ES2594927T3 - Métodos para prevenir las metástasis cancerosas - Google Patents

Abstract

Un glicerolípido de fórmula (I)**Fórmula** en la que: - R1 es un grupo alquilo o alquenilo que tiene de 16 a 18 átomos de carbono, - R2 es un grupo seleccionado del grupo que consiste en: (a) un grupo de fórmula (II):**Fórmula** en la que R21, R22 y R23, independientemente entre sí, se seleccionan del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un grupo alquilo que tiene 1 o 2 átomos de carbono, y (b) un hidroxilo, y - R3 se selecciona del grupo que consiste en: - un grupo monosacárido o un grupo polisacárido que tiene de 2 a 4 unidades de sacárido, o - un grupo de fórmula (III)**Fórmula** en la que R4 se selecciona del grupo que consiste en un grupo monosacárido o un grupo polisacárido que tiene de 2 a 4 unidades de sacárido, para su uso en la prevención de la metástasis cancerosa sin efecto sobre el crecimiento del tumor primario.

Description

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OH u OAc y (ii) lactosa-β- o acetillactosa-β-(1-6)-Glu cuando R81 es OH u OAc y R82 es H.

De forma ilustrativa:

5  El Compuesto A se ilustra en particular por los compuestos JPH1518 y JPH1523 divulgados en la Tabla 1 y

Tabla 2.  El Compuesto B se ilustra en particular por los compuestos JPH1519 y JPH1524 divulgados en la Tabla 2.  El Compuesto C se ilustra en particular por el compuesto JPH1528 divulgado en la Tabla 1 y Tabla 2.  El Compuesto D se ilustra en particular por el compuesto JPH1701 divulgado en las Tablas 1, 2 y 3 y el

10 compuesto JPH1700 divulgado en la Tabla 3.  El Compuesto G se ilustra en particular por el compuesto JPH1800 divulgado en la Tabla 3.  El Compuesto I se ilustra en particular por los compuestos JPH1784 y JPH1882 divulgados en la Tabla 3 y  El Compuesto M se ilustra en particular por el compuesto CHS31 divulgado en la Tabla 3.

15 Para llevar a cabo la síntesis de un compuesto de fórmula (I), el experto en la materia puede consultar las siguientes referencias:

-J.J. Godfroid, C. Broquet, S. Jouquey, M. Lobbar, F. Heymanns, C. Redeuith, E. Steiner, E. Michel, E. Coeffier, J.

Fichelle and M. Worcel. J. Med. Chem. 1987, 30, 792-797, 20 -R. R. Schmidt Angew. Chem. 1986, 98, 213-236,

-R. R. Schmidt Pure and Appl. Chem. 1989, 61, 1257-1270,

-N. S. Chandrakumar and J. Hajdu J. Org. Chem. 1983. 48. 1197-1202,

-R. K. Erukulla, X. Zhou, P. Samadder, G. Arthur, y R. Bittman J. Med. Chem. 1996, 39, 1545-1548, and

-J. R. Marino-Albernas, R. Bittman, A. Peters, and E. Mayhew J. Med. Chem. 1996, 39, 3241-3247 25 -M. Hunsen, D. A. Long, C. R. D'Ardenne, and A. L. Smith Carbohydr. Res. 2005, 340, 2670-2674

-S. Chittaboina, B. Hodges, and Q. Wang Lett. Org. Chem. 2006, 3, 35-38

-P. J. Garegg, T. Regberg, J. Stawinsky, y R. Strömberg. Chem. Scr. 1986, 25, 59-62

-B. C. Froehler and M. D. Mattenci Tetrahedron Lett. 1986, 27, 469-472

-A. V. Nikolaev, I. A. Ivanova, V. N. Shibaev, and N. K. Kochetkov. Carbohydrate Research 1990, 204, 65-78 30 -I. A. Ivanova, A. J. Ross, M. A. J. Ferguson, and A. V. Nikolaev J. Chem. Soc., Perkin Trans 1 1999, 1743-1753

-A. J. Ross, I. A. Ivanova, M. A. J. Ferguson and A. V. Nikolaev J. Chem. Soc., Perkin Trans. 1, 2001, 72-81.

