示在一种表面上的确定的包被物，细胞附着到所述包被物上，在其上生长和/或迁移至其上。本文所使用的术语“基质”表示一种细胞在其中或其上生长的物质，所述基质的组分可以是确定的，也可以不是确定的。所述基质包括生物物质和非生物物质。本文所使用的术语“支架”表示一种细胞在其中或其上生长的三维(3D)结构(底物和/或基质)。支架可由生物组分、合成组分或这两者的组合物构成。此外，支架可由细胞天然地构建，或者可由人工构建。此外，支架可含有在合适条件下具有生物活性的组分。
术语“移植”指的是将一种未分化、部分分化或完全分化形式的组合物给予人或其他动物。
本文所使用的术语“可药用的”表示除治疗剂外，构成所述制剂的组分适合于给予根据本发明进行治疗的患者。
本文所使用的术语“肝脏疾病”包含但不限于肝硬化，肝代谢疾病(例如α-1抗胰蛋白酶缺乏症和鸟氨酸氨基甲酰转移酶(OTC))、酒精诱导的肝炎、慢性肝炎、原发性硬化性胆管炎、α-1抗胰蛋白酶缺乏症和肝癌。本文所用的术语“胰腺疾病”可包括但不限于胰腺癌、胰岛素缺乏障碍(例如胰岛素依赖性(1型)糖尿病(IDDM)和非胰岛素依赖性(2型)糖尿病(NIDDM))、丙型肝炎感染、外分泌和内分泌胰腺疾病。本文所用的术语“神经疾病”指的是与体内的神经组织的整个整合系统的任何缺损相关的疾病或病症，所述系统包括：大脑皮质、小脑、丘脑、下丘脑、中脑、脑桥、髓质、脑干、脊髓、基底神经节和周围神经系统。本文所使用的术语“血管疾病”指的是人体血管系统的疾病。本文所使用的术语“心脏疾病”或“心脏功能障碍”指的是由心泵功能的任何病损导致的疾病。术语“心肌病”指的是任何心肌(心脏肌肉)疾病或功能障碍，其中心脏异常地扩大、增厚和/或变硬。
本文所使用的术语“肝细胞”指的是具有从肝脏获得的上皮细胞特征的细胞。本文所使用的术语“胰细胞”用于指产生胰高血糖素、胰岛素、促生长素抑制素和/或胰多肽(PP)的细胞。优选地，胰细胞呈现胰细胞特异性标志阳性，所述标志例如同源框转录因子Nkx-2.2、胰高血糖素、配对框基因6(Pax6)、胰十二指肠同源框1(PDX1)和胰岛素。本文所使用的术语“血管内皮细胞”指的是表现出血管内皮细胞基本生理功能特征的细胞，所述基本生理功能特征包括调节血管反应性和提供对血浆流体和蛋白质的半渗透屏障。本文所使用的术语“心肌细胞”指的是能够自发地搏动或能够表现出初期钙变化的心肌细胞(细胞内钙浓度的变化可以通过钙成像来测量)。本文所使用的术语“神经细胞”指的是表现出神经元和神经胶质细胞(星形胶质细胞和少突胶质细胞)的基本功能的细胞。
本文所使用的术语“组织”指的是共同执行一种特定功能的、相似地特化的细胞的聚合体。
本文所使用的术语“治疗性蛋白质”包括大范围的生物活性蛋白质，包括但不限于生长因子、酶、激素、细胞因子、细胞因子抑制剂、血液凝固因子、肽生长和分化因子。
本文所使用的“胰”通常指的是一个横向位于胃后并在脾和十二指肠之间的、较大的长形葡萄状腺体。胰的外分泌功能例如外部分泌，提供了消化酶的来源。这些细胞合成和分泌消化酶，例如胰蛋白酶原、糜蛋白酶原、羧肽酶、核糖核酸酶、脱氧核糖核酸酶、三酰基甘油酯酶、磷脂酶A2弹性蛋白酶和淀粉酶。胰的内分泌腺部分包含胰岛(islet ofLangerhans)。所述胰岛呈现为包埋于外分泌胰内细胞的圆形球状体。在胰岛中已经识别出了4种不同类型的细胞即α、β、δ和细胞。α细胞占在胰岛中存在细胞的大约20％，并且产生激素胰高血糖素。胰高血糖素作用于几种组织，使得在各次摄食的间期获得能量。在肝脏中，胰高血糖素引起糖原分解并促进利用氨基酸前体的糖异生作用。δ细胞产生促生长素抑制素，促生长素抑制素作用于胰以抑制胰高血糖素的释放并减少胰外分泌腺分泌。细胞中产生胰多肽(PP)激素。该激素抑制胰外分泌腺分泌碳酸氢盐和酶，引起胆囊舒张，并减少胆汁分泌。β细胞是胰岛中最多的细胞，占所有细胞的60-80％，β细胞产生胰岛素。已知胰岛素可使得引起进食时或进食后不久产生的过量营养物进行储存。胰岛素的主要靶器官是肝、肌肉和专门用于储存能量的脂肪器官。本文所用的术语“胰管”包括副胰管、背胰管、主胰管和腹胰管、小叶间胰管以及小叶间胰管。
本文所使用的术语“成簇的羊膜来源的细胞组合物”是指其中至少少50％且最高达约95％的细胞形成成簇的羊膜来源的细胞。
本文所定义的“胰祖细胞”为可分化为胰细胞谱系的细胞，例如可产生通常由胰细胞产生的激素或酶的细胞。例如，胰祖细胞可被诱导至少部分分化为α、β、δ或胰岛细胞或最终应具有外分泌腺功能的细胞。根据本发明的方法，在将本发明的胰祖细胞给予受试者之前，可在促进细胞增殖和/或分化的条件下对其进行培养。这些条件包括但不限于培养细胞以使其在体外增殖，此时所述细胞可以形成假性胰岛样球状体并分泌胰岛素、胰高血糖素和促生长素抑制素。本文所使用的“胰岛样细胞”意为该细胞具有成熟胰岛中存在的其中一种细胞类型(α、β、γ或δ)的某些特征但不一定是全部特征。所述胰岛样细胞将只表达以下的胰内分泌细胞激素的一种：胰岛素、胰高血糖素、促生长素抑制素、胰多肽。本文所定义的“胰岛样结构”为含有胰岛样细胞的结构。胰岛样结构指的是由本发明的方法获得的细胞球状体，所述细胞球状体具有胰α、β、δ或细胞的形态及其功能。它们的协同功能包括对葡萄糖进行应答的能力。
本文所使用的术语“球状体”或“球状物”表示悬浮培养中的多细胞簇。本文所用的术语“芽”或“芽体”表示球状体的一小群细胞分离出来形成球状体表面的一群细胞。
本文所使用的“生殖细胞”表示胚胎生殖细胞、成体生殖细胞及这些细胞产生的细胞(即卵母细胞和精子)。
本文所使用的“克隆”指的是产生一种动物，所述动物从一个卵母细胞与另一个要被克隆的动物的细胞核或核酸序列中包含的遗传信息的结合物发育而来。所得的含有所述供体基因组的卵母细胞在本发明中被称为“核转移细胞”。所述克隆的动物具有与被克隆的动物基本上相同或相似的遗传信息。“克隆”也可以指克隆一个细胞，包括产生含有来自另一动物的细胞核或核酸序列的遗传信息的卵母细胞。所得的含有所述供体基因组的卵母细胞在本发明中再次被称为“核转移细胞”。
本文所使用的术语“移植”指的是将含有未分化、部分分化或完全分化形式的细胞的组合物给予人或其他动物。
本文所使用的“治疗”涵盖对哺乳动物(尤其是人)的一种疾病或病症的任何治疗，包括：(a)预防受试者出现所述疾病或病症，所述受试者可能易患所述疾病或病症，但尚未被确诊为患有该疾病或病症；(b)抑制所述疾病或病症，即阻止其发展；或(c)缓解所述疾病或病症，即使所述疾病或病症消退。用本发明的方法治疗的受试者群体包括患有不良病症或疾病的受试者，以及存在发生所述疾病或病症的风险的受试者。
“伤口”指的是任何原因导致的正常组织的破裂，包括但不限于诸如机械损伤、热伤和切口损伤等创伤性损伤；选择性损伤(例如外科手术及其导致的切口疝)；急性伤口、慢性伤口、感染伤口和无菌伤口，以及与疾病状态相关的伤口(即糖尿病神经病变引起的溃疡)。伤口是动态的，其愈合过程是一个需要一系列整合的且相关联的细胞过程的连续过程，所述细胞过程从受伤时开始，并从初始的伤口闭合延续至形成稳定的瘢痕。这些细胞过程受到体液物质的介导和调节，所述体液物质包括但不限于细胞因子、淋巴因子、生长因子和激素。根据本发明，“伤口愈合”指的是通过某种形式的干预，改善天然的细胞过程和体液物质，从而使得愈合更快，和/或减少所得的愈合区域的瘢痕，和/或使所述伤口区域具有更接近于未受伤组织的组织伸展强度。
其他术语的定义在以下的缩写表中给出。
表1
附图说明
图1：人胚胎发育示意图。
图2：使用条件培养基克服了由细菌引起的对伤口愈合的抑制，并且将被污染的伤口的愈合曲线转变为接近正常愈合的曲线。
具体实施方式
根据本发明，可采用本领域技术中常规的分子生物学、微生物学和重组DNA技术。在文献中充分阐述了这些技术。参见，例如Sambrooket al，2001，″Molecular Cloning：A Laboratory Manual″；Ausubel，ed.，1994，″Current Protocols in Molecular Biology″Volumes I-III；Celis，ed.，1994，″Cell Biology：A Laboratory Handbook″Volumes I-III；Coligan，ed.，1994，″Current Protocols in Immunology″Volumes I-III；Gait ed.，1984，″Oligonucleotide Synthesis″；Hames&Higgins eds.，1985，″Nucleic Acid Hybridization″；Hames & Higgins，eds.，1984，″Transcription And Translation″；Freshney，ed.，1986，″Animal CellCulture″；IRL Press，1986，″Immobilized Cells And Enzymes″；Perbal，1984，″A Practical Guide To Molecular Cloning″。
应理解的是，当提供一个数值范围时，在该范围的上限和下限之间的每个间值，以及在所述范围内任何另作说明的或插入的数值都包含在本发明中，除非文中另有明确说明，居间值的间隔为下限值单位的十分之一。这些较小范围的上限和下限可以独立地被包含在所述较小的范围中，并且也包含在本发明中，所述范围内任何专门被排除的限值除外。当所述范围包含一个或两个限值时，排除所包含的限值中任意一个的范围也包含在本发明中。
除非另作说明，本发明中使用的所有技术和科学术语具有与本发明所属领域的普通技术人员通常理解的相同的含义。以下将描述优选的方法和材料，但在实施或检验本发明时也可以使用任何与本发明所述相似或等效的方法和材料。
必须注意的是，除非文中另有明确说明，在本说明书和所附的权利要求书中使用的单数形式的“一种”、“和”和“所述的”包括复数形式的指代物。
羊膜来源的细胞组合物的制备
根据本发明，羊膜来源的细胞组合物用以下步骤制备：a)从胎盘回收羊膜，b)从所述羊膜上解离细胞，c)在基础培养基中培养所述细胞，并添加天然来源的或重组产生的人类蛋白质；并任选地d)用附加的添加剂和/或生长因子使所述细胞进一步增殖。
羊膜的回收-获得本发明的羊膜来源的细胞组合物的第一步是从胎盘回收细胞。通常，在分娩后尽快处理胎盘。在优选的实施方案中，在分娩后四小时内处理胎盘。如果将胎盘冷冻，或将羊膜剥下并冷冻，则应在最长达36小时的时间内进行回收。所使用的胎盘可以是足孕的或早产的胎盘。用于从足孕或早产的胎盘获取细胞的几种方法是本领域已知的(例如，参见US 2004/0110287；Anker et al.，2005，Stem Cells22：1338-1345；Ramkumar et al.，1995，Am.J.Ob.Gyn.172：493-500)。然而，本文所用的方法提供了改进的细胞组合物和细胞群。
在无菌条件下，从绒毛膜手工剥取羊膜，并置于不含添加剂的Hanks平衡盐溶液(HBSS)中。优选地在室温下完成这一步骤。在HBSS中洗涤所述羊膜至少三次，如有需要，则进一步洗涤以除去残留的血块。切下并弃去任何依旧被血严重污染的组织。
羊膜细胞的解离-用解离试剂孵育所述膜。这一操作至少进行一次，并可进行多达10次。在一些实施方案中，所述解离试剂为蛋白酶。在优选的实施方案中，所述蛋白酶为蛋白酶XXIII(Sigma；1mg/ml)。在其他的实施方案中，所述解离试剂包括但不限于：胰蛋白酶+EDTA、木瓜蛋白酶、弹性蛋白酶、透明质酸酶、I、II、III和IV型胶原蛋白酶、DNA酶、无Ca+2和Mg+2的PBS、EDTA、EGTA、分散酶、胶原酶-分散酶、Tryple(Gibco)、胶原酶和分散酶。
鉴定、识别-、分离和制备羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
用已知干细胞标志的市售抗体广泛地鉴定新分离的羊膜来源的细胞。如实施例7所述，就CD90和CD117而言，新分离的羊膜来源的细胞是基本上纯化的。此外，这些细胞群基本上阴性表达CD34、CD44、CD45、CD140b、CD105蛋白质；基本上阳性表达CD9和CD29蛋白质；大约70-95％阳性表达SSEA4、CD10、CD166和CD227蛋白质；大约60-95％阳性表达HLA-G、EGFR和CD26蛋白质；大约10-50％阳性表达CD71蛋白质。
在其他可选的实施方案中，可以用针对蛋白质标志的抗体制备羊膜来源的基本上纯化的细胞群，所述蛋白质标志为羊膜来源的细胞的细胞表面表达(阳性选择)或不表达(阴性选择)的蛋白质标志。例如，以下的实施例8说明了如何使用抗体制备基本上纯化的细胞群。可以通过多种方法使用这些抗体来识别、鉴定、分离或制备表达那些蛋白质标志的、羊膜来源的基本上纯化的细胞群。这类方法可以包括阳性选择，例如使样品细胞通过含有抗蛋白质标志抗体的柱子，或者使细胞与缀合了针对蛋白质标志的抗体的磁珠结合，或者在包被有蛋白质标志抗体的平板上淘洗细胞并收集结合的细胞。或者，将单细胞悬浮物暴露于免疫特异性地与羊膜来源的细胞蛋白质标志结合的一种或多种荧光标记抗体。将羊膜来源的细胞与合适的一种或多种抗体孵育后，用缓冲液洗涤所述细胞以除去任何未结合的抗体。然后，可以用例如Becton DickinsonFACStar流式细胞仪通过荧光激活细胞分类术(FACS)分选表达所述蛋白质标志的羊膜来源的细胞。为了制备表达目标蛋白质标志的、基本上纯化的羊膜来源细胞群，可对细胞进行多轮FACS分选。
此外，羊膜来源的细胞的表面不表达的蛋白质标志也可以用于识别、分离或制备不表达这些标志的羊膜来源的细胞群。这类方法可包括阴性选择方法，例如使样品细胞通过含有抗蛋白质标志抗体的柱子，或者使细胞与缀合了针对蛋白质标志的抗体的磁珠结合，或者在包被有蛋白质标志抗体的平板上淘洗细胞，并收集不结合的细胞。或者，将单细胞悬浮物暴露于免疫特异性地与蛋白质标志结合的一种或多种荧光标记抗体。将细胞与合适的一种或多种抗体孵育后，用缓冲液洗涤细胞以除去任何未结合的抗体。然后，例如可以用例如Becton DickinsonFACStar流式细胞仪，通过荧光激活细胞分类术(FACS)分选表达所述蛋白质标志的细胞。然后收集剩余的不结合抗体的细胞。为了制备不表达目标蛋白质标志的基本上纯化的羊膜来源细胞群，如上所述，可对细胞进行多轮FACS分选。
本发明进一步考虑了针对羊膜来源的细胞的新抗体，或针对本文所述羊膜来源的细胞的蛋白质标志的新抗体。所述抗体可用于在例如诊断应用中检测羊膜来源的细胞的蛋白质标志。为了制备针对羊膜来源的细胞或羊膜来源的细胞的蛋白质标志的单克隆抗体，可以使用任何通过培养物中的连续细胞系产生抗体分子的技术。例如，在MonoclonalAntibody Protocols，Margaret E.Shelling，Editor，Humana Press；2ndedition(March 15，2002)中可以找到多种制备单克隆抗体的方法。此外，最初由Kohler和Milstein(1975，Nature 256：495-497)开发出来的杂交瘤技术，以及三源杂交瘤技术，人B细胞杂交瘤技术(Kozbor et al.，1983，Immunology Today4：72)，以及用于产生人单克隆抗体的EBV-杂交瘤技术(Cole et al.，1985，″Monoclonal Antibodies and Cancer Therapy，″Alan R.Liss，Inc.PP.77-96)等都在本发明的范围内。
单克隆抗体可以是人单克隆抗体或嵌合的人-小鼠(或其他物种)三克隆(trionoclonal)抗体。可以用任何本领域已知的多种技术制备人单克隆抗体(例如，Teng et al.，1983，Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A.80：7308-7312；Kozbor et al.，1983，Immunology Today4：72-79；Olssonet al.，1982，Meth.Enaymol.92：3-16)。可以制备含有小鼠抗原结合结构域和人恒定区的嵌合抗体分子(Morrison et al.，1984，Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A.81：6851，Takeda et al.，1985，Nature 314：452)。
本领域已知的多种方法可用于制备针对本文所述羊膜来源的细胞的表位或针对羊膜来源的细胞的蛋白质标志的多克隆抗体。可以通过用羊膜来源的细胞或者羊膜来源的细胞蛋白质标志，或其片段或衍生物注射多种宿主动物使其免疫，从而制备抗体，所述宿主动物包括但不限于兔、小鼠和大鼠。根据宿主的种类，可以使用多种佐剂以提高免疫应答，所述佐剂包括但不限于弗罗因德佐剂(Freund’s)(完全和非完全佐剂)、诸如氢氧化铝之类的矿物胶，诸如溶血卵磷脂之类的表面活性物质、普郎尼克(pluronic)多元醇、聚阴离子、肽、油乳剂、钥孔血蓝蛋白、二硝基苯酚，以及可能有用的人佐剂例如BCG(卡介苗)和短小棒状杆茵(Corynebacterium parvum)。
可以用已知技术制备抗体的分子无性系，所述抗体是针对选定的羊膜来源的细胞或是针对羊膜来源的细胞的蛋白质标志表位。可以用重组DNA方法(Sambrook et al，2001，″Molecular Cloning：A LaboratoryManual″；Ausubel，ed.，1994，″Current Protocols in Molecular Biology″Volumes I-III)构建核酸序列，所述核酸序列编码单克隆抗体分子或其抗原结合区。
本发明提供了抗体分子以及这些抗体分子的片段。可以用已知的技术产生含有分子的独特型的抗体片段。例如，这类片段包括但不限于：可以通过胃蛋白酶消化抗体分子所产生的F(ab’)2片段；可以通过还原F(ab’)2片段的二硫键所产生的Fab’片段，以及可以通过用木瓜蛋白酶和一种还原剂处理抗体分子所产生的Fab片段。另一种抗体片段为单链Fv(scFv)，scFv是一种只具有重链V区的截短的Fab，所述重链V区由一段合成肽连接到轻链V区。参见，例如，转让给剑桥抗体技术有限公司(Cambridge Antibody Technology Limited)的美国专利5,871,907以及美国专利5,565,332、5,733,743、5,837,242和5,858,657，这些文件的内容通过引用的方式纳入本文。可以用已知技术纯化抗体分子，例如免疫吸附或免疫亲和色谱、色谱法(例如HPLC(高效液相色谱))或这些方法的组合。
扩增的羊膜来源的细胞群
如本文所述，申请人已经发现一种用于多潜能的羊膜来源细胞的分离和增殖的方法。这些方法产生了羊膜来源的细胞组合物，所述组合物用于扩增多潜能细胞，由此，首次提供了足够数量的细胞以便能够进行治疗性细胞移植。根据本发明制备的扩增的、羊膜来源的细胞组合物，经5次传代后，组合物中每克羊膜组织的多能细胞水平提高了至少50倍，最高达150倍；相比而言，用先前的方法只能提高约20倍。
此外，用于细胞培养和增殖的方法提供了一种在非动物来源的系统中培养所述细胞以及其他多潜能细胞的手段，所述多潜能细胞包括但不限于胚胎干细胞。此外，所述培养条件提供了一种细胞，该细胞的存活对贴附到培养表面的依赖程度较低，因此可以用悬浮培养来有效地放大细胞增殖培养。
本文所述扩增的羊膜来源的细胞组合物表现出广泛的增殖潜能，表达某些已知只在未分化细胞中表达的基因(即Nanog和Oct-4)，并且可以分化为通常从全部三种胚胎胚层(内胚层，外胚层和中胚层)产生的细胞类型。这种分化潜能表明这些扩增的羊膜来源的细胞可能能够产生多种细胞类型。本文所述的羊膜来源的细胞组合物也可用作多种类型细胞生长的饲养层，所述细胞包括但不限于胚胎干细胞(ES细胞)。羊膜来源的细胞(包括本文中所述的那些细胞)还产生很多种细胞因子和生长因子，因此，所述细胞组合物、从所述细胞获得的条件培养基、来自所述细胞的溶胞产物、由所述细胞产生的细胞外基质以及它们的组合物均可用于实现快速且有效的伤口愈合，包括无瘢痕愈合；并且也可用于美容剂中，即用于改善皮肤形态。
