WO2012057185A1 - 血液成分吸着用担体及び血液成分吸着カラム - Google Patents

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WO2012057185A1
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尚利 富田
上野　良之
一裕 棚橋
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東レ株式会社
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Definitions

  • the present invention relates to a blood component adsorption carrier and a blood component adsorption column.
  • Humoral factors such as inflammatory cytokines are deeply involved in the pathogenesis of inflammatory diseases such as systemic lupus erythematosus, rheumatoid arthritis, multiple sclerosis, ulcerative colitis, and Crohn's disease. Attempts have been made to treat inflammatory diseases by inactivating these humoral factors in biologics. However, these humoral factors do not act on the site of inflammation alone, but multiple humoral factors act synergistically to develop and progress inflammatory diseases. Attention has been focused on leukocyte removal therapy that removes the activated leukocytes themselves from the living body.
  • Leukocyte removal therapy is a method of purifying blood, removing blood from the veins outside the body, removing activated white blood cells with a column filled with an adsorption carrier, etc., and returning the purified blood to the opposite vein It is.
  • Leukocytes are roughly divided into three types: granulocytes, monocytes and lymphocytes. Since leukocytes directly involved in inflammation of inflammatory diseases are considered to be granulocytes and monocytes, granulocytes are selected.
  • Patent Document 1 has been developed (Patent Document 1) and a carrier that selectively adsorbs both activated granulocytes and monocytes, and also adsorbs inflammatory cytokines simultaneously (Patent Documents 2 and 3). Yes.
  • lymphocytes are also known to be indirectly involved in inflammation of inflammatory diseases.
  • the carrier (patent documents 4 and 5) which can adsorb
  • the existing carrier capable of adsorbing all three types of white blood cells, granulocytes, monocytes and lymphocytes is made of a nonwoven fabric with a high bulk density made from ultrafine fibers, and most blood components other than red blood cells. Therefore, safety problems such as suspension of circulation and blood leakage due to pressure loss during blood circulation have been pointed out.
  • a strong leukocyte removal carrier capable of adsorbing all three types of leukocytes and also capable of adsorbing inflammatory cytokines has been sought, but from the difficulty of overcoming the above problems, There are no reports of completed examples yet.
  • the present invention is a blood component capable of adsorbing and removing leukocytes of granulocytes, monocytes and lymphocytes while suppressing the occurrence of pressure loss during blood circulation and simultaneously adsorbing and removing inflammatory cytokines.
  • An object is to provide an adsorption carrier.
  • the present inventors have a small pressure loss due to clogging, and can adsorb and remove inflammatory cytokines in addition to granulocytes, monocytes and lymphocytes with high efficiency.
  • the present inventors have found a blood component-adsorbing carrier capable of achieving the above and have completed the present invention.
  • the present invention provides the blood component adsorption carrier and the blood component adsorption column described in the following (1) to (7).
  • a functional group having an acidic functional group selected from the group consisting of a sulfate group, a sulfite group and a sulfonic group and an amino group is introduced on the surface of a water-insoluble carrier comprising fibers or particles, and the fiber The carrier for adsorbing blood components, wherein the fiber diameter or the particle diameter of the particles is 0.5 to 20 ⁇ m.
  • the carrier for adsorbing blood components of the present invention all three types of white blood cells, granulocytes, monocytes and lymphocytes, can be adsorbed and removed from the blood of patients with inflammatory diseases with high efficiency. It can be removed by adsorption at the same time.
  • the blood component adsorption column packed with the blood component adsorption carrier of the present invention can be used for leukocyte removal therapy, and can be suitably used in the treatment of severe inflammatory diseases.
  • the blood component adsorption carrier of the present invention has an acidic functional group selected from the group consisting of a sulfate group, a sulfite group and a sulfonate group on the surface of a water-insoluble carrier composed of fibers or particles, and a functional group having an amino group.
  • the fiber diameter of the fibers or the particle diameter of the particles is 0.5 to 20 ⁇ m.
  • Bood component adsorption carrier refers to a material capable of adsorbing and removing blood components from blood.
  • a blood component refers to a component that constitutes blood, for example, a blood cell component such as red blood cells, white blood cells, or platelets or a humoral factor such as inflammatory cytokines, but for the purpose of treating inflammatory diseases. It is preferable that leukocytes and inflammatory cytokines are removed by adsorption.
  • Inflammatory cytokines are proteins secreted from cells that transmit information to specific cells, such as interleukins, tumor necrosis factor- ⁇ , transforming growth factor beta, interferon- ⁇ (hereinafter referred to as “interferon-gamma”). INF- ⁇ ), angiogenic growth factors and immunosuppressive acidic proteins.
  • Interleukins are cytokines that are secreted by leukocytes and function to regulate the immune system.
  • Interleukins are cytokines that are secreted by leukocytes and function to regulate the immune system.
  • interleukin-1 interleukin-6, interleukin-8 (hereinafter IL-8), interleukin- 10, interleukin-17 (hereinafter referred to as IL-17).
  • IL-8 interleukin-8
  • IL-17 interleukin-17
  • Adsorption refers to the state where blood components adhere to the blood component adsorption carrier and do not easily peel off.
  • Examples of the material of the “water-insoluble carrier comprising fibers or particles” include, for example, polyolefins such as polyethylene or polypropylene, polyesters such as polyethylene terephthalate or polybutylene terephthalate, fluorinated polymers such as Teflon (registered trademark), and poly (p-phenylene).
  • Polysulfone polymers such as ethersulfone), polyetherimide, polyimide, polyamide, polyether, polyphenylene sulfide, polystyrene or acrylic polymer, or blended and alloyed of these polymer compounds.
  • Polystyrene is preferred to facilitate the introduction of functional groups into the polymer, and polypropylene or polypropylene-polyethylene copolymer is preferred from the viewpoint of heat resistance or shape retention during processing.
  • a functional group having an acidic functional group selected from the group consisting of a sulfuric acid group, a sulfite group and a sulfonic acid group and an amino group means at least one sulfate group in a part of the chemical structure of the functional group, A functional group containing an acidic functional group and an amino group selected from the group consisting of a sulfite group and a sulfonic acid group.
  • the sulfuric acid group (—OSO 2 OH), the sulfite group (—O (SO) OH) and the sulfonic acid group (—SO 2 OH) have chemical structures similar to each other, and all have acidic hydroxyl groups. Therefore, it shows the common property of strong acidity and negative.
  • the acidic functional group is located at the end of the functional group so that the interaction between the acidic functional group and the blood component becomes easier.
  • the amino group is preferably a secondary amino group, and more preferably a tertiary amino group.
  • a chemical structure existing between an acidic functional group and an amino group that is, a chemical structure (hereinafter referred to as a spacer) connecting the acidic functional group and the amino group is a hydrogen atom.
  • the number of atoms which comprise a spacer is 200 or less.
  • a “functional group having an acidic functional group selected from the group consisting of a sulfate group, a sulfite group and a sulfonic acid group and an amino group” onto the surface of the water-insoluble carrier, the water-insoluble carrier and the functional group described above
  • the reactive functional group that mediates the bonding with halomethyl group active halogen group such as halomethyl group, haloacetyl group, haloacetamidomethyl group or halogenated alkyl group, epoxide group, carboxyl group, isocyanate group, thioisocyanate group
  • an acid anhydride group may be mentioned, but an active halogen group is preferable and a haloacetamidomethyl group is more preferable from the viewpoint of appropriate reactivity.
  • the above functional group in which the acidic functional group is located at the terminal and the spacer is an alkyl chain is, for example, a commercially available reagent that can be easily obtained by reacting an aminoalkylsulfonic acid with a haloacetamidomethyl group. Can be obtained.
