ES2272563T3 - Celulas madre somaticas no restringidas (ussc) obtenidas de sangre del cordon umbilical humano. - Google Patents
Celulas madre somaticas no restringidas (ussc) obtenidas de sangre del cordon umbilical humano. Download PDFInfo
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Abstract
El uso de células madre somáticas no restringidas (USSC) para la preparación de un medicamento para tratar enfermedad vascular, enfermedad cardiaca o del músculo liso, enfermedad hepática, diabetes mellitus de tipo 1, enfermedad neural, enfermedad de Parkinson o enfermedades hematológicas, en el que dichas USSC se aíslan de sangre del cordón umbilical, sangre de la placenta o muestras de sangre de recién nacidos y son: (i) negativas para los antígenos de superficie CD45 y CD14; (ii) positivas para los antígenos CD13, CD29, CD44, y CD49e; (iii) expresan YB1, AML-1, RUNX-1, y fibulina-2; y (iv) no expresan hialuronano sintasa, fibromodulina, y 1NFLS.
Description
Células madre somáticas no restringidas (USSC)
obtenidas de sangre del cordón umbilical humano.
La presente invención se refiere al uso de, una
célula madre somática o una pluralidad de células madre, para la
preparación de un medicamento.
Aunque las células madre se están
auto-remplazando permanentemente, generalmente son
de ciclo lento. De manera convencional, se piensa que estas células
dan origen a una población transitoria de células en aumento con
capacidad de auto renovación limitada para aumentar la cantidad de
células diferenciadas. Hasta ahora, el desafío ha sido localizar
células madre en el ser humano adulto y, por lo tanto, se han
empleado varios marcadores sustitutos (por ejemplo, ensayos de
formación de colonias para el linaje hematopoyético) en la
bibliografía existente.
Varias Patentes de Estados Unidos, por ejemplo
US 5.486.359; 5.591.625; 5.736.396; 5.811.094; 5.827.740;
5.837.539; 5.908.782; 5.908.784; 5.942.225; 5.965.436; 6.010.696; 6.022.540; 6.087.113; 5.858.390; 5.804.446;
5.846.796; 5.654.186; 6.054.121; 5.827.735; 5.906.934 tratan con células madre mesenquimáticas (MSC), que pueden diferenciarse en varias células progenitoras, por ejemplo, células progenitoras del músculo, células progenitoras del tejido conectivo o células ovales. Las células progenitoras del músculo pueden diferenciarse adicionalmente en células de músculo cardiaco, esquelético así como liso, mientras que la célula progenitora del tejido conectivo puede diferenciarse en hueso, cartílago así como grasa. Las células ovales pueden diferenciarse en células del hígado o el páncreas (Grompe y col, 2001).
5.837.539; 5.908.782; 5.908.784; 5.942.225; 5.965.436; 6.010.696; 6.022.540; 6.087.113; 5.858.390; 5.804.446;
5.846.796; 5.654.186; 6.054.121; 5.827.735; 5.906.934 tratan con células madre mesenquimáticas (MSC), que pueden diferenciarse en varias células progenitoras, por ejemplo, células progenitoras del músculo, células progenitoras del tejido conectivo o células ovales. Las células progenitoras del músculo pueden diferenciarse adicionalmente en células de músculo cardiaco, esquelético así como liso, mientras que la célula progenitora del tejido conectivo puede diferenciarse en hueso, cartílago así como grasa. Las células ovales pueden diferenciarse en células del hígado o el páncreas (Grompe y col, 2001).
Erices A. y col. ("Mesenchymal progenitor
cells in human umbilical cord blood", British Journal of
Haematology (2000), 109, págs. 235-242)
describen que las células mononucleares obtenidas de sangre del
cordón umbilical, cuando se ponen en cultivo, dan origen a células
adherentes, que muestran un fenotipo similar al de un osteoclasto o
al mesenquimático. Este último muestra una morfología similar a un
fibroblasto y expresa varios antígenos relacionados con la célula
progenitora mesenquimática (SH2, SH3, SH4, ASMA, MAB 1470, CD13,
CD29 y CD49e).
La presencia de células madre no hematopoyéticas
en la sangre del cordón umbilical todavía está en discusión (Mayani
y col. 2000, Mareschi y col. 2001). La Solicitud de Patente Alemana
DE 198 03 267 A1 fue la primera en describir progenitores de
osteoblastos y formación de hueso a partir de sangre del cordón
umbilical humano.
Sin embargo, el uso de estas células
progenitoras mesenquimáticas de la técnica anterior está a menudo
limitado, puesto que están demasiado desarrolladas para ser
herramientas útiles para generar órganos o tejidos. En otras
palabras, parecen estar ya demasiado comprometidas y especializadas
para producir un órgano o tejido en regeneración funcional.
Es por lo tanto objeto de la invención
proporcionar el uso de una célula madre que sea capaz de
diferenciarse en diferentes células progenitoras tales como células
mesenquimáticas, células neurales, células sanguíneas o células
endoteliales para la preparación de un medicamento. Otro objeto de
la invención es proporcionar el uso de, una célula madre que no
tenga las desventajas de las células madre embrionarias para la
preparación de un medicamento.
Se ha descubierto que una célula madre somática
recién identificada es capaz de solucionar los objetos abordados
anteriormente. La célula madre somática de la invención se obtiene
de sangre del cordón umbilical humano, sangre de la placenta y/o la
sangre de un recién nacido, siendo dicha célula madre somática
distinta de pero capaz de diferenciarse en células madre o
progenitoras mesenquimáticas, células madre o progenitoras de linaje
hematopoyético, células madre o progenitoras neurales o células
madre endoteliales o progenitoras del hígado. Estas células
representan el progenitor del linaje hematopoyético, las células
madre mesenquimáticas así como las células madre neurales. Esta
capacidad multifuncional única y la tecnología para multiplicar
estas células madre somáticas no restringidas (USSC) derivadas del
cordón umbilical (CB), en forma de dichas células madre somáticas o
en forma de células comprometidas en diferentes protocolos de
diferenciación, permite una caracterización, normalización y
utilización precisas para la producción e implementación de terapia
de células madre en medicina regenerativa.
