ES2293661T3 - Purificacion por afinidad de polipeptido en una matriz de proteinas a. - Google Patents
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Abstract
ESTA INVENCION SE REFIERE A UN PROCEDIMIENTO PARA PURIFICAR PROTEINAS MEDIANTE CROMATOGRAFIA DE LA PROTEINA A, PROCEDIMIENTO QUE COMPRENDE LAS ETAPAS DE: (A) ADSORCION DE LA PROTEINA A LA PROTEINA A INMOVILIZADA EN UNA FASE SOLIDA QUE COMPRENDE SILICIO O CRISTAL; (B) ELIMINACION DE CONTAMINANTES VINCULADOS CON LA FASE SOLIDA MEDIANTE LAVADO DE LA FASE SOLIDA CON UN DISOLVENTE ELECTROLITICO HIDROFOBICO Y (C) RECUPERACION DE LA PROTEINA EN LA FASE SOLIDA.
Description
Purificación por afinidad de polipéptido en una
matriz de proteínas A.
Esta invención está generalmente relacionada con
la purificación de proteínas. En particular, la invención está
relacionada con un procedimiento para purificar proteínas que
contienen una región C_{H}2/C_{H}3, tales como anticuerpos e
inmunoadhesinas, a través de cromatografía de afinidad con Proteína
A.
La purificación económica de proteínas, a gran
escala, se está convirtiendo en un problema de creciente
importancia para la industria biotecnológica. Generalmente, las
proteínas son producidas a través de cultivo celular, utilizando o
bien líneas celulares bacterianas o de mamífero, diseñadas para
producir la proteína de interés, por medio de la inserción de un
plásmido recombinante que contiene el gen para esa proteína. Dado
que las líneas celulares utilizadas son organismos vivos, las mismas
tienen que ser alimentadas con un medio de crecimiento complejo,
que contiene azúcares, aminoácidos y factores del crecimiento,
suministrado habitualmente a partir de preparaciones de suero
animal. La separación de la proteína deseada de la mezcla de
compuestos proporcionada como alimento a las células y de los
subproductos de las propias células hasta lograr un grado de pureza
suficiente para un uso terapéutico constituye un desafío
formidable.
Los procedimientos para la purificación de
proteínas a partir de residuos celulares dependen inicialmente del
sitio de expresión de la proteína. Se puede lograr el que algunas
proteínas sean secretadas directamente desde la célula en el medio
de crecimiento del entorno; otras se obtienen intracelularmente.
Para estas últimas, el primer paso de un procedimiento de
purificación conlleva la lisis de la célula, la cual puede ser
efectuada a través de una diversidad de procedimientos, incluyendo
la rotura mecánica, el shock osmótico o los tratamientos
enzimáticos. La citada interrupción libera el contenido completo de
la célula en el homogenado y, además, genera fragmentos
subcelulares que son difíciles de eliminar debido a su pequeño
tamaño. Estos son generalmente eliminados a través de
centrifugación diferencial o a través de filtración. El mismo
problema surge, aunque a escala más pequeña, con las proteínas
directamente secretadas, debido a la muerte natural de las células
y a la liberación de proteínas de célula huésped intracelular en el
transcurso del proceso de producción de la proteína.
Una vez se ha obtenido una solución clara que
contiene la proteína de interés, su separación de las otras
proteínas producidas por la célula es habitualmente intentada
utilizando una combinación de diferentes técnicas de cromatografía.
Estas técnicas separan mezclas de proteínas en base a su carga, a su
grado de hidrofobicidad o su tamaño. Para cada una de estas
técnicas se dispone de diversas resinas cromatográficas, las cuales
permiten la adaptación ajustada del esquema de purificación a la
proteína involucrada en particular. La esencia de cada uno de estos
procedimientos de separación reside en el hecho de que las proteínas
pueden ser o bien desplazadas en sentido descendente, a diferentes
velocidades, a lo largo de una columna larga, lográndose una
separación física que se incrementa a medida que desciende
adicionalmente por la columna, o bien adherirse selectivamente al
medio de separación, siendo después eluidas diferencialmente a
través de diferentes disolventes. En algunos casos, la proteína
seseada es separada de las impurezas cuando las impurezas se
adhieren específicamente a la columna y la proteína de interés no
lo hace, es decir, la proteína de interés está presente en el
"eluido".
La cromatografía por afinidad, la cual explota
una interacción específica entre la proteína que tiene que ser
purificada y un agente de captura inmovilizado, puede constituir
también una opción para algunas proteínas. La Proteína A en un
adsorbente de utilidad para la cromatografía por afinidad de
proteínas, tales como anticuerpos, que contienen una región Fc. La
Proteína A es una proteína de la pared celular de 41 kD, procedente
de Staphylococcus aureas, la cual se une con elevada
afinidad (aproximadamente 10^{-8}M para IgG humana) a la región Fc
de anticuerpos.
Un problema asociado a la cromatografía con
Proteína A de preparaciones de proteínicas contaminadas ha sido
identificado en el presente documento. En particular, se ha
observado que en la cromatografía con Proteína A que utiliza una
superficie de sílice o de vidrio para la adsorción de los
contaminantes de la Proteína A (por ejemplo, cuando la Proteína A
es inmovilizada sobre una columna de vidrio de poro controlado o
sobre una columna de ácido silícico), la preparación proteínica
(tal como proteínas de Ovario de Hámster Chino (CHOP), en la que la
preparación proteínica procede de una célula CHO), se adhiere a la
superficie de sílice o de vidrio de la fase sólida. Se averiguó que
esto ocurría incluso cuando la fase sólida estaba revestida con un
reactivo (tal como glicerol) en un intento para evitar la adherencia
no específica a la misma. Para solucionar este problema en el
presente caso, se ha pensado en un paso de lavado intermedio. Este
paso de lavado sirve para eliminar los contaminantes, pero no la
Proteína A inmovilizada o la proteína de interés unida a la Proteína
A, procedente de la fase sólida. En particular, se ha averiguado
que en este paso de lavado intermedio pueden utilizarse
electrolitos hidrófobos, por ejemplo, cloruro de tetrametilamonio
(TMAC) y cloruro de tetraetilamonio (TEAC).
\global\parskip0.900000\baselineskip
Por consiguiente, la invención proporciona un
procedimiento para la purificación de una proteína, la cual
comprende una región C_{H}2/C_{H}3, a partir una solución
contaminada de la misma, por medio de cromatografía con Proteína
A, que comprende los siguientes pasos, llevados a cabo de forma
secuencial: (a) adsorber la proteína en la Proteína A inmovilizada
sobre una fase sólida que comprende sílice o vidrio; (b) eliminar
los contaminantes unidos a la fase sólida mediante el lavado de la
fase sólida con un disolvente electrolito hidrófobo, en donde el
disolvente electrolito hidrófobo comprende cloruro de
tetrapropilaminio, cloruro de tetrabutilamonio, cloruro de
tetrametilamonio (TMAC) o cloruro de tetraetilamonio (TEAC); y (c)
recuperar la proteína procedente de la fase sólida.
En realizaciones preferidas, la proteína es un
anticuerpo (por ejemplo, un anticuerpo anti-HER2,
anti-IgE o anti-CD20) o una
inmunoadhesina (por ejemplo, una inmunoadhesina de receptor
TNF).
Cuando se utiliza en el presente documento, el
término "Proteína A" abarca la Proteína A recuperada a partir
de una de sus fuentes de origen natural, la Proteína A producida de
forma sintética (por ejemplo, mediante síntesis peptídica o a
través de técnicas recombinantes), y variantes de la misma que
retienen la capacidad de unión a proteínas que tienen una región
C_{H}2/C_{H}3. La Proteína A puede ser adquirida comercialmente
en Repligen, Pharmacia y Fermatech.
La Proteína A es inmovilizada sobre una fase
sólida. Por "fase sólida" se entiende una matriz no acuosa a
la cual puede adherirse la Proteína A. La fase sólida de interés en
el presente documento es una que comprende una superficie de sílice
o de vidrio. La fase sólida puede ser una columna de purificación o
una fase discontinua de partículas discretas. En realizaciones
preferidas, la fase sólida es una columna de vidrio de poro
controlado o una columna de ácido silícico. En determinadas
realizaciones, la fase sólida está revestida con un reactivo (tal
como glicerol), el cual pretende evitar la adherencia no específica
de contaminantes a la fase sólida.
La proteína de interés en el presente documento
es una que comprende una región C_{H}2/C_{H}3 y, por tanto, es
susceptible de ser purificada por medio de cromatografía con
Proteína A. El término "región C_{H}2/C_{H}3", cuando se
utiliza en el presente documento, hace referencia a aquellos restos
de aminoácido en la región Fc de una molécula inmunoglobulina que
interaccionan con la proteína A. En realizaciones preferidas, la
región C_{H}2/C_{H}3 comprende una región C_{H}2 intacta
seguida de una región C_{H}3 intacta y, muy preferiblemente,
comprende una región Fc de una inmunoglobulina. Entre los ejemplos
de proteínas que contienen una región C_{H}2/C_{H}3 se incluyen
anticuerpos, inmunoadhesinas y proteínas de fusión que comprende
una proteína de interés fusionada o conjugada con una región
C_{H}2/C_{H}3.