De forma ilustrativa, los métodos para la síntesis de glicerolípidos sustituidos se divulgan en particular en la patente de los Estados Unidos US-6.030.628, la cual pueden consultar los expertos en la materia para llevar a cabo la 35 síntesis de un compuesto de fórmula (I) para su uso de acuerdo con la invención.

También se describen otros métodos para la síntesis de glicerolípidos sustituidos en las solicitudes de patente de los Estados Unidos o patentes US 2004/0067893, US 2004/0213836, US-4.275.588, US-5.932.242, US-5.762.958 y US

6.583.127.

40 Las realizaciones de un compuesto de fórmula (I) en la que el grupo R3 significa un grupo monosacárido o un grupo polisacárido también se pueden sintetizar como se describe a continuación. El método a continuación se puede utilizar para la síntesis de uno cualquiera de los derivados de sacárido comprendidos en la familia de compuestos que tienen la fórmula (I):

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a) Síntesis del derivado glicerol-diéter

El compuesto A es el precursor de glicerol-lípido utilizado para la fijación de la unidad de sacárido (Véase M. Kates et al. Lipids, 1991, 26, 1095-1101; J. J. Godfroid et al. J. Med. Chem. 1987, 30, 792-797.). Su síntesis se representa 50 en el esquema 1 presentado en la Figura 1.

Esquema 1 de la Figura 1: (i) C16H33Br, NaH, tolueno reflujo 6h; (ii) HCl 12M, MeOH reflujo 3h; (iii) Ph3Cl, Et3N, tolueno reflujo 5h; (iv) (a) CH3I, NaH, THF reflujo 3h; (b) HCl 12M, MeOH/CHCl3 ta.

55 b) Vía sintética del disacárido con un enlace α anomérico.

En primer lugar, la síntesis del derivado glicopiranosilo, con un grupo hidroxilo libre en la posición 6 (compuesto B) se sintetizará como se ha esquematizado en la figura 2.

60  Esquema 2 de la Figura 2: (i) glicosil-tetraacetato-tricloroacetamidato, BF3, Et2O (ii) Ph3Cl, Et3N, tolueno 5h reflujo; (iii) BnBr, NaH, DMF 12H; (iv) HCl 12M, MeOH/CHCl3 ta (Ver R. R. Schmidt Angew. Chem. 1986, 98, 213236; R. R. Schmidt Pure and Appl. Chem. 1989, 61, 1257-1270). A continuación, la segunda unidad de sacárido

(C) la 6-O-acetil-2'3'4-tri-O-bencil-D-galactopiranosa que posee los grupos protectores adecuados se sintetizará como se expone en la figura 3.

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Las células MDA-MB-435s y HEK293 fueron transducidas con vector lentiviral a multiplicidades de infección (MOI) de 1 a 3, en presencia de polibreno (4 μg/ml, Sigma). La tasa de transducción de MDA-MB-435s determinada por el recuento de células GFP era próxima al 90 %. Para la selección se realizó un clon de dilución límite de HEK293SK3/KCa2.3 y cada clon se ensayó usando la técnica de pinzamiento de membrana con apamina y edelfosina y por transferencia Western con el fin de controlar la expresión del canal SK3/KCa2.3.

A.3. Ensayos de proliferación celular

La proliferación celular se determinó usando el método de reducción de sal de tetrazolio (MTT), tal como se describe en otro lugar (S.Roger et al., 2004). Las células se sembraron en placas de 24 pocillos a una densidad de 40.000 células por pocillo y las mediciones se realizaron por triplicado 24 horas después de la implantación.

