WO2016088486A1 - 生体分子測定装置及び生体分子測定方法 - Google Patents

生体分子測定装置及び生体分子測定方法 Download PDF

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nanopore
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thin film
driving
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玲奈 赤堀
至 柳
武田　健一
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株式会社日立ハイテクノロジーズ
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    • G01N33/53—Immunoassay; Biospecific binding assay; Materials therefor
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Definitions

  • the present invention relates to a biomolecule measuring apparatus and a biomolecule measuring method using nanopores provided in a thin film.
  • next-generation DNA sequencer As a next-generation DNA sequencer, a technique for directly measuring the DNA base sequence without performing an extension reaction or a fluorescent label has been attracting attention.
  • a nanopore DNA sequencing method in which a DNA fragment is directly measured and a base sequence is determined without using a reagent has been actively promoted. This method is based on the principle of sequentially identifying the base species by directly measuring the difference between the individual base species contained in the DNA strand with the amount of blocking current when the DNA strand passes through the nanopore. Since the template DNA is not amplified by an enzyme and a label such as a phosphor is not used, this method is expected to lead to high throughput, low running cost, and long base length decoding.
  • One of the problems with the nanopore method is the control of DNA transport through the nanopore.
  • the nanopore passage speed of DNA In order to measure the difference between individual base species contained in DNA strands by the amount of blocking current, it is necessary to set the nanopore passage speed of DNA to 100 ⁇ s or more per base from the current noise during measurement and the time constant of DNA molecule fluctuation. There are thought to be.
  • a potential gradient is formed using electrodes positioned above and below the nanopore, and negatively charged DNA is passed through the nanopore.
  • the nanopore passage speed of DNA is usually as fast as 1 ⁇ s or less per base, and it is difficult to sufficiently measure the blocking current derived from each base.
  • Non-Patent Documents 1 and 2 DNA was immobilized at the probe tip of an atomic force microscope (AFM), and the DNA was introduced into the nanopore. Since DNA is negatively charged in an aqueous solution, it receives a force due to a potential difference generated in the vicinity of the nanopore and is introduced into the nanopore.
  • AFM atomic force microscope
  • the DNA is fixed to the AFM probe by using an atomic force microscope
  • the DNA is attracted by an electric field in the vicinity of the nanopore due to the deflection of the probe caused by the AFM probe being pulled by the DNA. Can be monitored.
  • the ionic current flowing up and down through the nanopore it is possible to obtain a blocking signal when DNA passes through the nanopore. By confirming that these signals are synchronized, it was shown that both dsDNA and ssDNA can be introduced into and extracted from the nanopore.
  • the present invention proposes a system for transporting biomolecules using a fixed probe whose biomolecule fixing region is not less than the size of a thin film having nanopores.
  • the density of the biomolecule fixed to the fixed probe is controlled to a density at which at least one biomolecule enters the electric field region around the nanopore when the fixed probe approaches the nanopore device.
  • the above configuration eliminates the need for driving control in the in-plane direction of the thin film when searching for the position of the nanopore from a wide area of the thin film and introducing biomolecules into the nanopore, thereby increasing the measurement throughput.
  • DNA feed control accuracy is improved and single base resolution is achieved.
  • the biomolecule measuring apparatus supports, as an example, a first liquid tank filled with an electrolyte solution, a second liquid tank filled with an electrolyte solution, and a thin film having nanopores, and the first via the nanopores.
  • the nanopore device provided between the first liquid tank and the second liquid tank so as to communicate with the second liquid tank and the second liquid tank, and disposed in the first liquid tank, having a size larger than that of the thin film.
  • the biomolecule measuring method of the present invention includes, as an example, a step of applying a voltage to a thin film having nanopores arranged in an electrolyte solution through the nanopore to generate an electric field around the nanopore, and a size larger than that of the thin film. And driving the biomolecule fixing member having a plurality of biomolecules fixed on the lower surface in the electrolyte solution in a direction approaching the thin film, and stopping the driving when the biomolecule immobilization member approaches the thin film to a predetermined distance.
  • a step of confirming that a biomolecule has entered the nanopore from a change in the ionic current flowing through the nanopore a step of measuring the ionic current while driving the biomolecule-immobilized member away from the thin film, Obtaining information for identifying the molecules constituting the biomolecule from the measured ionic current.
  • biomolecules can be introduced into the nanopore without confirming the position of the nanopore in the thin film. Further, it is possible to secure displacement stability and to obtain a stable block signal.
  • the cross-sectional schematic diagram explaining the structural example of a biomolecule measuring apparatus The electric field produced
  • tip of a biomolecule The cross-sectional schematic diagram of a part of a biomolecule measuring apparatus and the top schematic diagram of a drive mechanism. The enlarged view of the nanopore vicinity.
  • Explanatory drawing which shows the example of the method of reading the base sequence of DNA.
  • the cross-sectional schematic diagram which shows the example of the biomolecule measuring apparatus which has the nanopore device paralleled.
  • the nanopore described in each example is a nano-sized hole penetrating the front and back provided in the thin film.
  • the thin film is mainly formed of an inorganic material. Examples of the thin film material include SiN, SiO 2 , Graphene, Graphite, Si, and the like, but other organic materials and polymer materials can also be included.
  • the nanopore thin film having nanopores is formed on a part of the nanopore device, and has a structure that does not have a support film on the top and bottom and is supported by the nanopore device and floats in the air.
  • Biomolecules referred to in this specification include nucleic acids, proteins, amino acids, long-chain polymers, and the like.
  • FIG. 1 is a schematic cross-sectional view illustrating a configuration example of a biomolecule measuring apparatus.
  • the biomolecule measuring apparatus 100 of the present embodiment has two upper and lower liquid tanks separated by a nanopore device 101, and each liquid tank is filled with an electrolyte solution 102.
  • an electrolyte solution KCl, NaCl, LiCl, MgCl 2 or the like is used.
  • KCl, NaCl, LiCl, MgCl 2 or the like is used.
  • a buffering agent can be mixed for the stabilization of biomolecules.
  • TE TE, PBS or the like is used.
  • a thin film 113 is formed in the nanopore device 101, and the nanopore 112 is formed at any position in the thin film 113.
  • the two upper and lower liquid tanks communicate with each other through the nanopore 112 of the thin film 113 supported by the nanopore device 101.
  • Ag / AgCl electrodes 103a and 103b are arranged in contact with the electrolyte solution 102, and a power source 104 and an ammeter 109 are connected between the electrodes 103a and 103b.
  • the ammeter 109 is connected to the ADC and PC 110 and can record the acquired current value.
  • a driving mechanism 105 is installed in the upper liquid tank and is connected to the driving mechanism control unit 106.
  • a biomolecule fixing member (hereinafter simply referred to as a fixing member) 107 is connected to the driving mechanism 105 by a connecting member 111.
  • the fixing member 107 has a size larger than that of the thin film 113, and the biomolecule 108 is fixed to the flat lower surface of the fixing member 107.
  • the stop means of the present embodiment is a space forming member 114 that surrounds the periphery of the nanopore device 101 outside the thin film 113 like a bank and forms a space between the fixing member 107 and the thin film 113.
  • a thin film 113 having nanopores 112 is disposed in a circular space formed at the center of the space forming member 114, and the dimension of the thin film 113 is smaller than the dimension of the fixing member 107.
  • the fixing member 107 that has moved toward the nanopore device 101 stops against the space forming member 114 before coming into contact with the thin film 113 and does not come into contact with the thin film 113 to be destroyed.
  • the size of the thin film needs to be an area where it is difficult to form two or more holes when forming a hole by thin film strength and voltage application.
  • a film thickness of about 1 nm capable of forming nanopores having an effective film thickness equivalent to one base is appropriate, and the film thickness of the space forming member is to maintain the strength of the thin film or to fix the biomolecule on the surface of the biomolecule fixing member. Considering fluctuations, about 200 to 500 nm is appropriate.
  • the thin film 113 has a diameter of 500 nm and the space forming member 114 has a thickness of 250 nm.
  • a method for forming a nanopore device and a method for forming a nanopore are known and described in, for example, Itaru Yanagi et al., Sci. Rep. 4, 5000 (2014).
  • a thin film for forming nanopores was produced by the following procedure. First, the surface 8-inch Si wafer 725 ⁇ m thickness was 112nm deposited Si 3 N 4 and Si 3 N 4 / SiO 2 / Si 3 N 4 12nm / 250nm / 100nm, the rear surface. Next, the surface top the Si 3 N 4 to 500nm square, and 1038 ⁇ m square back surface the Si 3 N 4, and each reactive ion etching.
  • the Si substrate exposed by etching on the back surface was etched with TMAH (Tetramethylammonium hydroxide).
  • TMAH Tetramethylammonium hydroxide
  • the wafer surface was covered with a protective film (ProTEK TM B3primer and ProTEK TM B3, Brewer Science, Inc.) in order to prevent etching of the front-side SiO.
  • Formation of nanopores on the thin film exposed to the nanopore device was performed by the following procedure using a pulse voltage.
  • the Si 3 N 4 thin film is made hydrophilic by Ar / O 2 plasma (SAMCO Inc., Japan) under the conditions of 10 W, 20 sccm, 20 Pa, 45 sec. Turned into.
  • 1M KCl, 1 mM Tris-10 mM EDTA, pH 7.5 solution is filled, and each tank is filled with Ag / AgCl. An electrode was introduced.
  • the voltage application for forming the nanopore and the measurement of the ion current flowing through the nanopore after the nanopore is formed are performed between the Ag / AgCl electrodes.
  • the lower tank was called the cis tank
  • the upper tank was called the trans tank
  • the voltage V cis on the cis tank electrode side was set to 0 V
  • the voltage V trans on the trans tank electrode side was selected.
  • the selected voltage was applied with a pulse generator (41501B SMU AND Pulse Generator Expander, Agilent Technologies, Inc.).
  • the current value after applying each pulse was read with a current amplifier (4156B PRECISION SEMICONDUCTOR ANALYZER, Agilent Technologies, Inc.).
  • the process of voltage application and ion current reading for nanopore formation was controlled by a self-made program (Excel VBA, Visual Basic for Applications).
  • the pulse voltage application condition by selecting the current value condition (threshold current) acquired according to the pore diameter formed in the thin film before applying the pulse voltage, the pore diameter is sequentially increased, and the target pore diameter is set. Obtained. The pore diameter was estimated from the ion current value.
  • the criteria for condition selection are as shown in Table 1.
  • Nanopores can be formed not only by applying a pulse voltage but also by electron beam irradiation using TEM (A.AJ. Storm et al., Nat. Mat. 2 (2003)).
  • the displacement of the biomolecule 108 is the length of one base, that is, 0.34 nm. It is necessary that the configuration does not change as described above.
  • F is the force applied to the system
  • S is the area of the material
  • L is the length of the material
  • ⁇ L is the amount of displacement when receiving the applied force. It has been found that when 1 mV is applied vertically through the nanopore, the force applied to DNA is 0.24 pN (Ulrich F. Keyser et al., Nat. Phys. 2, 473-477 (2006)). . Since fluctuation of the applied voltage during the analysis can occur about 0.1 mV, it is necessary that the displacement does not exceed 0.34 nm. Therefore, the Young's modulus of the fixing member 107, the drive mechanism 105, and the connecting member 111 needs to be 0.07 (L / S) [ ⁇ N / mm 2 ] or more.
  • the measurement system is thermally stable. Even when there is no heat source, the space is known to have a fluctuation of 0.1 degree. Therefore, the temperature change of the distance between the nanopore device and the biomolecule-immobilized substrate calculated from the entire material used in the system needs to be 0.34 nm or less per 0.1 ° C.
  • the fixing member 107 can be fixed to the drive mechanism 105 by vacuum suction or pressure bonding.
  • the drive mechanism 105 is formed of a piezoelectric material typified by a piezo element, and can be driven at 0.1 nm / s or more.
  • the piezoelectric material barium titanate (BaTiO 3 ), lead zirconate titanate (PZT), zinc oxide (ZnO), or the like is used.
  • the end of the biomolecule 108 and the surface of the fixing member 107 can be bonded to each other by a covalent bond, an ionic bond, an electrostatic interaction, a magnetic force, or the like.
  • DNA when DNA is immobilized by a covalent bond, DNA whose end has been modified with APTES or glutaraldehyde can be immobilized.
  • the fixing member 107 uses Si or SiO serving as a scaffold for APTES in order to use the above-described coupling.
  • a gold thiol bond can be used as another covalent bonding method.
  • the 5 'end of the DNA is thiol-modified, and the surface of the fixing member 107 is gold-deposited.
  • Ag, Pt, and Ti capable of binding thiol can be used as the metal species to be deposited on the fixing member 107.
  • the method using ionic bond is a method of immobilizing a negatively charged biomolecule on the surface of a positively charged fixing member by performing a process of positively charging the fixing member in a solution by surface modification.
  • the cationic polymer polyaniline or polylysine is used.
  • electrostatic interaction is used, the amino-terminal modified DNA can be directly immobilized on the surface of the APTES-modified fixing member 107.
  • the substrate surface a nitrocellulose film, a polyvinylidene fluoride film, a nylon film, or a polystyrene substrate is widely used. In particular, nitrocellulose membranes are used in microarray technology.
  • DNA is immobilized in advance on the surface of the magnetic beads, for example, using the above-described bonds. Further, by using a magnetic material as the fixing member 107, the magnetic beads having DNA immobilized thereon interact with the fixing member 107, thereby realizing attraction of the DNA-immobilized magnetic beads by magnetic force.