El "paso de lavado intermedio" es un paso
llevado a cabo después de que la proteína de interés es depositada
sobre la fase sólida y adsorbida a la Proteína A, pero antes de que
la proteína sea recuperada desde la columna. El paso de lavado
intermedio sirve para eliminar contaminantes no unidos
específicamente a la fase sólida, sin eluir significativamente la
proteína de interés desde la fase sólida. En el paso de lavado
intermedio, la fase sólida es lavada con un disolvente electrolito
hidrófobo (por ejemplo, el disolvente electrolito hidrófobo es
hecho pasar a través de la columna con Proteína A, en la que la fase
sólida es una columna).
El "disolvente electrolito hidrófobo" en el
paso de lavado intermedio es aquel que es capaz de eluir
contaminantes unidos a la fase sólida, sin eluir significativamente
la Proteína A inmovilizada u otra proteína de interés adsorbida por
la misma. Preferiblemente, el disolvente electrolito hidrófobo es un
soporte acuoso (por ejemplo, un tampón), que comprende uno o más
electrolitos hidrófobos. Los electrolitos hidrófobos son
alquilaminas, cloruro de tetrametilamonio (TEMAC), cloruro de
tetraetilamonio (TEAC), cloruro de tetrapropilamonio y cloruro de
tetrabutilamonio.
Un "tampón" es una solución tamponada que
resiste cambios en el pH a través de la acción de sus componentes
conjugados ácido-base. El "tampón de
equilibrio" en el presente documento es aquel utilizado para
preparar la fase sólida (con Proteína A inmovilizada) para cargar
la proteína de interés. El tampón de equilibrio es preferiblemente
isotónico y habitualmente tiene un pH comprendido entre
aproximadamente 6 y aproximadamente 8. El tampón de equilibrio del
ejemplo era Tris 25 mM, NaCl 25 mM, EDTA 5 mM, pH 7,1. El "tampón
de carga" es aquel que es utilizado para cargar la mezcla de la
proteína que contiene la región C_{H}2/C_{H}3 y los
contaminantes sobre la fase sólida en la que se encuentra
inmovilizada la Proteína A. A menudo, los tampones de carga y de
equilibrio son los mismos. El "tampón de elución" se utiliza
para eluir la proteína que contiene la región C_{H}2/C_{H}3 a
partir de la Proteína A inmovilizada. Preferiblemente, el tampón de
elución tiene un pH bajo y debido a ello interrumpe interacciones
entre la Proteína A y la proteína de interés. Preferiblemente, el
tapón de elución a pH bajo tiene un pH comprendido entre
aproximadamente 2 y aproximadamente 5, muy preferiblemente en la
banda comprendida entre aproximadamente 3 y aproximadamente 4. Entre
los ejemplos de tampones que controlarán el pH dentro de esta banda
se incluyen tampones fosfato, acetato, citrato y amonio, al igual
que combinaciones de los mismos. Los tampones preferidos de entre
los anteriores son los tampones citrato y acetato, muy
preferiblemente citrato sódico o acetato sódico. Se contemplan
otros tampones de elución, incluyendo tampones de pH elevado (por
ejemplo, aquellos que tienen un pH de 9 ó superior) o tampones que
comprenden un compuesto o una composición tal como MgCl_{2} (2
mM) para eluir la proteína de interés.
El término "anticuerpo" se utiliza en su
sentido más amplio y, específicamente, cubre anticuerpos
monoclonales (incluyendo anticuerpos monoclonales de longitud
completa), anticuerpos policlonales, anticuerpos multiespecíficos
(por ejemplo, anticuerpos biespecíficos) y fragmentos de anticuerpo,
en la medida en la que los mismos retienen o son modificados para
comprender una región C_{H}2/C_{H}3, tal y como se ha definido
en el presente documento.
\global\parskip1.000000\baselineskip
"Fragmentos de anticuerpo" comprende una
parte de un anticuerpo de longitud completa, generalmente la región
de unión a antígeno o la región variable del mismo. Entre los
ejemplos de fragmentos de anticuerpo se incluyen los fragmentos
Fab, Fab', F(ab')_{2} y Fv; moléculas anticuerpo de cadena
única; dianticuerpos; anticuerpos lineales y anticuerpos
multiespecíficos formados con fragmentos de anticuerpo.
El término "anticuerpo monoclonal", tal y
como se utiliza en el presente documento, hace referencia a un
anticuerpo obtenido a partir de una población de anticuerpos
sustancialmente homogénea, a saber, los anticuerpos individuales
que comprende la población son idénticos, excepto en lo que hace
referencia a las posibles mutaciones de origen natural que pueden
estar presentes en cantidades menores. Los anticuerpos monoclonales
resultan ser altamente específicos, siendo dirigidos frente a un
único sitio antigénico. Además, en contraste con las preparaciones
de anticuerpo (policlonal) convencionales que habitualmente incluyen
diferentes anticuerpos dirigidos frente a diferentes determinantes
(epítopes), cada uno de los anticuerpos monoclonales va dirigido
contra un determinante único sobre el antígeno. El modificador
"monoclonal" indica el carácter del anticuerpo, obtenido a
partir de una población de anticuerpos sustancialmente homogénea, y
no tiene que ser construida en el sentido de requerir la producción
del anticuerpo a través de cualquier procedimiento particular. Por
ejemplo, los anticuerpos monoclonales que tienen que ser utilizados
según la presente invención pueden ser preparados a través del
procedimiento hibridoma descrito primeramente por Kholer et
al., Nature 256: 495 (1975), o ser obtenidos por medio de
procedimientos de DNA recombinante (ver, por ejemplo, la patente USA
nº. 4.816.567). Los "anticuerpos monoclonales" pueden ser
también aislados a partir de librerías de anticuerpo de fago,
utilizando las técnicas descritas en Clackson et al., Nature
352: 624-628 (1991) y Marks et al., J. Mol.
Biol. 222: 581-597 (1991), por ejemplo.
Los presentes anticuerpos monoclonales incluyen
específicamente anticuerpos "quiméricos" (inmunoglobulinas),
en los cuales una parte de la cadena pesada y/o ligera es idéntica u
homóloga a las secuencias correspondientes en anticuerpos derivados
de una especie particular o perteneciente a una clase o subclase de
anticuerpo particular, mientras que el resto de la(s)
cadena(s) es idéntico u homólogo a las secuencias
correspondientes en anticuerpos derivados de otra especie o
pertenecientes a otra clase o subclase de anticuerpos, al igual que
fragmentos de los citados anticuerpos, en tanto en cuanto los
mismos muestren la actividad biológica deseada (patente USA nº.
4.816.567; y Morrison et al., Proc. Natl. Acad. Ci. USA 81:
6851-6855 (1984)).
El término "región hipervariable", cuando
se utiliza en el presente documento, hace referencia a los restos
de aminoácido de un anticuerpo que son responsables de la unión a
antígeno. La región hipervariable comprende restos de aminoácido
procedentes de una "región determinante de complementariedad" o
"CDR" (a saber, restos 24-34 (L1),
50-56 (L2) y 89-97 (L3) en el
dominio variable de cadena ligera y 31-35 (H1),
50-65 (H2) y 95-102 (H3) en el
dominio variable de cadena pesada; Kabat et al., Sequences of
Proteins of Immunological Interest, 5th ed., Public Health Service,
Nacional Institutes of Health, Bethesda, MD. (1991) y/o aquellos
restos procedentes de un "bucle hipervariable" (a saber, restos
26-32 (L1), 50-52 (L2) y
91-96 (L3) en el dominio variable de cadena ligera
y 26-32 (H1), 53-55 (H2) y
96-101 (H3) en el dominio variable de cadena
pesada; Chothia and Lesk, J. Mol. Biol. 196: 901-917
(1987)). Restos "marco" o "FR" son aquellos restos de
dominio variable diferentes de los restos de región hipervariable
descritos en el presente documento.
Las formas "humanizadas" de anticuerpos no
humanos (por ejemplo, múridos) son anticuerpos quiméricos que
contienen secuencias mínimas derivadas de inmunoglobulina no humana.
Para la mayoría, los anticuerpos humanizados son inmunoglobulinas
humanas (anticuerpos receptores), en las cuales restos de región
hipervariable son sustituidos por restos de región hipervariable
procedentes de una especie no humana (anticuerpo donante), tal como
ratón, rata, conejo o primate no humano, que presentan la
especificidad, afinidad y capacidad deseadas. En algunos casos,
restos (FR) de región marco Fv de inmunoglobulina humana son
sustituidos por los correspondientes restos no humanos. Además, los
anticuerpos humanizados pueden comprender restos que no son
encontrados en el anticuerpo receptor o en el anticuerpo donante.