La Fig. 1 muestra un fotomicrográfico de un
cultivo primario de USSC, las células situadas en la placa a baja
densidad
La Fig. 2 muestra un fotomicrográfico de un
cultivo confluente de USSC.
La Fig. 3 muestra un análisis FACS (Separación
de Células Activadas por Fluorescencia) para el antígeno CD45
durante el transcurso de un cultivo in vitro.
La Fig. 4 muestra un análisis FACS para el
marcador embrionario SSEA4.
La Fig. 5 muestra un análisis FACS para
HLA-clase I (A, B, C), HLA DR y CD14.
La Fig. 6 muestra una cinética de FACS para el
marcador de superficie CD34.
La Fig. 7 muestra un fotomicrográfico de células
USSC después de inducción neuronal.
La Fig. 8 muestra que las USSC de la invención
expresan el marcador de células madre neurales de inmunotinción
nestina anti-nestina.
La Fig. 9 muestra USSC que generan células del
linaje neuronal.
La Fig. 10 muestra USSC que generan células del
linaje glial.
La Fig. 11 muestra formación de nódulos
mineralizados después de inducción osteogénica y después de teñir
con rojo de alizarina.
La Fig. 12 muestra una tinción de azul alcián de
un cultivo sedimentado obtenido de USSC.
La Fig. 13 muestra una tinción de colágeno de
tipo II (verde) de cultivos de USSC después de la diferenciación
condrogénica.
La Fig. 14 muestra la diferenciación adipogénica
de cultivos de USSC según se demuestra mediante tinción con Aceite
Rojo.
La Fig. 15 muestra fotomicrográficos de cultivos
de USSC antes y después de la diferenciación miogénica.
La Fig. 16 muestra inmunocitoquímica para
miosina de acción lenta después del tratamiento con
azacitidina.
La Fig. 17 muestra el fenotipo de células ovales
de derivados de USSC.
La Fig. 18 muestra la supervivencia e
integración de cultivos de USSC después de la inyección en
parénquima del hígado de ratones SCID.
Las células madre somáticas de la invención
pueden aislarse y purificarse mediante varios procedimientos que
comprenden las etapas de aislamiento por gradiente de densidad,
cultivo de células adherentes y subcultivo aplicando factores de
crecimiento como se describe en el ejemplo 1. Después de que se ha
establecido una capa de células confluentes, el procedimiento de
aislamiento para obtener células de esta invención se controla de
forma rutinaria mediante análisis de morfología (morfología
fibroblastoide) y fenotípicos usando anticuerpo dirigidos contra los
antígenos de superficie CD13 (positivo), CD14 (negativo), CD45
(negativo), y CD29 (positivo; véase el ejemplo 2).
La célula madre somática de la invención
reacciona de forma negativa con marcadores específicos para el
linaje hematopoyético tales como CD45 y por tanto, es distinta de
las células madre hematopoyéticas que también pueden aislarse a
partir de sangre del cordón placentario. CD14 es otro antígeno de
superficie que no puede detectarse en USSC. Además, la célula madre
de esta invención se caracteriza por una serie de antígenos que
están presentes en la superficie celular tales como CD13, CD29,
CD44, y CD49e. Las preparaciones de USSC se caracterizan además por
la presencia de transcritos de ARNm para ciertas moléculas
receptoras como el receptor del factor de crecimiento epidérmico
(EGF-R), receptor alfa del factor de crecimiento
obtenido de plaquetas (PDGF-RA), y receptor del
factor de crecimiento de insulina (IGF-R). Estas
células expresan también típicamente factores de transcripción tales
como YB1 (factor de transcripción caja-Y 1), Runx1
(factor de transcripción relacionado con runt 1) y AML1C (factor de
transcripción de leucemia mieloide aguda 1) de acuerdo con lo
detectado por RT-PCR (Reacción en Cadena de la
Polimerasa-Transcriptasa Inversa). Sin embargo, las
preparaciones de USSC son típicamente negativas para transcritos
para el factor de transcripción condrogénico Cart-1
y marcadores neurales tales como neurofilamentos, sinaptofisina,
tirosina hidroxilasa (TH) y proteína ácida fibrilar glial
(GFAP).
Análisis de los patrones de
transcripción de USSC mediante RT-PCR
Resultados de RT-PCR conseguidos con cebadores de
oligonucleótidos predichos y ARNm de USSC y ARNm de control positivo
de otros tejidos como células mononucleares de hueso, cartílago,
cerebro o sangre del cordón
umbilical
La expresión de ARN de preparaciones de USSC y
MSC obtenidas de médula ósea (Caplan, 1991) se comparó directamente
usando microseries cuantitativas Affymetrix GeneChip^{TM}. El
transcrito para el gen Fibulina-2 (número de banco
de genes X82494) se detectó en USSC a niveles de expresión altos
pero no en MSC. La producción de Fibulina-2 se
demostró previamente en fibrolastos (Pan y col., 1993). El análisis
de transferencia de Northern de ARNm de diversos tejidos humanos
muestra un transcrito de 4,5 kb abundante en tejidos cardiacos, de
placenta y ovario (Zhang y col., 1994). La proteína se ha
localizado a nivel de microscopio óptico en embriones humanos de
4-10 semanas de gestación, usando anticuerpos
policlonales. La Fibulina-2 se detectó
principalmente en el neuroepitelio, ganglios espinales y nervios
periféricos (Miosge y col., 1996).
En el modelo animal de ratas, se colocalizan
miofibroblastos de hígado de rata (rMF) con
fibulina-2. Estas células se situaron en el campo
portal de las venas centrales, y sólo ocasionalmente en el
parénquima. En etapas tempranas de fibrosis se detectaron rMF en las
cicatrices en desarrollo. En etapas avanzadas de fibrosis los rMF
suponían la mayoría de las células situadas en la cicatriz (Knittel
y col., 1999). En otro modelo animal, la proteína
Fibulina-2 de ratón se expresa durante la
transformación epitelial-mesenquimática en la
matriz de la banda endocárdica durante el desarrollo cardiaco
embrionario. La Fibulina-2 se sintetiza también por
las células precursoras del músculo liso de vasos del arco aórtico
en desarrollo y las células coronarias endoteliales que se originan
a partir de células de las crestas neurales y células epicárdicas,
respectivamente (Tsuda y col., 2001).