羊膜细胞的培养-在基础培养基中培养所述细胞。这类培养基包括但不限于，Epilife(Cascade Biologicals)、Opti-pro、VP-SFM、MDM、改良的DMEM、K/O DMEM、293SFM II(全部由Gibco；Invitrogen生产)、HPGM、Pro 293S-CDM、Pro 293A-CDM、UltraMDCK、UltraCulture(全部由Cambrex生产)、Stemline I和Stemline II(这两者由Sigma-Aldrich生产)、DMEM、DMEM/F-12、Ham′s F12、M199和其他同等的基础培养基。这些培养基应含有人类蛋白质或者被添加了人类蛋白质。本文所使用的“人类蛋白质”指的是天然产生的蛋白质或者是用重组技术产生的蛋白质。“人类蛋白质”还意在包括其中含有人类蛋白质的人类体液或其衍生物或制品，例如人类血清或羊水。在优选的实施方案中，所述基础培养基为Stemline I或II、UltraCulture或Opti-pro，或它们的组合，所述人类蛋白质是浓度为至少0.5％，最高达10％的人白蛋白。在具体的实施方案中，所述人白蛋白的浓度为大约0.5％至大约2％。所述人白蛋白可来自液体或干燥(粉剂)形式，并且包括但不限于重组人白蛋白、人血白蛋白和人血浆蛋白。
在一个最优选的实施方案中，使用不含动物产物的系统培养细胞以避免外源污染。在该实施方案中，所述培养基为Stemline I或II、Opti-pro或DMEM，其中添加浓度最高达10％的人白蛋白(人血白蛋白)。或者，可以使用UltraCulture，用人重组运铁蛋白取代运铁蛋白，并用浓度最高达10％的人白蛋白置换牛白蛋白(BSA)。本发明进一步考虑了使用任何上述的基础培养基，其中用重组人类蛋白质置换动物来源的蛋白质，并且用人白蛋白取代动物来源的血清例如BSA。在优选的实施方案中，所述培养基除了是非动物来源的之外，还是无血清的。
另外，本发明所述的培养条件导致被称为球状体的细胞的三维簇形成，这一特性可提高分化为诸如胰岛细胞、神经细胞谱系和心脏细胞的可能性。如上所述，用基础培养基制备这类组合物，所述基础培养基选自Opti-pro SFM、VP-SFM、lscove′s MDM、HPGM、UltraMDCK、Stemline II和Stemline I、DMEM，以及DMEM：F12，其中添加浓度最高达10％水平的人白蛋白、人血浆蛋白或人血白蛋白。
在另外的实施方案中，不排除使用非人类血清，例如在体外使用时，所述培养基中可能会添加最高达40％范围的来自非人类的哺乳动物的血清。
附加的增殖-任选地，可以使用其他增殖因子。在一个实施方案中，使用浓度在0至1μg/ml的上皮生长因子(EGF)。在一个优选的实施方案中，EGF的浓度为约10ng/ml。其他可使用的生长因子包括但不限于，TGFα或TGFβ(5ng/ml；范围为0.1-100ng/ml)、激活素A、霍乱毒素(优选为大约0.1μg/ml的水平；范围为0-10μg/ml)、运铁蛋白(5μg/ml；范围为0.1-100μg/ml)、成纤维细胞生长因子(bFGF 40ng/ml(范围为0-200ng/ml)、aFGF、FGF-4、FGF-8；(全部范围为0-200ng/ml)、成骨蛋白(即BMP-4)或其他已知能促进细胞增殖的生长因子。
传代-细胞最初以25，000/cm2至1，000,000/cm2的密度接种于组织培养处理的平板上，优选密度为大约130,000/cm2。在一个实施方案中，在经细胞外基质处理过的平板上培养细胞，所述细胞外基质例如胶原、层粘连蛋白、纤连蛋白或基质胶。为制备本发明所述扩增的、羊膜来源的细胞组合物，如以下实施例1所述将细胞传代至少5次。为制备本发明的球状体形的、羊膜来源的细胞组合物，只需要传代1次。
ES细胞的生长-上述的培养基也可被用于制备扩增的或球状体形的胚胎干细胞(ES细胞)制品。在一些实施方案中，所述培养基不含动物产物。在优选的实施方案中，所述培养基不含动物产物并且不含血清。
羊膜来源的细胞的大规模培养一在进一步的实施方案中，采用大规模的培养生产羊膜来源的细胞组合物、从中获得的条件培养基以及用于制备细胞溶胞产物的细胞。描述大规模哺乳动物细胞培养的文献主要是关于培养诸如中国仓鼠卵巢(CHO)细胞之类的细胞以生产治疗性蛋白质(Moreira，J.L. et al.(1995)Biotechnol Prog，11：575)。在这种情况下，细胞的分泌产物是主要的目标产物。虽然滚瓶在某些应用中(尤其是在贴壁细胞培养中)，正在被中空纤维培养生物反应器和微载体生物反应器系统(Martin，I，et al.(2004)Trends Biotechnol，22：80)所代替，但最经常用于大规模细胞生产的技术还是旋转瓶(spinner flasks)和滚瓶培养。中空纤维生物反应器将合成纤维和哺乳动物细胞结合。细胞被接种于纤维之间，并在一个类似三维组织的结构中生长。所述纤维用作使营养因子和氧气到达细胞的导管，并且还为需要从细胞附近清除的毒素和细胞副产物提供出口。尽管在某些应用中，例如在体外肝辅助装置中，细胞保留在原位以实现其治疗效果(Gerlach，J.C，(1997)Cell BiolToxicol，13：349)，但是中空纤维技术的一个缺点是回收细胞比较困难。
大规模细胞培养可用于培养羊膜来源的细胞以作为实现某些治疗目的产物，包括培养细胞以用于移植以及用于生产条件培养基。已经在悬浮液中培养了用于骨髓移植的造血细胞(Cheshier，S.H.，et al，(1999)Proc Natl Acad Sci U S A，96：3120；Madlambayan，G. J.，et al，(2001)JHematother Stem Cell Res，10：481)，用于体外辅助装置的肝细胞(Gerlach，J.C，(1997)Cell Biol Toxicol，13：349)，用于人工皮肤应用的角质形成细胞(Zacchi，V.，et al，(1998)J Biomed Mater Res，40：187；Pellegrini，G.，et al，(1998)Med Biol Eng Comput，36：778；Waymack，P.，et al，(2000)Burns，26：609)，以及用于神经变性疾病的神经干细胞(Kallos，M.S.，et al.(2003)Med Biol Eng Comput，41：271)。如果哺乳动物细胞是依赖于贴壁的且不能悬浮培养，则可以使用微载体珠或微载体作为大的表面区域，这样细胞可以贴附在所述表面区域上并且在悬浮装置中生长。在用于细胞悬浮培养的装置中，覆有细胞的微载体珠保持悬浮状态，从而减少培养基的使用和对空间的需要。微载体珠培养的一个技术困难在于如何有效地从这些珠子本身移去细胞而不损害细胞成活力(Varani，J.，et al.(1986)J Biol Stand，14：331)。优选的方法可以是悬浮培养羊膜来源的细胞。
使用目前正被开发的用于人胚胎干(hES)细胞的系统可实现羊膜来源的细胞的可放大生产。hES细胞大规模生产的大多数实例包括在扩大规模的过程中的部分或完全分化，例如Gerecht-Nir及其同事(Gerecht-Nir，S.，et al.(2004)Biotechnol Bioeng，86：493)报道了ES细胞作为胚胎体的规模可放大性。ES细胞分化的扩大培养的其他实例包括心脏细胞(Zandstra，P.W.，et al.(2003)Tissue Eng，9：767)，以及在中空纤维生物反应器中大规模培养的ES来源的肝细胞(Gerlach，J.C，(1997)Cell Biol Toxicol，13：349)，在所述心脏细胞的实例中形成胚胎体并用视黄酸对该胚胎体进行处理。虽然小鼠ES细胞可以在中空纤维生物反应器中增殖并保持其干细胞表面特征，但很少有关于未分化的人ES细胞大规模培养的报道。
在其他实施方案中，在悬浮培养条件下培养细胞，包括在悬浮培养处理的平板上以及滚瓶中(在滚瓶中，细胞密度范围为100,000/ml至5百万/ml；优选为1百万/ml)，或具有或不具有对微载体珠的吸附的旋转瓶中。实施例2、3和4描述了可根据本发明使用的大规模生产的方法。
已经进行了实验以确定可用于最佳的细胞生长及分化功能的表达的培养基和添加物。使用多个旋转瓶，以便可以在每个实验中每种条件重复使用2或3次。
一旦细胞成功地在悬浮液中生长，则将其培养至足够用于移植的数量。本领域的技术人员应认识到，移植所需的细胞数量取决于具体的用途。如上述第一部分实验所确定的方法收集细胞，但除了，是将细胞放入Wave袋中而不是接种到T角瓶或旋转瓶中。将细胞和培养基添加到这些无菌的塑料袋中(Wave，Inc.)。将袋子及其内含物放到摇床上，轻轻搅动整个袋子。此外，可以向袋子中连续添加CO2和空气以保持足够的氧气并控制pH。袋子大小的范围为1升至1000升。在一个实施方案中，使用1升的袋子和125ml的最小工作体积。随着细胞生长，可以添加额外的培养基直至达到500ml工作体积。
将羊膜来源的细胞置于Wave袋内以及正常的T角瓶内，并在37℃下，含5％CO2的空气中孵育。在100级生物安全柜中，每天从每个培养瓶和容器中取出细胞样品，用台盼蓝将细胞染色并用血细胞计数器计数。将每毫升的总细胞和成活的细胞相对时间作图，以保证羊膜来源的细胞在培养中进行分裂并保持活力。
与其他培养容器相比，Wave袋具有两个主要优势。首先，它们是一次性的，因此不需要在用于每一批细胞时都检查其清洁度。其次，由于摇动会在袋中产生液体波，因此，与细胞在静置的培养瓶瓶或旋转瓶中的气体交换相比，液体中的气体交换更多。因此，可获得的总细胞数比在T角瓶或旋转瓶中的更高。
以特定的时间间隔，用反转录酶和/或实时PCR分析样品随时间的基因表达。检查样品的羊膜来源的细胞特异性标志，例如Oct-4、nagog等。此外，用FACS分析测量样品中未分化细胞的细胞表面标志(SSEA-3和-4、Tra-1-60和Tra-1-81)
此外，分析经悬浮培养和增殖后的羊膜来源的细胞分化为全部三种胚系的能力(内胚层、中胚层和外胚层)。这种分化能力的特征是通过以下方法进行评估的：用反转录酶和/或实时PCR以及低容量FACS分析(或IHC)进行分化测定和基因表达分析。
在指定的时间间隔，从培养容器中移去细胞并按分化方法培养，以确定它们增殖后分化为所述三种胚系的能力。
组合物-本发明的组合物包括基本上纯化的细胞群及其药物组合物。根据组合物的目的用途，本发明的组合物可以用多种方法制备。例如，一种用于实现本发明的组合物可以是含有一种本发明药剂的液体，即一种存在溶液中、在悬浮液中或在两者中(溶液/悬浮液)的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。术语“溶液/悬浮液”指的是一种液体组合物，其中所述活性药剂的第一部分存在溶液中，而所述活性药剂的第二部分以颗粒形式存在于具有液体基质的悬浮物中。液体组合物也包括凝胶。所述液体组合物可以是水性的，或者为软膏、油膏或乳膏等形式。
一种用于实施本发明的方法的水性悬浮液或溶液/悬浮液可以包含一种或多种聚合物作为助悬剂。有用的聚合物包括水溶性聚合物(如纤维素聚合物)以及水不溶性聚合物(如交联的含羧基聚合物)。本发明的水性悬浮液或溶液/悬浮液优选地为粘稠性的或粘膜粘附性的，或者甚至更优选地为既粘稠又粘膜粘附性的。
药物组合物-本发明提供了羊膜来源的基本上纯化的细胞群药物组合物，以及一种可药用载体。术语“可药用”表示由联邦或州政府的管理机构认可地，或者在美国药典或其他普遍公认的药典中列出地，可用于动物，更具体而言，可用于人体。术语“载体”指的是和所述组合物一起给药的稀释剂、辅剂、赋形剂或运载剂。该药物载体可以是无菌液体，例如水和油，包括来自石油、动物、植物或合成的油，例如花生油、大豆油、矿物油、芝麻油等等。合适的药用赋形剂包括淀粉、葡萄糖、乳糖、蔗糖、明胶、麦芽、稻米、面粉、白垩、硅胶、硬脂酸钠、单硬脂酸甘油酯、滑石、氯化钠、脱脂奶粉、甘油、丙烯、乙二醇、水、乙醇等等。如果需要，所述组合物还能包括少量的湿润剂或乳化剂或pH缓冲剂。这些组合物可以采取溶液、悬浮液、乳剂、片剂、丸剂、胶囊、粉剂、缓释制剂等等形式。合适的药用载体的实例在E.W. Martin的″Remington′s Pharmaceutical Sciences″中有记载，并且其他合适的药用载体也为本领域技术人员熟知。
本发明的药物组合物可以被配制成中性或盐的形式。可药用的盐包括与游离氨基形成的盐，例如由盐酸、磷酸、醋酸、草酸、酒石酸等产生的盐；以及与游离羧基形成的盐，例如由氢氧化钠、氢氧化钾、氢氧化铵、氢氧化钙、氢氧化铁、异丙胺、三乙胺、2-乙氨基乙醇、组氨酸、普鲁卡因等产生的盐。
治疗试剂盒-本发明还提供了一种制品，所述制品包括包装材料以及包含在所述包装材料内的本发明所述的药物组合物，其中所述药物组合物包括一种羊膜来源的基本上纯化的细胞群，并且其中所述包装材料包含标签或药品说明书，所述说明书指明所述羊膜来源的基本上纯化的细胞群可用于治疗多种疾病，包括但不限于糖尿病、肝病、神经疾病等的多种病症。
羊膜来源的细胞核
除羊膜来源的细胞本身以及从中获得的产物外，本发明的另一实施方案为羊膜来源的细胞的细胞核。该细胞核可以用本领域已知的方法获得。所述方法包括：用机械破裂作用或化学方法(例如用透明质酸酶处理)除去细胞膜，或者用吸量管机械地提取细胞核。然后通过例如胞质内注射或电融合方法，将所述细胞核转移到体细胞或生殖细胞内，所述方法用例如US 20030234430或US 20040268422中所述的本领域已知的方法进行。由于羊膜来源的细胞来自胚外组织，具体而言来自羊膜，所以这些细胞是非体细胞、非胎儿细胞和非生殖细胞，因此在本领域通常使用的供体细胞中很独特。
将细胞核转入另一个细胞后，所得的细胞可用于许多应用中。一个实施方案涉及治疗性核克隆的方法，或者通过将任何去核细胞与来自羊膜来源的细胞的细胞核结合进而克隆动物的方法。该实施方案包括克隆多种动物。所述动物包括所有哺乳动物(例如，人、犬、猫、小鼠、大鼠、家畜、绵羊、山羊、骆驼、猪、马、美洲驼羊(llamas))。供体羊膜来源的细胞和卵母细胞可以是或不是来源于同一种动物。
供体羊膜来源细胞的基因组可以是天然存在的基因组，例如用于生产克隆动物或所述基因组可以被遗传改造以包含转基因序列，例如用于生产转基因克隆的动物。
本发明所用的卵母细胞可以处于减数细胞分裂的任何时期，包括中期I、后期I、后期II、末期I、末期II，优选地为中期II。处于分裂中期II的卵母细胞被认为是出于静止状态。卵母细胞可以处于分裂中期II的静止阶段，然后用本发明所述方法进行激活。可以通过在足够的放大倍数下对卵母细胞进行目测，从而识别其所处的阶段。用于识别减数细胞分裂的阶段的方法是本领域已知的。
可以用物理方法(例如，电刺激、冷休克)和化学方法(例如，乙醇、酸性台氏(tyrode's)溶液、氯化锶、钙离子载体、嘌呤霉素、透明质酸酶和缺乏钙和镁的培养基)激活卵母细胞。这些方法中有一些通过增加胞内钙水平激活卵母细胞。存在多种可激活卵母细胞的方法。特别地，钙离子载体(例如伊屋诺霉素)是一种能提高卵母细胞膜的通透性并允许钙进入卵母细胞的试剂。这类激活方法在美国专利5,496,720中有记载。乙醇具有相似的作用。根据Presicce and Yang，MoI.Reprod.Dev.，37：61-68(1994)；以及Bordignon & Smith，MoI.Reprod.Dev.，49：29-36(1998)中记载的乙醇激活处理，在去核之前或之后，可用乙醇激活处于减数分裂中期II的卵母细胞。通过电刺激也可以使所述卵母细胞暴露于钙中。电刺激能提高进入卵母细胞的钙的水平。其他已知的激活方法也可以用于本发明中以激活卵母细胞。
可以在供体动物的生育周期中从供体动物获得卵母细胞。例如，可以在生育周期(外源激素刺激的即超数排卵，或者排卵过度刺激，或者未经刺激的)的给定时间从卵巢的卵泡中抽取卵母细胞。同样的在排卵过后的给定时间里，有明显百分数的卵母细胞例如处于分裂末期。此外，可以获得卵母细胞，然后在体外诱导至成熟以滞留于中期II阶段。然后在体内或体外产生的滞留于中期II阶段的卵母细胞，可以在体外被诱导进入末期。因此，可以很容易地获得分裂末期的卵母细胞以用于本发明。卵母细胞也可以通过手术回收，这是通过从雌性供体的输卵管中冲洗出卵母细胞来实现的。收集卵母细胞的方法是本领域已知的。
优选地，激活的卵母细胞所处的细胞阶段与供体羊膜来源的细胞所处细胞周期的阶段相关。卵母细胞减数分裂阶段与供体细胞有丝分裂阶段之间的这种相关性，在本发明中也被称为“同步化”。
本发明使用了去核的卵母细胞。去核的卵母细胞是缺少基因组的卵母细胞，或者是“功能性去核”的卵母细胞。功能性去核的卵母细胞包含无功能的基因组，例如，不能复制或合成DNA。参见，例如Bordignon，V. and L.C.Smith，Molec.Reprod.Dev.，49：29-36(1998)。优选地，从所述卵母细胞中除去卵母细胞的基因组。可以通过辐射、x-射线辐射、激光辐射、物理方法或者通过化学方法，从卵母细胞中功能性地去除基因组。使用辐射的方法是本领域技术人员已知的，例如Bradshaw et al.，Molecul.Reprod.Dev.，41：503-512(1995)中描述了使用辐射的方法。化学灭活DNA的方法是本领域技术人员已知的(Fulka and Moore，Molecul.Reprod.Dev.，34：427-430(1993)。本发明可以用其他已知的去核方法将卵母细胞去核。
为了用物理方法去除卵母细胞的基因组，可以通过插入一个微量吸管或针头使其穿透卵母细胞的透明带，来从卵母细胞去除核物质。在一个实例中，具有两个极体的分裂末期的卵母细胞可以用微量吸管或针头通过去除在周围胞质的第二极体来去核。具体而言，处于减数分裂末期的卵母细胞可以在以下任何时间点进行去核，即从第二极体出现质膜凸起直到形成第二机体本身的任何时间点。因此，本文所用的、质膜中出现通常邻接着纺锤体的凸起，直至释出第二极体的卵母细胞都被认为是处于分裂末期的卵母细胞。在另一个实例中，可以通过以下方法使分裂中期II阶段的卵母细胞去核：用微量吸管穿透透明带，使微量吸管接近卵母细胞胞核，将细胞核和部分卵膜(或者卵母细胞膜)吸进微量吸管中。将微量吸管取出后，卵膜收缩以得到具有完整细胞膜的去核卵母细胞。在这个过程中，也可用细胞松弛素D预处理卵母细胞进行辅助。
本发明包括用一种化合物处理卵母细胞，从而去除所述卵母细胞的基因组，所述化合物在减数分裂成熟期间能诱导卵母细胞基因组(例如，核染色质)分离到各极体中，从而使得所述卵母细胞缺少功能性基因组，从而形成可用于核转移操作的受体胞质体。可实现这种差异分离的试剂的实例包括能够破坏细胞骨架和新陈代谢的试剂(参见，例如Andreau，J.M.and Timasheff，S.N.，Proc.Nat.Acad.Sci.79：6753(1982)，Obrig，T.G.，et al，J.Biol.Chem.246：174(1971)，Duskin，D.and Mahoney，W.C.，J.Biol.Chem.257：3105(1982)，Scialli，A.R.，et al，Teratogen，Carcinogen，Mutagen14：23(1994)，Nishiyama，I and Fujii，T.，Exp.Cell Res.198：214(1992)，Small，J.V.，et al，J.Cell Sci.89：21(1988)，Lee，J.C，et al，Biochem.19：6209(1980).卵母细胞所处的时期以及事件(即去核、融合和激活)发生的时机对成功的核转移也是非常重要的，这些是本领域技术人员所熟知的。
可用多种方法将活化的去核卵母细胞与来自羊膜来源的细胞的基因组向结合，形成核转移胚胎。可以利用微量注射器(即微量吸管或针头)将羊膜来源的细胞的基因组注射到激活的卵母细胞中。通过微量吸管或针头提取羊膜来源的细胞的核基因组。羊膜来源的细胞核基因组被提取出来后，便可通过以下方法置于激活的卵母细胞中：将微量吸管或针头插入到卵母细胞中并释放所述羊膜来源的细胞的核基因组(McGrath，J.and D.Solter，Science，226：1317-1319(1984))。
本发明还包括通过融合方式将羊膜来源的细胞的基因组与激活的卵母细胞相结合，例如通过电融合、病毒融合、脂质体融合、生化试剂融合(例如植物凝集素(PHA)蛋白质)或化学融合(例如聚乙二醇(PEG)或乙醇)。羊膜来源的细胞，羊膜来源的细胞的核体或者羊膜来源的细胞的胞核可以被置于容纳卵母细胞的透明带中。之后，细胞、核体或细胞核与卵母细胞融合的步骤，可以用本领域已知的技术进行。羊膜来源的细胞的基因组与激活的卵母细胞的结合产生核转移胚胎。