Estas modificaciones son efectuadas para refinar adicionalmente el
comportamiento del anticuerpo. En general, el anticuerpo humanizado
comprenderá sustancialmente la totalidad de al menos uno,
habitualmente dos, dominios variables, en los cuales la totalidad o
sustancialmente la totalidad de los bucles hipervariables
corresponden a los de la inmunoglobulina no humana y la totalidad o
sustancialmente la totalidad de las regiones FR son las de la
secuencia de inmunoglobulina humana. El anticuerpo humanizado
comprenderá también opcionalmente al menos una parte de una región
constante de inmunoglobulina (Fc), habitualmente la que corresponde
a la inmunoglobulina humana. Para detalles adicionales, ver Jones
et al., Nature 321: 522-525 (1986);
Riechmann et al., Nature 332: 323-329 (1988);
y Presta, Curr. Op. Struct. Biol. 2: 593-596
(1992).
Tal y como se utiliza en el presente documento,
el término "inmunoadhesina" designa moléculas de tipo
anticuerpo que combinan el "dominio de unión" de una proteína
"adhesina" heteróloga (por ejemplo, un receptor, ligando o
enzima), con las funciones efectoras de un dominio constante de
inmunoglobulina. Estructuralmente, las inmunoadhesinas comprenden
una fusión de la secuencia de aminoácido de adhesina con la
especificidad de unión deseada, que es diferente a la de
reconocimiento de antígeno y de sitio de unión (sitio de combinación
de antígeno) de un anticuerpo (a saber, es "heteróloga") y una
secuencia de dominio constante de inmunoglobulina. La secuencia de
dominio constante de inmunoglobulina en la inmunoglobulina es
preferiblemente derivada de cadenas pesadas \gamma1, \gamma2 ó
\gamma4, dado que las inmunoadhesinas que comprenden estas
regiones pueden ser purificadas mediante cromatografía con Proteína
A (Lindmark et al., J. Immunol. Meth. 62:
1-13 (1983)).
El término "dominio de unión a ligando",
tal y como se utiliza en el presente documento, se refiere a
cualquier receptor de superficie celular de origen natural o a
cualquier región o derivado de las mismas que retiene al menos una
unión a ligando cualitativa de un receptor de origen natural
correspondiente. En una realización específica, el receptor procede
de un polipéptido de la superficie celular que tiene un dominio
extracelular que es homólogo a un componente de la superfamilia de
inmunoglobulina. Otros receptores, que no son componentes de la
superfamilia de inmunoglobulina pero que están no obstante cubiertos
por esta definición, son receptores para citoquinas y, en
particular, receptores con actividad
tirosina-quinasa (receptores de
tirosina-quinasas), componentes de las superfamilias
hematopoyetina y de los receptores del factor de crecimiento y
moléculas de adherencia celular, por ejemplo, selectinas (E-, L-, y
P-).
El término "dominio de unión a receptor",
se utiliza para designar cualquier ligando de origen natural para
un receptor, incluyendo moléculas de adherencia celular, o cualquier
región o derivado del citado ligando de origen natural que retiene
al menos una capacidad de unión a receptor cualitativa de un ligando
de origen natural correspondiente. Esta definición, entre otras,
incluye especialmente secuencias de unión procedentes de ligandos
para los receptores mencionados anteriormente.
Una "quimera
anticuerpo-inmunoadhesina" comprende una molécula
que combina al menos un dominio de unión de un anticuerpo (tal y
como se ha definido en este documento), con al menos una
inmunoadhesina (tal y como se ha definido en esta solicitud). Entre
las quimeras anticuerpo-inmunoadhesina
ejemplarizadas se encuentran las quimeras CD4-IgG
biespecíficas, descritas en Berg et al., PNAS (USA) 88:
4723-4727 (1991) y Chamow et al., J.
Immunol. 153: 4268 (1994).
El procedimiento del presente documento conlleva
la purificación de contaminantes de una proteína que contiene una
región C_{H}2/C_{H}3, por medio de cromatografía con Proteína A.
En realizaciones preferidas, la proteína que tiene que ser
purificada utilizando cromatografía con Proteína A es un anticuerpo,
una inmunoadhesina o una proteína fusionada a o conjugada con una
región C_{H}2/C_{H}3. Las técnicas para la generación de las
citadas moléculas serán discutidas más adelante.
El anticuerpo del presente documento va dirigido
frente a un antígeno de interés. Preferiblemente, el antígeno es un
polipéptido biológicamente importante y la administración del
anticuerpo a un mamífero que sufre de una enfermedad o trastorno
puede resultar en un beneficio terapéutico para el mamífero. No
obstante, se contemplan también anticuerpos dirigidos frente a
antígenos no polipéptido (tales como antígenos glicolípidos
asociados a tumor, ver la patente US nº. 5.091.178). Cuando el
antígeno es un polipéptido puede ser una molécula transmembrana
(por ejemplo, receptor) o un ligando, tal como un factor de
crecimiento. Entre los antígenos ejemplarizados se incluyen
aquellas proteínas descritas en la sección (3) que sigue. Entre los
objetivos moleculares preferidos para los anticuerpos englobados
por la presente invención se incluyen proteínas CD, tales como CD3,
CD4, CD8, CD19, CD20 y CD34; componentes de la familia de receptores
ErbB, tales como el receptor EGF, el receptor HER2, HER3 o HER4;
moléculas de adherencia celular, tales como LFA-1,
Macl, p150,95, VLA-4, ICAM-1, VCAM
e integrina \alpha\gamma/\beta3, incluyendo tanto subunidades
\alpha como \beta de la misma (por ejemplo, anticuerpos
anti-CD11a, anti-CD18 ó
anti-cd11b); factores de crecimiento tales como
VEGF; IgE, antígenos de grupo sanguíneo, receptor de flk2/flk3,
receptor (OB) de obesidad; receptor mpl; CTLA-4;
proteína C. etc.
Antígenos solubles o fragmentos de los mismos,
opcionalmente conjugados con otras moléculas, pueden ser utilizados
como inmunógenos para la generación de anticuerpos. Para moléculas
transmembrana, tales como receptores, fragmentos de estos (por
ejemplo, el dominio extracelular de un receptor) pueden ser
utilizados como inmunógenos. Alternativamente, células que expresan
la molécula transmembrana pueden ser utilizadas como inmunogeno.
Las citadas células pueden ser derivadas de una fuente natural (por
ejemplo, líneas celulares cancerígenas) o pueden ser células que
han sido transformadas por medio de técnicas recombinantes para
expresar la molécula transmembrana.
Otros antígenos y formas de los mismos, útiles
en la preparación de anticuerpos resultarán evidentes para los
expertos en la materia.
Los anticuerpos policlonales son preferiblemente
obtenidos en animales, a través de múltiples inyecciones
subcutáneas (sc) o intraperitoneales (ip) del antígeno relevante y
un adyuvante. Puede resultar de utilidad conjugar el antígeno a una
proteína que sea inmunogénica en la especie que tiene que ser
inmunizada, por ejemplo, hemocianina de lapa californiana,
sueroalbúmina, tiroglobulina bovina o inhibidor tripsina de haba de
soja, utilizando un agente bifuncional o derivatizante, por
ejemplo, éster maleimidobenzoil-sulfosuccinamida
(conjugación a través de restos cisteina),
N-hidroxisuccinimida (a través de restos lisina),
glutaraldehido, anhídrido succínico, SOCl_{2} ó R^{1}N=C=NR,
donde R y R^{1} son grupos alquilo diferentes.
Los animales son inmunizados frente al antígeno,
conjugados inmunogénicos, o derivados, mediante la combinación, por
ejemplo, de 100 \mug ó 5 \mug de la proteína o conjugado (para
conejos o ratones, respectivamente) con 3 volúmenes de adyuvante
completo de Freund e inyección de la solución, por vía intradérmica,
en múltiples sitios. Un mes más tarde, los animales son reforzados
con 1/5 a 1/10 de la cantidad original de antígeno o conjugado en
adyuvante completo de Freund, a través de inyección subcutánea en
múltiples sitios. Entre siete y 14 días más tarde, se extrae sangre
de los animales y se somete el suero a ensayo para titulación del
anticuerpo. Los animales son reforzados hasta que el titulo alcanza
nivel plano. Preferiblemente, el animal es reforzado con el
conjugado del mismo antígeno, pero conjugado con una proteína
diferente y/o a través de un reactivo reticulado distinto. Pueden
también prepararse conjugados en cultivos celulares recombinantes,
como fusiones de proteínas. Asimismo, para reforzar la respuesta
inmune se utilizan de forma adecuada agentes agregantes.
Utilizando el procedimiento hibridoma descrito
primero por Kohler et al., Nature 256: 495 (1975), pueden
obtenerse anticuerpos monoclonales o los mismos pueden ser obtenidos
a través de procedimientos de DNA recombinante (patente US nº.
