ES2222700T3 - Estructuras polimericas porosas para ingenieria tisular. - Google Patents
Estructuras polimericas porosas para ingenieria tisular.Info
- Publication number
- ES2222700T3 ES2222700T3 ES99917575T ES99917575T ES2222700T3 ES 2222700 T3 ES2222700 T3 ES 2222700T3 ES 99917575 T ES99917575 T ES 99917575T ES 99917575 T ES99917575 T ES 99917575T ES 2222700 T3 ES2222700 T3 ES 2222700T3
- Authority
- ES
- Spain
- Prior art keywords
- polymer
- cells
- poly
- solvent
- pores
- Prior art date
- Legal status (The legal status is an assumption and is not a legal conclusion. Google has not performed a legal analysis and makes no representation as to the accuracy of the status listed.)
- Expired - Lifetime
Links
Classifications
-
- A—HUMAN NECESSITIES
- A61—MEDICAL OR VETERINARY SCIENCE; HYGIENE
- A61L—METHODS OR APPARATUS FOR STERILISING MATERIALS OR OBJECTS IN GENERAL; DISINFECTION, STERILISATION OR DEODORISATION OF AIR; CHEMICAL ASPECTS OF BANDAGES, DRESSINGS, ABSORBENT PADS OR SURGICAL ARTICLES; MATERIALS FOR BANDAGES, DRESSINGS, ABSORBENT PADS OR SURGICAL ARTICLES
- A61L27/00—Materials for grafts or prostheses or for coating grafts or prostheses
- A61L27/50—Materials characterised by their function or physical properties, e.g. injectable or lubricating compositions, shape-memory materials, surface modified materials
- A61L27/56—Porous materials, e.g. foams or sponges
Landscapes
- Health & Medical Sciences (AREA)
- Chemical & Material Sciences (AREA)
- Life Sciences & Earth Sciences (AREA)
- Animal Behavior & Ethology (AREA)
- Medicinal Chemistry (AREA)
- Oral & Maxillofacial Surgery (AREA)
- Transplantation (AREA)
- Epidemiology (AREA)
- Dispersion Chemistry (AREA)
- Dermatology (AREA)
- General Health & Medical Sciences (AREA)
- Public Health (AREA)
- Veterinary Medicine (AREA)
- Materials For Medical Uses (AREA)
- Biological Depolymerization Polymers (AREA)
- Manufacture Of Porous Articles, And Recovery And Treatment Of Waste Products (AREA)
- Treatments For Attaching Organic Compounds To Fibrous Goods (AREA)
- Macromolecular Compounds Obtained By Forming Nitrogen-Containing Linkages In General (AREA)
Abstract
Estructura porosa biodegradable y biocompatible caracterizada por una fase polímera sustancialmente continua con una distribución bimodal altamente interconectada de tamaños de poro abiertos que comprende poros abiertos grandes redondeados con un diámetro de 50 a 500 micrómetros y poros redondeados pequeños con un tamaño inferior a 20 micrómetros, donde dichos poros pequeños están alineados en una forma lineal ordenada dentro de las paredes de los poros grandes.
Description
Estructuras poliméricas porosas para ingeniería
tisular.
La presente invención se refiere a estructuras
polímeras porosas biodegradables útiles en ingeniería tisular y para
la regeneración guiada de los tejidos. En particular, la presente
invención se refiere a estructuras polímeras porosas biodegradables
con una distribución bimodal de tamaño de poro abierto que
proporcionan un alto grado de interconectividad, una gran área
superficial interior y poros alineados linealmente a lo largo de las
paredes de los poros mayores. La presente invención se refiere,
además, a métodos para preparar las estructuras con el fin de
conseguir la distribución de poros bimodal ordenada.
Se han propuesto estructuras polímeras
degradables sintéticas como un nuevo medio para la reconstrucción y
regeneración de tejidos. La estructura sirve tanto como soporte
físico como de sustrato de adhesión para células aisladas durante
el cultivo in vitro y subsiguiente implante in vivo.
Las estructuras se utilizan para suministrar células en puntos
deseados del cuerpo, para definir un espacio potencial para el
tejido programado y para guiar el proceso de desarrollo de tejidos.
El trasplante de células en estructuras se ha estudiado en caso de
regeneración de tejidos de la piel, de nervios, del hígado, del
páncreas, de cartílago y del hueso utilizando diferentes materiales
biológicos y sintéticos.
En un enfoque alternativo, se implantan en un
paciente estructuras polímeras degradables directamente sin cultivo
previo de células in vitro. En este caso es necesario
diseñar la estructura inicialmente libre de células de manera que
las células de los tejidos vivos adyacentes puedan fijarse en la
estructura y penetrar en la misma, formando un tejido funcional en
el interior de la estructura.
Para la fabricación de estructuras de ingeniería
tisular se puede utilizar una variedad de polímeros biodegradables
sintéticos. Los polímeros sintéticos más comúnmente utilizados en
ingeniería tisular son el ácido poli(glicólico) (APG) y el
ácido poli(láctico) (APL) y sus copolímeros. Sin embargo, en
principio se puede utilizar cualquier polímero biodegradable que
genere productos de degradación no tóxicos. La utilidad potencial
de un polímero como sustrato para ingeniería tisular depende
fundamentalmente de si se puede transformar fácilmente para formar
una estructura tridimensional. Por esta razón, el desarrollo de
técnicas de procesamiento para preparar estructuras porosas con una
red de poros ampliamente interconectada se ha convertido en un área
importante de la investigación.
La fusión con un disolvente es uno de los
procesos de uso más amplio para la producción de estructuras de
polímeros degradables (véase Mikos y col., Polymer, 35,
1068-77, (1994); de Groot y col., Colloid Polym.
Sci., 268, 1073-81 (1991); Laurencin y col.,
J. Biomed. Mater. Res. 30, 133-8 (1996)). La
patente de EE.UU. Nº 5.514.378 muestra el procedimiento base según
el cual se vierte una solución de polímeros por encima de un lecho
de cristales de sal. Los cristales de sal se eliminan a continuación
disolviéndolos en agua en un proceso de lavado. De Groot y col.
revelan técnicas de lavado modificadas en las que la adición de un
codisolvente provoca una separación de fases del sistema enfriado
mediante separación líquido-líquido. Mientras que
este mecanismo de separación conduce a la formación de poros
redondos embebidos en la matriz polímera, la mayoría de poros tienen
un tamaño insuficiente para formar una red ampliamente
interconectada entre los poros mayores formados por lavado.
Los métodos de procesamiento existentes generan
estructuras pobres con una interconectividad baja, especialmente
cuando se utiliza un método de lavado básico, como es el método
presentado en la patente de EE.UU. Nº 5.514.378. Al estar dispersas
en una solución polímera, las partículas están completamente
cubiertas por la solución limitando la interconectividad de los
poros dentro de las estructuras.
La patente de EE.UU. Nº 5.686.091 presenta un
método en el que se preparan estructuras polímeras porosas
biodegradables mediante moldeado de una solución de polímeros en un
disolvente bajo condiciones tales que permitan una descomposición
espinodal seguida por la desactivación (quenching) de la solución
polímera en el molde y la sublimación del disolvente de la misma. Se
muestra una distribución uniforme de los poros. Una distribución
bimodal de los poros incrementaría el grado de interconectividad
entre los mismos mediante la creación de canales adicionales entre
ellos, incrementando así la porosidad total y el área
superficial.
La patente de EE.UU. Nº 5.723.508 presenta un
método en el que se preparan estructuras polímeras porosas
biodegradables mediante la formación de una emulsión del polímero,
un primer disolvente en el polímero es soluble y un segundo polímero
no miscible con el primer disolvente, para después secar la emulsión
por congelación bajo condiciones tales que no se rompa la emulsión o
el polímero quede separado de la solución. Sin embargo, este proceso
también produce una distribución de tamaño de poro más uniforme,
teniendo la mayoría de los poros un diámetro de 9 a 35
micrómetros.
Sigue existiendo la necesidad de estructuras
polímeras porosas biodegradables para ingeniería tisular con una
distribución de tamaño de poro bimodal que proporcione una red de
poros ampliamente interconectada, así como de métodos que permitan
realizar tales estructuras. Siguiendo un fundamento científico más
avanzado, las estructuras polímeras con una distribución de tamaño
de poro bimodal pueden tener ventajas significativas. Los poros con
diámetro en el rango de 50 a 500 micrómetros proporcionan un espacio
lo suficientemente abierto como para la formación de tejido
funcional dentro de la estructura, mientras que la presencia de un
gran número de poros más pequeños formando canales entre los poros
más grandes incrementaría el contacto
célula-célula, la difusión de nutrientes y oxígeno a
las células, la eliminación de residuos metabólicos de las mismas y
el moleado superficial para guiarlas. Este nuevo concepto de diseño
para estructuras polímeras degradables requiere la presencia de una
distribución de tamaño de poro bimodal, donde los poros mayores
tienen un diámetro de 50 a 500 micrómetros y los poros menores crean
canales entre los poros mayores.
Esta necesidad queda cubierta por la presente
invención. Se proporciona un proceso que permite la producción de
estructuras polímeras con arquitecturas novedosas para la ingeniería
tisular mediante una combinación de separación de fases y técnicas
de lavado.
De acuerdo con un aspecto de la presente
invención se proporciona una estructura porosa biodegradable y
biocompatible que tiene una fase polímera substancialmente continua
con una distribución bimodal ampliamente interconectada de tamaños
de poro con poros redondeados grandes y abiertos pequeños, donde los
poros grandes tienen un diámetro de entre aproximadamente 50 y
aproximadamente 500 micrómetros y los poros pequeños tienen un
diámetro inferior a 20 micrómetros, distribución caracterizada
porque los poros pequeños están alineados en una forma lineal
ordenada dentro de las paredes de los poros grandes. La
interconectividad de los poros se refuerza en gran medida por la
presencia de los poros pequeños, que forman canales entre los
grandes. Esto resulta en una porosidad mayor del 90% aproximadamente
y un área superficial altamente específica de los poros superior a
10 m^{2}/g.