然后，本发明的核转移细胞可被转入受体非人类雌性动物体内，并得以发育或孕育成为克隆的或转基因的动物。适合孕育的条件是能够使胚胎发育并成熟以成为胎儿，并最终成为活体动物的那些条件。所述条件是本领域已知的。所述核转移细胞可以被保存在培养系统中直到至少第一次分裂(2-细胞期)，最长至胚泡期。优选地，核转移细胞在2-细胞期或4-细胞期进行转移。用于核转移细胞发育的多种培养基是本领域技术人员已知的。
本发明还涉及通过将激活的卵母细胞与来自羊膜来源的细胞的遗传工程改造基因组相结合，从而产生转基因动物的方法。这种结合产生了转基因的核转移细胞。转基因动物是从供体细胞的基因组产生的动物，所述供体细胞的基因组经过遗传改变从而例如能产生一种特定的蛋白质(目标蛋白质)；或者所述供体细胞的基因组经改造以敲除一种特定的基因。将DNA构建体导入动物生殖细胞从而产生转基因动物的方法是本领域已知的。
本发明还涉及“治疗性克隆”，所述治疗性克隆是指从克隆的胚胎产生ES细胞。先前，Munsie等人报道了从通过体细胞核转移获得的胚泡中分离小鼠ES细胞(Current Biology10：989-992，2000)。Wakayama等人从通过体细胞核转移获得的胚泡培养物中获得了小鼠ES细胞，所述ES细胞能在体外被导入至多种类型的特定细胞(Science，292(5517)；740-743.2001)。Wakayama等人的研究结果表明ES细胞能够从通过体细胞核转移获得的核转移胚胎中分离得到。体细胞来源的核转移ES细胞是多潜能细胞，并且与来自正常受精卵的ES细胞一样，能够分化为任何特定的细胞类型。
在本发明中，治疗性克隆是通过将羊膜来源的细胞的细胞核转移到卵母细胞中实现的。所得的核转移细胞进一步分化为特定的细胞类型，所述细胞类型是例如患有某种疾病(即糖尿病、肝衰竭等)的患者所需要的。
羊膜来源的细胞和分化的细胞的治疗性用途
由于这些组合物所含的每克羊膜组织的细胞数远高于先前获得的细胞数，所以它们在例如移植等的情况中具有治疗性用途，所述情况需要较大数量的细胞。已经发现这些细胞是多能的，即能够分化为多种组织的类型，这些组织类型包括但不限于造血组织、肝、胰、神经、肌肉和内皮组织。这类细胞特别可用于通过移植治疗或组织工程恢复患病组织的功能，并且也可用于在药物发现的工作中研究化合物的代谢和毒性。
目前用于临床或临床试验的细胞移植策略已经表现出其结果具有良好前景，例如，1)目前，移植从尸体组织中分离的，使其用于恢复I型糖尿病患者体内适当的胰岛素分泌，并减轻所述患者对胰岛素注射的需求；以及2)移植从尸体肝脏分离的肝细胞，以用于治疗等待肝移植的患者，并用于治疗代谢紊乱。然而，对临床级别的胰岛和肝细胞的需求量远远超过能够从供体组织分离并移植的细胞的数量。本发明所述的扩增的羊膜来源的细胞组合物提供了一种能够分化为这些细胞类型的充足细胞源。
可将含有羊膜来源的细胞或从其中分化得到的细胞的组合物给予受试者，以提供多种细胞或组织功能。在本文中使用的“受试者”可以表示人或非人类动物。
可使用一种或多种生理上可接受的载体，以任何常规方式配制这类组合物，所述载体任选地包含赋形剂和辅剂。根据所选择的给药途径确定适合的制剂。所述组合物可以和书面说明书一起包装，以将细胞用于组织再生或恢复治疗上的重要代谢功能。羊膜来源的细胞也可以载于一种或多种生理上可接受的载体中给予受体。用于这些细胞的载体可包括，但不限于磷酸缓冲盐溶液(PBS)或乳酸林格氏溶液，其中含有生理浓度的盐混合物。
本领域的技术人员应很容易地确定用于具体目的的合适的细胞浓度。一个优选的剂量范围为大约0.25-1.0×106个细胞。
可以通过注射将羊膜来源的细胞或从中分化出的细胞给予至受试者的靶位点，优选地，通过送递装置，例如管状物(例如导管)给予。在一个优选的实施方案中，所述管状物还包含针头，例如注射器，通过注射器可以将细胞导入受试者体内的目标部位。向受试者给予细胞的具体而非限制性的实例也可包括通过皮下注射、肌内注射或静脉注射给药。如果是静脉注射给药，可以制备一种可注射的细胞的液体悬浮物并通过连续滴注或推注进行给药。
细胞也可以以不同形式注入至送递装置(如注射器)中。例如，可以在该递送装置所含的溶液中悬浮细胞。本文所用的术语“溶液”包含可药用的载体或稀释剂，在所述溶液中本发明的细胞能保持活力。可药用载体和稀释剂包括盐水、缓冲水溶液、溶剂和/或分散介质。这类载体和稀释剂的使用是本领域已知的。所述溶液优选地为无菌的，并且达到容易注射的流动程度。优选地，所述溶液在生产和贮存条件下是稳定的，并且通过使用例如对羟基苯甲酸酯类、三氯叔丁醇、苯酚、抗坏血酸、柳硫汞等进行防腐，以对抗微生物(例如细菌和真菌)造成的污染。本发明所述的溶液可以这样制备：将本文所述羊膜来源的细胞或分化的细胞掺入到可药用的载体或稀释剂，以及上面列举的其他成分(根据需要)中，然后进行过滤灭菌。
未分化的，部分分化的或完全分化的羊膜来源的细胞可以全身性给药(例如静脉注射)或局部给药(例如，在超声心动图的指导下直接给药至心肌缺损部位，或者在外科手术时通过目视直接给药)。对于这些注射，所述细胞可存在于可注射的液体悬浮制剂中，或者存在于生物相容性的介质中，所述介质是可注射的液体形式，它在损伤的组织部位则变成半固体形式。只要针头腔或针孔的直径足够大(例如30号(gauge)或更大)，就可以使用常规的心内注射器或可控的内镜送递装置，所述足够大的直径可使剪力不会损伤所要送递的细胞。
可以采用这样的方式给予细胞：所述方式允许细胞移植到目标组织位点，并重建或再生该功能缺陷的区域。未分化的、部分分化的或完全分化的羊膜来源的细胞可用于直接给药的治疗中或用作提供暂时或永久器官功能的生物辅助装置的一部分。从这点来讲，未分化的、部分分化的或完全分化的羊膜来源的细胞可以生长于生物反应器中，从而为缓解器官损伤提供体外器官支持，例如，对于肝辅助装置而言，它为恢复器官功能的移植提供大量的细胞来源；或者提供可用于刺激组织再生的条件培养基来源。利用原代猪细胞以及原代人类肝细胞的肝辅助装置已经被成功地应用(Sauer， I.M.，et al.Xenotransplantation (2003)10：460-469；Irgang，M.et al.(2003)28(2)：141-154；Sauer，I.M.et al.(2002)Int.J.Art.Org.25(10)：1001-1006；Sauer，I.M.et al.(2002)J.Metabolic Brain Disease17(4)：477-484，Sauer，I.M.et al.(2003)J.Hepatology 39(4)：649-653)。可以结合这种技术来利用从羊膜来源的细胞获得的肝细胞。
或者，羊膜来源的细胞可被移植到受体中，在所述受体中所述细胞可增殖并分化形成新的细胞和组织，从而提供通常由该组织所提供的生理过程，或者可产生在移植区域引起细胞迁移和/或分化的因子。组织是一种相似地特化的细胞的聚合体，所述细胞联合在一起执行一种特定的功能。组织意在包括所有类型的生物组织，包括硬组织和软组织。软组织指的是连接、支持或包围身体其它结构和器官的组织。软组织包括肌肉、腱(将肌肉连接到骨上的纤维带)、纤维组织、脂肪、血管、神经和滑液组织(关节周围的组织)。硬组织包括结缔组织(例如，硬组织形式如骨组织或骨)以及其它肌组织或骨骼组织。
所述羊膜来源的细胞能被掺入或嵌入其中的支持基质，包括受体相容性的基质和能够降解成对受体无害的产物的基质。这些基质在体内为未分化的和分化的羊膜来源的细胞提供支持和保护，因此是这些细胞移植到受体被试者体内时的优选形式。
天然的和/或合成的可生物降解的基质是上述基质的一类实例。天然的可生物降解的基质包括例如来自哺乳动物的血浆凝块、胶原、纤连蛋白和层粘连蛋白基质。适合用于细胞移植基质的合成材料必须是生物相容性的，以防止迁移和免疫并发症，并且应该能够支持广泛的细胞生长和分化的细胞功能。所述材料还必须是可再吸收的，能够被完全天然的组织取代。所述基质应该可构成多种形状，并且应该具有足够的强度以防止移植后发生破裂。最近的研究表明，由聚乙醇酸制成的可生物降解的聚脂聚合物符合所有上述标准(Vacanti，et al. J.Ped.Surg.23：3-9(1988)；Cima，et aI.Biotechnol.Bioeng.38：145(1991)；Vacanti，et al.Plast.Reconstr.Surg.88：753-9(1991))。其它合成的可生物降解的支持基质包括合成的聚合物例如聚酐，聚原酸酯和聚乳酸。合成的聚合物以及将细胞掺入或嵌入这些基质的方法的进一步的实例也是本领域所知的。参见，例如美国专利4,298,002和5,308,701的。
可以通过用化合物包被所述聚合物，增强细胞与聚合物之间的贴附，所述化合物例如基底膜组分，琼脂、琼脂糖、明胶、阿拉伯胶、I、II、III、IV和V型胶原、纤连蛋白、层粘连蛋白、糖胺聚糖及其混合物，以及细胞培养领域的技术人员已知的其它材料。所有用于基质中的聚合物必须符合为细胞后续生长和增殖提供足够支持所需的机械和生化参数。所述聚合物可以用以下方式表征：对于机械特性，例用如电子拉力机(Instron tester)测得拉伸强度；用凝胶渗透色谱(GPC)检测聚合物分子量；用差示扫描量热仪(DSC)检测玻璃化转变温度；以及用红外(IR)光谱学检测键结构；毒理学方面，利用了包含Ames测定和体外致畸性测定的初始筛选测试，以及在动物体内进行的免疫原性、炎症、释放和降解研究方面的移植研究。
可生物降解的聚合物基质的一个优势在于：生成血管的化合物和其它生物活性化合物可以被直接掺入到所述支持基质中，使其随支持基质在体内的降解而缓慢地释放。当所述细胞-聚合物结构被血管化，并且所述结构降解时，羊膜来源的细胞可根据其天然的特性进行分化。包括以下因子等的因子可被掺入到所述基质中，或者与所述基质一起被提供：营养素、生长因子、分化和去分化(即使分化的细胞失去分化特征并获得例如增殖以及更为普遍的功能等特征)的诱导物、分泌产物、免疫调节剂、炎症抑制剂、消退因子、促进或允许淋巴网状系统或神经纤维向内生长的生物活性化合物、透明质酸和药物(所述药物是本领域已知的，并能连同指示有效剂量的说明书一起从例如CollaborativeResearch，Sigma Chemical Co.等供应商处购得)、血管生长因子例如血管内皮生长因子(VEGF)、上皮生长因子(EGF)和肝素结合的上皮生长因子样生长因子(HB-EGF)。类似地，含有肽(例如联结肽RGD(Arg-Gly-Asp))的聚合物可以被合成以用于形成基质(参见，例如美国专利4,988,62l、4,792,525、5,965,997、4,879,237和4,789,734)。
在另一个实例中，分化的、部分分化的或完全分化的羊膜来源的细胞可在凝胶基质(例如Upjohn Company的Gelfoam)中进行移植，所述凝胶基质聚合形成一种其中可生长细胞的底物。多种包囊技术已被开发出来(例如，Lacy et al.，Science254：1782-84(1991)；Sullivan et al.，Science 252：718-712(1991)；WO 91/10470；WO 91/10425；美国专利5,837,234；美国专利5,011,472；美国专利4,892,538)。在包括直接物理接触受损的组织和/或器官在内的开放性外科手术操作中，所有所述未分化、部分分化或完全分化形式的羊膜来源的细胞的送递制剂都是可用的选择。这些细胞可每隔一段时间进行重复移植，直至达到所期望的治疗效果。
本发明还涉及在三维细胞和组织培养系统中使用羊膜来源的细胞以在体内形成类似于对应组织的结构物。所得的组织将存活较长时间，并且在移植到受体宿主体内后将执行组织特异性功能。美国专利5,624,840和6,428,802中描述了制备这类结构物的方法，将这些专利的全部内容纳入本文。
所要使用的三维基质是为细胞提供支架以引导组织形成过程的结构性基质。支架的形式包括纤维、凝胶、织物、海绵样的片层以及用复杂的实体自由成形制造(SFFF)方法制造的具有孔和通道的复杂三维结构物。在三维基质上培养的细胞将在多个层面生长以形成器官型结构物，从而形成新的肝组织，所述器官型结构物以三维形式存在，所述三维形式例如导管、片层以及片层之间的类似窦状隙区域的空间。因此，在优选的方面，本发明提供了一种支架、多层细胞和组织培养系统。本文所使用的术语“支架”表示细胞在其中或在其上生长的三维(3D)结构(底物和/或基质)。它可由生物组分、合成组分或两者的混合物构成。此外，它可由细胞天然地构建或者通过人工构建。此外，所述支架可含有在合适条件下具有生物活性的成分。所述支架的结构可包括网状、海绵状或可由水凝胶形成。
所述支架的实例包括一种三维间质组织或者活的间质基质，所述活的间质基质被接种了生长在三维支持物上的间质细胞。由间质细胞产生的细胞外基质蛋白沉积到支架上，从而形成一种活的间质组织。所述活的间质组织能支持后续接种的羊膜来源的细胞或分化的细胞的生长，从而形成三维细胞培养物。美国专利6,372,494中描述了其他三维支架的实例。
用于形成三维基质的支架的设计和构造是至关重要的。基质应该是柔韧的、无毒的、可注射的、用于血管向内生长的多孔模板。所述孔应允许发生血管的向内生长。它们通常是在大约100-300微米范围内的互联孔，即具有100-300微米的间距，但可以使用更大的孔。基质应具有使其表面积最大的形状，从而可使营养素、气体和生长因子充分扩散到基质内部的细胞，并可使新的血管和结缔组织向内生长。虽然已经证明即使基质典型的六面中的一或两面受到压迫，该基质依旧能有效地使得组织生长，但是目前优选的还是相对抗压的多孔结构物。
根据所期望的最终形态、结构和功能，所述聚合物基质可被制成为柔韧的或坚硬的。为了修复缺损，例如，在移植过程中根据需要，将柔性纤维材料剪成近似于整个缺损的形状，然后将其置于手术制成的缺损处并使它们相吻合。使用所述纤维基质的一个优势在于在移植时所述结构物容易重新定形和调整。
也可以用海绵样结构物产生三维框架。所述结构物应为开孔海绵状，其中含有与该结构物表面相互连接的空隙，从而使得存在足够的贴附表面，以使足够数量的羊膜来源的细胞或分化的细胞形成可存活的功能性移植物。
本发明还提供了羊膜来源的细胞(包括本文所述羊膜来源的细胞组合物)与任何上述的支持基质以及羊膜来源的膜的共同送递。所述膜可以作为本文所述回收羊膜来源的细胞的过程中副产物而被获得，或者通过其他方法获得，所述其他方法例如描述于例如以下文献中：美国专利6,326,019，其中描述了一种用于制备、贮存和使用来自人羊膜的外科移植物的方法；US 2003/0235580，其中描述了用于持续送递治疗分子、蛋白质或代谢物到宿主体内部位的、重建和重组的羊膜；US2004/0181240，其中描述了一种组织表面的羊膜包被物，它能防止粘附、去除细菌或抑制细菌活性，或促进组织的愈合或生长；以及美国专利4,361,552的，专利是关于交联的羊膜的制备及其在治疗烧伤和伤口的方法中的用途。根据本发明，羊膜来源的细胞可在这类膜上生长，以未分化的、部分分化的或完全分化的形式添加到所述膜上，或者将羊膜来源的细胞的条件培养基或细胞溶胞产物添加到所述膜上。或者，其中羊膜来源的细胞尚未被剥离的羊膜组织可用于将羊膜来源的细胞送递到特定部位。在所有情况中，与羊膜组织或其他基质共同使用的羊膜来源的细胞，可以和例如下文所述的其他治疗上有效的细胞和/或表达生物活性治疗剂的细胞联合使用。
羊膜来源的细胞和从中分化出的细胞也可用于使动物器官人源化。人羊膜来源的细胞可被类似地移植到另一器官中(例如胰或脑或心)。动物器官在移植之前可能已经或尚未被去除其自身的天然细胞。动物(例如小鼠、大鼠、猴、猪或狗)的“人源化的”器官可用于将器官移植到患有特定疾病的人体内。
人源化的动物模型也可用于诊断或研究目的，所述目的涉及，但不限于药物代谢、毒理研究；或者可用于制备、研究或复制病毒或细菌生物。移植了人肝细胞而形成人肝脏嵌合体的小鼠目前正被用于肝炎病毒的研究中(Dandri et al.Hepatol.33：981-988(2001)；Mercer et al.Nature Med.7：927-933(2001))。
羊膜来源的细胞可以被遗传改造以产生一种特定的治疗蛋白质。治疗蛋白质包括许多生物活性蛋白质，包括但不限于：生长因子、酶、激素、细胞因子、细胞因子抑制剂、凝血因子、肽生长和分化因子。特定分化的细胞可被设计成具有一种通常由特定的细胞类型表达的蛋白质。例如，胰细胞可被设计成能产生消化酶。肝细胞可被设计成可产生酶抑制剂A1AT，或凝血因子以治疗血友病。此外，神经细胞可被设计为产生化学递质。
本领域的技术人员所公知的方法可被用于构建表达载体，所述载体含有连接到合适的转录/翻译控制信号的，编码目标蛋白的核酸。例如，参见Sambrook et al，2001，“Molecular Cloning：A Laboratory Manual”；Ausubel，ed.，1994，“Current Protocols inMolecular Biology”VolumesI-III；Celis，ed.，1994中所述的技术。
用于将载体或质粒转移到羊膜来源的细胞或从中分化出的细胞中的合适方法包括脂质/DNA复合物，例如美国专利中5,578,475、5,627,175、5,705,308、5,744,335、5,976,567、6,020,202和6,051,429的所述的。合适的试剂包括脂质转染胺试剂(lipofectamine)，它是一种由多聚阳离子脂质：2，3-二油酰氧-N-[2(精胺羧酰氨基)乙基]-N，N-二甲基-1-丙基-三氟乙酸铵(DOSPA)(化学文摘登记名为：N-[2-(2，5-二[(3-氨基丙基)氨]-l-氧戊基)氨基)乙基-]-N，N-二甲基-2，3-二(9-十八烯氧)-l-丙基-三氟乙酸铵以及中性脂质二油酰磷脂酰乙醇胺(DOPE)以3：1(w/w)的比例在膜过滤的水中制成的脂质体制剂。其一个实例为Lipofectamine 2000TM制剂(可购自Gibco/Life Technologies#11668019)。其他的试剂包括：FuGENETM6转染试剂(非脂质体形式的脂质与其他化合物在80％乙醇中的混合物，可购自Roche DiagnosticsCorp.#1814443)以及LipoTAXITM转染试剂(一种来自InvitrogenCorp.，#204110的脂质制剂)。羊膜来源的细胞的转染可通过电穿孔进行，例如，如Roach和McNeish(Methods in Mol.Biol.185：1(2002)中所述的方法。用于生产具有稳定的基因变化的干细胞的合适的病毒载体系统可基于腺病毒、慢病毒、反转录病毒和其他病毒，并且可用市售的病毒组分进行制备。
可将未分化的、部分分化的或完全分化的羊膜来源的细胞给予或移植到受试者体内，从而提供该分化的细胞类型所特有的各种细胞或组织功能。例如，可将分化为肝细胞的羊膜来源的细胞移植到患有肝疾病的患者体内。可以用包括已知为肝功能测试的血液测试等分析法来测定接受细胞或移植物的受体的进展。治疗的效果可以通过以下方法测定：肝细胞标志的免疫细胞化学染色，显微观测确定生长的组织中是否形成小管结构，以及该治疗恢复肝脏特异性蛋白质合成的能力。可以在动物模型中评估本发明所述从羊膜来源的细胞获得的肝细胞修复肝损伤的能力。从羊膜来源的细胞获得的肝细胞可用于检测特定的代谢通路的活性的测定中。以上所述的详细实施参见US2003/0235563和US2004/0161419，二者通过引用方式纳入本文。
从羊膜来源的细胞获得的胰细胞在治疗上可用于治疗多种与胰功能不全相关的疾病。下面将更详细地描述胰腺疾病以及使用本发明的从羊膜来源的细胞获得的胰细胞对该疾病的治疗。
本发明还提供了将从羊膜来源的细胞获得的神经细胞用于治疗神经疾病的给药。神经疾病指的是与体内神经组织的整个集成系统的任何缺陷相关的疾病或病症，该系统包括大脑皮质、小脑、丘脑、下丘脑、中脑、脑桥、髓质、脑干、脊髓、基底神经节和外周神经系统。包含但非限制性的实例有：帕金森病、亨廷顿病、多发性硬化、阿尔茨海默(Alzheimer′s)症、肌萎缩侧索硬化(ALS或格里克(Lou Gehrig)症)、肌营养不良、舞蹈病综合征、肌张力障碍综合征、中风和麻痹。
羊膜来源的细胞可用于产生下述结果的体外激发方法中，所述结果是：当所述细胞被移植到CNS的非神经原性或神经原性区域时，神经干细胞变成神经元。详细的描述和实例可参见US2003/0235563和US2004/0161419，二者均通过引用方式纳入本文。