  • the above functional group in which the spacer is an alkyl chain having 3 or less carbon atoms is aminoethylsulfonic acid (hereinafter taurine), 3-aminopropiosulfonic acid (hereinafter homotaurine) or N-methylaminoethylsulfonic acid ( Hereinafter, it can be obtained by reacting N-methyltaurine) or 1,3-propane sultone (hereinafter referred to as propane sultone) with a haloacetamidomethyl group.
  • taurine aminoethylsulfonic acid
  • homotaurine 3-aminopropiosulfonic acid
  • N-methylaminoethylsulfonic acid N-methylaminoethylsulfonic acid
  • propane sultone 1,3-propane sultone
  • “Fiber fiber diameter” and “particle particle diameter” of the “water-insoluble carrier composed of fibers or particles” need to be “0.5 to 20 ⁇ m” in order to exert the phagocytic ability of leukocytes. In order to exhibit the performance more stably, it is preferably 4 to 20 ⁇ m, more preferably 4 to 10 ⁇ m.
  • a preferred value for the lower limit is 0.5 ⁇ m, more preferably 4 ⁇ m.
  • a preferable value of the upper limit value is 20 ⁇ m, more preferably 10 ⁇ m. Any preferred lower limit can be combined with any preferred upper limit.
  • the phagocytic ability of leukocytes refers to the property that granulocytes and monocytes capture microorganisms and bacteria that have entered the body such as humans and try to eat them.
  • Fiber diameter of fiber refers to 10 small fiber samples taken at random and taken 2000 times using a scanning electron microscope, and 10 fibers (100 in total) for each photo. The average value of the measured values of the diameter.
  • particle size of particle means that 10 small particle samples are randomly collected and 2000 times magnified photographs are taken using a scanning electron microscope. ) Is the average of the measured values of the diameter of the particles.
  • a fiber having a larger diameter may be mixed from the viewpoint of securing the strength of the blood component adsorption carrier.
  • the fiber diameter of such a fiber having a larger diameter is 10 ⁇ 50 ⁇ m is preferred.
  • Examples of the shape of the water-insoluble carrier made of fibers include woven fabric, non-woven fabric, cotton fabric or hollow fiber.
  • a skeleton material fiber such as polypropylene is added to maintain the shape. Is also preferable.
  • the blood component adsorption carrier of the present invention is not intended to remove blood components by the principle of filtration.
  • granulocytes and monocytes its phagocytic ability is used.
  • lymphocytes and inflammatory cytokines “sulfate group” is used. Each of these is adsorbed and removed using the interaction between an acidic functional group selected from the group consisting of a sulfite group and a sulfonic acid group and a functional group having an amino group. Therefore, when the blood component adsorption carrier of the present invention is filled in a container such as a column, the void ratio can be increased as compared with the prior art, and the pressure loss can be greatly suppressed.
  • the porosity of the water-insoluble carrier is preferably 85 to 98%, and preferably 90 to 95%. Is more preferable.
  • a preferred value for the lower limit is 85%, more preferably 90%.
  • a preferable value of the upper limit is 98%, more preferably 95%. Any preferred lower limit can be combined with any preferred upper limit.
  • the acidic functional group included in the “functional group having an acidic functional group selected from the group consisting of a sulfate group, a sulfite group and a sulfonic acid group and an amino group” greatly contributes to the adsorption of lymphocytes. Is done.
  • the density of acidic functional groups is too large, competitive adsorption between lymphocytes and positively charged proteins occurs, and it is assumed that the adsorption rate of lymphocytes decreases.
  • the density of the acidic functional group can be expressed by a negative charge amount, but the negative charge amount of the blood component adsorption carrier of the present invention is 1.5 ⁇ 10 ⁇ 5 to 1.5 ⁇ 10 ⁇ 3 eq / g.
  • the lower limit is preferably 1.5 ⁇ 10 ⁇ 5 eq / g, more preferably 1.0 ⁇ 10 ⁇ 4 eq / g.
  • a preferable value of the upper limit is 1.5 ⁇ 10 ⁇ 3 eq / g, and more preferably 1.0 ⁇ 10 ⁇ 3 eq / g. Any preferred lower limit can be combined with any preferred upper limit.
  • a negative charge amount of 1 eq / g means that 1 g of adsorption carrier can adsorb 1 mol of proton.
  • the acidic functional group included in the “functional group having an acidic functional group selected from the group consisting of a sulfuric acid group, a sulfurous acid group and a sulfonic acid group and an amino group” contributes to the adsorption of inflammatory cytokines to some extent. It is guessed. In other words, the inflammatory cytokine is a protein of about 1 to several tens of kDa, and contains many kinds of ionic amino acids. Therefore, the positively charged site in the protein molecule interacts with the negative acidic functional group. It is presumed that
  • the container shape of the blood component adsorption column of the present invention packed with the above-described blood component adsorption carrier may be any container having an inlet and an outlet for blood.
  • Examples include prismatic containers such as columnar and octagonal cylinders.
  • Containers that can be filled with a blood component adsorption carrier in a stacked form containers that can be filled with a blood component adsorption carrier wound in a cylindrical shape, or blood from the outer periphery of the cylinder.
  • a container that flows inwardly and exits the container is preferred.
  • wt% means weight%
  • PP non-woven fabric After producing a nonwoven fabric composed of 85 wt% of this fiber and 15 wt% of polypropylene fiber having a diameter of 20 ⁇ m, a sheet-like polypropylene net (thickness 0.5 mm, single yarn diameter 0.3 mm, opening 2 mm) between the two nonwoven fabrics.
  • a non-woven fabric having a three-layer structure (hereinafter referred to as PP non-woven fabric) was obtained by needle punching.
  • PSt + PP non-woven fabric A non-woven fabric (PSt + PP non-woven fabric) having a core-sheath fiber diameter of 5 ⁇ m and a bulk density of 0.02 g / cm 3 by treating a non-woven fabric made of PP with a 3 wt% sodium hydroxide aqueous solution at 95 ° C.
  • nonwoven fabric A was produced.
  • Nitrobenzene 46 wt%, sulfuric acid 46 wt%, paraformaldehyde 1 wt%, N-methylol- ⁇ -chloroacetamide (hereinafter referred to as NMCA) 7 wt% were mixed, stirred and dissolved at 10 ° C. or less to prepare an NMCA reaction solution.
  • the NMCA reaction solution was brought to 5 ° C., and to 1 g of non-woven fabric A, the NMCA reaction solution was added at a solid-liquid ratio of about 40 mL, and reacted for 2 hours while maintaining the reaction solution at 5 ° C. in a water bath.
  • non-woven fabric B a chloroacetamidomethylated non-woven fabric
  • non-woven fabric D (Preparation of sulfoethane aminated nonwoven fabric) 13 g of taurine was added to 500 mL of DMSO, and triethylamine was added thereto and mixed so that the concentration was 473 mM, and 10 g of non-woven fabric B was immersed therein and reacted at 70 ° C. for 6 hours.
  • the non-woven fabric after the reaction was washed with DMSO and methanol, and further washed with water to obtain a sulfoethane-aminated non-woven fabric (hereinafter referred to as non-woven fabric D).
  • Table 1 shows the structural formulas of the functional groups introduced into the nonwoven fabric D.
  • non-woven fabric E (Preparation of sulfopropane aminated nonwoven fabric) 13 g of homotaurine was added to 500 mL of DMSO, and triethylamine was added thereto and mixed so that the concentration was 473 mM, and 10 g of non-woven fabric B was immersed therein and reacted at 70 ° C. for 6 hours. The non-woven fabric after the reaction was washed with DMSO and methanol, and further washed with water to obtain a sulfopropane aminated non-woven fabric (hereinafter referred to as non-woven fabric E). Table 1 shows the structural formulas of the functional groups introduced into the nonwoven fabric E.
  • nonwoven fabric F (Production of methylsulfoethane aminated nonwoven fabric) 4.2 g of N-methyltaurine and 5 g of potassium iodide were added to 500 mL of DMSO, and triethylamine was added thereto so as to have a concentration of 473 mM. Reacted for hours. The nonwoven fabric after the reaction was washed with DMSO and methanol, and further washed with water to obtain a methylsulfoethane aminated nonwoven fabric (hereinafter, nonwoven fabric F). Table 1 shows the structural formulas of the functional groups introduced into the nonwoven fabric E.
  • nonwoven fabric H (Production of dimethylsulfopropane aminated nonwoven fabric) 10 g of non-woven fabric G was immersed in a solution obtained by adding 9.77 mL of propane sultone to 465 mL of THF and mixed, and reacted at 50 ° C. for 6 hours. The nonwoven fabric after the reaction was washed with THF and methanol, and further washed with water to obtain a dimethylsulfopropane aminated nonwoven fabric (hereinafter, nonwoven fabric H). Table 1 shows the structural formulas of the functional groups introduced into the nonwoven fabric H.