  • a magnetic material iron, silicon steel, amorphous magnetic alloy, nanocrystal magnetic alloy, or the like is used.
  • the specific binding site can be similarly modified and bound to a fixed substrate by the same method. This makes it possible to specify the binding site in the protein and obtain amino acid sequence information.
  • FIG. 2 is a schematic diagram showing an example of introducing an electric field generated around a nanopore and a biomolecule into the nanopore.
  • the potential gradient 201 spreading around the nanopore 112 includes a distance L from the nanopore 112, a nanopore diameter d, a thin film thickness t, and an applied voltage ⁇ V.
  • the range in which the biomolecule is confined in this electric field and introduced into the nanopore is determined. If the range is L diff , it is expressed by the following equation.
  • the distance when the fixing member 107 comes closest to the thin film 113 is l.
  • the biomolecule fixed pitch a is as follows.
  • a biomolecule (DNA) 108 is immobilized in a mixed manner with a terminal-modified short chain polymer 206, so that a DNA immobilization member having an effective low target DNA immobilization density can be produced.
  • a fixing member is prepared using a DNA solution containing 20% of polymer (dA) 75%, the phenomenon of multiple DNAs entering one pore is eliminated using nanopores having a pore diameter of 2.5 to 3 nm. I have confirmed that I can do it. That is, it is considered that the pitch can be fixed at about 100 nm pitch.
  • the length of the short chain polymer to be mixed is not necessarily about 2 nm.
  • FIG. 4 is a schematic diagram illustrating an example of a procedure for binding a biomolecule to a fixing member and a procedure for installing the fixing member on a biomolecule measuring apparatus.
  • the electrodes are not shown.
  • the pre-measurement preparation process shown in FIG. 4 includes three processes. In the first step shown in FIG. 4A, the biomolecule 108 is fixed on the fixing member 107. In the second step shown in FIG. 4B, the fixing member 107 and the drive mechanism 105 are connected and inserted into the upper tank of the biomolecule measuring apparatus. In the third step shown in FIG. 4C, the electrolyte solution 102 is introduced into the space above and below the nanopore device 101.
  • FIG. 5 is a schematic diagram showing another example of a procedure for binding a biomolecule to a fixing member.
  • the electrodes are not shown.
  • the pre-measurement preparation step shown in FIG. 5 includes two steps. In the first step shown in FIG. 5A, the fixing member 107 is connected to the drive mechanism 105 and inserted into the upper tank of the biomolecule measuring device. In the second step shown in FIG. 5B, the biomolecule mixed electrolyte solution 403 in which the biomolecule 108 in a state capable of binding to the fixing member 107 is dissolved is poured into the upper and lower tanks of the biomolecule measuring apparatus.
  • the binding material for binding the biomolecule to the surface of the fixing member minimizes nonspecific adsorption as much as possible, and increases the density at which the target binding is performed on the surface of the fixing member in advance. It is necessary to modify the surface.
  • the binding material refers to APTES and glutaraldehyde, for example, when a biomolecule is immobilized using a covalent bond via APTES glutaraldehyde. When immobilizing biomolecules using ionic bonds, it refers to an organic material on the substrate surface.
  • the biomolecule is a long-chain DNA, particularly in a sequence in which a plurality of guanines are continuously arranged, strong folding of DNA becomes a problem.
  • DNA is folded, a phenomenon such as clogging near the nanopore and not passing through the nanopore may occur. Therefore, it is preferable to heat the immobilizing member on which DNA is immobilized at 60 ° C. to 98 ° C. for 10 to 120 minutes in water and rapidly cool to 4 ° C. Then measure in KCl solution at 4 ° C. or room temperature.
  • FIG. 6 is a schematic diagram showing a driving procedure of the fixing member.
  • the electrodes are not shown.
  • the driving method of the fixing member includes three steps shown in FIG. FIG. 6 (a) shows the procedure shown in FIG. 4 or FIG. 5, in which a fixing member 107, on which the biomolecule 108 to be measured is fixed on the lower surface, is inserted into the upper liquid tank of the biomolecule measuring apparatus. The electrolyte solution is introduced into the tank and the measurement is ready.
  • the driving mechanism 105 is driven and controlled by the driving mechanism control unit 106, and the fixing member 107 is driven below the z axis to fix the living body fixed to the fixing member 107.
  • the molecules 108 are placed in the potential gradient 201 generated in the vicinity of the nanopore 112 of the thin film 113.
  • the biomolecule 108 receives a force from the electric field and passes through the nanopore 112 from the free end where the biomolecule 108 is not fixed. Try to move to the tank.
  • the biomolecule 108 passes through the nanopore 112 and is stretched between the portion located in the potential gradient 201 and the end fixed on the fixing member 107.
  • the introduction of a biomolecule into the nanopore 112 can be monitored from the ionic current.
  • the driving mechanism 105 further drives the fixing member 107 downward in the z-axis direction to contact the space forming member 114 formed on the nanopore device 101, where the driving mechanism The movement of the fixing member 107 by 105 is stopped. Since the space forming member 114 exists above the thin film 113, the contact between the fixing member 107 and the thin film 113 can be avoided, and the thin film 113 can be prevented from being destroyed.
  • the introduction probability can be increased by stopping the driving mechanism 105 for a certain period of time.
  • 6C also shows a schematic side view of the drive mechanism 105 and a schematic bottom view of the fixing member 107.
  • a slit 507 is provided on the lower surface of the fixing member 107, and even when the fixing member 107 is in contact with the space forming member 114, a current path is secured between the electrodes arranged in the upper and lower tanks. It is like that.
  • the drive mechanism 105 is driven in a direction away from the nanopore device 101 by the drive mechanism control unit 106.
  • the biomolecule 108 is pulled by the fixing member 107 while being stretched by the electric field, and moves upward in the nanopore 112.
  • the arrangement of the biomolecule is read from the amount of change in the ionic current.
  • the signal value read by the ammeter 109 is amplified as necessary and recorded in the PC 110.
  • the time point when the fixing member 107 contacts the space forming member 114 in the second step is the analysis start point of the biomolecule characteristic analysis performed in the third step. Therefore, a region corresponding to the height of the space forming member 114 from the fixed point in the entire length of the biomolecule does not pass through the nanopore 112 and cannot be analyzed.
  • the biomolecule 108 is fixed to the fixing member 107, the biomolecule 108 is bonded to the fixing member 107 via the linker 901 corresponding to the height of the space forming member 114. All sequences can be read.
  • FIG. 8 is a schematic diagram showing an example of detection of an ion current signal.
  • a schematic diagram of the positional relationship of the fixing member with respect to the nanopore device is shown in the upper stage, a graph of ion current signal change is shown in the middle stage, and a graph of drive mechanism displacement is shown in the lower stage.
  • the lower drive mechanism displacement z corresponds to the distance between the nanopore device and the fixed member.
  • the positional relationship between the fixing member corresponding to the feature point in the ion current signal and the nanopore device is indicated by an arrow.
  • an ion current signal I 0 corresponding to the nanopore diameter is obtained.
  • the amount of ion current decreases according to the average diameter of the biomolecule.
  • the speed at which the biomolecule passes through the nanopore is not the driving speed of the fixing member but the speed of free electrophoresis of the biomolecule. This is because when the biomolecule enters the electric field from outside the electric field, the biomolecule is folded and bent, so that it is not affected by the fact that the end is fixed to the fixing member.
  • the ion current value acquired will indicate the average current value I b that depends on the biomolecule average diameter.
  • the transport speed of the biomolecule when pulling up the biomolecule by the drive mechanism 105 is equal to the moving speed of the fixing member 105.
  • the DNA nanopore passage speed is set to 100 ⁇ s or more per base from the current noise at the time of measurement and the time constant of DNA molecule fluctuation. It is considered necessary. Therefore, by controlling the driving mechanism 105 and moving the fixing member 107 upward at a speed slower than 100 ⁇ s per base, a signal reflecting the base sequence of the biomolecule can be obtained.
  • the driving mechanism preferably drives the biomolecule fixing member at a speed between 34 nm / sec and 34 ⁇ m / sec.
  • the method of acquiring data indicating the arrangement of biomolecules is not limited to the amount of change in ion current.
  • the arrangement of biomolecules can be analyzed by changing the tunnel current (Makusu Tsutsui et at, Nat. Nanotechnol. 5 , 286-290 (2010)).
  • the arrangement can be analyzed from the change in charge amount.
  • analysis using light is also possible.
  • the arrangement of biomolecules can be analyzed from the amount of absorption, reflection, emission wavelength, etc. (Ping Xie et al., Nat. Nanotechnol. 7, -119- 125 (2012)).
  • biomolecules moving in the nanopore 112 may be analyzed using these known methods.
  • FIG. 9 is a schematic diagram showing another example of stop means for preventing contact between the fixing member and the thin film.
  • FIG. 9 also shows a schematic side view of the fixing member 107 including the driving mechanism 105 and a bottom view having the slit 603.
  • the space forming member 601 is processed so as to protrude downward from the lower surface of the fixing member 107 rather than on the nanopore device 101.
  • the space forming member 601 is formed on the outer periphery of the lower surface of the fixing member 107 or on the four corners of the lower surface or on two opposite sides so as to contact the nanopore device 101 at a position outside the thin film 113.
  • the space forming member 601 is provided at least at a part outside the region facing the thin film 113 on the lower surface of the fixing member 107.
  • FIG. 10 is a schematic view showing another example of stop means for preventing contact between the fixing member and the thin film.
  • FIG. 10A shows a state before the fixing member contacts the nanopore device
  • FIG. 10B shows a state after the fixing member contacts the nanopore device.
  • the stop means only needs to create a space between the fixing member 107 and the thin film 113 so as to avoid contact between the two.
  • an electrode 702a and an electrode 702b are respectively disposed on at least a part of the upper surface of the nanopore device 101 and an area corresponding to the thin film on the lower surface of the fixing member 107, and electrostatic between the electrodes 702a and 702b is arranged.
  • the relative distance between the fixed member 107 and the nanopore device 101 is detected from the change in capacity, and the contact between the two is monitored.
  • the voltage applied between the electrodes 702a and 702b is selected according to the assumed current amount and the measurement current.
  • the fixing member 107 is driven in the direction of the nanopore device 101, and when the nanopore device 101 and the fixing member 107 approach each other, the distance between the two is detected based on the signal change acquired from the electrodes 702a and 702b. Stop driving. Instead of acquiring a capacitance change signal, it is also possible to monitor contact from a short circuit. While a voltage is applied between the electrodes 702a and 702b constituting the stop means, no voltage is applied to the measurement electrodes 103a and 103b.
  • FIG. 11 is a schematic diagram showing another example of stop means for preventing contact between the fixing member and the thin film.
  • the electrodes 801 and 802 are arranged only on the nanopore device 101 and the electrodes are wired, and the fixing member 107 is detected from a change in the amount of current when the fixing member 107 comes close to the nanopore device 101. And the relative distance between the nanopore device 101 is detected.
  • the electrodes 801 and 802 are arranged at the outer periphery, four corners, or two opposite sides of the region outside the thin film 113 on the upper surface of the nanopore device 101. In the example shown in FIG.
  • electrodes 803 and 804 are arranged on the lower surface of the fixing member 107 and the electrodes are wired, and the relative distance between the fixing member 107 and the nanopore device 101 is detected by the same mechanism.
  • the electrodes 803 and 804 may be disposed at the four corners outside the region corresponding to the thin film 113 or the two opposite sides of the lower surface of the fixing member 107.
  • the drive mechanism 105 When four electrodes are arranged at the four corners, it can be used for balancing the fixing member 107.
  • the drive mechanism 105 is provided with a tilt adjustment function, and the tilt of the drive mechanism 105 is adjusted so that the current values acquired from the four locations are substantially the same.
  • independent goniometers are provided at four corners, and are adjusted manually or automatically based on current values acquired from four locations.
  • FIG. 12 is a schematic top view showing an example of electrode arrangement on the nanopore device 101 shown in FIG.
  • FIG. 12A is a layout diagram of the thin film 113, the sensor wiring 806, and the electrode lead-out wiring 807 on the nanopore device 101.
  • 12 (b) and 12 (c) are enlarged views of the sensor wiring, FIG. 12 (b) shows an example of a kind of counter electrode, and FIG. 12 (c) shows a ring shape at four locations around the thin film 113.
  • positioned the counter electrode 808 is shown.
  • a voltage of 1 V is applied between electrodes designed with an electrode length L of 10 ⁇ m and an electrode interval s of 0.4 ⁇ m to 2 ⁇ m shown in FIG. The current change between the electrodes was monitored when the two were brought close to each other.
  • FIG. 13 is a graph showing the relationship between the distance h and the amount of current normalized by the amount of current flowing when the distance h between the fixing member and the nanopore device is 10 ⁇ m. As shown in FIG. 13, when the distance between the fixing member and the nanopore device is 7 ⁇ m or more, there is almost no dependency of the current amount on the distance h. Therefore, the height of the fixing member can be adjusted by acquiring the correlation between the distance h and the current amount.
  • FIG. 14 and FIG. 15 are schematic cross-sectional views showing examples of the driving method of the fixing member by the biomolecule measuring apparatus having the biomolecule pre-stretching mechanism.
  • the biomolecule measuring apparatus of this example includes electrodes 1202a and 1202b on the fixing member 107 and the nanopore device 101, respectively.
