ES2216005T3 - Produccion de titulos elevados de vectores de aav recombinantes. - Google Patents
Produccion de titulos elevados de vectores de aav recombinantes.Info
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Abstract
VECTORES AAV PUEDEN TENER UTILIDAD PARA TERAPIA GENICA AUNQUE ANTERIORMENTE UN OBSTACULO IMPORTANTE FUE LA INCAPACIDAD DE GENERAR CANTIDADES SUFICIENTES DE DICHOS VECTORES RECOMBINANTES EN CANTIDADES QUE SERIAN CLINICAMENTE UTILES PARA APLICACION DE TERAPIA GENICA HUMANA. LAS LINEAS CELULARES DE EMPAQUETAMIENTO AAV SIN AYUDA, ESTABLES HAN SIDO EVASIVAS, PRINCIPALMENTE DEBIDO A LAS ACTIVIDADES DE LA PROTEINA REP, QUE REGULA BAJO SU PROPIA EXPRESION Y TRASTORNA LA INMORTALIDAD CELULAR. ESTA INVENCION PROPORCIONA SISTEMAS DE EMPAQUETAMIENTO Y PROCESOS PARA EMPAQUETAR VECTORES AAV QUE EVITAN DE FORMA EFECTIVA ESTOS PROBLEMAS SUSTITUYENDO EL PROMOTOR AAV P5 POR UN PROMOTOR HETEROLOGO Y QUE PERMITE UNA EFICACIA DE EMPAQUETAMIENTO SUSTANCIALMENTE MEJORADA.
Description
Producción de títulos elevados de vectores de AAV
recombinantes.
Esta invención se refiere a la terapia génica, y
más específicamente a materiales y métodos utilizados para la
generación de títulos elevados de vectores de AAV recombinante para
su uso en los procedimientos de la terapia génica.
Los vectores de AAV pueden tener utilidad para la
terapia génica pero hasta ahora un obstáculo significativo ha sido
la incapacidad para generar cantidades suficientes de tales
vectores recombinantes en cantidades que serían clínicamente útiles
para la aplicación de la terapia génica en humanos. Este es un
problema concreto para las aplicaciones in vivo tales como la
liberación directa al pulmón.
Los vectores de virus
adeno-asociados (AAV) se encuentran entre un pequeño
número de sistemas vectores de virus recombinantes que se ha
demostrado que tienen utilidad como agentes de trasferencia génica
in vivo (revisado por Carter, 1.992, Current Opinion in
Biotechnology, 3:533-539, Muzcyzka,
1.992, Curr. Top. Microbiol. Immunol.
158:97-129) y por tanto son potencialmente
de gran importancia para la terapia génica en humanos. Los vectores
de AAV son susceptibles de la integración de ADN estable de alta
frecuencia y la expresión en una variedad de células incluyendo las
células epiteliales bronquiales y nasales de la fibrosis quística
(CF) (Flotte y col., 1.992a, Am. J. Respir. Cell Mol. Biol.
7:349-356; Egan y col., 1.992,
Nature, 358:581-584; Flotte y col.,
1.993a, J. Biol. Chem. 268:3781-3790;
Flotte y col., 1.993b, Proc. Natl. Acad. Sci. USA, en
imprenta), células de eritroleucemia derivadas de médula ósea humana
(Walsh y col., 1.992, Proc. Natl. Acad. Sci. USA,
89:7257-7261), y otras muchas. AAV no
requiere una división celular activa para la expresión estable lo
que podría ser una clara ventaja sobre otros virus, especialmente
en tejidos tales como el epitelio de las vías respiratorias humanas
donde la mayor parte de las células están diferenciadas
terminalmente y no en división.
AAV es un parvovirus defectuoso que crece sólo en
células en las que ciertas funciones son proporcionadas por un
virus coadyuvante que infecta simultáneamente (ver la Fig. 1). Las
revisiones generales de AAV se pueden encontrar en Carter, 1.989,
Handbook of Parvoviruses, Vol. I, págs.
169-228, Carter, 1.989, Handbook of
Parvoviruses, Vol. I, págs. 169-228, Bernes,
1.990, Virology, págs. 1743-1764, Raven Press,
(Nueva York). Son ejemplos de los virus que infectan
simultáneamente que proporcionan funciones coadyuvantes para el
crecimiento y la replicación de AAV los adenovirus, los herpesvirus
y en algunos casos los poxvirus tales como vaccinia. La naturaleza
de la función coadyuvante no es conocida pero parece haber cierto
efecto indirecto del virus coadyuvante que hace a la célula
permisiva para la replicación del AAV. Este concepto está apoyado
por la observación de que en ciertos casos la replicación de AAV se
puede producir a un bajo nivel de eficacia en ausencia de infección
simultánea del virus coadyuvante si las células se tratan con
agentes que sean o bien genotóxicos o bien que desorganicen el
ciclo celular.
Aunque el AAV puede replicar hasta un grado
limitado en ausencia de virus coadyuvante en ciertas condiciones
inusuales, como se ha observado antes, el resultado más general es
que la infección de las células con AAV en ausencia de funciones
coadyuvantes da como resultado la integración de AAV en el genoma de
la célula huésped. El genoma de AAV integrado puede ser rescatado y
replicado para rendir un estallido de partículas de AAV de la
progenie infecciosa si las células que contienen un provirus de AAV
integrado son superinfectadas con un virus coadyuvante tal como un
adenovirus. Debido a que la integración de AAV parece ser un evento
eficaz, esto sugiere que AAV podría ser un vector útil para
introducir genes en células para la expresión estable para usos
tales como la terapia génica en humanos. Los resultados más
recientes (Kotin & Berns, 1.989, Virology
170:460-467; Kotin y col., 1.990, Proc.
Natl. Acad. Sci. USA, 87:2211-2215;
Samulski y col., 1.991, EMBO J.
10:3941-3950) han sugerido que AAV puede
manifestar cierta preferencia hacia la integración en un sitio del
cromosoma humano 19 pero la generalidad y el mecanismo de este
fenómeno no han sido completamente elucidados.
AAV tiene una gama de huéspedes muy amplia sin
una especie o una especificidad de tejido obvia y replicará
virtualmente en cualquier línea celular de origen humano, simio o
roedor siempre que esté presente un coadyuvante apropiado. AAV es
ubicuo y ha sido aislado de una amplia variedad de especies
animales incluyendo la mayor parte de los mamíferos y diversas
especies de aves.
AAV no ha sido asociado con la causa de ninguna
enfermedad. AAV no es un virus transformante ni oncogénico. La
integración de AAV en los cromosomas de líneas celulares humanas no
causa alteración significativa alguna en las propiedades de
crecimiento o en las características morfológicas de las células.
Estas propiedades de AAV también lo recomiendan como un vector para
la terapia génica en humanos potencialmente útil debido a que la
mayor parte de los otros sistemas virales propuestos para esta
aplicación tales como retrovirus, adenovirus, herpesvirus, o
poxvirus son virus causantes de enfermedades.
Las partículas de AAV están formadas por una
cápsida de proteína que tiene tres proteínas de la cápsida, VP1,
VP2 y VP3, y que engloban un genoma de ADN. El genoma de ADN de AAV
es una molécula de ADN de hebra sencilla lineal que tiene un peso
molecular de aproximadamente 1,5 x 10^{6} daltons o
aproximadamente 4680 nucleótidos de longitud. La hebras de cualquier
sentido complementario, hebras "más" o "menos", están
empaquetadas en partículas individuales pero cada partícula tiene
sólo una molécula de ADN. El mismo número de partículas de AAV
contienen una hebra más o una hebra menos. Cualquier hebra es
igualmente infecciosa y la replicación se produce por conversión de
la hebra sencilla infecciosa parental en una forma dúplex y
posterior amplificación de una gran reserva de moléculas dúplex a
partir de la cual las hebras sencillas de la progenie se desplazan
y se empaquetan en cápsidas. Las copias dúplex o de hebra sencilla
de los genomas de AAV insertadas en los plásmidos bacterianos o
fagémidos son infecciosas cuando son transfectadas en células
infectadas con adenovirus, y esto ha permitido el estudio de la
genética de AAV y el desarrollo de vectores de AAV. El ciclo de
replicación de AAV se esquematiza en la Figura 1.
El genoma de AAV2 tiene una copia de la ITR
(repetición terminal invertida) de 145 nucleótidos de longitud de
cada extremo y una única región de la secuencia de aproximadamente
4470 nucleótidos de longitud (Srivastava y col., 1.983, J.
Virol., 45:555-564) que contiene dos
marcos de lectura abiertos principales para los genes rep y
cap (Hermonat y col., J. Virol,
51:329-339; Tratschin y col., 1.984a, J.
Virol., 51:611-619). La región única
contiene tres promotores de la transcripción p_{5}, p_{19} y
p_{40} (Laughlin y col., 1.979, Proc. Natl. Acad. Sci. USA,
76: 5567-5571) que se utilizan para expresar
los genes rep y cap. Las secuencias de ITR son
requeridas en cis y son suficientes para proporcionar un
origen funcional de replicación (ori) y también son
suficientes para proporcionar las señales requeridas para la
integración en el genoma celular así como para la escisión eficaz y
el rescate a partir de los cromosomas de la célula huésped o a
partir de plásmidos recombinantes. Además se ha demostrado que la
ITR puede funcionar directamente como un promotor de la
transcripción en un vector de AAV (Flotte y col., 1.993, vide
supra).
Los genes rep y cap son requeridos
en trans para proporcionar funciones para la replicación y
encapsidación del genoma viral respectivamente. El gen rep
es expresado a partir de dos promotores p_{5} y p_{19}. La
transcripción de p_{5} rinde un ARNm de 4,2 kb no empalmado que
codifica una proteína, Rep78, y un ARNm de 3,9 kb empalmado que
codifica una proteína Rep68. La transcripción de p_{19} rinde un
ARNm no emplamado que codifica Rep52 y un ARNm de 3,3 kb empalmado
que codifica Rep40. Así, las cuatro proteínas Rep comprenden una
secuencia de la región interna común pero difieren con respecto a
sus regiones amino y carboxilo terminales. Sólo Rep78 y Rep68 son
requeridas para la replicación del ADN dúplex de AAV, pero Rep52 y
Rep40 parecen ser necesarias para la acumulación de ADN de hebra
sencilla de la progenie. Las mutaciones en Rep78 y Rep68 son
fenotípicamente Rep^{-} mientras la mutaciones que afectan solo a
Rep52 y Rep40 son Rep^{+} pero Ssd. Rep68 y Rep78 se unen
específicamente a la conformación en horquilla de la ITR de AAV y
poseen diversas actividades enzimáticas requeridas para resolver la
replicación en los extremos de AAV. Rep52 y Rep40 no tienen ninguna
de estas propiedades.
Las proteínas Rep, principalmente Rp78 y Rep68
manifiestan numerosas actividades reguladoras pleiotrópicas
incluyendo la regulación positiva y negativa de los genes de AAV y
la expresión a partir de algunos promotores heterólogos, así como
efectos inhibidores del crecimiento celular (Tratschin y col.,
1.986, Mol. Cell. Biol. 6:2884-2894;
Labow y col., 1,987, Mol. Cell. Biol.,
7:1320-1325; Khleif y col., Virology,
181:738-741). El promotor p_{5} de AAV está
autorregulado negativamente por Rep78 y Rep68 (Tratschin y col.,
1.986, Mol. Cell. Biol. 6:2884-2894).