羊膜来源的细胞可用于产生血管内皮细胞，所述细胞可被用于在受试者体内重塑组织或替代瘢痕组织的方法中。血管内皮细胞也可用于修复血管损伤。
在一个示例性的实施方案中，含有有效量的血管内皮细胞的药物组合物可用于治疗患血管疾病的受试者。血管疾病指的是人类血管系统的疾病。其实例包括周围动脉疾病、腹主动脉瘤、颈动脉疾病以及静脉疾病。
本发明还提供了从羊膜来源的细胞获得的心肌细胞，所述心肌细胞在治疗中可被用于治疗与心功能障碍相关的各种疾病。文中使用的心脏疾病或心功能障碍指的是心泵功能的任何缺损所导致的疾病。它包括，例如收缩能力的缺损、舒张能力的缺损(有时称为舒张期功能障碍)、心瓣膜功能异常或不当、心肌疾病(有时称为心肌病)、以心肌血液供应不足为特征的疾病例如心绞痛以及心肌缺血和心肌梗死、侵润性疾病例如淀粉样变和血色素沉积症、全身或局部肥大(例如可能发生在某些类型的心肌病或系统性高血压中)，以及心脏区室间的异常血液流动(例如房间隔缺损)。进一步的讨论参见Braunwald，Heart Disease：aTextbook of Cardiovascular Medicine，5th edition，W B SaundersCompany，Philadelphia Pa.(1997)(下文称为Braunwald)。心肌病指的是任何心肌(心脏肌肉)疾病或功能障碍，其中心脏被异常扩大，增厚和/或变硬。结果是心肌泵血的能力通常被减弱。所述疾病或病症可以是，例如炎症性、代谢的、毒性的、侵润性的、成纤维细胞的、血液的、遗传性的或原因不明的疾病。心肌病存在两种常见类型：缺血性的(由于缺氧导致的)和非缺血性的。其他疾病包括先天性心脏病(它是一种从出生，通常甚至在出生之前的心脏形成过程中就存在的心脏相关疾病，)，或者由心肌损伤造成的疾病，所述心肌损伤包括由疾病或创伤造成的对心壁的肌肉或心肌膜的损害。心肌损伤可归因于多种原因，例如但不限于，心肌病、心肌梗死或先天性心脏病。
所述羊膜来源的细胞和/或分化的心肌细胞可通过前述任何方法来给予或移植到患有心脏病的受试者体内。
本发明也提供了用于筛选影响心肌细胞分化或功能的药剂的方法。详细内容和实例参见US2003/0235563和US2004/0161419，二者均通过引用方式纳入本文。
在另一个实施方案中，羊膜来源的细胞及其衍生物可于筛选多种化合物，以确定所述化合物对所述细胞的细胞生长、增殖或分化的作用。测量细胞增殖的方法是本领域所熟知的，并且通常包括测定细胞复制的DNA合成特征。本领域存在多种测量DNA合成的方法，根据本发明可以使用其中的任何一种方法。例如，可以用放射性标记(3H-胸腺嘧啶脱氧核苷)或用于免疫荧光检测的标记的核苷酸类似物(BrdU)测定DNA合成。根据利用该化合物的多种浓度所获得的数据绘制剂量响应曲线，从而评价所述化合物的效力。也可进行对照测定以获得用于对比的基线。可以根据上述的表型识别出对一种给定的测试试剂作出响应从而被扩增的羊膜来源的细胞。
为了评价一种检测试剂对羊膜来源的细胞的分化或功能的作用，可使所述试剂接触所述羊膜来源的细胞，然后用本领域技术人员已知的任何方法测定分化。实施例和详细内容参见US2003/0235563和US2004/0161419，二者均通过引用方式纳入本文。
在另一个的实施方案中，根据本文所述方法制备的羊膜来源的细胞的组合物被用作胚胎干细胞生长的饲养层。所述羊膜来源的细胞的组合物优选为非动物来源的。该细胞作为饲养层的用途的实例可参见Miyamoto，K.，et al.Stem Cells2004：22：433-440，该文献的全部内容通过引用方式纳入本文。
伤口愈合-本发明的组合物和方法在促进由多种原因造成伤口的伤口愈合中是有效的，所述原因包括但不限于：切口性损伤、压迫性损伤、热伤、急性损伤、慢性损伤、感染损伤和无菌损伤。本发明基于这样的发现，即本发明所述的未分化的、部分分化的或完全分化的羊膜来源的细胞，从其中获得的条件培养基、从其中获得的溶胞产物、从其中获得的细胞外基质以它们单独的或相组合的形式，以及胎盘来源的细胞的组合物可加速所有伤口类型的伤口愈合过程，尤其是当局部给药时，即给药到伤口部位的表面时。当使用羊膜来源的细胞和/或从这种羊膜来源的细胞获得的条件培养基时，所有伤口类型，包括机械的或热的，急性的或慢性的，感染的或无菌的伤口，都能比天然愈合的或用目前可行的方法治疗的类似伤口愈合得更快。本发明所指的治疗试剂的“治疗有效量”可由患者的主治医生或兽医确定。该剂量可由本领域的普通技术人员很容易地确定，并且当根据本发明给药时，该剂量可加速伤口愈合。影响治疗有效量的因素可包括，所使用的治疗剂具体的活性、伤口的类型(机械伤口或热伤，全层或部分层等等)、伤口的大小、伤口的深度(如果是全层)、有无感染存在、从受伤开始经过的时间以及患者的年龄、身体状况、是否有其它疾病状态的存在以及营养状态。此外，患者可能同期接受的其它药物也会影响所述治疗试剂给药的治疗有效量的确定。
此外，本发明的组合物在更重大的伤口愈合中(如肢体再生)也可起作用。US2003/0212024提出了通过测量斑马鱼体内的再生作用来测试这种能力的方法，斑马鱼在切除远端的鳍后还能使其完全再生，该专利通过引用方式纳入本文。在切除后，分几个步骤进行完整的再生，包括伤口表皮的形成、成纤维细胞和骨针细胞(或成骨细胞)向伤口表皮的迁移、芽基的形成以及芽基的向外生长，通过鳍的近端部分的细胞分裂和分化形成再生的鳍的特定结构。
在本发明的一个优选的实施方案中，羊膜来源的细胞和/或从中获得的条件培养基，和/或从中获得的溶胞产物应被局部给予至伤口部位，以促进患者伤口的加速愈合。这种局部给药可以是单次剂量，或者是按照多个指定间隔的重复剂量。本领域的技术人员很容易理解，优选的用药剂量方案会随着待治疗的损伤的类型及严重性而改变。
根据本发明适于局部给药的制剂包含治疗有效量的治疗剂以及一种或多种可药用的载体和/或辅料。羊膜来源的细胞，从中获得的条件培养基以及其溶胞产物可与多种常规用于治疗伤口的材料共同使用，例如基于胶原的乳膏、膜片、微囊或粉剂；来源于透明质酸或其它糖胺聚糖的制剂；乳膏、泡沫、缝合材料；和伤口敷料。或者，所述羊膜来源的细胞组合物可被掺入到为局部给药设计的可药用的溶液中。
美容剂-使得本文所述的未分化的、部分分化的或完全分化的羊膜来源的细胞，从中获得的条件培养基，从中获得的溶胞产物、从中获得的细胞外基质，以其单独的或混合的形式，以及胎盘来源的细胞的组合物可用于伤口愈合的性质，同样也使得它们非常适于治疗美容和/或皮肤病病症，包括皮肤衰老。对维持皮肤弹性和形态很重要的皮肤真皮层随着年龄的增加而变薄，导致松弛和皱纹。
如上所述，胎儿的皮肤具有更有效的修复机制，并且一旦受伤，它能愈合而不形成瘢痕。这种能力似乎需要胎儿的免疫系统、胎儿血清或羊膜液(Bleacher J C，et al.，J Pediatr Surg28：1312-4，1993)；Ihara S，Motobayashi Y.，Development114：573-82.1992)。胎儿组织的这些能力已经使得有人提出将胎儿组织产生的化合物用于再生和/或改善皮肤形态(参见，例如US 2004/0170615，其全部内容通过引用方式纳入本文)。
本发明考虑了本文中所述的羊膜来源的细胞组合物，以及从中获得的条件培养基，和其溶胞产物在新的美容皮肤护理组合物的使用中的用途。这类复合物可通过(但不限于)以下途径送递至皮肤：溶液、洗剂、软膏、乳膏、凝胶或皮肤可剥离条带。
所述方法通常包括将安全有效量的所述组合物局部施用到需要该施用的哺乳动物皮肤上。附加的皮肤护理成分，以及可用于美容的、可用于皮肤病的或可药用的载体可包含于这类组合物中。
美容组合物通常包括用一种或多种增稠剂或胶凝剂凝胶化即稠化的水相。它们可以是，例如不含油相的水溶液洗剂，或者正向的水包油型乳剂(包含分散在连续水相中的脂相或油相)，或者反向的油包水型乳剂(包含分散在连续油相中的水相)。术语“乳剂”在本文中表示在不存在乳化表面活性剂时获得的分散相，以及存在乳化表面活性剂时获得的乳剂。
水包油乳剂是美容剂中最常用乳剂，这是因为与油包水乳剂系统相比，由于在其连续的外相中存在水的优点，它们在涂敷到皮肤上时，能产生更加温和、不油腻，更清新且更清爽的感觉。
根据所需构成类型的组合物的作用，选择用于使水相凝胶化的化合物的性质及其在组合物中的含量所述组合物构成类型可从液体洗剂到可形成乳液或乳膏的更稠或更稀的乳剂。用于美容剂中的主要增稠剂或胶凝剂选自以下化合物：天然聚合物例如黄原胶和瓜尔胶或纤维素衍生物、淀粉和藻酸盐以及交联的聚合胶凝剂例如聚羧乙烯(Carbopols)或交联的并且至少部分中和的2-丙烯酰胺-2-甲基丙磺酸聚合物。
听力丧失-本文所述的未分化的、部分分化的或完全分化的羊膜来源的细胞，从中获得的条件培养基、溶胞产物、细胞外基质，以其单独或混合的形式，以及胎盘来源的细胞组合物也可被用于治疗听力丧失。由于作为耳蜗感觉细胞的毛细胞不可再生，所以迄今为止，听力丧失一直被认为是无法治愈的。然而，最近胚胎和成体干细胞已经被证明能够分化为机械感觉毛细胞(Li，H.et al.Nature Med.9：1293-1299(2003)；Li，H.et al.Proc.Natl.Acad.Sci USA100：13495-13500)。此外，Atoh1基因疗法已被用于促进表型的子代传递(transgeneration)，因此在耳聋的哺乳动物中促进从非感觉细胞产生毛细胞(Izumikawa，M.et al.2005Nature Medicine 11(3)：271-276)。此外，移植到豚鼠内耳的人羊膜上皮细胞已经被证明能存活最长达三周时间，并表达可维持稳态的重要蛋白(Yuge，I.et al.(2004)：77(9)1452-1471)。
分化羊膜来源的细胞的方法以及分化的细胞类型
可使所述羊膜来源的细胞接触多种生长因子(称为分化因子)，所述因子影响该干细胞分化为特定的细胞类型，例如肝细胞、胰细胞、血管内皮细胞、肌细胞、心肌细胞和神经细胞。例如，参见US2003/0235563和US2004/0161419，二者的内容均通过引用方式纳入本文。
文献中含有大量的用于胚胎和非胚胎干细胞或其他多能细胞(包括干细胞)的其他分化方法。例如，美国专利6,607,720和6,534,052描述了用胚胎干细胞和遗传改造的胚胎干细胞改善心功能的方法，所述细胞中分化已经被启动，以用于改善心功能和修复心脏组织。美国专利6,387,369提供了用间充质干细胞使心脏组织和肌肉再生的方法。Shin，S.等人最近已经报道了用碱性成纤维细胞生长因子、音猬因子和视黄酸的组合物使胚胎干细胞分化为运动神经元(Human motor neurondifferentiation from human embryonic stem cells.Stem Cells Dev.2005Jun；14(3)：266-9)。所有这些参考文献的全部内容均纳入本文。本领域的技术人员应认识到这些方法的任一种均可被用本文所述羊膜来源的细胞组合物产生具有所述用途的部分或完全分化的细胞。其他示例性的方法在下面给出：
内胚层(胰分化)。将羊膜来源的细胞暴露于用于使表达PDX1的胰岛祖细胞群分化的条件下。简单而言，细胞最初暴露于音猬因子(SHh)信号传导通路的拮抗剂中以促进内胚层的分化。然后使用因子和条件的组合来使细胞分化为早期胰岛祖细胞，所述因子和条件能够促进细胞生长的停止，分化中的细胞的聚集以及早期胰决定基因的表达。收集细胞RNA，并用反转录酶-PCR(RT-PCR)分析Sox-17和PDX1。
中胚层(心脏分化)。从悬浮培养物中取出细胞簇，并转移到用明胶或聚-L-赖氨酸包被的平板中，在含血清的培养基(80％KO-DMEM、1mM谷氨酰胺、0.1mMβ-巯基乙醇、1％非必需氨基酸和20％FBS)中培养8天。在此培养的第2至4天，向培养基中加入1或10μM的5-氮杂-2′-脱氧胞苷(Xu，C.et al.(2002)Circ.Res.91：501-508)。在笫8天进行分析。收集细胞RNA，并用反转录酶-PCR(RT-PCR)分析GATA-4、Nkx2.5和MEF-2。这些转录因子在心前中胚层中表达，并在心脏发育中一直存在。
外胚层(神经分化)。从大规模培养装置中取出细胞簇并转移到超低贴附性的6孔板中。按照Carpenter，M.K.et al.(2001)Exp Neurol172：383-397中所述的人胚胎干细胞的分化方案进行如下分化。向含有悬浮的所述细胞簇的培养基(80％KO-DMEM、1mM谷氨酰胺、0.1mMβ-巯基乙醇、1％非必需氨基酸和20％FBS)中加入10mM全反式视黄酸(RA)。悬浮4天后，将细胞簇接种到用多聚-L-赖氨酸/纤连蛋白包被的平板上，在分化培养基(含B27(Gibco)的DMEM/F-12、10ng/ml人上皮生长因子(hEGF)、10ng/ml人碱性成纤维细胞生长因子(hbFGF)(Gibco)、1ng/ml人血小板来源的生长因子-AA(hPDGF-AA)(R & DSystems)以及1ng/ml人胰岛素样生长因子-1(hIGF-1)(R & DSystems))中培养3天。在该条件下培养3天后，收集细胞RNA或者固定细胞。针对神经上皮干细胞蛋白(nestin)、多唾液酸神经细胞粘附分子(PS-NCAM)和A2B5进行固定的细胞的免疫染色。用反转录酶-PCR(RT-PCR)分析神经上皮干细胞蛋白、GFAP和MAP-2。
从羊膜来源的细胞获得的分化细胞可通过用免疫技术检测组织特异性标志来检测和/或富集，所述免疫技术例如用于检测细胞表面标志的流式免疫细胞化学、用于检测胞内或细胞表面标志的免疫组织化学(例如固定细胞或组织切片的组织化学)、细胞提取物的蛋白质印迹分析以及用于分析细胞提取物或分泌到培养基中的产物的酶联免疫检测。也可用以下方法在mRNA水平检测组织特异性基因产物的表达：RNA印迹分析，斑点印迹杂交分析或在标准的扩增方法中使用序列特异性引物的、由反转录酶启动的聚合酶链反应(RT-PCR)。
或者，可以用选择性标志检测分化的细胞。例如，可以用一种受到例如一种组织特异性调节区域控制的标志，稳定地转染羊膜来源的细胞，从而在分化过程中，所述标志在特定的细胞中选择性表达，从而能够筛选出所述特定的细胞，所述特定的细胞区别于不表达所述标志的细胞。所述标志可以是，例如细胞表面蛋白质或其他可检测的标志，或者是使细胞对某种条件具有抗性的标志例如抗生素抗性基因(参见例如美国专利6,015,671)，在所述条件下缺少所述标志时细胞会死亡。
胰祖细胞
在本发明的另一实施方案中，细胞被处理以使得它们分化为胰祖细胞。在该实施方案中，将羊膜来源的细胞，不产生胰岛素的胚胎细胞、新生儿细胞或胎儿细胞培养于含有SHh拮抗剂(例如环王巴明或介藜芦胺)的无血清培养基中，以获得具有内胚层识别特征的胰细胞，所述特征包括但不限于HNF1α、HNF1β、HNF4α、HNF6、Fox2a和PDX1的蛋白质表达。所述细胞可以在基础培养基中培养之后，培养于上述培养基中。
也可以通过在含有一种SHh拮抗剂的培养基中培养细胞来获得本发明所述的在细胞核中表达PDX1蛋白质的胰祖细胞。所述细胞随后可培养于含有TAT-PDX1融合蛋白的培养基中。下面描述获得TAT-PDX1的方法。在一个优选的实施方案中，本发明所述组合物、培养物或细胞群中至少有20％的细胞在细胞核中表达PDX1蛋白质。在其他的实施方案中，本发明所述组合物、培养物或细胞群中至少有30％、40％、50％、60％、70％、80％或90％的细胞在细胞核中表达PDX1蛋白质。在一个具体的优选的实施方案中，100％的细胞在其细胞核中表达PDX1蛋白质。
本发明所述细胞组合物、培养物或细胞群可以悬浮培养，或在固体支持物(例如，贴附基质或基底)上培养。对这种固体支持物的详细说明如上所述。在一个实施方案中，将细胞的组合物培养于基质胶层上。基质胶(Collaborative Research，Inc.，Bedford，Mass)是一种由基质和获得的鼠基底膜蛋白质提取物相关物质构成的复杂混合物，主要由以下成分组成：层粘连蛋白、IV型胶原，硫酸肝素蛋白聚糖和巢蛋白(nidogen)及内动素(entactin)，并且是用EHS肿瘤制备的(Kleinman et al，(1986)Biochemistry25：312-318)。也可用其他的此类基质，例如Humatrix。同样的，也可用天然的和重组改造的细胞作为所述培养物的饲养层。在另一个实施方案中，培养容器可用一种或多种细胞外基质蛋白质包被，所述蛋白质包括但不限于，纤连蛋白、超纤连蛋白、层粘连蛋白、胶原和硫酸肝素蛋白聚糖。
在另一个实施方案中，在有三维基质存在时培养本发明所述的祖细胞。所述三维基质的实例在上面有详细的说明。
胰祖细胞细胞核-本发明进一步涉及本发明所述胰祖细胞的细胞核。这些细胞的细胞核可通过本领域已知的方法获得。所述方法包括：通过机械破裂或化学手段(例如用透明质酸酶处理)去除细胞的细胞膜，或者通过用吸管机械地提取细胞核并且将其注入到一个不同的或类似的已经去除细胞核的细胞中。
然后，用例如US 20030234430或US 20040268422中所述的本领域已知的方法，通过例如胞质内注射、化学融合或电融合，将所述细胞核转移到体细胞或生殖细胞中。
在一个具体的实施方案中，可以用这些细胞核进行治疗性克隆以获得可用于内胚层或其他细胞分化的细胞。在一个更具体的实施方案中，所述细胞核可用于获得胚胎干细胞样细胞。与治疗性克隆相关的详细内容如上文所述。
除生殖细胞外，受体细胞还可以是任何哺乳动物细胞。在一个实施方案中，所述哺乳动物细胞在接受供体细胞核之前被去核。在另一个实施方案中，所述哺乳动物细胞在接受供体细胞之前未被去核。在这个实施方案中，受体和供体细胞核都存在于受体细胞中。所述细胞核可能会融合或保持分离。需要受体和供体细胞核共存的实例是这样一个实例，在该实例中，其目标在于将供体细胞的组织特异功能赋予受体细胞，同时仍然保留受体细胞的组织特异性功能。本领域的技术人员应认识到其他的组合也在本发明的范围之内。
胰细胞的检测-可以通过检测各种标志是否存在，来在本发明的组合物、培养物或细胞群中检测以上所述的本发明的胰细胞，所述标志例如：HNF1α、HNF1β、HNF4α、HNF6、Foxa2、PDX1、Nkx2.2、Nkx6.1、Sox17、Cerberus、Hesx1、LeftyA、Otx1和/或Otx2、胰岛素、人C-肽、促生长素抑制素和islet-1。在一个实施方案中、HNF1α、HNF1β、HNF4α、HNF6、Foxa2、PDX1、Nkx2.2、Nkx6.1、Sox17、Cerberus、Hesx1、LeftyA、Otx1和/或Otx2、胰岛素、人C-肽、促生长素抑制素或islet-1的片段可用作探针或引物，用于检测这些标志的RNA转录。所述标志可以通过RNA印迹分析进行检测，例如，将从细胞中分离到的总RNA或多聚腺苷酸RNA与探针和引物杂交，所述探针和引物的长度为10至500个核苷酸，优选的长度为20至200个核苷酸，更优选的长度为20至100个核苷酸，最优选的长度为20至50个核苷酸，然后进行琼脂糖凝胶电泳。或者，这些片段可被用作长度为10至100个核苷酸的RT-PCR引物，用于扩增从细胞分离的RNA。适用于该分析的细胞包括从人组织分离到的细胞。用于进行引物引导的扩增(常规的或长片段的PCR)的方法是本领域已熟知的(参见，例如PCR Basics：FromBackground to Bench，Springer Verlag(2000)；Gelfand et al.，(eds.)，PCR Strategies，Academic Press(1998))。这类探针的长度在20至5000个核苷酸之间，并且优选的长度为20至50个核苷酸。
或者，上述的标志可以通过在RIA、ELISA、免疫印迹或免疫细胞化学技术中使用针对所述标志的抗体进行检测。因此，本发明涉及包含与两种或更多种的上述标志结合的抗体的试剂盒。
TAT-PDX1融合蛋白-本发明还涉及TAT-PDX1融合蛋白，所述融合蛋白被用于培养基中，以获得在祖细胞细胞核中含有PDX1蛋白质的胰祖细胞。TAT-PDX1的结构式如下：
其中TAT为一种具有自身细胞穿透性的TAT肽。所述TAT肽来源于1型人免疫缺陷病毒，并且能够穿过细胞膜从而轻易地穿透细胞。这种特性被认为是归因于处于TAT肽序列中间区域的蛋白质转导结构域。R1可以是谷氨酰胺、赖氨酸、精氨酸和/或甘氨酸的侧链，且n为4至12的整数。
在一个具体的实施方案中，所述TAT肽可以是Arg-Lys-Lys-Arg-Arg-Gln-Arg-Arg-Arg；