  • the circuit conversion controller 1206 connects a power source to the circuit 1207 connected to the electrodes 1202 a and 1202 b, thereby creating a potential gradient 1203 between the fixing member 107 and the nanopore device 101.
  • the potential gradient 1203 due to the potential gradient 1203, the negatively charged biomolecule 108 is stretched between the fixing member 107 and the nanopore device 101.
  • the drive mechanism 105 is driven to drive downward until the fixing member 107 contacts the space forming member 114 of the nanopore device 101.
  • the biomolecule 108 is within the range of the assumed electric field 1209 that should be generated around the nanopore. Put in.
  • FIG. 15A when the fixing member 107 comes into contact with the space forming member 114 of the nanopore device 101, an electric field is formed around the nanopore from the circuit 1207 connected to the electrodes 1202a and 1202b.
  • the connection of the power source is switched to the circuit 1208.
  • FIG. 15B the tip of the biomolecule is inserted into the nanopore by forming a potential gradient 201 around the nanopore.
  • the tip of the biomolecule does not enter the nanopore, and the tip enters the nanopore as shown in the enlarged view of FIG. Exists. Only when the tip enters the electric field region without entering the nanopore, the base can be read from the tip of the biomolecule.
  • FIG. 16 is a schematic diagram showing an example of a signal read from the tip of a biomolecule.
  • the graph of the ion current signal change is shown in the middle, and the graph of the drive mechanism displacement is shown in the lower.
  • the lower drive mechanism displacement z corresponds to the distance between the nanopore device and the fixed member.
  • the correspondence between the fixing member and the nanopore device shown in the upper part is indicated by an arrow.
  • an ion current signal I 0 corresponding to the nanopore diameter is obtained.
  • the power supply is connected to the electrodes 103a and 103b and the potential gradient 201 is formed around the nanopore, the tip of the biomolecule 108 is in the potential gradient 201. Therefore, when the drive mechanism 105 is driven below the z axis, The molecules 108 are sequentially introduced into the nanopore 112 from the free end. At this time, since there is no deflection in the biomolecule 108, the biomolecule is driven at the speed set by the drive mechanism control unit 106, and the characteristic analysis corresponding to each arrangement of the biomolecule is possible.
  • the signal read in the time until it exits from the nanopore 112 becomes a symmetric signal with respect to the contact time as shown in FIG.
  • FIG. 17 is a schematic sectional view of a part of the biomolecule measuring apparatus and a schematic top view of the drive mechanism 105. As shown in the schematic top view, by driving the drive mechanism 105 in the xy direction, that is, in the direction parallel to the surface of the thin film 113, another biomolecule can be passed through the nanopore 112, and a plurality of the biomolecules on the fixing member 107 can be passed. Analysis of biomolecules is realized.
  • FIG. 18A is a schematic cross-sectional view showing the positional relationship between the fixing member 107 and the thin film 113 having the nanopore 112 when the characteristic analysis of the first biomolecule 1405 is performed.
  • the driving member 105 moves the fixing member 107 in parallel to the surface of the nanopore thin film 113 by the same distance as the diameter of the potential gradient 201.
  • FIG. 18B is a schematic cross-sectional view showing the positional relationship between the thin film 113 having the nanopore 112 after movement and the fixing member 107.
  • Example 2 Examples of procedures for measuring biomolecules using the biomolecule measuring apparatus of the present invention will be described below.
  • the ionic current I flowing through the nanopore is measured through an amplifier.
  • a constant voltage is applied between the pair of Ag / AgCl electrodes respectively inserted into the upper and lower liquid tanks, and the ion current amount I 0 corresponding to the size of the nanopore is acquired.
  • FIG. 19 is an explanatory diagram showing an example of a method for reading the base sequence of DNA as a biomolecule.
  • the upper part of FIG. 19 shows two typical positional relationships between the fixing member and the nanopore device during DNA base sequence analysis.
  • the middle part of FIG. 19 shows changes in ion current, and the lower part shows displacement of the fixing member 107.
  • the lower displacement z corresponds to the distance between the fixing member 107 and the nanopore device 101.
  • the driving direction of the fixing member 107 by the driving mechanism 105 is changed, the positional relationship between the fixing member 107 and the nanopore device 101 at that time is shown in the drawing.
  • the middle black arrow indicates that the first positional relationship illustrated on the upper left side is taken, and the white arrow indicates that the second positional relationship illustrated on the upper right side is taken.
  • the fixing member 107 When the fixing member 107 is driven below the z-axis by the driving mechanism 105, the free end of the biomolecule 108 enters the nanopore, and the biomolecule is stretched between the end fixed to the fixing member and the nanopore. At this time, the ionic current decreases according to the average diameter size of the biomolecule 108 and becomes I b .
  • the biomolecule enters the electric potential gradient 201 from the outside, the biomolecule is folded, so that it passes through the nanopore at the speed of free electrophoresis of the biomolecule, not at the moving speed of the fixing member. ion current value of is not the current value from each base will exhibit an average current value I b that depends on the biomolecule average diameter.
  • the fixing member 107 is further driven below the z-axis by the drive mechanism 105, but the space-forming member 114 prevents the movement below the z-axis and stops the movement.
  • the positional relationship among the fixing member 107, the biomolecule 108, and the nanopore device 101 at this time is shown as the first positional relationship on the upper left in FIG.
  • the transport speed of the biomolecule when pulling up the biomolecule is equal to the driving speed of the fixing member 107, so that the biomolecule can be transported at a speed required for single base decomposition ( ⁇ 3.4 nm / ms). Therefore, a signal reflecting the base sequence of the biomolecule is obtained.
  • the sequence information of the biomolecule 108 that moves in the nanopore 112 can be read. While the free end of the biomolecule 108 that is not fixed exits from the nanopore 112 and enters the potential gradient 201 around the nanopore, the biomolecule 108 is reversed from both the fixing member 107 and the potential gradient 201 around the nanopore.
  • the driving mechanism 105 drives the fixing member 107 downward in the z-axis to pass the biomolecule 108 from the free end through the nanopore, while reading the base sequence of the biomolecule 108.
  • the biomolecule 108 is stretched as a whole. Therefore, since the signal to be read passes through the nanopore from the free end at the driving speed by the driving mechanism 105, high-precision reading is possible.
  • the array read while being driven above the z-axis is read from the opposite direction, and an ion current that changes symmetrically is reflected.
  • the displacement 1505 from the position where the fixing member 107 and the nanopore device 101 contact to the position where the ionic current value becomes I 0 reflects the length of the biomolecule.
  • Example 3 Next, an embodiment in which biomolecule measuring devices are arranged in parallel will be described.
  • the biomolecule measuring apparatus of the present invention has good affinity with paralleled nanopore devices. Since parallel biomolecules of the same kind can be measured simultaneously, the throughput can be improved.
  • three types of examples for parallelization are shown.
  • FIG. 20 (a) is a schematic cross-sectional view showing a first example of a biomolecule measuring device having nanopore devices arranged in parallel.
  • a plurality of nanopore devices 1604 are arranged adjacent to each other in the lateral direction, and one common driving mechanism 105 and fixing member 107 are arranged on top of the plurality of nanopore devices 1604.
  • the fixing member 107 has an area enough to cover the entire plurality of nanopore devices.
  • Each of the plurality of nanopore devices 1604 arranged in parallel has an independent liquid tank, and one of the array electrodes 1608 is arranged in the liquid tank of each nanopore device, and each of the array electrodes 1608 is connected to an amplifier.
  • One liquid tank is provided in common above the plurality of nanopore devices 1604 arranged in parallel, and a common counter electrode (common electrode) 1609 is disposed in the liquid tank with respect to the array electrode 1608.
  • a space forming member 1610 common to the plurality of nanopore devices is provided on the side of the paralleled nanopore devices.
  • the liquid tank provided in each nanopore device 1604 communicates with the upper liquid tank via each nanopore provided in the nanopore device 1604.
  • a plurality of biomolecules 108 are bonded to the lower surface of the fixing member 107.
  • the drive mechanism 105 is lowered below the z-axis, the biomolecule 108 on the fixing member 107 passes through the nanopores provided in each nanopore device.
  • a plurality of biomolecules can be measured in parallel using a plurality of nanopores, so that the measurement throughput is increased.
  • FIG. 20B is a schematic cross-sectional view showing a second example of a biomolecule measuring apparatus having nanopore devices arranged in parallel.
  • one drive mechanism 105 is arranged on the top of a plurality of arranged nanopore devices 1604.
  • An array electrode 1608 is connected to the nanopore device 1604.
  • One liquid tank is provided in common above the plurality of nanopore devices 1604, and a common counter electrode 1609 is arranged for each array electrode.
  • a space forming member 1610 common to the plurality of nanopore devices is provided on the side of the paralleled nanopore devices 1604.
  • a plurality of fixing members are connected to the drive mechanism 105, and different types of biomolecules are fixed thereto. This makes it possible to simultaneously analyze the characteristics of different biomolecules.
  • two biomolecule fixing members a first fixing member 107 and a second fixing member 1605, are connected to the driving mechanism 105, and the first biomolecule 108 is bound to the first fixing member.
  • the second biomolecule 1606 is bound to the second fixing member 1605.
  • FIG. 20 (c) is a schematic cross-sectional view showing a third example of a biomolecule measuring apparatus having nanopore devices arranged in parallel.
  • a plurality of drive mechanisms are arranged above the plurality of arranged nanopore devices 1604.
  • a fixing member is connected to each driving mechanism, and different types of biomolecules are fixed to each driving mechanism.
  • a space forming member can also be provided for each fixed member.
  • the first driving mechanism 105 and the second driving mechanism 1607 are arranged, the first biomolecule 108 is bonded to the first fixing member 107, and the second fixing member 1605 is connected to the second driving mechanism 1607.
  • Biomolecule 1606 is bound.
  • a first space forming member 1611 is provided for the first fixing member 107, and a second space forming member 1612 is provided for the second fixing member 1605.
  • the first space forming member 1611 and the second space forming member 1612 have different film thicknesses. Thereby, independent height adjustment is possible even for biomolecules having different lengths.
  • a slit or the like is formed in the space forming member formed in the nanopore device, and when the fixing member descends and contacts the space forming member, the solution filling the top of the nanopore does not become independent for each sample. It has become a structure. As a result, only the common electrode 1609 may be disposed on the nanopore.
  • the size relationship between the number of nanopores a and the number of biomolecules b on the fixing member is a ⁇ b, and the biomolecules are tightly coupled to the fixing member, thereby fixing the fixing member to the nanopore. Biomolecules are always introduced into the nanopores when lowered vertically toward the device.
  • Example 4 An embodiment using magnetic beads as another means for fixing a biomolecule to a fixing member will be described.
  • the fixing member is made of a magnet material.
  • FIG. 21 is a schematic cross-sectional view illustrating a procedure for measuring a biomolecule fixed to a fixing member using magnetic beads. Biomolecules prepared in advance on magnetic beads are prepared.
  • a voltage is applied between the Ag / AgCl electrode 1608 and the common electrode 1609 arranged in the paralleled nanopore device 1604 in the electrolyte solution around each nanopore. Then, an electric field is generated, the biomolecule 1704 fixed to the magnetic beads is migrated by electrophoresis, and the biomolecule is introduced into the nanopores of the nanopore device 1604 arranged in parallel.
  • the ionic current derived from each nanopore can be monitored, and the effective nanopore device in which the biomolecule has entered the nanopore can be confirmed from the rate of change of the ionic current.
  • the fixing member 107 is directed toward the nanopore device 1604 by the drive mechanism 105 as indicated by an arrow.
  • the magnetic beads are attracted to and fixed to the fixing member 107 by magnetic force.
  • the driving mechanism 105 drives the fixing member 107 at a speed controlled in a direction away from the nanopore device 1604 as indicated by an arrow, and moves in the nanopore. Ion currents that change due to biomolecules are detected with an ammeter and recorded on a PC.
  • the drive mechanism 105 made of a piezoelectric element can drive the fixing member 107 at an arbitrary speed. Particularly when reading the DNA sequence, the DNA immobilized on the magnetic beads is read at a speed of 3.4 nm / ms or less. High precision reading is possible by moving inside the nanopore.
  • the initial alignment between the nanopore and the biomolecule is unnecessary.
  • it is possible to introduce biomolecules into the nanopores by diffusing into the electric field generated in the vicinity of the nanopores it is possible to reduce the probability that there are nanopores that do not pass through the biomolecules in the paralleled nanopores. it can.
  • FIG. 22 is a diagram illustrating how the blocking current is eliminated when the fixing member is driven by the driving mechanism.
  • a fixing member in which ss-poly (dA) having a chain length of 5 k was fixed to the surface modified with APTES / glutaraldehyde was brought close to the nanopore of the nanopore device.
  • FIG. 22A shows a blocking signal, and when the fixing member was separated from the nanopore device, the blocking signal was eliminated.
  • FIG. 22B shows the trajectory of the fixed member at the same time as FIG. As the counter displacement increases, the nanopore device and the securing member are in close proximity.
  • the driving of the fixing member by the driving mechanism was stopped. About 10 seconds later, the distance between the nanopore device and the fixing member started to increase, and when the ion current increased again (after 30 seconds had elapsed), the driving by the driving mechanism was stopped again. This is because the ionic current decreases when the fixing member on which the DNA is fixed is brought close to the nanopore, and returns to the original current value by moving away from the nanopore, so that the DNA is introduced into the nanopore by driving the fixing member by the drive mechanism , Indicating that withdrawal has occurred.