Debido a los efectos inhibidores de la expresión de rep
sobre el crecimiento celular, no se ha alcanzado fácilmente la
expresión constitutiva de rep en las líneas celulares. Por
ejemplo, Mendelson y col. (1.988, Virology,
166:154-165) informaron de un nivel de
expresión muy bajo de ciertas proteínas Rep en ciertas líneas
celulares tras la integración estable de genomas de AAV.
Las proteínas VP1, VP2, y VP3 comparten todas una
secuencia de solapamiento común pero difieren en que VP1 y VP2
contienen secuencias amino terminales adicionales. Las tres están
codificadas a partir del mismo marco de lectura del gen cap
expresado a partir de un ARNm de 2,3 kb empalmado transcrito a
partir del promotor p_{40}. VP2 y VP3 son generados a partir del
mismo ARNm mediante el uso de codones de iniciación alternos. VP1 es
codificada a partir de un ARNm minoritario utilizando el sitio
donador 3' que está 30 nucleótidos aguas arriba del donador 3'
utilizado para el ARNm principal que codifica VP2 y VP3. VP1, VP2,
y VP3 son requeridas para la producción de la cápsida. Las
mutaciones que eliminan las tres proteínas (Cap^{-}) evitan la
acumulación de ADN de AAV en la progenie de hebra sencilla mientras
las mutaciones en el exttremo amino de VP1 (Lip^{-} Inf^{-})
permiten la producción de la hebra sencilla pero evitan el
ensamblaje de partículas infecciosas estables.
El análisis genético de AAV que se había descrito
antes se basaba en el análisis mutacional de los genomas de AAV que
eran clonados molecularmente en plásmidos bacterianos. En los
primeros trabajos, se construyeron clones moleculares de genomas
infecciosos de AAV mediante la inserción de moléculas de doble
hebra de AAV en plásmidos mediante procedimientos tales como la
formación de colas de GC (Samulski y col., 1.982, Proc. Natl.
Acad. Sci. USA, 79:2077-2081), la
adición de conectores sintéticos conteniendo endonucleasas de
restricción (Laughlin y col., 1.983, Gene,
23:65-73) o mediante ligadura de extremos
romos, directa (Senapathy & Carter, 1.984, J. Biol.
Chem.,259:4661-4666). Se demostró después
que la transfección de semejantes plásmidos recombinantes de AAV of
células de mamífero que también eran infectados con un virus
coadyuvante apropiado, tal como adenovirus, daba como resultado el
rescate y la escisión del genoma de AAV libre de cualquier
secuencia plasmídica y la replicación del genoma rescatado y la
generación de una cosecha de partículas de AAV infecciosas de la
progenie (ver la Fig. 1). Esto proporcionaba la base para realizar
el análisis genético de AAV como se ha resumido antes y permitía la
construcción de vectores transductores de AAV.
Basándose en el análisis genético, se definieron
los principios generales de la construcción del vector de AAV como
se ha revisado recientemente (Carter, 1.992, Current Opinions in
Biotechnology, 3:533-539; Muzyczka,
1.992, Current Topics in Microbiology and Immunology,
158:97-129). Los vectores de AAV fueron
construidos en plásmidos recombinantes de AAV sustituyendo las
porciones de la secuencia codificadora de AAV por el ADN foráneo
para generar un plásmido vector. En el plásmido vector, las
porciones terminales (ITR) de la secuencia de AAV deben ser
conservadas intactas debido a que estas regiones son necesarias en
cis para numerosas funciones incluyendo la escisión del
plásmido tras la transfección, la replicación del genoma vector y la
integración y el rescate del genoma de la célula huésped. Después
el vector puede ser empaquetado en una partícula de AAV para
generar un virus transductor de AAV mediante transfección del
plásmido vector en células que son infectadas por un virus
coadyuvante apropiado tal como adenovirus o herpesvirus. Con el fin
de lograr la replicación y la encapsidación del genoma del vector
en partículas de AAV, el plásmido vector debe ser complementado
para cualquiera de las funciones de AAV requeridas en trans,
esto es rep y cap, que fueron suprimidas en la
construcción del plásmido vector.
Existen al menos dos rasgos deseables de
cualquier vector de AAV que se diseña para su uso en la terapia
génica en humanos. Primero, el vector transductor debe ser generado
con unos títulos suficientemente elevados de manera que sea
practicable como sistema de liberación. Esto es especialmente
importante para las estratagemas de la terapia génica dirigidas a
una liberación in vivo del vector. Es probable que para
muchas aplicaciones deseables de los vectores de AAV, tales como el
tratamiento de la fibrosis quística mediante la liberación in
vivo directa a las vías respiratorias, la dosis requerida de
vector transductor puede superar 10^{10}. En segundo lugar, las
preparaciones de vector deben estar libres de virus AAV de tipo
salvaje. La consecución de elevados títulos de vectores de AAV ha
sido difícil por varias razones incluyendo la encapsidación
preferente de los genomas de AAV de tipo salvaje si están presentes
o se generan por recombinación, y la incapacidad de generar
suficientes funciones complementadoras tales como rep o
cap. No se han generado líneas celulares útiles que expresen
tales funciones complementadoras, en parte, debido a las diversas
funciones inhibidoras del gen rep.
Los primeros vectores de AAV que fueron descritos
contenían genes informadores foráneos tales como neo o
cat o dhfr que eran expresados a partir de promotores
de la transcripción de AAV o de un promotor SV40 (Tratschin y col.,
1.984b, Mol. Cell. Biol. 4:2072-2081;
Hermonat & Muzyczka, 1.984, Proc. Natl. Acad. Sci. USA,
81:6466-6470; Tratschin y col., 1.985,
Mol. Cell. Biol. 5:3251-3260;
McLaughlin y col., 1.988, J. Virol.,
62:1963-1973; Lebkowski y col., 1.988 Mol.
Cell. Biol. 7:349-356). Estos vectores
fueron empaquetados en partículas transductoras de AAV mediante
transfección simultánea en células infectadas por adenovirus junto
con un segundo plásmido de empaquetamiento que contenía los genes
rep y cap expresados a partir de los promotores de la
transcripción de AAV de tipo salvaje naturales. En un intento de
evitar el empaquetamiento del plásmido de empaquetamiento que
contenía los genes rep y cap de AAV expresados a
partir de los promotores de la transcripción de AAV de tipo salvaje
natural. En un intento de evitar el empaquetamiento del plásmido de
empaquetamiento en partículas de AAV se adoptaron diversos
enfoques. En algunos casos, (Hermonat & Muzyczka, 1.984;
Mclaughlin y col., 1.988) el plásmido de empaquetamiento tenía
insertada una región grande del ADN del bacteriófago lambda dentro
de la secuencia de AAV para generar un genoma sobredimensionado que
podía no ser empaquetado. En otros casos, (Tratschin y col.,
1.984b; Tratschin y col., 1.985, Lebkowski y col., 1.988), el
plásmido de empaquetamiento tenía suprimidas las regiones ITR de
AAV con el fin de que no pudiera ser escindido y replicado y por
tanto no pudiera ser empaquetado. Todos estos enfoques fracasaban al
evitar la generación de partículas que contenían ADN de AAV de tipo
salvaje y también fracasaban al generar títulos elevados eficaces de
partículas transductoras de AAV. De hecho, Hermonat & Muzyczka,
1.984, citaban títulos de no más de 10^{4} ml. La producción de
partículas de AAV de tipo salvaje en estos estudios se debía
probablemente a la presencia de una homología solapante entre las
secuencias de AAV presentes en el vector y los plásmidos de
empaquetamiento. Senapathy y Carter (1.984, J. Biol. Chem.
259:4661-4666) demostraron que el grado de
recombinación en semejante sistema es aproximadamente equivalente al
grado de solapamiento de la secuencia. Se sugirió en una revisión
del primer trabajo (Carter 1.989, Handbook of Parvoviruses,
Vol. II, págs. 247-284, CRC Press, Boca Raton, FL)
que se podrían obtener títulos de 10^{6} por ml, pero esto se
basaba en los estudios citados antes en los que grandes cantidades
de AAV de tipo salvaje contaminaban la preparación del vector.
Tales preparaciones de vector que contenían AAV de tipo salvaje no
eran útiles en la terapia génica humana. Además, estos primeros
vectores mostraban eficacias de transducción bajas y no transducían
más del 4 o 2% de las células de los cultivos de diversas líneas
celulares humanas incluso aunque los vectores fueran suministrados a
multiplicidades de hasta 50.000 partículas por célula. Esto puede
haber reflejado en parte la contaminación con partículas de AAV de
tipo salvaje y la presencia del gen rep de AAV en el vector.
Además, Samulski y col. (1.989, J.
Virol.63:3822-3828) mostraron que la
presencia de AAV de tipo salvaje intensificaba significativamente
el rendimiento de vector empaquetado. Así, en los sistemas de
empaquetamiento en los que se elimina la producción de AAV de tipo
salvaje, el rendimiento de vector empaquetado puede ser realmente
disminuida. Con todo, para el uso en cualquier aplicación clínica en
humanos será esencial eliminar la producción de AAV de tipo
salvaje.
Los estudios adicionales (McLaughlin y col.,
1.988: Lebkowski y col., 1.988) para generar vectores de AAV que no
contuvieran el gen rep o cap de AAV todavía se
encontraban con la generación de AAV de tipo salvaje y todavía
producían frecuencias de transducción muy bajas en líneas celulares
humanas. Así, McLaughlin y col., 1.988 informaron que los vectores
rep^{-}cap^{-} de AAV que contenían el gen neo
empaquetado con el mismo plásmido de empaquetamiento utilizado
antes por Hermonat & Muzyczka (1.984) todavía contenían AAV de
tipo salvaje. Como consecuencia sólo era posible utilizar este virus
a una multiplicidad de 0,03 partículas por célula (es decir, 300
unidades infecciosas por 10.000 células) para evitar dobles
impactos con el vector y las partículas de tipo salvaje. Cuando el
experimento se realizaba de este modo, infectando 32.000 células
con 1.000 unidades infecciosas, se obtenía un promedio de 800
colonias resistentes a la geneticina. Aunque esto se interpretaba
como demostración de que el virus era capaz de rendir una
frecuencia de transducción del 80%, de hecho sólo el 2,5% de las
células eran transducidas. Así se limitaba el título efectivamente
útil de este vector. Además, este estudio no demostraba que el
título real de la preparación de vector era apenas más alto que los
obtenidos previamente por Hermonat & Muzyczka (1.984). De un
modo similar, Lebkowski y col., 1.988, empaquetaron vectores de AAV
que no contenían el gen rep ni el cap y utilizaron un
plásmido de empaquetamiento ori^{-} pBa1A idéntico al utilizado
antes por Tratschin y col., (1.984b, 1.985) e informaron sobre
frecuencias de transducción que eran similarmente bajas, ya que
para muchas líneas celulares humanas no más del 1% de las células
podían ser transducidas para la resistencia a la geniticina incluso
con sus soluciones de partida del vector más concentradas.