A.4. Ensayos de movilidad de dos dimensiones (2D)

La motilidad celular se analizó en placas de 24 pocillos que reciben inserciones de cultivo celular de membrana de tereftalato de polietileno de tamaño de poro de 8 µm (Becton Dickinson, Francia), tal como se describe anteriormente ((S.Roger et al., 2004). Brevemente, se sembraron 4×104 células MDA-MB-435S en el compartimiento superior con medio de cultivo suplementado con 5 % de FBS (± moléculas). El compartimento inferior se llenó con medio de cultivo suplementado con 10 % FBS (± moléculas) como un quimioatrayente. Se realizaron ensayos de motilidad bidimensionales sin recubrimiento. Después de 24 h, las células estacionarias se retiraron de la parte superior de la membrana, mientras que las células migradas en la parte inferior de los insertos se fijaron, se tiñeron y se contaron en cinco campos diferentes (aumento, x 200). Al menos se realizaron por triplicado tres experimentos independientes.

A.5. Electrofisiología

Los experimentos se realizaron con células sembradas en placas de Petri de 35 mm a 3.000 células por cm2. Todos los experimentos se llevaron a cabo utilizando la configuración de registro de células enteras convencional de la técnica de pinzamiento de membrana como se ha descrito previamente [8]. La solución de PCa era 7 y 6,4, respectivamente, para células MDA-MB-435s y HEK293-SK3/KCa2.3.

En resumen, los experimentos se llevaron a cabo utilizando amplificador de pinzamiento de membrana Axopatch 200B (Axon Instrument) y los datos digitalizados con un convertidor 1322-A Digidata (instrumento Axon), se almacenaron en un ordenador con el software Clampex de pClamp 9.2 (Axon lnstrument). Los datos del pinzamiento de membrana se analizaron utilizando el software Clampfit 9.2 y Origen 7.0 (Microcal Inc., Northampton, MA, EE.UU.).

A.6. Soluciones y medicamentos

La solución salina fisiológica (PSS) tenía la siguiente composición (en mM): NaCl 140, MgCl2 1, KCl 4, CaCl2 2, Dglucosa 11,1 y HEPES 10, ajustado a pH 7,4 con NaOH.

La solución de la pipeta para los registros de células enteras contenía (en mM): K-glutamato 125, KCl 20, MgCl2 1, Mg-ATP 1, HEPES 10 y el pH se ajustó a 7,2 con KOH y se añadieron diversas concentraciones de CaCl2 y EGTA para obtener pCa calculado = 7 (CaCl2 0,37 mM y EGTA 10 mM) o pCa = 6,4 (CaCl2 0,7 mM y EGTA 1 mM).

Las moléculas de alquil-lípidos se disolvieron en una mezcla de etanol/DMSO. Las concentraciones finales fueron menores que 2 y 3 %, respectivamente, para el etanol y DMSO.

A.7. Ensayos de metástasis experimentales y el tratamiento con JPH1701

Se adquirieron ratones desnudos NMRI hembras de 6 semanas de edad de los laboratorios Janvier. Los ratones fueron criados y se alojaron en el INSERM, U892, Universidad de Nantes, bajo la licencia de cuidado de los animales N.° 44565.

Las células MDA-MB-435s se incubaron con JPH1701 1 μM o con DMSO 2 %/etanol 3 % (vehículo) durante 24 h y se inyectaron (0,75 106) i.v. en la vena lateral de la cola. A continuación, los ratones se trataron tres veces por semana durante 12 semanas con JPH1701 a 15 mg/kg i.v. o con vehículo. No se observaron efectos adversos en los ratones tratados con JPH1701 o vehículo.

A.8. Tumor del modelo de la almohadilla de grasa mamaria:

Se adquirieron ratones desnudos NMRI hembras de 3-4 semanas de edad de los laboratorios Janvier. Los ratones fueron criados y se alojaron en el INSERM, U892, Universidad de Nantes, bajo la licencia de cuidado de los animales N.° 44565.