  • non-woven fabric I (Production of mercaptoethane aminated nonwoven fabric) 11.6 g of aminoethanethiol hydrochloride was added to 500 mL of DMSO, and triethylamine was added thereto and mixed so that the concentration was 473 mM, and 10 g of non-woven fabric B was immersed therein and reacted at 70 ° C. for 6 hours. The non-woven fabric after the reaction was washed with DMSO and methanol, and further washed with water to obtain a mercaptoethane aminated non-woven fabric (hereinafter referred to as non-woven fabric I). Table 1 shows the structural formulas of the functional groups introduced into the nonwoven fabric I.
  • tetraethylenepentaminated polysulfone nonwoven fabric After immersing 0.1 g of the nonwoven fabric A in a solution obtained by dissolving the recovered tetraethylenepentamated polysulfone again in 20 mL of DMF, the tetraethylenepentamined polysulfone nonwoven fabric (hereinafter, referred to as “tetraethylenepentaminated polysulfone nonwoven fabric”) is pulled up immediately and further immersed in methanol.
  • Nonwoven fabric K was obtained. Table 1 shows the structural formulas of the functional groups introduced into the nonwoven fabric I.
  • nonwoven fabric L After immersing 0.1 g of the nonwoven fabric A in a solution obtained by re-dissolving the recovered sulfoethane aminated polysulfone in 20 mL of DMF, the nonwoven fabric is immediately pulled up and further immersed in methanol to thereby prepare a sulfoethane aminated polysulfone nonwoven fabric (hereinafter referred to as nonwoven fabric L). ) Table 1 shows the structural formulas of the functional groups introduced into the nonwoven fabric L.
  • nonwoven fabric M After immersing 0.1 g of the nonwoven fabric A in a solution obtained by re-dissolving the recovered sulfopropaneaminated polysulfone in 20 mL of DMF, the nonwoven fabric is immediately pulled up and further immersed in methanol to thereby prepare a sulfopropaneaminated polysulfone nonwoven fabric (hereinafter referred to as nonwoven fabric M). ) Table 1 shows the structural formulas of the functional groups introduced into the nonwoven fabric M.
  • nonwoven fabric N After immersing 0.1 g of the nonwoven fabric A in a solution obtained by dissolving the recovered mercaptoethane-aminated polysulfone in 20 mL of DMF again, it is immediately pulled up and further immersed in methanol to obtain a mercaptoethane-aminated polysulfone nonwoven fabric (hereinafter, nonwoven fabric N). ) Table 1 shows the structural formulas of the functional groups introduced into the nonwoven fabric N.
  • Example 1 The nonwoven fabric D was cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 1. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the following formulas 2 to 4. The results are shown in Table 2.
  • Nonwoven fabric E was cut into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • Example 3 The nonwoven fabric F was cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • Example 4 Nonwoven fabric H was cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • Example 5 The nonwoven fabric L was cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm, and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • Example 6 The nonwoven fabric M was cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • Nonwoven fabric C was cut into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • the non-woven fabric G was cut into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • Nonwoven fabric I was cut into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • Nonwoven fabric J was cut into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • Nonwoven fabric K was cut into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • the nonwoven fabric N was cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. 1 mL of human blood (heparin concentration 30 U / mL) was added to this container, and the mixture was inverted and mixed in a 37 ° C. incubator for 20 minutes, and then the adsorption rate of each blood component was calculated. The results are shown in Table 2. The number of each blood component was measured using a multi-item automatic blood cell analyzer XT-1800i (Sysmex Corporation). The adsorption rate of each blood component was calculated by the above formulas 2-4. The results are shown in Table 2.
  • the blood component adsorption carrier of the present invention in which a functional group having an acidic functional group was introduced on the surface of a water-insoluble carrier was compared with a carrier in which the functional group on the surface of the water-insoluble carrier had no acidic functional group.
  • the adsorption rate of lymphocytes was significantly improved while maintaining the adsorption rate of granulocytes and monocytes.
  • Example 7 Two pieces of non-woven fabric D were cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. To this container, 0.8 mL of fetal bovine serum (hereinafter referred to as FBS) prepared so that the concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ were all 500 pg / mL was added and placed in a 37 ° C. incubator. Mix by inverting for 1 hour, and then measure the residual concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ by ELISA, respectively, and the IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ adsorption rates according to the following formulas 5-7 was calculated. The results are shown in Table 3.
  • FBS fetal bovine serum
  • IL-8 adsorption rate (%) ⁇ (IL-8 concentration before inversion mixing) ⁇ (IL-8 concentration after inversion mixing) ⁇ / (IL-8 concentration before inversion mixing) ⁇ 100 ⁇
  • Formula 5 IL-17 adsorption rate (%) ⁇ (IL-17 concentration before inversion mixing) ⁇ (IL-17 concentration after inversion mixing) ⁇ / (IL-17 concentration before inversion mixing) ⁇ 100 ⁇
  • Formula 6 IFN- ⁇ adsorption rate (%) ⁇ (IFN- ⁇ concentration before inversion mixing) ⁇ (IFN- ⁇ concentration after inversion mixing) ⁇ / (IFN- ⁇ concentration before inversion mixing) ⁇ 100 ⁇ Formula 7
  • Example 8 Two pieces of non-woven fabric E were cut into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. To this container, 0.8 mL of FBS prepared so that the concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ are all 500 pg / mL were added, and mixed by inverting for 1 hour in a 37 ° C. incubator. The residual concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ were measured by ELISA, and the IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ adsorption rates were calculated according to the above formulas 5-7. The results are shown in Table 3.
  • Example 6 Two pieces of the nonwoven fabric F were cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm, and placed in a polypropylene container. To this container, 0.8 mL of FBS prepared so that the concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ are all 500 pg / mL were added, and mixed by inverting for 1 hour in a 37 ° C. incubator. The residual concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ were measured by ELISA, and the IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ adsorption rates were calculated according to the above formulas 5-7. The results are shown in Table 3.
  • Example 7 Two pieces of the nonwoven fabric H were cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm, and placed in a polypropylene container. To this container, 0.8 mL of FBS prepared so that the concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ are all 500 pg / mL were added, and mixed by inverting for 1 hour in a 37 ° C. incubator. The residual concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ were measured by ELISA, and the IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ adsorption rates were calculated according to the above formulas 5-7. The results are shown in Table 3.
  • Example 8 Two pieces of the nonwoven fabric L were cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm and placed in a polypropylene container. To this container, 0.8 mL of FBS prepared so that the concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ are all 500 pg / mL were added, and mixed by inverting for 1 hour in a 37 ° C. incubator. The residual concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ were measured by ELISA, and the IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ adsorption rates were calculated according to the above formulas 5-7. The results are shown in Table 3.
  • Example 9 Two pieces of the nonwoven fabric M were cut out into a disk shape having a diameter of 8 mm, and placed in a polypropylene container. To this container, 0.8 mL of FBS prepared so that the concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ are all 500 pg / mL were added, and mixed by inverting for 1 hour in a 37 ° C. incubator. The residual concentrations of IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ were measured by ELISA, and the IL-8, IL-17, and IFN- ⁇ adsorption rates were calculated according to the above formulas 5-7. The results are shown in Table 3.
  • the blood component adsorption carrier of the present invention in which a functional group having an acidic functional group was introduced on the surface of a water-insoluble carrier was compared with a carrier in which the functional group on the surface of the water-insoluble carrier had no acidic functional group. In some cases, it was revealed that the adsorption rate of IL-8, IL-17 and IFN- ⁇ was high.
  • the present invention can be used as a blood component adsorption column in the medical field.