Lebkowski y col., (1.988) no informaron sobre los títulos reales del
vector de un modo significativo pero los análisis biológicos que
muestran una frecuencia de transducción de no más del 1% cuando 5 x
10^{6} células eran expuestas a tres ml de preparación de vector
indican que el título era menor de 2 x 10^{4}. Asimismo, el
plásmido de empaquetamiento pBa1 contiene homología de solapamiento
con la secuencia ITR y conduce a la generación de AAV de tipo
salvaje.
Laface y col., (1.988) utilizaron el mismo vector
que el utilizado por Hermonat & Muzyczka (1.984) preparado de
la misma manera y obtuvieron una frecuencia de transducción del
1,5% en cultivos de médula ósea murina que de nuevo mostraban un
título muy bajo.
Samulski y col., (1.987, J. Virol.,
61:3096-3101) construyeron un plásmido
denominado pSub201 que era un genoma de AAV intacto en un plásmido
bacteriano pero que tenía una deleción de 13 nucleótidos en la
extremidad de cada ITR y por tanto era rescatado y replicado menos
eficazmente que otros plásmidos de AAV que contenían el genoma
completo de AAV. Samulski y col. (1.989, J. Virol.,
63:3822-3828) construyeron vectores de AAV
basados en pSub201 pero con rep y cap suprimidos y
conteniendo un gen hyg o neo expresado a partir de un
promotor del gen temprano de SV40. Empaquetaron estos vectores
mediante transfección simultánea con un plásmido de empaquetamiento
denominado pAAV/Ad que constaba de la secuencia de nucleótidos de
AAV completa desde el nucleótido 190 hasta el 4490 incluida en
cualquier extremo con una copia de la ITR del adenovirus. En este
plásmido de empaquetamiento los genes rep y cap de
AAV eran expresados a partir de los promotores de AAV naturales
p_{5}, p_{19} y p_{40}. Se pensó que la función de la ITR del
adenovirus en pAAV/Ad era intensificar el nivel de expresión de las
proteínas de la cápsida de AAV. No obstante, rep es
expresado a partir de su promotor homólogo y está regulado
negativamente y de ese modo su expresión es limitada. Utilizando su
sistema de encapsidación Samulski y col., 1.989, generaron
soluciones de partida de vector de AAV que estaban sustancialmente
libres de AAV de tipo salvaje pero tenían títulos de transducción
de sólo 3 x 10^{4} unidades resistentes a higromicina por ml de
sobrenadante. Cuando se utilizaba un genoma de AAV de tipo salvaje
en el plásmido de empaquetamiento el título de prep del vector AAV
aumentaba hasta 5 x 10^{4}. El escaso título producido en este
sistema parece por tanto haberse debido en parte al defecto de las
secuencias de ITR del plásmido pSub201 básico utilizado para la
construcción del vector y en parte debido a la expresión limitante
de los genes de AAV a partir de pAAV/Ad. En un intento de
incrementar el título de la preparación del vector AAVneo, Samulski
y col., 1.989, generaron soluciones de partida de vector
transfectando, en masa, treinta placas de 10 cm de células 293 y
concentrando la solución de partida de vector mediante formación de
bandas en CsCl. Esto producía una solución de partida de vector
AAVneo que contenía un total de 10^{8} partículas medido mediante
un análisis de hibridación puntual del ADN. Cuando esta solución de
partida del vector era utilizada a multiplicidades de hasta 1.000
partículas por célula, se obtenía una frecuencia de transducción
del 70%. Esto sugiere que la proporción de
partícula-a-transducción es de
aproximadamente 500 a 1.000 partículas puesto que a la proporción
de una unidad de transducción por célula, la proporción de células
esperada que debería ser transducida es del 63% según la
distribución de Poisson.
Aunque el sistema de Samulski y col., 1.989, en
el que se utiliza el plásmido vector pSub201 y el plásmido de
empaquetamiento pAAV/Ad no tenía homología de solapamiento en la
secuencia de AAV entre los dos plásmidos, existe homología de
solapamiento en los sitios XbaI y la recombinación de estos sitios
conduce a la generación de AAV de tipo salvaje completo. Esto es,
aunque la homología de solapamiento de la secuencia de AAV
no está presente, la secuencia de AAV completa está
contenida en los dos plásmidos, y por tanto la recombinación puede
generar AAV de tipo salvaje, lo que no es deseable. Que esta clase
de recombinación se produce en los plásmidos de AAV fue demostrado
por Senapathy & Carter (1.984, J. Biol. Chem.
259:4661-4666). Por lo tanto, debido a los
problemas del bajo título y de la capacidad de generar
recombinantes de tipo salvaje, el sistema descrito por Samulski y
col., 1.989, no tiene utilidad para la terapia génica humana.
En otros informes diversos se han descrito
vectores de AAV. Srivastava y col., (1.989, Proc. Natl. Acad.
Sci. USA, 86:8078-8082) describen un
vector de AAV basado en el plásmido pSub201 de Samulski y col.,
(1.987), en el que las secuencias codificadoras de AAV eran
remplazadas por las secuencias codificadoras de otro parvovirus,
B19. Este vector fue empaquetado en partículas de AAV utilizando el
plásmido de empaquetamiento pAAV/Ad y generaba un vector funcional,
pero no se informaba sobre los títulos. Este sistema estaba basado
en pSub201 y por tanto adolece de los defectos descritos antes para
este plásmido. Segundo, el vector y el plásmido de empaquetamiento
contenían ambos las secuencias de AAV solapantes (las regiones ITR)
y por tanto la recombinación para dar virus de tipo salvaje
contaminante era muy probable.
WO92/10574 tiene que ver con la inhibición del
HIV. Este documento hace referencia a los plásmidos que tienen un
gen rep conectado operablemente con el promotor
HIV-LTR y que contienen una secuencia A17VITR.
Chaterjee y col., (1.991, Vaccines
91, Cold Spring Harbor Laboratory Press, págs.
85-89), Wong y col., (1.991 Vaccines
91, Cold Spring Harbor Laboratory Press, págs.
183-189) y Chaterjee y col. (1.992, Science,
258:1485-1488) describen vectores de AAV
diseñados para expresar ARN antisentido dirigido contra virus
infecciosos tales como HIV o Virus del Herpes Simplex. No obstante,
estos autores no informaron sobre ninguno de los títulos de sus
soluciones de partida de AAV. Además, empaquetaron sus vectores
utilizando un plásmido de empaquetamiento Ori análogo al utilizado
por Tratschin y col. (1.984b, 1.985) que contenía el fragmento Ba1A
del genoma de AAV y por lo tanto su plásmido de empaquetamiento
contenía secuencias del vector AAV que tenían homología con las
secuencias de AAV que estaban presentes en sus constructos
vectores. Esto también conducirá a la generación de AAV de tipo
salvaje. Así, Chaterjee y col., y Wong y col., utilizaron sistemas
de empaquetamiento conocidos por proporcionar sólo títulos bajos y
que pueden conducir a la generación de genomas de AAV de tipo
salvaje debido a la homología de solapamiento del vector y las
secuencias de empaquetamiento.
En otros informes se ha descrito el uso de
vectores de AAV para expresar genes en linfocitos humanos
(Muro-Cacho y col., 1.992, J. Immunotherapy,
11:231-237) o en una línea celular de
leucemia eritroide humana (Walsh y col., 1.992, Proc. Natl.
Acad. Sci. USA, 89:7257-7261) con
vectores basados en el plásmido vector pSub201 y el plásmido de
empaquetamiento pAAV/Ad. De nuevo, no se informó sobre los títulos
de las soluciones de partida y eran aparentemente bajos debido a
que se utilizó un gen marcador selectivo para identificar aquellas
células que habían sido transducidas con éxito con el vector.
Se informó sobre la transducción de las células
epiteliales de las vías respiratorias humanas, desarrolladas in
vitro a partir de un paciente con fibrosis quística, con un
vector de AAV que expresaba el gen neo marcador selectivo a
partir del promotor p_{5} de AAV (Flotte y col., 1.992, Am. J.
Respir. Cell. Mol. Biol. 7:349-356). En
este estudio el vector AAVneo era empaquetado en partículas
de AAV utilizando el plásmido de empaquetamiento pAAV/Ad. Hasta el
70% de las células del cultivo pudieron ser transducidas para la
resistencia a la geneticina y la proporción de
partícula-a-transducción era similar
a la referida por Samulski y col., (1.989). Así para obtener una
transducción del 70% de las células, se requería una multiplicidad
de hasta varios cientos de partículas de vector por célula. La
transducción de las células epiteliales de las vías respiratorias
humanas en cultivo in vitro utilizando un vector de
transducción de AAV que expresaba el gen CFTR a partir del promotor
ITR de AAV mostraba que las células podían ser corregidas
funcionalmente para el defecto electrofisiológico en la función del
canal de cloruro que existe en las células de los pacientes con
fibrosis quística (Egan y col., Nature, 1.992,
358:581-584; Flotte y col., J. Biol.
Chem. 268:3781-
3790).
3790).
Los estudios anteriormente citados sugieren que
los vectores de AAV pueden tener una utilidad potencial como
vectores para el tratamiento de enfermedades humanas mediante
terapia génica. Sin embargo, la capacidad para generar suficientes
cantidades de vectores de AAV ha sido una grave limitación del
desarrollo de la terapia génica en humanos utilizando vectores de
AAV. Un aspecto de esta limitación también ha dado como resultado
la ausencia previa de cualquier estudio en el que se utilicen
vectores de AAV en modelos animales in vivo. Esto es
generalmente reflejo de la dificultad asociada con la generación de
cantidades suficientes de soluciones de partida del vector de AAV
que tienen un título suficientemente elevado para ser útil en el
análisis de la liberación in vivo y la expresión génica. Uno
de los factores limitantes para la terapia génica de AAV ha sido la
relativa ineficacia de los sistemas de empaquetamiento de vectores
que se han utilizado. Debido a la carencia de líneas celulares que
expresan las funciones complementadoras en trans de AAV,
tales como rep y cap, se ha logrado el
empaquetamiento de los vectores de AAV en células infectadas con
adenovirus mediante transfección simultánea de un plásmido de
empaquetamiento y un plásmido vector. La eficacia de este
procedimiento puede estar limitada por la eficacia de transfección
de cada uno de los constructos plasmídicos, y por el nivel de
expresión de las proteínas Rep a partir de los plásmidos de
empaquetamiento descritos hasta la fecha. Cada uno de estos
problemas parece corresponderse con las actividades biológicas de
las proteínas Rep de AAV. Además, como se ha observado antes, todos
los sistemas de empaquetamiento descritos antes tienen la capacidad
de generar AAV de tipo salvaje por recombinación.