Lys-Lys-Lys-Lys-Lys-LYs-Lys-Lys-Lys；    或Arg-Arg-Arg-Arg-Arg-Arg-Arg-Arg-Arg。
PDX1是一种含有同源结构域的蛋白质，并且被认为是胰岛发育和β细胞中胰岛素基因转录的关键调节子(Inoue et al.，1996，Diabetes6：789-794)。它具有如下的氨基酸序列：
MNGEEQYYAATQLYKDPCAFQRGPAPEFSASPPACLYMGRQPPPPPPHPFPGALGAEQGSPPDISPYEVPPLADDPAVAHLHHHLPAQLALPHPPAGPFPEGAEPGVLEENRVQLPFPWMKSTKAHAWKGQWAGGAYAAEPEENKRTRTAYTRAQLLELEKEFLFNKYTSRPRRVELAVMLNLTERHIKIWFQNRRMKWKKEEDKKRGGGTAVGGGGVAEPEQDCAVTSGEELLALPPPPPPGGAVPPAAPVAAREGRLPPGLSASPQPSSVAPRRPQEPR
并且由如下核苷酸序列编码：
gccctgtgtc gcccgcaggc ggcgcctacg ctgcggagcc ggaggagaac aagcggacgc gcacggcctacacgcgcgca cagctgctag agctggagaa ggagttccta ttcaacaagt acatctcacg gccgcgccgg gtggagctggctgtcatgtt gaacttgacc gagagacaca tcaagatctg gttccaaaac cgccgcatga agtggaaaaa ggaggaggacaagaagcgcg gcggcgggac agctgtcggg ggtggcgggg tcgcggagcc tgagcaggac tgcgccgtga cctccggcgaggagcttctg gcgctgccgc cgccgccgcc ccccggaggt gctgtgccgc ccgctgcccc cgttgccgcc cgagagggccgcctgccgcc tggccttagc gcgtcgccac agccctccag cgtcgcgcct cggcggccgc aggaaccacg atgagaggcaggagctgctc ctggctgagg ggcttcaacc actcgccgag gaggagcaga gggcctagga ggaccccggg cgtggaccacccgccctggc agttgaatgg ggcggcaatt gcggggccca ccttagaccg aaggggaaaa ccc
整个PDX1序列可被用于本发明所述的融合蛋白中。或者，可以使用具有PDX1活性(例如，胰岛素基因转录的调节、PDX1转录的调节、Nkx2.2转录的调节)的PDX1的片段。该片段的非限制性实例为一段含有同源框结构域的肽序列，包括如下序列：
NKRTRTAYTRAQLLELEKEFLFNKYISRPRRVELAVMLNLTERHIKIWFQNRRMKWKKEE
所述PDX1肽可含有不明显影响蛋白质的折叠和/或活性的保守性氨基酸取代；通常为1至约30个氨基酸的小缺失；氨基或羧基末端的小延伸例如一个氨基末端的甲硫氨酸残基；长达大约20至25个残基的小连接肽；或者有利于另一种功能或通过改变净电荷而有利于纯化的小延伸例如多聚组氨酸束、抗原表位或结合结构域。保守性取代的实例在以下氨基酸内发生：碱性氨基酸(精氨酸、赖氨酸和组氨酸)、酸性氨基酸(谷氨酸和天冬氨酸)、极性氨基酸(谷氨酰胺和天冬酰胺)、疏水氨基酸组(亮氨酸、异亮氨酸和缬氨酸)、芳香族氨基酸(苯丙氨酸、色氨酸和酪氨酸)以及小氨基酸(甘氨酸、丙氨酸、丝氨酸、苏氨酸和甲硫氨酸)。通常不改变特定活性的氨基酸取代为本领域已知的，并且例如由H.Neurath和RX.Hill于1979年在The Proteins，Academic Press，New York中记载。最经常发生的交换为：Ala/Ser、Val/Ile、Asp/Glu、Thr/Ser、Ala/Gly、Ala/Thr、Ser/Asn、Ala/Val、Ser/Gly、Tyr/Phe、Ala/Pro、Lys/Arg、Asp/Asn、Leu/Ile、Leu/Val以及它们的反向交换。或者，编码PDX1的核苷酸序列可含有产生沉默的取代、加成或缺失的改变，但不改变所编码的多肽的性质和活性。优选的是由于遗传密码的简并导致的由沉默取代产生的核苷酸变体。
所述融合蛋白或肽可以用重组DNA方法获得。例如，可将编码PDX1的核酸序列或PDX1肽插入到含有编码TAT肽的核酸序列的载体中。在一个具体的实施方案中，TAT序列通过PCR获得，并被插入到例如pET载体或者其他能够表达融合蛋白的蛋白质表达载体中。所述融合蛋白被表达、分离并用本领域已知的方法(例如HPLC和柱色谱)进行纯化。
或者，可以用肽合成有机合成仪，经过固相合成产生所述融合蛋白。其方法是Merrifield固相肽合成(J.Am.Chem.Soc.85，2149-2154(1963))。通过以下方法合成所述肽：在活化后，将α-氨基保护的氨基酸偶联到附着于固体支撑树脂的肽链的氨基末端。合成后，从树脂上切下所述肽，并用试剂例如三氟乙酸(TPA)除去保护基团。通过过滤、离心或用乙醚萃取来从TPA溶液中分离出所述肽，可通过高效液相色谱(HPLC)或其他方法纯化所述肽。
此外，可以制备其他的TAT融合蛋白。例如TAT-PDX1、TAT-Hblx9、TAT-Ngn3、TAT-p48或TAT-Foxa2可用于实施本发明所述的方法。这些融合蛋白可以用上述的方法制备。
胰祖细胞的用途-本发明的胰祖细胞及其组合物可以用于治疗与胰腺功能不全相关的多种疾病。在本文中使用的术语“胰腺疾病”可包括，但不限于胰腺癌、胰岛素缺陷病症(如胰岛素依赖型(1型)糖尿病(IDDM)和非胰岛素依赖型(2型)糖尿病(NIDDM))、丙型肝炎感染、外分泌和内分泌胰腺疾病。
本发明所述的祖细胞可用于产生分化的胰细胞群，以用于部分胰切除(例如切除胰的一部分)之后的修复。同样的，该细胞群可用于再生或填补胰组织缺失，所述缺失是由于胰组织破坏造成的，例如，如胰腺炎等的胰组织破坏，例如由于酶逃逸到胰组织中引起胰组织自溶的病症。胰细胞可被移植到胰或者异位的部位，例如但不限于，肝、门静脉、脾、乳腺、肾或者肠或肠附近。在一个实施方案中，本发明的细胞可以经皮下给药。
给药方法包括将产生胰岛素的分化的β胰岛细胞装入可移植的中空纤维中。这种纤维可以是预先制成的，然后再装入本发明的分化的β胰岛细胞(参见美国专利4,892,538；美国专利5,106,627；Hoffman et al.Expt.Neurobiol.110：39-44(1990)；Jaeger et al.Prog.Brain Res.82：41-46(1990)；以及Aebischer et al.J.Biomech.Eng.113：178-183(1991))，或者可以和用于形成该β胰岛细胞外周聚合物包衣的聚合物共同挤压制成(美国专利4,391,909；美国专利4,353,888；Sugamori et al.Trans.Am.Artif.Intern.Organs35：791-799(1989)；Sefton et al.Biotechnol.Bioeng.29：1135-1143(1987)；和Aebischer et al. Biomaterials12：50-55(1991))。
本发明的细胞可被基因改造以产生一种特定的治疗蛋白。本文所用的术语“治疗蛋白”包括各种生物活性蛋白质，包括但不限于，生长因子、酶、激素、细胞因子、细胞因子抑制剂、凝血因子、肽生长和分化因子。特定的分化的细胞可被改造为具有通常由特定细胞类型表达的蛋白质。在一个具体的实施方案中，胰细胞可被改造以产生消化酶。
可以用本领域的技术人员所熟知的方法构建表达载体，所述表达载体含有连接到合适的转录/翻译调控信号的、编码目标蛋白质的核酸，所述方法在上文有更详细的描述。
本发明的胰祖细胞和组合物、细胞群及培养物可用于测定一种待测试剂是否对胰细胞有毒，测定方法为使本发明的细胞接触合适量的待测试剂，持续足够长时间以检测对该胰细胞的毒性作用，并且确定待测试剂对胰细胞是否具有毒性作用。
从中分化出的胰祖细胞也可用于使动物器官人源化。人羊膜来源的细胞可被类似地移植到另一器官中，例如胰或脑或心脏。该动物器官在移植前可能被除去或未被除去其自身的细胞。
实施例
给出以下实施例是为了向本领域普通技术人员提供如何制备并使用本发明所述的方法和组合物的完整公开内容和说明，并未意图限制发明人所认为的其发明的范围。虽然已经尽力地确保所使用数字的准确性(例如量、温度等等)，但是应该考虑到一些实验误差和偏差。除非另有说明，部分指的是重量部分，分子量为平均分子量，温度为摄氏温度，压强是大气压或者接近大气压。
实施例1：羊膜来源的细胞组合物的制备。
羊膜来源的细胞的回收-用解离试剂PXXIII和胰蛋白酶从初始羊膜上解离出羊膜来源的细胞。羊膜的平均重量范围为18至27g。每g羊膜回收的细胞数量为：用PXXIII解离大约为10-15×106，用胰蛋白酶解离大约为5-8×106。
培养条件-羊膜来源的原代细胞在以下培养基中培养5代：Stemline II+10％FBS、Stemline II+10％拜斯明(plasbumin(pb))、Ultraculture+10％拜斯明(pb)以及DMEM+10％FBS。根据用于原代细胞回收的酶，用1.5千万个细胞/g羊膜、1千万个细胞/g羊膜和5百万个细胞/g羊膜检测每一种培养条件。例如，用PXXIII可获得1.5千万个细胞/g羊膜，而用胰蛋白酶可获得1千万个细胞/g羊膜，而其他的酶产生更小的回收率(5百万个细胞/g羊膜)。
传代-细胞按如下方法传代5次：使细胞在培养瓶上贴壁生长(在组织培养处理的塑料上)。使细胞分裂并生长。用“tryple”(Gibco)使细胞从该塑料上脱落，所述“tryple”是一种非动物来源的GMP级的胰蛋白酶样产品。一旦不再贴壁，就离心细胞，并将细胞沉淀物取出并重悬于含有蛋白质和添加剂(10ng/ml EGF)的培养基中，然后将其再接种至新的培养瓶中。细胞在37℃和5％CO2的潮湿气氛中培养。
结果-结果如下表1所示。以下数据报告的数据为羊膜来源的细胞×106/克羊膜。
表1
初始分离效率 5百万/g 1千万/g 1.5千万/g
Stemline+10％pb 1363 2726 4089
Stemline+10％FBS 1024 2048 3072
Ultraeulture+10％pb 575 1151 1726
DMEM+10％FBS 128 256 384
DMEM+10％pb 391 783 1174
该结果表明，使用添加了拜斯明(pb)或白蛋白的Stemline或Ultraculture时，原代培养物被扩增到比使用以前的方法获得的数量(DMEM和胎牛血清)高至少4倍，并可达10倍的水平。即使是在基础培养基DMEM中使用拜斯明(pb)，也会产生扩增的羊膜来源的细胞组合物，其中的多能细胞与使用含胎牛血清的DMEM的以前方法相比增加了3倍。
另一个观察到的显著的结果是，在含拜斯明的培养基中培养的细胞在传代后呈现球状的表型。当用消化酶将羊膜来源的细胞从组织培养表面移去并重新接种时，羊膜来源的细胞形成不牢固地贴附在培养表面的小细胞簇。其中一些细胞簇完全处于悬浮状态。这些羊膜来源的细胞簇会增殖到细胞簇中存在最多达200个细胞为止。1至5天后，所述细胞簇重新贴附并铺展开以形成贴附单层。这种成簇的表型在每次传代中都能观察到。进一步研究表明，这种成簇发生于含有重组人白蛋白、拜斯明或人血浆蛋白的以下培养基中：OptiPRO SFM、VP-SFM、Iscove′sMDM、HPGM、UltraMDCK、Stemline II和Stemline I、DMEM和DMEM：F12，但不发生在改良的DMEM、Knockout DMEM、293SFMII、Pro293S-CDM、Pro293A-CDM或Ultraculture VP-SFM中。
实施例2：在旋转瓶中于微载体珠上大规模培养羊膜来源的细胞。
方法-使细胞维持在悬浮培养的一项最常见且最老的技术是通过使用旋转瓶。该细胞可以附着到微载体珠(贴壁细胞)或者在完全没有任何表面附着的情况下生长(非贴壁细胞)。在任一种情况下，这些旋转瓶由无菌容器构成，所述无茵容器包括磁搅拌机制使得可以在无菌条件下连续搅拌培养基和细胞。这种连续搅拌促进营养素的扩散，加速培养基的充氧作用，并且消除浓度梯度。所述容器在温度控制的CO2培养箱中进行搅拌。
羊膜来源的细胞是依赖贴壁的上皮细胞类型，这可能会妨碍或阻止它们对纯悬浮系统的适应。尽管羊膜来源的细胞可在悬浮培养中存活，但如果没有任何附着底物，这些细胞的增殖可能不会是最佳的，并且/或者很多悬浮中的细胞可能会进行初步分化。解决这一问题并同时维持使细胞在三维系统中生长的能力的一种方法是在微载体珠上培养细胞。微载体通常为经过表面处理以提高附着性的、较小的(直径30至1000μm)玻璃、聚苯乙烯或葡聚糖珠粒。该微载体提供了这样的优势：具有非常大的供细胞附着的表面积，使得可以在最小体积的培养基中有非常高的密度的培养物。例如，1克干重的普通微载体相当于2000cm2的表面积。细胞培养基中少量的微载体能够支持相当大数量的依赖贴壁细胞的生长。
贴附培养：将自三中不同胎盘分理出的羊膜来源的细胞接种于含有微载体珠的旋转瓶中(贴壁细胞)，或常用的T角型瓶中(静置的贴壁细胞作为对照)，并在37℃下含5％CO2的空气中孵育。细胞和珠粒以每66×106个细胞1g珠粒的比例接种于旋转瓶中。将10×106个细胞接种于每个T角型瓶中。定期地用Guava PCA-96Personal Cell Analyzer(ViaCount package)对细胞计数，并测定活力。用于在该分析中使用的样品可少到20μl。将每ml的细胞总数和成活细胞数对时间作图以保证在培养中，该细胞能够随着时间推移进行分裂并保持活力。
结果-在所有三个实验中，羊膜来源的细胞被证明能够增殖到接种密度的至少1.5倍，因此说明了微载体珠旋转瓶培养法是静置培养的可行替代方法。
实施例3：羊膜来源的细胞组合物的大规模悬浮培养。
将羊膜来源的细胞培养于超低贴附性的组织培养6孔板(Corning)中，培养于多种哺乳动物细胞培养基中。这些培养基的选择是根据它们促进悬浮培养的其他类型哺乳动物细胞的增殖的能力进行的(即293S，Ultraculture，Opti-MEM)。在这些实验中，培养基的添加物包括专属来源的蛋白质，以及EGF(10至20ng/ml)，初步实验表明EGF是羊膜来源的细胞增殖所需的。羊膜来源的细胞以1.3×106细胞/孔的密度接种，使该培养物维持在37℃下含5％CO2的空气中。每两天更换培养基，每周测量细胞数量。初步实验表明羊膜来源的细胞有时在悬浮培养条件下形成较小的漂浮簇。这些细胞簇必须被分散以保证准确的细胞计数，这是通过在计数前将该培养物在胰蛋白酶中孵育5至10分钟实现的。用Guava PCA-96Personal Cell Analyzer(ViaCount package)对细胞计数，并测定细胞活力。用于在该分析中使用的样品可少到20μl。将每ml的细胞总数和成活细胞数对时间t作图以保证在培养中，该细胞能够随着时间推移进行分裂并保持活力。细胞以每孔1.3-1.5×106个细胞的密度进行传代培养。维持培养该培养物直到其停止增殖。对照贴壁培养物被维持在组织培养物处理的6孔板上，以对比贴壁培养和悬浮培养的增殖率。使培养维持在37℃下含5％CO2的空气中。贴壁细胞处于汇合状态时进行传代。在以每孔1.3×106个细胞的密度重新接种前，用胰酶消化贴壁细胞并洗涤。每次传代均测量贴壁细胞的细胞数和活力。用5种不同的供体组织测试培养基以说明组织差异。
结果：在所述5种测试胎盘中，在所有测试条件下有4种在至少20天内表现出至少2倍的增殖，因此说明了非贴壁的静置培养法是微载体珠或贴壁培养瓶培养的可行替代方法。
实施例4：添加生长因子添加剂以促进更广泛的增殖。
在选择好支持在6孔板中悬浮培养的培养基后，测试了多种生长因子添加剂以促进悬浮培养条件下更为广泛的增殖。这些生长因子包括：EGF、IGF-1、IGF-II、αFGF、αFGF-h、βFGF、FGF-4、FGF-8、KGF、SCF、Fsk、SHh、Prog、Wnt-1、CT、VPA。在悬浮培养物中，以各种浓度检测这些因子以及其他已知能促进细胞增殖或减少凋亡或失巢凋亡的因子，以确定它们对增殖的作用。也进行了其他测试以保证这些因子不促进分化或改变该细胞的分泌状况。
实施例5：在无微载体附着的旋转瓶或滚瓶中培养羊膜来源的细胞。
在选择好支持羊膜来源的细胞悬浮增殖的培养基(其中添加或不添加除EGF之外的生长因子)之后，进行了一些实验以评估在搅拌的生物反应器中的细胞增殖。将羊膜来源的细胞接种于旋转瓶中(悬浮细胞；3×105个细胞/ml)。用培养于T角瓶中的贴壁细胞作为对照(贴壁细胞；1.3×105个细胞/cm2)。所有培养物在37℃下含5％CO2的空气中孵育。旋转瓶在使用前用Sigmacote(Sigma-Aldrich)处理，以防止细胞贴附到玻璃上。通过置于磁力搅拌台上搅动该瓶。在II级生物安全柜中，每天从每个旋转瓶中取出细胞样品，并用Guava PCA-96Personal CellAnalyzer(ViaCount package)对细胞计数，并测定细胞活力。多个旋转瓶的使用使得每个实验的每种条件能进行2或3个重复。
旋转瓶系统的一个挑战在于将细胞暴露于旋转叶轮造成的剪力中。旋转瓶的一种更温和的替代是在滚瓶中培养细胞。组织培养处理的滚瓶(1.2L；Corning)用聚2-羟乙基异丁烯酸(Poly-Hema)预处理，以防止细胞贴附。含有30-40×106个羊膜来源的细胞的滚瓶被置于滚瓶装置上(Integra Biosciences)。每两周采集细胞样品，并按照上述方法测定细胞活力和细胞增殖。
实施例6：单克隆抗体的产生。
在一个实施方案中，用先前培养最长达5天，优选地1至2天的羊膜来源的细胞免疫Balb/c小鼠。在该实施方案中，贴壁和非贴壁细胞均从所述培养物中被回收，并用于免疫所述小鼠。在另一个实施方案中，在培养最长达5天，优选地1至2天后，仅回收贴壁细胞并用于免疫小鼠。在另一个实施方案中，在培养最长达5天，优选地1至2天后，仅回收非贴壁细胞并用于免疫小鼠。免疫后四至六周，取脾，并用本领域已知技术将脾细胞与小鼠骨髓瘤细胞系SP2.0-Ag14融合，产生成活的杂交瘤细胞。可以扩增多达1000个杂交瘤，筛选其单克隆抗体的表达，并进一步测试它们对羊膜来源的细胞表面蛋白质标志的特异性反应。抗体样品用流式细胞术进行分析，并且与市售抗体一起被用于识别羊膜来源的细胞上的独特的蛋白质标志。因此，本发明涉及产生本发明所述单克隆抗体的杂交瘤，以及所述单克隆抗体。
实施例7：与羊膜来源的细胞表面蛋白质标志反应的抗体。
与羊膜来源的细胞表面上的羊膜来源的细胞的蛋白质标志反应的单克隆抗体，可用于将所述细胞群分离成羊膜来源的基本上纯化的细胞群，并且可用于表征每种羊膜来源的基本上纯化的细胞群的干细胞特征。本发明所述的单克隆抗体可用于分离所述羊膜来源的基本上纯化的细胞群所特有的干细胞蛋白质标志。该新识别的蛋白质标志可用于分离编码该蛋白的核酸序列。因此，本发明涉及羊膜来源的细胞的独特标志、分离的蛋白质标志、分离的编码该蛋白质标志的核酸以及当转染到哺乳动物细胞(例如CHO、COS等)中时能够表达所述蛋白质标志的表达载体。本发明进一步涉及携带所述载体以用于载体增殖的细菌细胞。
此外，本发明考虑到了使用已知抗体来识别并制备羊膜来源的基本上纯化的细胞群，所述细胞群具有可用于识别所述基本上纯化的细胞群特征的独特的标志组合。这种独特的标志组合可用于分离、表征、纯化或制备具有那些特征的羊膜来源的基本上纯化的细胞群。