La red de pequeños poros se crea en las paredes
de los poros grandes y está inesperadamente bien orientada en un
arreglo lineal. Esto proporciona un modelo superficial para guiar el
crecimiento de células a través de la estructura. Esta arquitectura
específica proporciona también una gran área superficial y un
volumen interno ideal para el sembrado de células, su crecimiento y
la producción de matrices extracelulares. Además, la gran
interconectividad de los poros permite la distribución de los mismos
a través de la estructura, la transmisión de moléculas señal
célula-célula a través de la estructura, la
difusión de nutrientes a través de la estructura y el modelo
superficial para guiar el crecimiento de células. El diámetro de
poro y la estructura de interconexión son esenciales para la
vascularización y la incarnación del tejido.
La porosidad abierta de la estructura
tridimensional maximiza la difusión y permite la incarnación
vascular en la estructura implantada. De forma ideal, el polímero
queda completamente reabsorbido con el tiempo, dejando únicamente el
tejido de nueva formación.
Las estructuras polímeras de la presente
invención se preparan a partir de soluciones homogéneas de polímeros
biodegradables en una mezcla de un primer disolvente en el cual el
polímero es soluble y un segundo disolvente en el que el polímero
no es soluble pero que es miscible con el primer disolvente. Las
soluciones homogéneas se vierten sobre partículas de un diámetro
aproximado entre 50 y 500 micrómetros solubles en agua, separándose
después las fases mediante desactivación (quenching) a baja
temperatura y secado por congelación, seguida lavado. La
distribución bimodal de los diámetros de poro procede de los poros
grandes que han sido creados en el lavado y de los poros pequeños
creados por la cristalización en la separación de fases del
disolvente en el que el polímero es
soluble.
soluble.
Por lo tanto, y de acuerdo con otro aspecto de la
presente invención, se proporciona un método para la preparación de
estructuras polímeras porosas biodegradables y biocompatibles donde
un polímero biocompatible se disuelve en una mezcla de disolvente
miscibles de un primer disolvente en el que el polímero es soluble y
un segundo disolvente en el que el polímero no es soluble,
caracterizado porque la proporción entre el primer disolvente y el
segundo oscila dentro de un rango en el que el polímero se disuelve
para formar una solución homogénea, y donde el primer disolvente
tiene un punto de fusión de entre aproximadamente -40 y 20ºC. La
solución homogénea se coloca entonces en un molde que contiene
partículas no tóxicas solubles en agua que son insolubles en
disolventes orgánicos y con un diámetro entre aproximadamente 50 y
500 micrómetros. A continuación se desactiva esta solución a una
velocidad efectiva para que se produzca la cristalización del primer
disolvente antes de la iniciación de la separación
líquido-líquido de la solución polímera. A
continuación se subliman los disolventes de la fase polímera,
después de lo cual se eliminan las partículas mediante lavado con
un disolvente en el que éstas son solubles y el polímero es
insoluble.
Se supone que la microestructura lineal es el
resultado de la cristalización del primer disolvente en presencia
del segundo disolvente en la superficie de las partículas. Esto
conduce a materiales de estructura espumosa de gran porosidad con
una gran área superficial y un gran volumen interno.
Todo lo anterior y otros objetivos,
características y ventajas de la presente invención pueden
apreciarse con más claridad a partir de la descripción detallada de
las realizaciones preferentes posteriores, tomado en conjunto con
el dibujo que las acompaña.
La Figura 1 es una micrografía realizada por
microscopio electrónico de barrido (SEM) de un material espumoso
preparado siguiendo el método de la presente invención.
La invención utiliza una separación de fases
inducida térmicamente para fabricar estructuras biodegradables
altamente porosas con propiedades optimizadas para la ingeniería
tisular. Dependiendo de la termodinámica, la cinética y la velocidad
de enfriamiento, la separación de fases tendrá lugar bien por
cristalización del disolvente o separación
líquido-líquido. Esta invención utiliza disolventes
y condiciones de procesamiento bajo las cuales predomina la
cristalización del disolvente como mecanismo de separación de fases
para obtener una estructura polímera porosa con una distribución de
diámetros de poro bimodal que proporciona un alto grado de
interconectividad de poros y una arquitectura de poros pequeños
ordenada altamente lineal dentro de las paredes de los poros
mayores.
Para la cristalización del disolvente antes de
la separación líquido- líquido son críticas la selección de los
disolventes y las condiciones de procesamiento. Se utiliza una
mezcla de dos disolventes, uno en el que el polímero es soluble
(para mayor claridad se denomina aquí "primer disolvente"), y
otro en el que el polímero es insoluble (para mayor claridad se
denomina aquí "segundo disolvente"). El primer y segundo
disolvente han de ser miscibles y han de formar mezclas en las que
el polímero sea soluble a pesar de su insolubilidad en el segundo
disolvente. Las cantidades de polímero, primer disolvente y segundo
disolvente se seleccionan de forma que se obtenga una solución
homogénea uniforme.
El primer disolvente debe tener un punto de
fusión de entre aproximadamente -40 y 20ºC. Dentro de este rango, a
una mayor velocidad de enfriamiento, la cristalización es el
mecanismo de separación de fases más favorable. Se da preferencia a
un punto de fusión de entre -20 y +20ºC aproximadamente. Un
disolvente que cumple estos requisitos de forma ideal es el
1,4-dioxano. Tiene un punto de fusión de 12ºC y una
baja energía de cristalización.
Aunque no queda sujeto a una teoría en
particular, se supone que la cristalización es iniciada por el
segundo disolvente, el cual se cree que actúa como agente de
nucleación. Los disolventes en los que el polímero es insoluble y
que son adecuados para el uso como segundo disolvente incluyen, pero
sin quedar limitados a ellos, agua y alcoholes tales como metanol,
etanol, isopropanol, terc-butanol y
1,3-propanodiol. Un factor crítico es la solubilidad
del polímero en la mezcla de disolventes.
La pareja de primer y segundo disolvente
preferente consiste en 1,4-dioxano y agua. Cuando
la velocidad de enfriamiento es grande, se supone que se favorece
la cristalización de 1,4-dioxano. Además, se cree
que la cristalización de 1,4-dioxano es iniciada
por el agua, que se supone actúa como un agente de nucleación para
la cristaliza-
ción.
ción.
Los polímeros utilizados para estructuras de
ingeniería tisular han de ser biocompatibles y biodegradables además
de actuar como sustratos de adherencia para las células,
promocionan el crecimiento celular y permiten la retención de las
funciones celulares diferenciadas. Tales materiales también han de
tener las características físicas que permiten superficies
proporcionalmente grandes frente al volumen, resistencia mecánica y
fácil procesado para obtener perfiles complejos, por ejemplo como
sustitutos de huesos. El dispositivo polimérico resultante también
ha de ser lo suficientemente rígido para mantener la forma deseada
en condiciones in vivo.
Los polímeros adecuados para su uso en la
presente invención son esencialmente biodegradables, no tóxicos y
fisiológicamente compatibles. El polímero ha de seleccionarse según
su biocompatibilidad en el momento del implante, y los productos de
su proceso de degradación también han de ser biocompatibles. Otros
parámetros que juegan un importante papel son las características
mecánicas del material, especialmente su rigidez mecánica. Una
rigidez relativamente alta es ventajosa para que la estructura pueda
soportar las fuerzas de contracción resultantes del crecimiento de
células dentro de la estructura. También son importantes las
características térmicas, especialmente la temperatura de
transición vítrea T_{g}, que ha de ser lo suficientemente alta
para que no se colapse la red de poros en la estructura al eliminar
el disolvente. También es importante que la cinética de
biodegradación del polímero sea compatible con el proceso de
curación.
Ejemplos de polímeros adecuados incluyen ácidos
\alpha-hidroxicarboxílicos y copolímeros de los
mismos, incluyendo APG y APL y copolímeros de los mismos; el óxido
de polietileno/tereftalato de polietileno descrito en Reed y col.,
Trans. Am. Soc. Artif. Intern. Organs, página 109 (1977); y
los copolímeros de ácido láctico o glicólico o combinaciones de
ambos con cadenas flexibles terminadas en hidroxilo,
preferentemente poli(alquilenglicoles) de diferentes pesos
moleculares, descritos en la patente de EE.UU. Nº 4.826.945. Otros
polímeros adecuados incluyen policaprolactonas,
polihidroxibutiratos, así como copolímeros de poliésteres,
policarbonatos, polianhídridos y poli(orto-ésteres)
biodegradables y biocompatibles.
Los polifosfoésteres basados en bisfenol A
también han sido propuestos para su uso en el diseño de estructuras
biodegradables. Tales polímeros incluyen
poli(bisfenol-A fenilfosfato), el
poli(bisfenol-A etilfosfato),
poli(bisfenol-A etilfosfonato),
poli(bisfenol-A fenilfosfonato), tereftalato
poli[bis(2-etoxi)hidrofosfónico]
y copolímeros de bisfenol A basados en poli(fosfoésteres).
Aunque estos polímeros han sido propuestos en la patente de EE.UU.
Nº 5.686.091, la conocida citotoxicidad del bisfenol A les hace
candidatos menos preferentes para la implantación. Por otro lado,
otro sistema polímero útil es el formado por copolímeros de óxido
de polietileno/tereftalato de polietileno.