4.816.567).
En el procedimiento hibridoma, un ratón u otro
animal huésped adecuado, tal como un hámster o un mono macaco, es
inmunizado tal y como se ha descrito anteriormente, para generar
linfocitos que producen o son capaces de producir anticuerpos que
se unirán de forma específica a la proteína utilizada para
inmunización. Alternativamente, los linfocitos pueden ser
inmunizados in vitro. Los linfocitos son después fusionados
con células mieloma utilizando un agente de fusión adecuado, tal
como polietilenglicol, para formar una célula hibridoma (Goding,
Monoclonal Antibodies: Principles and Practice, pp.
59-103 (Academia Press, 1986)).
Las células hibridoma preparadas de esta forma
son sembradas y cultivadas en un medio de cultivo adecuado, el cual
contiene preferiblemente una o más sustancias que inhiben el
crecimiento o la supervivencia de las células mieloma parentales,
no fusionadas. Por ejemplo, si las células mieloma parentales
carecen del enzima
hipoxantina-guanina-fosforribosil-transferasa
(HGPRT ó HPRT), el medio de cultivo para los hibridomas incluirá
habitualmente hipoxantina, aminopeptirina y timidina (medio HAT),
sustancias éstas que evitan el crecimiento de células deficitarias
en HGPRT.
Las células mielona preferidas son aquellas que
se fusionan de forma eficaz, apoyan la producción estable a alto
nivel de anticuerpo por parte de las células productoras de
anticuerpo seleccionadas y resultan sensibles a un medio tal como
un medio HAT. De entre las mismas, las líneas celulares mieloma
preferidas son las líneas mieloma de múrido, tales como las
derivadas de tumores de ratón MOPC-21 y
MPC-11, disponibles en Salk Institute Cell
Distribution Center, San Diego, California, USA y las células
SP-2 ó X63-653, disponibles en la
American Type Culture Collection, Rockville, Maryland, USA. Las
líneas celulares de mieloma humano y de heteromieloma
ratón-humano han sido también descritas para la
producción de anticuerpos monoclonales humanos (Kozbor, J.
Immunol., 133: 3001 (1984); Brodeur et al., Monoclonal
Antibody Production Techniques and Applications, pp.
51-63 (Marcel Dekker, Inc., New Cork, 1987).
El medio de cultivo en el cual se cultivan las
células hibridoma es sometido a ensayo para la producción de
anticuerpos monoclonales dirigidos frente al antígeno.
Preferiblemente, la especificidad de unión de los anticuerpos
monoclonales producidos por células hibridoma es determinada por
medio de inmunoprecipitación o a través de un ensayo de unión in
vitro, tal como un radioinmunoensayo (RIA) o un ensayo
inmunoabsorbente unido a enzima (ELISA).
Una vez identificadas las células hibridoma que
producen los anticuerpos de la especificidad, afinidad y/o
actividad deseada, los clones pueden ser subclonados mediante
procedimientos de dilución limitativos y cultivados por medio de
procedimientos estándar (Goding, Monoclonal Antibodies: Principles
and Practice, pp. 59-103 (Academia Press, 1986)).
Entre los medios de cultivo adecuados para este propósito se
incluyen, por ejemplo, medio D-MEM o
RPMI-1640. Además, las células hibridoma pueden ser
cultivadas in vivo como tumores ascito en un animal.
Los anticuerpos monoclonales secretados por los
subclones son separados de forma adecuada del medio de cultivo,
fluido ascito o suero, a través de procedimientos de purificación
con inmunoglobulina convencionales, tales como, por ejemplo,
Proteína A-Sepharose, cromatografía con
hidroxilapatita, electroforesis en gel, diálisis, o cromatografía
por afinidad. Preferiblemente se utiliza el procedimiento de
cromatografía con Proteína A descrito en el presente documento.
El DNA que codifica para los anticuerpos
monoclonales es asilado y secuenciado rápidamente utilizando
procedimientos convencionales (por ejemplo, mediante la utilización
de sondas de oligonucleótido que son capaces de unirse de forma
específica a genes que codifican para las cadenas pesadas y ligeras
de los anticuerpos monoclonales). Las células hibridoma sirven como
fuente preferida del citado DNA. Una vez aislado, el DNA puede ser
colocado en vectores de expresión, los cuales son después
transfectados en células huésped, tales como células de E.
coli, células COS de simio, células de ovario de hámster chino
(CHO) o células mieloma que no producen, por otro lado, proteína
inmunoglobulina, para obtener la síntesis de anticuerpos
monoclonales en las células huésped recombinantes.
El DNA puede ser también modificado, por
ejemplo, sustituyendo la secuencia de codificación para dominios
constantes de cadena ligera y pesada humanos en lugar de las
secuencias de múrido homólogas (patente US nº. 4.816.567; Morrison
et al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 81: 6851 (1984)), o
mediante la unión covalente a la secuencia de codificación de
inmunoglobulina de toda o parte de la secuencia de codificación para
un polipéptido no inmunoglobulina.
Habitualmente, los dominios constantes de un
anticuerpo son sustituidos por los citados polipéptidos no
inmunoglobulina, o los dominios variables de un sitio de combinación
con antígeno de un anticuerpo son sustituidos por los citados
polipéptidos no inmunoglobulina, con vistas a crear un anticuerpo
bivalente quimérico que comprende un sitio de combinación con
antígeno, que presenta especificidad para un antígeno, y otro sitio
de combinación con antígeno que presenta especificidad para un
antígeno diferente.
En una realización adicional, pueden aislarse
anticuerpos monoclonales a partir de librerías de fago de
anticuerpo generadas utilizando las técnicas descritas en McCafferty
et al., Nature, 348:552-554 (1990). Clackson
et al., Nature, 352: 624-628 (1991) y Marks
et al., J. Mol. Biol., 222: 581-597 (1991)
describen el aislamiento de anticuerpos de múrido y humanos,
respectivamente, utilizando librerías de fago. Publicaciones
subsiguientes describen la producción de anticuerpos humanos de
elevada afinidad (rango nM) mediante mezclado de cadenas (Marks
et al., Bio/Tecnology, 10 779-783 (1992)), al
igual que mediante infección combinatoria y recombinación in
vivo como estrategia para construir librerías de fago muy
grandes (Waterhouse et al., Nuc. Acids. Res., 21:
2265-2266 (1993)). Por tanto, estas técnicas
constituyen alternativas viables a las técnicas de hibridoma
tradicionales para el aislamiento de anticuerpos monoclonales.
Un anticuerpo humanizado tiene uno o más restos
aminoácido introducidos en su interior para formar una fuente que
es no humana. Estos restos aminoácido no humanos son a menudo
referenciados como restos de "importación", los cuales son
habitualmente obtenidos de un dominio variable de
"importación". La humanización puede ser esencialmente llevada
a cabo siguiendo el procedimiento de Winter y colaboradores (Jones
et al., Nature, 321: 522-525 (1986);
Riechmann et al., Nature 332 323-327 (1988);
Verhoeyen et al., Science, 239: 1534-1536
(1988)), mediante la sustitución de las secuencias de un anticuerpo
humano por las correspondientes secuencias CDR o CDRs de un roedor.
Por consiguiente, los citados anticuerpos "humanizados" son
anticuerpos quiméricos (patente USA nº. 4.816.567), en donde
sustancialmente menos de un dominio variable humano intacto ha sido
sustituido por la correspondiente secuencia procedente de una
especie no humana. En la práctica, los anticuerpos humanizados son
habitualmente anticuerpos humanos en los cuales algunos restos CDR,
y posiblemente algunos restos FR, son sustituidos por restos
procedentes de sitios análogos en anticuerpos de roedor.
La elección de dominios variables humanos, tanto
ligeros como pesados, que se utiliza en la preparación de
anticuerpos humanizados resulta muy importante a la hora de reducir
la antigenicidad. Según el denominado procedimiento "mejor
adaptado", la secuencia del dominio variable de un anticuerpo de
roedor es cribada frente a la librería completa de secuencias de
dominio variable humano conocidas. La secuencia humana que está
situada más próxima a la del roedor es después aceptada como el FR
humano para el anticuerpo humanizado (Sims et al, J.
Immunol., 151: 2296 (1993)). Otro procedimiento utiliza un marco
particular, derivado a partir de la secuencia consenso de todos los
anticuerpos humanos de un subgrupo particular de cadenas ligeras o
pesadas. El mismo marco puede ser utilizado para diferentes
anticuerpos humanizados diversos (Carter et al., Proc. Natl.
Acad. Sci. USA, 89: 4285 (1992); Presta et al., J. Immunol.,
151: 2623 (1993).