La carencia de líneas celulares que expresen
establemente Rep funcional refleja aparentemente una función
citotóxica o citostática de Rep como se demuestra mediante la
inhibición por Rep de la formación de colonias resistentes a
neo (Labow y col., 1.987; Trempe y col., 1.991). Esto también
parece estar relacionado con la tendencia de Rep a invertir el
fenotipo inmortalizado en células cultivadas, que ha hecho
extremadamente difícil la producción de líneas celulares que
expresan establemente Rep funcional. Se han realizado numerosos
intentos para generar líneas celulares que expresen Rep. Mendelson y
col., (1.988, Virology, 166:154-165)
informaron sobre la obtención en una línea celular de un nivel algo
bajo de la expresión de AAV Rep52 pero no de proteína Rep78 o Rep68
tras la transfección estable de HeLa o células 293 con plásmidos
que contienen el gen rep de AAV. Debido a la ausencia de las
proteínas Rep78 y Rep68, el vector no podía ser producido en la
línea celular. Otra línea celular elaboraba una cantidad apenas
detectable de Rep78 que no era funcional.
Vincent y col. (1.990, Vaccines 90,
Cold Spring Harbor Laboratory Press, pág. 353-359)
intentaron generar líneas celulares que contenían los genes
rep y cap de AAV a partir de los promotores de AAV
normales, pero estos intentos no tuvieron éxito debido a que los
vectores estaban contaminados con 100 veces más partículas de AAV
de tipo salvaje o debido a que los vectores eran producidos sólo a
títulos muy bajos de menos de 4 x 10^{3}.
En un enfoque alternativo, Lebkoswski y col.
(Patente de los Estados Unidos 5.173.414, expedida en 22 de
Diciembre de 1.992) construyeron líneas celulares que contenían
vectores de AAV en un plásmido episómico. Estas líneas celulares
podían ser infectadas después con adenovirus y transfectadas con las
funciones de AAV complementadoras en trans rep y
cap para generar preparaciones de vector de AAV. Se
reivindica que esto permite producir títulos superiores de
soluciones de partida de AAV. Sin embargo, en los ejemplos
mostrados, la única información relativa al título que se muestra es
que una línea celular humana, K562, podía ser transducida sólo a
eficacias del 1% o menos, lo que no indica la producción de títulos
elevados de cualquier vector de AAV. En este sistema el vector se
porta en forma de episoma (constructo no integrado), y se establece
que no se prefieren las copias integradas del vector.
El enfoque para el empaquetamiento de los
vectores de AAV descrito por Lebkowski y col., 1.992, tiene diversos
aspectos no deseables. Primero, mantener el vector en forma de un
plásmido episómico de elevado número de copias, no integrado en una
línea celular no es deseable debido a que el número de copias por
célula no puede ser controlado rigurosamente y es mucho más probable
que el ADN episómico experimente una transposición que conduzca a
la producción de vectores defectuosos. Segundo, en este sistema, el
vector debe ser empaquetado infectando la línea celular con
adenovirus e introduciendo un plásmido que contenga los genes
rep y cap de AAV. El plásmido utilizado por Lebkowski
y col., 1.992 era de nuevo pBa1 que, como se ha observado antes,
tiene homología de solapamiento con las secuencias ITR del vector y
producirá la generación de AAV de tipo salvaje. Tercero, en el
plásmido de empaquetamiento pBa1 utilizado por Lebkowski y col.,
1.988, 1992, el gen rep es expresado fuera de su promotor
p_{5} homólogo y de ese modo es autorregulado negativamente y por
lo tanto es probable que la expresión de rep esté
limitada.
El problema de los niveles subóptimos de
expresión de rep tras la transfección con el plásmido puede
estar relacionado con otra actividad biológica de estas proteínas.
Existe evidencia (Tratschin y col., 1.986, Mol. Cell. Biol.
6:2884-2894) de que las proteínas Rep de AAV
infrarregulan su propia expresión a partir del promotor p_{5} de
AAV que ha sido utilizado en todos los constructos de
empaquetamiento descritos previamente tales como pAAV/Ad (Samulski
y col., 1.989) o pBa1 (Lebkowski y col., 1.988, 1.992)
Uno de los desafíos básicos para la terapia
génica ha sido el desarrollo de estrategias para la transducción de
células y tejidos que no pueden ser fácilmente manipulados ex
vivo o que no se están dividiendo activamente. Los vectores de
AAV pueden lograr la transferencia génica in vivo en el
tracto respiratorio, por ejemplo, pero unos títulos elevados son
críticos de manera que permitan una multiplicidad suficientemente
elevada de vector para la liberación en un volumen tan pequeño como
sea posible. Esto hace que la metodología de empaquetamiento óptima
tenga una importancia central en la determinación de la viabilidad
de una terapia génica basada en AAV. Las líneas celulares de
empaquetamiento de AAV libres de coadyuvante, estables, han sido
difíciles de encontrar, debido principalmente a la actividad de la
proteína Rep, que infrarregula su propia expresión e invierte la
inmortalización celular. Los enfoques descritos en esta invención
evitan eficazmente estos problemas y han permitido mejoras
sustanciales en la eficacia del empaquetamiento.
El uso de un promotor HIV-LTR
para expresar elevados niveles de proteínas Rep de AAV ha sido
referido en otra parte (Antoni y col., 1.991), pero la aplicación
de este sistema de expresión al empaquetamiento de vectores de AAV
recombinante es un nuevo progreso. De hecho, no se ha demostrado
previamente que los niveles de expresión de Rep sean limitantes en
el procedimiento de empaquetamiento del vector de AAV por
transfección simultánea. El hecho de que se logre un incremento de
100 veces en el título de empaquetamiento incrementando la
expresión de Rep proporciona una evidencia directa de que los
niveles de Rep son limitantes en esta circunstancia. El hecho de que
la transfección simultánea con pARtat no incrementara adicionalmente
la eficacia del empaquetamiento puede indicar que (1) el nivel de
expresión del promotor de HIV en las células 293 fuera maximizado
incluso en ausencia de tat o (2) que los niveles de Rep logrados
solo con pRS5 eran suficientes para asegurar que la expresión de
Rep ya no era limitante para la eficacia del empaquetamiento. Ahora
resultaría obvio que se pueden utilizar otros promotores distintos
de AAV para generar Rep en plásmidos de empaquetamiento análogos a
pRS5.
Del mismo modo, se conoce el fenómeno del rescate
de los genomas de AAV recombinante integrados (Tratschin y col.,
1.985; Flotte y col., 1.993a), pero nunca antes se ha aplicado para
producir una línea celular productora de vectores como se describe
aquí.
La eficacia de empaquetamiento global del sistema
de la línea celular del vector pRS5 era de al menos 10^{4}
partículas por célula de empaquetamiento, lo que será más que
suficiente para permitir la producción de reactivos para vectores
recombinantes de AAV de grado clínico. La generación de AAV de tipo
salvaje no ha sido observada con este método, lo que es una ventaja
adicional sobre la mayor parte de los métodos de transfección
simultánea. Estas mejoras hace factible la producción de vectores
de AAV recombinantes de grado clínico para su uso en la terapia
génica.
Aquí se describen procedimientos y constructos
que permiten la producción de títulos elevados de vectores de AAV
en ausencia de generación de AAV de tipo salvaje.
Por consiguiente, una realización de la invención
es un procedimiento para la generación de títulos elevados de
vectores de AAV recombinante que comprende:
(a) proporcionar células que contienen al menos
una copia intacta de un vector de AAV recombinante integrado
establemente, donde el vector de AAV está constituido por regiones
de repetición terminal invertida (ITR) de AAV y un promotor de la
transcripción conectado operablemente a un polinucleótido diana, y
donde la expresión del gen rep es limitante en dichas
células;
(b) proporcionar un plásmido de empaquetamiento
de AAV que permite la expresión del producto del gen rep,
donde en el plásmido el gen rep está conectado operablemente
a un promotor heterólogo, y donde el plásmido de empaquetamiento
carece de homología de solapamiento con las secuencias de AAV del
vector de la célula proporcionada en (a);
(c) insertar el plásmido de empaquetamiento de
AAV en la célula e incubar la célula en condiciones que permitan la
replicación de AAV; y
(d) aislar los vectores de AAV recombinante
producidos en la etapa (c).
Están incluidos en esta realización los
procedimientos en los que el promotor del plásmido de
empaquetamiento al cual está conectado operablemente Rep es
HIV-LTR, y aquellos procedimientos en los que el
plásmido de empaquetamiento es pRS5.
También están incluidos en esta realización los
procedimientos en los que el polinucleótido diana codifica un
polipéptido que puede funcionar como regulador de la conductancia
transmembrana de la fibrosis quística (CFTR).
Otra realización de la invención es un sistema de
empaquetamiento para la generación de títulos elevados de vectores
de AAV recombinante que comprende:
(a) células que contienen al menos una copia
intacta de un vector de AAV recombinante integrado establemente,
donde el vector de AAV está constituido por regiones de repeticiones
terminales invertidas (ITR) de AAV y un promotor de la transcripción
conectado operablemente a un polinucleótido diana, y donde la
expresión del gen rep es limitante en dichas células; y
(b) un plásmido de empaquetamiento de AAV que
permite la expresión del producto del gen rep, donde en el
plásmido el gen rep está conectado operablemente a un
promotor heterólogo, y donde el plásmido de empaquetamiento carece
de homología de solapamiento con las secuencias de AAV del vector de
la célula proporcionada en (a).
Otra realización más de la invención es un
plásmido de empaquetamiento para su uso en la producción de la
generación de títulos elevados de vectores de AAV recombinante que
permiten la expresión del producto del gen rep, donde el
plásmido está constituido por el gen rep conectado
operablemente a un promotor heterólogo.
La Figura 1 es un diagrama del ciclo vital de
AAV.
La Figura 2 es un esquema que muestra la
producción del plásmido de empaquetamiento pRS5, y la relación del
promotor HIV-LTR y la secuencia codificadora de los
genes rep y cap de AAV2.
La Figura 3 es un reproducción a medio tono de
hibridaciones Southern de muestras de ADN de extracción Hirt que
muestra genomas AAV-neo intactos rescatables en
líneas celulares estables.
La Figura 4 es una reproducción a medio tono de
hibridaciones puntuales que comparan la detección de neo en
el control y en genomas AAV-neo empaquetados.
La Figura 5 es una reproducción a medio tono de
hibridaciones Southern de muestras de ADN de extracción Hirt que
muestra el rescate del vector CFTR de AAV (TRF42)^{-} de
clones productores del vector en las células 293.
La Figura 6 es un gráfico del porcentaje de
células de carcinoma de pulmón teñidas para el marcador CD44, como
se determina mediante tinción con anticuerpos y análisis FACS.
Los vectores de AAV tienen relevancia para la
terapia génica en humanos, concretamente para enfermedades tales
como la fibrosis quística y la anemia de las células falciformes.
La invención descrita aquí proporciona métodos y materiales para su
uso en la producción de títulos elevados de vectores de AAV
recombinante para su utilización en la terapia génica.
En la práctica de la presente invención se
emplearán, a menos que se indique de otro modo, mecanismos
convencionales de la biología molecular, la microbiología, la
recombinación de ADN, y la inmunología, que están dentro del
criterio lógico de la técnica. Tales mecanismos se explican
detalladamente en la literatura. Ver, v.g., Sambrook,
Fritsch, y Maniatis, Molecular Cloning: A Laboratory Manual,
Segunda Edición (1.989), Oligonucleotide Synthesis (M.J. Gail Ed.,
1.984), Animal Cell Culture (R.I. Freshney, Ed., 1.987), la
serie Methods in Enzimology (Academic Press, Inc.); Gene
Transfer Vectors for Mammalian Cells (J.M. Miller y M.P. Calos
eds. 1.987), Handbook of Experimental Immunology, (D.M. Weir
and C.C. Blackwell, Eds.), Current Protocols in Molecular Biology
(F.M. Ausubel, R. Brent, R.E. Kingston, D.D. Moore, J.G. Siedman,
J.A. Smith, y K. Struhl, eds., 1.987), y Current Protocols in
Immunology (J.E. Coligan, A.M. Kruisbeek, D.H. Margulies, E.M.