Los transcritos del gen de la Hialuronano
Sintasa (D84424), gen de la Fibromodulina (U05291) y el transcrito
1NFLS (W03946) no se detectaron en USSC pero si a niveles altos en
MSC. El análisis de transferencia de Northern indicó que la
Hialuronano Sintasa se expresa en todos los tejidos humanos (Itano y
Kimata, 1996). El producto de esta enzima, hialuronano, cumple
diversas funciones, incluyendo rellenado de espacios, lubricación de
articulaciones, y suministro de una matriz a través de la que las
células pueden migrar (Hall y col., 1995). La Fibromodulina es un
miembro de la familia de los proteoglicanos intersticiales pequeños.
La proteína muestra una amplia distribución tisular, con la mayor
abundancia observada en cartílago, tendón, y ligamento articular
(Sztrolovics y col., 1994). El transcrito 1NFLS se clonó de hígado
fetal humano.
El gen CD24 (L33930) se expresa a un nivel muy
bajo en las USSC comparado con el nivel de expresión en las MSC. El
CD24 se expresa en muchas células de linaje-B y en
granulocitos maduros (Van der Schoot y col., 1989).
Cuando se comparan con MSC, las células
somáticas de esta invención son distintas en base al tejido fuente
del que se han aislado. Además, las USSC se caracterizan por la no
expresión de la clase I de antígenos leucocitarios humanos
(HLA-clase I). A diferencia de las células madre
somáticas de esta invención, las MSC previamente descritas aisladas
de médula ósea y tejido muscular, expresan niveles muy altos de
antígeno HLA-clase I en su superficie. La célula de
esta invención también expresa el antígeno específico del estado
embrionario 4 (SSEA4) (véase Fig. 4).
Típicamente, la célula madre somática de la
invención muestra forma celular fibroblastoide y prolifera de manera
adherente.
En una realización preferida de la presente
invención la célula madre somática de la invención (USSC) está
presente en una pluralidad de mezclas que representan precursores de
otras células madre somáticas por ejemplo del linaje hematopoyético
que expresan preferiblemente AC133 y CD34, células madre somáticas
progenitoras mesenquimáticas, células madre somáticas progenitoras
neuronales o combinaciones de las mismas. Esta realización es
ventajosa puesto que comprende un alto potencial de regeneración en
base a la capacidad de diferenciarse en otras células madre
somáticas diferentes o a la presencia de dichas células madre
somáticas como realización preferida de la invención.
Preferiblemente las células madre somáticas progenitoras
mesenquimáticas o las células madre somáticas progenitoras neurales
se producen mediante diferenciación a partir de una célula madre de
la invención.
Dependiendo del tipo de enfermedad es adecuada
la administración local y/o sistémica de las USSC. Las USSC pueden
aplicarse directamente o junto con vehículos o adyuvantes
farmacéuticamente aceptables. Puede ser ventajoso añadir otras
sustancias que fomenten la curación de las enfermedades.
Básicamente, los procedimientos conocidos para
la aplicación de MSC pueden aplicarse de manera análoga cuando se
aplican USSC. Además, la aplicación de células madre se describe por
ejemplo en B. E. Strauer y col., "Intrakoronare, humanae autologe
Stammzelltransplantation zur Myokardrengeneration nach
Herzinfarkt", Dtsch med Wochenschr 2001; 126:
932-938; Quarto R., y col. "Repair of Large Bone
Defects with the Use of Autologous Bone Marrow Stromal Cells", N
Engl J Med 2001; 344: 385-386; Vacanti C. A.,
"Brief Report: Replacement of an Avulsed Phalanx with
Tissue-Engineered Bone" N Eng J Med 2001; 344:
1511-1514, 17 de mayo de 2001; Hentz V. R.,
"Tissue Engineering for Reconstruction of the Thumb", N Engl J
Med 2001; 344: 1547 - 1548; Brittberg M., "Treatment of Deep
Cartilage Defects in the Knee with Autologous Chondrocyte
Transplantation", N Engl J Med 1994; 331:
889-895, 6 de octubre de 1994; Freed C. R.,
"Transplantation of Embryonic Dopamine Neurons for Severe
Parkinson's Disease", N Engl J Med 2001; 344:
710-719; Shin'oka T., "Transplantation of a
Tissue-Engineered Pulmonary Artery", N Engl J
Med 2001; 344: 532-533. Shapiro A. M. J., Islet
Transplantation in Seven Patients with Type 1 Diabetes Mellitus
Using a Glucocorticoid-Free Immunosuppressive
Regimen N Engl J Med 2000; 343: 230-238.
Las células madre de la invención se describen
en gran detalle más adelante
Las células madre de la invención son células
adherentes con una forma celular fibroblastoide y dos o tres
nucleolos (véase Fig.1) obtenidas después de tratamiento con
tripsina EDTA y resiembra en condiciones de cultivo apropiadas
(ejemplo 1) que se multiplican rápidamente hasta confluencia a una
morfología alargada (Fig. 2). La Fig. 1 muestra un fotomicrográfico
de un cultivo primario de USSC. Las células situadas en la placa a
baja densidad demuestran la morfología fibroblastoide de las USSC.
Estas células pueden cultivarse fácilmente durante más de 14 pasos
de cultivo. La Fig. 2 muestra un fotomicrográfico de un cultivo
confluente de USSC. La capa de células USSC casi confluente muestra
una orientación de células paralela.
El fenotipo marcador de superficie de la capa de
células adherentes principal así como todos los derivados de la
misma en pasos posteriores son y permanecen negativos para el
marcador CD45. La Fig. 3 muestra un análisis FACS para antígeno CD45
durante el transcurso de un cultivo in vitro. El CD45 un
antígeno marcador característico para células hematopoyéticas es
casi indetectable en USSC de los últimos pasos (Fig. 3 en los días
48, 54, 82).