  • the time from when the driving mechanism is started to separate the fixing member from the nanopore device to the time when the blocking signal is canceled is defined as t out as shown in FIG.
  • the moving speed of the fixed member was obtained from the relationship with the counter speed corresponding to the set speed of the drive mechanism.
  • FIG. 23 shows the relationship between the DNA driving time (t out ) acquired with respect to the moving speed of each fixing member.
  • the plots in the figure are experimental values.
  • the DNA driving distance that is, the maximum length introduced into the DNA nanopore is determined by the position where the driving of the fixing member stops after the nanopore is blocked by DNA.
  • the driving of the fixing member by the driving mechanism is to visually check the blocking signal indicating that DNA has entered the nanopore, and is manually stopped, so until the driving of the fixing member stops after the DNA actually enters the nanopore, It is thought that it takes about 1 second at the shortest. Therefore, DNA of about 60-100 nm is surely entered into the nanopore at the shortest.
  • the solid line is the calculated value of the maximum DNA driving time obtained from the length of the fixed DNA.
  • the broken line is a calculated value of the minimum DNA driving time required when 60 nm of DNA enters. Since the experimentally measured DNA driving time is within the range from the solid line to the broken line, the obtained blocking signal is derived from the DNA on the fixing member, and the measured value is reasonable. It is believed that there is. Further, the actually measured DNA driving time is distributed in a direction in which the DNA driving time becomes longer as the moving speed of the fixing member becomes slower. This is considered to be a result indicating that the DNA on the fixing member is transported through the nanopore depending on the driving speed of the driving mechanism.
  • FIG. 24 is a diagram showing a result of measurement in which a molecule ((dA50dC50) m) obtained by repeatedly stretching a dA50dC50 polymer was similarly bonded to a fixing member.
  • a blocking signal as obtained in FIG. 22 was confirmed. Analyzing the current after blockade, we obtained a two-level signal. As described above, it is possible to measure the state in which the blocking signal intensity varies depending on the molecular species by binding the biomolecule to the fixing member and decreasing the molecular passage speed.
  • this invention is not limited to the above-mentioned Example, Various modifications are included.
  • the above-described embodiments have been described in detail for easy understanding of the present invention, and are not necessarily limited to those having all the configurations described.
  • a part of the configuration of one embodiment can be replaced with the configuration of another embodiment, and the configuration of another embodiment can be added to the configuration of one embodiment.

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Abstract

　ナノポアの薄膜内位置確認をせずに生体分子のナノポア内導入を実現する。また、変位安定性を確保し、安定した封鎖信号の取得を実現する。ナノポア１１２を有する薄膜１１３のサイズより大きな生体分子固定部材１０７を用い、生体分子固定部材１０７がナノポアデバイス１０１に近接した際にナノポア周辺の電場領域に少なくとも一本の生体分子１０８が入る密度で生体分子を固定する。

Description

生体分子測定装置及び生体分子測定方法
　本発明は、薄膜に設けられたナノポアを用いる生体分子測定装置及び生体分子測定方法に関する。
　次世代ＤＮＡシーケンサとして、伸長反応や蛍光ラベルは行わずにＤＮＡの塩基配列を電気的に直接計測する手法が注目を浴びている。これを実現するため、試薬を用いずＤＮＡ断片を直接計測して塩基配列を決定するナノポアＤＮＡシーケンシング方式の研究開発が活発に進められている。この方式は、ＤＮＡ鎖がナノポアを通過する際にＤＮＡ鎖に含まれる個々の塩基種の違いを封鎖電流量で直接計測することで、塩基種を順次同定するという原理に基づく。鋳型ＤＮＡの酵素による増幅を行わない上に、蛍光体等の標識物を用いないため、本方式は、高スループット、低ランニングコスト、長塩基長解読につながると期待されている。
　ナノポア方式の課題の１つとして、ナノポアを通過するＤＮＡの搬送制御が挙げられる。ＤＮＡ鎖に含まれる個々の塩基種の違いを封鎖電流量で計測するには、計測時の電流ノイズ及びＤＮＡ分子の揺らぎの時定数から、ＤＮＡのナノポア通過速度を１塩基辺り１００μｓ以上にする必要があると考えられている。ナノポアを用いてＤＮＡをシーケンシングする際、ナノポア上下に位置する電極を用いて電位勾配を形成し、負電荷を持つＤＮＡをナノポアへ通過させる。しかし、ＤＮＡのナノポア通過速度は通常１塩基当たり１μｓ以下と速く、各塩基由来の封鎖電流を十分に計測することが困難である。
　搬送制御法の一つとして、プローブの先端に読取り対象のＤＮＡ末端を固定し、プローブの微小変位を外部駆動機構（モーターならびにピエゾ素子）で制御することで、ナノポアを通過するＤＮＡの運動を制御するものがある。非特許文献１，２は原子間力顕微鏡（ＡＦＭ）のプローブ先端にＤＮＡを固定し、ＤＮＡをナノポアに導入した。ＤＮＡは水溶液中で負に帯電しているため、ナノポア近傍に発生した電位差により力を受けて、ナノポアに導入される。ここで、原子間力顕微鏡を用いることで、ＤＮＡがＡＦＭプローブに固定されているため、ＡＦＭプローブがＤＮＡに引っ張られることで生じるプローブのたわみから、ＤＮＡがナノポア近傍の電界から引力を受けていることをモニタすることが出来る。同時に、ナノポアを介して上下に流れるイオン電流をモニタすることで、ＤＮＡがナノポアを通過した際の封鎖信号を取得することが出来る。これらの信号が同期していることを確認することで、ｄｓＤＮＡ，ｓｓＤＮＡともナノポアへの導入、引出が可能であることを示した。
US 2006/0057585 A1
Hyun C. et al., 2013 Nano 7, 7, 5892-5900 Nelson E. M. et al., 2014 Nano 8, 6, 5484-5493
　上記システムでは、プローブでナノポアを探し出した後に、そのナノポアにＤＮＡを導入する仕組みとなっている。これは一辺数百ｎｍから数十μｍ以上のナノポア薄膜の中に形成された１．４ｎｍ程度のナノポアの位置を探すことになるため、スループットが低い。また、ナノポアを探すためにナノポア薄膜とカンチレバー間の原子間力を測定しているため、ＡＦＭプローブは剛性が低くならざるを得ない。これはＤＮＡをナノポア内に導入した後の配列解析において、ＤＮＡ送り制御精度が悪くなり、封鎖信号揺らぎの原因となっている。
　上記課題の解決のため、本発明は、生体分子固定領域がナノポアを有する薄膜のサイズ以上である固定プローブを用いて生体分子を搬送する系を提案する。固定プローブに対する生体分子固定密度は、固定プローブがナノポアデバイスに近接した際にナノポア周辺の電場領域に少なくとも一本の生体分子が入る密度に制御する。
　上記構成により、薄膜の広い領域からナノポアの位置を探すことや、生体分子をナノポアに導入する際に薄膜の面内方向の駆動制御が不要となり、測定スループットを上げることが可能となる。また、剛性の高い固定プローブ設置構造を取ることで、ＤＮＡの送り制御精度を高め、一塩基分解能を達成する。
　本発明による生体分子測定装置は、一例として、電解質溶液が満たされる第１の液槽と、電解質溶液が満たされる第２の液槽と、ナノポアを有する薄膜を支持し、ナノポアを介して第１の液槽と第２の液槽を連通するように第１の液槽と第２の液槽の間に設けられたナノポアデバイスと、第１の液槽に配置され、薄膜より大きなサイズを有し、生体分子が固定される生体分子固定部材と、生体分子固定部材を薄膜に対して近づく方向あるいは遠ざかる方向に駆動する駆動機構と、駆動機構を制御する制御ユニットと、第１の液槽に設けられた第１の電極と、第２の液槽に設けられた第２の電極と、生体分子固定部材と薄膜との接触を防止するストップ手段と、第１の電極と第２の電極との間に電圧を印加する電源と、第１の電極と第２の電極の間に流れるイオン電流を計測する測定部とを有し、前記測定部は、一端が生体分子固定部材に固定された生体分子がナノポアを通過するとき計測されるイオン電流により当該生体分子の配列情報を取得するものである。
　また、本発明の生体分子測定方法は、一例として、電解質溶液中に配置されたナノポアを有する薄膜にナノポアを介して電圧を印加し、ナノポアの周囲に電場を発生させる工程と、薄膜より大きなサイズを有し下面に複数の生体分子が固定された生体分子固定部材を電解質溶液中で薄膜に近づく方向に駆動する工程と、生体分子固定化部材が薄膜に所定距離まで近づいたときに駆動を止める工程と、ナノポアを介して流れるイオン電流の変化から生体分子がナノポア内に入ったことを確認する工程と、生体分子固定化部材を薄膜から遠ざかる方向に駆動しながらイオン電流を計測する工程と、計測したイオン電流から生体分子を構成する分子を識別する情報を取得する工程と、を有するものである。
　本発明によると、ナノポアの薄膜内位置確認をせずに生体分子のナノポア内導入を実現できる。また、変位安定性を確保し、安定した封鎖信号の取得を実現できる。
　上記した以外の、課題、構成及び効果は、以下の実施形態の説明により明らかにされる。