Shevach y W. Strober, eds.,
1.991).
1.991).
La generación de títulos elevados de vectores de
AAV recombinante de polinucleótidos heterólogos que requieren
transcripción se completa mediante el siguiente método.
En el método se proporcionan células clonadas que
contienen un plásmido vector de AAV adecuado. El plásmido vector de
AAV adecuado está constituido por las regiones ITR de AAV y un
promotor de la transcripción conectado operablemente a un
polinucleótido diana. El promotor de la transcripción que está
conectado al polinucleótido diana permite la formación de
transcritos, e incluye, por ejemplo, promotores que no son de AAV
así como promotores de AAV tales como p_{5}, p_{19}, p_{40},
y promotores ITR de AAV. Los productos de la transcripción y/o la
traducción del polinucleótido diana encuentran uso,
preferiblemente, en la terapia génica. Así, entre los
polinucleótidos diana se incluyen genes para ser liberados para la
terapia génica, por ejemplo, aquellos que codifican cadenas de la
subunidad codificadora de la hemoglobina, de enzimas, de proteínas
tales como el regulador de la conductancia transmembrana de la
fibrosis quística (CFTR), y similares. Los polinucleótidos diana
también pueden ser polinucleótidos que cuando se transcriben tienen
actividad como moléculas anti-sentido, como
reclamos que se unen a factores de transcripción o traducción, como
ribozimas, y similares.
Una característica requisito de las células
clonadas proporcionadas para el método es que contienen al menos
una copia intacta del plásmido vector de AAV que se integra
establemente en la célula y puede ser rescatada por infección de la
célula transfectada con un virus coadyuvante tal como adenovirus
cuando también se proporcionan las funciones rep o
rep y cap de AAV complementarias.
En los ejemplos mostrados más abajo los autores
de la presente invención han utilizado el vector AAVneo en el que
la selección inicial de la línea celular que contiene el vector se
realizaba mediante selección con geneticina. No obstante, debe ser
obvio para un experto en la técnica que para generar líneas
celulares que contengan un vector, tal como un vector de AAV que
contenga un gen CFTR, en el que no está incluido un marcador
selectivo, es sencillo transfectar las células conjuntamente con el
plásmido vector deseado y un segundo plásmido que contenga el
marcador selectivo. Tras la selección de los clones celulares
basándose en el marcador selectivo, sería obvio utilizar el rastreo
directo para identificar fácilmente aquellos de los que se puede
rescatar un vector a un título elevado. Un ejemplo de esto es
referido por Flotte y col. (1.992a), aunque en ese ejemplo las
células eran rescatadas por infección con virus AAV y adenovirus.
Como informaron Flotte y col. (1.993a), también se podían obtener
líneas celulares productoras que contenían un vector de AAV
rescatable que no contenían un marcador seleccionable en el vector.
En ese ejemplo, los plásmidos vectores de AAV comprendían
constructos que contenían el ADNc de CFTR humano conectado
operablemente a un promotor de AAV constituido por las ITR. Las
líneas celulares que contienen copias de estos vectores integradas
establemente eran derivadas mediante transfección simultánea de la
línea celular epitelial humana IB-3 con el plásmido
vector de AAV-CFTR y un segundo plásmido que
contenía el marcador seleccionable neo. Tras la selección de
las colonias en geneticina, se obtenían clones individuales que
contenían el vector integrado establemente a partir del cual el
vector podía ser rescatado mediante la posterior infección con
adenovirus coadyuvante y partículas de AAV de tipo salvaje. Esto
permite claramente la generación de clones que tienen copias
integradas establemente de un vector en el que el propio vector no
tiene un marcador seleccionable.
En el método también se incluye proporcionar un
plásmido de empaquetamiento complementador a partir del cual se
pueden expresar las proteínas Rep o Rep y Cap a partir de los genes
rep o rep y cap. El plásmido de
empaquetamiento carece de homología de solapamiento con secuencias
del vector entre e incluyendo las secuencias ITR de AAV. Por otra
parte, la combinación del plásmido de empaquetamiento y el vector
no puede rendir un genoma de AAV completo. En el ejemplo mostrado
más abajo, las secuencias de 120 nucleótidos de longitud entorno al
promotor p_{5} de AAV están ausentes del plásmido de
empaquetamiento y el vector. Además, en el plásmido de
empaquetamiento el gen rep no es transcrito a partir del
promotor p_{5} de AAV, en su lugar está conectado operablemente a
un promotor de la transcripción heterólogo que no está fuertemente
autorregulado de un modo negativo por la expresión a partir
\hbox{de rep .}
En el ejemplo preferido de plásmido de
empaquetamiento, tal como pRS5, los autores de la presente invención
han utilizado HIV-LTR como promotor heterólogo pero
se puede utilizar cualquier promotor heterólogo, y preferiblemente
un promotor constitutivo o inducible. El HIV-LTR es
un ejemplo de ambos tipos de promotor. Generalmente, este promotor
es inducible a un nivel de expresión muy elevado mediante la acción
de la proteína tat. No obstante, en el ejemplo preferido mostrado
aquí, el promotor HIV-LTR muestra niveles elevados
de expresión constitutiva de rep cuando se utiliza en
células 293. Esto se debe a que las células 293 expresan el
producto génico EIA de adenovirus que se sabe que transactiva el
promotor HIV-LTR. Así, en las células 293 (que son
la línea célula preferida para establecer células que contengan
vectores) la transactivación adicional del promotor
HIV-LTR en pRS5 puede no ser necesaria para obtener
un nivel máximo de expresión de rep funcional. Si las líneas
celulares productoras de vectores se elaboran en otras células,
puede ser deseable la transactivación de pRS5, mediante la adición
de un plásmido de expresión tat tal como pARtat (Antoni y col.
1.991). Tales líneas celulares podrían incluir cualquiera de las
líneas celulares humanas tales como HeLa, A549, KB, Detroit, WI38 o
cualquiera de las líneas celulares en las que se puedan expresar
funciones coadyuvantes apropiadas. Cuando se utiliza un adenovirus
humano como coadyuvante, este también podría incluir la línea
celular de mono deseada, VERO. Alternativamente, si se utilizan
herpesvirus o poxvirus tales como vaccinia o avipox para
proporcionar la función coadyuvante, puede bastar cualquier línea
celular de humano, roedor o simio apropiada como célula productora
de vector.
El plásmido de empaquetamiento pRS5 sirve como
modelo de un promotor o bien inducible o bien constitutivo. Sería
obvio para un experto en la técnica que se pueden utilizar muchos
otros promotores inducibles o constitutivos en el constructo del
plásmido de empaquetamiento. La primera característica del plásmido
de empaquetamiento es que no contiene el promotor p_{5} de AAV de
tipo salvaje y por lo tanto no está fuertemente autorregulado
negativamente por rep. Entre los ejemplos de tales
promotores estarían las mutaciones del promotor p_{5} de tipo
salvaje que eliminan la homología con el promotor de tipo salvaje
parental o que inactiva los elementos reguladores negativos de este
promotor tal como la región YYI del promotor p_{5}. Entre los
ejemplos de los promotores inducibles se incluyen: los promotores
inducibles por iones metálicos tales como el promotor de la
metalotioneína; los promotores inducibles por hormonas esteroides
tales como el promotor MMTV; o el promotor de la hormona del
crecimiento; los promotores que serían inducibles por el virus
coadyuvante tal como el promotor génico temprano de adenovirus
inducible por la proteína EIA de adenovirus, o el promotor tardío
principal de adenovirus; el promotor de herpesvirus inducible por
las proteínas de herpesvirus tales como VP16 o 1CP4 o los
promotores inducibles por vaccinia o poxvirus o los promotores
inducibles por una ARN polimerasa de poxvirus o un promotor
bacteriano tal como el del fago T7 que sería inducible por una ARN
polimerasa de poxvirus o un promotor bacteriano tal como el de la
ARN polimerasa de T7.
Existen muchos promotores constitutivos fuertes
que serán adecuados para su uso como promotor heterólogo para la
expresión de rep en el plásmido de empaquetamiento,
incluyendo el promotor tardío principal de adenovirus, el promotor
temprano inmediato de citomegalovirus, el promotor de acción
\beta, o el promotor de la \beta-globina.
También se podrían utilizar los promotores activados por la ARN
polimerasa III.
La eficacia del plásmido de empaquetamiento para
la complementación de las funciones Rep y Cap para el plásmido
vector de AAV puede ser sometida a ensayo utilizando vectores de
expresión de AAV que carezcan de la función Rep y/o Cap, y además
contengan un marcador. Tales vectores de expresión son conocidos en
la técnica, y entre ellos se incluyen, por ejemplo, el constructo
pAAVp_{5}neo (Flotte y col., 1.992). En los Ejemplos el
pAAVp_{5}neo fue utilizado como un constructo vector para someter
a ensayo cada uno de los mecanismos de empaquetamiento descritos
puesto que podía ser titulado para el número de partículas tanto
mediante hibridación puntual del ADN (Samulski y col., 1.989) como
mediante títulos de transducción de neo.
El plásmido de empaquetamiento es introducido en
células que contienen el plásmido vector de AAV integrado mediante
cualquier mecanismo adecuado conocido en la técnica, incluyendo,
por ejemplo, transfección, electroporación, y similares. Tras la
introducción del plásmido de empaquetamiento, las células se hacen
crecer durante 3 a 5 días en condiciones que permitan la replicación
de AAV, se preparan los productos lisados, y las partículas de
vector de AAV recombinante se purifican mediante mecanismos
conocidos en la técnica.
Los ejemplos presentados más abajo se
proporcionan como una guía adicional para el practicante experto en
la técnica, y no se pretende que sean limitantes de la invención en
modo alguno.
El plásmido pRS5 de la línea celular de E.
coli DH5 (E. coli::cepa pRS5) fue depositado el 9 de
Noviembre de 1.993 en la American Type Culture Collection (ATCC),
12301 Parklawn Dr., Rockville, Maryland 20852, y ha sido consignado
con el Número de Acceso 69483. La consigna se realizó en los
términos de Tratado de Budapest. Tras la concesión y la
promulgación de esta solicitud como Patente de los Estados Unidos,
toda restricción sobre la disponibilidad de la consigna será
irrevocablemente eliminada; y el acceso a las consignas designadas
será asequible durante la demora de la solicitud anteriormente
mencionada para el que determine el Comisario autorizado para ello
bajo 37 CFR \NAK y 35 USC \NAK 1.22. Por otra parte, las
consignas designadas se mantendrán durante un período de treinta
(30) años desde la fecha de la consigna, o durante cinco (5) años
tras la última petición de la consigna; o durante la vida de la
patente de los Estados Unidos ejecutable, lo que sea más duradero.