Los polímeros particularmente preferentes para la
puesta en práctica de la invención son los polímeros de compuestos
difenólicos derivados de la tirosina. Los métodos para la
preparación de monómeros difenólicos derivados de tirosina están
descritos en las patentes de EE.UU. Nº 5.587.507 y 5.670.602. Los
monómeros difenólicos preferidos son los ésteres de
desaminotirosiltirosina (DT). Estos monómeros tienen un grupo ácido
carboxílico libre que se puede utilizar para unir una cadena
lateral. Normalmente se utilizan varias cadenas laterales de alquil
éster. Para el propósito de la presente invención, se hace
referencia al etil éster como DTE, al butil éster como DTB, al hexil
éster como DTH, al octil éster como DTO, al bencil éster como DTBn,
etc.
Los compuestos difenólicos derivados de tirosina
se utilizan como materiales iniciales monoméricos para
policarbonatos, poliiminocarbonatos, poliarilatos, poliuretanos,
poliéteres y similares. Los policarbonatos, poliiminocarbonatos y
sus métodos de preparación se describen en las Patentes de EE.UU Nº
5.099.060 y 5.198.507. Los poliarilatos y métodos para su
preparación se describen en la Patente de EE.UU. Nº 5.216.115. Los
copolímeros de bloque de policarbonatos y poliarilatos con
poli(alquilen óxido) y sus métodos de preparación se
describen en la Patente de EE.UU. Nº 5.658.995. Copolímeros de
poli(alquilen óxido-éter) estrictamente alternantes y sus
métodos de preparación están descritos en la Solicitud
Internacional Nº PCT/US98/23737 registrada el 6 de noviembre de
1998.
Otros polímeros particularmente preferentes
incluyen policarbonatos, poliiminocarbonatos, poliarilatos,
poliuretanos, poli(alquilen óxido-éteres) estrictamente
alternantes y copolímeros de bloque de poli(alquilen óxido)
polimerizados a partir de monómeros dihidroxilo preparados a partir
de \alpha-, \beta- y \gamma-hidroxiácidos y
derivados de tirosina. La preparación de los monómeros dihidroxilo
y los métodos de polimerización se describen en la solicitud de
patente internacional Nº PCT/US98/036013.
También se pueden utilizar policarbonatos,
poliiminocarbonatos, poliarilatos, copolímeros de bloque de
poli(alquilen óxido) y poliéteres de monómeros
dihidroxitirosina y difenol que contienen átomos de yodo o aquellos
que contienen cadenas laterales de ácido carboxílico libre. Los
polímeros que contienen yodo son radio-opacos.
Estos polímeros y sus métodos de preparación están descritos en la
Solicitud de Patente Internacional Nº PCT/US98/23777 registrada el
6 de noviembre de 1998. Los polímeros que contienen cadenas
laterales de ácido carboxílico libre y su método de preparación se
describen en la Patente de EE. UU. Nº 6.120.491.
En el método para realizar estructuras
biodegradables para ingeniería tisular en primer lugar se disuelve
el polímero en una mezcla de disolventes miscibles. La cantidad del
segundo disolvente ha de ser aquella cantidad efectiva para inducir
la separación de fases en el enfriamiento, pero inferior a la
cantidad efectiva para provocar la separación de fases antes de
iniciar el procedimiento. La proporción entre el volumen del primer
disolvente y el volumen total de disolventes es, preferentemente,
de aproximadamente 1 a aproximadamente el 40% v/v, especialmente
entre aproximadamente 5 a aproximadamente el 15% v/v.
La concentración de polímero en la mezcla de
disolventes es, preferentemente, entre aproximadamente un 0,5 y
aproximadamente un 25% en peso, especialmente entre aproximadamente
un 10 y aproximadamente un 20% en peso. La concentración de
polímero en el disolvente ha de elegirse de manera que asegure una
difusión adecuada de la solución de polímero a través de las
partículas para la formación de poros grandes.
Las partículas son esencialmente cualquier
sustancia cristalina biocompatible no tóxica que pueda disolverse
fácilmente en agua y sea insoluble en disolventes orgánicos.
Ejemplos de partículas adecuadas incluyen haluros de metales
alcalinos y alcalinotérreos, fosfatos, sulfatos y similares
aceptables biológicamente. También se pueden utilizar cristales de
azúcares, así como microesferas de polímeros solubles en agua, o
proteínas como albúmina. El cloruro sódico es una partícula
especialmente preferente. Las partículas han de seleccionarse con un
diámetro que se corresponda al deseado para los poros grandes de la
distribución bimodal del tamaño de poro. Las partículas con un
diámetro de partícula de entre aproximadamente 50 y aproximadamente
500 micrómetros son preferentes, especialmente aquellas con
diámetros de entre aproximadamente 200 y aproximadamente 400
micrómetros.
La solución de polímero y disolvente se vierte
sobre las partículas tamizadas al diámetro deseado de entre
aproximadamente 50 y aproximadamente 500 micrómetros. Las
partículas se encuentran en un molde apropiado, como puede ser una
cubeta.
Después de la difusión de la solución polímera a
través de las partículas, el contenido de la cubeta se enfría
rápidamente a una velocidad efectiva para inducir la cristalización
del primer disolvente antes de iniciarse la separación
líquido-líquido de la solución de polímero. Por
ejemplo, se pude sumergir la cubeta en nitrógeno líquido, o en un
líquido criogénico equivalente, y mantenerla en el nitrógeno
líquido para una desactivación (quenching) rápida y completa del
sistema.
A continuación, la cubeta se coloca en un
recipiente conectado a una bomba de vacío durante el tiempo
necesario para la completa sublimación de los disolventes. Este
paso permite la eliminación del disolvente por sublimación de los
materiales congelados de manera que queda una estructura porosa. El
sistema todavía está congelado y el polímero no se relaja durante
la eliminación del disolvente.
Finalmente, las partículas se eliminan mediante
lavado con un disolvente en el que son solubles y en el que el
polímero es soluble, por ejemplo, con el segundo disolvente o,
preferentemente agua, independientemente de si se emplea o no como
segundo disolvente. El disolvente de lavado se cambia varias veces
para asegurar una eliminación completa de las partículas. Las
estructuras resultantes se retiran del disolvente de lavado y se
secan hasta alcanzar un peso constante.
El método proporciona una distribución bimodal de
tamaños de poro grandes y pequeños. Los poros grandes son la
impresión de las partículas en las cuales se funde la solución de
polímero. Según se menciona más arriba, los poros grandes tienen un
diámetro medio de poro de entre aproximadamente 50 y
aproximadamente 500 micrómetros. Los poros pequeños se forman en el
momento en el que la solución del polímero es sometida a separación
de fases bajo enfriamiento y tienen un diámetro medio inferior a
aproximadamente 20 micrómetros. Los métodos preferentes según la
presente invención proporcionan poros pequeños de diámetro medio
inferior a aproximadamente 10 micrómetros. La forma de los poros
grandes puede suavizarse mediante adición de agua a la solución de
polímero si el agua es el no-disolvente.
La porosidad de las estructuras resultantes es
superior a un 90% aproximadamente. Los métodos preferentes de la
presente invención proporcionan formas estructurales con una
porosidad superior a un 95% aproximadamente. Las estructuras tienen
un área superficial específica porosa superior a 20 m^{2}/g.
Las estructuras también se pueden seguir
modificando después de su fabricación. Por ejemplo, es posible
recubrir las estructuras con sustancias bioactivas que funcionan
como receptores o quimioatractores para una población deseada de
células. El recubrimiento puede aplicarse mediante absorción o
enlace químico.
Las estructuras particularmente preferentes
incorporan aditivos para la liberación controlada subsiguiente. El
aditivo puede liberarse mediante bioerosión de la fase polímera o
por difusión desde la misma. Como alternativa, el aditivo puede
migrar hasta la superficie del polímero de la estructura, donde es
activo.
El polímero y el primer y segundo disolventes
pueden mezclarse previamente antes de disolver el aditivo en ellos.
Como alternativa, el aditivo puede disolverse en aquel disolvente
en el que sea más soluble, después de lo cual se combinan el primer
y segundo disolventes y el polímero.
El aditivo puede suministrarse en un vehículo,
excipiente, estabilizante etc. fisiológicamente aceptables y puede
proporcionarse en formulaciones de liberación sostenida o
liberación retardada. Los aditivos también pueden incorporar
agentes para facilitar su suministro, tales como anticuerpos,
fragmentos de anticuerpo, factores de crecimiento, hormonas u otras
fracciones de terminación, a las cuales se encuentran acoplados los
aditivos.
Los vehículos farmacéuticos aceptables para uso
terapéutico son bien conocidos en el campo farmacéutico y se
encuentran descritos, por ejemplo, en Remington's Pharmaceutical
Science, Mac Publishing Col, (A.R. Gennaro edt. 1985). Tales
materiales no son tóxicos para los pacientes en las dosis y
concentraciones utilizadas e incluyen diluyentes, solubilizantes,
lubricantes, agentes de suspensión, materiales de encapsulación,
disolventes, espesantes, dispersantes, reguladores como fosfato,
citrato, acetato y otras sales de ácidos orgánicos, antioxidantes
como ácido ascórbico, conservantes, péptidos de bajo peso molecular
(inferior a aproximadamente 10 residuos) como poliarginina,
proteínas como albúmina sérica, gelatina o inmunoglobulinas,
polímeros hidrófilos como la poli(vinilpirrolidona),
aminoácidos como glicina, ácido glutámico, ácido aspártico o
arginina, monosacáridos, disacáridos y otros carbohidratos
incluyendo celulosa o sus derivados, glucosa, manosa o dextrinas,
agentes quelantes como EDTA, alcoholes de azúcares como manitol o
sorbitol, contraiones como sodio y/o surfactantes no iónicos como
Tween, pluronic ó PEG.
El aditivo puede unirse de forma covalente a los
polímeros que tienen grupos ácido carboxílico libres laterales. En
la literatura se describen procedimientos químicos detallados para
la unión de varias fracciones al polímero con el fin de enlazar
grupos ácido carboxílico libres. Véase, por ejemplo, las Patentes
de EE.UU Nº 5.219.564 y 5.660.822; Nathan y col., Bio. Cong.