生体分子測定装置の構成例を説明する断面模式図。 ナノポア周辺に生成される電場とナノポアへの生体分子の導入例を示す模式図。 ナノポア周辺に生成される電場とナノポアへの生体分子の導入例を示す模式図。 生体分子固定部材への生体分子の結合手順及び固定部材の生体分子測定装置への設置手順の例を説明する模式図。 生体分子固定部材への生体分子の結合手順の他の例を示す模式図。 生体分子固定部材の駆動手順を示す模式図。 リンカーを介した結合の例を示す模式図。 イオン電流信号の検出例を示す模式図。 ストップ手段の例を示す模式図。 ストップ手段の例を示す模式図。 ストップ手段の例を示す模式図。 ナノポアデバイス上への電極配置例を示す上面模式図。 生体分子固定部材－ナノポアデバイス間距離ｈと電流量の関係を示すグラフ。 生体分子事前引き伸ばし機構を有する生体分子測定装置の例を示す断面模式図。 生体分子事前引き伸ばし機構を有する生体分子測定装置の例を示す断面模式図。 生体分子の先端から読み取られた信号の例を示す模式図。 生体分子測定装置の一部の断面模式図及び駆動機構の上面模式図。 ナノポア近傍の拡大図。 ＤＮＡの塩基配列を読み取る方法の例を示す説明図。 並列化したナノポアデバイスを有する生体分子測定装置の例を示す断面模式図。 磁気ビーズを用いた測定手順を説明する断面模式図。 生体分子固定部材の駆動に伴う封鎖電流解消の様子を示す図。 生体分子固定部材の移動速度とＤＮＡ駆動時間の関係を示す図。 二種ポリマ混合分子（（ｄＡ５０ｄＣ５０）ｍ）のイオン電流トレース例を示す図。
　以下、図面を参照して本発明の実施形態を説明する。各実施例で述べるナノポアとは、薄膜に設けられた表裏を貫通するナノサイズの孔である。薄膜は主に無機材料によって形成される。薄膜材料の例としてはＳｉＮ，ＳｉＯ2，Graphene，Graphite，Ｓｉなどがあるが、他に有機物質、高分子材料などを含むこともできる。ナノポアを有するナノポア薄膜は、ナノポアデバイス上の一部に形成されており、上下に支持膜を持たず縁部がナノポアデバイスに支持されて宙に浮いた構造を有する。本明細書で云う生体分子には、核酸、タンパク質、アミノ酸、長鎖高分子等が含まれる。
＜実施例１＞
　本発明の搬送制御機構を有する生体分子測定装置、及びその装置を用いた生体分子の配列読取の例について説明する。図１は、生体分子測定装置の構成例を説明する断面模式図である。
　本実施例の生体分子測定装置１００は、ナノポアデバイス１０１により隔てられた上下２つの液槽を有し、各液槽には電解質溶液１０２が満たされている。電解質溶液としてはＫＣｌ，ＮａＣｌ，ＬｉＣｌ，ＭｇＣｌ2などが用いられる。またこれらの溶液に対して、生体分子のフォールディング抑制のために４Ｍ以上のUreaを混在することも可能である。また、生体分子の安定化のため、緩衝剤を混在させることも可能である。緩衝剤としては、ＴＥやＰＢＳなどが用いられる。ナノポアデバイス１０１には薄膜１１３が形成されており、薄膜１１３中のいずれかの位置にナノポア１１２が形成されている。上下２つの液槽は、ナノポアデバイス１０１に支持された薄膜１１３のナノポア１１２を介して連通している。２つの液槽には各々Ａｇ／ＡｇＣｌ電極１０３ａ，１０３ｂが電解質溶液１０２に接触するようにして配置されており、電極１０３ａ，１０３ｂ間には電源１０４及び電流計１０９が接続されている。電流計１０９は、ＡＤＣ、ＰＣ１１０に接続され、取得された電流値を記録できる。一方で、上部の液槽には、駆動機構１０５が設置され、駆動機構制御ユニット１０６に接続されている。駆動機構１０５には接続部材１１１により生体分子固定部材（以下、単に固定部材という）１０７が連結している。固定部材１０７は薄膜１１３より大きなサイズを有し、固定部材１０７の平坦な下面には生体分子１０８が固定される。
　ナノポア１１２が形成された薄膜１１３に固定部材１０７が接触すると、薄膜１１３が破壊される恐れがある。そのため、駆動機構１０５によって駆動された固定部材１０７がナノポアデバイス１０１に向かって降下するときに、固定部材１０７と薄膜１１３との接触を防止するためにストップ手段が設けられている。本実施例のストップ手段は、ナノポアデバイス１０１の薄膜１１３より外側の周囲を土手のように囲み、固定部材１０７と薄膜１１３の間に空間を形成する空間形成部材１１４である。空間形成部材１１４の中心に形成された円形空間の中にナノポア１１２を有する薄膜１１３が配置され、薄膜１１３の寸法は固定部材１０７の寸法より小さい。従って、ナノポアデバイス１０１に向けて移動してきた固定部材１０７は、薄膜１１３に接触する前に空間形成部材１１４に突き当って停止し、薄膜１１３に接触して破壊することがない。薄膜の寸法は、薄膜強度及び電圧印加による穴形成の際に二個以上の穴が形成されにくい面積である必要があるため直径で１００～５００ｎｍ程度、ＤＮＡ一塩基分解能を達成するためには、一塩基相当の実効膜厚を有するナノポアを形成可能な膜厚１ｎｍ程度が適当であり、空間形成部材の膜厚は薄膜の強度を保つことや、生体分子固定部材表面の生体分子の固定高さ揺らぎを考慮すると２００～５００ｎｍ程度が適当である。本実施例では、薄膜１１３の寸法は直径５００ｎｍ、空間形成部材１１４の膜厚は２５０ｎｍである。
　ナノポアデバイスの作成法及びナノポアの形成法は既知であり、例えばItaru Yanagi et al., Sci. Rep. 4, 5000 (2014) に記載されている。本実施例では、ナノポアを形成する薄膜を以下の手順で作製した。まず、７２５μｍ厚の８インチＳｉウエハの表面に、Ｓｉ3Ｎ4／ＳｉＯ2／Ｓｉ3Ｎ4を１２ｎｍ／２５０ｎｍ／１００ｎｍ、裏面にＳｉ3Ｎ4を１１２ｎｍ成膜した。次に、表面最上部のＳｉ3Ｎ4を５００ｎｍ四方、及び裏面のＳｉ3Ｎ4を１０３８μｍ四方、それぞれ反応性イオンエッチングした。さらに裏面のエッチングにより露出したＳｉ基板をＴＭＡＨ（Tetramethylammonium hydroxide）にてエッチングした。Ｓｉエッチングの間は、表面側ＳｉＯのエッチングを防ぐためウエハ表面を保護膜（ProTEKTMB3primer and ProTEKTMB3, Brewer Science, Inc.）で覆った。保護膜を取り除いた後、５００ｎｍ四方で露出しているＳｉＯ層をＢＨＦ溶液（ＨＦ／ＮＨ4Ｆ＝１／６０、８ｍｉｎ）にて取り除いた。これにより、膜厚１２ｎｍの薄膜Ｓｉ3Ｎ4が露出したナノポアデバイスが得られる。この段階では、薄膜にナノポアは設けられていない。
　ナノポアデバイスに露出した薄膜へのナノポア形成は、パルス電圧により以下の手順で行った。上記のようにして作成したナノポアデバイスを生体分子測定装置にセットする前に、Ａｒ／Ｏ2 plasma（SAMCO Inc., Japan）によって１０Ｗ、２０ｓｃｃｍ、２０Ｐａ、４５ｓｅｃの条件でＳｉ3Ｎ4薄膜を親水化した。次に、ナノポアデバイスを介して上下２槽に分離する構成の生体分子測定装置にナノポアデバイスをセットした後、１Ｍ ＫＣｌ、１ｍＭ Ｔｒｉｓ－１０ｍＭ ＥＤＴＡ、ｐＨ７．５溶液を満たし、各槽にＡｇ／ＡｇＣｌ電極を導入した。
　ナノポアを形成するための電圧印加及びナノポアが形成された後にナノポアを介して流れるイオン電流計測はこのＡｇ／ＡｇＣｌ電極間で行われる。下槽をcis槽、上槽をtrans槽と呼び、cis槽電極側の電圧Ｖcisを０Ｖに設定し、trans槽電極側の電圧Ｖtransを選択した。選択された電圧は、パルス発生器（41501B SMU AND Pulse Generator Expander, Agilent Technologies, Inc.）で印加した。各パルス印加後の電流値は電流アンプ（4156B PRECISION SEMICONDUCTOR ANALYZER, Agilent Technologies, Inc.）で読み取った。ナノポア形成のための電圧印加及びイオン電流読取のプロセスは自作プログラム（Excel VBA, Visual Basic for Applications）で制御した。パルス電圧印加条件は、パルス電圧印加前に薄膜に形成されているポア径に応じて取得される電流値条件（閾値電流）を選択することで、順次ポア径を大きくし、目的のポア径を得た。ポア径はイオン電流値から見積もった。条件選択の基準は表１の通りである。ここでｎ番目のパルス電圧印加時間は
　　　　　ｔn＝１０-3+(1/6)(n-1)－１０-3+(1/6)(n-2)　　for ｎ＞２
で決定される。
［表１］
Figure JPOXMLDOC01-appb-I000001
　ナノポアの形成はパルス電圧印加による以外に、ＴＥＭによる電子線照射によっても可能である（A. J. Storm et al., Nat. Mat. 2 (2003)）。
　図１に戻り、Ａｇ／ＡｇＣｌ電極１０３ａ，１０３ｂを介して電源１０４から上下２槽の液槽に電圧が印加されると、ナノポア１１２の近傍に電場が生じ、液中で負に帯電した生体分子１０８はナノポア１１２内を通過する。一方で、生体分子１０８の末端は固定部材１０７に固定されているため、電場により生体分子１０８を介して固定部材１０７や駆動機構１０５が下槽の方向に引っ張られる。
　ここで、例えばＤＮＡの塩基配列を精度よく読み取るためには、駆動機構の出力揺らぎ、及び外乱由来の振動が起きた際に、生体分子１０８の変位が１塩基分の長さ、すなわち０．３４ｎｍ以上変化しない構成である必要がある。
　次に、この要件を満たすための条件について検討する。ヤング率Ｅとすると、Ｅは次のように表される。
［式１］
Figure JPOXMLDOC01-appb-I000002
　ここで、Ｆは系に印加される力、Ｓは材料の面積、Ｌは材料の長さ、ΔＬは印加された力を受けた際の変位量である。ナノポアを介して、上下に１ｍＶ印加した際に、ＤＮＡにかかる力は０．２４ｐＮであることが分かっている（Ulrich F. Keyser et al., Nat. Phys. 2, 473-477 (2006)）。解析中の印加電圧の揺らぎが０．１ｍＶ程度起こりうることから、その際０．３４ｎｍ以上変位しないことが必要である。従って、固定部材１０７と駆動機構１０５及びその接続部材１１１のヤング率は、０.０７（Ｌ／Ｓ）［μＮ／ｍｍ2］以上を有する必要がある。
　また、計測システムが熱的に安定であることも重要である。熱源がない場合でも、空間は０．１度の揺らぎを持つことが知られている。したがって、系に用いた材料全体から算出される、ナノポアデバイス－生体分子固定基板間の距離の温度変化が０．１℃あたり０．３４ｎｍ以下である必要がある。
　そのため、接続部材１１１にはステンレス製もしくはインバーなどを用いて作製されたネジ等を用いるのが良い。あるいは、固定部材１０７を駆動機構１０５に真空吸着あるいは圧着して固定することも可能である。駆動機構１０５はピエゾ素子に代表される圧電材料で形成されており、０．１ｎｍ／ｓ以上の駆動が可能である。圧電材料としては、チタン酸バリウム（ＢａＴｉＯ3）や、チタン酸ジルコン酸鉛（ＰＺＴ）、酸化亜鉛（ＺｎＯ）などが用いられる。
　生体分子１０８の末端と固定部材１０７の表面は互いに共有結合、イオン結合、静電相互作用、磁気力などで結合することができる。例えば、共有結合でＤＮＡを固定する際には、ＡＰＴＥＳ、グルタルアルデヒドを介してＤＮＡ末端修飾されたＤＮＡを固定することができる。固定部材１０７は上記結合を利用するために、ＡＰＴＥＳの足場となるＳｉ，ＳｉＯが利用される。他の共有結合法としては、金チオール結合が利用できる。ＤＮＡの５’末端をチオール修飾し、固定部材１０７の表面は金蒸着する。固定部材１０７に蒸着する金属種は他にも、チオールが結合可能なＡｇ，Ｐｔ,Ｔｉを利用できる。
　イオン結合を利用する方法は、固定部材を表面修飾により溶液中で正に帯電する処理を施すことにより、正に帯電した固定部材表面に負に帯電した生体分子を固定する方法である。カチオン性のポリマとしては、ポリアニリンやポリリシンが用いられる。静電相互作用を利用する場合には、ＡＰＴＥＳ修飾した固定部材１０７の表面に直接アミノ末端修飾されたＤＮＡを固定することができる。また、基板表面として、ニトロセルロース膜、ポリフッ化ビニリデン膜、ナイロン膜、ポリスチレン基板が広く利用される。特にニトロセルロース膜は、マイクロアレイ技術に利用されている。磁気力を利用する際には、例えば磁気ビーズ表面に上記のような結合を利用して、ＤＮＡを予め固定化しておく。さらに固定部材１０７として磁石材料を用いることで、ＤＮＡを固定化した磁気ビーズと固定部材１０７を相互作用させ、磁力によるＤＮＡ固定化磁気ビーズの吸引を実現する。磁性材料としては、鉄、ケイ素鋼、アモルファス磁性合金、ナノクリスタル磁性合金などが用いられる。
　生体分子としてタンパク質やアミノ酸を測定する場合においても同様に、特異結合部位への修飾を施し、同様の手法にて固定基板に結合させることが出来る。これによってタンパク質中の結合部位の特定、及びアミノ酸の配列情報を得ることが出来る。
　固定部材１０７上の生体分子１０８の固定密度は、ナノポア１１２周辺に形成される電場の広がり量で決める。図２は、ナノポア周辺に生成される電場とナノポアへの生体分子の導入例を示す模式図である。図２に示すように、ナノポア１１２の周辺に広がる電位勾配２０１は、ナノポア１１２からの距離Ｌ、ナノポア径ｄ、薄膜の厚みｔ、印加した電圧ΔＶの間に、
［式２］
Figure JPOXMLDOC01-appb-I000003
の関係があり、例えば、膜厚２．５ｎｍの薄膜に形成された直径１．４ｎｍのナノポアを挟んで１００ｍＶの電圧を印加した場合、ナノポアから１００ｎｍの領域で、０．１［Ｖ／μｍ］の電場が伝播している。
　ここで、生体分子の電気的移動度μや拡散係数Ｄから、生体分子がこの電場に閉じ込められてナノポアに導入される範囲が求まる。その範囲をＬdiffとすると次式で表される。
［式３］
Figure JPOXMLDOC01-appb-I000004
　固定部材１０７が薄膜１１３に最も近づいた際の距離をｌとする。また、生体分子の溶液中での実効長さをｂとすると、以上から、生体分子固定ピッチａは次のようになる。
［式４］
Figure JPOXMLDOC01-appb-I000005