Los materiales consignados mencionados aquí tiene la única finalidad
de la conveniencia, y no se requiere poner en práctica la presente
invención en vista de las presentes descripciones.
En el plásmido de empaquetamiento pRS5 se
reemplaza el promotor p_{5} de AAV por un promotor heterólogo de
manera que la expresión del polipéptido del gen rep no
autorregule negativamente su propia síntesis.
El plásmido pSR5 fue construido ligando el
fragmento HindIII a SphI grande (5 kb) del plásmido pHIVrep
anteriormente descrito (Antoni y col., J. Virol.,
65:396-404) (conteniendo el promotor
HIV-LTR y las secuencias del gen rep
incluyendo los nucleótidos de AAV 263 a 1.886 flanqueados por la
secuencia plasmídica de pBR322) con el fragmento HindIII a SphI de
un plásmido denominado pcap1 (conteniendo el gen cap de AAV
desde los nucleótidos 1.886 a 4.491 sin la ITR de AAV flanqueados
de nuevo por las secuencias de pBR322) (ver la Fig. 2). Tras la
ligadura de estos dos fragmentos se produjo un plásmido de
empaquetamiento, pRS5 en el que el gen rep de AAV (proteínas
Rep 68 y 78) es transcrito a partir del promotor
HIV-LTR transcribiendo los promotores p_{19} y
p_{40} de AAV internos los productos Rep más pequeños (proteínas
Rep de 40 kD y 52 kD) y las proteínas de la cápsida,
respectivamente. Así pRS5 contiene la secuencia codificadora de AAV
completa en la secuencia de nucleótidos de AAV desde el nucleótido
263 al 4.491 que incluye la secuencia codificadora rep para
Rep 78 y Rep 68 conectada operablemente al promotor
HIV-LTR heterólogo y expresa Rep 52 y Rep 40 a
partir del promotor p_{19} de AAV y las proteínas de la cápsida
de AAV a partir del promotor p_{40}. El mapa de este constructo se
muestra en la Figura 1.
El constructo pAAVp_{5}neo (Flotte y col.,
1.992) fue utilizado como constructo vector para someter a ensayo
cada uno de los mecanismos de empaquetamiento descritos ya que
podía ser titulado tanto en cuanto al número de partículas mediante
hibridación puntual del ADN (Samulski, y col., 1.989) como mediante
los títulos de transducción de neo.
Se hicieron crecer células 293-31
humanas (Graham y col., 1.967, J. Gen. Virol.,
36:59-72) en Medio Esencial Modificado de
Eagle con suero de ternera fetal al 10% a 37ºC en CO_{2} al 5%.
La línea celular 293 fue utilizada tanto para el empaquetamiento de
preparaciones de vector como para los experimentos de transducción
neo para verificar los títulos de transducción
neo.
Se utilizó el constructo pRS5 para empaquetar el
plásmido vector pAAVp_{5}neo mediante transfección simultánea en
células 293 infectadas con adenovirus de tipo 5 (Ad5) (Flotte y
col., 1.992). Se infectaron un total de diez placas de 10 cm
conteniendo cada una 2 x 10^{6} células 293
(semi-confluente) con 2 x 10^{6} p.f.u. de Ad5
(m.o.i. = 1) 1 hora antes de la transfección con 12,5 \mug de cada
uno de pRS5 y pAAVp_{5}neo. Las células fueron incubadas después
durante 3 días a 37ºC antes de la cosecha. Las células fueron
raspadas y reunidas mediante centrifugación a baja velocidad (4.000
rpm x 10 minutos).
El sedimento celular fue resuspendido después en
4 ml de Tris-HCl 10 mM, pH 8,0, lisado mediante
congelación-descongelación tres veces, empujado a
través de una aguja de 25 g varias veces para disminuir la
viscosidad, y tratado con nucleasa microcócica (40 \mul de
solución de partida 300 \mu/\mul, incubado a 37ºC x 20 minutos,
y después a 4ºC durante 10 minutos. Luego se añadió CsCl hasta una
densidad final de 1,41 g/cc. Cada tubo fue cubierto con 0,5 a 1,0
ml de aceite mineral y centrifugado en un rotor de cubeta oscilante
(SW50) a 35.000 rpm a 4ºC durante 12 horas.
Las fracciones seriadas de 0,5 ml fueron
recogidas después y cada una fue titulada mediante hibridación
puntual del ADN (Samulski y col., 1.989), con diluciones a la
décima de cada fracción transferidas sobre filtros de nitrocelulosa
e hibridadas con una sonda de ADN marcada con P^{32} preparada a
partir de un fragmento del gen neo de 2,3 kb utilizando el
estuche de cebado al azar de Boehringer-Mannheim.
Las fracciones seleccionadas fueron sometidas a diálisis después
frente a solución salina equilibrada de Ringer, pH 7,4, y
conservadas a -20ºC para su uso en experimentos de titulación de la
transducción.
Las soluciones de partida de vector
AAV-neo producidas como se ha esbozado antes fueron
tituladas en células 293-31 infectando las células
293-31 a multiplicidades de partícula crecientes
diez veces que oscilaban entre 10 y 1.000 partículas por célula. En
cada caso las células fueron sembradas en pocillos de
microtitulación a 10^{4} células por pocillo, y después infectadas
durante 2 horas por inoculación directa del vector en el medio. Las
células de cada pocillo fueron después tratadas con tripsina 24
horas más tarde y cultivadas en placa sobre placas de
4-100 mm. Tres placas de cada grupo fueron
seleccionadas después en G418 a una dosis de 200 \mug/ml (activo,
empezando 48 horas después de la infección original). La cuarta
placa de cada grupo se hizo crecer sin G418 como control de la
eficacia del cultivo en placa. Las células fueron seleccionadas
durante 10 a 14 días, y después teñidas con Rojo Safranina. Se
contaron las colonias resistentes a geneticina y se determinó la
frecuencia de transducción dividiendo el número medio de colonias
del gen en cada grupo por el número de colonias observadas en la
placa de control de la eficacia del cultivo en placa. Después se
definió una unidad de transducción (t.u.) en este análisis como el
volumen de inóculo por célula requerido para transducir el 63% de
las células para la resistencia a la geneticina.
En la Tabla 1 (experimentos 1 a 3) se muestran
los resultados de las titulaciones por hibridación puntual del ADN
de las preparaciones de partículas AAV-neo
producidas mediante el mecanismo de transfección simultánea pAAV/Ad
establecido anteriormente y una transfección simultánea con pRS5
paralela.
\dotable{\tabskip\tabcolsep#\hfil\+#\hfil\tabskip0ptplus1fil\dddarstrut\cr}{ ^{a} \+ \begin{minipage}[t]{145mm} Las preparaciones de vector fueron derivadas como sigue. Todas las preparaciones de vector representan el vector AAVneo derivado del plásmido vector pAAVp _{5} neo (pSA206). En los experimentos 1, 2, y 3 la preparación de vector fue derivada por infección de células 293 con aadenovirus como coadyuvante e infección simultánea de las células infectadas con el plásmido vector pAAVp _{5} neo (pSA206) y el plásmido de empaquetamiento era pAAV/Ad, pRS5 o pRS5 más pARtat según se indique. En el experimento 4 el vector se obtenía por rescate de un vector integrado a partir de la línea celular neo4-6 mediante transfección de la línea celular con el plásmido de empaquetamiento pRS5 en presencia de un adenovirus 5 infectante como coadyuvante. La línea celular neo4-6 fue derivada por transfección de células 293 con el plásmido vector pAAVp _{5} neo (pSA206) y selección con el antibiótico G418 (geneticina) para la resistencia a la geneticina. Todas las preparaciones de vector fueron purificadas mediante formación de bandas en CsCl.\end{minipage} \cr ^{b} \+ \begin{minipage}[t]{145mm} Las preparaciones de vector purificadas fueron analizadas para determinar el título de partículas mediante análisis de hibridación puntual.\end{minipage} \cr}
Los resultados de la Tabla 1 muestran que los
títulos logrados con el constructo pRS5 introducido por
transfección simultánea (experimento 4) eran aproximadamente cinco
a diez veces superiores a los obtenidos utilizando el plásmido de
empaquetamiento pAAV/Ad. La adición del gen
trans-activador de la transcripción de HIV (tat)
mediante tri-transfección daba como resultado muy
poca eficacia de empaquetamiento adicional. En el experimento
mostrado en la Figura 3, sólo había un incremento del 30% en el
título de partículas de la fracción de título máxima, desde 3,0 x
10^{10} con pRS5 solo a 4,0 x 10^{10} con pRS5 + pARtat.
Basándose en estos resultados, parecía muy probable que los niveles
de expresión de rep y cap no fueran más tiempo
limitantes de este mecanismo.
El experimento de las Figura 3 se realizó como
sigue.
En este ejemplo, un cultivo de 2 x 10^{6}
células 293 humanas fue transfectado con 5 microgramos del plásmido
vector de AAV pAAVp_{5} neo (pSA206). Las colonias individuales
fueron seleccionadas en cuanto a la resistencia a la geneticina
utilizando 200 microgramos de G418 activo
(Ginco-BRL) por ml de medio, comenzando 48 horas
después de la transfección. Las colonias resistentes a G418
individuales fueron aisladas con cilindros de clonación estériles y
expandidas en líneas celulares estables. A partir de varias de
estas líneas celulares, se infectaron 2 x 10^{6} células tanto con
adenovirus de tipo 5 (moi=2) como con AAV2 de tipo salvaje (moi=2).
Cuarenta y ocho horas más tarde, se seleccionó ADN de bajo peso
molecular utilizando el procedimiento de detergente con alto
contenido de sal de Hirt y se analizó mediante electroforesis en
gel de agarosa al 0,7% y transferencia Southern con una sonda de
ADN neo marcada con P^{32} cebada al azar. Los resultados
de la hibridación por transferencia Southern del ADN extraído
mediante Hirt se muestra en la Figura 3.
La Figura muestra que a partir de 7 a 8 líneas
celulares individuales examinadas (pistas A a G), se podía rescatar
la secuencia del vector y se podía replicar. La pista H muestra un
ejemplo de una línea celular resistente a la geneticina a partir de
la cual no se podía rescatar el vector.
Se indican las especies replicantes
intracelulares esperadas de los genomas del vector (RFm para la
forma replicante dúplex monomérica y RFd para la forma replicante
dimérica dúplex) y los genomas de hebra sencilla (SS). En al menos 6
de los 8 ejemplos (pistas A a D y Pistas F y G) se rescataron copias
del vector no transpuestas.
Tras mejorar la expresión de los genes rep
y cap de AAV con el constructo pRS5, los autores de la
presente invención buscaron mejorar adicionalmente la eficacia del
empaquetamiento produciendo poblaciones de células uniformes que
contenían copias integradas pero rescatables del genoma del vector
AAV-neo. La combinación de transfección con pRS5 de
rep y cap con la adición estable del vector
pAAVp_{5}neo a las líneas celulares daba como resultado una
mejora significativa de la eficacia de empaquetamiento.