Chem., 4, 54-62 (1992) y Nathan,
Macromolecules, 25, 4476 (1992). Estas publicaciones
describen procedimientos mediante los cuales los polímeros con
grupos ácido carboxílico libres laterales reaccionan con fracciones
que portan grupos funcionales reactivos, o que se derivan para
contener grupos funcionales activos, con el fin de formar un
conjugado polimérico.
Cuando el aditivo es activo en la forma conjugada
se utilizan conjugados hidrolíticamente estables. Cuando el aditivo
es inactivo en la forma conjugada se utilizan conjugados
hidrolizables.
La cantidad de aditivo en la estructura polímera
porosa es tal que proporciona una eficacia óptima al sujeto que
necesita del tratamiento, usualmente un mamífero. La dosis y la
forma de administración varían según el sujeto y dependen de
factores tales como el tipo de mamífero a tratar, su sexo, peso,
dieta, medicaciones concurrentes, condición clínica general, de los
compuestos en particular que se han utilizado, el uso específico
para el cual se emplean estos compuestos y otros factores conocidos
por aquellos expertos en la técnica. Las estructuras polímeras
porosas pueden utilizarse in vivo como ingeniería tisular y
estructuras de regeneración guiada de tejidos en mamíferos como
primates, incluyendo el ser humano, ovejas, caballos, reses, cerdos,
perros, gatos, ratas o ratones, o in vitro. Las
combinaciones de fármacos polímeros de esta invención pueden
prepararse ser almacenados bajo las condiciones adecuadas para la
conservación de la actividad del fármaco así como que para mantener
la integridad de los polímeros y son adecuados en general para su
almacenaje a temperatura ambiente o refrigerada. Las estructuras
polímeras porosas a utilizar para ingeniería tisular y regeneración
guiada de tejidos también deben ser estériles. La esterilidad se
puede conseguir fácilmente siguiendo métodos convencionales como
irradiación o tratamiento con gases o calor.
Los aditivos adecuados para su uso con la
presente invención incluyen compuestos biológica o
farmacéuticamente activos. Como ejemplos de compuestos
biológicamente activos se incluyen mediadores de fijación celular,
como el péptido que contiene variaciones de la secuencia enlazante
"RGD" integrina conocida por su influencia en la fijación
celular, ligandos biológicamente activos y sustancias que refuerzan
o limitan variedades particulares de incarnación celular o tisular.
Tales sustancias incluyen, por ejemplo, sustancias osteoinductivas,
como proteínas morfogénicas óseas (BMP), factor de crecimiento
epidérmico (EGF), factor de crecimiento de fibroblasto (FGF), factor
de crecimiento derivado de las plaquetas (PDGF), factor de
crecimiento tipo insulina (IGF-I y II),
TGF-\beta y similares.
Ejemplos de compuestos farmacéuticamente activos
incluyen, por ejemplo, aciclovir, cefradina, malfalen, procaína,
efedrina, adriomicina, daunomicina, plumbagina, atropina, cuanina,
digoxina, quinidina, péptidos biológicamente activos, clorina
e_{6}, cefalotina, prolina y análogos de prolina como la
cis-hidroxi-L-prolina,
penicilina V, aspirina, ibuprofeno, esteroides, ácido nicotínico,
ácido quenodesoxicólico, clorambucilo y similares. La dosificación
terapéutica efectiva puede determinarse bien métodos in vitro
o in vivo. Para cada aditivo particular se puede determinar
individualmente la dosis óptima requerida. La determinación de
niveles de dosificación efectivos, es decir los niveles de
dosificación necesarios para obtener el resultado deseado, queda
dentro del campo técnico del sector. La velocidad de liberación de
los aditivos también se puede variar dentro de la rutina
experimental de la técnica para determinar un perfil ventajoso,
dependiendo de las condiciones terapéuticas a tratar.
Una dosificación típica del aditivo puede oscilar
entre aproximadamente 0,001 mg/kg y 1000 mg/kg, preferentemente
entre 0,01 mg/kg y 100 mg/kg aproximadamente, y especialmente desde
aproximadamente 0,10 mg/kg a aproximadamente 20 mg/kg. Los aditivos
se pueden utilizar solos o en combinación con otros agentes
terapéuticos o de diagnóstico.
Las estructuras polímeras porosas de la presente
invención son caracterizadas por microscopía electrónica de barrido
(SEM) y porosimetría de mercurio. Más adelante se dan ejemplos
específicos.
Las estructuras polímeras porosas se conforman en
elementos para ingeniería tisular y aplicaciones de regeneración
guiada de tejidos, incluyendo la cirugía de reconstrucción. La
conformación de la estructura permite una incarnación celular
abundante, eliminando la necesidad de un sembrado celular previo.
Las estructuras polímeras porosas también se pueden moldear de
manera que formen una estructura externa para el soporte de
cultivos in vitro de células para la creación de órganos de
soporte externos.
La estructura funciona para imitar las matrices
extracelulares (ECM) del cuerpo. La estructura sirve como soporte
físico y como sustrato de adhesión para células aisladas durante el
cultivo in vitro y subsiguiente implantación. A medida que
aumenta la población de células trasplantadas y las células
funcionan normalmente, éstas comienzan a secretar su propio soporte
ECM. Se selecciona el polímero de la estructura de manera que se
degrade a medida que disminuye la necesidad de un soporte
artificial.
En la reconstrucción de tejidos estructurales
como cartílagos y huesos, la forma del tejido es integral a la
función, y requiere el moldeado de la estructura polímera porosa en
elementos de diferentes espesores y formas. Cualquier hendidura,
abertura o refinado deseado en la estructura tridimensional puede
crearse mediante la eliminación de partes de la matriz con unas
tijeras, un escalpelo, un rayo láser o cualquier otro instrumento
de corte. Las aplicaciones de la estructura incluyen la
regeneración de tejidos como nerviosos, musculoesqueléticos,
cartilaginosos, tendones, tejidos hepáticos, pancreáticos,
oculares, tegumentarios, arteriovenosos, urinarios o cualquier otro
tejido que forme órganos sólidos o huecos.
La estructura también puede utilizarse en
trasplantes como matriz para células disociadas como son los
condrocitos o hepatocitos para crear el tejido tridimensional de un
órgano. Se puede añadir a la estructura cualquier tipo de célula
para su cultivo y posible implantación, incluyendo células de los
sistemas muscular y esquelético, como condrocitos, fibroblastos,
células musculares y osteocitos, células parenquimales como
hepatocitos, células pancreáticas (incluyendo células insulares),
células de origen intestinal y otras células como son células
nerviosas y de la piel, bien según se obtienen de los donantes, de
líneas de cultivo de células establecidas o incluso antes o después
de la ingeniería genética y células madre que no sean células madre
de embrión humano. También se pueden utilizar piezas de tejidos que
pueden proporcionar una serie de diferentes tipos de células en la
misma estructura.
Las células se obtienen de un donante adecuado o
del paciente en el que se han de implantar, se disocian utilizando
técnicas estándar y se siembran en y dentro de la estructura
espumosa. Opcionalmente se puede realizar un cultivo in
vitro antes de la implantación. Como alternativa, se implanta la
estructura espumosa, se permite que vascularice, y después se
inyectan las células en la estructura. Los métodos y reactivos para
el cultivo de células in vitro y la implantación de
estructuras tisulares son bien conocidos por los expertos en la
técnica.
Las estructuras porosas de polímero de la
presente invención pueden fabricarse en elementos útiles para
ingeniería tisular y aplicaciones de regeneración guiada de
tejidos, incluyendo cirugía de reconstrucción. Las estructuras
también se pueden moldear para forma estructuras externas de soporte
de cultivos celulares in vitro para crear órganos de soporte
externo. Las estructuras también se pueden utilizar para el
trasplante como una matriz para células disociadas.
Los siguientes ejemplos no limitativos indicados
a continuación ilustran ciertos aspectos de la invención. Todas las
partes y porcentajes son en peso a no ser que se indique otra cosa
y todas las temperaturas se indican en grados Celsius.
Ejemplos
1-6
Se prepararon estructuras porosas con los
polímeros enumerados en la Tabla 1 siguiente.
| Peso molecular | Concentración de | |
| (daltons) | polímero en g/l | |
| Poli(DTE carbonato) | 206.000 | 60,6 |
| Poli(DTE carbonato) | 89.000 | 92,7 |
| Poli(DTE co 30% DT carbonato) | 96.000 | 87,6 |
| Poli(DTE co 5% PEG 1K carbonato) | 88.000 | 74,5 |
| Poli(DTB succinato) | 108.000 | 90,7 |
| Poli(ácido L-láctico) | 93.000 | 91,5 |
Se preparó poli(DTE carbonato) (Peso
molecular=206.000) utilizando el método descrito en la Patente de
EE.UU. Nº 5.099.060. Se compraron a Fisher Scientific (Pittsburgh,
P.A.) 1,4-dioxano (certificado grado ACS) y
cristales de cloruro sódico (NaCl). Los cristales se tamizaron con
tamices de ensayo estándar estadounidenses
(ASTM-E11, Tyler, Mentor, OH) con una abertura de
malla de 212 \mum (n_{i} 70) y 425 \mum (n_{i} 40). El
mercurio utilizado en el estudio de porosimetría se destiló tres
veces (Aparato Bethlehem, Hellertown, P.A.).
La estructura se preparó siguiendo el siguiente
procedimiento:
Se disolvieron 0,2 g de poli(DTE
carbonato) en la mezcla de 3 ml de 1,4-dioxano y
0,3 ml de agua bajo agitación magnética a temperatura ambiente.
Después de disolver el polímero, se vertió la solución clara sobre 7
gramos de sales de cloruro sódico tamizadas (tamaño medio: \approx
200 \mum - \approx 400 \mum) en una cubeta apropiada.