Abstract

本発明は、血液循環中の圧力損失発生を抑制しながら、顆粒球、単球及びリンパ球のいずれもの白血球の吸着除去が可能であり、かつ、炎症性サイトカインを同時に吸着除去できる、血液成分吸着担体を提供することを目的としている。本発明は、繊維又は粒子からなる水不溶性担体の表面に、硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基と、アミノ基とを有する官能基が導入されてなり、上記繊維の繊維径又は上記粒子の粒子径は、０．５～２０μｍである、血液成分吸着用担体を提供する。

Description

血液成分吸着用担体及び血液成分吸着カラム
　本発明は、血液成分吸着用担体及び血液成分吸着カラムに関する。
　炎症性サイトカイン等の液性因子は、全身性エリテマトーデス、関節リウマチ、多発性硬化症、潰瘍性大腸炎、クローン病等の炎症性疾患の病因に深く関与しており、低分子医薬品や抗体等の生物製剤でこれらの液性因子を不活化することで炎症性疾患を治療する試みがなされている。しかしながら、これらの液性因子は、単独で炎症部位に作用するのではなく、複数の液性因子が相乗的に作用して炎症性疾患を発症及び進行させるため、最近では、液性因子の供給源である活性化した白血球自体を生体から除去する白血球除去療法に注目が集まっている。
　白血球除去療法は、血液を浄化する方法で、静脈から血液を体外に取り出し、吸着用担体を充填したカラム等で活性化した白血球を除去し、浄化された血液を反対側の静脈へ戻す治療法である。白血球は、顆粒球、単球及びリンパ球の３種類に大別されるが、炎症性疾患の炎症に直接関与する白血球は顆粒球と単球であると考えられているため、顆粒球を選択的に吸着する担体（特許文献１）や、活性化した顆粒球と単球の双方を選択的に吸着し、さらに炎症性サイトカインについても同時に吸着する担体（特許文献２及び３）が開発されている。
　その一方で、リンパ球も炎症性疾患の炎症に間接的には関与することが知られ、重症化した炎症性疾患患者の早期治癒のためには、顆粒球及び単球のみならず、リンパ球も合わせて吸着除去すべきとの考え方も並存している。このため、顆粒球、単球及びリンパ球の３種類の白血球のすべてを吸着可能な担体（特許文献４及び５）についても開発がなされている。
特許第２５０１５００号明細書 特開２００６－３１２８０４号公報 特開平７－０８００６２号公報 特開昭６０－１９３４６８号公報 特開２００１－３１０９１７号公報
　しかしながら、顆粒球、単球及びリンパ球の３種類の白血球のすべてを吸着可能な既存の担体は、極細繊維から作製した嵩密度が高い不織布からなるものであって、赤血球以外のほとんどの血液成分を濾過するものであったため、血液循環中に圧力損失が生じることによる循環の停止や血液漏洩等の安全上の問題が指摘されていた。その一方で、３種類の白血球のすべての吸着が可能であり、かつ、さらに炎症性サイトカインについても吸着可能な強力な白血球除去担体が求められていたが、上記問題点の克服の困難性から、未だ完成例の報告がないのが現状である。
　そこで本発明は、血液循環中の圧力損失発生を抑制しながら、顆粒球、単球及びリンパ球のいずれもの白血球の吸着除去が可能であり、かつ、炎症性サイトカインを同時に吸着除去できる、血液成分吸着担体を提供することを目的とする。
　上記課題を解決するために鋭意研究を重ねた結果、本発明者らは、目詰まりによる圧力損失が小さく、顆粒球、単球及びリンパ球に加えて炎症性サイトカインを高効率で吸着除去することが可能な血液成分吸着担体を見出し、本発明を完成するに至った。
　すなわち、本発明は、以下の（１）～（７）に記載した血液成分吸着用担体及び血液成分吸着カラムを提供する。
（１）　繊維又は粒子からなる水不溶性担体の表面に、硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基と、アミノ基とを有する官能基が導入されてなり、上記繊維の繊維径又は上記粒子の粒子径は、０．５～２０μｍである、血液成分吸着用担体。
（２）　上記水不溶性担体の空隙率は、８５～９８％である、上記（１）に記載の血液成分吸着用担体。
（３）　上記水不溶性担体の陰性荷電量は、１．５×１０－５～１．５×１０－３ｅｑ／ｇである、（１）又は（２）に記載の血液成分吸着用担体。
（４）　上記水不溶性担体は、繊維径が４～１０μｍの繊維である、上記（１）～（３）のいずれかに記載の血液成分吸着用担体。
（５）　上記酸性官能基と上記アミノ基とは、アルキル鎖で結合されている、上記（１）～（４）のいずれかに記載の血液成分吸着用担体。
（６）　上記アルキル鎖は、炭素数３以下のアルキル鎖である、上記（５）に記載の血液成分吸着用担体。
（７）　上記（１）～（６）のいずれかに記載の血液成分吸着用担体が充填された、血液成分吸着カラム。
　本発明の血液成分吸着用担体によれば、炎症性疾患患者の血液から顆粒球、単球及びリンパ球の３種類の白血球のすべてを高効率に吸着除去することができ、炎症性サイトカインについても同時に吸着除去することができる。また、本発明の血液成分吸着用担体を充填した血液成分吸着カラムは、白血球除去療法に使用することができ、重症化した炎症性疾患の治療において好適に利用できる。
　本発明の血液成分吸着用担体は、繊維又は粒子からなる水不溶性担体の表面に、硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基と、アミノ基とを有する官能基が導入されてなり、上記繊維の繊維径又は上記粒子の粒子径は、０．５～２０μｍであることを特徴とする。
　「血液成分吸着用担体」とは、血液から血液成分を吸着除去可能な材料をいう。
　血液成分とは、血液を構成する成分のことをいい、例えば、赤血球、白血球若しくは血小板等の血球成分又は炎症性サイトカイン等の液性因子が挙げられるが、炎症性疾患の治療を目的とする場合には、白血球及び炎症性サイトカインが吸着除去されることが好ましい。
　炎症性サイトカインとは、特定の細胞に情報を伝達する、細胞から分泌されるタンパク質をいい、例えば、インターロイキン、腫瘍壊死因子－α、トランスフォーミング・グロウス・ファクター・ベータ、インターフェロン－γ（以下、ＩＮＦ－γ）、血管新生増殖因子および免疫抑制酸性蛋白が挙げられる。
　インターロイキンとは、白血球が分泌し、免疫系の調節に機能するサイトカインのことをいい、例えば、インターロイキン－１、インターロイキン－６、インターロイキン－８（以下、ＩＬ－８）、インターロイキン－１０、インターロイキン－１７（以下、ＩＬ－１７）が挙げられる。