Resulta adicionalmente importante que los
anticuerpos sean humanizados con retención de elevada afinidad para
el antígeno y otras favorables propiedades biológicas. Para lograr
este objetivo, según un procedimiento preferido, los anticuerpos
humanizados son preparados a través de un procedimiento de análisis
de las secuencias parentales y diversos productos humanizados
conceptuales, utilizando modelos tridimensionales de las secuencias
parentales y humanizadas. Los modelos de inmunoglobulinas
tridimensionales están disponibles comercialmente y resultan
familiares para los expertos en la materia. Se encuentran
disponibles programas de ordenador que ilustran y muestran
estructuras conformacionales tridimensionales probables de
secuencias de inmunoglobulina candidatas seleccionadas. La
inspección de estas muestras permite el análisis del probable rol de
los restos en el funcionamiento de la secuencia de inmunoglobulina
candidata, a saber, el análisis de los restos que influencian la
capacidad de la inmunoglobulina candidata para unirse a su antígeno.
De este modo, pueden seleccionarse restos FR y ser combinados desde
el receptor e importar secuencias, a los efectos de lograr el que
las características deseadas del anticuerpo, tales como una
afinidad incrementada para el antígeno(s) objetivo sean
alcanzadas. En general, los restos CDR están directa y muy
sustancialmente involucrados y ejercen influencia en la unión a
antígeno.
Alternativamente, resulta ahora posible producir
animales transgénicos (por ejemplo, ratones) que son capaces, tras
inmunización, de producir un completo repertorio de anticuerpos
humanos en ausencia de producción de inmunoglobulina endógena. Por
ejemplo, se ha descrito que la supresión homozigota del gen
(J_{H}) de la región de unión de cadena pesada de anticuerpo en
ratones mutantes y de línea germinal y quiméricos, da lugar a la
inhibición completa de la producción de anticuerpo endógena. La
transferencia de la matriz de gen de inmunoglobulina de línea
germinal humana en los citados ratones mutantes de línea germinal da
lugar a la producción de anticuerpos humanos, tras desafío con
antígeno. Ver, por ejemplo, Jakobovits et al., Proc. Natl.
Acad. Sci. USA 90: 2551 (1993); Jakobovits et al., Nature,
362: 255-258 (1993); Bruggermann et al., Year
in Immuno., 7: 33 (1993); y Duchosal et al., Nature 355: 258
(1992). Los anticuerpos humanos pueden ser también derivados a
partir de librerías que muestran fagos (Hoogenboom et al., J.
Mol. Biol., 227: 381 (1991); Marks et al., J. Mol. Biol..,
222: 581-597 (1991); Vaughan et al., Nature
Biotech 14: 309 (1996)).
Para la producción de fragmentos de anticuerpo
se han desarrollado diversas técnicas. Tradicionalmente, estos
fragmentos fueron derivados a través de digestión proteolítica de
anticuerpos intactos (ver, por ejemplo, Morimoto et al.,
Journal of Biochemical and Biophysical Methods 24:
107-117 (1992) y Brennan et al., Science,
229:81 (1985)). No obstante, estos fragmentos pueden ser ahora
producidos a través de células huésped recombinantes. Por ejemplo,
los fragmentos de anticuerpo pueden ser aislados a partir de las
librerías fago de anticuerpo discutidas anteriormente.
Alternativamente, fragmentos Fab'-SH pueden ser
directamente recuperados a partir de E. coli y acoplados
químicamente para formar fragmentos F(ab')_{2} (Carter
et al., Bio/Technoloy 10: 163-167 (1992).
Según otro planteamiento, fragmentos F(ab')_{2} pueden ser
aislados directamente a partir de cultivos celulares de huésped
recombinante. Otras técnicas para la producción de fragmentos de
anticuerpo resultarán evidentes para los expertos en la materia. En
otras realizaciones, el anticuerpo de elección es un fragmento Fv
de cadena única (scFv). Ver WO 93/16185.
Los anticuerpos multiespecíficos presentan
especificidades de unión para al menos dos antígenos diferentes. Si
bien las citadas moléculas se unirán normalmente tan solo a dos
antígenos (a saber, anticuerpos biespecíficos, BsAbs), anticuerpos
con especificidades adicionales, tales como anticuerpos
triespecíficos, quedan englobados dentro de esta expresión cuando
se utiliza en el presente documento.
En el estado de la técnica se tiene conocimiento
de la existencia de procedimientos para la preparación de
anticuerpos biespecíficos. La producción tradicional de anticuerpos
biespecíficos de longitud completa está basada en la
co-expresión de dos pares cadena
ligera-cadena pesada de inmunoglobulina, en donde
las dos cadenas presentas diferentes especificidades (Millstein
et al., Nature, 305: 537-539 (1983)). Debido
al surtido aleatorio de las cadenas pesadas y ligeras de
inmunoglobulina, estos hibridomas (quadromas) producen una mezcla
potencial de 10 diferentes moléculas anticuerpo, de las cuales tan
solo una presenta la estructura biespecífica correcta. La
purificación de la molécula correcta, lo cual se efectúa
habitualmente mediante pasos de cromatografía por afinidad, resulta
algo engorrosa, y los rendimientos de producto son bajos. En el
documento WO 93/08829 se describen procedimientos similares y en
Traunecker et al., EMBO J., 10: 3655-3659
(1991).
Según otro planteamiento descrito en el
documento WO 96/27011, la interfase entre un par de moléculas de
anticuerpo puede ser diseñada con vistas a maximizar el porcentaje
de heterodímeros que son recuperados a partir de cultivo celular
recombinante. La interfase preferida comprende al menos una parte
del dominio C_{H}3 de un dominio constante de anticuerpo. En este
procedimiento, una o más cadenas laterales pequeñas de aminoácido
procedentes de la interfase de la primera molécula de anticuerpo son
sustituidas por cadenas laterales más grandes (por ejemplo,
tirosina o triptófano). En la interfase de la segunda molécula de
anticuerpo se crean "cavidades" compensatorias de tamaño
idéntico o similar a las de la cadena(s) grandes, mediante la
sustitución de las cadenas laterales de aminoácido grandes por
otras más pequeñas (por ejemplo, alanina o treonina). Esto
proporciona un mecanismo para incrementar el rendimiento del
heterodímero sobre otros productos finales no deseados, tales como
homodímeros.
Entre los anticuerpos biespecíficos se incluyen
anticuerpos "heteroconjugados" o reticulados. Por ejemplo, uno
de los anticuerpos en el heteroconjugado puede ser acoplado a
avidina, el otro a biotina. Los citados anticuerpos han sido, por
ejemplo, propuestos para dirigir células del sistema inmune hacia
células no queridas (patente US nº. 4.676.980) y para el
tratamiento de la infección HIV (WO 91/00360, WO 92/200373 y EP
03089). Los anticuerpos heteroconjugados pueden ser preparados
utilizando cualquier procedimiento de reticulación adecuado. Los
agentes de reticulación adecuados son bien conocidos por parte de
los expertos en la materia y se describen en la patente US nº.
4.676.980, junto con un determinado número de técnicas de
reticulado.
En la literatura se han descrito también
técnicas para la generación de anticuerpos biespecíficos procedentes
de fragmentos de anticuerpo. Por ejemplo, pueden prepararse
anticuerpos biespecíficos utilizando uniones químicas. Brennan
et al., Science, 229: 81 (1985), describen un procedimiento
en el que anticuerpos intactos son rotos proteolíticamente para
generar fragmentos F(ab')_{2}. Estos fragmentos son
reducidos en presencia del agente complejante de ditiol, arsenito
sódico, para estabilizar ditioles vecinales y evitar la formación de
disulfuro intermolecular. Los fragmentos Fab' generados son después
convertidos en derivados tionitrobenzoato (TNB). Uno de los
derivados Fab'-TNB es después reconvertido en el
Fab'-tiol mediante reducción con mercaptoetilamina
y mezclado con una cantidad equimolar del otro derivado
Fab'-TNB, para formar el anticuerpo biespecífico.
Los anticuerpos biespecíficos producidos pueden ser utilizados para
la inmovilización selectiva de enzimas.
El progreso reciente ha facilitado la
recuperación directa de los fragmentos Fab'-SH a
partir de E. coli, los cuales pueden ser acoplados
químicamente para formar anticuerpos biespecíficos. Shalaby et
al., J. Exp. Med. 175: 217-225 (1992) describen
la producción de una molécula F(ab')_{2} anticuerpo
biespecífico humanizado. Cada uno de los fragmentos Fab' fue
secretado de forma separada a partir de E. coli y sometido a
acoplamiento químico directo in vitro para formar el
anticuerpo biespecífico. El anticuerpo biespecífico obtenido de
esta forma era capaz de unirse a células que sobreexpresan el
receptor ErbB2 y células T humanas normales, al igual que
desencadenar la actividad lítica de los linfocitos citotóxicos
humanos frente a objetivos tumor de mama humano.