　上記を実現するため、例えば固定部材１０７上にＤＮＡを修飾する際、目的のＤＮＡ以外に、末端修飾された短鎖長ポリマ２０６を混在させたＤＮＡ溶液を用いると、図３に示すように、生体分子（ＤＮＡ）１０８が末端修飾された短鎖長ポリマ２０６と混在して固定され、目的のＤＮＡ固定密度が実効的に低いＤＮＡ固定部材を作製できる。例えば、２０ｍｅｒ ｐｏｌｙ（ｄＡ）を７５％含むＤＮＡ溶液を用いて固定部材を用意すると、２．５～３ｎｍのポア径を有するナノポアを用いて、一つのポアに複数本のＤＮＡが入る現象を排除できることを確認している。つまり約１００ｎｍピッチで固定できていると考えられる。混合する短鎖ポリマの長さは、２ｎｍ程度とは限らない。
　図４は、固定部材への生体分子の結合手順及び固定部材の生体分子測定装置への設置手順の例を説明する模式図である。電極は図示を省略している。図４に示した測定前の準備工程は３つの工程からなる。図４（ａ）に示す第１の工程では、固定部材１０７上に生体分子１０８を固定する。図４（ｂ）に示す第２の工程では、固定部材１０７と駆動機構１０５を接続し、生体分子測定装置の上槽に挿入する。図４（ｃ）に示す第３の工程では、ナノポアデバイス１０１の上下の空間に電解質溶液１０２を導入する。
　図５は、固定部材への生体分子の結合手順の他の例を示す模式図である。電極は図示を省略している。図５に示した測定前の準備工程は２つの工程からなる。図５（ａ）に示す第１の工程では、固定部材１０７を駆動機構１０５に接続し、生体分子測定装置の上槽に挿入する。図５（ｂ）に示す第２の工程では、固定部材１０７に結合しうる状態の生体分子１０８が溶解している生体分子混合電解質溶液４０３を生体分子測定装置の上槽と下槽に流し込む。
　ここで生体分子を固定部材の表面に結合するための結合材料は、非特異的な吸着を極力少なくし、固定部材の表面上で目的の結合が行われる密度を高めるために、予め固定部材の表面に修飾しておくことが必要である。結合材料とは、例えば、ＡＰＴＥＳグルタルアルデヒドを介した共有結合を利用して生体分子を固定する場合、ＡＰＴＥＳ及びグルタルアルデヒドのことを指す。イオン結合を利用して生体分子を固定する場合、基板表面の有機材料のことを指す。
　生体分子が長鎖ＤＮＡである場合、特に複数のグアニンが続けて並んでいるような配列においては、ＤＮＡの強固なフォールディングが問題になる。ＤＮＡがフォールディングを起こしていると、ナノポア近傍で詰まり、ナノポアを通過しないなどの現象が起きうる。そのため、高温、特に６０℃から９８℃で１０分から１２０分、ＤＮＡを固定した固定部材を水中で加熱し、４℃まで急冷する処理を施すのが良い。その後、４℃又は室温のＫＣｌ溶液中で測定する。
　図６は、固定部材の駆動手順を示す模式図である。電極は図示を省略している。固定部材の駆動法は図６に示す三つの工程からなる。図６（ａ）は、図４あるいは図５に示した手順により、測定すべき生体分子１０８が下面に固定された固定部材１０７が生体分子測定装置の上部の液槽に挿入され、上下の液槽に電解質溶液が導入されて測定準備ができた状態を示している。
　図６（ｂ）に示す固定部材駆動の第１の工程では、駆動機構制御ユニット１０６により駆動機構１０５を駆動制御し、固定部材１０７をｚ軸下方に駆動し、固定部材１０７に固定された生体分子１０８を、薄膜１１３のナノポア１１２の近傍に生成した電位勾配２０１内に入れる。このとき、生体分子１０８が負に帯電していれば、もしくは負に帯電する修飾をした場合、電場からの力を受け、生体分子１０８は固定されていない自由末端からナノポア１１２を通り下部の液槽に移動しようとする。生体分子１０８は、ナノポア１１２を通過して電位勾配２０１内に位置する部分と固定部材１０７上に固定されている末端の間で引き伸ばされた状態となる。ナノポア１１２内に生体分子が導入されたことはイオン電流からモニタできる。
　図６（ｃ）に示す第２の工程では、駆動機構１０５により更に固定部材１０７をｚ軸方向下方に駆動し、ナノポアデバイス１０１上に形成された空間形成部材１１４に接触させ、ここで駆動機構１０５による固定部材１０７の移動を止める。薄膜１１３の上方に空間形成部材１１４が存在することにより、固定部材１０７と薄膜１１３の接触が避けられ、薄膜１１３が破壊されるのを防ぐことができる。第２の工程を完了した時点で、薄膜１１３のナノポア１１２内に生体分子１０８が入っていない場合には、一定時間、駆動機構１０５の駆動を停止することで導入確率を上げることができる。図６（ｃ）には、駆動機構１０５の側面模式図と固定部材１０７の下面模式図も合わせて示した。固定部材１０７の下面には図示するようにスリット５０７が設けてあり、固定部材１０７が空間形成部材１１４に接触した状態においても、上下の槽に配置された電極の間に電流路が確保されるようになっている。
　図６（ｄ）に示す第３の工程では、駆動機構制御ユニット１０６により駆動機構１０５をナノポアデバイス１０１から離れる方向に駆動する。このとき生体分子１０８は電場で引き伸ばされながら、固定部材１０７に引っ張られてナノポア１１２内を上方向に移動することになり、この間に生体分子の配列が、イオン電流の変化量から読み取られる。電流計１０９で読み取られた信号値は必要に応じて増幅され、ＰＣ１１０に記録される。
　第２の工程で固定部材１０７が空間形成部材１１４に接触した時点が、第３の工程で行う生体分子特性解析の解析開始点となる。従って、生体分子の全長のうち、固定点から空間形成部材１１４の高さ分の領域は、ナノポア１１２内を通過せず解析できないことになる。ここで図７に示すように、固定部材１０７に生体分子１０８を固定する際に、空間形成部材１１４の高さ分のリンカー９０１を介して固定部材１０７と結合させることで、生体分子１０８中の全ての配列を読み取ることが可能となる。
　図８は、イオン電流信号の検出例を示す模式図である。ナノポアデバイスに対する固定部材の位置関係の模式図を上段に、イオン電流信号変化のグラフを中段に、駆動機構変位のグラフを下段に示した。下段の駆動機構変位ｚは、ナノポアデバイスと固定部材の間の距離に対応する。また、イオン電流信号中の特徴点に対応する固定部材とナノポアデバイスの位置関係を矢印で示した。
　図８を参照すると、固定部材１０７がナノポアデバイスに近接する前は、ナノポア径に応じたイオン電流信号Ｉ0が得られている。生体分子１０８がナノポア１１２に入った際に、生体分子の平均直径に応じたイオン電流量の減少が起きる。このとき生体分子がナノポアを通過する速度は、固定部材の駆動速度ではなく、生体分子の自由電気泳動のスピードである。これは、生体分子が電場外から電場内に入る際、生体分子はフォールディングし撓んでいるため、端部が固定部材に固定されていることによる影響を受けないからである。この際、測定分解能を得られず、取得されるイオン電流値は、生体分子平均直径に依存した平均的な電流値Ｉbを示すことになる。
　固定部材１０７がナノポアデバイスの空間形成部材１１４と接触した後に、駆動機構１０５によって生体分子を引き上げる際の生体分子の運搬速度は、固定部材１０５の移動速度に等しくなるため、特性分解能に必要な速度で運搬できる。例えばＤＮＡ鎖に含まれる個々の塩基種の違いを封鎖電流量で計測するには、計測時の電流ノイズ及びＤＮＡ分子の揺らぎの時定数から、ＤＮＡのナノポア通過速度を１塩基あたり１００μｓ以上にする必要があると考えられる。従って駆動機構１０５を制御して固定部材１０７を１塩基あたり１００μｓ以上より遅い速度で上方に移動させることにより、生体分子の塩基配列を反映した信号が得られる。一方で、解析スループットは高く維持されている必要があるため、一塩基あたり１０ｍｓ以上かからないことが望まれる。すなわち、駆動機構は生体分子固定部材を３４ｎｍ／ｓｅｃ～３４μｍ／ｓｅｃの間の速度で駆動するのが好ましい。
　ここで生体分子の配列を示すデータの取得方法は、イオン電流の変化量に限られない。ナノポアデバイス上にトンネル電流用電極が形成され、その近傍にナノポアが形成された場合には、トンネル電流量変化により生体分子の配列を解析することができる（Makusu Tsutsui et at, Nat. Nanotechnol. 5, 286-290 (2010)）。また、ＦＥＴデバイスにナノポアが形成された場合は、電荷量変化から配列を解析することができる。あるいは、光を用いた解析も可能であり、この場合、吸収量、反射量、発光波長等から生体分子の配列を解析することができる（Ping Xie et al., Nat. Nanotechnol. 7, 119-125 (2012)）。本発明では、イオン電流に代えて、これらの既知の方法を用いてナノポア１１２内を移動する生体分子を解析してもよい。
　図９は、固定部材と薄膜との接触を防止するストップ手段の他の例を示す模式図である。図９には駆動機構１０５を含む固定部材１０７の側面模式図、及びスリット６０３を有する下面図も合わせて示した。この例では、ナノポアデバイス１０１の上にではなく、固定部材１０７の下面から下方に突出するように空間形成部材６０１を加工した。空間形成部材６０１は、薄膜１１３より外側の位置でナノポアデバイス１０１と接触するように、固定部材１０７の下面外周、あるいは下面四隅又は対向する二辺に形成されている。すなわち、空間形成部材６０１は固定部材１０７の下面の薄膜１１３に対向する領域より外側の少なくとも一部に設けられている。固定部材１０７がナノポアデバイス１０１の方向に移動するとき、空間形成部材６０１により固定部材１０７と薄膜１１３の間に空間が形成され、薄膜１１３が固定部材１０７との接触により破壊されるのを防止する。
　図１０は、固定部材と薄膜との接触を防止するストップ手段の他の例を示す模式図である。図１０（ａ）は、固定部材がナノポアデバイスに接触する前の状態を示し、図１０（ｂ）は固定部材がナノポアデバイスに接触した後の状態を示している。ストップ手段は、固定部材１０７と薄膜１１３の間に両者の接触を避けるための空間を作ることができればよい。本例のストップ手段は、ナノポアデバイス１０１の上面と、固定部材１０７の下面の薄膜に対応する領域の外側の少なくとも一部にそれぞれ電極７０２ａと電極７０２ｂを配置し、電極７０２ａ，７０２ｂ間の静電容量変化から固定部材１０７とナノポアデバイス１０１間の相対距離を検出し、両者が接触したことをモニタする。電極７０２ａ，７０２ｂ間に印加する電圧は、想定電流量及び計測電流に応じて選択する。また、電極の腐食や酸化を防ぐため、パルス電圧印加により計測することも可能である。固定部材１０７をナノポアデバイス１０１の方向に駆動させ、ナノポアデバイス１０１と固定部材１０７が近接した際に電極７０２ａ，７０２ｂから取得される信号変化を元に両者間の距離を検出し、駆動機構１０５の駆動を停止する。静電容量変化の信号を取得する代わりに、短絡から接触をモニタすることも可能である。ストップ手段を構成する電極７０２ａ，７０２ｂ間に電圧を印加している間は、計測用電極１０３ａ，１０３ｂには電圧を印加しない。
　図１１は、固定部材と薄膜との接触を防止するストップ手段の他の例を示す模式図である。図１１（ａ）に示した例では、電極８０１，８０２をナノポアデバイス１０１上にのみ配置して電極間を配線し、固定部材１０７がナノポアデバイス１０１に近接した際の電流量変化から固定部材１０７とナノポアデバイス１０１間の相対距離を検出する。電極８０１，８０２は、ナノポアデバイス１０１の上面の薄膜１１３の外側の領域の外周、四隅又は対向する二辺に配置する。図１１（ｂ）に示した例では、固定部材１０７の下面に電極８０３，８０４を配置して電極間を配線し、同様のメカニズムで固定部材１０７とナノポアデバイス１０１間の相対距離を検出する。電極８０３，８０４は、固定部材１０７の下面のうち薄膜１１３に対応する領域の外側の四隅又は対向する二辺に配置すればよい。
　電極を四隅に４個配置した場合、固定部材１０７の平衡出しに利用することも可能である。その場合、駆動機構１０５に傾き調整機能を持たせ、４箇所から取得される電流値がほぼ一致するように、駆動機構１０５の傾きを調整する。例えば、４隅に独立のゴニオメータが設けられ、それを４箇所から取得した電流値に基づいて手動又は自動で調整する。
　図１２は、図１１（ａ）に示したナノポアデバイス１０１上への電極配置例を示す上面模式図である。図１２（ａ）は、ナノポアデバイス１０１上の薄膜１１３、センサ配線８０６、及び電極取り出し配線８０７の配置図である。図１２（ｂ）、図１２（ｃ）はセンサ配線拡大図であり、図１２（ｂ）は対向電極一種の例を示し、図１２（ｃ）は薄膜１１３の周辺部の４箇所にリング状に対向電極８０８を配置した例を示している。ここで、図１２（ｂ）に示す電極長さＬが１０μｍ、電極間隔ｓが０．４μｍ～２μｍとして設計された電極間に、１Ｖの電圧を印加した上で、ナノポアデバイス１０１に固定部材１０７を近接させた際の電極間電流変化をモニタした。
　図１３は、固定部材－ナノポアデバイス間距離ｈが１０μｍの時に流れる電流量で規格化して示した距離ｈと電流量の関係を示すグラフである。図１３に示すように、固定部材とナノポアデバイス間距離が７μｍ以上離れると、電流量の距離ｈ依存性は殆どないが、それ以下では距離と電流減少量に相関があることが分かった。従って、このような距離ｈと電流量の相関関係を取得することによって、固定部材の高さ調整が可能となる。
　固定部材の駆動法の他の例として、固定部材１０７上の生体分子１０８を事前に引き伸ばしつつ、ナノポア近傍にアプローチする方法もある。図１４、図１５は、生体分子の事前引き伸ばし機構を有する生体分子測定装置による固定部材の駆動法の例を示す断面模式図である。
　図１４（ａ）に示すように、本例の生体分子測定装置は、固定部材１０７と、ナノポアデバイス１０１にそれぞれ電極１２０２ａ，１２０２ｂを備える。最初に、回路変換コントローラ１２０６により、電極１２０２ａ，１２０２ｂに接続された回路１２０７に電源を接続し、固定部材１０７とナノポアデバイス１０１の間に電位勾配１２０３を作る。すると、電位勾配１２０３によって、負に帯電した生体分子１０８は、固定部材１０７とナノポアデバイス１０１の間で引き伸ばされる。