Después de la difusión de la solución de polímero
a través del lecho salino, se sumergió la cubeta en nitrógeno
líquido y se mantuvo así hasta la congelación completa del sistema.
Después se colocó la cubeta en un recipiente conectado a una bomba
de vacío durante el tiempo necesario para una sublimación completa
del disolvente, quedando una estructura porosa. El polímero no se
relajó durante la eliminación del disolvente.
Finalmente, se eliminó la sal mediante lavado con
agua. El agua se cambió varias veces hasta que el ensayo de
sensibilidad con nitrato de plata no mostraba ya ninguna liberación
adicional de iones cloruro al agua. Las estructuras resultantes se
retiraron del agua y se secaron durante varios días hasta alcanzar
un peso constante.
La SEM se realizó para determinar la morfología
de las estructuras. Se prepararon muestras para la SEM mediante
criofractura de las estructuras en nitrógeno líquido (-196ºC). La
criofractura se realizó en muestras húmedas. Se sometieron las
estructuras a una serie de procesos de
presurización-despresurización para asegurar el
llenado de agua de los poros. Cuando ya no se observaban burbujas
saliendo de las estructuras y las muestras descendían hasta el
fondo del vial, se sumergieron en nitrógeno líquido.
Después las muestras se secaron cuidadosamente en
vacío, se montaron en listoncillos metálicos con tiras adhesivas. Se
recubrieron con plata utilizando un sistema de recubrimiento de
atomización Balzers SCD004 (BAL-TEC). La presión
del gas se ajustó a 3-5\cdot10^{-2} mbar y la
corriente era de 30 mA durante un tiempo de recubrimiento de 120 s.
Para el examen se utilizó un SEM Hitachi S450 a 15 kV.
El tamaño de los poros de las imágenes digitales
obtenidas con SEM se analizó mediante software NIH Image 1.6. Los
parámetros de imagen evaluados fueron el área de poros, el
perímetro, el eje mayor y menor de la elipse. Fue necesario ajustar
la imagen digital antes de evaluar los poros. Para asegurar un
ajuste equivalente para todas las imágenes, se creó una macro Pascal
en concordancia con la escala de imagen utilizada para el tamaño de
poros examinado.
Los poros numerados se compararon con la imagen
digital real para confirmar la localización de los mismos. Cierto
número de poros que no se representaron correctamente se excluyeron
del análisis de estadístico de datos. Para cada estructura se
analizaron 3 imágenes digitales distintas (n=3) con 2 aumentos
diferentes (aumento bajo (escala gráfica de 200 \mum) y gran
aumento (escala gráfica de 10 \mum).
Las estructuras secas eran muy blandas y podían
deformarse con facilidad debido a la gran porosidad total y al bajo
módulo del polímero. Además, los poros grandes, que se espera
tengan un diámetro medio de unos 300 \mum (impresiones finales de
la sal) podrían haberse subestimado con esta técnica. Por esta
razón se analizaron las estructuras mientras la sal se encontraba
todavía dentro de la matriz polímera.
El volumen y la distribución del tamaño de poro
se determinaron mediante registrando el volumen de intrusión del
mercurio dentro de la estructura a diferentes presiones, con un
modelo de porosímetro 9540 Mercury (Micromeritics, Norcross, GA). La
presión de llenado se registró hasta 3.000 psia. Esta presión
corresponde a la energía requerida para introducir el mercurio en
poros de 0,06 \mum o mayores. El diámetro de los poros y los
valores de porosidad se refieren a poros cilíndricos equivalentes
con un diámetro inferior a 310 \mum.
Estos valores se determinaron mediante la
ecuación Washburn:
D = -(1/P) 4
\gamma cos
\phi
- en la que D es el diámetro de poros en micrómetros; P es la presión aplicada (psia); \gamma es la tensión superficial entre el mercurio y la superficie de la estructura (dinas/cm) y \phi es el ángulo de contacto (en grados)
Los valores recomendados para la tensión
superficial y los ángulos de contacto son:
- \gamma = 485 dinas/cm
- \phi = 130º
Los resultados se representan como una curva de
la intrusión incremental del mercurio (ml/g) en función del diámetro
medio de poro calculado. Para cada estructura se realizaron las
muestras por triplicado (n=3).
| Area | Perímetro | Eje mayor | Eje menor | |
| (\mum^{2}) | (\mum^{2}) | (\mum^{2}) | (\mum^{2}) | |
| escala: 10 \mum | ||||
| promedio | 47 | 30 | 9 | 5 |
| stdev | 14 | 5 | 2 | 0 |
| escala: 200 \mum | ||||
| promedio | 49.554 | 1077 | 300 | 191 |
| stdev | 7.279 | 54 | 21 | 20 |
La estructura de poli(DTE carbonato) se
caracteriza por una distribución bimodal de tamaño de poro abiertos
que resulta de los diferentes procesos (Figura 1). Los poros
mayores, con un diámetro de poro medio entre 200 \mum y 400
\mum, corresponden a las impresiones de los granos de sal sobre
los cuales se vierte la solución. Los poros menores, con un tamaño
medio inferior a 20 \mum, se forman cuando en la solución del
polímero se produce la separación de fases durante el enfriamiento.
Los poros más pequeños aparecen en las paredes de los poros más
grandes y en la fase polímera entre los poros mayores.
La red de poros está ampliamente interconectada.
Una observación interesante del porosímetro de mercurio es que
también los poros más pequeños a su vez están ampliamente conectados
entre sí. Incluso cuando los poros mayores están rellenos de sales
NaCl para la medición, resulta que es posible alcanzar la mayoría de
los poros más pequeños al aplicar presiones superiores. Además, la
interconectividad entre los poros mayores se refuerza por la
presencia de los poros más pequeños, que forman canales entre los
mayores. La porosidad de las estructuras resultantes es superior al
90%. La red de poros pequeños creada en las paredes de los poros
mayores está sorprendentemente bien orientada en arreglos
lineales.
Se preparó una estructura con poli(DTE
carbonato) de bajo peso molecular para evaluar su área superficial
total y estimar su porosidad.
El poli(DTE carbonato) (Peso molecular =
89.000) se preparó igual que en el Ejemplo 1.
Se disolvieron 0,3 g del poli(DTE
carbonato) de bajo peso molecular en una solución de
1,4-dioxano y agua (91/9% v/v). De la solución se
obtuvo la estructura igual que en el Ejemplo 1.
Se examinó el área superficial específica
utilizando la técnica
Brunauer-Emmett-Teller (BET)
empleando un Quantasorb (Quantachrome, Boynton Beach, FL). El
aparato BET determina el área superficial específica total de la
muestra mediante el cálculo de la cantidad de nitrógeno absorbido
por la superficie.
Para las estructuras con tamaños de poros mayores
(como aquellas utilizadas en este estudio), el porosímetro de Hg
subestima la porosidad. Es posible una determinación más precisa de
la misma si se mide el peso, la altura y el diámetro de cada
muestra. En base de estas mediciones se puede calcular la densidad
aparente de la estructura (\rho*) y se puede determinar la
porosidad (\varepsilon) mediante:
\varepsilon =
1 - \rho
*/\rho_{PDTEC}
donde \rho_{PDTEC} es la densidad
del polímero
(1,2778).
El área superficial de poro total de la
estructura de poli(DTE carbonato) era cerca de 20 m^{2}/g.
Este valor es diez veces superior al valor (obtenido mediante
porosimetría de mercurio) obtenido para las estructuras preparadas
mediante pulverización de soluciones de PLLA en naftaleno. Este
valor está en el rango de valores (16 a 99 m^{2}/kg) (obtenidos
mediante porosímetro de mercurio) obtenidos para estructuras
preparadas mediante técnicas de emulsión a partir de una solución
de PLGA en cloruro de metileno pero con un diámetro medio inferior
a 50 \mum. La porosidad estimada era del 97%.
En este ejemplo se utilizó el método ilustrado en
el Ejemplo 1 para preparar estructuras con un copolímero de ácido
libre: poli(DTE co 30%DT carbonato).
\newpage
Se preparó Poli(DTE co 30% DT carbonato)
(Peso molecular=96.0000) mediante el método descrito en la Patente
de EE. UU Nº 6.120.491, que se incorpora aquí como referencia.
Se disolvieron 0,289 g de poli(DTE co
30%DT carbonato) en 1,4-dioxano/agua (91/9% v/v).
De la solución se obtuvo una estructura según el Ejemplo 1.
Se comparó la estructura de poli(DTE co
30%DT carbonato) con las estructuras de poli(DTE carbonato)
del Ejemplo 1.
Del análisis de imagen SEM y los resultados de la
porosimetría de mercurio puede concluirse que las estructuras
preparadas con poli(DTE carbonato) y poli(DTE co 30%DT
carbonato) presentan una distribución similar de tamaño de poro. No
se observó ninguna diferencia significativa entre ambas estructuras.
Desde el punto de vista de las técnicas utilizadas para caracterizar
las estructuras mediante el control de la viscosidad de la solución
de polímero es posible preparar estructuras con una distribución
similar de tamaños de poro a partir de poli(DTE carbonato) y
poli(DTE co 30%DT carbonato).
En este ejemplo se utilizó el método ilustrado en
el Ejemplo 1 para preparar estructuras con un copolímero de PEG y
poli(DTE carbonato), poli(DTE co 5%PEG1000
carbonato).
Se preparó el poli(DTE co 5%PEG1000
carbonato) (Peso molecular = 88.0000) mediante el empleo del método
descrito en la patente de EE.UU. Nº 5.658.995.
Se disolvieron 0,246 g de poli(DTE co
5%PEG1000 carbonato) en 3,3 ml de 1,4-dioxano/agua
(91/9% v/v). Con la solución se fabricó una estructura según el
Ejemplo 1.