文中所述的所有细胞的表征是用新分离的羊膜来源的细胞进行的。本领域技术人员应认识到，所述标志的表达模式会随着培养条件和培养时间而改变。例如，本文所述的在本发明的扩增的细胞群中所得的蛋白质标志表达模式可能与新分离的羊膜来源的细胞中所得的不同。此外，本领域技术人员应认识到细胞接触抗体的顺序对于获得所期望的羊膜来源的细胞群并不是关键性的。表2显示了从一个胎盘的羊膜新分离到的羊膜来源的细胞的FACS分析结果。单独或组合使用的抗体可用于识别、分离、表征或制备羊膜来源的基本上纯化的细胞群。一个优选的实施方案是使用抗CD90和抗CD117抗体来识别、分离、表征或制备羊膜来源的基本上纯化的细胞群。其他用于识别、分离、表征或制备羊膜来源的基本上纯化的细胞群的优选的实施方案包括使细胞接触抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体；使细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体，以及(ii)至少一种选自抗CD140b、抗CD34、抗CD44和抗CD45抗体的抗体；使细胞接触(i)抗CD90和抗CD117抗体，以及(ii)抗CD29抗体；使细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体，以及(ii)抗CD29抗体；使细胞接触(i)抗CD90和抗CD117抗体，以及(ii)抗CD29抗体，以及(iii)一种或多种选自抗CD9、抗CD10、抗CD26、抗CD71、抗CD166、抗CD227、抗EGF-R、抗SSEA-4和抗HLA-G抗体的抗体；使细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体，以及(ii)抗CD29抗体，以及(iii)一种或多种选自抗CD9、抗CD10、抗CD26、抗CD71、抗CD166、抗CD227、抗EGF-R、抗SSEA-4和抗HLA-G抗体的抗体；使细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体，以及(ii)抗CD29抗体，以及(iii)一种或多种选自抗CD140b、抗CD34、抗CD44和抗CD45抗体的抗体；b)使细胞接触(i)抗CD90、抗CD117和抗CD105抗体，以及(ii)抗CD29抗体，以及(iii)一种或多种选自抗CD140b、抗CD34、抗CD44和抗CD45抗体的抗体，以及(iv)一种或多种选自抗CD9、抗CD10、抗CD26、抗CD71、抗CD166、抗CD227、抗EGF-R、抗SSEA-4和抗HLA-G抗体的抗体；并且使细胞接触一种或多种选自抗CD90、抗CD117、抗CD140b、抗CD34、抗CD44和抗CD45抗体的抗体；以及一种或多种选自抗CD29、抗CD9、抗CDIO、抗CD26、抗CD71、抗CD166、抗CD227、抗EGF-R、抗SSEA-4和抗HLA-G抗体的抗体。
表2
表3显示了可用于实施本发明所述方法的抗体的获得来源。
表3
实施例8：富集的羊膜来源的细胞群的制备。
可通过各种方法利用表达于细胞表面的羊膜来源的细胞的蛋白质标志来富集表达这些蛋白质标志的羊膜来源的细胞群。这些方法可包括阳性选择，例如使样品细胞通过含有抗蛋白质标志抗体的柱子，或者使细胞与缀合针对蛋白质标志的抗体的磁珠结合，或者在包被有抗蛋白质标志的抗体的平板上淘洗细胞并收集结合的细胞。或者，将单细胞悬浮液暴露于一种或多种可与羊膜来源的细胞的蛋白质标志免疫特异性结合的荧光标记的抗体中。将羊膜来源的细胞与合适的一种或多种抗体孵育后，用缓冲液洗涤细胞以去除任何不结合的抗体。然后，可以用例如Becton Dickinson FACStar流式细胞仪，通过荧光激活细胞分类术(FACS)分选表达所述蛋白质标志的羊膜来源的细胞。为了富集表达目标蛋白质标志的细胞群，可对细胞进行多轮FACS分选。
此外，未在羊膜来源的细胞的表面表达的蛋白质标志也可以用于富集不表达这些标志的羊膜来源的细胞群。这类方法可包含阴性选择方法，例如使样品细胞通过含有抗蛋白质标志抗体的柱子，或者使细胞与缀合针对蛋白质标志的抗体的磁珠结合，或者在包被有蛋白质标志抗体的平板上淘洗细胞，并收集不结合的细胞。或者，将单细胞悬浮液暴露于一种或多种可免疫特异性结合蛋白质标志的荧光标记抗体中。将细胞与合适的一种或多种抗体孵育后，用缓冲液洗涤所述细胞以除去任何不结合的抗体。然后，可以用例如Becton Dickinson FACStar流式细胞仪通过荧光激活细胞分类术(FACS)分选表达所述蛋白质标志的细胞，并移除这些细胞。然后收集剩余的不结合所述抗体的细胞。为了富集不表达目标蛋白质标志的细胞群，如上所述，可对细胞进行多轮FACS分选。
可用于产生该富集的羊膜来源的细胞群的抗体的非限制性实例包括：抗CD10、抗CD26、抗CD71、抗CD166、抗CD227、抗EGF-R、抗SSEA-4和抗HLA-G抗体。
或者，通过除去不想要的细胞，抗体可用于产生富集的羊膜来源的细胞群(即，通过使抗体缀合到珠粒上，并将该珠粒添加到含有异源的羊膜来源细胞群的培养皿中，使得异源细胞群中表达该抗体所针对的标志的细胞能结合到珠粒上，从而将它们从不表达该标志的细胞群中移除)。可用于该方法的抗体的非限制性实例包括：抗CD140b、抗CD34、抗CD44、抗CD45、抗CD90、抗CD105和抗CD117抗体。
实施例9：单克隆抗体库。
为构建一个“单克隆抗体库”，可能要选出一个具有多种单克隆抗体的集合，所述抗体识别并分离特定的细胞群，所述细胞群决定了本发明的羊膜来源的细胞群具有多能细胞活性特征。所述单克隆抗体群可以和胎盘组织、胎盘来源的细胞悬液，或者胎盘来源的细胞培养物进行反应。与所述单克隆抗体集合反应的细胞可用本领域已知的方法识别和分离，例如FACS。因此，本发明涉及一个用于形成单克隆抗体库的单克隆抗体集合。
实施例10：羊膜来源的细胞组合物在伤口愈合中的用途。
方法。将从表皮分离得到的角质形成细胞细胞系(ATCCCRL-1555)以每孔0.3×106个细胞的密度接种于6孔板上。待细胞生长直至汇合后，将其接种于无血清条件中培养48小时。在每个孔中，用一个1ml移液器吸头从孔的表面向底端在汇合的单层细胞上制出划痕或伤口。在第0、24、30和48小时给该划痕拍照，以测定对每个孔中所添加的条件培养基作出响应的细胞迁移或伤口闭合的百分数。所测的条件为下述培养基的0％、50％和100％：1)非条件培养基(对照，0％)；2)从以1：3的比例常规传代的羊膜来源的细胞所得的条件培养基；3)由从不传代的羊膜来源的细胞获得的条件培养基；4)从ATCC细胞培养基中培养的羊膜来源的细胞获得的条件培养基；以及5)从在ATCC细胞自身的培养基中培养的ATCC细胞获得的条件培养基。使用相位显微镜和MetaMorph成像软件在每个时间点取对每个划痕进行大约6次微米级测量。通过将第24、30和48小时的每个伤口的宽度与在第0小时的伤口初始宽度对比，计算愈合百分数。
结果。获自羊膜来源的细胞的条件培养基(CM)显示出，与对照相比其细胞迁移或划痕愈合有明显的增加。而来自其他细胞类型的CM没有显示出这种增加。在来自羊膜来源的细胞的CM中生长的细胞是唯一的显示出在24小时前划痕完全闭合的条件。来自以1：3比例传代的细胞的、浓度为50％(CM/非CM)的CM产生了最佳的结果。这些结果表明，来自羊膜来源的细胞的CM的成分具有增加细胞迁移或伤口愈合的性质。
实施例11：羊膜来源的细胞、条件培养基以及溶胞产物加速上皮重新形成、胶原合成以及组织拉伸强度的恢复。
以下实验用于评价羊膜来源的细胞、羊膜来源的细胞的条件培养基或羊膜来源的细胞的溶胞产物的应用能否：1)加快上皮重新形成的速率，2)在伤口层加快胶原合成和沉积，以及3)加速组织拉伸强度的恢复；并且说明了干细胞的移植应具有相同的性质。该实验还用于评价移植的羊膜来源的细胞是否能掺入到表皮和真皮组织，包括囊泡、腺体和血管。
动物模型：初始的研究总共使用了90只大鼠，将其分为以下各组(5个处死时间点、每个处理组3只动物、每个时间点6个组)，表4。
表4
在每只动物上形成2个背侧的、全层切口性伤口，整个研究总共有180个伤口，其中每个时间点每组6个伤口。
皮肤伤口-用一个一次性打孔活组织检查器(直径为6mm)在背侧中线每侧制成一对伤口。这些伤口全层穿透表皮和真皮。在损伤后立即用以下方式处理伤口：不处理(对照)、载体(用非条件培养基饱和处理的10mm Gelfoam海绵)、条件培养基(用羊膜来源的细胞的条件培养基饱和处理的10mm Gelfoam海绵)、透明质酸载体(0.1ml Hylan A凝胶，Genzyme Corporation)、透明质酸+荧光(CM-DiI染料，Molecular Probes，Eugene Oregon)标记的羊膜来源的细胞(106个细胞/伤口)或者透明质酸+羊膜来源的细胞溶胞产物(来自106个细胞/伤口)(见以上表5)。整个背部皮肤用无菌敷料涂敷(Tegaderm，3M，Minneapolis，MN)，用一种生物相容性粘合剂(Mastisol，FerndaleLaboratories Inc，Ferndale，MI)密封。前三个处理组的伤口在形成伤口过后的第2、3、4和5天用同样的方法再次处理。在第5次伤口处理后，不再处理伤口直到笫7天；此时移去Gelfoam以及无菌敷料，使该伤口在暴露于周围环境中进行愈合。后三个处理组的伤口一直不受干扰，直至动物被处死。
成像和临床评价：在损伤后的第1、2、3、4、5、7、14和21天，由两名不知情的观察人员评价所述180个伤口样品各自的伤口愈合程度。确定以下参数：止血、伤口收缩、上皮重新形成和炎症。对每个处理组的代表性伤口样品进行数码照相，并保存以备后续分析。
组织分析：根据以上时间表，在用氯胺酮/赛拉嗪(xylazine)深度镇静后，通过戊巴比妥钠和苯妥英钠的心内给药将动物无痛处死。用无菌技术取下背部皮肤，并且每个伤口被单独地解剖和分离。每个伤口的一半用于拉伸强度测量，另一半则进行包埋用于冷冻切片和成像分析。
张力测定法：用张力测定法分析来自第7、14知21天实验组的伤口样品。修剪冷冻样品以除掉与活组织一起被带出的皮下脂肪和任何肌肉，并将冷冻样品分成4至5个样本，以测量拉伸强度。用测径器测量每个样本的横截面积。然后将所述样本夹到张力计中，并且施加作用力直至该皮肤被撕裂开。用计算机记录测量结果，并且用以下公式计算拉伸强度：最大张力计读数(单位转化为g)除以横截面积(平方毫米)＝拉伸强度(g/mm2)。结合来自一个伤口的每个样本的结果从而确定平均的TS/伤口(每个伤口的拉伸强度)。用TS/皮肤(来自对侧的未损伤的皮肤的拉伸强度)将这个值标准化；TS/伤口除以TS/皮肤＝相对TS/伤口。将每个时间点的每个组的相对TS/伤口列表，并用Excel数据库软件(Microsoft Office2000)计算平均值和标准差。
显微分析：用O.C.T.(Miles，Inc.，Elkhart，IN)包埋组织样品并在-23℃下将其恒冷切片成为大约10μm厚的切片。将薄切片固定到载玻片上，在-70℃下保存于防潮玻片盒中。用标准技术对有代表性的玻片进行处理以用于结缔组织成分的免疫组织化学鉴定。用苏木精和伊红染色确定该损伤粘膜的整个组织学形态。用Masson三色染色发测定伤口中胶原的存在。用天狼星红偏振光法(Picrosirius-polarization)分析胶原纤维构成。通过测量伤口层中存在的荧光总量来半定量地分析伤口层中的荧光标记的干细胞的移植和存活情况。记录并分析细胞的定位。
测定对伤口上皮重新形成速率和真皮胶原沉积和构成的影响。用特异性标志分析上述每一项内容以及伤口愈合过程的其他成分。将活的羊膜来源的细胞移植到真皮伤口层，以期能引起：1)干细胞分化并移入多个皮肤层中，并且2)多种干细胞因子的连续受控释放。
结果一本实验的结果如下表5所示。
表5
如表5所示，用羊膜来源的细胞的条件培养基进行的伤口处理显示出：到第5天收缩肉芽形成增加，到第14天伤口更小，收缩更强及出现愈合。此外，与对照相比，该伤口呈现出更快的上皮重新形成和血管生成速率。在整个实验过程中，胶原的合成与沉积以及组织拉伸强度的恢复都没有改变。用羊膜来源的细胞进行的伤口处理显示出：在较早的时间点重新形成上皮和生成血管，并且呈现出胶原沉积及构成。没有检测到移植的细胞。在临床观察中没有观察到基于目视检查的区别(发红、肿胀、大小等)，在实验过程中，也没有看到组织拉伸强度恢复的改变。
实施例12：在条件培养基和非条件培养基样品中检测细胞因子。
羊膜来源的细胞除了具有多潜能性以外，也可能在炎症反应中起重要作用。在伤口愈合的早期，趋化因子和细胞因子调节炎症细胞的趋化和激活。生长因子在调节细胞增殖、分化和细胞外基质合成中起主导作用。羊膜上皮细胞已被证明能分泌多种细胞因子和生长因子。这些因子包括：前列腺素E、PDGF、TGF-α、EGF、IL-4、IL-8、TNF、干扰素、激活素A、头蛋白、b-FGF、血管生成因子和其他神经保护因子(Koyano，S.，et al.，(2002)Dev Growth Differ44，103-12；Blumenstein，M.，et al.，(2000)Placenta21，210-7；Tahara，M.，et al.，(1995)J ClinEndocrinol Metab80，138-46；Paradowska，E.，et al.，(1997)Placenta18，441-6；Denison，F.C.，et al.，(1998)Hum Reprod13，3560-5；Keelan，J.A.，(1998)Placenta19，429-34；Sun，K.，et al.，(2003)J Clin EndocrinolMetab88，5564-71；Uchida，S.，et al.，(2000)J Neurosci Res62，585-90)。
这些细胞因子中有很多与伤口愈合相关，并且其中一些已被确认有助于胎儿的无瘢痕愈合(Robson，M.C，et al.，(2001)Curr Probl Surg38，72-140；Ferguson，M.W. et al.，(2004).Philos Trans R Soc Lond B BiolSci359，839-50)。
为了确定这些细胞因子有哪些可以由本发明的羊膜来源的细胞分泌，从细胞培养物中分离出的、来自羊膜来源的细胞的条件培养基，所述细胞培养物以大约每cm240,000个细胞的密度接种到组织培养处理的培养瓶中。将细胞培养于添加了10ng/ml EGF的专用无血清培养基中。在生长过程中，每2天更换培养基。当细胞达到接近汇合后(分离后的大约1至2周)，加入新鲜培养基，三天后收集条件培养基并在-80℃保存以备后续分析。
通过用于多蛋白质检测的抗体阵列(RayBiotech，Norcross，GA，使用了人细胞因子抗体阵列V、VI和VII)分析条件培养基中的分泌蛋白质含量。被分析的样品如下表6所示：
表6
1.完全非条件培养基+拜斯明
2.完全非条件培养基+EGF(无拜斯明)
3.来自胎盘1的条件培养基+拜斯明
4.来自胎盘1的条件培养基(无拜斯明)
5.来自胎盘2的条件培养基+拜斯明
结果-表7给出了本实验的结果
表7
实施例13：羊膜来源的细胞/成纤维细胞共培养。
已有文献报道称，在某些条件下，当ES细胞与成纤维细胞共培养时，ES细胞被诱导分化为角质形成细胞样细胞。为了确定羊膜来源的细胞与成纤维细胞共培养将对羊膜来源的细胞具有何种作用，进行了如下实验：3.3×106个羊膜来源的细胞与0.4×106个成纤维细胞在IV型胶原包被的T25培养瓶中共培养3、5、10、15和25天。
结果-当用胰蛋白酶样的酶Tryple(Invitrogen)处理时，羊膜来源的细胞培养物以及成纤维细胞培养物都能以单细胞悬浮物的形式各自单独地释放出细胞。然而，当用Tryple处理羊膜来源的细胞/成纤维细胞共培养物时，所述细胞是以片层状而非单细胞悬浮物的形式从经处理的培养表面解离下来。此外，所述片层非常稳定，并且对酶和机械破坏作用具有一定程度的抗性。
理论认为，当需要进行真皮类型的移植时，这些片层可能适于用作伤口敷料。随着目前已证实的在二尖瓣复苏、吸入性损伤的处理、烧伤脓毒症的控制以及对代谢亢进反应的认识等方面获得的成功，使用适用的体被进行烧伤早期切除术和伤口快速闭合成为了一种治疗上的需要。在较小的表面区域烧伤中，这可通过自体皮肤移植来完成。对于部分或全层的大的表面区域烧伤，至今还没有一种完全令人满意的解决方案。皮肤上皮的自体移植物可以利用患者皮肤生长并可大量扩增至覆盖整个身体。不幸的是，缺少真皮造成长期的易破裂性以及明显的瘢痕化，因此，很多人认为“真皮”和上皮一样是必需的。
涉及假设的真皮替代物或新型真皮的最新产品(例如Integra、Alloderm、Transcyte、Apligraf和Dermagraft)已经尝试着解决这个问题。然而，所有这些“皮肤”替代物具有价格昂贵以及对感染的抗性比自体移植物更低的问题。如果烧伤不能进行令人满意的快速可靠的伤口闭合，则伤口会长期停留在愈合的炎症期，导致产生大量的瘢痕。
Robson等人(Robson，M.C，and Krizek，T.J.(1973)Ann Surg177，144-9.)报道了在实验烧伤和临床烧伤(部分或全皮层)治疗中使用人羊膜所取得的成功。人们认为，使用羊膜的治疗中所见的部分效果归因于一种或多种刺激伤口愈合的体液物质。这些观察结果要早于目前对细胞因子和生长因子的认知之前。最近已经尝试使用重组的生长因子和生长激素来产生更快速的烧伤愈合。由于存在病毒传播性疾病的风险，羊膜显示出了其不实用的方面。然而，那些早期实验的观察结果以及新的知识支持了这样一种可能性，即羊膜来源的细胞的多潜能性，及其现已被证明的细胞因子和其他可刺激伤口愈合的体液物质的蛋白质分泌特性，可能有助于烧伤的快速早期闭合。
实施例14：羊膜来源的细胞的条件培养基在急性伤口愈合的动物模型中的作用。
用急性切除性肉芽伤口的动物模型评价羊膜来源的细胞的条件培养基对于伤口愈合的作用。
方法：急性切除性肉芽伤口模型：将20只重250-300g的雄性Sprague-Dawley大鼠用氯胺酮(40mg/kg)、赛拉嗪(10mg/kg)和乙酰丙嗪(0.75mg/kg)麻醉。麻醉后，将每只动物的背部脱毛，并且用一个铜模板在该皮肤上描记4个中线对称的区域(1.5×1.5cm)。然后通过切透标记区域的皮肤和脂膜肌产生4个伤口。将动物分成以下5组(表8)：
表8
组号 实验条件
I 条件培养基，非感染
II 非条件培养基，非感染
III 条件培养基，感染
IV 非条件培养基，感染
每72小时，用醋酸盐片层对开放的伤口区域和所有伤口在行进中的全层边缘进行类似描记。为消除在伤口中的位置相关的差异性，只测量最接近尾端的三个伤口来用于统计学分析，这是因为已经表明最接近头端的伤口已经被证明具有不同的愈合特征。用数字面积法计算伤口面积(Sigma Scan；Jandel Scientific，Corte Modera，CA)。每周对每个组的一个亚组的伤口进行定量的细菌分析，并用CFUs/g组织表示。
通过目视检查确定每只动物的所有四个伤口完全上皮化之后，将动物无痛处死，并且取下带有肉膜的大鼠的整个背部。收集垂直于每个所得瘢痕的1cm宽的皮肤条带用于分析断裂强度。采用具有5kg张力传感器(load cell)的Instron张力计(Model No.4201；Instron Corp.，Canton，MA)和10mm/min的十字头速率。断裂强度定义为使瘢痕破裂所需的力，以千克为单位。
结果-条件培养基的使用克服了细菌引起的对伤口愈合的抑制作用，并且将受污染的伤口中的愈合曲线转变为接近正常的愈合曲线(图2)。
实施例15：羊膜来源的细胞在慢性伤口愈合的动物模型中的作用
方法：慢性肉芽伤口模型：将20只重300-350g的雄性Sprague-Dawley大鼠用氯胺酮(40mg/kg)、赛拉嗪(10mg/kg)和乙酰丙嗪(0.75mg/kg)麻醉。麻醉后，对每只动物的背部进行刮毛和脱毛。通过浸入沸水中，生成30cm3大小的全层背部烧伤。使大鼠冷却15分钟后，感染组的动物被接种5×108的大肠埃希氏茵(Escherichia coli)(ATCC#25922)。所述大肠埃希氏茵是从新鲜的18小时肉汤培养物中获取的，通过反接种(backplating)确定接种量。将动物分为8个相同的均含5只动物的组，用于在第5天的焦痂切除术后进行不同处理。
这些动物被单独地关在笼子里，并任意地给食物和水。烧伤后5天，从被麻醉的动物上切除焦痂，产生慢性的肉芽伤口。先前已经将这些伤口的组织学特征与人肉芽伤口进行了对比。所述伤口用与上述表9所述的相同的实验组进行处理。在伤口描记或活组织检查之前无损伤地除去任何形成的干的渗出物。每72小时将伤口的轮廓描记到醋酸盐片层上，并用数字面积法计算伤口面积。只注意记录行进的全皮层边缘而非任何行进的上皮边缘。这样就避免了光滑的、粉色的、半透明的无毛的新上皮的较小的行进部分。将一系列测量的面积对时间作图。每只动物的数据拟合一个Gompertz方程(通常r2＝0.85)。用这条曲线估算伤口半衰期。用生命表分析和Wilcoxon秩检验来进行组间对比。用SAS进行统计学分析(SAS/STAT Guide for Personal Computers，Version6Edition，Cary，NC，1987，p.1028)。