Las líneas celulares eran producidas
transfectando AAV-p_{5}neo mediante infección
tanto con AAV2 de tipo salvaje como Ad5 a una m.o.i. de 5 para cada
virus. La extracción Hirt fue utilizada para aislar el ADN viral
replicante, y estas muestras de ADN fueron analizadas por
electroforesis e hibridación por transferencia Southern utilizando
una sonda neo marcada con P^{32}. Como se muestra en la
Figura 3, los recombinantes AAV-neo rescatables
estaban presentes en casi todas estas líneas celulares. El patrón
de estas bandas, como se esperaba, incluía hebras sencillas (banda
borrosa cerca de la parte superior del gel), monómeros dúplex de
2,7 kb de tamaño, dímeros de 5,4 kb, formas multiméricas más
grandes.
Dos líneas celulares elaboradas de una manera
similar y denominadas neo4-6 y
neo4-9 fueron construidas y utilizadas para
posteriores experimentos de empaquetamiento. Se realizó una
comparación directa entre la transfección simultánea de pRS5 y
pAAVp_{5}neo en células 293 y la transfección individual de pRS5
en líneas celulares tanto neo4-6 como
neo4-9. Como se muestra en la Tabla 1, la línea
celular neo4-6 producía títulos de
AAV-neo empaquetado que eran 2,6 x 10^{11}. Este
título de partículas representaba una mejora de varias veces sobre
el método de transfección simultánea de las células 293, y rendía
los títulos más elevados de cualquier método o combinación de
métodos utilizados. El título de partículas total de casi 2,6 x
10^{11} partículas se lograba empezando con 2 x 10^{7} células
y por tanto representa un rendimiento de 10^{4} partículas por
célula.
Los análisis anteriores se basan todos en un
mecanismo de ADN/hibridación puntual que también podría detectar
teóricamente copias de genomas de AAV-neo que no
habían sido empaquetados en partículas de AAV. Los resultados de dos
tipos de experimentos de control excluían esa posibilidad. Primero,
los plásmidos AAVp_{5}neo y pRS5 eran transfectados
simultáneamente en células 293 como antes, pero en ausencia de
infección por Ad5. Los productos lisados de estas células fueron
tratados con cualquiera de las otras preparaciones mencionadas
antes. Como se muestra en la Figura 4, las hibridaciones por
transferencia puntual de control indicaban que las señales
neo reflejaban los genomas AAV-neo
empaquetados.
La hibridación por transferencia puntual del ADN
se realizaba como sigue: Empezando por 50 microlitros de cada
fracción, se realizaron cinco diluciones seriadas a la décima en
PBS. Para lisar los viriones, se añadió 1/10 del volumen (5 \mul)
de NaOH 3 N, y la mezcla se incubó a 65ºC durante 1 hora. Se añadió
un volumen igual (50 \mul) de NH_{4}OAc 2 M, pH 7,0, y el
volumen total de 100 \mul fue transferido a filtros de nailon de
0,45 \mum con un colector de filtración para micromuestras
Schleicher y Schuell Minifold I. Estos filtros fueron hibridados
después con sondas de ADN neo marcadas con P^{32} cebadas
al azar en condiciones normalizadas.
Las diluciones seriadas a la décima de las
soluciones de partida de control preparadas como se ha descrito
antes fueron comparadas con diluciones de una solución de partida
de AAV-neo preparadas mediante transfección con pRS5
de la línea celular neo4-9 tras la infección con
adenovirus (mostrado en la columna A). La columna B muestra la
transfección con pRS5 de la línea celular neo4-9 sin
infección por adenovirus. La columna C muestra la infección por
adenovirus de la línea celular neo4-6 sin
transfección con pRS5. La columna D muestra la infección por
adenovirus de células 293 transfectadas por pSA206 sin transfección
simultánea con pRS5. En ningún caso la célula sobrante o el ADN
plasmídico daba una señal neo significativa. Los resultados
de la Figura 4 muestran que no se encontraba presente señal
AAV-neo detectable en ADN/hibridación por
transferencia puntual de ese experimento, indicando claramente que
el ADN plasmídico no estaba presente en estas preparaciones
purificadas.
Después se realizó una comparación directa del
título de transducción de las soluciones de partida del vector
AAV-neo producidas en el sistema de transfección
plasmídica dual o mediante el rescate del vector a partir líneas
estables. Como se indica en la Tabla 2, la frecuencia de
transducción obtenida con un número equivalente de partículas de
vector producidas en cualquier sistema era similar. Esto indica que
las partículas de vector generadas por el rescate del vector de
líneas celulares estables tenían la misma eficacia biológica y
potencial de transducción que las producidas en la transfección
dual. Así, los vectores rescatados de las líneas celulares no
tenían ninguna alteración biológica significativa.
\dotable{\tabskip\tabcolsep#\hfil\+#\hfil\tabskip0ptplus1fil\dddarstrut\cr}{ ^{a} \+ \begin{minipage}[t]{145mm} La eficacia de transducción de numerosas preparaciones de vectores AAV-neo fue comparada en la línea celular 293.\end{minipage} \cr ^{b} \+ \begin{minipage}[t]{145mm} Las preparaciones de vector fueron derivadas como sigue: Todas las preparaciones de vector representan el vector AAVp _{5} neo derivado del plásmido vector pAAVp _{5} neo. Las preparaciones denominadas neo4-6 y neo4-9 fueron obtenidas mediante rescate de un vector de integración de las líneas celulares 4-6 o 4-9 por transfección de la línea celular con el plásmido de empaquetamiento pRS5 en presencia de un adenovirus 5 infectante como coadyuvante. Las líneas celulares 4-6 y 4-9 fueron derivadas por transfección de células 293 con el plásmido vector pAAVp _{5} neo y selección con el antibiótico G418 (geneticina) en cuanto a la resistencia a geneticina.\end{minipage} \cr \+ \begin{minipage}[t]{145mm}La preparación de vector denominado pRS5 trf fue derivada mediante transfección simultánea directa de células 293 con el plásmido vector pAAVp _{5} neo y el plásmido de empaquetamiento pRS5 en presencia de un adenovirus 5 infectante como coadyuvante. La preparación de vector pRS+tat también era obtenida mediante transfección directa exactamente como para pRS5 trf excepto que la transfección simultánea también incluía el plásmido pARtat, que expresa el activador transcripcional tat de HIV.\end{minipage} \cr ^{c} \+ \begin{minipage}[t]{145mm} Se infectaron cultivos de 10 ^{4} células 293 con 10 ^{5} partículas de preparaciones de vector AAV-neo. Así, cada preparación de vector fue utilizada para infectar las células 293 a una multiplicidad de 10 partículas de vector por célula.\end{minipage} \cr ^{d} \+ \begin{minipage}[t]{145mm}Los cultivos infectados se hicieron crecer después en las condiciones para seleccionar las colonias resistentes a la geneticina. El porcentaje de células 293 transducidas establemente para la resistencia a la geneticina (es decir, la frecuencia de transducción) fue calculado como el número de colonias resistentes a la geneticina del cultivo individual dividido por el número de colonias obtenidas en un cultivo de control no tratado con geneticina.\end{minipage} \cr}
Los resultados anteriores indican que las
modificaciones combinadas descritas aquí pueden rendir incrementos
en los títulos de vector de aproximadamente 50 a 100 veces.
Asimismo, en comparación con los informes publicados previamente
(v.g., Samulski y col., 1.989), este procedimiento puede
proporcionar títulos de partículas de vector de al menos 2 x
10^{11}, que es tres órdenes de magnitud más alto que el logrado
previamente a partir de un número similar de células (es decir,
células 293 humanas desarrolladas en un total de diez placas de
cultivo de células de 10 cm).
Se utilizó un vector AAV-CFTR,
pTRF42, que contenía el ADNc de CFTR expresado a partir de una ITR
de AAV como promotor en ausencia de un marcador seleccionable para
generar líneas productoras de vector estable en la línea celular
293 mediante transfección simultánea con un plásmido pSVneo. Este
vector era rescatable de las líneas celulares estables, y el vector
rescatado estaba intacto y sin reorganizar.
La construcción de pTRF42 ha sido descrita
(Flotte y col. 1.993a, J. Biol. Chem.
268:3781-3790). Este constructo contiene un
vector AAV-CFTR que consta de 145 nucleótidos del
extremo 5' de AAV (la ITR) seguido de un codón de iniciación ATG
(Met) dentro del marco, que lee directamente en la secuencia
codificadora de CFTR desde el aminoácido 1119. El resto del ADNc de
CFTR está intacto hasta el codón de terminación nativo y hasta el
nucleótido 4629 de la secuencia original. Esto está seguido por una
señal de poliadenilación sintética, y después por los nucleótidos
de AAV 4490-4681 (ITR 3'). Cuatro microgramos de
este vector fueron transfectados simultáneamente con un microgramo
del plásmido pSV2neo, en 2 x 10^{6} células 293 humanas, que
después fueron seleccionadas con 200 \mug de G418 activa empezando
48 horas después de la transfección. Los clones resistentes a G418
fueron aislados después con cilindros de clonación y expandidos.
Los clones fueron analizados mediante rescate con AAV2 de tipo
salvaje e infección con Ad5 combinados (moi=2 para cada uno) como
se había realizado para las líneas que contenían el vector neo. Los
extractos de ADN de bajo peso molecular (Hirt) fueron analizados de
nuevo mediante electroforesis en gel de agarosa al 0,7% y
transferencia Southern con una sonda de ADNc de CFTR marcada con
P^{32} cebada al azar. De nuevo, se encontró que las líneas
celulares tenían secuencias del vector intactas, rescatables de los
tamaños pronosticados para las formas replicantes (RF) monoméricas
y diméricas, esto es 4,6 y 9,2 kb, respectivamente. Esto confirmaba
la utilidad del enfoque en el que se utilizaban líneas celulares
que contenían vectores rescatables con el ejemplo clínicamente
significativo de un vector AAV-CFTR.
Los principios y las enseñanzas descritos antes
han sido aplicados para producir ilustraciones adicionales de la
presente invención, algunas de las cuales se describen más abajo,
que demuestran adicionalmente la utilidad de la presente
invención.
Se sometió a ensayo la actividad in vivo
de vectores empaquetados mediante los métodos precedentes
utilizando el gen lacZ que codifica una enzima con actividad
\beta-galactosidasa. El vector AAVp_{5}lacZ fue
elaborado sometiendo a digestión el constructo pAAVp_{5}neo con
HindIII y BamHI y ligando el fragmento grande (que contiene las ITR
de AAV flanqueando el promotor p_{5} y una secuencia de
poliadenilación sintética) con un fragmento HindIII a BamHI de
pSVBgal que contenía el gen lacZ de E. coli. Este constructo
inicial fue modificado después mediante digestión con HindIII y
KpnI, formación de extremos romos con polimerasa de T4
(Boehringer-Mannheim), y ligadura de nuevo del
fragmento grande. Esta manipulación final permitía la eliminación de
un segmento de secuencia intermedio que contenía cuatro codones ATG
fuera del marco con la secuencia codificadora de lacZ. El vector
fue empaquetado después utilizando el plásmido pRS5 como se ha
descrito antes.