Después del cultivo in vitro usando el
procedimiento A (ejemplo 1), las preparaciones de USSC se vuelven
positivas para el antígeno específico del estado embrionario 4
(SSEA4) y muestran la expresión homogénea de este marcador
embrionario. La Fig. 4 muestra un análisis FACS para el marcador
embrionario SSEA4. Las células multiplicadas mediante el
procedimiento A (ejemplo 1) muestran fuertemente expresión del
antígeno específico del estado embrionario 4 (SSEA4). Al mismo
tiempo, los cultivos de USSC son negativos para expresión del
antígeno de superficie HLA-clase I. (Fig. 5A),
expresión del antígeno HLA-DR (Fig. 5B) así como
CD14 negativos (Fig. 5C). La Fig. 5 muestra un análisis FACS para
HLA-clase I (A, B, C), HLA DR y CD14. Los cultivos
de USSC de la invención después de la expansión in vitro son
negativos para antígenos HLA-clase I (Panel A).
Estas células también son negativas para antígenos de superficie
HLA-DR (Panel B) y CD14 (Panel C), característicos
para células que presentan antígenos (HLA-DR) y
monocitos (CD14).
La Fig. 6 muestra una cinética de FACS para el
marcador de superficie CD34. Las USSC se cultivaron en H5100/PEI
durante 10 pasos. Durante este periodo de cultivo se observó un
aumento significativo de la expresión del antígeno CD34. Con
respecto al marcador de células madre hematopoyéticas CD34, la Fig.
6 muestra que en el paso 3 hasta el día 54 no se pueden detectar
células positivas para CD34. Por el contrario, en el séptimo paso en
el día 82 está apareciendo una nueva subpoblación CD34 positiva. Por
otro lado, si dichos progenitores CD34 o/y FIK1 positivos se
cultivaron con medio acondicionado con citoquinas específico para
diferenciación hematopoyética, se desarrollaron las típicas
colonias mezcladas o hematopoyéticas para precursores de hematíes o
leucocitos (CFU-GM y BFU-E)
comparables a las células progenitoras hematopoyéticas CD45^{+}
(Ejemplo 9).
Por otro lado, si se cultivan células
mononucleares de sangre del cordón umbilical empobrecidas en CD14 en
medio con alto contenido en glucosa, muestran las características
típicas de células madre neurales. La Fig. 7 muestra un
fotomicrográfico de células USSC después de inducción neuronal. USSC
de la invención cultivadas en medio eagle modificado de Dulbecco
(DMEM) rico en glucosa demostraron una morfología similar a
astrocitos. La Fig. 7 muestra un ejemplo de dichas células
cultivadas que muestran morfología glial obtenidas después de 13
días en cultivo (ejemplo 6). Después de multiplicarse con PEI, las
USSC expresan el marcador de células madre neurales nestina. Una
primera observación indica que la tinción de nestina es menos
pronunciada después de que las células se han estimulado con
agentes inductores neurales como el ácido retinoico (RA), factor de
crecimiento básico de fibroblastos bFGF, y factor de crecimiento
nervioso \beta (NGF-\beta) (McKay, 1997).
En detalle, la Fig. 8 muestra USSC de la
invención que expresan el marcador de células madre neurales
nestina. (A) las USSC se incubaron en medio H5100/PEI durante 7 días
y se sometieron a inmunohistoquímica anti-nestina
convencional. (B) Las células se incubaron en H5100/PEI durante 7
días después de 9 días de inducción en H5100 con RA, bFGF, y NGF.
Nótese que la tinción de nestina es reducida en comparación con
células cultivadas en las condiciones de (A).
El análisis adicional de estas células muestra
también expresión de proteínas características para células neurales
como ácido \gamma-aminobutírico (GABA, Fig. 9 B),
tirosina hidroxilasa (Fig. 9 B), sinaptofisina (Fig. 9 D),
neurofilamento (Fig. 9 F), o antígenos gliales típicos como
galactocerebrósido (GalC, Fig. 10 B) y proteína ácida fibrilar glial
(GFAP, Fig. 10 D). La Fig. 9 muestra USSC de la invención que
generan células del linaje neuronal. Las USSC de la invención se
cultivaron en H5100/PEI durante 7 días y se mantuvieron durante 27
días en H5100 que contenía RA, bFGF y NGF. Después de los protocolos
de fijación convencionales, se aplicaron anticuerpos neuronales
específicos. (A, C, D) Fotografías de contraste de fases, (B, D, F)
fotografías de fluorescencia de las misma preparaciones que en A,
C, D. El tinte de ADN DAPI (azul) se usa para teñir los núcleos de
las células. (B) Fotografía de
doble-inmunofluorescencia usando
anti-GABA (rojo), y anti-tirosina
hiodroxilasa (TH, verde). (D) Un tinte
anti-sinaptofisina (verde). (F) Se muestra un tinte
anti-neurofilamento específico de neuronas (rojo).
Se usó un cóctel de anticuerpos contra diferentes subtipos de
neurofilamentos. La Fig. 10 muestra USSC de la invención que generan
células del linaje glial. Las células se sometieron a las mismas
condiciones de cultivo celular que se muestran en la Fig. 9. el DAPI
está en azul. (A, C) Representación de fotografías de contraste de
fases. (B) Las mismas células que las observadas en (A) que se han
sometido a inmunotinción anti-GalC (rojo). (D) Las
mismas células que en (C) teñidas con el
anti-proteína ácida fibrilar glial (GFAP, rojo).
Sin embargo, si las células madre universales
descritas anteriormente se toman de cualquiera de los pasos de
multiplicación y se inducen en condiciones de cultivo que contengan
DAG (dexametasona, ácido ascórbico, fosfato de
\beta-glicerol) o en medio que contenga
fibronectina, se induce diferenciación a lo largo del linaje
osteogénico (ejemplo 3). Como se muestra en la Tabla 2, los genes
marcadores específicos de hueso (fosfatasa alcalina, osteocalcina,
colágeno de tipo I) se inducen y detectan fácilmente por
RT-PCR.Tabla 3:
control | día 7 | día 14 | |
\beta-actina (control positivo) | + | + | + |
fosfatasa alcalina | - | + | + |
colágeno de tipo II | - | + | + |
osteocalcina | + | + | - |
Los tres genes marcadores de la diferenciación
osteogénica muestran una expresión de ARNm aumentada en el día 7 de
inducción con DAG. La \beta-actina sirve como
control positivo.