实施例16：羊膜来源的细胞在伤口愈合的两种动物模型中的作用。
上述实施例14和15中所述的两种肉芽伤口的动物模型被用于评价羊膜来源的细胞在伤口愈合中的作用。实验组如以下表9所示：
表9
组号 实验条件
I 非污染的对照(只有PBS)
II 污染的对照(PBS+细菌)
III 用细胞处理的非污染的
IV 用细胞处理的污染的
实施例17：羊膜来源的细胞促进深部伤口完全再生的能力。
设计实验，以通过重建包括骨、肌肉、软骨、皮肤和神经组织等所有必需组织，来促进深部伤口的完全再生。最初，设计了体外实验以确定羊膜来源的细胞能否分化为所有目标细胞。用如先前所述方法培养羊膜来源的细胞。间充质干细胞(Cambrex，Rutherford，NJ)将被用作分化实验的对照。MSC将以每cm25,000至6,000个细胞的密度接种并培养于间质充干细胞生长培养基(MSGM，Cambrex，Rutherford，NJ)中。
骨形成：一旦细胞汇合，就将生长培养基(DMEM、10％FBS、1％青霉素/链霉素)换成成骨分化培养基(Shi，Y.Y.，et al.，(2005)PlastReconstr Surg 116，1686-96.)(DMEM、10％FBS、1％青霉素/链霉素、250μM抗坏血酸-2-磷酸、10mMβ-磷酸甘油、2.5μM视黄酸)。每2至3天更换成骨分化培养基。培养7天后，在平行双孔孔中评价脂肪来源的间充质细胞的碱性磷酸酶活性。用碱性磷酸酶染色试剂盒(Sigma)，按照制造商的建议进行碱性磷酸酶染色。实验重复3次。在平行双孔中进行Von Kossa染色以评价细胞使细胞外基质矿化并形成骨节的能力。细胞在分化培养基条件下在平行双孔中培养21天后，对细胞进行染色。细胞在中性缓冲的福尔马林中固定30分钟，在紫外光照射下在1％的硝酸银水溶液中孵育15分钟，用5％的硫代硫酸钠染色2分钟，最后用1％的Safranin O复染10分钟。此外，在平行双孔中用CalciumReagent Set(Biotron Diagnostics，Hemet，CA.)通过生物化学的比色测定法测定细胞外基质中的钙浓度。
脂肪形成：羊膜来源的细胞和MSC在脂肪形成分化培养基中培养3天(Shi，Y. Y.，et al.，(2005)Plast Reconstr Surg 116，1686-96.)(DMEM、10％FBS、1％青霉素/链霉素、10μg/ml胰岛素、1μM地塞米松、0.5mM甲基黄嘌呤、200μM吲哚美辛)，然后换用脂肪细胞维持培养基再培养2天(DMEM、10％FBS、1％青霉素/链霉素、lμg/ml胰岛素)。在脂肪形成培养基中培养5天后，在平行双孔中进行油红O染色以测定脂肪形成的分化作用(根据胞内油脂小滴存在情况进行判断)。细胞在10％的中性缓冲的福尔马林中固定30分钟，然后在37℃在60％的油红O溶液中孵育30分钟。实验重复三次。
软骨形成：羊膜来源的细胞和MSC在标准的非分化条件下培养，然后收集细胞，重悬为1×107细胞/ml的浓度。取10μl小滴置于培养皿上，在37℃下使其粘附到基底上2小时。然后在细胞团块周围小心加入软骨形成培养基(DMEM、1％FBS、1％青霉素/链霉素、37.5μg/ml抗坏血酸-2-磷酸、ITS预混剂(BD Biosciences)、10ng/mlTGF-B1(Research Diagnostics，Inc.，Flanders，NJ)(Malladi，P.，et al.，(2006)Am J Physiol Cell Physiol290，C1139-46.)。将微团在含4％蔗糖的4％低聚甲醛中固定15分钟，用最佳切削温度(O.C.T.)化合物包埋。将10μm的冷冻切片固定在载玻片上，并用苏木精、伊红和阿辛蓝(alcain blue)染色。根据以下方法进行免疫组织化学分析。室温下将切片封闭30分钟，并与第一抗体在4℃下孵育过夜(抗II型胶原，SantaCruz Biotechnology，Santa Cruz，CA)。接下来进行第二抗体孵育(VectorLabs，Burlingame，CA)，室温下用ABC试剂(Vector Labs，Burlingame，CA)标记8个切片10分钟。用DAB处理每个切片上，并用苏木精复染。
骨骼肌形成：按照先前所述方法培养羊膜来源的细胞MSC。通过在生肌培养基(培养基添加有5％马血清、0.1μM地塞米松和50μM氢化可的松)中培养细胞最长达6周时间来诱导骨骼肌的分化(Gang，E.J.，et al.，(2004)Stem Cells22，617-24.)。通过FACS检测MyoDl、肌细胞形成素和肌球蛋白重链(MyHC)来分析肌形成分化作用。为进行FACS检测，将细胞解离下来，并依次用第一抗体(人抗MyoD和抗肌细胞形成素抗体；Becton Dickinson)以及缀合FITC的第二抗体(FITC-大鼠抗人IgG1；Becton Dickinson)染色。用2％甲醛固定细胞直至用FACS分析。为检测胞内蛋白质MyHC，在用鼠抗肌球蛋白第一抗体(快速，Sigma)和缀合FITC的第二抗体染色之前，先在-20℃下用冷甲醇/PBS透化细胞2分钟。
实施例18：对增加的伤口强度和急性伤口障碍预防的评估。
本发明的一个目的是通过用来自羊膜来源的细胞的条件培养基处理急性伤口，从而降低外科手术伤口障碍的发病率，并使外科手术伤口的结果最佳化。关注的焦点是外科损伤之后的体内肌肉、筋膜和皮肤的伤口愈合。分离伤口成纤维细胞以测量在体外来自羊膜来源细胞的可溶性介质对成纤维细胞功能修复的作用。
方法：雄性Snrague-Dawley大鼠用于所有实验刮去腹侧的腹壁毛，并用酒精和无菌水清洗该部位。在腹侧中线旁侧2em处制成一个6cm的全层皮肤切口，然后划出4cm宽的矩形皮肤片并将其揭过无血管筋膜前平面，暴露白线。在假手术组大鼠中，这个皮肤片被放回原处并用4-0聚丙烯线(Prolene)缝合。在实验组大鼠中，穿过腹壁肌肉层的中线(白线)制成一个5cm的分离的剖腹术切口。所述腹侧腹壁皮肤片模型的设计使得剖腹术愈合能够独立于表面的皮肤伤口。在机械完整伤口组中，用3-0聚丙烯缝线以0.3cm的缝合宽度和每针间0.5cm的距离修复剖腹术。在伤口末端将缝线打结。这种模型的经验预示了100％的完整伤口愈合率。在疝伤口组中，所述剖腹术切口不进行缝合。在破裂伤口组和疝伤口模型中，所述皮肤片被原位缝合，作为防止腹部器官外置的悬带。已经发现使用这些模型的死亡率小于1％。在加热垫上恢复30分钟后，所述大鼠被放回各自的笼中。任意地供应食物和水。每天观察所有大鼠，并每周称重。关于这些模型的经验预示：到手术后第28天，完整伤口的大鼠的剖腹术切口全部愈合，而破裂伤口的大鼠全部继续形成切口疝。
每个时间点使用5只大鼠来产生5个不同的成纤维细胞系，用于所述四种剖腹术类型的每一种。在手术后第1、7、14、28和60天进行尸体剖检。在破裂伤口组中，在手术后第3天伤口破裂时重新定义第0天。从每只无痛处死的大鼠切除整个腹侧的腹壁，并将肌肉层与皮肤分离开。仔细观察每个腹壁的腹膜和皮下(腹侧)表面是否存在剖腹术伤口破裂和疝出。切口疝被定义为至少2cm的肌筋膜分离，和/或腹部内容物明显的跨腹壁疝出。垂直于白线轴提取活组织。来自每只大鼠的活组织立即在液氮中快速冷冻，用于后续的胶原和整合素表达的RNA分离和实时PCR测量。来自每只大鼠第二个毗邻的活组织立即在10％的缓冲福尔马林中固定，用于后续的石蜡固定以及伤口结构、成纤维细胞形态、炎症反应、血管生成和细胞外基质形成的免疫组织化学分析。最后一个伤口活组织被置于PBS中(参见以下方法)。来自原代的第一代成纤维细胞(primary，first pass fibroblast)培养物被用于测量体内的成纤维细胞的增殖、胶原合成和成纤维细胞盘居的胶原基质的收缩，和之后的体外机械应变控制模式。
用以下方法测试该模型中伤口强度的快速获得。将动物随机分成12组(每组10只)。在实验设计1和2中，三种动物模型中(假剖腹手术、愈合剖腹手术和疝)，每种都用羊膜来源的细胞的条件培养基(其中含有羊膜来源的细胞的体液产物)的四种实验条件进行处理(未处理的、羊膜来源的细胞培养基对照(0％所述条件培养基)、50％的羊膜来源的细胞的条件培养基和100％的羊膜来源的细胞的条件培养基)。实验组如表10所示。在形成伤口前，将100IU的培养基送递到剖腹术肌筋膜和皮肤切口部位。这被定义为简单激发，它并且确定了这是用于将液体生长培养基送递到外科手术切口部位的可靠和有效的方式，对于该模型，已有丰富的经验。随时间从愈合中的伤口分离出成纤维细胞，并测定羊膜来源的细胞的培养基对增殖和体外胶原基质收缩的影响。
表10
肌筋膜(剖腹术)和皮肤切口拉伸强度大鼠被随机选出并在剖腹术后一系列时间点用过量的戊巴比妥(100mg/kg i.p.)无痛处死。整个腹侧腹壁被切除，并将肌筋膜层与皮肤分离开。仔细检查伤口愈合的界面，确认是否存在急性障碍(开裂)或初步切口疝形成，定义为在手术后7天(POD7)时或之后筋膜缺损大于2mm。除去筋膜和皮肤缝合。以垂直于伤口愈合界面的方向，从每个腹壁取下大写字母“I”形状的两个肌筋膜和皮肤条带。用剪切模板标记该腹壁以使样本的大小差别最小。所述腹壁肌筋膜和皮肤条带被标记并保存于PBS中直到进行张力测量机械分析。取出肌筋膜伤口(剖腹术)和皮肤伤口的活组织，并立即在液氮中快速冷冻，用于生化分析或在福尔马林中固定以进行组织学分析。
所述腹壁筋膜和皮肤条带的机械测试在尸体剖检的6小时内进行。用Digimatic测径器(Mitutoyo American Corp.，Chicago，IL)测量样品的宽度和厚度。每个样品被施加拉力以致开裂，此时收集拉力-伸展数据。使用配备50牛顿静力传感器的Instron张力计(Model5542，InstronCorporation，Canton，MA)以每分钟10mm的十字头速度产生拉力伸展曲线。用气动抓紧器将样品固定到负载框(load frame)中，预施加0.1牛顿的力，并测量手柄间的量规长度。所述负载框向缝线修复的伤口垂直施加拉力负荷，直到发生机械性组织破裂。记录每个样本伤口开裂的解剖学位置。同时记录作用力和组织变形的数据，并将数据采集到计算机上，所述计算机通过一个数字接口卡连接到所述负载框。用Merlin材料测试软件包(Instron Corporation，Canton，MA)进行数据分析。
来自伸展作用负荷加载的数据被用于确定以下临床上重要的生物力学性能：断裂强度-机械断裂的最大负荷(Fmax)(牛顿)；拉伸强度-每单位面积的样本产生的最大压力，以Fmax/横截面积计算(N/mm2)；韧性-在拉力作用下该样品吸收的能量，以从开始到机械开裂过程中拉力伸展曲线下总面积计算(焦耳)；伸张度-在负载的作用下的该组织长度的增加，定义为机械开裂的样本长度减去初始长度(mm)；劲度(stiffness)-拉力伸展曲线的线性弹性区域的斜率(N/mm)。
暂时的基质结构、成纤维细胞迁移、炎症应答和伤口血管生成的组织学分析被用于比较用H&E和用三色染色的组。用特异性抗大鼠I和III型胶原的抗体测量伤口胶原形成的密度(Chemicon International，Inc.，Temecula，CA)。测量每个时间点对伤口的细胞侵润作用，即测量使用显微镜由不知情的观察人员观察到的三个高倍视野中的平均细胞数量。此外，用UMAX Astra1200S扫描仪将组织样品数字化，并用计算机软件Adobe PhotoShop5.0版本进行分析。用Students t检验(SigmaStat，Jandel)对比胶原染色的细胞差异和密度差异。
如先前所述，从大鼠或人剖腹术伤口或切口疝收集样品，将其置于无菌的50mL锥形管(Corning，Corning NY)中的冷PBS中，并置于冰上。每个样品被切成小片并在室温下置于无菌的直径6cm的培养皿(Falcon，Franklin Lakes NJ)中45分钟，所述培养皿中含有0.1％胶原酶的PBS溶液。这期间，用组织培养吸量管多次研磨组织和细胞。将该溶液倒入无菌的50mL锥形管中，以800rpm离心6分钟。在PBS中的胶原酶被吸走，将剩下的细胞和浸渍的组织沉淀复溶于15mL完全生长培养基中，所述完全生长培养基由以下成分组成：添加有10％新生牛血清(GIBCO，Grand Island NY)的低葡萄糖DMEM(GIBCO，Grand Island NY)、25μg/mL艮他霉素(GIBCO，Grand Island NY)和0.375μg/mL两性霉素B(Sigma，St.Louis MO)。将细胞转移到无菌的T75培养瓶(Corning，Corning NY)中并置于37℃，5％CO2的培养箱中。一旦细胞达到10-15％的汇合度，并且用5X物镜的倒置显微镜可观察到至少6个集落时，就每两天更换完全生长培养基。进行标准的细胞角蛋白、α平滑肌肌动蛋白、波形蛋白和van Willebrand因子染色以准确鉴定细胞为成纤维细胞。
一旦细胞达到汇合，就以1∶2比例进行传代。除去培养基并用10mL的HBSS(GIBCO，Grand Island NY)清洗细胞层。在37℃下，用10mL0.05％的胰蛋白酶和0.53mM EDTA(GIBCO，Grand Island NY)消化细胞4至6分钟。用10mL完全生长培养基抑制胰酶作用。将细胞倒入无菌的50mL锥形管中并以600rpm离心5分钟。除去上清液，将细胞沉淀重悬于完全生长培养基中。将细胞分入培养瓶中，得到最终传代浓度为1∶2。如上所述，用胰酶消化细胞并离心，并复溶于4mL含40％新生小牛血清的DMEM中。将此溶液分入四个2mL的冷冻管(Corning，Corning NY)，每管加入1mL冷的溶于DMEM的20％的DMSO(Fischer，Fairlawn NJ)。将冷冻管置于含有异丙醇的容器中，在-80℃冰箱中以1℃/min的速度冷冻。当完全冷冻后，将其转移到液氮中保存。
从液氮中取出一个冷冻管并迅速在温乙醇中解冻。将其内含物置于含有20mL温热的完全生长培养基的50mL锥形管中，以600rpm离心5分钟。除去上清液，将细胞沉淀复溶于15mL温热的完全生长培养基中。将细胞接种于T75培养瓶中。用MIT比色测定通过测量线粒体活性评估该成纤维细胞的活力。
使用由胶原、纤维蛋白和纤连蛋白形成的体外的蛋白质基质(FPCL's)。根据制造商(Upstate Biotechnology，Lake Placid，NY)所述方法制备胞外基质蛋白质网格(protein lattice)。将所述凝胶在4℃孵育24小时。对所述成纤维细胞进行计数，并将细胞数调整到1×105个细胞/ml。将10万个第一次传代培养的成纤维细胞添加到每个预制的3.5cm网格中。所述网格在37℃，5％CO2中孵育，每24小时测量凝胶收缩程度，测量5天。每天对所述凝胶数码照相，并用Sigma Scan软件(Jandel Scientific，Corte Madera，CA)计算收缩测量值。或者，由大鼠尾胶原制得的FPCL's被用作证实性数据。这一测定从30分钟进行到几个小时，并使得能够确定所述细胞对多种功能性抑制剂的反应。随着时间推移进行凝胶收缩测量。将胶原凝胶从培养皿分离，用2.5％FCS或2u/ml的凝血酶处理，在各个时间在垂直轴上测量凝胶直径。一个被评价的功能是MAP激酶对胶原收缩的作用。
为了进一步表征筋膜成纤维细胞，以解释动物实验中观察到的作用，对所述伤口筋膜和真皮成纤维细胞培养物进行一系列测试。所述测试包括：对提取的RNA进行定量RT-PCR从而检测I型和II型胶原的基因表达；用Sircol胶原测定方法(Acurate Chemical and ScientificCorp.，Westburg，NY)测量伤口愈合界面的活组织的组织胶原水平；测量成纤维细胞、α-1和β-1整合素表达以确保FPCL收缩的减少不是由较弱的迁移和成纤维细胞功能的下降造成的；以及免疫组织化学方法，以通过针对增殖细胞核抗原(PCNA)和α-SMA的特异性单克隆抗体来评价α平滑肌的活动和PCNA(Sant Cruz Biotechnology，Santa Cruz，CA)。
统计学分析如下：对于每个实验，在每个组中的，具有平衡的样本大小的析因设计保证每个实验中的主效应、自变量可以用合适的统计学分析分离出来。用参数的(连续变量)和非参数的(比例)ANOVA对比结果变量。嵌套式ANOVA(Nested ANOVA)设计被用于将来自每个实验的主效应变量纳入单个分析中。如果整个ANOVA的F比例是显著的，则各个组平均值的对比是通过用于每个对比的最小平方值的t-初始检验进行的。这个方法所固有的是：当进行多个配对比较时，存在显著性水平的Bonferonni校正。所述ANOVA计算是用来自StatisticalAnalysis System(SAS，Carey，NC)的普通线性模型(GLM)算法进行的，所述算法考虑了不平衡的样本大小(如果存在的话)。因此，配对检验是用GLM方法的最小二乘均数选项进行的。检查了测量变量之间的相关性以及一个给定实验的变量之间能否观察到显著的协方差，协方差(ANCOVA)的分析按照合适的方法进行。5％的显著性水平被认为是统计学显著的。
实施例19：羊膜来源的细胞、条件培养基、细胞溶胞产物以及细胞产物在烧伤快速早期伤口闭合中的用途。
热伤的结果和康复依赖于早期烧伤切除和快速伤口闭合。使用可用的体被或体被替代物的伤口闭合速度对于提高存活率是至关重要的。提供能够促进早期快速创口闭合，同时使长期瘢痕形成最小化的新方法是本发明的一个目的。
体外建立的动物模型和临床患者被用于评价羊膜来源的细胞在用于部分层的和全层的烧伤的早期快速伤口闭合中的用途。除热伤外，已经对所建立的化学损伤、电损伤和冻伤模型进行了实验。
理论认为，羊膜来源的细胞能分化成中胚层和外胚层细胞。因此，这种细胞的使用可能能够提供烧伤的早期和永久闭合。迄今为止，伤口较长时间处于炎症期是导致产增生性瘢痕形成的已知变数，人们希望，烧伤的早期、永久性闭合能产生减少瘢痕形成，并因此增加功能。
方法：使用了部分皮层和全皮层烧伤的三种动物模型这三种模型的不同在于：第一种在大约3周内通过上皮形成模拟了部分皮层愈合，而第二种和第三种通过收缩和上皮形成模拟全皮层愈合，并且在最长达8周内保持不愈合状态。已经将后两种模型与人肉芽伤口进行了组织学对比。后两种全皮层伤口中的差别在于主体的不同。一组是具有完整免疫系统的正常大鼠，而另一组是不舍T淋巴细胞的无胸腺的“裸”鼠。
部分皮层烧伤：40只重350至450克的雌性Hartley系的豚鼠被用于整个这部分实验。在戊巴比妥麻醉作用下(腹膜内给药35mg/kg)，这些动物的背部被刮毛和脱毛。在75℃下，持续10秒钟形成均匀的大于身体表面积10％的烧伤。豚鼠被用于该模型是因为它们缺少动情(毛)周期，并具有形成均匀的部分皮层损伤的能力。动物被单独关在笼子里，并随意地提供食物和水。
在第24小时的时候，所述动物被再次麻醉，并轻轻刮擦掉部分皮层焦痂。这40只动物被分成4组，每组10只动物。所述分组如下：组I-豚鼠被烧伤、去焦痂，并且不作处理，以作为对照；组II-豚鼠被烧伤、去焦痂，并在第1天(去焦痂当天)和第7天用非条件培养基处理；组III-豚鼠被烧伤、去焦痂，并在第1天和第7天用羊膜来源的细胞的条件培养基处理；组IV-豚鼠被烧伤、去焦痂，用羊膜来源的细胞悬液处理整个烧伤，并用Adaptic和大量敷料涂敷。所述外层敷料每5天或临时必要(prn)时被轻轻除去。所述动物用丁丙诺啡(0.1mg/kg)前驱用药，用氟烷吸入麻醉，并且每周获取烧伤组织的活组织直到愈合。活组织样本被切片和染色，对毛囊显微计数并以每个高倍视野的数量表示。此外，对愈合皮肤进行组织学分析。对愈合的质量和毛发分布进行肉眼观察和照相存档。