　次に、図１４（ｂ）に示すように、駆動機構１０５を駆動して固定部材１０７がナノポアデバイス１０１の空間形成部材１１４に接触するまで下方に駆動する。このとき、図１４（ｃ）の拡大図に示すように、電源が電極１０３ａ，１０３ｂにつながる回路１２０８に接続された際にナノポア周辺に生成するはずの想定電場１２０９の範囲内に生体分子１０８を入れる。
　次に、図１５（ａ）に示すように、固定部材１０７がナノポアデバイス１０１の空間形成部材１１４に接触した際に、電極１２０２ａ，１２０２ｂに接続された回路１２０７から、ナノポア周辺に電場を形成する回路１２０８へと電源の接続を切り替える。図１５（ｂ）に示すように、ナノポア周辺に電位勾配２０１を形成することにより、生体分子の先端はナノポアに挿入される。
　図１４（ｂ）に示した工程を経た後、生体分子の先端がナノポア内に入らない場合と、確率は小さいながら図１４（ｄ）の拡大図に示すように、先端がナノポアに入る場合が存在する。先端がナノポア内に入らず電場領域内に入った場合のみ、生体分子の先端から塩基の読取が可能となる。
　図１６は、生体分子の先端から読み取られた信号の例を示す模式図である。イオン電流信号変化のグラフを中段に、駆動機構変位のグラフを下段に示した。下段の駆動機構変位ｚは、ナノポアデバイスと固定部材の間の距離に対応する。また、イオン電流信号中の特徴点に関して、上段に示した固定部材とナノポアデバイスとの対応を矢印で示した。
　固定部材がナノポアデバイスに近接する前は、ナノポア径に応じたイオン電流信号Ｉ0が得られている。電源を電極１０３ａ，１０３ｂに接続してナノポアの周囲に電位勾配２０１を形成したとき生体分子１０８の先端が電位勾配２０１内に入っているため、駆動機構１０５をｚ軸下方に駆動させると、生体分子１０８は自由末端から順次ナノポア１１２内に導入される。このとき生体分子１０８には撓みが存在しないため、駆動機構制御ユニット１０６にて設定した速度で生体分子が駆動され、生体分子の各配列に応じた特性解析が可能となる。従って、生体分子１０８がナノポア１１２に導入されてから固定部材１０７とナノポアデバイス１０１が接触するまでの時間に読み取られた信号と、駆動機構１０５をｚ軸上方向に駆動し始めてから生体分子末端がナノポア１１２から抜け出るまでの時間に読み取られた信号は、図１６のように、接触した時間を中心に対称な信号となる。
　固定部材１０７に固定された生体分子のうち、最初に測定した生体分子とは異なる生体分子の読み取りは、ｘｙ方向に駆動機構１０５を駆動させることによって実現できる。図１７は、生体分子測定装置の一部の断面模式図及び駆動機構１０５の上面模式図である。上面模式図に示すように、駆動機構１０５をｘｙ方向、すなわち薄膜１１３の面に平行な方向へ駆動することにより、ナノポア１１２に別の生体分子を通過させることができ、固定部材１０７上の複数の生体分子の解析が実現される。
　複数の生体分子の解析を実現するための条件を、図１８に示すナノポア近傍の拡大図を用いて説明する。図１８（ａ）は、第１の生体分子１４０５の特性解析を行った際のナノポア１１２を有する薄膜１１３と、固定部材１０７の位置関係を示す断面模式図である。ここで第２の生体分子１４０６を解析する場合、駆動機構１０５により固定部材１０７を電位勾配２０１の直径と同じ距離だけナノポア薄膜１１３の面に平行に移動させる。図１８（ｂ）は、移動後のナノポア１１２を有する薄膜１１３と固定部材１０７の位置関係を示す断面模式図である。この移動により、電位勾配２０１の範囲内には、第１の生体分子１４０５は必ず入らない状態を作り出すことができる。その後、駆動機構１０５により固定部材１０７を薄膜１１３に向けて駆動することによって、第２の生体分子１４０６をナノポア１１２に導入して解析することが可能になる。
＜実施例２＞
　本発明の生体分子測定装置を用いて生体分子を測定する手順の実施例を以下に述べる。以下の全ての工程において、ナノポアを介して流れるイオン電流Ｉは増幅器を通して計測されている。また、上下２槽の液槽に各々挿入された一対のＡｇ／ＡｇＣｌ電極間には一定の電圧が印加されており、ナノポアのサイズに応じたイオン電流量Ｉ0が取得されている。
　図１９は、生体分子としてのＤＮＡの塩基配列を読み取る方法の例を示す説明図である。図１９の上段には、ＤＮＡ塩基配列解析中の固定部材及びナノポアデバイスの代表的な２つの位置関係を示す。図１９の中段にはイオン電流変化を、下段には固定部材１０７の変位を示す。下段の変位ｚは、固定部材１０７とナノポアデバイス１０１の間の距離に対応する。また、駆動機構１０５による固定部材１０７の駆動方向を変えた時点、及びその際の固定部材１０７とナノポアデバイス１０１の位置関係を図中に示す。中段の黒矢印は上段左側に図示した第１の位置関係を取ることを示し、白矢印は上段右側に図示した第２の位置関係を取ることを示している。
　駆動機構１０５によりｚ軸下方に固定部材１０７を駆動すると、生体分子１０８の自由な末端がナノポアの中に入り、生体分子は固定部材に固定された末端とナノポアの間で引き伸ばされる。このとき、イオン電流は生体分子１０８の平均直径サイズに応じて減少しＩbとなる。生体分子が外から電位勾配２０１内に入る際、生体分子はフォールディングしているため、固定部材の移動速度ではなく、生体分子の自由電気泳動のスピードでナノポア内を通過することになり、その際のイオン電流値は、各塩基由来の電流値ではなく、生体分子平均直径に依存した平均的な電流値Ｉbを示すことになる。
　その後、固定部材１０７は駆動機構１０５により更にｚ軸下方に駆動されるが、空間形成部材１１４によってｚ軸下方への移動が妨げられて移動が停止する。このときの固定部材１０７、生体分子１０８、ナノポアデバイス１０１の位置関係を第１の位置関係として図１９上段左に示す。
　その後に生体分子を引き上げる際の生体分子の運搬速度は、固定部材１０７の駆動速度に等しくなるため、一塩基分解に必要な速度（＜３．４ｎｍ／ｍｓ）で生体分子を運搬できる。従って生体分子の塩基配列を反映した信号が得られることになる。こうして駆動機構１０５により固定部材１０７をｚ軸上方に駆動する過程では、ナノポア１１２中を移動する生体分子１０８の配列情報を読み取ることができる。生体分子１０８のうち固定されていない自由末端がナノポア１１２から抜け、かつナノポア周辺の電位勾配２０１中に入っている間は、生体分子１０８は固定部材１０７とナノポア周辺の電位勾配２０１の双方から逆方向の力を受け、引き伸ばされている。このときの固定部材１０７、生体分子１０８、ナノポアデバイス１０１の関係を図１９上段右に示す。また、生体分子１０８はナノポア１１２から抜けるため、イオン電流量はＩ0に戻る。この電流値の変化を検知し、駆動機構１０５による固定部材１０７の駆動を止める。
　再び駆動機構１０５により固定部材１０７をｚ軸下方に駆動して生体分子１０８を自由端からナノポアに通し、その間に生体分子１０８の塩基配列を読む。このとき、末端が固定部材１０７に固定された状態で、生体分子１０８の他方の自由末端が電位勾配２０１内に入っているため、生体分子１０８は全体として引き伸ばされている。従って、読み取られる信号は、ナノポア中を自由末端から駆動機構１０５による駆動速度で通過するため高精度な読み取りが可能となる。また、ｚ軸上方に駆動していた間に読み取られた配列を逆方向から読み取ることになり、それを反映して対称に変化するイオン電流が計測される。再び固定部材１０７が空間形成部材１１４に接触した際に、固定部材１０７の駆動が止まる。
　以降は上昇下降の繰り返しにより、必要な配列読取精度が出るまで反復して読み続ける。固定部材１０７とナノポアデバイス１０１が接触した位置からイオン電流値がＩ0になる位置までの変位１５０５は、生体分子の長さを反映している。
＜実施例３＞
　次に、生体分子測定装置を並列化した実施例について説明する。本発明の生体分子測定装置は、並列化したナノポアデバイスとの親和性が良い。並列化により同種の生体分子を同時に測定可能となるため、スループットの向上を測ることが可能となる。ここでは、並列化に対する３種類の例を示す。
　図２０（ａ）は、並列化したナノポアデバイスを有する生体分子測定装置の第１例を示す断面模式図である。この例では、複数のナノポアデバイス１６０４が横方向に隣接して配置され、複数のナノポアデバイス１６０４の上部に、共通の１つの駆動機構１０５と固定部材１０７が配置されている。固定部材１０７は複数のナノポアデバイスの全体を覆うだけの面積を有する。並列化された複数のナノポアデバイス１６０４はそれぞれ独立した液槽を備え、各ナノポアデバイスの液槽にはアレイ電極１６０８の一つが配置され、アレイ電極１６０８はそれぞれ増幅器に接続されている。並列化された複数のナノポアデバイス１６０４の上部には１つの液槽が共通に設けられ、その液槽にはアレイ電極１６０８に対して共通の対向電極（共通電極）１６０９が配置されている。並列化されたナノポアデバイスの側方には、複数のナノポアデバイスに共通の空間形成部材１６１０が設けられている。個々のナノポアデバイス１６０４が備える液槽は、そのナノポアデバイス１６０４に設けられたそれぞれのナノポアを介して上部の液槽に連通している。
　固定部材１０７の下面には複数の生体分子１０８が結合している。駆動機構１０５をｚ軸下方に降下させると、固定部材１０７上の生体分子１０８が各ナノポアデバイスに設けられたナノポア中を通過する。本形態により複数のナノポアを用いて複数の生体分子の計測が同時並行にて可能となるため、計測スループットが上がる。
　図２０（ｂ）は、並列化したナノポアデバイスを有する生体分子測定装置の第２例を示す断面模式図である。この例では、複数並べられたナノポアデバイス１６０４の上部に、一つの駆動機構１０５が配置されている。ナノポアデバイス１６０４にはアレイ電極１６０８が接続している。複数のナノポアデバイス１６０４の上部には１つの液槽が共通に設けられ、各アレイ電極に対して共通の対向電極１６０９が配置されている。並列化されたナノポアデバイス１６０４の側方には、複数のナノポアデバイスに共通の空間形成部材１６１０が設けられている。駆動機構１０５には、複数の固定部材が接続されており、各々別種の生体分子が固定されている。これにより、同時に異なる生体分子の特性解析が実現可能となる。
　図示した例では、駆動機構１０５に第１の固定部材１０７と第２の固定部材１６０５の２つの生体分子固定部材が接続されており、第１の固定部材には第１の生体分子１０８が結合され、第２の固定部材１６０５には第２の生体分子１６０６が結合されている。本形態により、一種類のサンプルにつき複数のナノポアを用いることが可能のみならず、複数種類のサンプルを同時に計測することが可能となり、計測スループットが上がる。
　図２０（ｃ）は、並列化したナノポアデバイスを有する生体分子測定装置の第３例を示す断面模式図である。この例では、複数並べられたナノポアデバイス１６０４の上部に、複数の駆動機構が配置されている。各々の駆動機構にはそれぞれ固定部材が接続しており、各々別種の生体分子が固定されている。空間形成部材も固定部材ごとに設けることが可能である。
　図示した例では第１の駆動機構１０５及び第２の駆動機構１６０７が配置されており、第１の固定部材１０７に第１の生体分子１０８が結合され、第２の固定部材１６０５に第２の生体分子１６０６が結合されている。第１の固定部材１０７に対して第１の空間形成部材１６１１が設けられ、第２の固定部材１６０５に対して第２の空間形成部材１６１２が設けられている。第１の空間形成部材１６１１と第２の空間形成部材１６１２とは膜厚が異なる。これにより長さの異なる生体分子であっても、独立の高さ調整が可能となる。ナノポアデバイスに形成された空間形成部材中にはスリット等が形成されており、固定部材が下降し、空間形成部材に接触した際に、ナノポア上部を満たしている溶液がサンプル毎に独立にならないような構成となっている。これによりナノポア上部に配置する電極は共通電極１６０９のみでよい。
　いずれの例においても、ナノポアの個数ａと固定部材上の生体分子の数ｂの大小関係はａ＜ｂとなっており、生体分子を密に固定部材上に結合することによって、固定部材をナノポアデバイスに向かって垂直に降下させた際に、必ずナノポア内に生体分子が導入される。
＜実施例４＞
　生体分子を固定部材に固定するための他の手段として磁気ビーズを用いた実施例を示す。ここでは、生体分子測定装置として図２０（ａ）に示した装置を用いる例によって説明する。ただし、固定部材は磁石材料によって構成する。
　図２１は、磁気ビーズを用いて生体分子を固定部材に固定し、測定する手順を説明する断面模式図である。生体分子は予め磁気ビーズに固定化したものを用意する。
　第１の工程では、図２１（ａ）に示すように、並列化したナノポアデバイス１６０４に配置されたＡｇ／ＡｇＣｌ電極１６０８と共通電極１６０９間に電圧を印加して各ナノポアの周囲の電解質溶液中に電場を生成し、磁気ビーズに固定された生体分子１７０４を電気泳動により泳動させ、並列化されたナノポアデバイス１６０４のナノポアに生体分子を導入する。ここで、各ナノポア由来のイオン電流をモニタし、イオン電流の変化率から、ナノポアに生体分子が入り込んでいる有効なナノポアデバイスを確認できる。
　第２の工程では、図２１（ｂ）に示すように、第１の工程におけるナノポアを介した電圧印加を継続しつつ、駆動機構１０５によって固定部材１０７を矢印で示すようにナノポアデバイス１６０４に向けて駆動し、磁力によって磁気ビーズを固定部材１０７に引き付けて固定させる。
　第３の工程では、図２１（ｃ）に示すように、駆動機構１０５によって固定部材１０７を矢印で示すようにナノポアデバイス１６０４から離れる方向に制御された速度で駆動し、ナノポアの中を移動する生体分子に起因して変化するイオン電流を電流計で検出し、ＰＣに記録する。圧電素子からなる駆動機構１０５は任意の速度で固定部材１０７を駆動することができ、特にＤＮＡの配列を読む場合には、磁気ビーズに固定化されたＤＮＡを３．４ｎｍ／ｍｓ以下の速度でナノポア内を移動させることにより高精度な読み取りが可能となる。