La Fig. 11 muestra la formación de un nódulo
mineralizado después de inducción osteogénica y después de teñir con
rojo de alizarina (B). La diferenciación osteogénica de capas de
USSC casi confluentes se indujo mediante la adición de dexametasona,
ácido ascórbico y \beta-glicerolfosfato al medio
de cultivo H5100. El día 10 de estimulación aparecen nódulos óseos
característicos (11A). La deposición mineral de estos nódulos puede
demostrarse mediante tinción de Rojo de Alizarina (11B). En estas
condiciones de inducción osteogénica, las células de la invención
experimentan diferenciación osteogénica completa como se demuestra
por la acumulación de hueso mineralizado en distintos nódulos (Fig.
11A) que pueden teñirse con Rojo de Alizarina (Fig. 11B). Como
alternativa, la acumulación de hidroxiapatita en el cultivo celular
puede detectarse después de seis días mediante tinción de Von Kossa.
A partir de estor resultados es evidente, que la sangre del cordón
umbilical contiene una célula madre muy temprana indetectada hasta
ahora que puede multiplicarse hasta grandes cantidades. Además,
puede inducirse esta célula a diferenciarse en MSC y desde aquí en
osteoblastos, como ya se ha demostrado en la Figura 11A. Después de
la inducción completa con DAG, puede obtenerse una diferenciación
adicional en nódulos óseos mineralizados como se muestra en la
Figura 11B con tinción de Rojo de Alizarina.
La versatilidad de las células de esta invención
es aún mayor como se ha demostrado mediante la diferenciación
condrogénica después del cultivo en DMEM rico en glucosa que
contenía dexametasona, prolina, piruvato sódico, ITS+ Premix, y
TGF-61 (Johnstone y col., 1998). En el día 0, y 14,
de estos experimentos de diferenciación, las células se recogieron y
analizaron mediante RT-PCR (Tabla 3, ejemplo 4).
Control | día 14 | |
\beta-actina (control positivo) | + | + |
Cart-1 | - | + |
colágeno de tipo II (sin empalme) | - | + |
Condroadherina | - | + |
El día 14 de la estimulación condrogénica se
expresan tres genes marcadores característicos de condrogénesis en
curso.
Los resultados de estos estudios demuestran
claramente la regulación positiva de Cart-1 un
factor de transcripción condrogénico específico 14 días después de
la estimulación condrogénica. También se regularon positivamente
otros transcritos de ARNm para dos proteínas extracelulares típicas
de cartílago (colágeno de tipo II y condroadherina). Además, las
células de esta invención producían claramente moléculas de
proteoglicano extracelulares típicas para la diferenciación
condrocítica como se demostró mediante tinción de Azul de Alcián. La
Fig. 12 muestra una tinción de Azul de Alcián de un cultivo
sedimentado obtenido de USSC. Las USSC se cultivaron en cultivo de
sedimentación en un medio de diferenciación condrogénica. Después de
6 días en medio de inducción, no son detectables cantidades
significativas de proteoglicanos (PG) como marcadores
característicos de diferenciación condrogénica mediante tinción de
Azul de Alcián (Panel A). Por el contrario los PG se detectan
fácilmente como indica el color azul/verde (Panel B).
Además, la presencia del colágeno de tipo II
específico de cartílago podía demostrarse en el nivel de proteína.
Fig. 13: tinción de colágeno de tipo II (verde) de cultivos de USSC
después de la diferenciación condrogénica.
Las USSC se cultivaron en un medio de
diferenciación condrogénica. La expresión de la proteína colágeno de
tipo II de la matriz extracelular en el día 14 se demostró mediante
microscopía de fluorescencia usando un anticuerpo primario
anti-colágeno de tipo II y un anticuerpo secundario
FITC anti-ratón (Fig. 13B).
La versatilidad adicional de las células madre
no restringidas se muestra en este documento mediante diferenciación
de dichos cultivos previamente multiplicados en el protocolo PEI en
células adiposas con mayores concentraciones de dexametasona
(ejemplo 5).
La Fig. 14 muestra células adiposas que pueden
teñirse específicamente con Aceite Rojo (Sigma). Los adipocitos se
caracterizan por una alta cantidad de vesículas intracelulares y una
tinción roja específica con Aceite Rojo.
Además, las USSC cuando se cultivan durante 24 h
en H5100 con 5'-azacitidina 10 \muM y
posteriormente con 100 mg/ml de bFGF muestra pruebas firmes de
diferenciación muscular. Un cambio en la morfología celular se
acompaña por la expresión de miosina de acción lenta (Fig. 15 y
16).
Además, la aparición y proliferación de células
ovales típicas se observa regularmente en los últimos pasos (Fig.
17) cuando USSC inducidas con PEI se subclonan de la subpoblación
CD34^{+}, lo que se ha mostrado en la Figura 6 (ejemplo 8). Estas
células expresan en grados variables la enzima dipeptidil peptidasa
IV, lo que significa que dichas células ovales pueden diferenciarse
adicionalmente en células el hígado.
Las USSC expandidas in vitro sobreviven y
persisten después de la inyección en hígados en regeneración de
ratones SCID con hepatectomía parcial del 50% así como en hígados no
hepatectomizados mientras que las células mononucleares obtenidas de
la sangre del cordón umbilical no pueden detectarse ni siquiera
cuando se transplantan cantidades celulares 25 veces mayores. La
Fig. 18 muestra la supervivencia e integración de cultivos de USSC
después de la inyección de parénquima del hígado de ratón SCID. Fig.
18 A: Fluorescencia roja 7 días después del transplante indica la
supervivencia e integración de USSC marcadas con PKH26 humanas de la
invención en el tejido del hígado del ratón (sin hepatectomía). Por
el contrario, después del transplante de células mononucleares (MNC)
obtenidas de sangre del cordón umbilical, no fue detectable
fluorescencia roja que indicara la integración de MNC humanas. Fig.
18 B: Criosección de tejido de hígado de ratón correspondiente a A:
micrográfico de transmisión óptica de tejido de hígado de ratón con
USSC humanas integradas.
Puesto que el precursor para las células del
hígado y las islas \beta pancreáticas es idéntico, dichas células
ovales obtenidas de la sangre del cordón umbilical también pueden
diferenciarse en células islas \beta productoras de insulina, lo
que les hace herramientas útiles para terapia celular en pacientes
diabéticos o en pacientes con fallo hepático.