Las alícuotas de AAVp_{5}lacZ empaquetado que
contenían 10^{10} partículas en 0,2 a 0,5 ml fueron administradas
mediante inyección intraperitoneal en tres ratones C57BL
destetados. Las alícuotas de la misma solución de vehículo frente a
la cual el vector había sido sometido a diálisis fueron inyectadas
en tres ratones adicionales que servían como controles. El peso de
estos ratones era de aproximadamente 30 g cada uno, con un número
total de células corporales estimado entre 10^{8} y 10^{9}
células. La dosis de vector media por célula estaba, por lo tanto,
entre 10 y 100 partículas por célula, dependiendo del flujo
sanguíneo. Los animales fueron sacrificados cuatro días más tarde
mediante sobredosis de pentobarbital, y las muestras de pared
abdominal, pulmones, hígado, bazo, riñones, y páncreas fueron
recogidas y fijadas en glutaraldehído al 2,5%.
Se realizó un análisis de PCR in situ
sobre secciones de tejido embebidas en parafina de 5 micras,
utilizando cebadores específicos del vector y un sistema de
inmunodetección de digoxigenina-dUTP no radiactiva,
anti-digoxigenina, fosfatasa alcalina como se ha
descrito previamente (Flotte y col., 1.993). Los cebadores fueron
seleccionados de la secuencia lacZ (cebador
5':5'-ACAACTTTAACGCCGTGCGCT-3';
cebador 3':
5'-TGCAGGAGCTCGTTATCGCTA-3'). Tras
un inicio con calor a 82ºC, se realizó una PCR de 40 ciclos con
incorporación directa de dUTP marcado con digoxigenina
(Boehringer-Mannheim) a los productos de reacción.
Los nucleótidos marcados con digoxigenina fueron detectados después
con un anticuerpo anti-digoxigenina con una etiqueta
de fosfatasa alcalina (estuche Genius III,
Boehringer-Mannheim), y una tinción
inmunohistoquímica (NBT, X-fos).
Se examinaron varias secciones de tejidos para
los ratones inyectados con el vector y con el control mediante
microscopia óptica. Las células que contenían el ADN vector estaban
indicadas por un producto de reacción de color púrpura
oscuro-marrón que cubría el núcleo. La tinción se
observaba claramente en secciones de ratones a los que se había
inyectado el vector pero no en las de los controles. El ADN vector
era detectado en todos los tipos de células de los pulmones, así
como en la mayor parte de los hepatocitos y las células
pancreáticas acinares. Tras la absorción por vía linfática, las
partículas del vector habrían entrado en la circulación venosa y
encontrado la circulación pulmonar, que probablemente justifica la
muy eficaz transferencia génica en el pulmón. Tras pasar a través de
la circulación pulmonar a la general, las partículas de vector se
habrían distribuido probablemente más eficazmente a otros órganos
con elevado flujo sanguíneo.
Las secciones seriadas de las mismas muestras de
tejido utilizadas para la detección mediante PCR in situ
fueron teñidas para la actividad B-galactosidasa
con reactivo X-gal (0,2%, 37ºC, 16 horas). Las
secciones de los ratones a los que se había inyectado
AAVp_{5}lacZ fueron comparadas con las de los controles a los que
se había inyectado vehículo. No era detectable actividad
\beta-galactosidasa endógena en los animales de
control en las secciones tomadas de pulmón, bazo, hígado, páncreas,
riñón, o peritoneo.
Las secciones de pulmón mostraban la expresión de
lacZ en segmentos completos de epitelio de las vías respiratorias
de los animales a los que se había inyectado vector pero no de los
controles. En algunas de las vías respiratorias, >75% de las 200
células examinadas estaban teñidas positivamente. Aproximadamente el
25% de las vías respiratorias demostraban este grado de tinción
positiva (4 a 6 vías respiratorias examinadas por secciones, una a
dos secciones por animal), mientras otras regiones del pulmón
tenían niveles inferiores de expresión.
Las secciones de bazo demostraban actividad
\beta-galactosidasa en áreas no linfoides de los
animales a los que se había inyectado vector, pero no de los
controles. Los folículos linfoides del bazo eran esencialmente
negativos. Se observó una tinción poco frecuente en células no
epiteliales de los pulmones o en las células del hígado, la pared
abdominal, y los riñones de los animales tratados con el vector,
mientras no era detectable expresión en el páncreas.
La distribución del ADN vector, como se detectaba
mediante un análisis de PCR in situ, se compara con la
distribución de la actividad \beta-galactosidasa
en la Tabla 3, como sigue (n=3): (- -) sin tinción, (+) células
teñidas con X-gal <1%, (++) 1-25%
de tinción, (+++) >25% de tinción, (nr) no realizado.
La expresión de la actividad
\beta-galactosidasa por lo tanto depende tanto de
la distribución del vector de ADN, como de la especificidad de
tejido del promotor. Por ejemplo, el promotor p_{5} es muy activo
en las células epiteliales de las vías respiratorias, pero es mucho
menos activo en otras células que han sido sometidas a ensayo, tales
como aquellas derivadas del páncreas.
El vector pSacd44, que expresa el marcador de
superficie celular CD44 a partir del promotor p_{5}, fue
subclonado directamente a partir del constructo pSA206
(AAVp_{5}neo). Se determinaron los números de partículas mediante
análisis de hibridación puntual. Con este vector y el plásmido de
empaquetamiento pRS5 fueron transfectadas simultáneamente las líneas
celulares de carcinoma de pulmón H209 y H82. Se sometieron a ensayo
diversas dosis del vector en 4 x 10^{4} células por alícuota.
Cuarenta y ocho a 72 horas después de la transfección, las células
fueron teñidas fluorescentemente para la expresión del gen de la
superficie celular utilizando un anticuerpo
anti-CD44. Las células se hicieron pasar después a
través de un contador celular activado por fluorescencia para
determinar la proporción que estaba teñida positivamente.
Los resultados de este análisis se muestran en la
Figura 6. Los títulos de virus se expresan en unidades de 10^{4};
así, "1000" en el eje horizontal representa 250 partículas de
vector por célula de carcinoma. La elevada frecuencia de expresión
de CD44 se lograba a dosis tan bajas como 100 partículas por
célula.
Claims (13)
1. Un procedimiento para la generación de títulos
elevados de vectores recombinantes de virus adenoasociados (AAV),
comprendiendo el procedimiento incubar una célula en condiciones que
permitan la replicación y el empaquetamiento de AAV, comprendiendo
dicha célula:
- (a)
- al menos una copia intacta de un vector de AAV recombinante integrado establemente en la célula, donde el vector de AAV comprende regiones de repeticiones terminales invertidas (ITR) de AAV y un promotor de la transcripción conectado operablemente a un polinucleótido diana, y donde la expresión del gen rep es limitante para el empaquetamiento en esas células;
- (b)
- un plásmido de empaquetamiento de AAV que permite la expresión del producto del gen rep, donde en el plásmido el gen rep está conectado operablemente a un promotor heterólogo y el plásmido de empaquetamiento carece de homología de solapamiento con las secuencias de AAV del vector (a) de la célula de manera que el plásmido de empaquetamiento y el vector integrado no se pueden recombinar para dar un genoma de AAV completo, por medio del cual se producen vectores de AAV recombinante.
2. Un procedimiento según la reivindicación 1,
donde el promotor heterólogo de (b) es HIV-LTR.
3. Un procedimiento según la reivindicación 1 ó
2, donde el polinucleótido diana codifica un polipéptido regulador
de la conductancia transmembrana de la fibrosis quística (CFTR).
4. Un sistema de empaquetamiento para la
generación de títulos elevados de vectores de AAV recombinante,
comprendiendo el sistema:
- (a)
- células que contienen al menos una copia intacta de un vector de AAV recombinante integrado establemente en la célula, donde el vector de AAV comprende regiones de repeticiones terminales invertidas (ITR) de AAV y un promotor de la transcripción conectado operablemente a un polinucleótido diana y la expresión del gen rep es limitante para el empaquetamiento en esas células; y
- (b)
- un plásmido de empaquetamiento de AAV que permite la expresión del producto del gen rep, donde en el plásmido el gen rep está conectado operablemente a un promotor heterólogo y el plásmido de empaquetamiento carece de homología de solapamiento con las secuencias de AAV del vector de la célula proporcionado en (a) de manera que el plásmido de empaquetamiento y el vector integrado no se pueden recombinar para dar un genoma de AAV completo.
5. Un sistema de empaquetamiento según la
reivindicación 4, donde el promotor heterólogo de (b) es
HIV-LTR.
6. Un sistema de empaquetamiento según la
reivindicación 4 ó 5, donde el polinucleótido diana codifica un
polipéptidos regulador de la conductancia transmembrana de la
fibrosis quística (CFTR).
7. Un plásmido de empaquetamiento para su uso en
la producción de la generación de títulos elevados de vectores
recombinantes de AAV que permite la expresión del producto del gen
rep, donde el plásmido comprende un gen rep conectado
operablemente a un promotor heterólogo y el plásmido de
empaquetamiento carece de homología de solapamiento con las
secuencias de AAV en un vector de AAV recombinante integrado
establemente en una célula de manera que el plásmido de
empaquetamiento y el vector integrado no se pueden recombinar para
dar un genoma de AAV completo, comprendiendo dicha célula al menos
una copia intacta del vector de AAV, donde el vector de AAV
comprende regiones de repeticiones terminales invertidas (ITR) de
AAV y un promotor de la transcripción conectado operablemente a un
polinucléotido diana.
8. Un plásmido de empaquetamiento según la
reivindicación 7, donde el promotor del plásmido de empaquetamiento
al cual está conectado operablemente rep es
HIV-LTR.
9. Una célula para la generación de títulos
elevados de vectores de AAV recombinante, que comprende:
- (a)
- al menos una copia intacta de un vector de AAV recombinante integrado establemente en la célula, donde el vector de AAV comprende regiones de repeticiones terminales invertidas (ITR) de AAV y un promotor de la transcripción conectado operablemente a un polinucleótido diana, y donde la expresión del gen rep es limitante para el empaquetamiento en esas células; y
- (b)
- un plásmido de empaquetamiento de AAV que permite la expresión del producto del gen rep, donde en el plásmido el gen rep está conectado operablemente a un promotor heterólogo y el plásmido de empaquetamiento carece de homología de solapamiento con las secuencias de AAV del vector de la célula definido en (a) de manera que el plásmido de empaquetamiento y el vector integrado no se pueden recombinar para dar un genoma de AAV completo.
10. Una célula según la reivindicación 11 ó 12,
donde el promotor heterólogo de (b) es HIV-LTR.
11. Una célula según la reivindicación 9 ó 10,
donde el polinucleótido diana codifica un polipéptido regulador de
la conductancia transmembrana de la fibrosis quística (CFTR).
12. Un procedimiento según una cualquiera de las
reivindicaciones 1 a 3, donde el plásmido es pRS5 (NUM. DE ACCESO DE
LA ATCC: 69483).
13. Un sistema de empaquetamiento según una
cualquiera de las reivindicaciones 4 a 6, un plásmido de
empaquetamiento según la reivindicación 7 u 8 o una célula según una
cualquier de las reivindicaciones 9 a 11, donde el plásmido es pRS5
(NUM. DE ACCESO DE LA ATCC: 69483).
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