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La línea celular MDA-MB-435s- que expresa luciferasa se trató con JPH 1701 1 μM (Ohmline) o con DMSO 2 %/etanol 3 % (vehículo) durante 24 h y 2.106 células se inyectaron en la almohadilla de grasa despejada derecha. Las células se inyectaron en un volumen de 50 µl de DMEM sin suero mediante una aguja de calibre 25. Los ratones se trataron tres veces por semana durante 14-15 semanas con JPH 1701 (Ohmline) a 15 mg/kg i.v. o con vehículo.

El crecimiento de los tumores primarios se evaluó semanalmente por medición del calibre y por imágenes de bioluminiscencia (BLI). El volumen del tumor se calculó como longitud x anchura x profundidad y el tumor primario fue extirpado quirúrgicamente cuando su volumen alcanzo 500 mm3 (6-7 semanas después del injerto). Los ratones fueron sacrificados 8 semanas después de la escisión del tumor y se detectaron metástasis ex vivo mediante bioluminiscencia en los ganglios linfáticos, los pulmones, raquis, y huesos de las extremidades.

A.9. Imágenes de bioluminiscencia (BLI)

Todos los ratones fueron evaluados semanalmente usando imágenes de bioluminiscencia del cuerpo entero para cuantificar las cantidades relativas de la carga de metástasis (ΦimageurTM; BIOSPACE Lab, Francia). Cada ratón recibió sal de potasio de D-luciferina (Interchim) a dosis de 150 mg/kg de peso corporal por inyección intraperitoneal y se anestesió con inyección i.p. de ketamina/xilasina. Las imágenes bioluminiscentes se recogieron en tiempo real hasta que se alcanzó la saturación de placa en las posiciones laterales, ventral y dorsal. Los niveles de luz emitida por las células tumorales bioluminiscentes se detectaron por el sistema de imágenes de fotones, integrado, digitalizado y visualizado. Las regiones de interés se extrajeron alrededor de las metástasis experimentales. La cantidad de carga de metástasis dentro de cada región de interés se cuantificó como la cantidad relativa de luz producida por la actividad de luciferasa en células de cáncer de mama y se expresó en cpm usando el software Photovision+ (versión 1.3; Biospace Lab). En la necropsia, se realizó la medición de BLI ex vivo para cada tejido recogido.

B. Resultados

B.1. Identificación de los alquil-lípidos como nuevos bloqueadores del canal SK3/KCa2.3 y de este modoinhibidores de la motilidad celular

Hemos demostrado que una familia canales de K+, activados por Ca2+ de pequeña conductancia, el canal SK3 o KCa2.3, es un mediador de la motilidad celular en el cáncer epitelial y en el melanoma (Potier et al., Mol Cancer Ther. 2006 Nov; 5 (11): 2946-53 ; Chantome et al., Exp Cell Res. 2009 Dec 10; 315 (20): 3620-30). Recientemente, el papel de este canal en la metástasis se demostró y nos pareció que este canal promueve el desarrollo de metástasis (WO2008015267, “A method for the in vitro screening of anti-cancer compounds that inhibits SK3/KCa2.3, and said anti-cancer compounds”). Usando esta patente (WO2008015267), se cribaron compuestos en cuanto a su capacidad para disminuir la migración mediada por el canal SK3/KCa2.3 de las células MDA-MB-435S. Se encontró que edelfosina disminuía la migración mediada por canales SK3/KCa2.3 (Potier et al., Br J Pharmacol. 2011162 (2), 464-79). Por lo tanto, decidimos enfocar el cribado en las moléculas de alquil-lípido y en particular en aquellas que tienen una estructura cercana a la edelfosina. La edelfosina es un lípido de éter, también conocido como un agente anti-tumoral. Sin embargo, este compuesto es altamente tóxico cuando se administra a humanos. En la técnica, se cree que la actividad quimioterapéutica de los lípidos de éter surge, al menos en parte, de su capacidad para acumularse en las células cancerosas, debido a la falta en estas células de las enzimas de escisión de alquilo necesarias para la hidrólisis, y por lo tanto, la eliminación de estos lípidos. Se cree en la técnica que al ejercer la actividad de tipo detergente los lípidos de éter recogidos en las membranas de células cancerosas se puede perturbar la estructura de las membranas, y por lo tanto, romper las células. En este contexto, se cree que el efecto anti-cáncer de la edelfosina está mediado por la presencia del resto fosfocolina (Mollinedo et al.,1997, Cancer Research, Vol. 57(7: 1320-1328); Mollinedo et al., 2004, Curr Med Chem, Vol.11(24 : 3163-3184).