Además de estas aplicaciones clínicas obvias,
puede usarse cualquiera de los componentes de células madre
multiplicadas en condiciones normalizadas bien caracterizadas y su
progenie, para controlar y definir acciones y efectos moleculares
así como celulares de agentes farmacológicos recién desarrollados y
de este modo sustituir también cierta experimentación basada en
animales.
Por tanto, estas células madre bien normalizadas
y células diferenciadas obtenidas de los cultivos de sangre del
cordón umbilical humano descritas en este documento pueden usarse
como un valioso reactivo de ensayo para la industria farmacéutica y
de biomateriales.
Las preparaciones de USSC en condiciones de
cultivo apropiadas desarrollaron múltiples colonias de diferentes
linajes hematopoyéticos, proporcionado pruebas de que estas células
pueden dar origen a hematopoyesis.
En un medio de cultivo acondicionado de forma
apropiada con concentraciones de VEGF, Flt 3L, SCGF (factor de
crecimiento de las células madre) definidas y en metilcelulosa
dichas células desarrollan colonias mixtas con células también
positivas para marcadores FLK1+ y AC133+, Tiel y Tie2. Después de la
diferenciación adicional se desarrolló el perfil de marcadores
característico para células endoteliales con AC133 negativo,
CD31^{+}, CD54^{+}, VWF^{+},
VE-caterina^{+}.
La utilidad obvia de dichas células endoteliales
para el cultivo in vitro de vasos sanguíneos autólogos y
alogénicos para terapia de enfermedades vasculares se reivindica en
este documento.
Al mismo tiempo esta claro que todos estos
progenitores generados in vitro y multiplicados de forma
homogénea y sus células diferenciadas servirán -a nivel clonal- como
herramientas extremadamente importantes para la definición del papel
de genes específicos y sus productos en biología celular y todas las
siguientes aplicaciones médicas basadas en terapias mediadas por
células o moléculas.
Es suficiente solamente una pequeña cantidad de
este tipo celular único para generar grandes cantidades de USSC de
la invención que crecen de forma adherente y la célula madre
mesenquimática más diferenciada para la producción de tipos
celulares regenerativos aplicables en medicina.
Un aspecto completamente nuevo sobre estos
conocimientos es el hecho de que dichos progenitores pueden
desarrollarse de forma asimétrica en dos o más tipos celulares que
se diferencian de distinta forma. Esto muestra un nuevo principio
biológico de regulación de co-componentes en
regeneración celular orientada a la funcionalidad, que tiene lugar
incluso in vitro.
La consecuencia de esta invención es que los
productos terapéuticos basados en células madre tienen que
manipularse de acuerdo con este principio y no están constituidos
solamente por un tipo de célula clonal.
La recogida del cordón umbilical en el
Departamento de Obstetricia se realizó con el consentimiento
informado de la madre. Después del parto del bebé con la placenta
aún en el útero, se pinzó doblemente el cordón umbilical y se cortó
a 7-10 cm del ombligo. Después de la desinfección
del cordón, se pinchó la vena umbilical y se recogió CB en bolsas de
recogida que contenían
citrato-fosfato-dextrosa (CPD) como
anticoagulante.
La sangre del cordón umbilical se cargó
cuidadosamente en solución Ficoll (densidad 1,077 g/cm^{3}). Se
realizó un centrifugado con gradiente de densidad (450 g,
temperatura ambiente, 25 min). Las células mononucleares (MNC) de la
interfase se recogieron y se lavaron dos veces en solución salina
tamponada con fosfato, pH 7,3 (PBS).
Las células mononucleares se colocaron en placas
a una densidad de aproximadamente 5 x 10^{3} células/cm^{2} en
matraces de cultivo T25 (Nunclon) [A.), B.), C.)]. Se usaron cuatro
procedimientos de cultivo diferentes para iniciar el cultivo de
células madre adherentes:
A.) MNC obtenidas de sangre del cordón umbilical
se cultivaron inicialmente en medio Myelocult H5100 (StemCell
Technologies, Vancouver/Canada) que contenía dexametasona 10^{-7}
M.
B.) MNC obtenidas de sangre del cordón umbilical
se cultivaron inicialmente en Mesencult (StemCell Technologies,
Vancouver/Canada) que contenía dexametasona 10^{-7} M.
C.) MNC obtenidas de sangre del cordón umbilical
se cultivaron inicialmente en DMEM bajo en glucosa
(Bio-Whittaker) con FCS al 30% que contenía
dexametasona 10^{-7} M.
D.) MNC obtenidas de sangre del cordón umbilical
se colocaron en placas a una densidad de 5 x 10^{6}/ml en medio
Myelocult H5100 (StemCell Technologies, Vancouver/Canada) en
matraces de cultivo de 50 ml (Nunclon) sin dexametasona.
Todos los cultivos se incubaron a 37ºC en
CO_{2} al 5% en una atmósfera completamente humidificada, y se
alimentaron una vez por semana retirando el medio completo con las
células no adherentes y añadiendo 10 ml de medio recién preparado.
Después de varios puntos temporales las células adherentes en forma
de huso se retiraron mediante tratamiento con tripsina al 0,05% y
EDTA 0,53 mM durante 2 min, se aclararon con medio que contenía
suero al 50%, se recogieron mediante centrifugado a 780 g y se
analizaron mediante citometría de flujo o RT-PCR.
Después de dos o tres semanas, aparecen células adherentes de
morfología fibroblastoide en aproximadamente el 30% de todos los
cultivos celulares.
Pueden expandirse USSC de la invención en medio
H5100 que contiene 10 ng/ml de IGF I (factor de crecimiento I
similar a insulina), 10 ng/ml de PDGF-BB (factor de
crecimiento BB obtenido de plaquetas) y 10 ng/ml de EGF
rh-humano (Factor de Crecimiento Epidérmico Humano
Recombinante) (medio PEI) a una densidad que varía de 1 x 10^{4} a
1 x 10^{5} células/ml (procedimiento de multiplicación A). como
alternativa, las preparaciones de USSC pueden multiplicarse en el
medio de cultivo inicial A, B, y C.