　吸着とは、血液成分が血液成分吸着用担体に付着し、容易に剥離しない状態をいう。
　「繊維又は粒子からなる水不溶性担体」の材質としては、例えば、ポリエチレン若しくはポリプロピレン等のポリオレフィン、ポリエチレンテレフタレート若しくはポリブチレンテレフタレート等のポリエステル、テフロン（登録商標）等のフッ素化ポリマー、ポリ（ｐ－フェニレンエーテルスルホン）等のポリスルホン系重合体、ポリエーテルイミド、ポリイミド、ポリアミド、ポリエーテル、ポリフェニレンサルファイド、ポリスチレン又はアクリルポリマーあるいはこれら高分子化合物をブレンド、アロイ化したものが挙げられるが、水不溶性担体の表面への官能基導入を容易とするためにはポリスチレンが好ましく、耐熱性又は加工時の形状保持の観点からはポリプロピレン又はポリプロピレン－ポリエチレン共重合体が好ましい。
　「硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基と、アミノ基とを有する官能基」とは、官能基の化学構造の一部に、少なくとも一つずつの硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基及びアミノ基を含む官能基をいう。
　硫酸基（－ＯＳＯ２ＯＨ）、亜硫酸基（－Ｏ（ＳＯ）ＯＨ）及びスルホン酸基（－ＳＯ２ＯＨ）は、相互に類似する化学構造であり、いずれも酸性の水酸基を有するものであることから、強酸性や陰性という共通の性質を示す。
　上記の酸性官能基は、酸性官能基と血液成分との相互作用がより容易になるよう、上記の官能基の末端に位置していることが好ましい。
　上記のアミノ基は、第２級のアミノ基であることが好ましく、第３級のアミノ基であることがより好ましい。
　上記の官能基の化学構造の内、酸性官能基とアミノ基との間に存在する化学構造、すなわち、酸性官能基とアミノ基とを結合している化学構造（以下、スペーサー）は、水素原子、炭素原子、酸素原子、窒素原子、硫黄原子又は珪素原子から構成されることが好ましく、アルキル鎖であることがより好ましく、炭素数３以下のアルキル鎖であることがさらに好ましい。また、スペーサーが過大になると酸性官能基の密度が低下することから、スペーサーを構成する原子数は、２００以下であることが好ましい。
　水不溶性担体の表面に「硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基と、アミノ基とを有する官能基」を導入する際に、水不溶性担体と、上記の官能基との結合を媒介する反応性官能基としては、例えば、ハロメチル基、ハロアセチル基、ハロアセトアミドメチル基若しくはハロゲン化アルキル基等の活性ハロゲン基、エポキサイド基、カルボキシル基、イソシアン酸基、チオイソシアン酸基又は酸無水物基が挙げられるが、適度な反応性を有する観点から、活性ハロゲン基が好ましく、ハロアセトアミドメチル基がより好ましい。
　酸性官能基が末端に位置しており、かつ、スペーサーがアルキル鎖である上記の官能基は、例えば、市販の試薬であってその入手が容易なアミノアルキルスルホン酸を、ハロアセトアミドメチル基と反応させることで得ることができる。中でも、スペーサーが炭素数３以下のアルキル鎖である上記の官能基は、アミノエチルスルホン酸（以下、タウリン）若しくは３－アミノプロピオスルホン酸（以下、ホモタウリン）又はＮ－メチルアミノエチルスルホン酸（以下、Ｎ－メチルタウリン）若しくは１，３－プロパンスルトン（以下、プロパンスルトン）をハロアセトアミドメチル基と反応させることで得ることができる。
　「繊維又は粒子からなる水不溶性担体」の「繊維の繊維径」及び「粒子の粒子径」は、白血球の貪食能を発揮させるために「０．５～２０μｍである」必要があるが、貪食能をより安定して発揮させるためには４～２０μｍであることが好ましく、４～１０μｍであることがより好ましい。下限値の好ましい値は０．５μｍであり、より好ましくは４μｍである。上限値の好ましい値は２０μｍであり、より好ましくは１０μｍである。いずれの好ましい下限値もいずれの好ましい上限値と組み合わせることができる。ここで白血球の貪食能とは、顆粒球及び単球がヒトなどの体内に侵入した微生物や細菌等を捕らえ、これを食べようとする性質をいう。
　「繊維の繊維径」とは、繊維の小片サンプル１０個をランダムに採取して、走査型電子顕微鏡を用いて２０００倍の写真をそれぞれ撮影し、各写真あたり１０箇所（計１００箇所）の繊維の直径を測定した値の平均値をいう。同様に、「粒子の粒子径」とは、粒子の小片サンプル１０個をランダムに採取して、走査型電子顕微鏡を用いて２０００倍の写真をそれぞれ撮影し、各写真あたり１０箇所（計１００箇所）の粒子の直径を測定した値の平均値をいう。
　上記繊維の繊維径が１０μｍ未満である場合、血液成分吸着用担体の強度を確保する観点からより太径の繊維を混合してもよいが、このような太径の繊維の繊維径は、１０～５０μｍが好ましい。
　繊維からなる水不溶性担体の形状としては、例えば、織布、不織布、綿布又は中空糸が挙げられるが、形状が不織布の場合には、その形状保持のためにポリプロピレンなどの骨格材繊維を入れることも好ましい。
　本発明の血液成分吸着担体は、濾過の原理によって血液成分を除去しようとするものではなく、顆粒球及び単球についてはその貪食能を利用して、リンパ球及び炎症性サイトカインについては「硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基と、アミノ基とを有する官能基」との相互作用を利用して、それぞれを吸着除去せんとするものである。このため、本発明の血液成分吸着担体をカラム等の容器に充填して用いる場合には、従来技術に比べてその空隙率を大きくして、圧力損失を大幅に抑制することが可能である。一方で、空隙率が大きすぎる場合には吸着担体の形状維持が困難となることから、上記の水不溶性担体の空隙率は、８５～９８％であることが好ましく、９０～９５％であることがより好ましい。下限値の好ましい値は８５％であり、より好ましくは９０％である。上限値の好ましい値は９８％であり、より好ましくは９５％である。いずれの好ましい下限値もいずれの好ましい上限値と組み合わせることができる。
　「空隙率」とは、血液成分吸着担体における空隙の容積の割合であって、血液成分吸着担体における空隙の容積を血液成分吸着担体の見かけ体積で除して、百分率で表した数値をいうが、より具体的には、走査型電子顕微鏡を用いて血液成分吸着担体の断面の２００倍の写真を撮影し、その画像解析結果を用いて以下の式１により算出した。
 