Nuestro objetivo era diseñar un “verdadero” fármaco antimetastásico que se dirigieses específicamente a la vía intracelular de la diana relacionada con la migración de las células metastásicas. De hecho, el tratamiento no específico a menudo causa efectos secundarios graves (por ejemplo, supresión inmunitaria, pancitopenia (anemia, trombocitopenia, inhibición del crecimiento de células de la médula ósea acompañada de leucopenia), diarrea, vómitos y epilación (reducción de pelo)).

Por lo tanto, se decidió probar diferentes análogos de alquil-lípido en función de su estructura, con la esperanza de identificar qué partes del compuesto son esenciales para su actividad inhibidora de la migración celular. A continuación, se probaron moléculas en las que se eliminó el esqueleto de glicerol o en el que se suprimió o reemplazó sn-1, sn-2 o sn-3. La actividad de los diferentes compuestos ensayados se resume en la Tabla 2. Se encontró que la cadena principal de glicerol es esencial porque en su ausencia los análogos eran más tóxicos e ineficaces sobre la migración celular (ver análogos 2, 3, tabla 2). La longitud de la cadena grasa en posición sn-1 es crucial ya que los análogos de cadenas más cortas también son ineficaces en la migración celular (ver análogo 6, tabla 2). Se llegó a la misma conclusión con la presencia de un enlace éter en sn-1 (véase el análogo 8, tabla 2). A continuación, se probaron compuestos en los que la parte sn-2 fue modificada y se encontró que los análogos como PAF (compuesto 4) no tienen efecto sobre la migración celular. Por último, encontramos que las partes en sn-3 son esenciales (análogos 9-17). De hecho, la eliminación de la fosfocolina en sn-3 disminuye su efecto inhibitorio sobre

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la migración celular (compuesto 10). Curiosamente, cuando añadimos más monosacárido en sn-3 (análogos 11-15) la actividad inhibidora vuelve a aparecer. El análogo era aún más eficaz cuando se añade un disacárido (ver análogo 17 y tabla 2).

En conclusión identificamos que el enlace éter en sn-1, una longitud de cadena grasa de al menos 16 carbonos en sn-1, una parte O-CH3 en sn3 y un componente como una fosfocolina o un mono-disacárido son esenciales para la actividad inhibidora de la migración celular. A partir de este cribado el estudio se ha centrado en el JPH1701 que tiene una cadena de C16 en sn-1 con un enlace éter, un O-CH3 en sn-2 y una ß-lactosa en sn-3.

La Figura 6 muestra que este análogo inhibe la migración celular partir de 10 nM con un efecto máximo alrededor de 1 µM (Fig. 6A). A estas concentraciones JPH1701 no tiene ningún efecto sobre la viabilidad celular (Fig. 6B). JPH1701 no afectó a la migración celular ni a la viabilidad celular de las células no cancerosas MCF-10A (Fig. 6C y 6D). La Figura 6E demostró que JPH1701 afecta especialmente a la motilidad dependiente de SK3 usando células que están infectadas con lentivirus que codifican para un shRNA dirigido contra SK3. En la condición de control, con un ARNsh al azar, se puso de manifiesto el mismo efecto de inhibición de JPH1701 que con las células de tipo natural (Fig. 6E). Sin el canal SK3/KCa2.3, el nivel de base de la migración se reduce (60 % frente al grupo de control). JPH1701 no tiene ningún efecto aditivo, excepto a 1 µM sobre las células SK3 (Fig 5 o 6C) lo que sugiere un efecto no específico de JPH1701 como se observa a 1 µM con células MCF-10A. Entonces, JPH1701 reducía la migración dependiente de SK3 de las células MDA-MB-435S.