Para determinar el inmunofenotipo de las USSC,
las células se tiñeron con FITC - conjugado
anti-CD45 (Becton Dickinson, Coulter), PE conjugado
anti-CD14 (PharMingen, Coulter),
anti-SSEA-4
(MC-813-70) marcado con
FITC-IgG+IgM (H+L) anti-ratón de
cabra F(ab')_{2} (Coulter),
anti-CD10-PE (CALLA, PharMingen),
anti-HLA-clase I (Coulter) marcado
con FITC-IgG+IgM (H+L) anti-ratón de
cabra F(ab')_{2},
anti-CD13-PE (Becton Dickinson,
Coulter); anti-CD29 (Coulter),
anti-CD44 (Coulter), anti-CD49e
(Coulter), anti-CD90 (Coulter),
anti-HLA-clase
II-FITC (Coulter). Las células se analizaron usando
un EPICS XL (Coulter) o un analizador FACS (Becton Dickinson).
Las USSC obtenidas como se ha descrito en el
ejemplo1 se cultivaron en un medio convencional hasta que alcanzaron
el 70% de confluencia. La diferenciación osteogénica de estas
células se indujo mediante adición de dexametasona 10^{-7} M, 50
\mug/ml de ácido ascórbico, y
\beta-glicerolfosfato 10 mM (Bruder y col. 1994,
Jaiswal y col., 1997). En el día 10 de estimulación, las células
mostraron depósitos de fosfato cálcico que dieron como resultado
nódulos óseos. Se detectaron nódulos óseos mineralizados tiñendo con
rojo de Alizarina de la siguiente manera: las células adherentes en
cultivo se lavaron dos veces con PBS, pH 7,3 y se tiñeron con 5 ml
de solución de Rojo de Alizarina al 0,1% durante una hora a
temperatura ambiente y posteriormente con ácido acético al 0,1% y
etanol absoluto así como PBS. La tinción de calcio con Rojo de
Alizarina y de von Kossa demuestra el potencial de mineralización de
estas células (Stanford y col., 1995, Rungby y col., 1993). La
diferenciación osteogénica se demostró también mediante
RT-PCR usando los marcadores de diferenciación
específicos de hueso osteocalcina (OC), osteopontina (OP), fosfatasa
alcalina específica de hueso (AP), sialoproteína ósea (BSP),
receptor alfa del factor de crecimiento obtenido de plaquetas
(PDGF-Ra), receptor del factor de crecimiento
epidérmico (EGFR), y colágeno de tipo I.
Para diferenciación condrogénica se situaron 2 x
10^{5} células madre adherentes en cultivo de sedimentación en
tubos de polipropileno de 15 ml. Se usó DMEM rico en glucosa que
contenía dexametasona, prolina, piruvato sódico, ITS+ Premix, y
TGF-\beta1 como medio de cultivo celular
(Johnstone y col., 1998, Yoo y col., 1998). En los días 7, 14, y 21
se analizaron fracciones celulares mediante RT-PCR
para los productos génicos específicos de cartílago que codifican
Cart-1, colágeno de tipo II y condroadherina.
Además, las USSC se usaron en cultivos de sedimentación. después de
dos semanas las secciones Dewax se fijaron con paraformaldehído al
4% durante 15 minutos a temperatura ambiente y se lavaron en etanol.
Las secciones se tiñeron en Azul de Alcián al 1%/ácido acético al
3%, pH 2,5 (Sigma) durante 5 minutos y se lavaron en agua destilada.
Se demostró claramente una tinción positiva de proteoglicanos
específicos como se ha demostrado mediante tinción de Azul de Alcián
(Fig. 12) (Chao, G. y col., 1993). Después de un periodo de
inducción condrogénica de 14 días, las células se fijaron de acuerdo
con un protocolo convencional y se analizaron mediante microscopía
de fluorescencia (Rosenbaum y col., 1998) demostrando la presencia
de una matriz extracelular específica de colágeno de tipo II (Fig.
13B).
Se cultivaron USSC en H5100 que contenía
exametasona 10^{-6} M, 50 \mug/ml de ácido ascórbico y
\beta-glicerolfosfato 10 mM dando como resultado
una diferenciación parcial de USSC a adipocitos como se ha
demostrado mediante tinción con Aceite Rojo
(Ramirez-Zacarías y col., 1992).
Las células mononucleares de la sangre del
cordón umbilical obtenidas como se ha descrito se empobrecieron en
células CD14 mediante un sistema de aislamiento de de separación de
células activadas por magnetismo/CD14 (MACS) empleando columnas de
separación VS+ de acuerdo con las instrucciones del fabricante
(Miltenyl Biotec, Bergisch Gladbach). Las células mononucleares
empobrecidas en CD14 se cultivaron a una densidad de 2 x 10^{6}
células/ml en 10 ml de medio rico en glucosa (MEM de Dulbecco con
4500 g/l de glucosa) en matraces de cultivo T25 (Nunclon) y se
incubaron a 37ºC en CO_{2} en una atmósfera completamente
humidificada. después de 10-15 días en cultivo, se
detectaron células con forma de células gliales.
A) Las células se multiplicaron durante 7 días
en medio H5100 en solitario o en presencia de 40 pg/ml de PDGFB, 10
pg/ml de EGF, 10 pg/ml de IGF-I. Las células se
tripsinizaron y se situaron en placas a una densidad de
aproximadamente 3,5 x 10^{3} células/cm^{2} en placas de cultivo
de 24 pocillos sobre cubreobjetos revestidos con poli
D-lisina (PDL) y laminina (PDL/lam). Posteriormente,
se inició la diferenciación neuronal mediante la adición de agentes
inductores tales como ácido all-trans retinoico
(10^{-5} M), bFGF (20 ng/ml), y NGF-\beta (50
ng/ml).
Después del periodo de inducción (27 días) las
células se fijaron de acuerdo con un protocolo convencional
(Rosenbaum y col., 1998) y se tiñeron con anticuerpos contra
antígenos neurales específicos. La muestra se analizó usando
microscopia de fluorescencia y óptica de transmisión.