　本実施例によると、ナノポアと生体分子の初期の位置合わせが不要である。また、ナノポア近傍に生成した電場内に拡散させてナノポア内に生体分子を導入することが可能であるため、並列化したナノポア内のうち生体分子が通過しないナノポアが存在する確率を低減することができる。
＜実施例５＞
　図２２は、駆動機構による固定部材の駆動に伴う封鎖電流解消の様子を示す図である。
　図１に示した生体分子測定装置を用い、ＡＰＴＥＳ／グルタルアルデヒド修飾した表面に鎖長５ｋのｓｓ－ｐｏｌｙ（ｄＡ）を固定した固定部材をナノポアデバイスのナノポア近傍まで近づけた。その結果、図２２（ａ）に示すように、封鎖信号が確認され、固定部材をナノポアデバイスから離すと、封鎖信号が解消した。図２２（ｂ）に、図２２（ａ）と同一時間での固定部材の軌跡を示す。カウンタ変位が増えるにつれ、ナノポアデバイスと固定部材は近接する。イオン電流の減少を確認してから約１秒後に、駆動機構による固定部材の駆動を停止した。約１０秒後に、ナノポアデバイスと固定部材の距離を離し始め、再び、イオン電流が増大した時点で（３０秒経過後に）再び駆動機構による駆動を停止させた。これは、ＤＮＡを固定した固定部材をナノポアに近づけるとイオン電流が減少し、ナノポアから遠ざけることで元の電流値に戻ったことから、駆動機構による固定部材の駆動により、ＤＮＡのナノポアへの導入、引き抜きが生じたことを示している。
　固定部材をナノポアデバイスから離すために駆動機構を駆動し始めた時間から、封鎖信号が解消された時間まで（ＤＮＡ駆動時間）を、図２２（ｂ）に示すようにｔoutと定義する。一方、駆動機構の設定速度に応じたカウンタ速度との関係から固定部材の移動速度を求めた。各固定部材の移動速度に対して取得されたＤＮＡ駆動時間（ｔout）の関係を図２３に示す。図中のプロットは実験値である。ここで、各計測における、ＤＮＡ駆動距離すなわちＤＮＡのナノポア内に導入される最大長は、ＤＮＡによりナノポアが封鎖されてから固定部材の駆動が止まった位置で決まる。駆動機構による固定部材の駆動は、ナノポアにＤＮＡに入った事を示す封鎖信号を目視で確認し、手動で止めているため、実際にＤＮＡがナノポアに入ってから固定部材の駆動が止まるまで、最短約一秒程度かかっていると考えられる。従って、最短でも６０－１００ｎｍ程度のＤＮＡが必ずナノポアに入ることになる。
　図２３において、実線は固定したＤＮＡの長さから求められる最大ＤＮＡ駆動時間の計算値である。また、破線は６０ｎｍのＤＮＡが入った際にかかる最小ＤＮＡ駆動時間の計算値である。実験的に計測されたＤＮＡ駆動時間は、実線から破線までの範囲内に入っていることから、取得された封鎖信号は固定部材上のＤＮＡ由来のものであることを示し、実測値は妥当であると考えられる。また実測されたＤＮＡ駆動時間は固定部材の移動速度が遅くなるほど、ＤＮＡ駆動時間が長くなる方向に分布している。これは固定部材上のＤＮＡが駆動機構の駆動速度に依存してナノポア内を搬送されていることを示す結果と考えられる。
　図２４は、ｄＡ５０ｄＣ５０のポリマが繰り返し伸張した分子（（ｄＡ５０ｄＣ５０）ｍ）を同様に固定部材に結合し計測した結果を示す図である。固定部材をナノポアデバイスに近接させると、図２２で取得したような封鎖信号を確認した。封鎖後の電流を解析すると、二準位の信号を得た。このように、生体分子を固定部材に結合させ、分子通過速度を下げることによって、分子種に応じた封鎖信号強度が異なる様子を計測することが可能となった。
　なお、本発明は上記した実施例に限定されるものではなく、様々な変形例が含まれる。例えば、上記した実施例は本発明を分かりやすく説明するために詳細に説明したものであり、必ずしも説明した全ての構成を備えるものに限定されるものではない。また、ある実施例の構成の一部を他の実施例の構成に置き換えることが可能であり、また、ある実施例の構成に他の実施例の構成を加えることも可能である。また、各実施例の構成の一部について、他の構成の追加・削除・置換をすることが可能である。
１００　生体分子特性解析装置
１０１　ナノポアデバイス
１０２　電解質溶液
１０３ａ，１０３ｂ　Ａｇ／ＡｇＣｌ電極
１０４　電源
１０５　駆動機構
１０６　駆動機構制御ユニット
１０７　生体分子固定部材
１０８　生体分子
１０９　電流計
１１０　ＰＣ
１１１　接続部材
１１２　ナノポア
１１３　薄膜
１１４　空間形成部材
２０１　電位勾配
４０３　生体分子を含む電解質溶液
６０１　空間形成部材
７０２ａ，７０２ｂ　電極
８０１～８０４　電極
９０１　リンカー
１２０６　回路変換コントローラ
１７０４　ビーズが固定された生体分子
 

Claims (20)

  1. 　電解質溶液が満たされる第１の液槽と、
    　電解質溶液が満たされる第２の液槽と、
    　ナノポアを有する薄膜を支持し、前記ナノポアを介して前記第１の液槽と前記第２の液槽を連通するように前記第１の液槽と前記第２の液槽の間に設けられたナノポアデバイスと、
    　前記第１の液槽に配置され、前記薄膜より大きなサイズを有し、生体分子が固定される生体分子固定部材と、
    　前記生体分子固定部材を前記薄膜に対して近づく方向あるいは遠ざかる方向に駆動する駆動機構と、
    　前記駆動機構を制御する制御ユニットと、
    　前記第１の液槽に設けられた第１の電極と、
    　前記第２の液槽に設けられた第２の電極と、
    　前記生体分子固定部材と前記薄膜との接触を防止するストップ手段と、
    　前記第１の電極と前記第２の電極との間に電圧を印加する電源と、
    　前記第１の電極と前記第２の電極の間に流れるイオン電流を計測する測定部とを有し、
    　前記測定部は、一端が前記生体分子固定部材に固定された生体分子が前記ナノポアを通過するとき計測されるイオン電流により当該生体分子の配列情報を取得することを特徴とする生体分子測定装置。
  2. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記生体分子固定部材に複数の生体分子が固定されていることを特徴とする生体分子測定装置。
  3. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記生体分子固定部材及び前記駆動部は、２４０ｎＮの力を受けた際に０．３ｎｍ以上変形しないことを特徴とする生体分子測定装置。
  4. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記生体分子固定部材及び前記駆動機構のヤング率は、部材の断面積Ｓ、部材の長さＬとすると、０．００７（Ｌ／Ｓ）［Ｎ／ｍｍ2］以上であることを特徴とする生体分子測定装置。
  5. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記生体分子固定部材の材料はＳｉ，ＳｉＯ，ＳｉＮ，Ａｕ，Ａｇ，Ｐｔ，Ｔｉ，ＴｉＮ、又は磁性材料であることを特徴とする生体分子測定装置。
  6. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　生体分子は、前記生体分子固定部材と有機分子による共有結合、イオン結合、又は静電相互作用により直接固定されていることを特徴とする生体分子測定装置。
  7. 　請求項６に記載の生体分子測定装置において、
    　共有結合にはＳｉ／ＡＰＴＥＳ／グルタルアルデヒド／ａｍｉｎｏ修飾生体分子、又は金チオール結合、イオン結合には、ｂｉｏｔｉｎ－ＳＡ、静電相互作用にはＡＰＴＥＳ／ａｍｉｎｏ修飾生体分子を用いて結合していることを特徴とする生体分子測定装置。
  8. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　生体分子は核酸又はタンパク質であることを特徴とする生体分子測定装置。
  9. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記生体分子固定部材に生体分子が末端修飾された短鎖長ポリマと混在して固定されていることを特徴とする生体分子測定装置。
  10. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記ストップ手段は、前記ナノポアデバイスの前記薄膜より外側又は前記生体分子固定部材の下面の前記薄膜に対向する領域より外側の少なくとも一部に設けられ、前記生体分子固定部材と前記薄膜の間に空間を形成する空間形成部材であることを特徴とする生体分子測定装置。
  11. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記ストップ手段は、前記ナノポアデバイスの上面又は前記生体分子固定部材の下面の、前記薄膜に対応する領域の外側の少なくとも一部に設けられた一対の電極であることを特徴とする生体分子測定装置。
  12. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記駆動機構は前記生体分子固定部材を３４ｎｍ／ｓｅｃ～３４μｍ／ｓｅｃの間の速度で駆動することを特徴とする生体分子測定装置。
  13. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記駆動機構は圧電素子を備えることを特徴とする生体分子測定装置。
  14. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記ナノポアデバイスが横方向に複数隣接して配置され、
    　前記第２の液槽、前記第２の電極及び前記測定部は、前記複数のナノポアデバイスに各々対応して複数設けられ、
    　前記第１の液槽、前記生体分子固定部材、前記駆動機構、前記第１の電極、前記ストップ手段は前記複数のナノポアデバイスに対して共通に設けられていることを特徴とする生体分子測定装置。
  15. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記ナノポアデバイスが横方向に複数隣接して配置され、
    　前記第２の液槽、前記第２の電極及び前記測定部は、前記複数のナノポアデバイスに各々対応して複数設けられ、
    　前記生体分子固定部材を複数備え、
    　前記第１の液槽、前記駆動機構、前記第１の電極、前記ストップ手段は前記複数のナノポアデバイスに対して共通に設けられていることを特徴とする生体分子測定装置。
  16. 　請求項１に記載の生体分子測定装置において、
    　前記ナノポアデバイスが横方向に複数隣接して配置され、
    　前記第２の液槽、前記第２の電極及び前記測定部は、前記複数のナノポアデバイスに各々対応して複数設けられ、
    　前記生体分子固定部材とそれを駆動する前記駆動機構、及び前記ストップ手段の組を複数備え、
    　前記第１の液槽及び前記第１の電極は、前記複数のナノポアデバイスに対して共通に設けられていることを特徴とする生体分子測定装置。
  17. 　電解質溶液中に配置されたナノポアを有する薄膜に前記ナノポアを介して電圧を印加し、前記ナノポアの周囲に電場を発生させる工程と、
    　前記薄膜より大きなサイズを有し下面に複数の生体分子が固定された生体分子固定部材を前記電解質溶液中で前記薄膜に近づく方向に駆動する工程と、
    　前記生体分子固定化部材が前記薄膜に所定距離まで近づいたときに駆動を止める工程と、
    　前記ナノポアを介して流れるイオン電流の変化から生体分子が前記ナノポア内に入ったことを確認する工程と、
    　前記生体分子固定化部材を前記薄膜から遠ざかる方向に駆動しながら前記イオン電流を計測する工程と、
    　前記計測したイオン電流から前記生体分子を構成する分子を識別する情報を取得する工程と、
    　を有することを特徴とする生体分子測定方法。
  18. 　請求項１７に記載の生体分子測定方法において、
    　前記生体分子固定化部材を前記薄膜から遠ざかる方向に駆動するとき、前記イオン電流値の変化から生体分子が前記ナノポアから抜け出したことを検出する工程と、
    　前記生体分子が前記ナノポアから抜け出したことが検出されたとき前記生体分子固定化部材の駆動を止める工程と、
    　その後、前記生体分子固定化部材を前記薄膜に近づく方向に駆動しながら前記イオン電流を計測する工程と、前記薄膜から遠ざかる方向に駆動しながら前記イオン電流を計測する工程を反復し、各工程で計測したイオン電流から前記生体分子を構成する分子を識別する情報を取得することを特徴とする生体分子測定方法。
  19. 　請求項１７に記載の生体分子測定方法において、
    　前記ナノポアを有する薄膜が複数用意され、複数のナノポアのそれぞれを介して流れるイオン電流を独立して計測することにより複数の生体分子を構成する分子を識別する情報を取得することを特徴とする生体分子測定方法。
  20. 　電解質溶液中に配置された薄膜のナノポアを介して電圧を印加し前記ナノポアの周囲に電場を生成する工程と、
    　生体分子を固定化した磁気ビーズを前記電解質溶液中で電気泳動により泳動させ、生体分子を前記ナノポアに導入する工程と、
    　磁石材料からなる生体分子固定部材を前記薄膜に近づく方向に駆動し、磁力によって前記磁気ビーズを前記生体分子固定部材に固定する工程と、
    　前記生体分子固定部材を制御された速度で前記薄膜から離れる方向に駆動し、前記ナノポアを介して流れるイオン電流を検出する工程と、
    　前記ナノポア中を移動する生体分子に起因する前記イオン電流の変化から前記生体分子の配列情報を取得する工程と、
    　を有することを特徴とする生体分子測定方法。
     
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