A continuación se probó el efecto de JPH1701 sobre la actividad de SK3 en las células MDA-MB-435S utilizando la técnica de pinzamiento de membrana. Estas células fueron tratadas durante 24 h con µM de JPH1701 antes de los ensayos de pinzamiento de membrana. Al comparar con células no tratadas, JPH1701 reduce en gran medida las corrientes de SK3 (Fig. 7A). De hecho, la corriente sensible a apamina fue totalmente abolida después del tratamiento con JPH1701 (Fig. 7B).

A continuación se desarrollaron células HEK que expresan el canal SK3/KCa2.3 con el fin de probar directamente en los análogos la actividad SK3 medida utilizando la técnica de pinzamiento de membrana (Fig 8). Se encontró que la aplicación aguda de la molécula a 10 µM reduce la corriente de SK3 y que tanto la amplitud de la corriente registrada a 0 mV (corriente que solo lleva el canal SK3/KCa2.3) y la conductancia de SK3 disminuían por la acción de JPH1701. La inhibición inducida por JPH1701 de la corriente de SK3 se analizó a 0 mV y en la Fig. 8A se muestra todo el transcurso del experimento. El efecto de JPH1701 era dependiente de la dosis y sea cual sea la concentración ensayada (300 nM, 1 ftM, 10 µM), se observó la inhibición completa después de una aplicación de 120 seg. Esta inhibición era también dependiente del tiempo. Por ejemplo, JPH1701 10 µM reducía aproximadamente un 70 % la amplitud de la corriente después de 120 seg.

Además, la aplicación de apamina 10 nM bloqueaba completamente la corriente de SK3 (datos no mostrados).

Además, se analizó el tiempo necesario para JPH1701 para 0,3, 1 y 10 µM para obtener 50 % de inhibición de la corriente (Fig. 8B). Cualquiera que sea la concentración ensayada se necesitaba aproximadamente 40 segundos para reducir el 50 % de la amplitud de la corriente. La corriente de potasio endógena de HEK no se vio afectada significativamente por JPH1701 en el rango de concentración aplicada (datos no mostrados). El aumento de la concentración de calcio intracelular mediante la adición de A23187 5 µM invirtió totalmente el efecto de JPH1701 (datos no mostrados).

Dado que JPH1701 se probó como una mezcla racémica, nos preguntamos si su capacidad para reducir el canal SK3 se debía específicamente a uno de sus enantiómeros ((R)-JPH1701 y (S)- JPH1701). La síntesis de R- y S- JPH1701 enantioméricamente puro se logró a partir del (2R) y (2S) 1-O-hexadeciloxi-2-O-metil-sn-glicerol enantioméricamente puro. En comparación con la mezcla racémica, ambos enantiómeros mostraban un comportamiento similar en la reducción de la actividad de los canales SK3 (Fig. 8C). Por lo tanto, los siguientes experimentos se realizaron usando una combinación de JPH1701 de ambos enantiómeros.

Para investigar si JPH1701 interactúa con el sitio de unión a apamina, se realizaron estudios de unión a 125Iapamina. La Figura 8E muestra que JPH1701 no inhibe la unión a 125I-apamina a la membrana que expresa los canales SKCa, lo que sugiere que JPH1701 y la apamina actúan a través de un sitio distinto y un mecanismo que aún no se investigó.