Se comparó la estructura de poli(DTE co
5%PEG1000 carbonato) con las estructuras de poli(DTE
carbonato) del Ejemplo 1.
Del análisis de imagen SEM y los resultados de la
porosimetría de mercurio se puede concluir que las estructuras
preparadas con poli(DTE carbonato) y poli(DTE co
5%PEG1000 carbonato) presentan una distribución similar de tamaño de
poro. No se pudo observar ninguna diferencia significativa entre
ambas estructuras. Desde el punto de vista de las técnicas
utilizadas para caracterizar las estructuras, mediante el control
de la viscosidad de la solución de polímero, es posible preparar
estructuras con una distribución similar de tamaños de poro, a
partir de poli(DTE carbonato) y poli(DTE co 5%PEG1000
carbonato).
En este ejemplo se utilizó el método ilustrado en
el Ejemplo 1 para preparar estructuras con un poliarilato en lugar
de un policarbonato. El poli(DTB succinato) se caracteriza
por una Tg más baja (65ºC) si se compara con el poli(DTE
carbonato) (92ºC) del Ejemplo 1.
Se preparó el poli(DTB succinato) (Peso
molecular=108.0000) mediante el empleo del método descrito en la
Patente de EE.UU. Nº 5.216.115.
Se disolvieron 0,3 g de poli(DTB
succinato) en 3,3, ml de una solución de 1,4-dioxano
y agua (91/9% v/v). Con la solución se fabricó la estructura según
el Ejemplo 1.
La estructura de poli(DTB succinato) se
comparó con la estructura de poli(DTE carbonato) del Ejemplo
1.
Según el examen SEM, la estructura de
poli(DTB succinato) presenta las mismas características
morfológicas que la estructura de poli(DTE carbonato) del
Ejemplo 1 (véanse los resultados y el análisis del Ejemplo 1).
En este ejemplo se empleó el método ilustrado en
el Ejemplo 1 para preparar estructuras a partir de PLLA en lugar de
un policarbonato.
Se disolvieron 0,3 g de PLLA (Peso
molecular=108.000) (polímeros de Medisorb, Alkermes, Inc,.
Cincinnati, OH) en 1,4-dioxano/agua (91/9% v/v). Con
la solución se fabricó una estructura según el Ejemplo 1.
Se comparó la estructura de PLLA con la
estructura de poli(DTE carbonato) del Ejemplo 1.
Sobre la base del examen SEM se pudo ver que la
estructura de PLLA presenta las mismas características morfológicas
que la estructura de poli(DTE carbonato) del Ejemplo1 (véanse
los resultados y el análisis del Ejemplo 1).
Se llevaron a cabo estudios mediante el método de
esta solicitud para optimizar la morfología de las estructuras
porosas mediante la adición de cantidades cada vez mayores de agua a
la solución del polímero.
Se disolvieron 0,3 g del poli(DTE
carbonato) del Ejemplo 1 en 3,3 ml de
1,4-dioxano/agua (85/15% v/v). Con la solución se
fabricó una estructura según el Ejemplo 1.
Se comparó esta estructura con la estructura
preparada según el Ejemplo 1.
El agua actúa como agente de nucleación en el
proceso de cristalización del 1,4-dioxano. El agua
aumenta la densidad de nucleación en el paso de iniciación de la
cristalización del disolvente cuando la solución de polímero se
desactiva en el nitrógeno líquido. A medida que aumenta la densidad
de nucleación se reduce el tamaño de los cristales resultantes. Esto
puede explicar la microestructura más fina observada entre los poros
mayores a medida que se incrementa la proporción de agua. La
proporción en volumen de los poros muy pequeños (diámetro medio
inferior a 5 \mum) aumenta con la cantidad de agua en la
solución.
El agua se añade para reforzar la separación de
fases de la solución de polímero durante el enfriamiento. A medida
que aumenta la cantidad de agua se reduce gradualmente la
solubilidad del polímero en el disolvente. Cuando se desactiva la
solución se induce antes la separación L-L de la
solución de polímero. Se pueden formar más núcleos que pueden crecer
en la matriz polímera antes de la congelación completa del sistema.
Así, existen muchos más poros redondos (resultantes de la separación
L-L) en las estructuras finales.
La presencia de agua en la solución contribuye
también a la disolución de las sales de NaCl sobre las cuales se
vierte la solución. Se observa una evolución en el forma de los
poros mayores a medida que aumenta la proporción de agua.
Aparentemente, las sales de NaCl se han ido erosionando durante el
proceso. Por esta razón se puede observar un aumento significativo
de la interconectividad entre los poros mayores a medida que
aumenta el contenido de agua en la solución.
Se evaluaron las estructuras altamente porosas en
un modelo animal in vivo. Se implantaron estructuras
bilateralmente en el cráneo de 32 conejos blancos de Nueva Zelanda
con un esqueleto maduro.
Se prepararon las estructuras según el Ejemplo 2.
Después de la preparación, se secaron las estructuras en vacío, se
sellaron en cartuchos de esterilización para colocarlas después en
un esterilizador con ventilación automática Amprolene AN72C para la
esterilización por exposición a óxido de etileno. Después dicha
esterilización se dejaron las muestras para que se equilibraran al
aire ambiental durante al menos 2 semanas para asegurar la
eliminación del óxido de etileno.
Para cada operación se prepararon los conejos con
técnicas completamente estériles. Se implantaron dos implantes en
cada operación. Cada implante se colocó en uno de dos defectos con
un diámetro de 8 mm.
Las estructuras implantadas tenían un diámetro de
8 mm y un espesor de 2-3 mm para corresponder con
las dimensiones del cráneo del conejo. No se sembraron previamente
células en las estructuras. Se recogieron las estructuras después de
2, 4, 8 y 16 semanas y se realizó un análisis histológico. A la
mitad del tiempo (por ejemplo 2 semanas para el plazo de 4 semanas)
y antes de su sacrificio se inyectó a los conejos oxitetraciclina
que marca la incarnación ósea. Se deshidrataron las muestras en
soluciones de agua/alcohol con un 70%, 80%, 95% y 100% de etanol,
se aclararon con un agente de aclaración histológico
(Hemo-De de Fisher) y después se fijaron en una
solución de polimerización de metacrilato de metilo (Fisher) de
manera que la muestra quedó incrustada en un bloque sólido de
metacrilato de polimetilo. Se cortaron las muestras horizontal y
verticalmente para obtener una sección transversal horizontal y
vertical. Las secciones se montaron, esmerilaron y pulieron hasta
obtener de 1-3 capas de células de espesor. Se
observaron las muestras bajo luz ultravioleta y se observó la
incarnación. Las muestras fueron entonces coloreadas con azul de
Stevenel y Van Geison's Picro-Fuschin. Con esta
tinción el hueso era rojo, los tejidos fibrosos azules y el
osteoide era verde. Las muestras se fotografiaron con ambos teñidos
para una observación visual y un análisis de imagen.
La profundidad de la incarnación ósea se midió
para reflejar el efecto de la arquitectura altamente porosa de la
estructura y se comparó con un estudio previo. El estudio previo
proporcionó datos de las estructuras realizadas sin los poros de
1-10 micrómetros. Las estructuras anteriores se
realizaron con el mismo polímero pero empleando disolvente
diferente con una técnica de eliminación por lavado sin un paso de
enfriamiento rápido.
En el plazo de 3 a 4 semanas, aparecía una
diferencia apreciable entre los dos tipos de esponja. Las
estructuras altamente porosas mostraron un volumen mayor de
incarnación ósea. Además, la alineación ordenada de los poros de
1-10 micrómetros afectaba a la alineación celular.
Se observó que las células se alineaban según el modelo creado por
los poros. Las células también se mineralizaban a lo largo del
modelo.
Las estructuras altamente porosas eran superiores
a las estructuras anteriores debido a que refuerzan la incarnación
celular y la proliferación guiada de células más allá de lo que
cabría esperar de los tipos anteriores de estructuras.
En un estudio comparativo de implantación in
vivo, utilizando el modelo de defecto del cráneo de conejo del
Ejemplo 8, se compararon dos arquitecturas de estructura diferentes
en cuanto a su capacidad de soportar el crecimiento de nueva masa
ósea dentro de la estructura. Ambas arquitecturas estructurales
tenían un tamaño de poro uniforme (200-500
micrómetros) versus una distribución bimodal de poros según
se describe en esta invención. Aunque las estructuras eran
idénticas en todos los aspectos que no tuvieran que ver con la
distribución del tamaño de poro, las estructuras con distribuciones
bimodales tenían un coeficiente superior de curación de hueso.
Los ejemplos arriba dados y la descripción del
tipo de ejecución preferente han de tomarse como ilustrativos, más
que como limitación de la presente invención según se define en las
reivindicaciones. Como se puede ver fácilmente, se pueden utilizar
numerosas variaciones y combinaciones de las características arriba
indicadas dentro del marco de la presente invención según se revela
en las reivindicaciones. Tales variaciones no se consideran que se
alejan del alcance de la invención y se pretende que todas estas
variaciones estén incluidas en el alcance de las siguientes
reivindicaciones.
Claims (12)
1. Estructura porosa biodegradable y
biocompatible caracterizada por una fase polímera
sustancialmente continua con una distribución bimodal altamente
interconectada de tamaños de poro abiertos que comprende poros
abiertos grandes redondeados con un diámetro de 50 a 500 micrómetros
y poros redondeados pequeños con un tamaño inferior a 20
micrómetros, donde dichos poros pequeños están alineados en una
forma lineal ordenada dentro de las paredes de los poros
grandes.
2. Estructura según la reivindicación 1,
caracterizada, además, porque tiene:
- -
- una porosidad superior al 90%; y/o
- -
- un área superficial de poros superior a 10 m^{2}/g.
3. Estructura según la reivindicación 1
caracterizada porque:
- -
- dicho polímero es insoluble en agua pero es soluble en un disolvente miscible en agua.