　空隙率（％）＝｛（ｂ－ａ）／ｂ｝×１００　・・・・・・式１
 
　　ａ　：　水不溶性担体で占められている部分の面積
　　ｂ　：　血液成分吸着担体の断面の全面積
 
　「硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基と、アミノ基とを有する官能基」に含まれる酸性官能基は、リンパ球の吸着に大きく寄与しているものと推測される。その一方で、酸性官能基の密度が大きすぎる場合には、リンパ球と、陽性電荷を有するタンパク質との競争吸着が生じるため、リンパ球の吸着率は減少するものと推測される。酸性官能基の密度は陰性荷電量で表すことが可能であるが、本発明の血液成分吸着担体の陰性荷電量は、１．５×１０－５～１．５×１０－３ｅｑ／ｇであることが好ましく、１．０×１０－４～１．０×１０－３ｅｑ／ｇであることがより好ましい。下限値の好ましい値は１．５×１０－５ｅｑ／ｇであり、より好ましくは１．０×１０－４ｅｑ／ｇである。上限値の好ましい値は１．５×１０－３ｅｑ／ｇであり、より好ましくは１．０×１０－３ｅｑ／ｇである。いずれの好ましい下限値もいずれの好ましい上限値と組み合わせることができる。ここで１ｅｑ／ｇの陰性荷電量とは、１ｇの吸着担体が１ｍｏｌのプロトンを吸着可能であることを表す。
　「硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基と、アミノ基とを有する官能基」に含まれる酸性官能基は、炎症性サイトカインの吸着にもある程度寄与しているものと推測される。すなわち、炎症性サイトカインは１～数１０ｋＤａ程度のタンパク質であって、多種類のイオン性のアミノ酸を含むため、タンパク質分子中の陽性電荷を帯びている部位と、陰性の酸性官能基とは相互作用をするものと推測される。
　上記の血液成分吸着用担体が充填された本発明の血液成分吸着カラムの容器形状としては、血液の入口と出口を有する容器であればよいが、例えば、円柱状、三角柱状、四角柱状、六角柱状、八角柱状等の角柱状容器が挙げられるが、血液成分吸着用担体を積層状に充填できる容器、血液成分吸着用担体を円筒状に巻いたものを充填できる容器又は血液が円筒の外周より入り内側へと流れて容器外に出る容器が好ましい。
　以下、本発明の血液成分吸着カラムについて、実験例により具体的に説明する。なお、実施例中、ｗｔ％は重量％の意味である。
（ＰＰ製不織布の作製）
　３６島の海島複合繊維であって、島が更に芯鞘複合によりなるものを次の成分を用いて、紡糸速度８００ｍ／分、延伸倍率３倍の製糸条件で得た。
 
島の芯成分：　ポリプロピレン
島の鞘成分：　ポリスチレン９０ｗｔ％、ポリプロピレン１０ｗｔ％
海成分：　エチレンテレフタレート単位を主たる繰り返し単位とし、共重合成分として５－ナトリウムスルホイソフタル酸を３ｗｔ％含む共重合ポリエステル
複合比率（重量比率）：　芯：鞘：海＝４５：４０：１５
 