全皮层烧伤(正常大鼠)：50只重300至350克的雄性Sprague-Dawley大鼠在使用前适应一周。在腹膜内注射的戊巴比妥的麻醉作用下，该大鼠的背部被刮毛和脱毛。通过浸入沸水中产生大小为30平方厘米的全皮层背部烧伤。给每只大鼠皮下注射7ml林格氏乳酸盐以防止脱水。动物被单独关在笼子里，并任意地提供食物和水。烧伤后第5天，从麻醉的动物身上除去焦痂，导致产生肉芽伤口。以前已经有将这种伤口的组织学特征与人肉芽伤口进行对比(Robson MC，et al.，J Surg Res16：299-306，1974)。这些大鼠被分为五组，每组10只动物，以按照以下方式进行处理：组I未接受伤口处理，作为对照；组II在第0天(焦痂切除当天)和第7天接受非条件培养基的处理；组III在第0天和第7天接受羊膜来源的细胞的条件培养基的处理；组IV用羊膜来源的细胞悬液处理，并用Adaptic和大量敷料涂敷。所述敷料每5天或临时必要时被更换；组V用接种羊膜来源的细胞的细胞外基质处理，并如同组IV一样进行涂敷。组I至III的动物伤口暴露于空气中。任何干燥的渗出物在任何伤口描记或活组织检查之前被无损伤地除去。对于组I至III的大鼠每72小时，或者组IV和V中大鼠的敷料需要更换的任何时候，对大鼠进行丁丙诺啡(0.1mg/kg)前驱用药，用氟烷吸入麻醉，并且其伤口的轮廓被描记到醋酸膜上。用数字面积法进行面积计算。将一系列的测量结果对时间作图。每只动物的数据拟合一个Gompertz方程(通常r2＝0.85)。用这条曲线估算该伤口的半衰期。用生命表分析和Wilcoxon秩检验进行组间对比。用SAS(SAS/STAT Guide for PersonalComputers，Version6Edition，Cary，North Carolina，1987，p1028)和BMDP(BMDP Statistical Software，Inc.1988)进行统计学分析。根据单个伤口的最佳拟合曲线计算初始伤口愈合25％、50％和75％所需要的天数。从焦痂切除后第5、10、15、20和25天(或烧伤后的第10、15、20、25和30天)的再麻醉大鼠身上获取随机伤口活组织检查部位，并置于合适的防腐溶液中以备进行组织学研究。
全皮层烧伤(免疫损伤的大鼠)：购买50只远系繁殖的天生无胸腺的“裸”鼠(Harlan Sprague Dawley，Inc.，Indianapolis，IN)。所有动物均为雄性，重量在250至300克之间。由于其免疫缺陷，将该动物置于无病原体的屏障设施中，置于具有密封的空气过滤器、动物隔离器、层流单元和层流室的笼子中。所有供应物(例如食物、水、垫子)都经过灭菌以防止感染。一直使用下文中推荐的方法：Guide for the Care and Useof the Nude Mouse in Biomedical Research(Institute of LaboratoryAnimal Resources)。处理所述大鼠的技术人员都穿戴有帽子、面罩、无菌实验服、无菌手套和鞋罩。在“裸”鼠上进行的所有操作都在以下条件下进行：用无菌外科技术腹膜内注射35mg/kg体重的戊巴比妥进行麻醉。在单一气流方向的生物罩中进行手术。外科手术器械用高压灭菌消毒，手术部位用聚维酮碘溶液处理。所述50只动物分为5组，每组10只。麻醉、镇痛、手术、伤口处理以及测量都和上述完整的大鼠模型相同。描记、测面积法和统计学分析也和以上所述的相同。
体外成纤维细胞构成的胶原格：按先前Kuhn等人(Kuhn MA，et al.，Internat J Surg Invest2：467-474，2001)所述方法制备成纤维细胞。按照制造商(Upstate Biotechnology，Lake Placid，NY)推荐的方法用I型大鼠尾胶原(醋酸提取)制备所述胶原格(11)。未稀释的胶原(1ml)被置于35mm的培养皿(Falcon1008)中，并均匀分散开。将所述培养皿至于氨蒸气室中3分钟以凝固。向所述培养皿中加入无菌蒸馏水(5ml)，静置1小时，然后进行抽吸。重复4次以除去多余的氨，然后所述胶原格在4℃孵育24小时。添加含1.0％血清的PBS用于取代最后的抽吸物。用18号针头将所述胶原格从所述培养皿表面分离，以使其在生理盐水中松弛并悬浮。总共制备30个胶原格以能够对5个处理组和1个未处理的对照组进行五次重复测量。为形成FPCL，从含有所述胶原格的35mm培养皿中吸去所有的生理盐水。将2ml的2×105成纤维细胞/ml置于每个预制的胶原凝胶格表面。FPCL被分为如下六组：组I不作处理，作为对照；组II接受非条件培养基；组III接受羊膜来源的细胞条件培养基；组IV接受羊膜来源的细胞悬液；组V用胞外基质覆盖；以及组VI用接种了羊膜来源的细胞的胞外基质覆盖。这些FPLC在37℃下，5％CO2中孵育。每24小时测量凝胶收缩量，测量5天。
用醋酸盐罩层描记所述凝胶的区域。对于所建立的成纤维细胞系用凝胶进行5次实验(5个胶)，并且用数字面积法和Sigma Scan软件(Jandel Scientific，Corte Madera，CA)计算测量值。每个胶原凝胶面积的测量值被转化用于反映随着时间推移剩余面积的百分数，以及随后的凝胶收缩百分数。用变量的单因素分析确定组间的显著性差异。当一个差异被识别出来时，用Tukey's检验(全配对多次比较检验)描述所述差异。用Sigma State统计学软件进行数据分析。此外，所述的24小时的FPCL被显微观察并照相。在第5天用台盼蓝拒染检测法评估其中一个凝胶的成纤维细胞活力。另一个凝胶用MTT法，进行作为线粒体活性的函数的细胞数量分光光度分析。在暴露于测试试剂后，第五天的悬浮培养物被重新孵育并暴露于(4，5-二甲基噻唑-2-基)-2，5-二苯基四氮唑溴化物或MTT。来自活的成纤维细胞的线粒体脱氢酶断开该四唑环，产生紫色的甲躜晶体。这些晶体被溶解于酸化的异丙醇中，产生紫色溶液，所述紫色溶液被用于进行分光光度测量。细胞数量的增加或减少会导致所形成的甲躜的量的相应改变，从而表明所使用的测试物质的毒性程度。
实施例20：羊膜来源的细胞分化为早期胰祖细胞。
构成胰岛的所有四种胰腺内分泌细胞类型是从共同的胰祖细胞逐渐分化而来的。该共同的胰祖细胞在其个体发育的早期以及之后表达PDX1基因，这个基因的表达成为胰分化的早期可辨别的细胞标志。一旦这个早期胰祖细胞在体外产生和/或增殖，它就可能潜在产生构成成熟胰岛的所有四种类型的内分泌细胞。
从发育学角度来说，内分泌和外分泌胰细胞来源于立方上皮的向外生长，立方上皮来源于前肠内胚层。这个三维结构被认为在外分泌和内分泌细胞类型的发育和表达中都是重要的。在一次复制这种环境的尝试中，使用了一种新的培养条件，这种条件优选支持并维持悬浮培养的球状体的羊膜来源细胞。简单而言，细胞生长为单层细胞，然后用蛋白酶X XIII处理以获得单个细胞或小的细胞簇。PDX1蛋白质表达的检测(胞质和细胞核周围)首先出现在位于羊膜来源的细胞球状体最外层表面上的芽中的细胞上。免疫细胞化学技术表明这些细胞也表达CD29蛋白质。这些胰祖细胞芽体类似于主要在成体胰管细胞分化中观察到的细胞。(Bonner_Weir，S.，et al.，Proceedings of the National Academy ofSciences of the United States of America，2000.97(14)：p.7999-8004.，Jones，E.M.and N.Sarvetnick，Horm Metab Res，1997.29(6)：p.308-10；Ramiya，V.K.，et al.，Nature Medicine，2000.6(3)：p.278-82)。
所述细胞随后被置于一种底物上或者置于一种基质中，所述底物或基质能维持所述球状体的三维结构，但是会促进细胞质PDX1的蛋白质表达。几天后，向所述细胞添加因子，所述因子在一小部分分化的细胞中促进PDX1蛋白质的核移位。在促进PDX1蛋白质核定位的因子/细胞培养条件存在的情况下，大量的这种芽体出现在大多数悬浮培养的羊膜来源的细胞球状体上。羊膜来源的细胞也可以在有上述因子的细胞外基质中培养。因此，细胞将形成在所述细胞外基质上或嵌入其中的球状体。
实施例21：表达胰岛细胞蛋白的细胞的确定。
用1×PBS漂洗在4％的缓冲PFA中固定并保存在含有0.02％叠氮化钠的1×PBS中的细胞。然后用含5％BSA的无钙和镁的磷酸盐缓冲溶液(CMF-PBS)封闭所述细胞30分钟以避免非特异性结合，并且用PBS-TX(CMF-PBS/0.3％Triton-X-100)透化。用另一种高盐处理(0.3MNaCl、20mM Tris-HCl pH7.2、0.1％Tween-20、0.1％Triton-X-100)进行核抗原染色，并与第一抗体孵育过夜。除非特别注明，所有的抗体都用5％BSA的PBS-TX稀释。用以下抗体将细胞染色从而识别胰转录因子：抗-PDXl(兔多克隆抗体，1∶2000，CV.Wright)、抗-Nkx2.2(小鼠单克隆抗体，1∶100，T.JesselD、抗-Nkx6.1(小鼠单克隆抗体，1∶8000，T.Jessell)和抗-HB9(小鼠单克隆抗体，1∶30，T.Jessell)。用以下抗体将细胞染色从而识别内分泌细胞：抗-胰岛素(1∶2000，Linco4012-01)、抗-胰岛素原(1∶400，Novacastra Peninsula，IHC-7165)和抗-促生长抑制素(1∶2000，Peninsula，IHC-8001)。使用的第二抗体包括：异硫氰酸荧光素(FITC)(1∶200)、吲哚碳菁(Indocarbocyanine)(Cy3)(1∶1000)和吲哚二碳菁(Indodicarbocyanine)(Cy5)(1∶400)缀合的驴抗小鼠、兔和豚鼠IgG(Jackson ImmunoResearch，ML grade)。通过Vectashield封固基(Vector，H1200)中的DAPI荧光观察细胞核。用配备有Autoquant3-D Imaging软件的Nikon Eclipse E2000U荧光/DIC倒置显微镜和Olympus FV300FluoView激光扫描共聚焦显微镜分析细胞。
实施例22：移植研究-在肾被膜下羊膜来源的细胞和胚胎胰岛祖细 胞的体内共培养。
使用三个实验组来确定来自第12.5天胚胎(e12.5)小鼠的背胰芽能否促进表达PDX1蛋白质的羊膜来源的细胞分化。
A.第1组-12只4个月大的免疫妥协的小鼠在肾被膜下被移植了106个表达PDX1蛋白质的细胞以及2个e12.5背胰移植物。每两周处死3只小鼠用于分析(时间点：移植后第2、4、6和8周)。
B.第2组(对照)-12只4个月大的免疫妥协的小鼠在肾被膜下被移植了106个新分离的羊膜来源的细胞以及2个e12.5背胰移植物。每两周处死3只小鼠用于分析(时间点：移植后第2、4、6和8周)。
C.第3组(对照)-12只4个月大的免疫妥协的小鼠在肾被膜下被移植了2个e12.5背胰移植物。每两周处死3只小鼠用于分析(时间点：移植后第2、4、6和8周)。
背胰芽是直接从每个胚胎的前肠手工解剖得到，并/或用0.2Wunsch U/ml Liberase Blendzyme-3(Roche，11814176)和0.15mg/mlDNA酶I在37℃下孵育15min。通过加入相同体积的舍10％(w/v)BSA的1×PBS立即终止酶解作用。在4℃用HBSS洗涤所述背胰芽，并用200μl的枪头简单研磨。从周围的间充质手工剥下上皮组织并在移植前转移到4℃的HBSS中。
将小鼠和人羊膜来源的细胞置于免疫妥协的小鼠的肾被膜下，以防止实验过程中对所述移植细胞的免疫排斥。在每个时间点处死三只小鼠，分离移植的细胞并在4％PFA中固定。然后将所述组织浸泡在一系列浓度递增的蔗糖中，用OCT包埋并切片。分析冷冻切片(10μm)中人细胞核抗原蛋白质和特异性胰岛内分泌细胞标志蛋白质的共表达。这些标志包括：胰岛素原、C-肽、胰高血糖素、生长激素抑制素、Nkx2.2、Pax6、Nkx6.1和PDXl蛋白质。
实施例23：移植研究-在乳腺中羊膜来源的细胞和胚胎胰岛祖细胞 的体内共培养。
使用三个实验组来确定来自第12.5天胚胎(e12.5)小鼠的背胰芽能否促进表达PDX1蛋白质的羊膜来源的细胞分化。
A.第1组-12只4个月大的免疫妥协的小鼠在乳腺内被移植了106个表达PDX1蛋白质的细胞以及2个e12.5背胰移植物。每两周处死3只小鼠用于分析(时间点：移植后第2、4、6和8周)。
B.第2组(对照)-12只4个月大的免疫妥协的小鼠在乳腺内被移植了106个新分离的羊膜来源的细胞以及2个e12.5背胰移植物。每两周处死3只小鼠用于分析(时间点：移植后第2、4、6和8周)。
C.第3组(对照)-12只4个月大的免疫妥协的小鼠在乳腺内被移植了2个e12.5背胰移植物。每两周处死3只小鼠用于分析(时间点：移植后第2、4、6和8周)。
背胰芽是直接从每个胚胎的前肠手工解剖得到的，并/或用0.2Wunsch U/ml Liberase Blendzyme-3(Roche，11814176)和0.15mg/mlDNA酶I在37℃下孵育15min。通过加入相同体积的含10％(w/v)BSA的1×PBS立即终止酶解作用。在4℃下用HBSS洗涤所述背胰芽，并用200μl的移液器吸头简单研磨。从周围的间充质手工剥下上皮组织并在移植前转移到4℃的HBSS中。
将小鼠和人羊膜来源的细胞被置于免疫妥协的裸鼠(小鼠)的乳腺内，以防止实验过程中对所述移植细胞的免疫排斥。在每个时间点处死三只小鼠，分离移植的细胞并在4％PFA中固定。然后将所述组织浸泡在一系列浓度递增的蔗糖中，用OCT包埋并切片。分析冷冻切片(10μm)中人细胞核抗原蛋白和特异性胰岛内分泌细胞标志蛋白质的共表达。这些标志包括：胰岛素原、C-肽、胰高血糖素、生长激素抑制素、Nkx2.2、Pax6、Nkx6.1和PDXl蛋白质。
实施例24：将未分化的羊膜来源的细胞、表达核周PDX1的半分化 的羊膜来源的细胞以及稳定表达核PDX1融合蛋白的羊膜来源的细胞 移植到免疫妥协的小鼠体内。
将未分化的羊膜来源的细胞、表达核周PDX1的半分化的羊膜来源的细胞、以及稳定表达核PDX1融合蛋白的羊膜来源的细胞移植到无糖尿病的免疫妥协的小鼠中，以确定乳腺是否为允许的移植部位，该部位将能维持分化中的细胞的形态特征以及PDX1蛋白质的表达。
15只免疫妥协的小鼠(Hilltop Labs)按如下方式进行移植：第一组：对照组，注射对比折合因子基质胶(Reduced Factor Matrigel)，5只小鼠；第2组：因子诱导的PDX1表达的羊膜来源的细胞，5只小鼠；笫3组：感染慢病毒PDX1融合蛋白的羊膜来源的细胞，5只小鼠。
移植后，小鼠保持在正常的居住条件中31天。含有所述移植细胞的乳腺组织被依次取出、固定、用O.C.T.包埋并在-80℃冷冻。来自对侧(非移植的)乳腺的其他对照样品也被切除作为对照。分析切片中PDX1、胰岛素原和胰岛素的表达。
实施例25：进一步的移植研究。
将表达PDX1蛋白的细胞移植到无糖尿病的免疫妥协的小鼠的门静脉、脾和乳腺中。如上所述的分化中的羊膜来源的细胞最初与分化中的小鼠e12背胰芽一起移植，以确定它们能否像早期胚胎胰上皮细胞一样对相同的因子做出反应并产生胰岛样细胞。用表达PDX1蛋白质的细胞移植的所有组织在移植后第2和6周取移出、固定、冷冻保存和切片。组织切片用以下物质染色：PDX1抗血清、胰岛素原、C-肽、胰高血糖素和生长激素抑制素抗体。使用人细胞核抗原免疫染色，以验证大鼠的胰中表达的内分泌细胞标志的细胞的来源。
实施例26：在STZ-诱导的糖尿病NOD-免疫妥协小鼠体内恢复正 常血糖量。
进行进一步的实验用于在STZ-诱导的糖尿病NOD-免疫妥协小鼠中恢复正常血糖量。本实验使用初始血糖水平超过400ng/dl的小鼠。在初始血糖测定后，细胞移植前对这些动物进行胰岛素治疗(Linbit)。这使得能够在正常血糖的环境中开始移植羊膜来源的细胞。用人C-肽RIA或ELISA方法确定人C-肽表达的初始迹象。一旦证实检测到人C-肽后，就不再继续进行胰岛素治疗，并且每3天进行血糖监测。如果所述分化的细胞能够在STZ-诱导的糖尿病小鼠中恢复正常血糖量，则在移植后40至60天取出所述移植的细胞，并每天检测小鼠，观察它是否返回到先前观察到的血糖水平(＞400ng/dl)。
实施例27：因子激发实验。
在一个实验中，用多种因子激发小鼠的胰以促进固有胰细胞分化为功能性胰岛。这些因子包括以下因子的任何个体或组合：FGF、福斯高林(Forskolin)、卵泡抑素(Follistatin)、血管生成因子、糖皮质激素家族成员、胰岛素、EGF、EGF-类似因子、肝素、烟酰胺、SHh拮抗剂、HGF、GLP-I类似物、1至20mM葡萄糖、二价阳离子。
在另一个实验中，用多种因子启动激发的胰，以促进移植到该部位的未分化的羊膜来源的细胞再生，并使其分化。未分化的羊膜来源细胞可以是新分离的细胞(没有培养的)，所述细胞被因子处理过以确保内胚层分化(SHh拮抗剂、球状体生长)。
在另一个实验中，用多种因子激发小鼠的胰，以促进移植到该部位的部分分化的羊膜来源的细胞再生，并使其进一步的分化。部分分化表示所述羊膜来源的细胞已经在体外被培养于本文所述的任何条件中。
在另一个实验中，用其他因子激发小鼠的胰腺，然后移植下述培养物：未分化的或部分分化的羊膜来源的细胞与分化中的胚胎胰组织或非胰组织(上皮组织、间充质、胰岛、导管、外分泌细胞)或者分化中的或分化前的非胚胎异源(供体)或自体(自身)组织(上皮组织、间质、胰岛、导管、外分泌细胞等)的共培养物。这些细胞可为未分化的或部分分化的羊膜来源的细胞分化为胰细胞提供所需的活性因子和/或生物小环境。这些因子和/或小环境也可促进细胞的分子构成，这样该细胞会成熟为胰岛样细胞，并象胰岛样细胞一样起作用。
在另一个实验中，用专有的因子组合物激发胰，然后移植下述培养物：未分化的或部分分化的羊膜来源的细胞与分化的胚胎胰组织或非胰组织(上皮组织、间充质、胰岛、导管、外分泌细胞)或者分化中的或分化前的非胚胎异源(供体)或自体(自身)组织(上皮组织、间质、胰岛、导管、外分泌细胞等)的共培养物。这些细胞可为未分化的或部分分化的羊膜来源的细胞分化为胰细胞提供所需的活性因子和/或生物小环境。这些因子和/或小环境也可促进细胞的分子构成，这样该细胞会成熟为胰岛样细胞，并象胰岛样细胞一样起作用。
另一个实验是直接将已在体外激发的未分化的或部分分化的羊膜来源的细胞(不在体内的移植部位激发)移植到胰中。在另一个实验中，所述细胞被皮下移植到肝、乳腺、肾被膜、脾或者所述细胞能够植入的任何其他位置。
另一个实验是将未分化的或部分分化的羊膜来源的细胞通过静脉注射移植到胰，所述胰腺已经被手术损伤或化学损伤后，用上述因子激发或者不激发。在这个实验中，所述细胞将“居住”于炎症部位，并和固有细胞整合。
另一个实验是移植入胰腺或任何其他组织(即皮下移植到肝、乳腺、肾被膜、脾或者所述细胞能够植入的任何其他位置)(或者通过静脉注射导入)的未分化的、部分分化的或功能性分化的羊膜来源的细胞用于在患有自身免疫疾病(比如糖尿病)的患者体内诱导免疫耐受性。在所述移植的羊膜来源的细胞自身之间和/或它们与患者的细胞之间(即受损的胰岛、β细胞等)可能存在同步化的细胞分化。所述羊膜来源的细胞可提供HLA抗原，所述抗原将保护与其结合的细胞不受免疫系统的攻击。
评估移植物中的人胰岛祖细胞。未分化的和部分分化的羊膜来源的细胞将分化为表达胰岛细胞特异性分化蛋白质标志的细胞。分析包括预标记细胞的免疫细胞化学分析和GFP表达分析。
本发明可以体现为其他具体的形式而不背离本发明的精神或实质。任何等效的实施方案都被认为是在本发明的范围之内。事实上，除了本文示出和描述的变化方案之外，根据前文的说明，本发明的多种变化方案对本领域的技术人员来说是显而易见的。这样的变化方案也被认为是包含在所附的权力要求的范围内。
本说明书通篇参考了多种出版物。每项出版物的全部内容均通过引用方式纳入本说明书。

Claims (5)

1.用一种组合物制备一种治疗烧伤伤口的药物的应用,其中组合物包含从高度纯化来自羊膜的细胞群获得的条件培养基,所述条件培养基由以下方法制备:
a)使用蛋白酶作为解离试剂,从分离自胎盘的羊膜解离来自羊膜的细胞；
b)收集所解离的来自羊膜的细胞；
c)在培养基中培养所收集的来自羊膜的细胞,所述培养基除人白蛋白之外不含来自动物的物质,其中人白蛋白的含量为0.5％；和
d)收集从步骤(c)取得的培养基作为所述条件培养基。
2.权利要求1所述的应用,其中步骤(c)的培养基添加重组人类表皮生长因子(EGF)。
3.权利要求2所述的应用,其中重组人类表皮生长因子(EGF)的含量为10-20ng/mL。
4.权利要求1至3所述的任何一种应用,其中步骤(c)的培养基为IMDM。
5.权利要求1至3所述的应用,所述组合物进一步包含其他材料,所述材料选自：基于胶原的乳膏、膜片、微囊或粉剂,透明质酸,来源于糖胺聚糖的制剂,缝合材料和伤口敷料。
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