4. Estructura según la reivindicación 3,
caracterizada, además, porque:
- -
- dicho polímero se selecciona del grupo consistente en policarbonatos, poliarilatos, copolímeros de bloque de policarbonatos con poli(alquilen óxidos), copolímeros de bloque de poliarilatos con poli(alquilen óxidos), ácidos \alpha-hidroxicarboxílicos, poli(caprolactonas), poli(hidroxibutiratos), polianhídridos, poli(orto-ésteres), poliésteres y poli(fosfoésteres) basados en el bisfenol A, biocompatibles y biodegrada- bles.
5. Estructura según la reivindicación 1,
caracterizada porque.
- -
- dicho polímero comprende una cantidad efectiva de una sustancia biológicamente activa seleccionada de las sustancias osteoinductivas, factor de crecimiento epidérmico (EGF), factor de crecimiento de fibroblasto (FGF), factor de crecimiento derivado de plaquetas (PDGF), factor de crecimiento tipo insulina (IGF-I y II), y TGF-\beta, y/o
- -
- dicho polímero comprende una cantidad efectiva de un compuesto farmacéuticamente activo.
6. Estructura según la reivindicación 1,
caracterizada, además, porque dicha estructura comprende
células seleccionadas del grupo consistente en hepatocitos, células
de islotes del páncreas, condrocitos de fibroblastos, osteoblastos,
células exocrinas, células de origen intestinal, células del
conducto biliar, células paratiroideas, células tiroides, células
del eje
pituitaria-hipotálamo-adrenal,
células del músculo cardíaco, células epiteliales de riñón, células
tubulares del riñón, células de membrana vítrea del riñón, células
nerviosas, células de las vías sanguíneas, células formadoras de
huesos y cartílagos, células de músculos lisos, células de músculos
esqueléticos, células oculares, células de tegumento, queratinocitos
y células madre que no sean células madre de embrión humano y, de
preferencia, dichas células son células tisulares.
7. Método para la preparación de estructuras
polímeras porosas biodegradables y biocompatibles,
caracterizado porque:
- \sqbullet
- Se disuelve entre un 0,5 a 25% sobre peso de un polímero biocompatible en una mezcla de disolventes miscibles de un primer disolvente en el dicho polímero es soluble y un segundo disolvente en el que dicho polímero es insoluble, estando la relación de tal primer disolvente con tal segundo disolvente en el rango dentro del cual dicho polímero se disuelve para formar una solución homogénea, y donde el primer disolvente tiene un punto de fusión entre -40 y 20ºC;
- \sqbullet
- Se coloca dicha solución de polímero en un molde que contiene partículas no tóxicas solubles en agua que no se disuelven en los disolventes orgánicos y con un diámetro de entre 50 a 500 micrómetros;
- \sqbullet
- Se desactiva (quenching) dicha solución a una velocidad efectiva para que resulte en la cristalización del citado primer disolvente antes de iniciarse la separación líquido-líquido de los citados primer y segundo disolventes;
- \sqbullet
- Se lleva dicho polímero a sublimación para eliminar los citados primer y segundo disolventes.
- \sqbullet
- Se lava dicho polímero con un disolvente en el que se disuelven dichas partículas y en el que el citado polímero es insoluble con el fin de eliminar tales partículas de dicho polímero, y
- \sqbullet
- se seca dicho polímero.
8. Método según la reivindicación 7,
caracterizado porque la relación entre el citado primer
disolvente y el volumen total de disolventes se sitúa entre un 1% y
un 40% v/v.
9. Método según la reivindicación 7,
caracterizado porque el citado primer disolvente es
1,4-dioxano y el citado segundo disolvente es
agua.
10. Método según la reivindicación 7,
caracterizado porque dicho polímero se selecciona del grupo
consistente en policarbonatos, poliarilatos, copolímeros de bloque
de policarbonatos con poli(alquilen óxidos), copolímeros de
bloque de poliarilatos con poli(alquilen óxidos), ácidos
\alpha-hidroxicarboxílicos,
poli(caprolactonas), poli(hidroxibutiratos),
polianhídridos, poli(orto-ésteres), poliésteres y
poli(fosfoésteres) basados en el bisfenol A, biocompatibles y
biodegradables.
11. Método según la reivindicación 7,
caracterizado porque:
- -
- dichas partículas se seleccionan del grupo consistente en haluros de metales alcalinos y alcalinotérreos, fosfatos y sulfatos, cristales de azúcares, microesferas de polímero soluble en agua y microesferas de proteínas y porque dichas partículas son de preferencia cristales de cloruro sódico; y/o
- -
- el citado paso de desactivación comprende la inmersión de dicha solución en nitrógeno líquido, y/o
- -
- dicho polímero se lava con agua.
12. Método según la reivindicación 7,
caracterizado porque:
- -
- dicho polímero comprende una cantidad efectiva de una sustancia biológicamente activa seleccionada de las sustancias osteoinductivas, factor de crecimiento epidérmico (EGF), factor de crecimiento de fibroblasto (FGF), factor de crecimiento derivado de plaquetas (PGF), factor de crecimiento tipo insulina (IGF-I y II) y TGF-\beta; y/o
- -
- dicho polímero comprende una cantidad efectiva de un compuesto activo farmacéuticamente.
Applications Claiming Priority (1)
| Application Number | Priority Date | Filing Date | Title |
|---|---|---|---|
| PCT/US1999/008375 WO2000062829A1 (en) | 1999-04-16 | 1999-04-16 | Porous polymer scaffolds for tissue engineering |
Publications (1)
| Publication Number | Publication Date |
|---|---|
| ES2222700T3 true ES2222700T3 (es) | 2005-02-01 |
Family
ID=22272581
Family Applications (1)
| Application Number | Title | Priority Date | Filing Date |
|---|---|---|---|
| ES99917575T Expired - Lifetime ES2222700T3 (es) | 1999-04-16 | 1999-04-16 | Estructuras polimericas porosas para ingenieria tisular. |
Country Status (9)
| Country | Link |
|---|---|
| EP (1) | EP1173235B1 (es) |
| JP (1) | JP2002541925A (es) |
| AT (1) | ATE266435T1 (es) |
| AU (1) | AU768478B2 (es) |
| CA (1) | CA2370810C (es) |
| DE (1) | DE69917339T2 (es) |
| ES (1) | ES2222700T3 (es) |
| MX (1) | MXPA01010530A (es) |
| WO (1) | WO2000062829A1 (es) |
Families Citing this family (40)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| AU2001279209B2 (en) * | 2000-08-08 | 2006-08-24 | Aderans Research Institute, Inc. | Scaffolds for tissue engineered hair |
| SE0004612D0 (sv) * | 2000-12-14 | 2000-12-14 | Terminus Biotec Ab | Biokompatibelt, poröst material, förfarande för dess framställning och användning av detsamma |
| GB0129008D0 (en) * | 2001-12-04 | 2002-01-23 | Univ London | Method for forming matrices of hardened material |
| US20030181978A1 (en) | 2002-03-25 | 2003-09-25 | Brown Kelly R. | Channeled biomedical foams and method for producing same |
| DE10392444T5 (de) * | 2002-03-28 | 2005-05-25 | Japan As Represented By President Of National Cardiovascular Center, Suita-Shi | Stützgerüst für die Gewebsverarbeitung, künstliches Blutgefäß, Manschette und biologisches Implantat abdeckendes Glied |
| JP4353510B2 (ja) * | 2002-09-09 | 2009-10-28 | 株式会社カネカ | 組織再生用支持体及びその製造方法 |
| EP1729678A4 (en) | 2004-02-06 | 2011-08-10 | Georgia Tech Res Inst | BEARING BIOCOMPATIBLE DEVICE |
| WO2005077013A2 (en) | 2004-02-06 | 2005-08-25 | Georgia Tech Research Corporation | Surface directed cellular attachment |
| US7597885B2 (en) * | 2004-03-26 | 2009-10-06 | Aderans Research Institute, Inc. | Tissue engineered biomimetic hair follicle graft |
| CA2566765C (en) | 2004-05-11 | 2011-08-23 | Synthasome Inc. | Hybrid tissue scaffolds containing extracellular matrix |
| JP4694163B2 (ja) * | 2004-07-26 | 2011-06-08 | 株式会社ジーシー | 生体吸収性顆粒状多孔質骨補填材の製造方法 |
| US20060083771A1 (en) | 2004-10-15 | 2006-04-20 | Gc Corporation | Block-shaped scaffold for tissue engineering and production method thereof |
| EP1860142B1 (en) * | 2005-03-18 | 2012-10-17 | JMS Co., Ltd. | Process for producing porous object and porous object obtained by the same |
| DE102005042707A1 (de) * | 2005-09-01 | 2007-03-08 | Polymedics Innovations Gmbh | Formkörper zur medizinischen Behandlung von Wunden |
| US20070148138A1 (en) | 2005-11-22 | 2007-06-28 | Aderans Research Institute, Inc. | Hair follicle graft from tissue engineered skin |
| JP4944449B2 (ja) * | 2006-01-18 | 2012-05-30 | 日東電工株式会社 | 多孔質構造体の製造方法および多孔質構造体並びに多孔質構造体からなる細胞培養用足場基材 |