Se cultivaron 1 x 10^{4} USSC en medio H5100
(StemCell Technology) suplementadas con 10 hg/ml de PDGFBB, 10 ng/ml
de EGF, 10 ng/ml IGF a 37ºC, CO_{2} al 5% hasta que alcanzaron
aproximadamente el 70% de confluencia. A partir de entonces las
células se incubaron con 5'-azacitidina 10 \muM
(Sigma) durante 24 h, se lavaron dos veces con PBS y se cultivaron
en medio H5100 suplementado con 100 ng/ml de bFGF (Sigma). Después
de 1 semana en medio de diferenciación, la morfología de las células
cambió (Fig. 15). Después de 10 días, las células se tripsinizaron
y se transfirieron a una cámara portaobjetos de vidrio revestida con
fibronectina para inmunotinción.
Se fijaron las células con folmaldehído al
5%/PSB durante 15 minutos y se lavaron dos veces en PBS, pH 7,3.
Usando un protocolo convencional, se incubaron las células con un
anticuerpo primario específico anti-miosina
esquelética (lenta) (clon NOQ7.5.4D, 1:400) (mostrado en verde) y
con un anticuerpo primario anti-CD13 (mostrado en
rojo) o un anticuerpo monoclonal primario
anti-miosina esquelética (clon
MY-32, 1:4000). La tinción fue positiva para USSC
cultivadas en las condiciones de cultivo anteriores (Fig. 16).
Se marcaron células USSC humanas así como
células mononucleares (MNC) obtenidas de sangre del condón umbilical
con el "PKH26 RED Fluorescent Cell Linker Kit" (Sigma,
PKH26-GL). Se inyectaron 2 x 10^{5} USSC y 5 x
10^{6} MNC en el parénquima del hígado de ratones SCID con y sin
hepatectomía del 50%. 7 días después del transplante se alcanzó la
completa regeneración del hígado para los animales hepatectomizados.
El tejido hepático se analizó mediante microscopía de fluorescencia
de criosecciones para la presencia de células humanas marcadas en
rojo (Fig. 18).
Tres preparaciones de USSC diferentes
(USSC^{KBC55} en medio DMEM que contenía FCS al 30%,
USSC^{KCB12} en medio H5100 que contenía dexametasona,
USSC^{KCB13} en medio MesenCult que contenía dexametasona y
USSC^{GK12} en medio H5100 que contenía PEI) cultivadas en medio
de multiplicación apropiado durante periodos prolongados (paso 5 a
8) se sembraron en 250 \mul (2 x 10^{4}-2 x
10^{5} células) de suspensión celular por triplicado en placas de
24 pocillos en medio de cultivo específico hematopoyético (Methocult
4434). Las colonias de más de 50 células se contaron y clasificaron
como obtenidas de células progenitoras granulocitos/macrófagos
(CFU-GM), eritroides tempranos
(BFU-E) o multipotentes (CFU-GEMM)
de acuerdo con los criterios establecidos. La formación de colonias
en cultivos diferentes fue evidente a partir de 1 semana de
observación y continuó hasta 3 semanas en condiciones de
diferenciación diferentes. Las preparaciones de USSC desarrollaron
múltiples colonias de diferentes linajes, proporcionando pruebas de
que estas células pueden dar origen a hematopoyesis.
\vskip1.000000\baselineskip
Se seleccionaron cebadores de PCR para la
amplificación de secuencias de ADNc específicas de osteocalcina,
osteoporina, sialoproteína ósea, fosfatasa alcalina, PDGFR\alpha y
receptor de EGF de distintos exones respectivos, para ser capaces de
distinguirlos en tamaño de sus fragmentos de ADN respectivamente
generados.
Mediante clonación en el vector pCRL1
(Invitrogen/USA) y transformación consecutiva en la cepa de E.
coli TOP 10F, se obtuvieron los respectivos clones de ADNc
específicos y se caracterizaron por secuenciación cíclica mediante
un secuenciador automatizado (Applied Biosystems).
Las reacciones de RT-PCR se
realizaron en un procedimiento de dos etapas. Se transcriben primero
de forma inversa 200 ng del ARN total de las células con 10 U de
Transcriptasa Inversa AMV (Promega, Mannheim), 1,5 pmoles de
Cebadores específicos de genes 3', dNTP 1 mM y el tampón
suplementado (Promega, Mannheim) en un volumen de 20 \mul durante
1 h a 50ºC. La reacción de PCR se realizó con 2 \mul del ADNc con
1 U de ADN Polimerasa HotStarTaq, tampón y solución Q (Qiagen,
Hilden), dNTP 1,5 mM y 20 pmoles de cebador específico de genes 3' y
5'. La reacción de PCR se realizó con una etapa de iniciación
durante 15 minutos a 95ºC, 37 ciclos a 94ºC durante 30 segundos,
56ºC durante 30 segundos, 68ºC durante 1 minuto y una etapa final de
polimerización durante 5 minutos a 68ºC.
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
La Tabla muestra las secuencias de Cebadores 5'-
y 3'- de los genes examinados y la longitud esperada del fragmento
de PCR en pb
\vskip1.000000\baselineskip
\vskip1.000000\baselineskip
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\vskip1.000000\baselineskip
- DAG
- medio de diferenciación osteogénica que contiene dexametasona, ácido ascórbico, y \beta-glicerolfosfato
- HLA
- antígeno leucocitario humano
- MSC
- célula madre mesenquimática
- PEI
- medio que contiene PDGF-BB, EGF e IGF
- SSEA4
- antígeno específico del estado embrionario 4
- USSC
- célula madre somática no restringida
- PG
- proteoglicanos
Claims (2)
1. El uso de células madre somáticas no
restringidas (USSC) para la preparación de un medicamento para
tratar enfermedad vascular, enfermedad cardiaca o del músculo liso,
enfermedad hepática, diabetes mellitus de tipo 1, enfermedad neural,
enfermedad de Parkinson o enfermedades hematológicas, en el que
dichas USSC se aíslan de sangre del cordón umbilical, sangre de la
placenta o muestras de sangre de recién nacidos y son:
- (i)
- negativas para los antígenos de superficie CD45 y CD14;
- (ii)
- positivas para los antígenos CD13, CD29, CD44, y CD49e;
- (iii)
- expresan YB1, AML-1, RUNX-1, y fibulina-2; y
- (iv)
- no expresan hialuronano sintasa, fibromodulina, y 1NFLS.
2. El uso de la reivindicación 1, en el que
dicho medicamento comprende además progenie diferenciada in
vitro de dichas USSC.
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