　この繊維８５ｗｔ％と直径２０μｍのポリプロピレン繊維１５ｗｔ％とからなる不織布を作製した後、この不織布２枚の間にシート状のポリプロピレン製ネット（厚み０．５ｍｍ、単糸径０．３ｍｍ、開口部２ｍｍ角）を挟み、ニードルパンチすることによって３層構造の不織布（以下、ＰＰ製不織布）を得た。
（ＰＳｔ＋ＰＰ製不織布の作製）
　ＰＰ製不織布を９５℃、３ｗｔ％の水酸化ナトリウム水溶液で処理し、海成分を溶解することによって、芯鞘繊維の直径が５μｍで、嵩密度が０．０２ｇ／ｃｍ３の不織布（ＰＳｔ＋ＰＰ製不織布、以下、不織布Ａ）を作製した。
（クロロアセトアミドメチル化不織布の作製）
　ニトロベンゼン４６ｗｔ％、硫酸４６ｗｔ％、パラホルムアルデヒド１ｗｔ％、Ｎ－メチロール－α－クロルアセトアミド（以下、ＮＭＣＡ）７ｗｔ％を１０℃以下で混合、撹拌、溶解しＮＭＣＡ化反応液を調製した。このＮＭＣＡ化反応液を５℃にし、１ｇの不織布Ａに対し、約４０ｍＬの固液比でＮＭＣＡ化反応液を加え、水浴中で反応液を５℃に保ったまま２時間反応させた。その後、反応液から不織布を取り出し、ＮＭＣＡ反応液と同量のニトロベンゼンに浸漬し洗浄した。続いて不織布を取り出し、メタノールに浸漬し洗浄を行い、クロロアセトアミドメチル化不織布（以下、不織布Ｂ）を得た。
（テトラエチレンペンタミン化不織布の作製）
　テトラエチレンペンタミン（以下、ＴＥＰＡ）の濃度が２０ｍＭ、トリエチルアミンの濃度が４７３ｍＭとなるようにそれぞれを５００ｍＬのジメチルスルホキシド（以下、ＤＭＳＯ）に溶解した液に、１０ｇの不織布Ｂを浸して４０℃で３時間反応させた。反応後の不織布をＤＭＳＯ及びメタノールで洗浄し、さらに水洗することによって、ＴＥＰＡ化不織布（以下、不織布Ｃ）を得た。不織布Ｃに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（スルホエタンアミノ化不織布の作製）
　１３ｇのタウリンを５００ｍＬのＤＭＳＯに加え、そこへ濃度が４７３ｍＭとなるようにトリエチルアミンを加えて混合した液に、１０ｇの不織布Ｂを浸して７０℃で６時間反応させた。反応後の不織布をＤＭＳＯ及びメタノールで洗浄し、さらに水洗することによって、スルホエタンアミノ化不織布（以下、不織布Ｄ）を得た。不織布Ｄに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（スルホプロパンアミノ化不織布の作製）
　１３ｇのホモタウリンを５００ｍＬのＤＭＳＯに加え、そこへ濃度が４７３ｍＭとなるようにトリエチルアミンを加えて混合した液に、１０ｇの不織布Ｂを浸して７０℃で６時間反応させた。反応後の不織布をＤＭＳＯ及びメタノールで洗浄し、さらに水洗することによって、スルホプロパンアミノ化不織布（以下、不織布Ｅ）を得た。不織布Ｅに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（メチルスルホエタンアミノ化不織布の作製）
　４．２ｇのＮ－メチルタウリン及び５ｇのヨウ化カリウムを５００ｍＬのＤＭＳＯに加え、そこへ濃度が４７３ｍＭとなるようにトリエチルアミンを加えて混合した液に、１０ｇの不織布Ｂを浸して６０℃で６時間反応させた。反応後の不織布をＤＭＳＯ及びメタノールで洗浄し、さらに水洗することによって、メチルスルホエタンアミノ化不織布（以下、不織布Ｆ）を得た。不織布Ｅに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（ジメチルアミノ化不織布の作製）
　２．５ｇのジメチルアミン及び５ｇのヨウ化カリウムを５００ｍＬのＤＭＳＯに加え、そこへ濃度が４７３ｍＭとなるようにトリエチルアミンを加えて混合した液に、１０ｇの不織布Ｂを浸して５０℃で８時間反応させた。反応後の不織布をＤＭＳＯ及びメタノールで洗浄し、さらに水洗することによって、ジメチルアミノ化不織布（以下、不織布Ｇ）を得た。不織布Ｆに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（ジメチルスルホプロパンアミノ化不織布の作製）
　９．７７ｍＬのプロパンスルトンを４６５ｍＬのＴＨＦに加えて混合した液に、１０ｇの不織布Ｇを浸して５０℃で６時間反応させた。反応後の不織布をＴＨＦ及びメタノールで洗浄し、さらに水洗することによって、ジメチルスルホプロパンアミノ化不織布（以下、不織布Ｈ）を得た。不織布Ｈに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（メルカプトエタンアミノ化不織布の作製）
　１１．６ｇのアミノエタンチオール塩酸塩を５００ｍＬのＤＭＳＯに加え、そこへ濃度が４７３ｍＭとなるようにトリエチルアミンを加えて混合した液に、１０ｇの不織布Ｂを浸して７０℃で６時間反応させた。反応後の不織布をＤＭＳＯ及びメタノールで洗浄し、さらに水洗することによって、メルカプトエタンアミノ化不織布（以下、不織布Ｉ）を得た。不織布Ｉに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（ジメチルメルカプトエタンアミノ化不織布の作製）
　４．２ｇのジメチルアミノエタンチオール塩酸塩及び５ｇのヨウ化カリウムを５００ｍＬのＤＭＳＯに加え、そこへ濃度が４７３ｍＭとなるようにトリエチルアミンを加えて混合した液に、１０ｇの不織布Ｂを浸して６０℃で６時間反応させた。反応後の不織布をＤＭＳＯ及びメタノールで洗浄し、さらに水洗することによって、ジメチルメルカプトエタンアミノ化不織布（以下、不織布Ｊ）を得た。不織布Ｊに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（クロロアセトアミドメチル化ポリスルホンの作製）
　３２ｍＬの５ｗｔ％ポリスルホン／ニトロベンゼン溶液に、０℃で調製した２ｍＬの２ｗｔ％ＮＭＣＡ／硫酸溶液を加え、１時間撹拌した。ここに氷冷した８００ｍＬのメタノールを加えることでクロロアセトアミドメチル化ポリスルホンを析出させ、回収した。回収したクロロアセトアミドメチル化ポリスルホンを２０ｍＬのジメチルホルムアミド（以下、ＤＭＦ）に溶解した液に、再度氷冷した４００ｍＬのメタノールを加えることで、クロロアセトアミドメチル化ポリスルホンを得た。
（テトラエチレンペンタミン化ポリスルホン不織布の作製）
　１ｇのクロロアセトアミドメチル化ポリスルホンを３０ｍＬのＤＭＦに溶解し、そこへ濃度が２０ｍＭとなるようにテトラエチレンペンタミンを加えて１７時間撹拌した後、ここに氷冷した６００ｍＬのメタノールを加えることでテトラエチレンペンタミン化ポリスルホンを析出させ、回収した。回収したテトラエチレンペンタミン化ポリスルホンを２０ｍＬのＤＭＦに再度溶解した液に、０．１ｇの不織布Ａを浸した後、直ぐに引き上げてさらにメタノールに浸すことによって、テトラエチレンペンタミン化ポリスルホン不織布（以下、不織布Ｋ）を得た。不織布Ｉに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（スルホエタンアミノ化ポリスルホン不織布の作製）
　１ｇのクロロアセトアミドメチル化ポリスルホンを３０ｍＬのＤＭＦに溶解し、そこへ濃度が２００ｍＭとなるようにタウリンを加えて１７時間撹拌した後、ここに氷冷した６００ｍＬのメタノールを加えることでスルホエタンアミノ化ポリスルホンを析出させ、回収した。回収したスルホエタンアミノ化ポリスルホンを２０ｍＬのＤＭＦに再度溶解した液に、０．１ｇの不織布Ａを浸した後、直ぐに引き上げてさらにメタノールに浸すことによって、スルホエタンアミノ化ポリスルホン不織布（以下、不織布Ｌ）を得た。不織布Ｌに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（スルホプロパンアミノ化ポリスルホン不織布の作製）
　１ｇのクロロアセトアミドメチル化ポリスルホンを３０ｍＬのＤＭＦに溶解し、そこへ濃度が２００ｍＭとなるようにホモタウリンを加えて１７時間撹拌した後、ここに氷冷した６００ｍＬのメタノールを加えることでスルホプロパンアミノ化ポリスルホンを析出させ、回収した。回収したスルホプロパンアミノ化ポリスルホンを２０ｍＬのＤＭＦに再度溶解した液に、０．１ｇの不織布Ａを浸した後、直ぐに引き上げてさらにメタノールに浸すことによって、スルホプロパンアミノ化ポリスルホン不織布（以下、不織布Ｍ）を得た。不織布Ｍに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
（メルカプトエタンアミノ化ポリスルホン不織布の作製）
　１ｇのクロロアセトアミドメチル化ポリスルホンを３０ｍＬのＤＭＦに溶解し、そこへ濃度が２００ｍＭとなるようにアミノエタンチオール塩酸塩を加えて１７時間撹拌した後、ここに氷冷した６００ｍＬのメタノールを加えることでメルカプトエタンアミノ化ポリスルホンを析出させ、回収した。回収したメルカプトエタンアミノ化ポリスルホンを２０ｍＬのＤＭＦに再度溶解した液に、０．１ｇの不織布Ａを浸した後、直ぐに引き上げてさらにメタノールに浸すことによって、メルカプトエタンアミノ化ポリスルホン不織布（以下、不織布Ｎ）を得た。不織布Ｎに導入された官能基の構造式を、表１に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000001
（実施例１）
　不織布Ｄを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表１に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、以下の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
 