Se ensayó la selectividad de JPH1701 hacia los otros miembros de los canales SKCa/IKCA. La Fig. 9A muestra corrientes en células enteras representativas obtenidas en SK1, SK2, SK3 y canales IKCa expresados en células HEK en condiciones de control y después de la aplicación de JPH1701 10 µM. El protocolo experimental fue similar al utilizado en la Fig. 8. JPH1701 se ensayó para determinar el potencial de membrana desde +60 mV a -100 mV en 500 ms. Cuando se alcanzó la inhibición en el estado estacionario, se aplicaron apamina 10 nM o clotrimazol 1 µM, respectivamente, para inhibir completamente las corrientes SKCa e IKCA residuales. La Fig. 9B muestra que JPH1701 es inactivo en las corrientes de IKCa pero es capaz de reducir significativamente las corrientes de SK1 y SK3 con una potencia que es SK3>SK1. A la concentración ensayada nuestro compuesto era inactivo en los canales SK2.

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pueden explicar algunos de los efectos citostáticos y citotóxicos de edelfosina (Gajate, C., y Mollinedo, F., Curr Drug Metab, 2002, 3, 491-525, Van Blitterswijk, W. J., y Verheij, M., Curr Pharm Des 2008, 14, 2061-2074). Hemos demostrado que JPH1701 era incapaz de interactuar con todas las PKC y sólo podía interactuar ligeramente con PLC en comparación con edelfosina.

5 De hecho, la estructura molecular de JPH1701 se asemeja a la de LPA y PAF. Esta similitud entre las estructuras moleculares nos llevó a analizar si algunos de los efectos de JPH1701 estaban mediados a través de su unión al receptor de PAF o al receptor de LPA (ácido lisofosfatídico). Como se muestra en la Fig. 11 edelfosina era capaz de interactuar con el sitio de unión a C16-PAF del receptor PAF (Fig. 11A) y, por lo tanto, aumentaba el calcio

10 intracelular de forma dependiente de la dosis (Fig. 11B). En comparación con JPH1701 era incapaz de interactuar con el receptor de PAF. Los mismos resultados se obtuvieron con el receptor de LPA (105,3 ± 8,0 % y 87,2 ± 4,7 % de unión a LPA, respectivamente, a 0,3 y 2 µM de JPH1701 M).

También se ha informado de que edelfosina inhibe la actividad enzimática como la proteína quinasa C o fosfolipasa

15 C, lo que puede explicar algunos de sus efectos citostáticos y citotóxicos. La Fig. 11D muestra que JPH1701 era capaz de interactuar con la actividad de PLC con una CI50 de 7,0 µM que es un valor mucho más alto que el que se determina para edelfosina (CI50 de 2,5 µM).

En cuanto a la actividad de PKC, JPH1701 no afectó a la actividad de ninguna de la familia de diez PKC, (Fig. 11C).

20 Por último, hemos demostrado que a diferencia de la edelfosina, JPH1701 no se dirige el crecimiento del tumor primario y es, por lo tanto, específica de los procesos metastásicos. Se injertaron dos millones de células MDA-MB435s-luc pretratadas durante 24 horas con JPH1701 (Ohmline) (1 µm) o vehículo en la almohadilla de grasa mamaria de ratones NMRI/desnudos. Los ratones se trataron tres veces por semana con JPH1701 a 15 mg/kg por

25 inyección i.v. o con vehículo. Al observar el transcurso a lo largo del tiempo del volumen del tumor durante 6 semanas después del injerto, no hubo diferencias entre los ratones tratados con vehículo y JPH1701 (Fig. 12A). Del mismo modo, la evaluación semanal del número de células cancerosas en el tumor primario durante 6 semanas no puso de relieve ninguna diferencia significativa entre los ratones tratados con vehículo y JPH1701 (Fig. 12B).

30 El efecto limitado del glicerolípido de fórmula (I) sobre la viabilidad celular de células epiteliales no cancerosas en comparación con un compuesto no específico, tal como edelfosina, asociado con su acción sobre la migración de células SK3 a bajas concentraciones, es prometedor debido a que los problemas asociados con el uso de compuestos del tipo edelfosina han sido que sus altas concentraciones eficaces son generalmente citotóxicas debido a su carácter de tipo detergente que provoca la lisis celular normal.