Se han descrito también diversas técnicas para
la preparación y aislamiento de fragmentos de anticuerpo
biespecíficos directamente a partir de cultivos celulares
recombinantes. Por ejemplo, se han producido anticuerpos
biespecíficos utilizando cremalleras leucina. Kostelny et
al., J. Immunol, 148(5): 1547-1553
(1992). Los péptidos cremallera leucina procedentes de proteínas
Fos y Jun estaban unidos a las `partes Fab' de los anticuerpos
diferentes a través de fusión de genes. Los homodímeros de
anticuerpo fueron reducidos en la región bisagra para formar
monómeros y después re-oxidados para formar los
heterodímeros de anticuerpo. Este procedimiento puede ser también
utilizado para la producción de homodímeros de anticuerpo. La
tecnología de diacuerpo descrita por parte de Hollinger et
al., Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 90: 6444-6448
(1993), ha proporcionado un mecanismo alternativo para la obtención
de fragmentos biespecíficos de anticuerpo. Los fragmentos comprenden
un dominio variable de cadena pesada (V_{H}), conectado a un
dominio variable de cadena ligera (V_{L}) a través de un elemento
de unión que es demasiado corto para permitir el emparejamiento
entre los dos dominios sobre la misma cadena. Por consiguiente, los
dominios V_{H} y V_{L} de un fragmento son forzados a
emparejarse con los dominios V_{L y V}H complementarios de otro
fragmento, formándose gracias a ello, dos sitios de unión a
antígeno. Otra estrategia para preparar fragmentos de anticuerpo a
través de la utilización de dímeros Fv(sFv) de cadena única,
ha sido también descrita. Ver Gruber et al., J. Immunol.,
152:5368 (1994). Alternativamente, los anticuerpos pueden ser
"anticuerpos lineales", tal y como se describe en Zapata et
al. Protein Eng 8 (10): 1057-1062 (1995).
Brevemente, estos anticuerpos comprenden un par de segmentos Fd
tandem
(V_{H}-C_{H}1-V_{H}-C_{H}1),
que forman un par de regiones de unión a antígeno. Los anticuerpos
lineales pueden ser biespecíficos o monoespecíficos.
Se contemplan anticuerpos con más de dos
valencias. Por ejemplo, pueden prepararse anticuerpos
triespecíficos. Tutt et al., J. Immunol. 147:60 (1991).
El diseño más simple y directo de inmunoadhesina
combina dominio(s) de unión de la adhesina (por ejemplo, el
dominio extracelular de un receptor (ECD)) con las regiones Fc y
bisagra de una cadena pesada de inmunoglobulina. Ordinariamente,
cuando se preparan las inmunoadhesinas de la presente invención, los
ácidos nucleicos que codifican para el dominio de unión de la
adhesina serán fusionados C-terminalmente a ácidos
nucleicos que codifican para N-terminal de una
secuencia de dominio constante de inmunoglobulina, no obstante
resultan también posibles las fusiones
N-terminales.
Habitualmente, en las citadas fusiones, el
polipéptido quimérico codificado retendrá al menos bisagras
funcionalmente activas, dominios C_{H}2 y C_{H}3 de la región
constante de una cadena pesada de inmunoglobulina. Se efectúan
también fusiones con el C terminal de la parte Fc de un dominio
constante o inmediatamente N-terminal a C_{H} I
de la cadena pesada o de la región correspondiente de la cadena
ligera. El sitio preciso en que se efectúa la fusión no resulta
crítico; los sitios en particular son bien conocidos y pueden ser
seleccionados con vistas a optimizar las características de
actividad biológica, la secreción o las características de unión de
la inmunoadhesina.
En una realización preferida, la secuencia de
adhesina es fusionada con el N-terminal del dominio
Fc de inmunoglobulina G_{1} (IgG_{1}). Resulta posible fusionar
la región constante de la cadena pesada completa con la secuencia
de adhesina. No obstante, más preferiblemente, una secuencia que
empieza en la región bisagra justo aguas arriba del sitio de rotura
de papaina que define químicamente la IgG Fc (a saber, resto 216,
tomando el primer resto de región constante de cadena pesada como
114), o sitios análogos de otras inmunoglobulinas se utilizan en la
fusión. En una realización particularmente preferida, la secuencia
de aminoácido de la adhesina es fusionada con (a) la región bisagra
y C_{H}2_{ }y C_{H}3 o (b) los dominios C_{H}1, bisagra,
C_{H}2 y C_{H}3 de una cadena pesada de
IgG.
IgG.
Para inmunoadhesinas biespecíficas, las
inmunoadhesinas son ensambladas como multímeros y, particularmente,
como heterodímeros o heterotetrámeros. Generalmente, estas
inmunoglobulinas ensambladas presentarán estructuras unitarias
conocidas. Una unidad estructural de cuatro cadenas básica es la
forma en la cual existen la IgG, la IgD y la IgE. Una unidad de
cuatro cadenas se repite en las inmunoglobulinas de peso molecular
más elevado; la IgM existe generalmente en forma de pentámero de
cuatro unidades básicas mantenidas conjuntamente a través de
enlaces disulfuro. La IgA globulina y, ocasionalmente, la IgG
globulina pueden también existir en forma multimérica en suero. En
el caso de multímero, cada una de las cuatro unidades puede ser
iguales o diferentes.
Diversas inmunoadhesinas ensambladas
ejemplarizadas dentro del campo del presente documento se presentan
en forma de diagrama esquematizado seguidamente:
(a) AC_{L-}AC_{L};
(b) AC_{H}-(AC_{H}, AC_{L-}AC_{H},
AC_{L}-V_{H}C_{H} ó
V_{L}C_{L}-AC_{H});
(c)
AC_{L}-AC_{H}-(AC_{L}-AC_{H},
AC_{L}-V_{H}C_{H},
V_{L}C_{L}-AC_{H}, ó
V_{L}C_{L}-V_{H}C_{H})
(d)
AC_{L}-V_{H}C_{H}-(AC_{H}, ó
AC_{L}-V_{H}C_{H}, ó
V_{L}C_{L}-AC_{H});
(e)
V_{L}C_{L}-AC_{H}-(AC_{L}-V_{H}C_{H},
ó V_{L}C_{L}-AC_{H}); y
(f)
(A-Y)_{n}-(V_{L}C_{L}-V_{H}C_{H})_{2},
En donde cada una de las A representa secuencias
de aminoácido de adhesina iguales o diferentes;
V_{L} es un dominio variable de cadena ligera
de inmunoglobulina;
V_{H} es un dominio variable de cadena pesada
de inmunoglobulina;
C_{L} es un dominio constante de cadena ligera
de inmunoglobulina;
C_{H} es un dominio constante de cadena pesada
de inmunoglobulina;
n es un número entero superior a 1;
Y designa el resto de un agente de reticulación
covalente.
En interés de la brevedad, las estructuras
mencionadas anteriormente muestran tan solo características clave;
las mismas no indican articulaciones (J) u otros dominios de las
inmunoglobulinas, ni muestran enlaces disulfuro. No obstante,
cuando los citados dominios son requeridos por su actividad de
unión, los mismos serán construidos para que se encuentren
presentes en las localizaciones habituales que ellos ocupan en las
moléculas de inmunoglobulina.
Alternativamente, las secuencias de adhesina
pueden ser insertadas entre secuencias de cadena ligera y
secuencias de cadena pesada de inmunoglobulina, de tal modo que se
obtenga una inmunoglobulina que comprende una cadena pesada
quimérica. En esta realización, las secuencias de adhesina son
fusionadas con la terminación 3' de una cadena pesada de
inmunoglobulina, en cada uno de los brazos de una inmunoglobulina,
ya sea entre el dominio bisagra y el dominio C_{H}2, o entre los
dominios C_{H}2 y C_{H}3. Se ha informado acerca de
construcciones similares por parte de Hoogenboom et al., Mol.
Immunol. 28: 1027-1037 (1991).
Si bien no se requiere la presencia de una
cadena ligera de inmunoglobulina en las inmunoadhesinas de la
presente invención, una cadena ligera de inmunoglobulina podría
estar presente, ya sea asociada covalentemente a un polipéptido de
fusión de cadena pesada de inmunoglobulina- adhesina, o fusionada
directamente con la adhesina. En el primer caso, el DNA que
codifica para una cadena ligera de inmunoglobulina es habitualmente
expresado con el DNA que codifica para la proteína de fusión de
cadena pesada de inmunoglobulina-adhesina. Tras la
secreción, la cadena pesada híbrida y la cadena ligera estarán
asociadas covalentemente para proporcionar una estructura de
inmunoglobulina que comprende dos pares de cadena ligera -cadena
pesada de inmunoglobulina unidos por disulfuro. Procedimientos
adecuados para la preparación de las citadas estructuras son, por
ejemplo, descritos en la patente USA nº. 4.816.567, concedida el 28
de marzo de 1989.