　顆粒球吸着率（％）＝｛（循環前血液中の顆粒球数）－（循環後血液中の顆粒球数）｝／（循環前血液中の顆粒球数）×１００　・・・・・・式２
 
　単球吸着率（％）＝｛（循環前血液中の単球数）－（循環後血液液中の単球数）｝／（循環前血液中の単球数）×１００　・・・・・・式３
 
　リンパ球吸着率（％）＝｛（循環前血液中のリンパ球数）－（循環後血液液中のリンパ球数）｝／（循環前血液中のリンパ球数）×１００　・・・・・・式４
 
（実施例２）
　不織布Ｅを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（実施例３）
　不織布Ｆを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（実施例４）
　不織布Ｈを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（実施例５）
　不織布Ｌを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（実施例６）
　不織布Ｍを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（比較例１）
　不織布Ｃを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（比較例２）
　不織布Ｇを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（比較例３）
　不織布Ｉを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（比較例４）
　不織布Ｊを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（比較例５）
　不織布Ｋを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
（比較例６）
　不織布Ｎを直径８ｍｍの円板状に切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ヒト血液（ヘパリン濃度３０Ｕ／ｍＬ）を１ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で２０分間転倒混和してから各血液成分の吸着率を算出した。結果を表２に示す。なお、各血液成分数の測定は、多項目自動血球分析装置ＸＴ－１８００ｉ（シスメックス株式会社）を用いて行った。各血液成分の吸着率は、上記の式２～４により算出した。結果を表２に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000002
　表２の結果から、水不溶性担体の表面に酸性官能基を有する官能基を導入した本発明の血液成分吸着担体は、水不溶性担体の表面の官能基が酸性官能基を有しない担体と比較した場合において、顆粒球及び単球の吸着率を維持しながら、さらにリンパ球の吸着率が顕著に向上していることが明らかとなった。
（実施例７）
　不織布Ｄを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したウシ胎児血清（以下、ＦＢＳ）を０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、以下の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
 
　ＩＬ－８吸着率（％）＝｛（転倒混和前のＩＬ－８濃度）－（転倒混和後のＩＬ－８濃度）｝／（転倒混和前のＩＬ－８濃度）×１００　・・・・・・式５
 
　ＩＬ－１７吸着率（％）＝｛（転倒混和前のＩＬ－１７濃度）－（転倒混和後のＩＬ－１７濃度）｝／（転倒混和前のＩＬ－１７濃度）×１００　・・・・・・式６
 
　ＩＦＮ－γ吸着率（％）＝｛（転倒混和前のＩＦＮ－γ濃度）－（転倒混和後のＩＦＮ－γ濃度）｝／（転倒混和前のＩＦＮ－γ濃度）×１００　・・・・・・式７
 
（実施例８）
　不織布Ｅを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（実施例６）
　不織布Ｆを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（実施例７）
　不織布Ｈを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（実施例８）
　不織布Ｌを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（実施例９）
　不織布Ｍを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（比較例７）
　不織布Ｃを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（比較例８）
　不織布Ｇを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８の濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８の残濃度を測定し、上記の式５によりＩＬ－８吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（比較例９）
　不織布Ｉを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（比較例１０）
　不織布Ｊを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（比較例１１）
　不織布Ｋを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
（比較例１２）
　不織布Ｎを直径８ｍｍの円板状に２枚切り抜き、ポリプロピレン製の容器に入れた。この容器に、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの濃度がいずれも５００ｐｇ／ｍＬになるように調製したＦＢＳを０．８ｍＬ添加し、３７℃のインキュベータ内で１時間転倒混和してからＥＬＩＳＡ法にてＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの残濃度をそれぞれ測定し、上記の式５～７によりＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γ吸着率を算出した。結果を表３に示す。
Figure JPOXMLDOC01-appb-T000003
　表３の結果から、水不溶性担体の表面に酸性官能基を有する官能基を導入した本発明の血液成分吸着担体は、水不溶性担体の表面の官能基が酸性官能基を有しない担体と比較した場合において、ＩＬ－８、ＩＬ－１７及びＩＦＮ－γの吸着率が高いことが明らかとなった。
　本発明は、医療分野の血液成分吸着カラムとして用いることができる。

Claims (7)

  1. 　繊維又は粒子からなる水不溶性担体の表面に、硫酸基、亜硫酸基及びスルホン酸基からなる群から選ばれる酸性官能基と、アミノ基とを有する官能基が導入されてなり、
    　前記繊維の繊維径又は前記粒子の粒子径は、０．５～２０μｍである、血液成分吸着用担体。
  2. 　前記水不溶性担体の空隙率は、８５～９８％である、請求項１記載の血液成分吸着用担体。
  3. 　前記水不溶性担体の陰性荷電量は、１．５×１０－５～１．５×１０－３ｅｑ／ｇである、請求項１又は２記載の血液成分吸着用担体。
  4. 　前記水不溶性担体は、繊維径が４～１０μｍの繊維である、請求項１～３のいずれか一項記載の血液成分吸着用担体。
  5. 　前記酸性官能基と前記アミノ基とは、アルキル鎖で結合されている、請求項１～４のいずれか一項記載の血液成分吸着用担体。
  6. 　前記アルキル鎖は、炭素数３以下のアルキル鎖である、請求項５記載の血液成分吸着用担体。
  7. 　請求項１～６のいずれか一項記載の血液成分吸着用担体が充填された、血液成分吸着カラム。
PCT/JP2011/074629 2010-10-27 2011-10-26 血液成分吸着用担体及び血液成分吸着カラム WO2012057185A1 (ja)

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