35

Tabla I

Compuesto de fórmula (I)

Citotoxicidad CI50 (µM) Inhibición de la migración celular de MDA-MB-435s (SK3+)

Efecto inhibitorio (%)

Concentración (nM)

1321

± 30 50 100

1518

± 30 30 10

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Compuesto de fórmula (I)

Citotoxicidad CI50 (µM) Inhibición de la migración celular de MDA-MB-435s (SK3+)

Efecto inhibitorio (%)

Concentración (nM)

1523

>10 50 300

1528

± 100 50 300

1701

>10 50 300

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Claims (5)

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    Compuesto (O):

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   5

   R = H o CH3CO

   en la que R71 y R72 se seleccionan independientemente del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un grupo hidroxilo o acetilo, el cual abarca (i) Gal-α-(1-6)-Glu cuando R71 es H y R72 es OH u OAc, también denominado melibiosa o acetilmelibiosa y (ii) Glu-α-(1-6)-Glu cuando R71 es OH u OAc y R72 es H.

   10

    Compuesto (P):

   imagen7

   R = H o CH3CO en la que R81 y R82 se seleccionan independientemente del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un 15 grupo hidroxilo o grupo acetilo, el cual abarca (i) lactosa-β- o acetilactosa-β-(1-6)-Gal cuando R81 es H y R82 es OH u OAc y (ii) lactosa-β- o acetillactosa-β-(1-6)-Glu cuando R81 es OH u OAc y R82 es H.
2. 8. Un glicerolípido de fórmula (I), como se define en la reivindicación 1, en la que R3 consiste en un grupo de fórmula

   (III) 20

   imagen8

   y en la que R4 se selecciona del grupo que consiste en un grupo monosacárido o un grupo polisacárido que tiene de 2 a 4 unidades de sacárido para su uso como un medicamento. 25
3. 9. Un compuesto de acuerdo con la reivindicación 8, seleccionado del grupo que consiste en los compuestos (M) a

   (P) siguientes:

    Compuesto (M): 30

   imagen9

   38

   R = H o CH3CO

   en la que R4 significa un grupo Gal-β-(1-4)-Glu, también denominado lactosa o acetilactosa,  Compuesto (N):

   imagen10

   R = H o CH3CO

   en la que R4 significa un grupo Glu-α-(1-4)-Glu, también denominado maltosa o acetilmaltosa,

    Compuesto (O):

   imagen6

   R = H o CH3CO en la que R71 y R72 se seleccionan independientemente del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un grupo hidroxilo o acetilo, el cual abarca (i) Gal-α-(1-6)-Glu cuando R71 es H y R72 es OH u OAc, también denominado melibiosa o acetilmelibiosa y (ii) Glu-α-(1-6)-Glu cuando R71 es OH u OAc y R72 es H.

    Compuesto (P):

   imagen7

   20 R = H o CH3CO en la que R81 y R82 se seleccionan independientemente del grupo que consiste en un átomo de hidrógeno y un grupo hidroxilo o grupo acetilo, el cual abarca (i) lactosa-β- o acetilactosa-β-(1-6)-Gal cuando R81 es H y R82 es OH u OAc y (ii) lactosa-β- o acetillactosa-β-(1-6)-Glu cuando R81 es OH u OAc y R82 es H,

   25 para su uso como un medicamento.
4. 10. Un glicerolípido de fórmula (I), como se define en una cualquiera de las reivindicaciones 8 o 9.

   30 11. Una composición farmacéutica para la prevención de la metástasis que comprende un compuesto de fórmula (I) como se define en una cualquiera de las reivindicaciones 8 o 9, en combinación con uno o más excipientes farmacéuticamente aceptables.
5. 12. Un glicerolípido de fórmula (I) para su uso de acuerdo con las reivindicaciones 8 o 9, en la prevención de la 35 metástasis cancerosa sin efecto sobre el crecimiento del tumor primario.

   39