Las inmunoadhesinas son muy convenientemente
construidas fusionando la secuencia de cDNA que codifica para la
parte de adhesina en marco con una secuencia de cDNA de
inmunoglobulina. No obstante, puede utilizarse también la fusión
con fragmentos de inmunoglobulina genómica (ver, por ejemplo, Aruffo
et al., Cell 61: 1303-1313 (1990); y
Stamenkovic et al., Cell 66: 1133-1144
(1991)). El último tipo de fusión requiere la presencia de
secuencias reguladoras de Ig para expresión. cDNAs que codifican
para regiones constantes de cadena pesada de IgG pueden ser
aislados en base a secuencias publicadas a partir de librerías de
cDNA derivadas de linfocitos de sangre periférica de bazo, por
medio de hibridación o técnicas de reacción en cadena la polimerasa
(PCR). Los cDNAs que codifican para la "adhesina" y las partes
de inmunoglobulina de la inmunoadhesina son insertados en tandem en
un vector plásmido que dirige la expresión eficaz en las células
huésped elegidas.
En otras realizaciones, la proteína que tiene
que ser purificada es una que esta fusionada a o conjugada con una
región C_{H}2/C_{H}3. Las citadas proteínas de fusión pueden ser
producidas con vistas a incrementar la semi-vida en
suero de la proteína y/o para facilitar la purificación de la
proteína por medio de cromatografía con Proteína A.
Entre los ejemplos de proteínas biológicamente
importantes que pueden ser conjugadas de este modo se incluyen
renina; una hormona del crecimiento, incluyendo hormona del
crecimiento humana y hormona del crecimiento bovina; factor de
liberación de hormona del crecimiento, hormona paratiroide; hormona
estimuladora de la tiroides; lipoproteínas;
alfa-1-antitripsina; cadena A de
insulina; cadena B de insulina; proinsulina; hormona estimuladora
del folículo; calcitonina; hormona luteinizante; glucagon; factores
de coagulación, tales como el factor VIIIC, el factor IX, el factor
tisular, el factor de von Willebrands; factores
anti-coagulación tales como Proteína C; factor
natriurético auricular, tensioactivo pulmonar; un activador
plasminógeno, tal como uroquinasa u orina humana o activador
plasminógeno de tipo tisular (t-PA); bombesina;
trombina; factor de crecimiento homopoyético, factor de necrosis
tumoral alfa y beta; enquefalinasa; RANTES (célula T normalmente
regulada en la activación, expresada y secretada); proteína
inflamatoria macrófago humana
(MIP-1-alfa); una sueroalbúmina, tal
como sueroalbúmina humana; sustancia inhibidora Muellerian, cadena
A de relaxina; cadena B de relaxina; prorrelaxina; péptido asociado
a gonadotropina de ratón; una proteína microbiana, tal como
beta-lactamasa; DNAsa, IgE; antígeno citotóxico
asociado a T-linfocito (CTLA), tal como
CTLA-4; inhibina; activina; factor de crecimiento
endotélico vascular (VEGF); receptores para hormonas o factores de
crecimiento; Proteína A o D; factores reumatoides; un factor
neurotrófico, tal como factor neurotrófico derivado de hueso (BDNF),
neurotrofina -3, -4, -5 ó -6 (NT-3,
NT-4, NT-5 ó NT-6),
o un factor de crecimiento nervioso, tal como
NGF-\beta; factor de crecimiento derivado de
plaquetas (PDGF); factor de crecimiento de fibroblasto, tal como
aFGF y bFGF; factor de crecimiento epidérmico (EGF); factor de
crecimiento transformante (TGF), tal como TGF-alfa y
TGF-beta, incluyendo TGF-\beta1,
TGF-\beta2, TGF-\beta3,
TGF-\beta4 ó TGF-\beta5,
Factores I y II de crecimiento de tipo insulina
(IGF-I) e (IGF-II);
des(1-3)-IGF-I
(IGF-I de cerebro), proteínas de unión a factor de
crecimiento de tipo insulina; proteínas CD, tales como CD3, CD4,
CD8, CD19 y CD20; eritropoyetina; factores osteoinductivos;
inmunotoxinas; una proteína morfogenética ósea (BMP); un
interferón, tal como interferón alfa, beta, y gamma; factores
estimuladores de colonia (CSFs), por ejemplo,
M-CSF, GM-CSF y
G-CSF; interleuquinas (ILs), por ejemplo,
IL-1 a I-10; superóxido dismutasa;
receptores de células T; proteínas de membrana superficial; factor
acelerador de la degradación; antígenos víricos, tales como, por
ejemplo, una parte de la envoltura AIDS; proteínas de transporte;
receptores homing, adresinas; proteínas reguladoras; integrinas
tales como CD11a, CD11b, CD11c, CD18, un ICAM, VLA-4
y VCAM; antígeno asociado a tumor, tales como receptores HER2, HER3
ó HER4; y fragmentos de cualquiera de los polipéptidos listados
anteriormente.
La proteína que tiene que ser purificada
utilizando el procedimiento descrito en el presente documento es
producida generalmente utilizando técnicas recombinantes. En los
documentos de patente US nos. 5.534.615 y 4.816.567 se describen,
por ejemplo, procedimientos para la producción de proteínas
recombinantes, los cuales son incorporados en el presente documento
por medio de referencia. En realizaciones preferidas, la proteína
de interés es producida en una célula CHO (ver, por ejemplo, WO
94/11026). Entre los ejemplos de proteínas que pueden ser
purificadas utilizando el procedimiento descrito en el presente
documento se incluyen el anticuerpo anti-HER2
humanizado (WO 92/22653); el anticuerpo anti-IgE
humanizado (Presta et al., J. Immunol. 151:
2623-2632 (1993)); el anticuerpo
anti-CD20 quimérico (WO 94/11026); y la
inmunoadhesina receptora de TNF (Ashkenazi et al., Proc.
Natl. Acad. Sci (USA) 88: 10535-10539 (1991)).
Cuando se utilizan técnicas recombinantes, la
proteína puede ser producida de forma intracelular, en el espacio
periplásmico, o secretada directamente en el medio. Si la proteína
es producida de forma intracelular, como primer paso, el residuo en
forma de partícula, ya se trate de células huésped o de fragmentos
sometidos a lisis, es eliminado, por ejemplo, por medio de
centrifugación o ultrafiltración. Cuando la proteína es secretada
en el medio, las células huésped recombinantes pueden ser separadas
del medio de cultivo celular por medio, por ejemplo, filtración con
flujo tangencial.
La Proteína A como ligando específico para el
aislamiento de inmunoglobulinas se describe en "Basic and
Clinical Immunology- Seventh Edition", editado por DP Sites and
Al Terr, página 233 y en US 5.429.746.
La Proteína A inmovilizada sobre una fase sólida
es utilizada para purificar la proteína que contiene la región
C_{H}2/C_{H}3. La fase sólida es, preferiblemente, una columna
que comprende una superficie de sílice o de vidrio para inmovilizar
la Proteína A. Preferiblemente, la fase sólida es una columna de
vidrio de poro controlado o una columna de ácido silícico. A veces,
la columna ha sido revestida con un reactivo, tal como glicerol, en
un intento para evitar la adherencia no específica a la misma. La
columna PROSEP A^{TM}, disponible comercialmente en Bioprocessing
Limited, constituye un ejemplo de una columna de vidrio de poro
controlado de Proteína A que está revestida con glicerol.
La fase sólida para la cromatografía con
Proteína A es equilibrada con un tampón adecuado. Por ejemplo, el
tampón de equilibrio puede ser Tris 25 mM, NaCl 25 mM, EDTA 5 mM, pH
7,1.
La preparación contaminada derivada de las
células huésped recombinantes es depositada sobre la fase sólida
equilibrada, utilizando un tampón de carga que puede ser igual que
el tampón de equilibrio. A medida que la preparación contaminada
fluye a través de la fase sólida, la proteína es adsorbida por la
Proteína A inmovilizada y, tal y como se ha indicado en el presente
documento, otros contaminantes (tales como proteínas de Ovario de
Hamster Chino, CHOP, en los que la proteína es producida en una
célula CHO), se unen de forma no específica a la fase sólida.
El siguiente paso llevado a cabo de forma
secuencial conlleva la eliminación de los contaminantes unidos a la
fase sólida, por medio del lavado de la fase sólida con un
disolvente electrolito hidrófobo, en un paso de lavado intermedio
en el que la solución comprende cloruro de tetrapropilamonio,
cloruro de tetrabutilamonio, cloruro de tetrametilamonio (TMAC) y/o
cloruro de tetraetilamonio (TEAC) como electrolito (hidrófobo). En
realizaciones preferidas, el electrolito hidrófobo en este
disolvente de de lavado es TEMAC y/o TEAC. Si bien puede
encontrarse presente un único electrolito hidrófobo en el disolvente
de lavado, en determinadas realizaciones, pueden utilizarse dos o
más electrolitos. El electrolito hidrófobo es preferiblemente
añadido a una solución de pH tamponado que tiene un pH comprendido
en la banda que oscila entre aproximadamente 4 y aproximadamente 8
y, preferiblemente, en la banda comprendida entre aproximadamente 5
y aproximadamente 7. Entre los tampones adecuados para este
propósito se incluyen tampones Tris, fosfato, MES y MOPSO. La
concentración final preferida para el electrolito hidrófobo en el
disolvente de lavado está comprendida en la banda que oscila entre
aproximadamente 0,1 y aproximadamente 1,0 M y, preferiblemente, en
la banda comprendida entre aproximadamente 0,25 y aproximadamente
0,5M.