| US20090208586A1 (en) * | 2006-03-20 | 2009-08-20 | Jms. Co., Ltd. | porous bioabsorbable material and method of producing the same |
| JP2008272453A (ja) | 2007-03-30 | 2008-11-13 | Jms Co Ltd | 多孔質体の製造方法およびその用途 |
| DE102007037063B4 (de) * | 2007-08-03 | 2012-12-06 | Helmholtz-Zentrum Geesthacht Zentrum für Material- und Küstenforschung GmbH | Verfahren zur Herstellung eines Multiblockcopolymers |
| US20100258977A1 (en) * | 2007-11-26 | 2010-10-14 | 3M Innovative Properties Company | Methods for Forming Microporous and Antimicrobial Articles |
| GB0801935D0 (en) | 2008-02-01 | 2008-03-12 | Apatech Ltd | Porous biomaterial |
| JP5280078B2 (ja) * | 2008-03-25 | 2013-09-04 | 株式会社ジーシー | ブロック状細胞工学用支持体の製造方法 |
| JP2009240605A (ja) | 2008-03-31 | 2009-10-22 | Gc Corp | 細胞工学用支持体及びその製造方法 |
| JP2012507562A (ja) * | 2008-10-30 | 2012-03-29 | ダビド リウ | 微小球性多孔質生体適合性足場並びにその製造方法及び装置 |
| US9296846B2 (en) | 2008-12-18 | 2016-03-29 | The Trustees Of The University Of Pennsylvania | Porous polymer coating for tooth whitening |
| JP5469872B2 (ja) * | 2009-01-21 | 2014-04-16 | 日本特殊陶業株式会社 | 薬剤徐放体及びその製造方法 |
| JP5404165B2 (ja) * | 2009-04-28 | 2014-01-29 | 日本特殊陶業株式会社 | 生体インプラント及び生体インプラントの製造方法 |
| CN102470195B (zh) * | 2009-07-10 | 2014-07-23 | 百傲图科技有限公司 | 用于组织工程的装置及方法 |
| WO2011021594A1 (ja) | 2009-08-18 | 2011-02-24 | 国立大学法人東北大学 | 持続性ドラッグデリバリーシステム |
| US9458357B2 (en) | 2011-03-02 | 2016-10-04 | Massachusetts Institute Of Technology | ph-sensitive sacrificial materials for the microfabrication of structures |
| EP2688397B1 (en) * | 2011-03-21 | 2016-07-20 | University of Reading | Transport of cells in alginate hydrogels |
| EP2757964B1 (en) | 2011-05-26 | 2016-05-04 | Cartiva, Inc. | Tapered joint implant and related tools |
| JP6207313B2 (ja) * | 2013-09-18 | 2017-10-04 | 株式会社ジーシー | 組織工学用支持体 |
| US10238774B2 (en) | 2013-09-24 | 2019-03-26 | Ngk Spark Plug Co., Ltd. | Biological implant |
| WO2016161026A1 (en) | 2015-03-31 | 2016-10-06 | Cartiva, Inc. | Carpometacarpal (cmc) implants and methods |
| EP3277219B1 (en) | 2015-03-31 | 2020-07-29 | Cartiva, Inc. | Hydrogel implants with porous materials |
| CA2981074C (en) | 2015-04-14 | 2023-03-28 | Cartiva, Inc. | Tooling for creating tapered opening in tissue and related methods |
| KR101803179B1 (ko) * | 2016-04-25 | 2017-11-29 | 성균관대학교산학협력단 | pH 민감성 3차원 스캐폴드 제조방법 및 이를 이용한 세포배양용 스캐폴드 |
| JP6854740B2 (ja) * | 2017-10-27 | 2021-04-07 | 株式会社豊田中央研究所 | 多孔質細胞足場及びその利用 |
| CA3129271A1 (en) | 2019-02-07 | 2020-08-13 | Biorez, Inc. | Composite scaffold for the repair, reconstruction, and regeneration of soft tissues |
Family Cites Families (13)
| Publication number | Priority date | Publication date | Assignee | Title |
|---|---|---|---|---|
| NL8700113A (nl) * | 1987-01-19 | 1988-08-16 | Groningen Science Park | Entstuk, geschikt voor behandeling door reconstructieve chirurgie, met weefsel specifieke porositeit, alsmede werkwijze ter vervaardiging van het entstuk. |
| US5244799A (en) * | 1987-05-20 | 1993-09-14 | Anderson David M | Preparation of a polymeric hydrogel containing micropores and macropores for use as a cell culture substrate |
| US5216115A (en) * | 1990-06-12 | 1993-06-01 | Rutgers, The State University Of New Jersey | Polyarylate containing derivatives of the natural amino acid L-tyrosine |
| JPH08508755A (ja) * | 1992-01-31 | 1996-09-17 | セメノヴィッチ ワイネルマン，エフィム | 多孔質ポリマー材料及びその製法 |
| US5288763A (en) * | 1992-12-23 | 1994-02-22 | The Johns Hopkins University School Of Medicine | Porous, polymer beads and process of their preparation |
| US5514378A (en) * | 1993-02-01 | 1996-05-07 | Massachusetts Institute Of Technology | Biocompatible polymer membranes and methods of preparation of three dimensional membrane structures |
| AU7564494A (en) * | 1993-08-13 | 1995-03-14 | Smith & Nephew Richards Inc. | Microporous polymeric foams and microtextured surfaces |
| US5502092A (en) * | 1994-02-18 | 1996-03-26 | Minnesota Mining And Manufacturing Company | Biocompatible porous matrix of bioabsorbable material |
| EP0907721A1 (en) * | 1996-05-28 | 1999-04-14 | Brown University Research Foundation | Hyaluronan based biodegradable scaffolds for tissue repair |
| WO1998036013A1 (en) * | 1997-02-18 | 1998-08-20 | Rutgers, The State University | Monomers derived from hydroxy acids and polymers prepared therefrom |
| JPH10234844A (ja) * | 1997-02-25 | 1998-09-08 | Gunze Ltd | 軟骨組織再生用基材及びこれを用いた軟骨組織再生法 |
| CA2285329A1 (en) * | 1997-03-31 | 1998-10-08 | The Regents Of The University Of Michigan | Open pore biodegradable matrices and process for making them |
| US6471993B1 (en) * | 1997-08-01 | 2002-10-29 | Massachusetts Institute Of Technology | Three-dimensional polymer matrices |
-
1999
- 1999-04-16 JP JP2000611965A patent/JP2002541925A/ja active Pending
- 1999-04-16 ES ES99917575T patent/ES2222700T3/es not_active Expired - Lifetime
- 1999-04-16 EP EP99917575A patent/EP1173235B1/en not_active Expired - Lifetime
- 1999-04-16 WO PCT/US1999/008375 patent/WO2000062829A1/en active IP Right Grant
- 1999-04-16 DE DE69917339T patent/DE69917339T2/de not_active Expired - Lifetime
- 1999-04-16 CA CA002370810A patent/CA2370810C/en not_active Expired - Fee Related
- 1999-04-16 MX MXPA01010530A patent/MXPA01010530A/es active IP Right Grant
- 1999-04-16 AT AT99917575T patent/ATE266435T1/de not_active IP Right Cessation
- 1999-04-16 AU AU35663/99A patent/AU768478B2/en not_active Ceased
Also Published As
| Publication number | Publication date |
|---|---|
| EP1173235B1 (en) | 2004-05-12 |
| JP2002541925A (ja) | 2002-12-10 |
| CA2370810A1 (en) | 2000-10-26 |
| DE69917339D1 (de) | 2004-06-17 |
| DE69917339T2 (de) | 2005-05-12 |
| MXPA01010530A (es) | 2002-03-14 |
| AU768478B2 (en) | 2003-12-11 |
| CA2370810C (en) | 2007-06-19 |
| ATE266435T1 (de) | 2004-05-15 |
| EP1173235A1 (en) | 2002-01-23 |
| WO2000062829A1 (en) | 2000-10-26 |
| AU3566399A (en) | 2000-11-02 |
Similar Documents
| Publication | Publication Date | Title |
|---|---|---|
| ES2222700T3 (es) | Estructuras polimericas porosas para ingenieria tisular. | |
| US6337198B1 (en) | Porous polymer scaffolds for tissue engineering | |
| ES2408554T3 (es) | Método para preparar armazón poroso para ingeniería de tejidos, cultivo celular y suministro de células | |
| US7674408B2 (en) | Channeled biomedical foams an method for producing same | |
| ES2357224T3 (es) | Matrices de proteína del plasma y métodos para su preparación. | |
| ES2206707T3 (es) | Esponjas de polisacaridos para el cultivo y transpsorte de celulas. | |
| ES2207861T3 (es) | Esqueleto de polimero biodegradable. | |
| JP4353510B2 (ja) | 組織再生用支持体及びその製造方法 | |
| ES2205467T3 (es) | Matrices biodegradables de poros abiertos. | |
| ES2256420T3 (es) | Medio de andamiaje tisular poroso para la reparacion y regeneracion de tejido dermico. | |
| Xu et al. | Hierarchically porous nagelschmidtite bioceramic–silk scaffolds for bone tissue engineering | |
| ES2672622T3 (es) | Preparación de armazones tisulares regenerativos | |
| ES2291189T3 (es) | Procedimiento para la preparacion de armazones polimericos, porosos, biodegradables y biocompatibles para ingenieria tisular. | |
| ES2338820T3 (es) | Copolimeros en bloque hidrofilos degradables con biocompatibilidad mejorada para la regeneracion de tejidos blandos. | |
| EP2793962B1 (en) | Process for modifying the surface morphology of a medical device | |
| AU2002319888A1 (en) | Plasma protein matrices and methods for their preparation | |
| Eigel et al. | Cryogel biomaterials for neuroscience applications | |
| JP2004501700A (ja) | 連通セルを用いた三次元構造を有する生体適合性ポリマー、その調製方法、および医薬ならびに手術における適用 | |
| Guan et al. | Elastase-sensitive elastomeric scaffolds with variable anisotropy for soft tissue engineering | |
| ES2899026T3 (es) | Material de matriz extracelular | |
| Petta et al. | A tissue adhesive hyaluronan bioink that can be crosslinked enzymatically and by visible light | |
| Nair | Novel preparation of polymeric scaffolds for tissue engineering using phase separation with protein microbubble incorporation | |
| Wang | Improving 3D matrices for tissue engineering using advanced drug delivery techniques |