Después del paso de lavado intermedio del
párrafo precedente, la proteína de interés es recuperada de la
columna. Esto se logra habitualmente utilizando un tampón de elución
adecuado. La proteína puede, por ejemplo, ser eluida de la columna
utilizando un tampón de elución que tiene un pH bajo, por ejemplo,
comprendido entre aproximadamente 2 y aproximadamente 5 y,
preferiblemente, en la banda comprendida entre aproximadamente 2,5
y 3,5. Entre los ejemplos de tampones de elución adecuados a tal
efecto se incluyen los tampones acetato y citrato.
La preparación de proteína eluida puede ser
sometida a pasos de purificación adicionales, ya sea con
anterioridad a o con posterioridad a la cromatografía por afinidad,
utilizando un anticuerpo para capturar la proteína; cromatografía
de interacción hidrófoba (HIC); precipitación con sulfato amónico;
cromatografía de intercambio aniónico o catiónico; precipitación
con etanol; HPLC de fase inversa; cromatografía sobre sílice;
cromatofocalización y filtración en gel.
La proteína recuperada de este modo puede ser
formulada en un soporte farmacéuticamente aceptable y es utilizada
para diversos usos en diagnosis, terapéutica o en otros usos
conocidos para las citadas moléculas.
Los siguientes ejemplos se proporcionan a título
ilustrativo y no limitativo.
Ejemplo
1
La columna PROSEP A^{TM} (Bioprocessing, Ltd)
tiene Proteína A inmovilizada sobre una columna de vidrio de poro
controlado revestida con glicerol. El revestimiento de glicerol
reduce la superficie de vidrio disponible para interacciones no
específicas con contaminantes pero, tal y como se demuestra en el
presente documento, los contaminantes todavía pueden adherirse a la
columna.
La cromatografía con Proteína A era el paso
inicial cromatográfico en la purificación de la proteína que
contienen la región C_{H}2/C_{H}3; anticuerpo
anti-HER2 humanizado (humAb4D5-8)
(Carter et al., Proc. Natl. Acad. Sci. 89:
4285-4289 (1992). Este anticuerpo
anti-HER2 fue producido de forma recombinante en
células CHO. Después de la producción y secreción de proteína en el
medio de cultivo celular, las células CHO fueron separadas del
medio de cultivo celular a través de filtración con flujo tangencial
(PROS-TACK^{TM}). En este sistema de expresión,
los contaminantes más prevalentes fueron encontrados en las
Proteínas de Ovario de Hámster Chino (CHOP).
La columna PROSEP A^{TM} fue equilibrada con
Tris 25 mM, NaCl 25 mM, EDTA 5 mM, `pH 7,1 (Tampón A). Se llevó a
cabo una cromatografía con Proteína A, mediante la aplicación del
fluido de cultivo celular recolectado (HCCF) procedente de las
células CHO, directamente hacia la columna PROSEP A^{TM}
equilibrada, utilizando Tampón A como tampón de carga. La columna
fue después lavada con Tampón A para eliminar por lavado las
proteínas no unidas y el HCCF. El anticuerpo
anti-HER2 fue eluido de la columna de Proteína A
mediante lavado de la columna con Tampón B, que tiene un pH bajo
(2,5-3,5). El Tampón B era una solución de citrato
sódico 25 mM, pH 2,8. El bajo pH del tampón B interrumpía las
interacciones entre la Proteína A y el anticuerpo
anti-HER2. También interrumpía las interacciones no
específicas entre las superficies de cristal expuestas de la columna
y el CHOP contaminante no unido específicamente. Esto dio lugar a
un nivel de contaminación de CHOP en la agrupación de proteína que
contiene anti-HER2 eluido de aproximadamente 4.000
ppm (tabla 1).
Con vistas a solucionar este problema que
concierne a los contaminantes en la agrupación de proteína eluida,
se evaluó un "paso de lavado intermedio". Con anterioridad a la
elución del anticuerpo de la columna, la columna con Proteína A fue
lavada con tampón de lavado (a diferentes pHs), al cual se le
añadieron concentraciones diversas de TMAC o TEAC (Tabla 1).
Tal y como se muestra en la Tabla 1, el paso de
lavado intermedio que utiliza un tampón que contiene o bien TMAC o
TEAC resultaba eficaz en la reducción del nivel de CHOP en la
agrupación de anticuerpo eluida. La concentración de o bien TMAc o
TEAC resultaba preferiblemente inferior a 0,25 M. Por consiguiente,
se averiguó que las concentraciones de TMAC o TEAC preferidas en el
disolvente de lavado oscilan entre aproximadamente 0,1 y
aproximadamente 1,0 M y, preferiblemente, entre aproximadamente 0,25
y 0,5 M.
En lo que hace referencia a las variaciones en
el pH de la solución de lavado, se averiguó que cuanto más bajo era
el pH mayor era la eliminación de CHOP en el paso de lavado. No
obstante, a pHs situados por debajo de 7,0, la proteína puede
resultar también eluida durante el paso de lavado. Por consiguiente,
los pHs preferidos para el paso de lavado intermedio oscilan entre
aproximadamente 4 y aproximadamente 8 y, preferiblemente, entre
aproximadamente 5 y aproximadamente 7.
\vskip1.000000\baselineskip
Esta lista de referencias citadas por el
solicitante es tan solo para la conveniencia del lector. La misma
no forma parte del documento de patente europea. A pesar de que se
ha tenido gran cuidado en la compilación de las referencias, no
pueden excluirse errores u omisiones y la EPO declina cualquier
responsabilidad en este sentido.
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4285-4289 [0078]
Claims (18)
1. Procedimiento para purificar una proteína,
que comprende una región C_{H}2/C_{H}3, a partir de una
solución contaminada de la misma, por medio de cromatografía con
Proteína A, que comprende:
(a) adsorber la proteína en la Proteína A
inmovilizada sobre una fase sólida que comprende sílice o
vidrio;
(b) eliminar los contaminantes unidos a la fase
sólida, mediante lavado de la fase sólida con un disolvente
electrolito hidrófobo, en donde el disolvente electrolito hidrófobo
comprende cloruro de tetrapropilamonio, cloruro de
tetrabutilamonio, cloruro de tetrametilamonio (TMAC) o cloruro de
tetraetilamonio (TEAC); y
(c) recuperar la proteína a partir de la fase
sólida.
2. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde la proteína es un anticuerpo.
3. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde la proteína es una inmunoadhesina.
4. Procedimiento de la reivindicación 2, en
donde el anticuerpo es un anticuerpo anti-HER2
humanizado.
5. Procedimiento de la reivindicación 2, en
donde el anticuerpo es un anticuerpo anti-IgE
humanizado.
6. Procedimiento de la reivindicación 2, en
donde el anticuerpo es un anticuerpo anti-CD20
quimérico.
7. Procedimiento de la reivindicación 3, en
donde la inmnoadhesina es una inmunoadhesina del receptor TNF.
8. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde el disolvente electrolito hidrófobo comprende cloruro de
tetrametilamonio (TMAC).
9. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde el disolvente electrolito hidrófobo comprende cloruro de
tetraetilamonio (TEAC).
10. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde la fase sólida es una columna de vidrio de poro
controlado.
11. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde la fase sólida es una columna de ácido silícico.
12. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde los contaminantes son proteínas de Ovario de Hámster Chino
(CHOP).
13. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde la concentración de electrolito hidrófobo en el disolvente
electrolito hidrófobo está comprendida entre aproximadamente 0,1 y
aproximadamente 1,0 M.
14. Procedimiento de la reivindicación 13, en
donde la concentración de electrolito hidrófobo en el disolvente
electrolito hidrófobo está comprendida entre aproximadamente 0,25 y
aproximadamente 0,5 M.
15. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde el pH del disolvente electrolito hidrófobo está comprendido
entre aproximadamente 4 y aproximadamente 8.
16. Procedimiento de la reivindicación 15, en
donde el pH del disolvente electrolito hidrófobo está comprendido
entre aproximadamente 5 y aproximadamente 7.
17. Procedimiento de la reivindicación 1, en
donde el paso (c) comprende eluir la proteína utilizando un tampón
de elución que tiene un pH comprendido entre aproximadamente 2,0 y
aproximadamente 5,0.
18. Procedimiento de la reivindicación 17, en
donde el paso (c) comprende eluir la proteína utilizando un tampón
de elución que tiene un pH comprendido entre aproximadamente 2,5 y
aproximadamente 3,5.
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